Abstrakt

Zakażenia układu moczowego (ZUM) są istotnym zagrożeniem dla kobiet, osób z obniżoną odpornością, wadami anatomicznymi układu moczowego, pacjentów hospitalizowanych i cewnikowanych. Pałeczki z rodzaju Proteus, głównie P. mirabilis, są ważnym czynnikiem etiologicznym infekcji układu moczowego. Powodują często zakażenia chroniczne, nawrotowe, z groźnymi powikłaniami, zwłaszcza w postaci powstawania kamieni moczowych, do czego przyczynia się intensywne wytwarzanie ureazy – enzymu, który powoduje alkalizację moczu, a także inne czynniki chorobotwórczości tych bakterii. Rosnąca antybiotykooporność i zdolność do przeżywania wewnątrz kamieni moczowych utrudnia eradykację pałeczek Proteus spp. z układu moczowego. Dobrym rozwiązaniem problemu infekcji tymi bakteriami mogą być szczepienia ochronne, które zyskały zainteresowanie osób ankietowanych, mimo zaznaczających się także w naszym kraju postaw antyszczepionkowych. Obecnie funkcjonują cztery szczepionki wieloważne, złożone z zabitych komórek różnych uropatogenów, w tym pałeczek Proteus spp. Są przyjmowane dopochwowo lub doustnie, wymagają wielu dawek przypominających. Zmniejszają prawdopodobieństwo reinfekcji u pacjentów chorych na nawracające ZUM, choć mechanizmy odpowiedzi układu odpornościowego nie są dokładnie określone. Obiecujące wyniki przyniosły badania, prowadzone na modelu mysim, nad szczepionkami podjednostkowymi, koniugowanymi, w których z powodzeniem stosowano różne antygeny powierzchniowe P. mirabilis, np. Pta czy OMPs, jedynie flagelina rzęsek nie spełniła wymagań immunogenu szczepionkowego. Najlepsze, jak dotąd, wyniki uzyskano w szczepieniach donosowych, wykorzystujących antygeny fimbrii MR/P z adiuwantem MPL lub toksyną cholery, a także dokonując ekspresji tych antygenów w Lactococcus lactis i w Salmonella Typhimurium. Skutkowało to wzrostem stężenia przeciwciał surowiczych i wydzielniczych oraz ochroną przed zakażeniem układu moczowego tymi pałeczkami.

Zakażenia układu moczowego

Zakażenia układu moczowego (ZUM, UTI – urinary tract infections) są związane z obecnością drobnoustrojów w układzie moczowym powyżej zwieracza pęcherza moczowego [13]. Należą do najczęstszych chorób infekcyjnych, gdyż stanowią około 20% wszystkich infekcji pozaszpitalnych i nawet do 50% infekcji wewnątrzszpitalnych [26]. Prawidłowo, w warunkach fizjologicznych, mocz jest jałowy w górnych odcinkach dróg moczowych, czyli w nerkach i moczowodach, a w dolnych odcinkach powyżej ujścia cewki moczowej. Ujście to jest skolonizowane przez mikroflorę fizjologiczną, w większości przez pałeczki kwasu mlekowego, gronkowce koagulazoujemne, paciorkowce i maczugowce, które chronią układ moczowy przed infekcją uropatogenami [41]. Jest to tzw. odporność kolonizacyjna. Do innych mechanizmów chroniących drogi moczowe przed zakażeniem należą: wydzielina gruczołu krokowego mężczyzn, zawierająca cynk, niskie pH moczu, mechaniczne spłukiwanie bakterii przez strumień moczu, złuszczanie się komórek nabłonka układu moczowego, substancje przeciwbakteryjne błony śluzowej, takie jak przeciwciała wydzielnicze, cytokiny, peptydy, laktoferyna, neutrofile i in. [41], a także kwaśne pH wydzieliny pochwy i fizjologiczna mikroflora pochwy, duże stężenie mocznika i kwasów organicznych w moczu [5].

Z wiekiem mechanizmy odporności ulegają osłabieniu, dlatego w wieku starczym, podobnie jak w wieku niemowlęcym, kiedy układ odpornościowy nie jest jeszcze dostatecznie rozwinięty, podatność na infekcje układu moczowego jest większa. Czynniki sprzyjające rozwojowi ZUM i ważne w profilaktyce tych zakażeń przedstawiono w tabeli 1.

Warto podkreślić, że ZUM występują około dziesięć [13] do trzydziestu [41] razy częściej u kobiet niż u mężczyzn, z wyjątkiem okresu niemowlęcego i starczego. Powodem tego stanu u kobiet jest anatomiczna bliskość ujścia cewki moczowej i odbytu, który jest głównym rezerwuarem patogenów, podobnie jak przedsionek pochwy i okolica podnapletkowa u mężczyzn [26]. Szacuje się, że bakterie bytujące pod napletkiem są przyczyną 30% przypadków ZUM u chłopców, a pacjenci obrzezani chorują dziesięć razy rzadziej [5]. Do pierwszego roku życia częściej chorują chłopcy niż dziewczynki, potem w tej statystyce przeważają kobiety. Szacuje się, że jedna na trzy kobiety do 24 roku życia i około 50% kobiet w ogóle przeżywa chociaż jeden epizod ZUM [53]. Bakteriurię wykrywa się u około 1% mężczyzn między pierwszym a pięćdziesiątym rokiem życia. Później częstość wzrasta do co najmniej 3% w wieku 70 lat [13]. Inni autorzy podają ponad 10% częstość ZUM u mężczyzn sześćdziesięciopięcioletnich i ponad 20% u kobiet w tym wieku [41], 5-10% u starszych mężczyzn i 10-20% u starszych kobiet [38] lub dwa razy większą u kobiet [26]. ZUM są najczęstszymi infekcjami osób starszych. Aż 25-50% mieszkańców domów spokojnej starości stale cierpi na bakteriurię, często asymptomatyczną [38].

Zakażenia układu moczowego mogą mieć przebieg ostry lub przewlekły. U prawie 20% młodych kobiet obserwuje się nawroty ZUM, czyli ponowne pojawienie się objawów ostrych, wywołanych przez ten sam drobnoustrój, do dwóch tygodni po zakończeniu leczenia lub reinfekcje ZUM, czyli pojawienie się objawów po ponad dwóch– trzech tygodniach od zakończenia leczenia [13]. W około 25-35% ZUM występują reinfekcje w ciągu trzech do sześciu miesięcy po pierwszym epizodzie, w 60% powodowane przez ten sam drobnoustrój [44]. Objawami ostrego zapalenia pęcherza (cystitis acuta), czyli infekcji dolnych dróg moczowych, są najczęściej nasilone zaburzenia oddawania moczu (dysuria) – częstomocz, nagłe parcia, pieczenie, ból w okolicy nadłonowej i stany podgorączkowe. Brak ogólnych objawów zapalenia. Do objawów ostrego odmiedniczkowego zapalenia nerek (pyelonephritis acuta), czyli infekcji górnych dróg moczowych, należą: dysuria, jednostronne lub obustronne bóle w okolicy lędźwiowej czasem promieniujące do spojenia łonowego, podwyższona do 38-39 ºC ciepłota ciała z dreszczami, a w stanach ciężkich – bóle brzucha, głowy, mięśni, nudności, wymioty i wzrost temperatury powy- żej 39 ºC. Powikłania ZUM mogą obejmować posocznicę nerkopochodną, utrudnienia w odpływie moczu, kamienie moczowe, niewydolność nerek [13,26].

Szczególnie negatywną rolę w nabywaniu ZUM pełni cewnikowanie dróg moczowych. ZUM związane z cewnikowaniem to najczęstsze infekcje szpitalne (aż 40% zaka- żeń nabytych podczas hospitalizacji), w dużej mierze są to autoinfekcje mikroflorą jelitową [3]. Wśród wewnątrzszpitalnych ZUM aż 90% to zakażenia nabyte przez instrumentację dróg moczowych. Drobnoustroje dostają się do układu moczowego podczas wprowadzania lub usuwania cewnika, przemieszczają się także po jego powierzchni. Każdy dzień z cewnikiem moczowym zwiększa o 3-10% prawdopodobieństwo wystąpienia ZUM, które po miesiącu równe jest 100%. W ponad 90% przypadków są to bakteriurie bezobjawowe, które przeważnie ustępują samoistnie po usunięciu cewnika. U pacjentów cewnikowanych należy zachować szczególne zasady ostrożności, polegające na częstych wymianach cewnika czy zachowaniu zasady grawitacji. Nieskuteczne jest natomiast płukanie pęcherza roztworem antybiotyków lub odkażanie ujścia cewki moczowej [13,26].

Cewniki urologiczne, tak jak poszczególne części układu moczowego, mogą być trwale i skutecznie kolonizowane przez uropatogeny, osiedlające się w postaci biofilmu. Postać biofilmu jest szczególnie korzystna dla drobnoustrojów, które są w ten sposób chronione przed niekorzystnymi czynnikami środowiska i znacznie bardziej oporne na substancje bakteriobójcze czy mechanizmy obronne układu odpornościowego gospodarza. Biofilm intensywnie tworzy się na polimerach, z których są wykonywane cewniki (propylen, polistyren, silikon, polichlorek winylu, lateks silikonowany), a to zmniejsza ich światło i utrudnia przepływ moczu. Mimo wielu badań nie udało się jeszcze opracować materiału, który skutecznie hamowałby adhezję drobnoustrojów i powstawanie biofilmu [42].

Do zakażenia układu moczowego dochodzi przede wszystkim drogą wstępującą (ponad 90% przypadków), jedynie 2-3% to zakażenia drogą krwionośną lub limfatyczną [13,41]. Dowodem bakteryjnego ZUM jest stwierdzenie bakteriomoczu znamiennego (bakteriurii), czyli wykrycie bakterii w liczbie ≥ 105 cfu (colony forming unit) w 1 ml moczu u osób bez objawów ZUM i u kobiet z objawami klinicznymi (przy czym w zakażeniu Escherichia coli wystarczy wykrycie ≥ 102 cfu/ml przy jednoczesnej leukocyturii) lub w liczbie ≥ 103 cfu/ml u mężczyzn z objawami ZUM. Należy podkreślić, że o bakteriomoczu znamiennym świadczy każda liczba bakterii, wyhodowana z próbki moczu pobranej z nadłonowego nakłucia pęcherza moczowego [13].

ZUM wywołują głównie bakterie, rzadko wirusy (Herpes simplex, adenowirusy), grzyby lub inne pasożyty. Wśród grzybów dominują drożdże z rodzaju Candida, które wywołują zakażenia zwłaszcza po antybiotykoterapii, a także Aspergillus i Cryptoccocus. Nieliczne zakażenia przez układ krwionośny i przez układ limfatyczny są wywoływane przez Mycobacterium tuberculosis, Pseudomonas aeruginosa, Proteus spp. i rodzaj Salmonella. Zdarzają się także ZUM spowodowane przez bakterie przenoszone drogą płciową, takie jak Chlamydia trachomatis czy Neisseria gonorrhoeae. Zakażenia bakteriami Gram-dodatnimi nie przekraczają 10% przypadków, natomiast zdecydowana większość wstępujących zakażeń układu moczowego jest spowodowana przez bakterie z rodziny Enterobacteriaceae. U pacjentów hospitalizowanych ZUM wywoływać może Serratia marcescens. Najczęstszym czynnikiem etiologicznym jest E. coli, która jest odpowiedzialna, jak się szacuje, za około 90% przypadków ZUM pozaszpitalnych i około 50% wewnątrzszpitalnych. Wśród innych bakterii uropatogennych są wymieniane: Proteus spp., Klebsiella spp., Enterococcus faecalis, Staphylococcus saprophyticus, Staphylococcus epidermidis, Staphylococcus aureus, P. aeruginosa, Haemophilus influenzae [13,26,41]. U osób starszych z moczu izoluje się też Citrobacter spp., Providencia spp., Morganella morganii i paciorkowce grupy B [38].

Pałeczki Proteus spp. jako uropatogeny

Bakterie z rodzaju Proteus to Gram-ujemne pałeczki z rodziny Enterobacteriaceae, które są istotnym czynnikiem etiologicznym zakażeń układu moczowego. Są klasyfikowane na drugim-czwartym miejscu po E. coli jako czynnik sprawczy zakażeń, zarówno szpitalnych, jak i pozaszpitalnych. Powodują około 5,5% ZUM u pacjentów niehospitalizowanych, z 90% udziałem E. coli. Były np. przyczyną 5,4% nieskomplikowanych UTI u Hiszpanek z 81,8% udzia- łem E. coli i 7,9% Klebsiella pneumoniae [12], stanowiły też 6,9% izolatów z UTI w Grecji, z 68,9% udziałem E. coli i 6,4% K. pneumoniae [34]. Szacuje się, że Proteus spp. odpowiada aż za 22% przypadków zakażeń wewnątrzszpitalnych (z 50% udziałem E. coli) [13]. Na przykład w Indiach P. mirabilis izolowany był aż z 25% szpitalnych ZUM, głównie od młodych kobiet w ciąży, przy czym obserwowano umiejscowioną plazmidowo wielolekooporność szczepów [25]. Najnowsze doniesienia wskazują na nieco mniejszy udział Proteus spp. w infekcjach układu moczowego, gdyż wśród pacjentów hospitalizowanych w Iranie bakterie te spowodowały niecałe 11% ZUM i były na trzecim miejscu po E. coli (prawie 52%) i K. pneumoniae (ponad 16%) [55], natomiast wśród hospitalizowanych dzieci w wieku 0-6 lat w Turcji były czwartą po E. coli, Klebsiella spp. i Enterobacter spp. przyczyną ZUM, powodując ponad 5% infekcji wśród małych pacjentów i wykazując najwyższy stopień oporności na nitrofurantoinę – lek często stosowany w zaka- żeniach układu moczowego [9]. Pałeczki z rodzaju Proteus są izolowane od 30% zakażonych chłopców w wieku starszym niż pół roku, gdyż kolonizują okolicę podnapletkową [26]. Pałeczki te są również wymieniane wśród bakterii, powodujących sporadyczne przypadki zakażenia drogą krwiopochodną [41]. Są głównym czynnikiem sprawczym zapalenia nerek, stercza i kamicy moczowej, odpowiadają aż za 44% ZUM związanych z cewnikowaniem (CAUTI – catheter associated urinary tract infection) w Stanach Zjednoczonych [3]. Są uważane za drugą po E. coli przyczynę bakteriurii związanych z cewnikowaniem i najczęstszą przyczynę skomplikowanych ZUM [42].

Bakterie z rodzaju Proteus są uważane za patogeny oportunistyczne, jednak wykształciły wiele mechanizmów umożliwiających im wywoływanie infekcji (w tym przede wszystkim wewnątrzszpitalnych) i patogenezę, zwłaszcza ran i dróg moczowych. Czynniki wirulencji tych bakterii i ich rolę w kolonizacji i patogenezie układu moczowego przedstawiono w tabeli 2.

Izolaty związane z CAUTI mogą mieć znacznie szerszy zakres i wykazywać silniejszą ekspresję czynników chorobotwórczości w porównaniu z izolatami z kału osób zdrowych [18]. Jelita są naturalnym rezerwuarem pałeczek Proteus spp., które występują w kale u kilku procent ludzi, nie wywołując symptomów choroby. Najbardziej chorobotwórczym i rozpowszechnionym wśród pacjentów gatunkiem jest P. mirabilis, który odpowiada za ponad 3% ZUM pozaszpitalnych i prawie 13% wewnątrzszpitalnych, ale pozostałe gatunki (P. vulgaris, P. penneri, P. hauseri i trzy nienazwane gatunki genomowe, oznaczone numerami 4, 5 i 6 [40]) także mają udział w patogenezie dróg moczowych, powodując prawie 2,5% ZUM pozaszpitalnych i ponad 9% wewnątrzszpitalnych [13].

Proteus spp. jest istotnym i groźnym uropatogenem z kilku powodów. Przede wszystkim intensywnie wytwarza ureazę – metaloenzym zawierający atomy niklu, katalizujący reakcję rozkładu mocznika do amoniaku i karbaminianu, który spontanicznie rozpada się do dwutlenku węgla i drugiej cząsteczki amoniaku. Ekspresja genów ure kodujących ureazę jest indukowana u P. mirabilis obecnością mocznika za pomocą regulatora UreR i prawdopodobnie regulowana przez pH środowiska. Enzym związany z komórką – w cytoplazmie lub osłonach komórkowych – jest efektywnym czynnikiem chorobotwórczości, odgrywającym istotną rolę w kolonizacji układu moczowego, co wykazano w porównaniu z mutantem ureazoujemnym. Ureaza nie tylko dostarcza komórkom bakteryjnym źró- dła azotu w postaci jonów amonowych, ale także w sposób drastyczny zmienia właściwości moczu. Powstają szkodliwe dla komórek gospodarza amoniak i wodorotlenek amonu, podnosząc pH moczu, które w warunkach fizjologicznych jest lekko kwaśne. Może to być groźne dla zdrowia człowieka. W pH kwaśnym sole, obecne w moczu, występują w postaci zjonizowanej, czyli rozpuszczalnej. Gdy środowisko moczu pod wpływem działania ureazy i powstających jonów amonowych alkalizuje się, rozpuszczone dotychczas sole zmieniają się w postać niezdysocjowaną, krystalizują i wytrącają z moczu w postaci początkowo małych, a stopniowo coraz większych kryształów, przekształcających się w kamienie moczowe, powstające głównie ze struwitu (MgNH4 PO4 x 6H2 O) oraz węglanu apatytu [Ca10(PO4 ) 6 CO3 ] [7]. Należy podkreślić, że tzw. infekcyjne kamienie moczowe, czyli wywołane przez długotrwałe zakażenia bakteriami ureazododatnimi (oprócz Proteus spp. np. Klebsiella spp., Pseudomonas spp., Staphylococcus spp., Corynebacterium spp., Ureaplasma ureolyticum), aż w 70% przypadków są spowodowane właśnie przez bakterie z rodzaju Proteus, które przeżywają wewnątrz kamieni, intensyfikując ich powiększanie się. Kamienie mogą powstawać w pęcherzu i nerkach, rzadziej w moczowodach. Leczenie kamicy moczowej wiąże się z chirurgicznym usunięciem kamieni lub ich endoskopowym rozkruszeniem oraz antybiotykoterapią, stosowaną także po zabiegu w celu zniszczenia drobnoustrojów, które wydostały się z wnętrza kamieni. Kamica jest ciężką chorobą, która ma charakter nawrotowy, a nieleczona może doprowadzić do utraty nerek, a nawet do śmierci [56]. Tworzenie kamieni jest związane z rodzajem glikokaliksu obecnego na powierzchni bakterii i często zachodzi w biofilmie powstającym w układzie moczowym, gdyż ujemnie naładowane polisacharydy macierzy biofilmu przyciągają wytrącające się kationy, tworząc zalążek krystalizacji. Jest to ważne, zwłaszcza w biofilmie powstającym na powierzchni cewników urologicznych, gdyż może spowodować ich zaczopowanie [21]. P. mirabilis jest jednym z częstszych składników biofilmów cewnikowych, zwłaszcza mieszanych, które stanowią ponad 70%, wykazuje przy tym wyraźną lekooporność i jest najczęstszym mikroorganizmem izolowanym z ZUM związanych z cewnikowaniem [3,37]. Oprócz glikokaliksu także cukrowa część O-swoista lipopolisacharydu pałeczek Proteus spp. wpływa na powstawanie kamieni moczowych. W zależności od ich budowy chemicznej polisacharydy O-swoiste mogą wzmagać lub hamować proces powstawania kamieni moczowych, przy czym obecność ujemnie naładowanych reszt sprzyja ich tworzeniu [56]. Obecnie schemat klasyfikacji serologicznej bakterii z rodzaju Proteus obejmuje 80 serogrup O [51]. Antygeny O szczepów należących do tych serogrup charakteryzują się zróżnicowaną strukturą, ale większość z nich cechuje się kwasowo- ścią (ładunkiem ujemnym), związaną z obecnością reszt kwasów uronowych, innych kwasów organicznych i fosforanu [27]. Cztery ostatnie serogrupy (O77, O78, O79 i O80) wyodrębniono na podstawie badań szczepów izolowanych w Polsce od pacjentów z regionu łódzkiego [2,14,15,51].

Inną charakterystyczną cechą bakterii z rodzaju Proteus, mającą niebagatelne znaczenie w kolonizacji przez nie układu moczowego, jest ich zdolność do wzrostu rozpełzłego na podłożu stałym. Zdolność, obserwowana także u innych bakterii Gram-ujemnych i Gram-dodatnich, w rodzaju Proteus jest szczególnie wyraźna. Bakterie te w ciągu doby mogą pokonać na podłożu agarowym odległość nawet powyżej 80 mm [28]. Pełzanie jest charakterystyczne dla komórek długich, tzw. swarmer cells, powstających z krótkich, pływających pałeczek, tzw. swimmer cells. Oprócz znacznie wydłużonych rozmiarów (nawet pięćdziesięciokrotnie) i powielonych nukleoidów, komórki pełzające mają zwielokrotnioną liczbę rzęsek umożliwiających ruch, natomiast zredukowaną liczbę fimbrii odpowiedzialnych za przyleganie do powierzchni, gdyż ich główną funkcją jest prawdopodobnie szybkie rozprzestrzenianie się, np. po powierzchni nabłonka układu moczowego lub cewnika urologicznego. Komórki długie cechują też silniejsze właściwości inwazyjne oraz zwiększone wydzielanie hemolizyny HpmA, ureazy i metaloproteazy ZapA degradującej przeciwciała IgA. Powstawać i pełzać mogą w odpowiedzi na sygnał biochemiczny, np. aminokwasy i ich pochodne powstałe w czasie hydrolizy przeciwciał wytworzonych przez organizm w celu zwalczenia infekcji [3,45]. Wykazano, że P. mirabilis jest zdolny do migracji po różnych typach cewników ze średnią prędkością 1 cm na 8-13,5 godz., w zależności od typu powierzchni cewnika. Wolniejszy ruch zaobserwowano po hydrofobowej powierzchni cewników silikonowych, znacząco szybszy po cewnikach pokrytych hydrofilowym żelem lub nawet srebrem. Okazało się więc, że związki srebra nie hamowały wzrostu rozpełzłego [54].

Podejmuje się badania nad składem cewników i substancji powlekających cewniki, zastosowaniem bakteriofagów, a także nad substancjami zaburzają- cych komunikację bakteryjną quorum sensing, co ma na celu hamowanie tworzenia biofilmu bakteryjnego na powierzchni cewników i jednocześnie nie powoduje selekcji szczepów opornych, w odróżnieniu od antybiotykoterapii. Badania są obiecujące, jednak nie zakoń- czyły się, jak dotąd, sukcesem [21,42].

Chroniczne infekcje spowodowane przez Proteus spp., zwłaszcza przez P. mirabilis, są częste, gdyż eradykacja drobnoustrojów może być utrudniona z powodu ich przeżywania wewnątrz kamieni moczowych oraz długotrwałego stosowania cewników. Pałeczki te są stosunkowo wrażliwe na działanie antybiotyków powszechnie stosowanych w leczeniu ZUM, jednak są naturalnie oporne na tetracyklinę i nitrofurantoinę, rośnie ich oporność na ampicylinę i trimetoprim, mogą być również rezerwuarem kodowanych plazmidowo β-laktamaz [11,38] i innych genów lekooporności, o czym wspomniano wyżej. Istotnym zagrożeniem staje się wielolekooporność szczepów P. mirabilis powodujących infekcje układu moczowego [10].

Wykazano, że izolaty kliniczne z różnych źródeł i izolaty pozakliniczne P. mirabilis mogą wykazywać podobne czynniki chorobotwórczości i porównywalną zdolność do infekcji układu moczowego u myszy [52]. Przebycie zakażenia układu moczowego spowodowanego przez P. mirabilis nie chroni przed powtórnym zakażeniem szczepem homologicznym, o czym świadczą nawracające infekcje tym patogenem u ludzi i co potwierdzono także doświadczalnie na myszach [23].

Preparaty szczepionkowe

Dobrym rozwiązaniem narastającego problemu trudnych w leczeniu, powikłanych i nawracających zakażeń układu moczowego mogą być szczepienia profilaktyczne. Szczepienia jako sposób zapobiegania infekcjom powodowanym przez bakterie z rodzaju Proteus, zwłaszcza przez P. mirabilis, byłyby istotne zwłaszcza wobec coraz mniejszej skuteczności dostępnych antybiotyków [20]. Precyzując grupę potencjalnych adresatów takiej szczepionki, należałoby wśród nich przede wszystkim wskazać [30]:

• osoby z anatomicznymi lub funkcjonalnymi anomaliami w obrębie układu moczowego,

• osoby długotrwale cewnikowane,

• kobiety z prawidłowo funkcjonującym układem moczowym, ale doświadczające nawracających ZUM o etiologii E. coli.

Szczepienia, oprócz higieny, są uważane za najskuteczniejszą metodę profilaktyki zakażeń. Zawarte w szczepionkach antygeny immunogenne mają wzbudzać odpowiedź humoralną i/lub komórkową w organizmie szczepionej osoby. Szczepionki mogą zawierać całe atenuowane komórki drobnoustrojów, żywe lub martwe. Są skuteczne, gdyż zawierają wiele antygenów, ale ich skład nie jest dobrze określony. Natomiast tzw. szczepionki podjednostkowe, tworzone z oczyszczonych antygenów przez koniugację z nośnikiem, mają dobrze zdefiniowany skład i dużą swoistość, ale nie są tak efektywne, wymagają zastosowania adiuwantów i często wielu dawek przypominających [22]. Pamięć immunologiczna, jako wynik szczepienia, umożliwiać ma szybką odpowiedź układu odpornościowego na zakażenie, co jest podstawowe w wakcynacji [8].

Należy pamiętać, że mikroorganizmy z rodzaju Proteus przez zdolność do tworzenia kamieni moczowych zmieniają nieskomplikowane ZUM w powikłane, czę- sto bardzo poważne i chroniczne. Zagraża to zwłaszcza kobietom i nie musi być związane z wadami anatomicznymi lub fizjologicznymi układu moczowego. Zakażenia są trudne do zwalczenia, gdyż bakterie przeżywają wewnątrz kamieni, które są trwałym rezerwuarem patogenów. Dlatego szczepionki byłyby dobrą alternatywą terapii antybiotykowej, która obecnie jest najszerzej stosowanym sposobem eliminacji ZUM [31]. Terapia ta jednak często nie daje oczekiwanych rezultatów, a jej działaniem niepożądanym jest narastająca antybiotykooporność wśród pałeczek Proteus spp., w tym powstawanie szczepów wielolekoopornych. Jest także bardziej kosztowna, a przy tym mniej korzystna dla pacjenta, ponieważ ma zwalczać infekcję, do której już doszło i która poczyniła mniejsze lub większe szkody w organizmie chorego. Szczepienia natomiast mają zapobiec infekcji, chroniąc przed jej potencjalnymi skutkami.

Ze względu na to, że bakterie z rodzaju Proteus występują w jelicie tylko u kilku procent ludzi, można uznać, że szczepienia ewentualnie eliminujące ten drobnoustrój z kału miałyby niewielki wpływ na fizjologiczną mikroflorę jelitową osób szczepionych. Ponadto mikroorganizmy te wytwarzają wiele konserwatywnych antygenów powierzchniowych, w mniejszym lub większym stopniu wspólnych dla różnych szczepów, które mogą być składową szczepionek i celem mechanizmów odporności poszczepiennej [30,31]. Można wśród nich wymienić np. składniki fimbrii, rzęsek, białek błony zewnętrznej czy lipopolisacharydu (LPS). Niestety LPS, czyli endotoksyna obecna na komórkach uropatogenów Gram-ujemnych (w tym Proteus spp.) zagraża jako czynnik prozapalny [20]. Dlatego przy konstruowaniu szczepionki należy wziąć pod uwagę przede wszystkim jej skuteczność i bezpieczeństwo, koszty, a także drogę podania szczepionki. Szczepionka chroniąca przed ZUM powinna wywoływać przede wszystkim powstanie na błonach śluzowych w układzie moczowym i pochwie przeciwciał wydzielniczych, chroniących przed kolonizacją układu moczowego przez uropatogeny, dlatego właściwą drogą podania takiej szczepionki wydaje się powierzchnia błon śluzowych. Ważne jest także to, że szczepionka, podawana w prosty i wygodny dla pacjenta sposób, łatwiej zdobędzie szeroką akceptację wśród potencjalnych odbiorców [20], szczególnie w dobie narastających ruchów antyszczepionkowych, intensyfikujących się także w Polsce [35]. Szczepienia ochronne okazały się bardzo skuteczne w całkowitej eradykacji wirusa ospy prawdziwej na świecie i poważnie ograniczyły występowanie innych groźnych chorób zakaźnych, np. poliomyelitis, krztu- śca, odry, błonicy czy różyczki. Mimo to właściwie od początków wakcynacji, z większą czy mniejszą intensywnością, aktywizują się postawy przeciwne szczepieniom. Nie mają uzasadnienia naukowego, a wynikają głównie ze strachu spowodowanego niewiedzą, często niestety podsycanego przez media, w tym Internet. Na szczęście w Polsce podstawowym źródłem wiedzy o szczepieniach profilaktycznych wciąż jest lekarz (dla 97% ankietowanych), pielęgniarka i farmaceuta, dopiero na czwartym miejscu jest Internet; około 95% Polaków poddaje się szczepieniom [35].

W celu sprawdzenia czy ewentualna szczepionka chroniąca przed ZUM, wywoływanym przez bakterie z rodzaju Proteus, znalazłaby odbiorców i cieszyła się zainteresowaniem wśród potencjalnych adresatów, wiosną 2015 r. przeprowadzono ankietę internetową, w któ- rej wzięło udział 82 respondentów, głównie młodych, w wieku 18-25 lat (58,5%) i 25-40 lat (24,4%), 2 osoby w wieku 12-17 lat, 8 w wieku 41-60 lat i 4 w wieku powy- żej 60 lat, w tym 71 kobiet (86,6%) i 11 mężczyzn (13,4%). 25 osób deklarowało, że posiada dzieci, 31 osób przyznało, że problem ZUM dotknął je osobiście, w tym tylko 2 mężczyzn i aż 29 (40,9%) kobiet, co potwierdza przytoczone wyżej dane [13,41,53]. Aż 71 respondentów (86,6%) wiedziało, że główną przyczyną ZUM są bakterie. Tylko 7 ankietowanych (8,5%) zaznaczyło, że temat szczepień jest im obcy i absolutnie ich nie interesuje, 52 ankietowanych (63,4%) zadeklarowało, że temat ten jest im dość znany i 23 ankietowanych (28,1%) określiło, że temat jest im bliski i interesujący. Tylko 4 osoby (4,9%) przyznały, że są przeciwnikami szczepień, natomiast 31 osób odpowiedziało, że mają mieszane uczucia, boją się szczepień, ale nie uważają, że należy z nich całkowicie zrezygnować. Większość, czyli 47 ankietowanych (57,3%) uznało, że należy się szczepić i poszukiwać nowych szczepionek. Czytając krótkie wyjaśnienia dotyczące zagrożeń zwią- zanych z ZUM i bakterii, które je powodują, aż 54 osoby ankietowane (65,9%), w tym wszystkie powyżej 60 roku życia, zadeklarowały, że zaszczepiłyby siebie i swoje dziecko wiedząc, że szczepionka jest bezpłatna, przyjmowana doustnie lub donosowo i obarczona niskim ryzykiem. 20 osób nie miało zdania na ten temat, a 8 osób (9,8%; tylko kobiety) nie zdecydowałoby się na takie szczepienia. Należy jednak zauważyć, że w grupie osób posiadających dzieci odsetek chętnych był niższy i wynosił 56%, natomiast odsetek osób przeciwnych wzrósł do 24%. Respondenci zdrowi i ci, którzy chorowali na ZUM, znajdowali się zarówno wśród zwolenników, jak i przeciwników szczepień. Wyniki przeprowadzonej ankiety internetowej wskazują na obawy i niechęć, jakie wzbudza temat szczepień wśród pewnej części społeczeństwa, jednak pokazują także, że bezpieczna, skuteczna i tania szczepionka zapobiegająca ZUM Proteus spp. budzi zainteresowanie i zyskałaby odbiorców.

Prace nad szczepionką, chroniącą przed zakażeniem układu moczowego bakteriami z rodzaju Proteus, prowadzono już w latach sześćdziesiątych i siedemdziesiątych XX w., rozważając podanie doustne i iniekcje [24].

Moayeri i wsp. [36] analizowali możliwość wykorzystania białek błony zewnętrznej (outer membrane proteins – OMPs) i LPS wybranego szczepu P. mirabilis jako potencjalnych składników szczepionek, chronią- cych przed infekcją układu moczowego spowodowaną przez te drobnoustroje. Szczepionkę zawierającą jeden lub drugi składnik wraz z kompletnym adiuwantem Freunda podawano domięśniowo myszom. Szczepionka OMPs zniwelowała śmiertelność i chroniła myszy przed infekcją nerek szczepem homologicznym i czterema innymi heterologicznymi szczepami tego samego gatunku, natomiast szczepionka LPS nie działała protekcyjnie, choć poziom swoistych przeciwciał surowiczych IgG był w obu wypadkach podobny. Nielubowicz i wsp. [39] zidentyfikowali aż 37 białkowych antygenów błony zewnętrznej P. mirabilis, które były rozpoznawane przez swoiste przeciwciała, obecne w surowicach myszy zaka- żonych tymi bakteriami przezcewkowo. 23 antygeny to białka błony zewnętrznej (poryny, lipoproteiny, toksyny i inne), pozostałe antygeny to białka nieeksponowane na powierzchni błony zewnętrznej, w tym enzymy. Dwa białka błony (PMI0842 i PMI2596), związane z pozyskaniem żelaza i mające znaczenie w chorobotwórczości P. mirabilis w układzie moczowym, wytypowano jako potencjalne antygeny do wykorzystania w konstruowaniu szczepionek. Rekombinowane białko błony zewnętrznej OmpA, którego ekspresji dokonano w grzybie Pichia pastoris, wraz z roślinnym adiuwantem polisacharydowym z pyłku sosny Pinus massoniana – TPPPS, zostało niedawno z powodzeniem użyte jako składnik szczepionki podawanej podskórnie kurczakom, dającej 80% skuteczności przeciwko infekcji szczepem homologicznym, podanym z pokarmem [60].

Alamuri i wsp. [1] zaproponowali inny antygen powierzchniowy P. mirabilis jako składnik immunogenny preparatu szczepionkowego, chroniącego przed infekcją układu moczowego tymi pałeczkami. Wykorzystali toksyczną aglutyninę (Pta – proteus toxic agglutinin) – autotransporter związany z błoną zewnętrzną P. mirabilis, będący alkaliczną proteazą. Adiuwant (toksynę cholery) związano kowalencyjnie z rekombinowaną, atenuowaną Pta oraz niezależnie z domeną α tego białka. Szczepionki podawano myszom donosowo w trzech dawkach, wzbudzając wytwarzanie surowiczych IgG oraz IgA w moczu na poziomie znacząco wyższym niż w grupie kontrolnej, co było skorelowane z działaniem ochronnym przed zakażeniem układu moczowego szczepem homologicznym. Autorzy wykryli również gen pta kodujący toksyczną aglutyninę w 24 zbadanych szczepach P. mirabilis, izolowanych z cewników urologicznych, z przypadków zapalenia nerek i z kału. Ekspresja tego genu nie zachodziła jednak w izolatach z kału, co kieruje zakres działania potencjalnej szczepionki na szczepy uropatogenne P. mirabilis.

Wang i wsp. [58] zaproponowali wykorzystanie mutanta hfq P. mirabilis jako atenuowanego składnika szczepionki chroniącej przed ZUM. Wykazali, że brak małego białka Hfq, będącego potranskrypcyjnym regulatorem wiążą- cym małe RNA (sRNA), mRNA i ułatwiającym interakcje między cząsteczkami RNA, ogranicza wiele czynników chorobotwórczości tych pałeczek (np. ruchliwość, tworzenie biofilmu, adherencję, inwazyjność, ekspresję hemolizyn, barierę przepuszczalności błony zewnętrznej), a mutant hfq ma ograniczoną zdolność do kolonizacji układu moczowego myszy.

Najwięcej prac poświęcono antygenom fimbriowym i wydają się najbardziej obiecującym celem badań mają- cych na celu uzyskanie skutecznej szczepionki, chroniącej przed zakażeniem układu moczowego o etiologii Proteus spp. W ZUM spowodowanym przez P. mirabilis odgrywają rolę zwłaszcza fimbrie: MR/P, PMF i NAF (wcześniej znane jako UCA) i to one stały się obiektem badań.

Na początku lat dziewięćdziesiątych ub.w. Bahrani i wsp. [4] wykazali, że eksperymentalne zakażenie układu moczowego myszy szczepem P. mirabilis wzbudza w surowicy zwierząt powstawanie swoistych przeciwciał, skierowanych przeciwko fimbriom MR/P, a także przeciwko LPS użytego szczepu. Wykrywano również przeciwciała antyrzęskowe, mające zdolność immobilizacji komórek szczepu zakażającego. Johnson i wsp. [23] potwierdzili wyniki badań poprzedników. W surowicach zakażonych przezcewkowo myszy wykrywano przeciwciała klasy IgM i IgG, skierowane przeciwko antygenom fimbrii PMF i MR/P oraz rzęsek, a także przeciwko innym, niezidentyfikowanym antygenom powierzchniowym zakażają- cego szczepu P. mirabilis. Niestety nawet ich duże ilości nie chroniły zwierząt przed reinfekcją. Jedynie obecność przeciwciał surowiczych klasy IgA korelowała z protekcją przed powtórnym zakażeniem, jednak tylko u niewielkiego odsetka myszy przeciwciała te powstały.

W innych pracach skoncentrowano się na otrzymywaniu oczyszczonych preparatów białek fimbrii i poszukiwaniu odpowiedniego sposobu podania szczepionki, co umożliwiłoby uzyskanie protekcyjnej odpowiedzi immunologicznej organizmu, chroniącej przed wywołanym następnie zakażeniem układu moczowego. Rekombinowane białka strukturalne fimbrii: MrpA, UcaA i PmfA, uzyskane przez Pellegrino i wsp. [43] z uropatogennego szczepu klinicznego P. mirabilis, były niezależ- nie podawane podskórnie myszom, w pięciu dawkach, w postaci szczepionki z kompletnym, a następnie niekompletnym adiuwantem Freunda. Wszystkie typy szczepionek wzbudziły wytwarzanie przeciwciał surowiczych klasy IgG oraz klasy IgG i IgA w moczu. Szczepionka MrpA wykazywała działanie ochronne przed infekcją układu moczowego, którą wywołano eksperymentalnie podając szczep homologiczny przezcewkowo lub hematogennie, natomiast szczepionka UcaA chroniła tylko przed zakażeniem hematogennym. Badacze z tego samego ośrodka [48] wykorzystali wspomniane białka strukturalne fimbrii MrpA, UcaA i PmfA jako szczepionki (bez adiuwantu), zmieniając jednak drogę podania – na błony śluzowe nosa lub układu moczowego. Tak jak poprzednio preparaty podawane były w pięciu dawkach. Ponownie dla preparatów MrpA i UcaA osiągnięto obiecujące rezultaty, zwłaszcza stosując donosową aplikację szczepionki. Stwierdzono znaczący wzrost stężenia przeciwciał klasy IgG i/ lub IgA w surowicy i/lub w moczu, któremu towarzyszyła protekcja przed zakażeniem wstępującym układu moczowego szczepem homologicznym. Stwierdzono również, że dodatek adiuwantu w postaci toksyny cholery do szczepionki MrpA, choć nie wpływa znacząco na protekcję przed zakażeniem, wzmaga odpowiedź humoralną i komórkową układu odpornościowego szczepionych myszy [47]. Osiągnięciem wspomnianych wyżej autorów było także uzyskanie szczepionki rekombinowanej, zawierającej probiotyczne bakterie kwasu mlekowego (LAB – lactic acid bacteria) Lactococcus lactis, w których uzyskano ekspresję wykorzystywanego wcześniej z powodzeniem białka fimbriowego MrpA P. mirabilis w postaci związanej ze ścianą komórkową lub wydzielanej poza komórkę [46]. Podobnie jak poprzednio zastosowano pięciokrotne donosowe szczepienie myszy laboratoryjnych. Obydwa sposoby ekspresji antygenu szczepionkowego przez komórki nośnika okazały się skuteczne. Szczepionka, w której antygen MrpA wydzielany był przez komórki LAB, wzbudzała silne wytwarzanie surowiczych IgG oraz in vitro interferonu γ (IFN-γ) przez limfocyty (splenocyty) wyizolowane ze szczepionych myszy, natomiast szczepionka z antygenem związanym powodowała znaczący wzrost stężenia surowiczych IgA, nie obserwowano natomiast znaczą- cego wzrostu stężenia przeciwciał w moczu. Co ważne, po wywołaniu eksperymentalnego ZUM u zwierząt doświadczalnych obserwowano znacząco niższy stopień kolonizacji nerek i niższy stopień kolonizacji pęcherza moczowego w porównaniu z grupą kontrolną. Wyniki przeprowadzonych badań wyraźnie wskazały, że białko fimbriowe MrpA jest dobrym kandydatem na antygen szczepionki, mającej chronić przed ZUM o etiologii P. mirabilis, a najlepszą drogą podania są błony śluzowe, np. otworów nosowych. L. lactis okazał się skutecznym nośnikiem antygenu, co potwierdza dotychczasowe doniesienia o użyteczności LAB jako wektora antygenów w konstrukcji szczepionek i immunoprofilaktyce [59]. Scavone i wsp. [49] użyli jeszcze innego nośnika – wykorzystali atenuowany szczep Salmonella Typhimurium, w którym dokonano ekspresji rekombinowanego białka MrpA P. mirabilis z nietoksycznym, immunogennym fragmentem toksyny tężcowej. W wyniku dwukrotnego szczepienia donosowego uzyskano znaczący wzrost stę- żenia surowiczych IgG i IgA przeciwko MrpA P. mirabilis i LPS S. Typhimurium u immunizowanych myszy oraz ochronę przed infekcją szczepem homologicznym P. mirabilis – obserwowano znacząco niższy stopień kolonizacji nie tylko w nerkach, ale i w pęcherzu, czego nie odnotowano po zastosowaniu jako nośnika L. lactis.

Skuteczność szczepień białkiem MrpA porównano z zastosowaniem innego antygenu powierzchniowego – białka rzęsek flageliny. Scavone i wsp. [50] podali myszom donosowo w pięciu dawkach, jak poprzednio, białko MrpA, oczyszczoną flagellinę P. mirabilis lub oba preparaty jednocześnie. Okazało się, że szczepienie flageliną nie tylko nie wzmagało wytwarzania swoistych przeciwciał w surowicy lub moczu zwierząt, ale wręcz neutralizowało wpływ protekcyjny preparatu MrpA na infekcję przezcewkową szczepem P. mirabilis. Podobnie negatywne wyniki uzyskali Umpierrez i wsp. [57], któ- rzy stwierdzili, że flagelina wzbudzała wydzielanie chemokin prozapalnych in vitro przez komórki pęcherza linii T24. Podanie flageliny przezcewkowo do pęcherza myszy wzbudzało reakcję zapalną i nacieki leukocytów w nabłonku pęcherza, jednak nie chroniło zwierząt doświadczalnych przed rozwojem wywołanego eksperymentalnie ZUM, a nawet wzmagało kolonizację nerek przez P. mirabilis, w porównaniu z grupą kontrolną myszy, którym nie podawano flageliny.

Li i wsp. [30] porównali skuteczność szczepienia antygenami fimbrii MR/P i całymi komórkami. Zastosowali jako składnik szczepionki całe komórki P. mirabilis zabite formaliną, które podawano myszom laboratoryjnym w trzech dawkach podskórnie (z adiuwantem Freunda) lub na błony śluzowe nosa, układu pokarmowego lub moczowego. Podanie podskórne i donosowe chroniło przed kolonizacją pęcherza i nerek w wywo- łanym następnie eksperymentalnym ZUM szczepem homologicznym, obserwowano duże stężenie przeciwciał surowiczych IgG. U myszy szczepionych donosowo odnotowano duże stężenie surowiczych IgA oraz obu typów przeciwciał w moczu, pęcherzu, pochwie i żółci. Identyczne szczepienia fimbriami MR/P także działały protekcyjnie na zakażane myszy, wzbudzając wytwarzanie swoistych przeciwciał surowiczych IgG, gdy zastosowano drogę donosową i przezcewkową, immunizacja donosowa wzbudzała też wytwarzanie surowiczych IgA i obu typów przeciwciał w żółci. Najlepsze rezultaty autorzy [29,30] uzyskali dla adhezyny MrpH fimbrii MR/P i N-końcowej domeny tej adhezyny wiążą- cej receptor, przyłączonych do odpowiednich nośników (białko wiążące maltozę, toksyna cholery). Jako składniki szczepionki donosowej wzbudzały wytwarzanie IgG i IgA w surowicy, układzie moczowym i pochwie, skutecznie chroniąc myszy przed ZUM szczepem homologicznym. Co więcej, badacze ci udowodnili, że MrpH jest białkiem konserwatywnym, wspólnym dla różnych szczepów P. mirabilis, dzięki czemu potencjalna szczepionka może mieć odpowiednio szeroki zakres działania.

Habibi i wsp. [17] otrzymali preparat szczepionkowy o jeszcze szerszym zakresie działania, skierowany przeciwko dwóm groźnym gatunkom bakterii uropatogennych. Uzyskano koniugat białkowego antygenu fimbriowego MrpH P. mirabilis z również białkowym antygenem FimH fimbrii typu 1 uropatogennej E. coli (UPEC) i dodano adiuwant MPL – monofosforylolipid A (nietoksyczna, immunoaktywna pochodna LPS Salmonella minnesota). Preparat, podawany w trzech dawkach donosowo [17] lub podskórnie [16] był skuteczniejszy niż antygeny składowe osobno lub koniugat obu białek bez adiuwantu. Szczepionka wzbudzała odpowiedź immunologiczną myszy w postaci wytwarzania przeciwciał IgG i IgA, które w znacząco większych ilościach niż w grupie kontrolnej wykrywano w surowicy, moczu, popłuczynach nosa i pochwy zwierząt immunizowanych. Surowicze IgG utrzymywały się na wysokim poziomie przez 6 miesięcy po wakcynacji. Szczepienie donosowe skutkowało jednak znacząco wyższym stężeniem wydzielniczych przeciwciał IgA. Preparat wzbudzał też proliferację splenocytów wyizolowanych od myszy szczepionych i in vitro wytwarzanie przez nie cytokin: IFN-γ i IL-4, -17, -12 i -2, przy czym splenocyty myszy szczepionych podskórnie wytwarzały znacząco więcej IL-2. Immunizowane zwierzęta wykazywały znacznie mniejszą podatność na kolonizację układu moczowego przez P. mirabilis lub UPEC niż grupa kontrolna. Zaproponowany preparat szczepionkowy, podany donosowo lub podskórnie, wywoływał zatem odpowiedź komórkową i humoralną, zarówno na błonach śluzowych, jak i długotrwałą systemową. Te wszystkie typy reakcji układu odpornościowego wydają się mieć znaczenie w zwalczaniu zakażeń układu moczowego o charakterze nawracającym [16,17].

Dostępne na rynku standaryzowane szczepionki, mające zapobiegać zakażeniom układu moczowego, zawierają zabite komórki różnych uropatogenów, w tym bakterii z rodzaju Proteus [6,8,20]. Jedną z najstarszych (lata osiemdziesiąte ub.w.) jest Urovac® (SolcoBasel, Szwajcaria i Protein Express, USA), która składa się z dziesięciu zabitych ciepłem szczepów, wyizolowanych od kobiet cierpiących na ostre ZUM, w tym sześciu szczepów E. coli i pojedynczych szczepów P. mirabilis, Morganella morganii, K. pneumoniae i E. faecalis (109 komórek na dawkę). Początkowo szczepionka podawana była domięśniowo, ale działania niepożądane, prawdopodobnie wywołane przez obecną na komórkach endotoksynę, spowodowały, że zmieniono drogę podania na dopochwową, co ograniczyło (choć nie wyeliminowało) wcześniejsze działania niepo- żądane, a immunogenność szczepionki potwierdzono na myszach i małpach [6,20]. Szczepionka, podawana w trzech cotygodniowych dawkach wstępnych i trzech comiesięcznych dawkach przypominających, zmniejszała podatność na ZUM u pacjentek z nawracającymi infekcjami układu moczowego, nie wykryto jednak znaczącego wzrostu miana przeciwciał IgG i IgA w moczu i pochwie w stosunku do grupy placebo [19]. Inne, zaproponowane w latach dziewięćdziesiątych ub.w., preparaty szczepionkowe to Urvakol® (Instytut Mikrobiologii, Ołomuniec, Czechy) i Urostim (Bulbio, Narodowe Centrum Chorób Infekcyjnych i Pasożytniczych, Sofia, Bułgaria) [20]. Urvakol® zawiera cztery szczepy inaktywowanych komórek E. coli, P. mirabilis, P. aeruginosa i E. faecalis w postaci tabletki, którą należy przyjmować doustnie codziennie rano przez sześć miesięcy, natomiast Urostim zawiera zliofilizowane lizaty E. coli, P. mirabilis, K. pneumoniae i E. faecalis również w postaci tabletki, którą należy przyjmować doustnie codziennie rano przez 12 miesięcy. Działanie immunostymulujące szczepionek wykazywano na modelu zwierzęcym i ludzkim, a jako skutek immunizacji podawano wzrost stężenia swoistych przeciwciał w surowicy i ślinie, zwłaszcza wydzielniczych IgA w moczu oraz poprawę zdrowia u znacznego odsetka pacjentów, ale w celu przeprowadzenia analiz statystycznych należałoby inaczej skonstruować badania kliniczne [6,20]. Ostatnim preparatem szczepionkowym, skierowanym przeciwko zaka- żeniom układu moczowego, jest zarejestrowany w 2011 r. Uromune® (Inmunotek, Hiszpania) [32]. Szczepionka składa się z dwóch fiolek, zawierających 109 /ml inaktywowanych komórek wyselekcjonowanych szczepów bakterii, uważanych za główne czynniki etiologiczne nawracających zakażeń układu moczowego w Hiszpanii (w równych ilościach): E. coli, K. pneumoniae, P. vulgaris i E. faecalis. Powinna być przyjmowana przez trzy miesiące codziennie, podjęzykowo, w postaci dwóch wdmuchnięć po 100 µl (108 komórek) każde, należy ją 1-2 min przytrzymać w ustach, po czym połknąć, unikając jednoczesnego przyjmowania pokarmów lub płynów. Badania porównawcze dwóch grup kobiet (po 160 osób) cierpiących na nawracające zakażenia układu moczowego, z których jedna otrzymywała szczepionkę, a druga była leczona antybiotykami, wykazały, że trzymiesięczne szczepienie doustne dość skutecznie obniżało prawdopodobieństwo zakażenia różnymi uropatogenami, także gatunkami nieobecnymi w preparacie szczepionkowym. Liczba infekcji była znacząco mniejsza niż w grupie przyjmującej antybiotyki. Niestety w zakażeniach P. mirabilis liczba ZUM po szczepieniach była początkowo mała, by po 15 miesiącach dorównać liczbie infekcji, zanotowanych w tej grupie trzy miesiące przed rozpoczęciem szczepień. Trzeba jednak zauważyć, że liczba zakażeń układu moczowego wywo- łanych przez P. mirabilis była w grupie szczepionej trzykrotnie mniejsza niż w grupie przyjmującej antybiotyki [32]. Analogiczne badania w ponad dwukrotnie większych grupach badanych przyniosły jeszcze bardziej obiecujące rezultaty, gdyż 81% osób z grupy otrzymującej szczepionkę przez 12 miesięcy po zakończeniu immunizacji nie doświadczyło incydentu ZUM, a pozostałe dopiero średnio po 180 dniach (najwcześniej po 60 dniach), natomiast w grupie leczonej antybiotykami u wszystkich pacjentów nastąpiła reinfekcja i to już średnio po 19 dniach od zakończenia kuracji (najwcześniej po 5 dniach). W grupie osób szczepionych, w przeciwieństwie do grupy przyjmującej antybiotyki, nie zanotowano infekcji P. mirabilis i P. vulgaris po zakończeniu immunizacji [33]. Dla szczepionki Uromune® nie sygnalizowano niekorzystnych działań niepożądanych. Brak jednak informacji na temat siły i typu reakcji układu odpornościowego osób szczepionych na immunizację [32,33].

Podsumowanie

Szczepienia profilaktyczne są ważnym sposobem zapobiegania chorobom zakaźnym. Minimalizują ryzyko infekcji danym patogenem lub osłabiają skutki ewentualnego zakażenia. Koszty szczepień są niższe niż koszty leczenia i dla pacjenta, i dla służby zdrowia. Mimo pojawiających się od lat ruchów antyszczepionkowych, które próbują zdeprecjonować znaczenie wakcynacji, niepodważalne sukcesy prowadzonych na całym świecie szczepień ochronnych sprawiają, że przeważający odsetek obywateli naszego kraju (około 95%) decyduje się na szczepienia [36]. Szczepionki chroniące przed infekcjami układu moczowego mogą być polecane dobrze określonej grupie odbiorców, gdyż ZUM stanowią istotne zagro- żenie zwłaszcza dla kobiet, osób z obniżoną odpornością, pacjentów hospitalizowanych i cewnikowanych.

Dostępne obecnie komercyjne szczepionki, skierowane przeciwko patogenom układu moczowego, w tym pałeczkom z rodzaju Proteus, składają się z zabitych komórek różnych szczepów bakterii uropatogennych. Są to szczepionki wieloważne, dające odporność krzy- żową, choć często nie są sprecyzowane konkretne skutki ich działania na układ odpornościowy osób immunizowanych. Udokumentowanym skutkiem ich stosowania jest ograniczenie liczby reinfekcji u chorych cierpią- cych na nawrotowe ZUM. Nieskomplikowana, doustna lub dopochwowa droga podania umożliwia pacjentom łatwą i samodzielną aplikację preparatu, co jest ważne dlatego, że szczepionki te wymagają wielu lub bardzo wielu dawek przypominających. Droga podania na błony śluzowe minimalizuje też ryzyko działań niepożądanych, związanych z obecnością endotoksyny w ścianie komórkowej uropatogenów Gram-ujemnych.

Od dłuższego czasu trwają także badania nad opracowaniem szczepionek podjednostkowych, koniugowanych z wybranymi nośnikami, które będą zawierały odpowiednio dobrane, immunogenne fragmenty antygenów powierzchniowych P. mirabilis, skutecznie i długotrwale chroniących przed infekcją układu moczowego tymi warunkowymi patogenami. W dobrze udokumentowanych próbach na myszach laboratoryjnych zastosowanie flageliny – białka rzęsek, przyniosło niekorzystne wyniki, natomiast najbardziej obiecujące wyniki wydają się dotyczyć przede wszystkim białek fimbrii MR/P, a także toksycznej aglutyniny Pta i bia- łek błony zewnętrznej OMPs jako antygenów. Wykazano konserwatywność i rozpowszechnienie antygenów MrpH i Pta wśród uropatogennych szczepów P. mirabilis, co zwiększa uniwersalność szczepionek konstruowanych na bazie tych antygenów. Obiecujące próby ze szczepionkami, zawierającymi skoniugowane antygeny fimbrii P. mirabilis i UPEC, jeszcze bardziej rozszerzają zakres działania profilaktycznego tych preparatów. Najbardziej skutecznym sposobem podania analizowanych szczepionek jest przede wszystkim podanie donosowe, a także podskórne. Wykazano, że dobre skutki przynosi zastosowanie adiuwantu MPL, toksyny cholery lub uzyskanie ekspresji wybranych antygenów P. mirabilis w komórkach Salmonella Typhimurium lub probiotycznych LAB. Wyniki badań prowadzonych na myszach sugerują, że w profilaktyce i ochronie przed ZUM odgrywają rolę zarówno mechanizmy komórkowe,jak i humoralne. Istotna jest obecność na błonach śluzowych przeciwciał wydzielniczych klasy IgA, utrudniają- cych kolonizację nabłonka układu moczowego, a także przeciwciał surowiczych, zwłaszcza przeciwciał klasy IgG, długotrwale utrzymujących się na odpowiednim poziomie. Jest to ważne w nawrotowym charakterze infekcji układu moczowego. Przedstawione prace dają nadzieję chorym na nawracające lub skomplikowane ZUM, z powikłaniami w postaci kamieni moczowych, a także osobom nimi zagrożonym (np. pacjentom długotrwale cewnikowanym) na opracowanie bezpiecznego preparatu szczepionkowego o dobrze udokumentowanym działaniu, zawierającego wyselekcjonowane, silnie immunogenne antygeny bakterii uropatogennych. Preparat ten w sposób skuteczny będzie chronił przed zakażeniami układu moczowego, spowodowanymi nie tylko przez pałeczki Proteus spp., ale też inne patogeny układu moczowego.

Przypisy

• 1. Alamuri P., Eaton K.A., Himpsl S.D., Smith S.N., Mobley H.L.: Vaccinationwith proteus toxic agglutinin, a hemolysin-independentcytotoxin in vivo, protects against Proteus mirabilis urinary tractinfection. Infect. Immun., 2009; 77: 632-641
  Google Scholar
• 2. Arbatsky N.P., Drzewiecka D., Palusiak A., Shashkov A.S., ZabłotniA., Siwińska M., Knirel Y.A.: Structure of a Kdo-containing O polysacchariderepresenting Proteus O79, a newly described serogroupfor some clinical Proteus genomospecies isolates from Poland. Carbohydr.Res., 2013; 379: 100-105
  Google Scholar
• 3. Armbruster C.E., Mobley H.L.: Merging mythology and morphology:the multifaceted lifestyle of Proteus mirabilis. Nat. Rev. Microbiol.,2012; 10: 743-754
  Google Scholar
• 4. Bahrani F.K., Johnson D.E., Robbins D., Mobley H.L.: Proteus mirabilisflagella and MR/P fimbriae: isolation, purification, N-terminalanalysis, and serum antibody response following experimental urinarytract infection. Infect. Immun., 1991; 59: 3574-3580
  Google Scholar
• 5. Bochniewska V., Jung A., Żuber J.: Zakażenie układu moczowegou dzieci. Pediatr. Med. Rodz., 2012; 8, 12-22
  Google Scholar
• 6. Brumbaugh A.R., Mobley H.L.: Preventing urinary tract infection:progress toward an effective Escherichia coli vaccine. Expert.Rev. Vaccines, 2012; 11: 663-676
  Google Scholar
• 7. Burne R.A., Chen Y.Y.: Bacterial ureases in infectious diseases.Microbes Infect., 2000; 2: 533-542
  Google Scholar
• 8. Carraro-Eduardo J.C., Gava I.A.: Use of vaccines for prophylaxis ofurinary tract infections. J. Bras. Nefrol., 2012; 34: 178-183
  Google Scholar
• 9. Coban B., Ülkü N., Kaplan H., Topal B., Erdogan H., Baskin E.: Fiveyearassessment of causative agents and antibiotic resistances inurinary tract infections. Turk Pediatri Ars., 2014; 49: 124-129
  Google Scholar
• 10. Cohen-Nahum K., Saidel-Odes L., Riesenberg K., Schlaeffer F.,Borer A.: Urinary tract infections caused by multi-drug resistantProteus mirabilis: risk factors and clinical outcomes. Infection, 2010;38: 41-46
  Google Scholar
• 11. Coker C., Poore C.A., Li X., Mobley H.L.: Pathogenesis of Proteusmirabilis urinary tract infection. Microbes Infect., 2000; 2: 1497-1505
  Google Scholar
• 12. Cuevas O., Cercenado E., Gimeno M., Marín M., Coronel P., BouzaE.: Comparative in vitro activity of cefditoren and other antimicrobialsagainst Enterobacteriaceae causing community-acquired uncomplicatedurinary tract infections in women: a Spanish nationwidemulticenter study. Diagn. Microbiol. Infect. Dis., 2010; 67: 251-260
  Google Scholar
• 13. Czekalski S.: Zakażenie układu moczowego – ostre, nawracające,przewlekłe, powikłane. Przewodnik Lekarza, 2010; 2: 46-53
  Google Scholar
• 14. Drzewiecka D., Arbatsky N.P., Shashkov A.S., Stączek P., KnirelY.A., Sidorczyk Z.: Structure and serological properties of the O-antigenof two clinical Proteus mirabilis strains classified into a new ProteusO77 serogroup. FEMS Immunol. Med. Microbiol., 2008; 54: 185-194
  Google Scholar
• 15. Drzewiecka D., Arbatsky N.P., Stączek P., Shashkov A.S., KnirelY.A., Sidorczyk Z.: Structural and serological studies of the O-polysaccharideof strains from a newly created Proteus O78 serogroupPiśmiennictwoprevalent in Polish patients. FEMS Immunol. Med. Microbiol., 2010;58: 269-276
  Google Scholar
• 16. Habibi M., Asadi Karam M.R., Bouzari S.: Evaluation of the effectof MPL and delivery route on immunogenicity and protectivityof different formulations of FimH and MrpH from uropathogenicEscherichia coli and Proteus mirabilis in a UTI mouse model. Int. Immunopharmacol.,2015; 28: 70-78
  Google Scholar
• 17. Habibi M., Asadi Karam M.R., Shokrgozar M.A., Oloomi M.,Jafari A., Bouzari S.: Intranasal immunization with fusion proteinMrpH·FimH and MPL adjuvant confers protection against urinarytract infections caused by uropathogenic Escherichia coli and Proteusmirabilis. Mol. Immunol., 2015; 64: 285-294
  Google Scholar
• 18. Hola V., Peroutkova T., Ruzicka F.: Virulence factors in Proteusbacteria from biofilm communities of catheter-associated urinarytract infections. FEMS Immunol. Med. Microbiol., 2012; 65: 343-349
  Google Scholar
• 19. Hopkins W.J., Elkahwaji J., Beierle L.M., Leverson G.E., UehlingD.T.: Vaginal mucosal vaccine for recurrent urinary tract infectionsin women: results of a phase 2 clinical trial. J. Urol., 2007; 177: 1349-1353
  Google Scholar
• 20. Hopkins W.J., Uehling D.T.: Vaccine development for the preventionof urinary tract infections. Curr. Infect. Dis. Rep., 2002; 4: 509-513
  Google Scholar
• 21. Jacobsen S.M., Shirtliff M.E.: Proteus mirabilis biofilms and catheter-associatedurinary tract infections. Virulence, 2011; 2: 460-465
  Google Scholar
• 22. Jarząb A., Skowicki M., Witkowska D.: Szczepionki podjednostkowe– antygeny, nośniki, metody koniugacji i rola adiuwantów.Postępy Hig. Med. Dośw., 2013; 67: 1128-1143
  Google Scholar
• 23. Johnson D.E., Bahrani F.K., Lockatell C.V., Drachenberg C.B.,Hebel J.R., Belas R., Warren J.W., Mobley H.L.: Serum immunoglobulinresponse and protection from homologous challenge by Proteusmirabilis in a mouse model of ascending urinary tract infection. Infect.Immun., 1999; 67: 6683-6687
  Google Scholar
• 24. Jones R.J.: Oral vaccination against Proteus mirabilis. Br. J. Exp.Pathol., 1976; 57: 395-399
  Google Scholar
• 25. Khan A.U., Musharraf A.: Plasmid-mediated multiple antibioticresistance in Proteus mirabilis isolated from patients with urinarytract infection. Med. Sci. Monit., 2004; 10: 598-602
  Google Scholar
• 26. Kiliś-Pstrusińska K.: Zakażenia układu moczowego. PraktykaLekarska, 2012; 72: 5-13
  Google Scholar
• 27. Knirel Y.A., Perepelov A.V., Kondakova A.N., Senchenkova S.N.,Sidorczyk Z., Różalski A., Kaca W.: Structure and serology of O-antigensas the basis for classification of Proteus strains. Innate Immun.,2011; 17: 70-96
  Google Scholar
• 28. Kwil I., Kaźmierczak D., Różalski A.: Swarming growth and resistanceof Proteus penneri and Proteus vulgaris strains to normal humanserum. Adv. Clin. Exp. Med., 2013; 22: 165-175
  Google Scholar
• 29. Li X., Erbe J.L., Lockatell C.V., Johnson D.E., Jobling M.G., HolmesR.K., Mobley H.L.: Use of translational fusion of the MrpH fimbrialadhesin-binding domain with the cholera toxin A2 domain, coexpressed with the cholera toxin B subunit, as an intranasal vaccineto prevent experimental urinary tract infection by Proteus mirabilis.Infect. Immun., 2004; 72: 7306-7310
  Google Scholar
• 30. Li X., Lockatell C.V., Johnson D.E., Lane M.C., Warren J., MobleyH. L.: Development of an intranasal vaccine to prevent urinarytract infection by Proteus mirabilis. Infect. Immun., 2004; 72: 66-75
  Google Scholar
• 31. Li X., Mobley H.L.: Vaccines for Proteus mirabilis in urinary tractinfection. Int. J. Antimicrob. Agents, 2002; 19: 461-465
  Google Scholar
• 32. Lorenzo-Gómez M.F., Padilla-Fernández B., García-Criado F.J.,Mirón-Canelo J.A., Gil-Vicente A., Nieto-Huertos A., Silva-Abuin J.M.:Evaluation of a therapeutic vaccine for the prevention of recurrenturinary tract infections versus prophylactic treatment with antibiotics.Int. Urogynecol. J., 2013; 24: 127-134
  Google Scholar
• 33. Lorenzo-Gómez M.F., Padilla-Fernández B., García-CenadorM.B., Virseda-Rodríguez Á.J., Martín-García I., Sánchez-EscuderoA., Vicente-Arroyo M.J., Mirón-Canelo J.A.: Comparison of sublingualtherapeutic vaccine with antibiotics for the prophylaxis ofrecurrent urinary tract infections. Front. Cell. Infect. Microbiol.,2015; 5: 50
  Google Scholar
• 34. Maraki S., Mantadakis E., Michailidis L., Samonis G.: Changingantibiotic susceptibilities of community-acquired uropathogens inGreece, 2005-2010. J. Microbiol. Immunol. Infect., 2013; 46: 202-209
  Google Scholar
• 35. Marchewka A.K., Majewska A., Młynarczyk G.: Działalność ruchuantyszczepionkowego, rola środków masowego komunikowania orazwpływ poglądów religijnych na postawę wobec szczepień ochronnych.Post. Mikrobiol., 2015; 54: 95-102
  Google Scholar
• 36. Moayeri N., Collins C.M., O’Hanley P.: Efficacy of a Proteus mirabilisouter membrane protein vaccine in preventing experimentalProteus pyelonephritis in a BALB/c mouse model. Infect. Immun.,1991; 59: 3778-3786
  Google Scholar
• 37. Moryl M., Torzewska A., Jałmużna P., Różalski A.: Analysis ofProteus mirabilis distribution in multi-species biofilms on urinarycatheters and determination of bacteria resistance to antimicrobialagents. Pol. J. Microbiol., 2013; 62: 377-384
  Google Scholar
• 38. Nicolle L.E.: Resistant pathogens in urinary tract infections. J.Am. Geriatr. Soc., 2002; 50: S230-S235
  Google Scholar
• 39. Nielubowicz G.R., Smith S.N., Mobley H.L.: Outer membraneantigens of the uropathogen Proteus mirabilis recognized by the humoralresponse during experimental murine urinary tract infection.Infect. Immun., 2008; 76: 4222-4231
  Google Scholar
• 40. O’Hara C.M., Brenner F.W., Steigerwalt A.G., Hill B.C., Holmes B.,Grimont P.A., Hawkey P.M., Penner J.L., Miller J.M., Brenner D.: Classificationof Proteus vulgaris biogroup 3 with recognition of Proteushauseri sp. nov., nom. rev. and unnamed Proteus genomospecies 4, 5and 6. Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 2000; 50: 1869-1875
  Google Scholar
• 41. Okrągła E., Szychowska K., Wolska L.: Mechanizmy utrzymaniasterylności układu moczowego. Postępy Hig. Med. Dośw., 2014;68: 684-694
  Google Scholar
• 42. Ostrowska K., Strzelczyk A., Różalski A., Stączek P.: Biofilm bakteryjnyjako przyczyna zakażeń układu moczowego – mikroorganizmypatogenne, metody prewencji i eradykacji. Postępy Hig. Med.Dośw., 2013; 67: 1027-1033
  Google Scholar
• 43. Pellegrino R., Galvalisi U., Scavone P., Sosa V., Zunino P.: Evaluationof Proteus mirabilis structural fimbrial proteins as antigensagainst urinary tract infections. FEMS Immunol. Med. Microbiol.,2003; 36: 103-110
  Google Scholar
• 44. Ronald A.: The etiology of urinary tract infection: traditionaland emerging pathogens. Am. J. Med., 2002; 113: 14S-19S
  Google Scholar
• 45. Różalski A., Torzewska A., Moryl M., Kwil I., Maszewska A., OstrowskaK., Drzewiecka D., Zabłotni A., Palusiak A., Siwińska M.,Stączek P.: Proteus sp. – an opportunistic bacterial pathogen – classification,swarming growth, clinical significance and virulence factors.Folia Biol. Oecol., 2012; 8: 1-17
  Google Scholar
• 46. Scavone P., Miyoshi A., Rial A., Chabalgoity A., Langella P., AzevedoV., Zunino P.: Intranasal immunisation with recombinant Lactococcuslactis displaying either anchored or secreted forms of Proteusmirabilis MrpA fimbrial protein confers specific immune responseand induces a significant reduction of kidney bacterial colonisationin mice. Microbes Infect., 2007; 9: 821-828
  Google Scholar
• 47. Scavone P., Rial A., Umpierrez A., Chabalgoity A., Zunino P.: Effectsof the administration of cholera toxin as a mucosal adjuvanton the immune and protective response induced by Proteus mirabilisMrpA fimbrial protein in the urinary tract. Microbiol. Immunol.,2009; 53: 233-240
  Google Scholar
• 48. Scavone P., Sosa V., Pellegrino R., Galvalisi U., Zunino P.: Mucosalvaccination of mice with recombinant Proteus mirabilis structuralfimbrial proteins. Microbes Infect., 2004; 6: 853-860
  Google Scholar
• 49. Scavone P., Umpiérrez A., Maskell D.J., Zunino P.: Nasal immunizationwith attenuated Salmonella Typhimurium expressing anMrpA-TetC fusion protein significantly reduces Proteus mirabiliscolonization in the mouse urinary tract. J. Med. Microbiol., 2011;60: 899–904
  Google Scholar
• 50. Scavone P., Umpiérrez A., Rial A., Chabalgoity J.A., Zunino P.:Native flagellin does not protect mice against an experimental Proteusmirabilis ascending urinary tract infection and neutralizes theprotective effect of MrpA fimbrial protein. Antonie van Leeuwenhoek,2014; 105: 1139-1148
  Google Scholar
• 51. Siwińska M., Levina E.A., Ovchinnikova O.G., Drzewiecka D.,Shashkov A.S., Różalski A., Knirel Y.A.: Classification of a Proteuspenneri clinical isolate with a unique O-antigen structure to a newProteus serogroup, O80. Carbohydr. Res., 2015; 407: 131-136
  Google Scholar
• 52. Sosa V., Schlapp G., Zunino P.: Proteus mirabilis isolates of differentorigins do not show correlation with virulence attributes and cancolonize the urinary tract of mice. Microbiology, 2006; 152: 2149-2157
  Google Scholar
• 53. Stamm W.E.: Scientific and clinical challenges in the managementof urinary tract infections. Am. J. Med., 2002; 113: 1S-4S
  Google Scholar
• 54. Stickler D., Hughes G.: Ability of Proteus mirabilis to swarm overurethral catheters. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis., 1999; 18: 206-208
  Google Scholar
• 55. Tajbakhsh E., Tajbakhsh S., Khamesipour F.: Isolation and moleculardetection of Gram-negative bacteria causing urinary tractinfection in patients referred to Shahrekord hospitals, Iran. Iran.Red Crescent Med. J., 2015; 17: e24779
  Google Scholar
• 56. Torzewska A.: Udział drobnoustrojów w powstawaniu kamienimoczowych. Postępy Mikrobiol., 2003; 42: 39-53
  Google Scholar
• 57. Umpiérrez A., Scavone P., Romanin D., Marqués J.M., ChabalgoityJ.A., Rumbo M., Zunino P.: Innate immune responses to Proteus mirabilisflagellin in the urinary tract. Microbes Infect., 2013; 15: 688-696
  Google Scholar
• 58. Wang M.C., Chien H.F., Tsai Y.L., Liu M.C., Liaw S.J.: The RNAchaperone Hfq is involved in stress tolerance and virulence in uropathogenicProteus mirabilis. PLoS One, 2014; 9: e85626
  Google Scholar
• 59. Wyszyńska A., Kobierecka P., Jagusztyn-Krynicka E.K.: Bakteriekwasu mlekowego (LAB) jako wektory do konstrukcji szczepionek.Postępy Mikrobiol., 2015; 54: 141-153
  Google Scholar
• 60. Zhang Y., Yang S., Dai X., Liu L., Jiang X., Shao M., Chi S., WangC., Yu C., Wei K., Zhu R.: Protective immunity induced by the vaccinationof recombinant Proteus mirabilis OmpA expressed in Pichiapastoris. Protein Expr. Purif., 2015; 105: 33-38
  Google Scholar

Pełna treść artykułu