Dysfunkcje lizosomów a choroby neurodegeneracyjne
Klaudia Tomala 1 , Bożena Gabryel 2Abstrakt
Dane literaturowe z ostatnich lat jednoznacznie wskazują na udział lizosomów w programowanej śmierci komórki. Dysfunkcje lizosomów upośledzają fuzję autofagosomów z lizosomami, co prowadzi do wakuolizacji cytoplazmy. Obecność wakuoli autofagalnych obładowanych uszkodzonymi organellami i nieprawidłowymi białkami jest cechą charakterystyczną wielu chorób neurodegeneracyjnych. Agregacja niezdegradowanego materiału zaburza homeostazę komórki powodując śmierć neuronu w wyniku apoptozy i/lub nekrozy. Ponadto indukowany kalpainami lub spowodowany mutacjami rozpad błony lizosomu uwalnia katepsyny, które indukują szlak śmierci komórki. W artykule przedstawiono mechanizm śmierci komórki nerwowej, łączący zaburzenie szlaku autofagalno-lizosomalnego z dysfunkcjami lizosomów, zwany lizosomalnym szlakiem śmierci neuronu.
Wykaz skrótów
Aβ – beta-amyloid; AIF – czynnik indukcji apoptozy; ALP – autofagolizosomalny szlak śmierci komórki; ALs – autofagolizosomy; APs – autofagosomy; ASN – alfa-synukleina; AVs – pęcherzyki autofagalne; BMP – fosforan bis-monoacyloglicerolu; [(Ca2+) i ] – wewnątrzkomórkowe jony wapnia; CAPN – kalpaina; CIRC – indukowany przez wapń wypływ wapnia; CMA – autofagia zależna od białek opiekuńczych; HNE – 4-hydroksynonenal; Hsc70 – konstytutywne białko szoku cieplnego; IMs – błony wewnątrzlizosomalne; LAMP – białko związane z błoną lizosomu; LCD – lizosomalna śmierć komórki; LMP – permeabilizacja błony lizosomu; MCO – oksydacja katalizowana jonami metali; MDA – dialdehyd malonowy; NSCs – neuronalne komórki macierzyste; NBD – N-końcowa domena wiążąca ATP; NDs – choroby neurodegeneracyjne; NFTs – splątki neurofibrylarne; NMDAR – receptor kwasu N-metylo-D-asparaginowego; PHFs – podwójne helikalne filamenty; PS – presenilina; PSEN – gen kodujący presenilinę; PQC – system kontroli jakości białek; RCS – reaktywne pochodne karbonylowe; RONS – reaktywne formy azotu i tlenu; ROS – reaktywne formy tlenu; SBD – C-końcowa domena wiążąca substraty; UPRs – nieprawidłowo sfałdowane białka; UPS – szlak ubikwityna-proteasom; – bramkowane/otwierane napięciem kanały wapniowe; XIAP – inhibitor białek apoptotycznych.
Wprowadzenie
Choroby neurodegeneracyjne (neurodegenerative diseases, NDs) charakteryzują się wybiórczym zwyrodnieniem szczególnie wrażliwych grup neuronów [8,57]. Wzrost częstotliwości występowania NDs jest skorelowany z wydłużaniem się długości życia [60]. Zmiany zachodzące w starzejących się neuronach są istotnym czynnikiem ryzyka rozwoju NDs [71]. W ich przebiegu zaobserwowano w neuronach nasilenie zmian związanych ze starzeniem, tj.: stres oksydacyjny, zaburzenie homeostazy jonowej, deficyty energetyczne, uszkodzenie mitochondriów, nadmierną aktywację receptorów glutaminianergicznych oraz osłabienie mechanizmów proteolitycznych [15,43]. Cechą starzejących się neuronów, szczególnie nasiloną w NDs, jest nagromadzenie się nieprawidłowo sfałdowanych białek swoistych dla danej choroby [71]. Zaburzenia struktury przestrzennej białek sprzyjają ich wewnątrzkomórkowej akumulacji w postaci złogów, oligomerów i agregatów. Za usuwanie uszkodzonych białek są odpowiedzialne komórkowe systemy degradacji, których aktywność znacznie spada z wiekiem [68].
Ze wszystkich komórek organizmu, neurony są najbardziej wrażliwe na zmiany związane z procesem starzenia [57]. Komórki neuronalne mają bardzo intensywny metabolizm tlenowy związany z dużym zapotrzebowaniem energetycznym i znaczną liczbą mitochondriów [15]. Ponadto, w porównaniu do astrocytów, wykazują małą aktywność enzymów antyoksydacyjnych (tj. dysmutaza ponadtenkowa, peroksydaza glutationowa, katalaza), a bezpośrednie sąsiedztwo mikrogleju naraża je na szkodliwy wpływ dużych ilości anionorodnika ponadtlenkowego. Neurony zawierają też znaczne ilości jonów metali uczestniczących w reakcjach generujących wolne rodniki oraz dużą ilość nienasyconych kwasów tłuszczowych w błonie komórkowej ulegających peroksydacji [8]. W przeciwieństwie do komórek mitotycznych, neurony nie mogą zredukować poziomu uszkodzeń podczas podziałów lub zastąpić uszkodzoną komórkę nową [16,30,88]. Wyjątkiem są neuronalne komórki macierzyste (neuronal stem cells, NSCs), które wykazują zdolność do nieograniczonych podziałów mitotycznych, co jest istotą procesu neurogenezy. Postnatalna neurogeneza ogranicza się do tzw. regionów neurogennych, tj. strefa podkomorowa komór bocznych i zakręt zębaty hipokampa [80]. Wprawdzie wykazano, że w warunkach patologicznych (ischemia czy stan zapalny), proces neurogenezy jest indukowany również w strefach nieneurogennych, np. region CA1 hipokampa. W warunkach fizjologicznych komórki macierzyste tego regionu róż- nicują się wyłącznie do komórek glejowych, natomiast w stanach chorobowych – także do neuronów [110].
Prawidłowe funkcjonowanie neuronów wymaga konstytutywnej aktywności systemu kontroli jakości białek (protein quality control, PQC), angażującego białka opiekuńcze oraz proteazy mitochondrialne, retikulum endoplazmatycznego (ER) i cytosolowe w proces fałdowania białek [68]. Dodatkowe systemy odpowiedzi na nieprawidłowo sfałdowane białka (unfolded protein responses, UPRs) umiejscowione w mitochondriach, ER i cytosolu aktywują mechanizmy antyoksydacyjne umożliwiające prawidłowy przebieg procesu fałdowania białek. Genetyczne defekty mechanizmów fałdowania, jak i obserwowane w starzejących się komórkach obniżenie wydajności tych systemów, powoduje wewnątrz i zewnątrzkomórkowe gromadzenie się patologicznych białek, upośledzając pracę mitochondriów i zaburzając funkcję neuronów. To natomiast indukuje drugą linię obrony PQC, czyli degradację białek i uszkodzonych organelli [32]. Komórka ma kilka szlaków proteolitycznych, tj.: szlak lizosomalny zwany autofagosomalnolizosomalnym (autophagy-lysosomal pathways, ALP), szlak proteasomalny znany jako system ubikwitynaproteasom (ubiquitin-proteasome system, UPS) oraz wapniowozależną proteolizę z udziałem kalpain. Pojedyncze białka o nieprawidłowej konformacji są usuwane w wyniku UPS lub autofagii zależnej od białek opiekuńczych (chaperone-mediated autophagy, CMA). Natomiast za pośrednictwem ALP możliwe jest pozbycie się agregatów białkowych w procesie makroautofagii (nazywanej dalej autofagią). Zaburzenie ALP jest ostateczną przyczyną odkładania się niezdegradowanych dysfunkcyjnych białek, tworzących główne podłoże NDs [16].
Lizosomy stanowią podstawowy element ALP wchodzącego w skład aparatu wakuolarnego komórki, nazywanego również układem endosomalno-autofagosomalno-lizosomalnym, gdyż tworzą go również wczesne i późne endosomy [93]. Błona lipidowa lizosomu i zakotwiczone w niej białka mają istotne znaczenie dla prawidłowego funkcjonowania ALP. Fuzja lizosomu z autofagosomami lub endosomami wymaga udziału białek związanych z błoną lipidową lizosomu (lysosome-associated membrane protein, LAMP). Wprawdzie dokładny mechanizm działania LAMP nadal pozostaje nieznany, skutki niedoborów tych białek jednoznacznie wskazują na ich krytyczną rolę w prawidłowym przebiegu autofagii. Deficyt LAMP powoduje gromadzenie się autofagosomów zawierających niezdegradowany materiał [81]. Białka LAMP biorą także udział w CMA, pełniąc funkcje receptorowe substratu związanego z białkiem opiekuńczym i uczestnicząc w transporcie rozplecionego białka do wnętrza lizosomu [87]. Niektóre z białek błony lizosomu funkcjonują jako receptory o dużej swoistości względem związków niskocząsteczkowych, tj. aminokwasy, cukrowce, nukleozydy, jony czy witaminy [81]. Integralne glikoproteiny błonowe, z których większość jest silnie glikozylowana, zabezpieczają błonę i inne kompartmenty komórkowe przed aktywnością hydrolityczną enzymów lizosomalnych. Białka błonowe uczestniczą w usuwaniu ostatecznych metabolitów do cytoplazmy, gdzie mogą zostać ponownie wykorzystane [34]. Bardzo ważną funkcją błony lizosomalnej jest wytworzenie i utrzymanie wewnątrz lizosomu środowiska optymalnego dla aktywności enzymów hydrolitycznych, co jest możliwe dzięki działaniu wielocząsteczkowego kompleksu o właściwościach pompy protonowej. Wakuolarna H+ -ATPaza utrzymuje niskie pH przez stały, zależny od ATP, transport jonów wodorowych do wnętrza lizosomu [86,103]. Aktywność enzymów lizosomalnych (proteaz, nukleaz, glikozydaz, fosfataz i lipaz) jest niezbędna w procesie degradacji dostarczanych do lizosomów makrocząsteczek, tj. białka, kwasy nukleinowe, cukry i lipidy [5].
Katepsyny
Katepsyny są najważniejszą klasą proteaz biorących udział w katabolizmie makrocząsteczek dostarczanych do lizosomu w wyniku autofagii lub endocytowanych z przestrzeni pozakomórkowej [72]. Proteazy te są zaangażowane także w nekrotyczną i apoptotyczną śmierć komórki. W czasie nekrozy w wyniku rozpadu błony lizosomu katepsyny wraz z innymi hydrolazami wyciekają do cytoplazmy, gdzie nieswoiście degradują zawartość komórki [26]. Wykazano także proapoptotyczne właściwości katepsyn jako czynników aktywujących kaspazy lub destabilizujących błonę mitochondrialną [38]. Zaobserwowano bowiem, że w warunkach stresu oksydacyjnego aktywna, rozpuszczalna katepsyna D przemieszcza się do cytosolu i aktywuje katepsynę B trawiącą kaspazę-11 i -1. Obecnie wiadomo, że w wyniku przerwania ciągłości błony lizosomalnej (lysosomal membrane permeabilization, LMP) dochodzi do uwolnienia do cytosolu nie tylko aspartylowej katepsyny D, ale także kilku proteaz cysteinowych (katepsyny B, L, H i K), które biorą udział w lizosomalnej śmierci komórki (lysosomal cell death, LCD) [3,38]. Oprócz kaspaz substratami dla katepsyn są również białka apoptotyczne oraz regulator apoptozy XIAP, w związku z czym indukcja apoptozy może mieć charakter bezpośredni lub pośredni [26]. Pośrednia aktywacja kaspaz przez katepsyny cysteinowe polega na degradacji białek antyapoptotycznych z rodziny Bcl-2 (Bcl-2, Bcl-XL, Mcl-1) i/lub proteolitycznej aktywacji czynników apoptogennych, tj. Bid [3]. Katepsyna B tnie białko Bid usuwając N-końcowy fragment, który pełni funkcję inhibitora Bid. Uwolniony C-końcowy fragment białka – tBid (truncated Bid) wiąże się z białkiem Bax, z którym razem przemieszcza się do błony mitochondrialnej [3]. Białko Bax uwalnia cytochrom c tworząc pory w błonie mitochondrium [26]. Uwolniony do cytosolu cytochrom c zmienia konformację Apaf-1, eksponując N-końcową domenę rekrutującą kaspazy (CARD). Przyłączenie prokaspazy 9 (Apaf-3) do CARD formuje apoptosom. Autokatalitycznie aktywowana kaspaza 9 aktywuje następnie kaspazy efektorowe: 3, 6 i 7 indukuje apoptozę [75]. Natomiast szlak katepsyna D–Bax–mitochondrium może kierować komórkę na drogę apoptozy niezależną od kaspaz. W wyniku bezpośredniego oddziaływania katepsyny D z Bax dochodzi do uwolnienia czynnika indukującego apoptozę (apoptosis inducing factor, AIF) oraz endonukleazy G (Endo G) [72]. AIF opuszcza błonę mitochondrium już jako rozpuszczalne białko i razem z Endo G przemieszcza się do jądra, gdzie przeprowadza fragmentację DNA. Pełniąca funkcje DNAzy Endo G katalizuje podwójne pęknięcia nici DNA, które są najpoważniejszymi uszkodzeniami w strukturze DNA i powodem powstawania aberracji chromosomowych lub sygnałem apoptozy [75].
Kalpainy
Kalpainy (calcium–activated neutral proteases, CAPNs) są cytoplazmatycznymi enzymami należącymi do grupy cysteinowych endopeptydaz, których aktywność jest zależna od wewnątrzkomórkowego stężenia jonów Ca2+ [91]. Obecne w mózgu kalpaina 1 (CAPN1) i kalpaina 2 (CAPN2) są heterodimerami zbudowanymi z dwóch podjednostek: katalitycznej kodowanej przez geny capn1 i capn2 oraz regulatorowej, będącej produktem genu cpns1, połączonych za pomocą domeny penta-EF hand (5EF). Podjednostka regulatorowa nazywana kalpainą 4 jest małą proteazą (28 kDa) odpowiadającą za prawidłową konformację dużej podjednostki katalitycznej (80 kDA) i pełni funkcję białka opiekuńczego [89]. CAPN1 jest oznaczana jako µ-kalpaina, gdyż do aktywacji wymaga mikromolarnych stężeń jonów wapnia. Natomiast CAPN2, zwana m-kalpainą, jest aktywowana przez milimolarne stężenie Ca2+. Wzrost Ca2+ prowadzi do ograniczonej proteolizy enzymu, której skutkiem jest powstanie cząsteczki o znacznie większym powinowactwie do jonów Ca2+ w porównaniu do postaci natywnej. Aktywne kalpainy przeprowadzają zależną od wapnia częściową proteolizę białek, modyfikując w ten sposób ich aktywność i funkcje [97]. Substratami kalpain są m.in. receptory czynników wzrostu, białka związane z mikrotubulami i białka cytoszkieletu. W warunkach patologicznych kalpainy indukują apoptozę bezpośrednio w wyniku ograniczonej proteolizy białek proapoptotycznych (Bax, prokaspaza-3) lub pośrednio, uwalniając lizosomalne katepsyny [4].
Hsp70.1
Rodzina białek szoku cieplnego Hsp70 jest grupą konserwatywnych ewolucyjnie białek opiekuńczych odpowiedzialnych za utrzymanie homeostazy komórkowej, ochronę komórki przed czynnikami stresogennymi oraz PQC [108]. Hsp70 zapobiegają odkładaniu się nieprawidłowo zwiniętych białek przez ich rozpoznawanie oraz naprawę i/lub kierowanie nieodwracalnie uszkodzonych białek do lizosomu w celu utylizacji [70]. Wszystkie Hsp70 są zbudowane z dwóch domen: N-końcowej wiążącej ATP (nucleotide-binding domain, NBD) i C-koń- cowej wiążącej substrat (substrate-binding domain, SBD), której aktywność jest regulowana allosterycznie przez przyłączenie ligandu do NBD i hydrolizę ATP [76]. Hsp70 wykazują duże powinowactwo do substratu, gdy NBD jest związane ADP. Natomiast kompleks NBD-ATP zmniejsza zdolność wiązania białek do SBD [14,20]. Wiązanie i odłączanie nieprawidłowego białka w centrum aktywnym Hsp70 wymaga nakładów energii. W razie braku ATP białko zostaje uwięzione w wyniku zmian konformacyjnych Hsp70 [42]. Obecność domeny ATP- -azowej regulującej funkcje białek opiekuńczych jest niezbędna podczas przyłączania nieprawidłowo sfałdowanego białka w miejscu aktywnym i odcięcia eksponowanych przez nie odcinków złożonych z hydrofobowych aminokwasów [100].
Większość przedstawicieli Hsp70 to wewnątrzkomórkowe, głównie cytoplazmatyczne, białka konstytutywne (constitutive Hsp70, Hsc70) wykazujące stałą ekspresję, która jest krytyczna dla prawidłowego funkcjonowania komórki [90]. Natomiast najważniejszym przedstawicielem podrodziny ludzkich białek Hsp70 umiejscowionym pozakomórkowo jest Hsp70.1, wykazujące niski poziom ekspresji w warunkach fizjologicznych. W przeciwieństwie do Hsc70 białko Hsp70.1 nie jest wymagane do prawidłowego funkcjonowania komórki, a jego deficyt nie jest letalny. Pod wpływem czynników stresowych zostaje aktywowany i przemieszcza się do błony lizosomu zapobiegając jej rozpadowi [100,103]. Hsp70.1 jest zatem stabilizatorem błony lizosomalnej, którego głównym zadaniem jest zapobieganie śmierci komórki [82,94]. Stabilizujący wpływ Hsp70.1 na strukturę błony lizosomu polega na indukcji wytwarzania ceramidu [100]. Wzrost stężenia ceramidu wewnątrz błony lizosomalnej zapobiega jej destabilizacji i ułatwia fuzję lizosomu z wewnątrzkomórkowymi wakuolami [102].
Unikatową cechą lizosomów jest obecność błon wewnątrzlizosomalnych (intralysosomal membranes, IMs), których struktura fosfolipidowa różni się znacznie od struktury błon komórkowych i błony lizosomu [86]. Charakterystycznym fosfolipidem IMs jest ujemnie naładowany bis(monoacyloglicero)fosforan (BMP) [36]. Swoista konformacja nadaje BMP charakter anionowy i czyni niewrażliwym na lizosomalną hydrolizę. Oprócz funkcji strukturalnych, BMP uczestniczy w formowaniu pęcherzyków transportowych i jest kofaktorem enzymu, tj. kwaśnej sfingomielinazy (acid sphingomyelinase, ASM). ASM jest lizosomalną glikoproteiną zaangażowaną w metabolizm lipidowych stabilizatorów błon. Aktywowana ASM katalizuje hydrolizę sfingomieliny do ceramidu (ryc. 1) [70]. W warunkach niekorzystnych Hsp70.1 wnika za pośrednictwem endocytozy do komórki, przemieszcza się do wnętrza lizosomu i stabilizuje IMs przez interakcję z BMP [44]. Interakcja Hsp70.1-BMP sprzyja wiązaniu ASM do BMP i umożliwia syntezę ceramidu [110].
Hsp70.1 jest również negatywnym regulatorem mitochondrialnej ścieżki apoptozy przez blokowanie czynników proapoptotycznych [49]. Hsp70.1 zapobiega uwolnieniu cytochromu c wiążąc Bax, a to uniemożliwia jego translokację do błony mitochondrialnej [3,84]. Hsp70.1 hamuje także niezależny od kaspaz szlak apoptozy AIF. Przez wiązanie AIF białko HIF70.1 zapobiega przemieszczaniu się AIF do jądra i kondensacji chromatyny [100].
Oksydacyjne uszkodzenia błony lizosomalnej
Aż 90% reaktywnych form tlenu i azotu (RONS) jest generowane w łańcuchu oddechowym. Innym źródłem wolnych rodników, zwłaszcza rodnika hydroksylowego (·OH) są lizosomy. Trawione w procesie autofagii cytochromy oraz metaloproteinazy uwalniają duże ilości wolnego żelaza [100]. Kwaśne środowisko i obecność związków o potencjale redukującym, np. cysteiny, sprzyjają redukcji Fe(III) do Fe(II). Powstały w mitochondrium nadtlenek wodoru (H2 O2) dyfunduje do wnętrza lizosomu, gdzie bierze udział w katalizowanej przez jony żelazawe reakcji Fentona, której produktem jest wysoce reaktywny rodnik hydroksylowy (·OH) [47].
Stres oksydacyjny indukuje uszkodzenie błony lizosomu przez peroksydację lipidów błonowych [3]. Celem ataku reaktywnych form tlenu (reactive oxygen species, ROS) są fosfolipidy bogate w wielonienasycone kwasy tłuszczowe (n-6-PUFA) [79]. Uszkodzenia oksydacyjne Stres oksydacyjny indukuje uszkodzenie błony lizosomu przez peroksydację lipidów błonowych [3]. Celem ataku reaktywnych form tlenu (reactive oxygen species, ROS) są fosfolipidy bogate w wielonienasycone kwasy tłuszczowe (n-6-PUFA) [79]. Uszkodzenia oksydacyjne lipidów powodują samorzutne przemieszczanie się fosfolipidów między warstwami błony lizosomu (zjawisko flip-flop), wzrost przepuszczalności błony dla jonów Ca2+ i K+ , uszkodzenia białek błonowych (kanałów jonowych, receptorów, enzymów) oraz destabilizację błony lizosomalnej [100]. Produktami peroksydacji lipidów są reaktywne pochodne karbonylowe (reactive carbonyl species, RCS), tj.: akroleina, dialdehyd malonowy (MDA) oraz hydroksynonenal (HNE) [19]. HNE i akroleina wiążą się z rozwojem ekscytotoksyczności przez uszkodzenie białek ważnych w procesach neurotransmisji [55]. RCS modyfikują oksydacyjnie transportery glukozy, transportery glutaminianu oraz pompę sodowo-potasową, redukując tym samym ich aktywność [7,10] (ryc. 2).
Ryc. 1. Katalizowana przez ASM hydroliza sfingomieliny
Ryc. 2. Mechanizmy indukujące lizosomalną śmierć neuronów w chorobach neurodegeneracyjnych
Ekscytotoksyczność i zaburzenie homeostazy wapniowej
Powszechnie uważa się, że podłożem neurodegeneracji jest ekscytotoksyczność zaburzająca homeostazę wapnia i wywołująca patologiczną aktywację kalpain [4,12]. Jony Ca2+ uczestniczą w przekaźnictwie nerwowym zarówno w synapsach elektrycznych, jak i chemicznych [6]. Zaburzenie homeostazy wapnia wpływa na zmianę pobudliwości neuronu, upośledzając przekaźnictwo synaptyczne. W przezbłonowym transporcie jonów wapnia uczestniczą bramkowane napięciem kanały wapniowe (voltage-gated/operated calcium channels, VGCC/VOCC) i receptory jonotropowe, z których największą przepuszczalnością dla Ca2+ charakteryzują się receptory NMDA (NMDAR) [39,83]. Patologiczny dokomórkowy prąd wapniowy jest uznawany za czynnik rozwoju wielu neurodegeneracji związanych z powolną ekscytotoksycznością [83].
Zgodnie z koncepcją powolnej ekscytotoksyczności, neurotoksyczność glutaminianu nie wynika ze wzrostu jego stężenia w szczelinie synaptycznej, lecz z braku wychwytu zwrotnego glutaminianu oraz nadwrażliwości receptorów NMDA. Powolna ekscytotoksyczność jest spowodowana wewnątrzkomórkowym niedoborem energetycznym lub modyfikacją receptorów glutaminianu przez patologiczne postacie białek występujących w NDs. Zaburzenie metabolizmu energetycznego komórki jest wynikiem uszkodzenia mitochondriów przez inhibitory glikolizy i inhibitory fosforylacji oksydacyjnej oraz czynniki indukujące stres oksydacyjny [29,66]. ATP jest niezbędny do funkcjonowania pomp protonowych uczestniczących w utrzymaniu potencjału błonowego związanego z prawidłowym bilansem jonowym po obu stronach błony. Niedobory ATP hamują działanie pompy sodowo-potasowej (Na+ / K+ -ATP-azy), które zwiększają przepuszczalność błony dla jonów Ca2+ i Na+ i depolaryzują błonę [24]. Zmiana polaryzacji błony generuje sygnał elektryczny przetwarzany przez VOCC na sygnał wapniowy i zwalnia blok magnezowy w NMDAR wywołując gwałtowny napływ Ca2+. Receptory NMDA funkcjonują jednocześnie jako kanały jonowe i przetwarzają sygnał chemiczny, jakim jest przyłączenie ligandu w sygnał wapniowy. Przestrzeń zewnątrzkomórkowa nie jest jedynym źródłem jonów Ca2+ w komórce. Pobudzenie receptorów metabotropowych sprzężonych z białkiem G mobilizuje wewnątrzkomórkowe zasoby jonów wapnia. Za pośrednictwem wtórnego przekaźnika – trifosforanu inozytolu (IP3 ) – są aktywowane receptory IP3 R w ER i dochodzi do uwalniania Ca2+ do cytosolu. Napływ zewnątrzkomórkowych Ca2+ indukuje wtórne uwalnianie Ca2+ z ER za pośrednictwem kanałów rianodynowych (RyR). Zjawisko to nazywane „indukowanym przez wapń wypływem wapnia” (calcium-induced calcium release, CARD) ma na celu wzmocnienie sygnału wapniowego [83]. Aktywacja wapniowozależnych enzymów zaangażowanych w metabolizm fosfolipidów, sfingolipidów i cholesterolu zmienia skład lipidowy błony, wpływając na pobudliwość neuronów i rozwój ekscytotoksyczności [66]. Oprócz zaburzeń metabolicznych na wzrost pobudliwości neuronów mają wpływ modyfikacje NMDAR przez patologiczne białka [25]. W przebiegu AD nadmierna pobudliwość neuronów jest spowodowana wiązaniem się zewnątrzkomórkowych oligomerów Aβ do NMDAR [2]. Natomiast hiperfosforylowane białko tau wpływa na wzrost stężenia kinazy tyrozynowej Fyn w błonie postsynaptycznej. Kinaza Fyn fosforyluje NMDAR zwiększając jego aktywność [37].
Proteolityczne uszkodzenie błon lizosomalnych
Za uszkodzenie błony lizosomalnej odpowiadają proteazy cysteinowe – kalpainy i kaspazy. Utrzymujące się wysokie wewnątrzkomórkowe stężenie jonów wapnia ([Ca2+] i ) prowadzi do masowej aktywacji wapniowozależnych białek i inicjuje kaskadę mechanizmów doprowadzących do LMP i śmierci neuronu [28]. Nadmierna aktywacja kalpain jest głównym czynnikiem odpowiedzialnym za LMP [105]. Hiperaktywację kalpain nasilają deficyty endogennego inhibitora kalpalin – kalpastatyny, degradowanej przez kalpainy [28]. Łagodna, jednak utrzymująca się latami, aktywacja kalpain towarzyszy postępującej degradacji neuronów związanej z powolną ekscytotoksycznością [66].
Kaspazy indukują LMP przez aktywację i translokację do błony lizosomu pewnych białek cytosolowych, tj. proapoptotycznych białek z rodziny Bcl-2. Aktywowana na szlaku receptorowym kaspaza 8 skraca białko Bid, które następnie aktywuje proapoptotyczne białko Bax. Zaobserwowano, że kaspaza 8 aktywuje kaspazę 9, która wpływa na destabilizację błony lizosomu, jednak mechanizm tego procesu pozostaje nieznany. Zdolność do uszkodzenia błony lizosomalnej wykazuje także kaspaza 2. Udowodniono, że LMP indukowany kaspazą 2 zachodzi niezależnie od innych czynników, tj. białka Bcl- 2, [Ca2+] i czy ROS. Substratem kaspaz jest również kalpastatyna, której hydroliza aktywuje kalpainy i wywołuje LMP [28,105].
Mutacje białek lizosomalnych
Mutacje w genach kodujących białka lizosomalne zaburzają funkcje lizosomów i powodują deficyt lub niedobór aktywności białek, tj.: enzymów lizosomalnych, aktywatorów hydrolaz, białek biorących udział w transporcie enzymów do lizosomu, białek integralnych błony (LAMP-1, LAMP-2, NPC1) czy białkowych transporterów błonowych. Niedobory białek lizosomalnych uważa się za przyczynę rozwoju licznych chorób związanych z zaburzonym trawieniem komórkowym. Mutacje w genach kodujących białka lizosomalne zaburzają degradację makrocząsteczek, których akumulacja jest przyczyną rozwoju lizosomalnych chorób spichrzeniowych (lysosomal storage disorders, LSDs). Natomiast mutacje w genach kodujących nieenzymatyczne białka błonowe poważnie wpływają na prawidłowe funkcjonowanie lizosomów [81]. Na przykład mutacje w genach kodujących białka biorące udział w transporcie cholesterolu, tj. NPC1, prowadzą do gromadzenia się sfingolipidów i cholesterolu wewnątrz lizosomu i upośledzają homeostazę cholesterolu w komórce. Najnowsze badania wskazują na związek mutacji genów lizosomalnych z patogenezą NDs wieku podeszłego [21,73].
Hipoteza „kalpainowo – HNE – hsp70.1 – katepsynowa”
Związana z wiekiem redukcja mózgowego przepływu krwi zaburza w neuronach metabolizm energetyczny i homeostazę jonów wapnia. Wzrost stężenia [Ca2+] i aktywuje kalpainy, które przemieszczają się do błony lizosomu wykorzystując do tego białko LAMP-2 [102]. Przez przyłączenie się do fosfolipidów błonowych kalpainy zmieniają konformację. Poddomeny IIa i IIb układają się bliżej siebie tworząc funkcjonalne centrum katalityczne kalpain [103]. Wraz z wiekiem wzrasta też poziom stresu oksydacyjnego w komórce. Bogate w wielonienasycone kwasy tłuszczowe fosfolipidy błonowe są szczególnie podatne na uszkodzenia wolnorodnikowe. ROS powodują oksydację lipidów błony lizosomalnej i tworzą RCS. Produktem peroksydacji n-6 PUFA, takich jak kwas linoleinowy i kwas arachidonowy jest silnie neurotoksyczny HNE [100]. HNE bierze udział w karbonylacji wielu głównych białek lizosomalnych. Karbonylacja Hsp70.1 przez HNE jest obecnie uważana za jeden z głównych czynników rozwoju NDs. HNE modyfikuje Hsp70.1 w pozycji Arg469, powodując tworzenie się aldehydu glutaminowego z reszty argininy [65,103] (ryc. 3). Zarówno Hsp70.1 jak i HNE przemieszczają się do błony lizosomu dzięki LAMP-2 [102]. Ukarbonylowana postać Hsp70.1 jest dużo bardziej podatna na proteolityczne działanie kalpain niż niezmodyfikowane oksydacyjnie białko. W wyniku karbonylacji dochodzi bowiem do rozplecenia struktur aminokwasowych i ekspozycji wrażliwych na proteolizę miejsc, które prawidłowo są schowane we wnętrzu struktury białka [82]. Proteoliza Hsp70.1 wiąże się z brakiem interakcji Hsp70.1-BMP oraz BMP-ASM i zaburzeniem katabolizmu fosfolipidów [102]. Brak aktywności ASM uniemożliwia bowiem hydrolizę sfingomieliny do ceramidu, czego skutkiem jest wewnątrzkomórkowa akumulacja sfingomieliny i cholesterolu. Zatrzymanie wytwarzania ceramidów destabilizuje błonę lizosomalną i inne błony komórkowe [100]. Ostatecznie dochodzi do wypływu katepsyn do cytosolu i śmierci neuronu w wyniku nekrozy lub apoptozy [102] (ryc. 4).
Ryc. 3. Karbonylacja Hsp70.1 przez HNE. HNE modyfikuje Hsp70.1 w pozycji Arg469, prowadząc do utworzenia aldehydu glutaminowego z reszty argininy
Ryc. 4. Kaskada kalpainowo – HNE – hsp70.1 – katepsynowa
Lizosomalna śmierć komórki
Lizosomalna śmierć komórki (lysosomal cell death, LCD) jest mechanizmem śmierci indukowanym przez LMP związanym z wypływem katepsyn do cytosolu [1]. Jak opisano wyżej, w wyniku destabilizacji błony lizosomalnej dochodzi do uwolnienia katepsyn, które biorą udział w śmierci komórki zarówno za pośrednictwem nekrozy, jak i apoptozy [9,93]. Brunk i wsp. [11] wykazali, że rodzaj śmierci komórki zależy od stopnia uszkodzenia błony lizosomu i jej przepuszczalności dla katepsyn. Rozległe uszkodzenie błony powoduje gwałtowny wypływ katepsyn i protonów do cytoplazmy, czego skutkiem jest zakwaszenie cytoplazmy i nekroza [11]. Natomiast delikatny, ograniczony wypływ katepsyn spowodowany LMP aktywuje apoptozę [11,26,38].
Obecnie wiadomo, że apoptoza i nekroza są indukowane przez te same czynniki, występujące w różnym natężeniu [77,103]. Do indukcji nekrozy dochodzi, gdy w wyniku hipoksji lub ekscytotoksyczności gwałtowanie spada wytwarzanie ATP, co sprawia, że komórka nie może skorzystać z mechanizmów śmierci wymagających nakładów energii, tj. zależnej od kaspaz apoptozy czy autofagii [3]. Natomiast w przewlekłych neurodegeneracjach śmierć neuronu przebiega znacznie łagodniej, wykazując cechy apoptozy. Wyniki wielu eksperymentów jednoznacznie wskazują na udział lizosomalnych katepsyn w inicjacji i przebiegu apoptozy [33]. Uwalniane do cytosolu katepsyny indukują apoptozę aktywując kaspazy lub destabilizując błonę mitochondrialną [103]. W związku z niepodważalnymi dowodami na udział katepsyn w apoptozie wprowadzono określenia „lizosomalny szlak apoptozy” i „lizosomalno-mitochondrialna śmierć komórki”. Termin „lizosomalny szlak apoptozy” wprowadzono dla podkreślenia znaczenia destabilizacji błony lizosomalnej indukowanej czynnikami uszkadzającymi w inicjacji apoptozy przez uwolnienie proteaz do cytosolu [38]. Natomiast teoria lizosomalno-mitochondrialnej śmierci komórki zakłada współpracę obu organelli w procesie śmierci starzejącego się neuronu [3]. Uwalniane do cytosolu katepsyny indukują apoptozę i nasilają wydzielanie H2 O2 w mitochondrium. Następnie H2 O2 dyfunduje do wnętrza lizosomu biorąc udział w katalizowanej jonami żelaza reakcji Fentona [9]. Generowane w lizosomie ROS powodują dalsze uszkodzenia błony lizosomu i nasilają indukowaną katepsynami apoptozę [38,46].
Autofagia i zaburzenia ALP
Autofagia jest zwykle strategią obronną komórki uruchamianą w odpowiedzi na deprywację odżywczą i czynniki apoptogenne. Przez degradację wielkocząsteczkowych składników cytoplazmy, tj. białek o długim okresie pół- trwania i organelli komórkowych autofagia dostarcza komórce substancji odżywczych umożliwiających przetrwanie w niekorzystnych warunkach [63].
Charakterystyczną zmianą w morfologii neuronów obserwowaną w NDs jest obecność licznych wakuoli autofagalnych (AV) obładowanych białkami zmutowanymi lub zmodyfikowanymi oksydacyjnie, oligomerami i agregatami białkowymi oraz uszkodzonymi organellami [52]. To wskazuje na wzmożone wytwarzanie autofagosomów (AP) przy jednoczesnym obniżeniu skuteczności autofagii [69]. Zwykle szybka aktywacja autofagii jest odpowiedzią na obecność toksycznych białek i ma na celu ochronę komórki przed śmiercią [68]. Jednak w wyniku LMP zaburza się dojrzewanie autofagolizosomów (AL), co jest przyczyną upośledzenia końcowych etapów autofagii [54] (ryc. 5). Brak białka błonowego LAMP-1 wymaganego do fuzji AP z lizosomem, uniemożliwia utworzenie AL [96]. Ponadto Tian i wsp. [92] wykazali, że regulatorem fuzji jest kanał VGCC uczestniczący w połączeniu pęcherzyka synaptycznego z błoną presynaptyczną. Okazuje się, że sygnał wapniowy regulujący neurotransmisję jest również odpowiedzialny za procesy autofagii i endocytozy, a mechanizmy te są do siebie zbliżone. Defekty funkcjonowania podjednostek VGCC powodują poważne dysfunkcje układu nerwowego zarówno w przypadku nieprawidłowości w impulsacji nerwowej, jak i ALP. Oznacza to, że w błonie lizosomu występuje swoisty VGCC wymagany do fuzji lizosomów z pęcherzykami układu wakuolarnego, a mutacja jego podjednostek (głównie podjednostki CAC) jest przyczyną nieprawidłowego dojrzewania AL [92]. Znaczenie jonów wapnia w powstawaniu AL potwierdzili również Coen i wsp. [17], którzy badając wpływ mutacji w genie PSEN na zakłócenie procesu autofagii w patogenezie PD wykazali związek między nieprawidłową preseniliną a zaburzeniem homeostazy wapniowej.
Poza obładowanymi AP w wielu NDs zaobserwowano gromadzenie się niezdegradowanego materiału również wewnątrz AL, czego dowodem jest obecność hydrolaz w tych organellach. Odkładanie się nierozłożonego substratu wewnątrz dojrzałych AL jest wskaźnikiem upośledzonej autofagii [68]. W tym przypadku zaburzenie procesu degradacji jest spowodowane zmniejszeniem aktywności katalitycznej lizosomów w wyniku utraty kwasowości wnętrza lizosomu oraz obniżenia lub braku aktywności hydrolaz [69,99]. Obecność pęcherzyków zawierających niezdegradowany materiał może więc być skutkiem zaburzenia zarówno dojrzewania AL, jak również trawienia ich zawartości [54,56,69]. Zakłócenie procesu autofagii na którymkolwiek etapie jej przebiegu aktywuje lizosomalną śmierć neuronu [63,99].
Ryc. 5. Etapy biosyntezy autofagolizosomu, z zaznaczeniem etapu, którego zaburzenie prowadzi do zakłócenia procesu autofagii obserwowanego w NDs
Autofagia zależna od białek opiekuńczych
Autofagia zależna od białek opiekuńczych (CMA) jest głównym mechanizmem systemu kontroli jakości bia- łek [98]. W wyniku CMA pojedyncze białka cytosolowe zawierające niewłaściwą konformację są rozpoznawane przez białka opiekuńcze, które kierują je do lizosomalnej degradacji [13,18]. CMA wymaga obecności swoistego receptora na błonie lizosomalnej, białka LAMP-2a, do którego jest przyłączany substrat przeznaczony do utylizacji [41,61]. Proces CMA jest możliwy dzięki obecności Hsc70. Białka Hsc70 są stale obecne w komórce w postaci dwóch izoform: cytosolowej (cyt-Hsc70), która rozpoznaje nieprawidłowo sfałdowane białka i lizosomalnej (lys-Hsc70) uczestniczącej w translokacji substratu do wnętrza lizosomu. Izoforma cyt-Hsc70 wiąże białka, które zawierają w sekwencji aminokwasowej charakterystyczny pentapeptyd – KWERQ [98]. Ten unikalny motyw jest zbudowany z pięciu aminokwasów: lizyny, fenyloalaniny, glutaminianu, argininy i glutaminy (Lys-Phe-Glu- -Arg-Gln) i rozpoznawany przez białka szoku cieplnego, co sprawia, że CMA jest procesem niezwykle selektywnym [45,67,74]. Utworzony kompleks białko substratowe–Hsc70 kieruje się w stronę błony lizosomu i łączy z receptorem LAMP-2a [41]. Następnie dochodzi do rozplecenia substratu, który przemieszcza się do wnętrza lizosomu z udziałem lys-Hsc70 [81].
W odróżnieniu od pozostałych typów autofagii szlak CMA jest obecny jedynie w komórkach ssaków [22]. Z wiekiem aktywność CMA maleje i ma to związek z akumulacją nieprawidłowo sfałdowanych i zmodyfikowanych oksydacyjnie białek. Patologiczne białka są odkładane w postaci wtrętów cytoplazmatycznych obserwowanych w NDs wieku podeszłego [56]. Zaburzenie szlaku CMA jest uważane za podłoże proteinopatii, tj.: choroby Parkinsona (PD), Alzheimera (AD) i Huntingtona (HD) [67]. Obecność motywu KWERQ w patologicznych białkach ostatecznie potwierdza związek CMA z patomechanizmem neurodegeneracji [22].
Rola lizosomów w patogenezie NDs
Choroba Alzheimera
Choroba Alzheimera (AD) jest najczęściej występującą chorobą neurodegeneracyjną i stanowi aż 60% chorób otępiennych. Cechą charakterystyczną mózgów AD jest obecność płytek starczych (SP), których głównym składnikiem są złogi β-amyloidu (Aβ) oraz splątków neurofibrylarnych (NFT) zbudowanych z podwójnych helikalnych filamentów (PHFs) nadmiernie ufosforylowanego białka tau indukujących proces neurodegeneracji na długo przed wystąpieniem pierwszych objawów choroby [107]. Szczególnie wrażliwe na degradację neuronów w AD są region CA1 hipokampa i II warstwa kory śródwęchowej [102]. Dowodem na związek lizosomów z AD jest to, iż płytki starcze zawierają dużo aktywnych lizosomalnych hydrolaz. To pozwala przypuszczać, że struktury te powstały wskutek LMP. Duże zainteresowanie badaczy wzbudzają katepsyny aspartylowe D i E ze względu na ich aktywność podobną do sekretaz γ i β, a co za tym idzie ich sugerowany związek z powstawaniem Aβ [35,107]. W prawidłowych warunkach szlak endosomalno-lizosomalny jest uważany za miejsce rozpadu białka prekursora β-amyloidu (APP) do mniejszych peptydów zawierających sekwencje Aβ, które następnie są degradowane przez katepsyny. Jednak w przypadku zaburzeń funkcjonowania lizosomów i inhibicji aktywności katepsyn powstają amyloidogenne fragmenty, które mogą ulec przekształceniu do Aβ [107]. Wzrost stężenia rozpuszczalnego Aβ, uważanego za potencjalne źródło płytek amyloidowych, prowadzi do powstawania ROS powodujących rozpad lizosomu i śmierci neuronu [40].
Niedawne badania wykazały udział szlaku ALP w potranslacyjnych modyfikacjach białka tau, należącego do rodziny białek związanych z mikrotubulami (MAP). Zaburzenia ALP powodują nadmierną fosforylację białka tau i odkładanie się wewnątrz lizosomów jego nierozpuszczalnych agregatów w postaci PHFs, co zaburza prawidłowe funkcjonowanie komórki [64].
Yamashima i wsp. [101] wykazali, że czynniki ryzyka chorób naczyniowych mózgu zwiększają także prawdopodobieństwo wystąpienia AD. W badaniach post mortem stwierdzono, że co trzeci pacjent z AD przebył zawał mózgu. Ryzyko rozwoju AD jest też trzykrotnie wyższe u pacjentów z udarem mózgu w wywiadzie niż w grupie kontrolnej [101]. Według Sahara i Yamashima [82] postępująca degeneracja neuronów w AD to continuum łagodnych zmian naczyniowych, podczas gdy krótkotrwałe silne niedokrwienie prowadzi do śmierci komó- rek w krótkim przedziale czasowym. Zaobserwowano, że w AD patologiczne zmiany neuronalne (tj. NFT, SP) czy stan zapalny przeważnie są spowodowane trwającą od lat aktywacją kalpain w wyniku tzw. „niemego niedokrwienia” [102]. Nadmierną aktywacją kalpain zaobserwowano we wczesnej fazie AD w odpowiedzi na ekscytotoksyczność, akumulację Aβ i wzrost [Ca2+] i . Neurony chorych z AD wykazują siedmiokrotnie większą aktywność µ-kalpainy w porównaniu do osób zdrowych [99]. Ponadto w płynie mózgowo-rdzeniowym pacjentów z AD wykryto podwyższone stężenie HNE, a badania immunohistochemiczne tkanki mózgowej pochodzącej od chorych z AD wykazały obecność białek karbonylowanych przez HNE [102]. Katalizowana przez µ-kalpainę proteoliza ukarbonylowanej postaci Hsp70.1 destabilizuje błonę lizosomu przez zahamowanie syntezy ceramidu katalizowanej przez ASM. Deficyty aktywności ASM powodują wewnątrzlizosomalne odkładanie się sfingomieliny, co zaburza endosomalno-lizosomalny szlak transportu cholesterolu [101].
Zaburzenie autofagii jest uważane za główną przyczynę rozwoju AD, czego potwierdzeniem jest obecność autofagosomów i/lub AL obładowanych niezdegradowanym materiałem [51]. W neuronach AD z użyciem mikroskopu świetlnego zaobserwowano wakuolizację cytoplazmy zwaną degradacją ziarnisto-wodniczkową [102]. Neuronalna ekspresja Aβ1-42 indukuje gwałtowną biosyntezę autofagosomów i jednocześnie obniża wydajność autofagii. Aβ1-42 zaburza bowiem degradację zawartości autofagosomów redukując aktywność katalityczną lizosomów lub upośledzając fuzję autofagosomów z lizosomami [54].
Dziedziczona autosomalnie dominująco rodzinna postać AD jest spowodowana mutacjami w genach PSEN1, PSEN2 i APP [59]. Mutacja w genie PSEN1 kodującym presenilinę 1 – białko odpowiedzialne za glikozylację i transport podjednostki VOa1 lizosomalnej v-ATPazy – wyraźnie upośledza funkcje lizosomu [50]. V-ATPaza pełni główną rolę w dojrzewaniu lizosomów, pośrednicząc w fuzji autofagosomu z lizosomem. Zmutowana presenilina 1 jest przyczyną braku funkcjonalnej v-ATPazy w błonie lizosomu, czego skutkiem jest wzrost lizosomalnego pH, zaburzenie makroautofagii i gromadzenie się AV [101]. Jednak według niektórych autorów mutacje w genie PSEN1 nie mają wpływu na proces autofagii, lecz aktywują biogenezę lizosomów. W mysich neuronach pozbawionych PSEN1 zaobserwowano bowiem włączanie się sieci regulacji genetycznej lizosomów (CLEAR). Aktywowane geny wzmagały biosyntezę lizosomów, mimo niskiej ekspresji głównego czynnika transkrypcyjnego TFEB, który indukuje biosyntezę lizosomów przyłą- czając się do miejsc docelowych CLEAR. Obserwowany alternatywny, niezależny od TFEB, mechanizm indukcji biosyntezy lizosomów wskazuje na ważną rolę presenilin w regulacji biosyntezy lizosomów [108].
Choroba Parkinsona
Choroba Parkinsona (PD) jest najczęściej występującym zaburzeniem ruchowym i drugą co do częstości chorobą neurodegeneracyjną. Charakterystycznymi dla PD objawami są: drżenie spoczynkowe, sztywność mięśniowa, hipokinezja oraz zaburzenia chodu i postawy. Objawy są spowodowane degeneracją neuronów dopaminergicznych istoty czarnej i neuronów monoaminergicznych w pniu mózgu [108]. Na występowanie PD mają wpływ różne czynniki, w tym genetyczne, jednak za główny czynnik ryzyka uważa się wiek. Początek PD zwykle obserwuje się po 65 roku życia, a częstość występowania w tej populacji wynosi 2-3% [85].
Badania post mortem mózgów chorych na PD umożliwiły zaobserwowanie w nich charakterystycznej zmiany neurodegeneracyjnej, tj.: znaczną redukcję liczby neuronów istoty czarnej, obecność wtrętów cytoplazmatycznych zwanych ciałami Lewy’ego (LB) oraz neurytów Lewy’ego. [96]. Głównym składnikiem LB zarówno w idiopatycznej, jak i w rodzinnej postaci PD jest zmutowana lub zmodyfikowana potranslacyjnie α-synukleina (ASN) [21]. Zdolność ASN do tworzenia agregatów jest uważana za główny patomechanizm PD, jednak sposób w jaki ASN degeneruje neurony dopaminergiczne pozostaje niewyjaśniony. Oprócz ASN, w LB zidentyfikowane zostały markery lizosomalne i autofagosomalne: LC3 (białko związane z mikrotubulami), LAMP1, LAMP2a, katepsyna D, VPS35, glukocerebrozydaza (GBA) i lizosomalna ATP-aza (ATP13A2) [8]. Ponadto w LB występują także uszkodzone mitochondria oraz składowe układu endosomalno-lizosomalnego. Na tej podstawie wysunięto hipotezę, że LB powstają przy uszkodzonych lizosomach z niezdegradowanych autofagosomów, pochłaniając je zwiększają swoje rozmiary, tym samym poważnie uszkodzając sąsiadujące organelle i komórki powodując neurodegenerację [21]. Dodatkowych dowodów na udział lizosomów w rozwoju PD dostarczają badania post mortem mózgów pacjentów z PD, które wykazały w neuronach zmniejszenie liczby lizosomów, obniżenie ekspresji białek lizosomalnych (katepsyna D, LAMP-1, LAMP-2a, Hsc70) oraz akumulację niezdegradowanych AP. Podobne zmiany neuropatologiczne zaobserwowano także na modelach zwierzęcych PD zarówno genetycznych, jak i po podaniu toksyny mitochondrialnej 1-metylo-4-fenylo-1,2,3,6-tetrahydropirydyny (MPTP) [21,96].
Lizosomy są miejscem degradacji ASN, gdzie dociera w wyniku CMA lub endocytozy [85]. Jednak zmutowana lub potranslacyjnie zmodyfikowana ASN blokuje proces CMA zapobiegając swojej proteolizie, jednocześnie uniemożliwiając degradację pozostałych substratów [8]. Toksyczna ASN zaburza transport elektronów w I kompleksie mitochondrialnym generującym duże ilości ROS, które indukują LMP. Uwalniane do cytoplazmy katepsyny aktywują apoptozę neuronów [96]. Ponadto uszkodzone lizosomy upośledzają proces autofagii indukowany w odpowiedzi na wzrost stężenia patologicznej ASN. Obecność licznych AP jest skutkiem zaburzenia dojrzewania autofagolizosomów [85]. Wolnorodnikowe uszkodzenie lizosomów uruchamia LCD i proces neurodegeneracji niezależnie od ASN, jako naturalne następstwo starzenia się tkanki nerwowej [8]. Wykazano, że wolnorodnikowe uszkodzenia błony lizosomalnej w neuronach dopaminergicznych są identyczne jak w komórkach hipokampa. Destabilizacja błony lizosomu jest wynikiem karbonylacji Hsp70.1 nawet w tym samym regionie co w AD czyli Arg469 [65].
Rolę lizosomów w patogenezie PD potwierdza to, że chorzy na niektóre postacie rodzinnej choroby Parkinsona posiadają mutacje w genach kodujących białka lizosomalne. Dotychczas zbadano dwa geny, które mają istotny udział w rozwoju mniej typowych postaci parkinsonizmu. Pierwsza mutacja dotyczy genu kodującego GBA – enzymu rozkładającego glukozyloceramid. Niedobory aktywności tego białka są podłożem także innego schorzenia, należącej do LSDs – choroby Gauchera (GD). Jednak GD jest dziedziczona w sposób autosomalny recesywny, natomiast w parkinsonizmie związanym z mutacją w genie GBA jest dziedziczenie autosomalne dominujące. Oznacza to, że parkinsonizm rozwija się jedynie u heterozygot (GD natomiast u homozygot) względem zmutowanego GBA. Posiadanie jednego zmutowanego allelu GBA jest istotnym czynnikiem ryzyka PD i otępienia z ciałami Lewy’ego [21]. Mutacje w genie GBA mają wpływ na proces akumulacji ASN, gdyż zaburzają funkcję lizosomów. Ponadto GBA został zidentyfikowany jako składnik LB. Badania przeprowadzone przez Mazzulli i wsp. [58] na mysich neuronach korowych i ludzkich neuronach otrzymanych z indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych (iPSC) wykazały, że interakcje GBA-ASN mają charakter dodatniego sprzężenia zwrotnego. Nierozłożony glukozyloceramid odkłada się wewnątrz lizosomów, powodując ich uszkodzenie i utratę funkcji proteolitycznych. W związku z tym dochodzi do nagromadzenia ASN, która obniża poziom aktywnego GBA przez upośledzenie jego transportu z ER/AG do lizosomów, zwiększając akumulację ASN [58].
Drugą mutacją dotycząca białek lizosomalnych związaną z patogenezą PD jest mutacja w genie ATP13A2 dziedziczona w sposób autosomalny recesywny [85]. Mutacja ATP13A2 jest charakterystyczna dla postaci parkinsonizmu podatnego na leczenie lewodopą znanego jako zespół Kufor-Rakeb (KRS). Gen ATP13A2 koduje lizosomalną ATP-azę, pełniącą bardzo ważne funkcje w utrzymaniu integralności lizosomu i zapewnieniu w jego wnętrzu kwaśnego środowiska optymalnego do aktywności hydrolaz. Ponadto działa neuroprotekcyjnie przeciwko różnym stresorom, tj.: dysfunkcjom I kompleksu mitochondrialnego czy stresowi oksydacyjnemu [104]. Badania przeprowadzone na fibroblastach pobranych od pacjentów z KRS oraz na liniach komórkowych z wyłączonym ATP13A2 wykazały występowanie dysfunkcji lizosomów charakteryzujących się destabilizacją ich błony, spadkiem kwasowości wnętrza lizosomu, obniżeniem aktywności hydrolaz i osłabieniem ALP wywołującym akumulację niezdegradowanych AP. Badane komórki wykazywały też znaczną ekspresję ASN, która wzmagała procesy śmierci neuronów [21].
Badania mechanistyczne przeprowadzone przez Vila i wsp. [96] na myszach traktowanych MPTP nie pozostawiają wątpliwości, że śmierć neuronów dopaminergicznych części zbitej istoty czarnej w PD jest poprzedzona dysfunkcją lizosomów, która jest przyczyną zaburzenia procesu autofagii. W celu weryfikacji słuszności hipotezy badacze przeprowadzili test sprawdzający, reaktywując ALP przez podanie rapamycyny. Skutkiem był wyraźny wzrost liczny funkcjonalnych lizosomów, obniżenie stopnia akumulacji AP i osłabienie procesów neurodegeneracyjnych [69,96].
Lizosomalne choroby spichrzeniowe
Lizosomalne choroby spichrzeniowe (LSDs) należą do wrodzonych zaburzeń metabolizmu, dziedziczonych autosomalnie recesywnie (z wyjątkiem choroby Danona, Fabry’ego i mukopolisacharydozy II, których dziedziczenie jest sprzężone z chromosomem X). LSDs są heterogenną grupą około 60 chorób, których wspólną cechą jest gromadzenie niezdegradowanych substancji wewnątrz lizosomów, natomiast zróżnicowaną pod względem zmutowanego genu kodującego, spichrzanej substancji oraz swoistości tkankowej [73]. Rodzaj spichrzanego materiału jest głównym kryterium diagnostycznym LSDs. Na tej podstawie wyróżniono następujące grupy chorób LSDs: mukopolisacharydozy związane z zaburzoną hydrolizą glikozozaminoglikanów (GAGs), oligosacharydozy, u podłoża których leżą niedobory enzymów rozkładających grupy cukrowe w łańcuchach bocznych glikoprotein, mukolipidozy spowodowane mnogimi niedoborami enzymów lizosomalnych oraz sfingolipidozy spowodowane zaburzeniem metabolizmu sfingolipidów [78]. Sfingolipidy w układzie nerwowym pełnią szczególne funkcje tworząc budulec zarówno istoty białej (galaktocerebrozyd, sulfatydy i sfingomielina są głównymi składnikami osłonki mielinowej), jak i szarej (neuryty są bogatym źródłem gangliozydów). Wewnątrzlizosomalna akumulacja niezdegradowanych lipidów w komórkach nerwowych tworzy podłoże neurodegradacji prowadzącej do poważnych zaburzeń neurologicznych i śmierci w młodym wieku. Większość LSDs jest spowodowana niedoborem aktywności enzymatycznej kwaśnych hydrolaz [53]. Pozostałe natomiast są związane z mutacjami białek błony lizosomalnej:
- białek enzymatycznych, tj. H+ -ATPaza lub
- nieenzymatycznych białek integralnych błony odpowiedzialnych za prawidłowe funkcjonowanie lizosomów.
Zróżnicowanie pod względem czynnika etiopatologicznego LSDs występuje nawet w obrębie poszczególnych grup tych schorzeń [78].
Przykładem sfingolipidozy jest choroba Niemanna-Picka typu A (NPA) spowodowana odkładaniem się sfingomieliny i cholesterolu w komórkach nerwowych i makrofagach [100]. Podłożem choroby jest mutacja w genie SMPD1 kodującym ASM [44]. Wewnątrz lizosomów spichrzanie lipidów stanowiących główny składnik błony komórkowej i osłonki mielinowej powoduje poważne uszkodzenia dużych komórek mających rozgałęzione drzewko dendrytyczne i rozległą błonę komórkową. Z tego względu najbardziej podatne na degradację są komórki Purkinjego [99].
Choroba Niemanna–Picka typu C (NPC), w odróżnieniu od NPA, jest spowodowana zaburzeniem wewnątrzkomórkowego transportu endogennego cholesterolu [64]. Podłożem NPC są mutacje w genach kodujących białka NPC1 i NPC2 biorące udział w transporcie cholesterolu [64,107]. Gen NPC1 koduje błonowy transporter cholesterolu, a produktem genu NPC2 jest rozpuszczalne lizosomalne białko wiążące cholesterol [23,73]. Większość przypadków NPC jest związana z deficytem NPC1. Dotychczas zdiagnozowano prawie 20 przypadków mutacji NPC2. Niezależnie od umiejscowienia mutacji obraz kliniczny jest taki sam, co świadczy o tym, że produkty obu genów są niezbędne do prawidłowego metabolizmu lipidów. Białko NPC1 uczestniczy w procesie fuzji autofagosomów z lizosomami, natomiast NPC2 bierze udział w odwrotnym do fuzji procesie zwanym fragmentacją prowadzącym do resyntezy lizosomów. Odzyskiwane z endolizosomów lizosomy łączą się z kolejnymi autofagosomami w celu degradacji ich zawartości [31]. Mutacje genu NPC1 uniemożliwiają degradację zgromadzonego materiału, a mutacje genu NPC2 upośledzają resyntezę nowych lizosomów [23,73]. W transporcie cholesterolu uczestniczą oba białka NPC. NPC2 umiejscowiony w świetle endosomu wiąże wolny cholesterol (FC) i transportuje go do transbłonowego NPC1, który kieruje FC do miejsc docelowych [48]. Mutacja jednego z genów zaburza transport cholesterolu, czego następstwem jest odkładanie się niezestryfikowanego cholesterolu wewnątrz lizosomów i endosomów [95]. W systemie endosomalno-lizosomalnym gromadzą się także inne lipidy, tj.: BMP, sfingomielina, glikosfingolipidy i sfingozyna. Gromadzący się wewnątrz lizosomów i późnych endosomów cholesterol zaburza transport białek między tymi przedziałami, co również wpływa na dysregulację procesów komórkowych [107]. Ponadto spichrzający się wewnątrz lizosomu materiał ma negatywny wpływ na aktywność proteolityczną lizosomów, a jednocześnie indukuje proces autofagii. Paradoksalnie aktywacja proprzeżyciowego szlaku jest główną przyczyną szybkiego rozwoju NPC. Syntetyzowane AP odkładają się wewnątrz neuronów wraz z dojrzałymi AL, co świadczy o zaburzeniu ostatniego etapu autofagii z powodu redukcji aktywności hydrolitycznej lizosomów [27]. Zaburzenia autofagii są procesem wtórnym do pierwotnych mutacji w genie NPC [73].
Mutacje genów NPC1 i NPC2 biorą także udział w patogenezie chorób neurodegeneracyjnych związanych z procesami starzenia, tj. PD, zwyrodnieniem płatów czołowych i skroniowych oraz postępującym porażeniem nadjądrowym [106]. Neurony osób chorych na NPC wykazują zmiany typowe dla AD, tj.: NFT, dysfunkcje systemu lizosomalnego oraz endosomy obładowane APP i Aβ. W obu patologiach, śmierć neuronów jest związana z zaburzeniem endosomalno-lizosomalnego szlaku transportu cholesterolu [62].
Obecnie uważa się, że śmierć neuronów w LSDs nie jest bezpośrednią przyczyną deficytów aktywności białek lizosomalnych, lecz skutkiem zaburzenia procesu autofagii w wyniku spichrzania lizosomalnego [78]. Gromadzące się wewnątrz lizosomów, niezdegradowane lipidy zaburzają funkcję lizosomów, co uniemożliwia fuzję tych organelli z autofagosomami. Upośledzenie dojrzewania AL zaburza degradację patologicznych białek i uszkodzonych mitochondriów, a to prowadzi do wewnątrzkomórkowej akumulacji niezdegradowanego materiału i śmierci neuronów [53]. Obserwowana w LSDs wakuolizacja cytoplazmy i obecność toksycznych agregatów białkowych wskazuje na duże podobieństwo tych chorób do postępujących neurodegeneracji wieku podeszłego. Ze względu na to, że zaburzenia autofagii stanowią wspólny element patomechanizmu przewlekłych neurodegeneracji i LSDs, mimo wielu różnic, zostały zaliczone do chorób spowodowanych zaburzeniem autofagii (autophagic disorders) [78].
Podsumowanie
Liczne dane literaturowe wskazują na udział lizosomów w procesach neurodegeneracyjnych zarówno tych związanych z procesami starzenia się OUN, jak i tych o pod- łożu genetycznym. Dysfunkcje lizosomów prowadzą do wakuolizacji neuronów obserwowanej w licznych NDs, a uwalniane z lizosomów katepsyny indukują szlak śmierci komórki zwany lizosomalną śmiercią komórki, która jest główną przyczyną gwałtownej utraty neuronów w regionach charakterystycznych dla danej choroby. Uważa się, że poznanie mechanizmów zapobiegających uszkodzeniu lizosomów umożliwi opracowanie skutecznych metod terapeutycznych w leczeniu pacjentów z chorobami neurodegeneracyjnymi.
Autorki deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.
Przypisy
- 1. Aits S., Jäättelä M.: Lysosomal cell death at a glance. J. Cell Sci.,2013; 126: 1905-1912
Google Scholar - 2. Alberdi E., Sánchez-Gómez M.V., Cavaliere F., Pérez-Samartín A.,Zugaza J.L., Trullas R., Domercq M., Matute C.: Amyloid beta oligomersinduce Ca2+ dysregulation and neuronal death through activationof ionotropic glutamate receptors. Cell Calcium, 2010; 47: 264-272
Google Scholar - 3. Appelqvist H.: Lysosomal membrane stability and cathepsins incell death. Linköping University Medical Dissertations No. 1325, 2012
Google Scholar - 4. Araújo I.M., Carreira B.P., Carvalho C.M., Carvalho A.P.: Calpainsand delayed calcium deregulation in excitotoxicity. Neurochem.Res., 2010; 35: 1966-1969
Google Scholar - 5. Benes P., Vetvicka V., Fusek M.: Cathepsin D – many functionsof one aspartic protease. Crit. Rev. Oncol. Hematol., 2008; 68: 12-28
Google Scholar - 6. Bezprozvanny I.B.: Calcium signaling and neurodegeneration.Acta Naturae, 2010, 2, 72-82
Google Scholar - 7. Bezprozvanny I., Mattson M.P.: Neuronal calcium mishandlingand the pathogenesis of Alzheimer’s disease. Trends Neurosci., 2008;31: 454-463
Google Scholar - 8. Bourdenx M., Bezard E., Dehay B.: Lysosomes and α-synucleinform a dangerous duet leading to neuronal cell death. Front Neuroanat.,2014; 8: 83
Google Scholar - 9. Boya P., Kroemer G.: Lysosomal membrane permeabilization incell death. Oncogene, 2008; 27: 6434-6451
Google Scholar - 10. Bradley M.A., Xiong-Fister S., Markesbery W.R., Lovell M.A.: Elevated4-hydroxyhexenal in Alzheimer’s disease (AD) progression.Neurobiol. Aging, 2012; 33: 1034-1044
Google Scholar - 11. Brunk U.T., Svensson I.: Oxidative stress, growth factor starvationand Fas activation may all cause apoptosis through lysosomalleak. Redox Rep., 1999; 4: 3-11
Google Scholar - 12. Camins A., Verdaguer E., Folch J., Pallàs M.: Involvement ofcalpain activation in neurodegenerative processes. CNS Drug Rev.,2006; 12: 135-148
Google Scholar - 13. Cheung Z.H., Ip N.Y.: Autophagy deregulation in neurodegenerativediseases – recent advances and future perspectives. J. Neurochem.,2011; 118: 317-325
Google Scholar - 14. Chiappori F., Merelli I., Colombo G., Milanesi L., Morra G.: Molecular mechanism of allosteric communication in Hsp70 revealed by molecular dynamics simulations. PLoS Comput. Biol., 2012; 8:e1002844
Google Scholar - 15. Chwastek J., Jantas D., Lasoń W.: Znaczenie kinazy ATM w procesachneurodegeneracyjnych. Post. Biochemii, 2014; 60: 313-322
Google Scholar - 16. Ciehanover A., Kwon Y.T.: Degradation of misfolded proteins inneurodegenerative diseases: therapeutic targets and strategies. Exp.Mol. Med., 2015; 47: e147
Google Scholar - 17. Coen K., Flannagan R.S., Baron S., Carraro-Lacroix L.R., WangD., Vermeire W., Michiels C., Munck S., Baert V., Sugita S., WuytackF., Hiesinger P.R., Grinstein S., Annaert W.: Lysosomal calcium homeostasisdefects, not proton pump defects, cause endo-lysosomaldysfunction in PSEN-deficient cells. J. Cell Biol., 2012; 198: 23-35
Google Scholar - 18. Cuervo A.M., Wong E.: Chaperone-mediated autophagy: rolesin disease and aging. Cell Res., 2014; 24: 92-104
Google Scholar - 19. Dalle-Donne I., Rossi R., Giustarini D., Milzani A., Colombo R.:Protein carbonyl groups as biomarkers of oxidative stress. Clin.Chim. Acta, 2003; 329: 23-38
Google Scholar - 20. da Silva K.P., Borges J.C.: The molecular chaperone Hsp70 familymembers function by a bidirectional heterotrophic allostericmechanism. Protein Pept. Lett., 2011; 18: 132-142
Google Scholar - 21. Dehay B., Bové J., Rodríguez-Muela N., Perier C., Recasens A.,Boya P., Vila M.: Pathogenic lysosomal depletion in Parkinson’s disease.J. Neurosci., 2010; 30: 12535-12544
Google Scholar - 22. Dereń-Wagemann I., Kiełbiński M., Kuliczkowski K.: Autofagia –proces o dwóch obliczach. Acta Haematol. Polonica, 2013; 44: 383-391
Google Scholar - 23. Dixit S.S., Jadot M., Sohar I., Sleat D.E., Stock A.M., Lobel P.:Loss of Niemann-Pick C1 or C2 protein results in similar biochemicalchanges suggesting that these proteins function in a commonlysosomal pathway. PLoS One, 2011; 6: e23677
Google Scholar - 24. Doborek Ł, Thor P.: Glutamate NMDA receptors in pathophysiologyand pharmacotherapy of selected nervous system diseases.Postępy Hig. Med. Dośw., 2011; 65: 338-346
Google Scholar - 25. Dong X.X., Wang Y., Qin Z.H.: Molecular mechanisms of excitotoxicityand their relevance to pathogenesis of neurodegenerativediseases. Acta Pharmacol. Sin., 2009; 30: 379-387
Google Scholar - 26. Droga-Mazovec G., Bojic L., Petelin A., Ivanova S., Romih R.,Repnik U., Salvesen G.S., Stoka V., Turk V., Turk B.: Cysteine cathepsinstrigger caspase-dependent cell death through cleavage ofbid and antiapoptotic Bcl-2 homologues. J. Biol. Chem., 2008; 283:19140-19150
Google Scholar - 27. Elrick M.J., Lieberman A.P.: Autophagic dysfunction in a lysosomalstorage disorder due to impaired proteolysis. Autophagy,2013; 9: 234-235
Google Scholar - 28. Ferreira A., Bigio E.H.: Calpain-mediated tau cleavage: a mechanismleading to neurodegeneration shared by multiple tauopathies.Mol. Med., 2011; 17: 676-685
Google Scholar - 29. Foran E., Trotti D.: Glutamate transporters and the excitotoxicpath to motor neuron degeneration in amyotrophic lateral sclerosis.Antioxid. Redox Signal., 2009; 11: 1587-1602
Google Scholar - 30. García-Arencibia M., Hochfeld W.E., Toh P.P., Rubinsztein D.C.:Autophagy, a guardian against neurodegeneration. Semin. Cell Dev.Biol., 2010; 21: 691-698
Google Scholar - 31. Goldman S.D., Krise J.P.: Niemann-Pick C1 functions independentlyof Niemann-Pick C2 in the initial stage of retrograde transportof membrane-impermeable lysosomal cargo. J. Biol. Chem.,2010; 285: 4983-4994
Google Scholar - 32. Gregersen N., Bross P.: Protein misfolding and cellular stress:an overview. Methods Mol. Biol., 2010; 648: 3-23
Google Scholar - 33. Guicciardi M.E., Leist M., Gores G.J.: Lysosomes in cell death.Oncogene, 2004; 23: 2881-2890
Google Scholar - 34. Hamer I., Van Beersel G., Arnould T., Jadot M.: Lipids and lysosomes.Curr. Drug Metab., 2012; 13: 1371-1387
Google Scholar - 35. Hook V., Funkelstein L., Wegrzyn J., Bark S., Kindy M., Hook G.:Cysteine cathepsins in the secretory vesicle produce active peptides:cathepsin L generates peptide neurotransmitters and cathepsin Bproduces beta-amyloid of Alzheimer’s disease. Biochim. Biophys.Acta, 2012; 1824: 89-104
Google Scholar - 36. Hullin-Matsuda F., Luquain-Costaz C., Bouvier J., Delton-VandenbrouckeI.: Bis(monoacylglycero)phosphate, a peculiar phospholipidto control the fate of cholesterol: Implications in pathology. ProstaglandinsLeukot. Essent. Fatty Acids, 2009; 81: 313-324
Google Scholar - 37. Ittner L.M., Ke Y.D., Delerue F., Bi M., Gladbach A., van Eersel J.,Wölfing H., Chieng B.C., Christie M.J., Napier I.A., Eckert A., StaufenbielM., Hardeman E., Gotz J.: Dendritic function of tau mediatesamyloid-beta toxicity in Alzheimer’s disease mouse models. Cell,2010; 142: 387-397
Google Scholar - 38. Johansson A.C., Appelqvist H., Nilsson C., Kågedal K., Roberg K.,Ollinger K.: Regulation of apoptosis-associated lysosomal membranepermeabilization. Apoptosis, 2010; 15: 527-540
Google Scholar - 39. Kalia L.V., Kalia S.K., Salter M.W.: NMDA receptors in clinicalneurology: excitatory times ahead. Lancet Neurol., 2008; 7: 742-755
Google Scholar - 40. Karpińska A., Gromadzka G.: Stres oksydacyjny i naturalne mechanizmyantyoksydacyjne – znaczenie w procesie neurodegeneracji.Od mechanizmów molekularnych do strategii terapeutycznych.Postępy Hig. Med. Dośw., 2013; 67: 43-53
Google Scholar - 41. Kaushik S., Cuervo A.M.: Chaperone-mediated autophagy:a unique way to enter the lysosome world. Trends Cell Biol., 2012,22: 407-417
Google Scholar - 42. Kazula A., Kazula E.: Stymulacja aktywności białek szoku cieplnegojako nowy kierunek terapii. Farm.. Pol., 2009; 65: 697-706
Google Scholar - 43. Kim K., Lee S.G., Kegelman T.P., Su Z.Z., Das S.K., Dash R., DasguptaS., Barral P.M., Hedvat M., Diaz P., Reed J.C., Stebbins J.L., PellecchiaM., Sarkar D., Fisher P.B.: Role of excitatory amino acid transporter-2(EAAT2) and glutamate in neurodegeneration: opportunities for developingnovel therapeutics. J. Cell. Physiol., 2011; 226: 2484-2493
Google Scholar - 44. Kirkegaard T., Roth A.G., Petersen N.H., Mahalka A.K., OlsenO.D., Moilanen I., Zylicz A., Knudsen J., Sandhoff K., Arenz C., KinnunenP.K., Nylandsted J., Jäättelä M.: Hsp70 stabilizes lysosomesand reverts Niemann-Pick disease-associated lysosomal pathology.Nature, 2010; 463: 549-553
Google Scholar - 45. Kon M., Cuervo A.M.: Chaperone-mediated autophagy in healthand disease. FEBS Lett., 2010; 584: 1399-1404
Google Scholar - 46. Kroemer G., Jäättelä M.: Lysosomes and autophagy in cell deathcontrol. Nat. Rev. Cancer, 2005; 5: 886-897
Google Scholar - 47. Kurz T., Terman A., Gustafsson B., Brunk U.T.: Lysosomes iniron metabolism, ageing and apoptosis. Histochem. Cell Biol., 2008;129: 389-406
Google Scholar - 48. Kwon H.J., Abi-Mosleh L., Wang M.L., Deisenhofer J., GoldsteinJ.L., Brown M.S., Infante R.E.: Structure of N-terminal domain ofNPC1 reveals distinct subdomains for binding and transfer of cholesterol.Cell, 2009; 137: 1213-1224
Google Scholar - 49. Lanneau D., Brunet M., Frisan E., Solary E., Fontenay M, GarridoC.: Heat shock proteins: essential proteins for apoptosis regulation.J. Cell Mol. Med., 2008; 12: 743-761
Google Scholar - 50. Lee J.H., Yu W.H., Kumar A., Lee S., Mohan P.S., Peterhoff C.M.,Wolfe D.M., Martinez-Vicente M., Massey A.C., Sovak G., UchiyamaY., Westaway D., Cuervo A.M., Nixon R.A.: Lysosomal proteolysis andautophagy require presenilin 1 and are disrupted by AlzheimerrelatedPS1 mutations. Cell, 2010; 141: 1146-1158
Google Scholar - 51. Levine B., Kroemer G.: Autophagy in the pathogenesis of disease.Cell, 2008; 132: 27-42
Google Scholar - 52. Liang C.C., Wang C., Peng X., Gan B., Guan J.L.: Neural specific deletion of FIP200 leads to cerebellar degeneration caused byincreased neuronal death and axon degeneration. J. Biol. Chem.,2010; 285: 3499-3509
Google Scholar - 53. Lieberman A.P., Puertollano R., Raben N., Slaugenhaupt S., WalkleyS.U., Ballabio A.: Autophagy in lysosomal storage disorders.Autophagy, 2012; 8: 719-730
Google Scholar - 54. Ling D., Salvaterra P.M.: A central role for autophagy in Alzheimer-typeneurodegeneration. Autophagy, 2009; 5: 738-740
Google Scholar - 55. Lovell M.A., Bradley M.A., Fister S.X.: 4-Hydroxyhexenal (HHE)impairs glutamate transport in astrocyte cultures. J. AlzheimersDis., 2012; 32: 139-146
Google Scholar - 56. Massey A.C., Follenzi A., Kiffin R., Zhang C., Cuervo A.M.: Earlycellular changes after blockage of chaperone-mediated autophagy.Autophagy, 2008; 4: 442-456
Google Scholar - 57. Mattson M.P., Magnus T.: Ageing and neuronal vulnerability.Nat. Rev. Neurosci., 2006; 7: 278-294
Google Scholar - 58. Mazzulli J.R., Xu Y.H., Sun Y., Knight A.L., Mclean P.J., CaldwellG.A., Sidransky E., Grabowski G.A., Krainc D.: Gaucher disease glucocerebrosidaseand α-synuclein form a bidirectional pathogenicloop in synucleinopathies. Cell., 2011; 146: 37-52
Google Scholar - 59. McBrayer M., Nixon R.A.: Lysosome and calcium dysregulationin Alzheimer’s disease: partners in crime. Biochem. Soc. Trans.,2013; 41: 1495-1502
Google Scholar - 60. Melo A., Monteiro L., Lima R.M., Oliveira D.M., Cerqueira M.D.,El-Bachá R.S.: Oxidative stress in neurodegenerative diseases: mechanismsand therapeutic perspectives. Oxid. Med. Cell Longev.,2011; 2011: 467180
Google Scholar - 61. Mizushima N., Levine B., Cuervo A.M., Klionsky D.J.: Autophagyfights disease through cellular self-digestion. Nature, 2008; 451:1069-1075
Google Scholar - 62. Nixon R.A.: Niemann-Pick Type C disease and Alzheimer’s disease:the APP-endosome connection fattens up. Am. J. Pathol., 2004;164: 757-761
Google Scholar - 63. Nixon R.A.: The role of autophagy and neurodegenerative disease.Nat. Med., 2013; 19: 983-997
Google Scholar - 64. Nixon R.A., Yang D.S., Lee J.H.: Neurodegenerative lysosomaldisorders: a continuum from development to late age. Autophagy,2008; 4: 590-599
Google Scholar - 65. Oikawa S., Yamada T., Minohata T., Kobayashi H., Furukawa A.,Tada-Oikawa S., Hiraku Y., Murata M., Kikuchi M., Yamashima T.:Proteomic identification of carbonylated proteins in the monkeyhippocampus after ischemia-reperfusion. Free Radic. Biol. Med.,2009; 46: 1472-1477
Google Scholar - 66. Ong W.Y., Tanaka K., Dawe G.S., Ittner L.M., Farooqui A.A.: Slowexcitotoxicity in Alzheimer’s disease. J. Alzheimers Dis., 2013; 35:643-668
Google Scholar - 67. Orenstein S.J., Cuervo A.M.: Chaperone-mediated autophagy:molecular mechanisms and physiological relevance. Semin. CellDev. Biol., 2010; 21: 719-726
Google Scholar - 68. Osellame L.D., Duchen M.R.: Quality control gone wrong: mitochondria,lysosomal storage disorders and neurodegeneration. Br.J. Pharmacol., 2014; 171: 1958-1972
Google Scholar - 69. Pan T., Kondo S., Le W., Jankovic J.: The role of autophagy–lysosomepathway in neurodegeneration associated with Parkinson’sdisease. Brain, 2008; 131: 1969-1978
Google Scholar - 70. Petersen N.H., Kirkegaard T.: HSP70 and lysosomal storage disorders:novel therapeutic opportunities. Biochem. Soc. Trans., 2010;38: 1479-1483
Google Scholar - 71. Piechota M., Sunderland P.: Starzenie neuronów. Post. Biochemii,2014; 60: 177-186
Google Scholar - 72. Pivtoraiko V.N., Stone S.L., Roth KA, Shacka J.J..: Oxidative stress and autophagy in the regulation of lysosome-dependent neurondeath. Antioxid. Redox Signal., 2009; 11: 481-496
Google Scholar - 73. Platt F.M., Boland B., van der Spoel A.C.: The cell biology of disease:lysosomal storage disorders: the cellular impact of lysosomaldysfunction. J. Cell Biol., 2012; 199: 723-734
Google Scholar - 74. Polewska J.: Autofagia – mechanism molekularny, apoptoza i nowotwory.Postępy Hig. Med. Dośw., 2012; 66: 921-936
Google Scholar - 75. Puyal J., Ginet V., Clarke P.G.: Multiple interacting cell death mechanismsin the mediation of excitotoxicity and ischemic brain damage:a challenge for neuroprotection. Prog. Neurobiol., 2013; 105: 24-48
Google Scholar - 76. Qi R., Sarbeng E.B., Liu Q., Le K.Q., Xu X., Xu H., Yang J., WongJ.L., Vorvis C., Hendrickson W.A., Zhou L., Liu Q.: Allosteric opening ofthe polypeptide-binding site when an Hsp70 binds ATP. Nat. Struct.Mol. Biol., 2013; 20: 900-907
Google Scholar - 77. Qin A.P., Zhang H.L., Qin Z.H.: Mechanisms of lysosomal proteasesparticipating in cerebral ischemia-induced neuronal death.Neurosci. Bull., 2008; 24: 117-123
Google Scholar - 78. Raben N., Shea L., Hill V., Plotz P.: Monitoring autophagy in lysosomalstorage disorders. Methods Enzymol., 2009; 453: 417-449
Google Scholar - 79. Reed T.T.: Lipid peroxidation and neurodegenerative disease.Free Radic. Biol. Med., 2011; 51: 1302-1319
Google Scholar - 80. Respondek M., Buszman E.: Regulation of neurogenesis: factorsaffecting of new neurons formation in adult mammals brain. PostępyHig. Med. Dośw., 2015; 69: 1451-1461
Google Scholar - 81. Saftig P., Schröder B., Blanz J.: Lysosomal membrane proteins:life between acid and neutral conditions. Biochem. Soc. Trans., 2010;38: 1420-1423
Google Scholar - 82. Sahara S., Yamashima T.: Calpain-mediated Hsp70.1 cleavagein hippocampal CA1neuronal death. Biochem. Biophys. Res. Commun.,2010; 393: 806-811
Google Scholar - 83. Salińska E., Danysz W., Łazarewicz J.W.: The role of excitotoxicityin neurodegeneration. Folia Neuropathol., 2005; 43: 322-339
Google Scholar - 84. Schmitt E., Gehrmann M., Brunet M., Multhoff G., Garrido C.:Intracellular and extracellular functions of heat shock proteins:repercussions in cancer therapy. J. Leukoc. Biol., 2007; 81: 15-27
Google Scholar - 85. Schneider L., Zhang J.: Lysosomal function in macromolecularhomeostasis and bioenergetics in Parkinson’s disease. Mol. Neurodegener.,2010; 5: 14
Google Scholar - 86. Schulze H., Kolter T., Sandhoff K.: Principles of lysosomal membranedegradation: cellular topology and biochemistry of lysosomallipid degradation. Biochim. Biophys. Acta, 2009; 1793: 674-683
Google Scholar - 87. Schwake M., Schröder B., Saftig P.: Lysosomal membrane proteinsand their central role in physiology. Traffic., 2013; 14: 739-748
Google Scholar - 88. Son J.H., Shim J.H., Kim K.H., Ha J.Y., Han J.Y.: Neuronal autophagyand neurodegenerative diseases. Exp. Mol. Med., 2012; 44: 89-98
Google Scholar - 89. Sorimachi H., Hata S., Ono Y.: Impact of genetic insights intocalpain biology. J. Biochem., 2011; 150: 23-37
Google Scholar - 90. Stricher F., Macri C., Ruff M., Muller S.: HSPA8/HSC70 chaperoneprotein: Structure, function, and chemical targeting. Autophagy,2013; 9: 1937-1954
Google Scholar - 91. Suzuki K., Hata S., Kawabata Y., Sorimachi H.: Structure, activation,and biology of calpain. Diabetes, 2004; 53: S12-S18
Google Scholar - 92. Tian X., Gala U., Zhang Y., Shang W., Nagarkar Jaiswal S., di RonzaA., Jaiswal M., Yamamoto S., Sandoval H., Duraine L., SardielloM., Sillitoe R.V., Venkatachalam K., Fan H. i wsp.: A voltage-gatedcalcium channel regulates lysosomal fusion with endosomes andautophagosomes and is required for neuronal homeostasis. PLoSBiol., 2015; 13: e1002103
Google Scholar - 93. Turk B., Turk V.: Lysosomes as “suicide bags” in cell death: mythor reality? J. Biol. Chem., 2009; 284: 21783-21787
Google Scholar - 94. Turturici G., Sconzo G., Geraci F.: Hsp70 and its molecular rolein nervous system diseases. Biochem. Res. Int., 2011; 2011: 618127
Google Scholar - 95. Vance J.E., Peake K.B.: Function of the Niemann-Pick type Cproteins and their bypass by cyclodextrin. Curr. Opin. Lipidol., 2011;22: 204-209
Google Scholar - 96. Vila M., Bové J., Dehay B., Rodríguez-Muela N., Boya P.: Lysosomalmembrane permeabilization in Parkinson disease. Autophagy,2011; 7: 98-100
Google Scholar - 97. Vosler P.S., Brennan C.S., Chen J.: Calpain-mediated signalingmechanisms in neuronal injury and neurodegeneration. Mol. Neurobiol.,2008; 38: 78-100
Google Scholar - 98. Wang G., Mao Z.: Chaperone-mediated autophagy: roles in neurodegeneration.Transl. Neurodegener., 2014; 3: 20
Google Scholar - 99. Wolfe D.M., Lee J.H., Kumar A., Lee S., Orenstein S.J., Nixon R.A.:Autophagy failure in Alzheimer’s disease and the role of defectivelysosomal acidification. Eur. J. Neurosci., 2013; 37: 1949-1961
Google Scholar - 100. Yamashima T.: Hsp70.1 and related lysosomal factors for necroticneuronal death. J. Neurochem., 2012; 120: 477-494
Google Scholar - 101. Yamashima T.: Reconsider Alzheimer’s disease by the ‘calpain-cathepsinhypothesis’ – a perspective review. Prog. Neurobiol.,2013; 105: 1-23
Google Scholar - 102. Yamashima T., Mathivanan A., Dazortsava M.Y., Sakai S., KurimotoS., Zhu H., Funaki N., Liang H., Hullin-Matsuda F., KobayashiT., Akatsu H., Takahashi H., Minabe Y.: Calpain-mediated Hsp70.1cleavage in monkey CA1 after ischemia induces similar ‘lysosomalvesiculosis’ to Alzheimer neurons. J. Alzheimers Dis. Parkinsonism,2014; 4: 139
Google Scholar - 103. Yamashima T., Oikawa S.: The role of lysosomal rupture inneuronal death. Prog. Neurobiol., 2009; 89: 343-358
Google Scholar - 104. Yang X., Xu Y.: Mutations in the ATP13A2 gene and Parkinsonism:a preliminary review. Biomed. Res. Int., 2014; 2014: 371256
Google Scholar - 105. Yildiz-Unal A., Korulu S., Karabay A.: Neuroprotective strategiesagainst calpain-mediated neurodegeneration. Neuropsychiatr.Dis. Treat., 2015; 11: 297-310
Google Scholar - 106. Zech M., Nübling G., Castrop F., Jochim A., Schulte E.C., MollenhauerB., Lichtner P., Peters A., Gieger C., Marquardt T., VanierM.T., Latour P., Klünemann H., Trenkwalder C., Diehl-Schmid J. i wsp.:Niemann-Pick C disease gene mutations and age-related neurodegenerativedisorders. PLoS One, 2013; 8: e82879
Google Scholar - 107. Zhang L., Sheng R., Qin Z.: The lysosome and neurodegenerativediseases. Acta Biochim. Biophys. Sin., 2009; 41: 437-445
Google Scholar - 108. Zhang P., Leu J.I., Murphy M.E., George D.L., Marmorstein R.:Crystal structure of the stress-inducible human heat shock protein 70 substrate-binding domain in complex with peptide substrate.PLoS One, 2014; 9: e103518
Google Scholar - 109. Zhao C., Deng W., Gage F.H.: Mechanisms and functional implicationsof adult neurogenesis. Cell, 2008; 132: 645-660
Google Scholar - 110. Zhu H., Yoshimoto T., Yamashima T.: Heat shock protein 70.1(Hsp70.1) affects neuronal cell fate by regulating lysosomal acidsphingomyelinase. J. Biol. Chem., 2014; 289: 27432-27443
Google Scholar