Abstrakt

Bakteriocyny to syntetyzowane rybosomalnie substancje o charakterze peptydowym, które hamują wzrost blisko spokrewnionych gatunków drobnoustrojów, przez liczne mechanizmy działania.Coraz częściej występująca u bakterii patogennych oporność wielolekowa jest jednym z najistotniejszych problemów medycznych ostatnich lat. Naukowcy poszukujący nowoczesnych antybiotyków zwracają uwagę na potencjał kliniczny bakteriocyn wytwarzanych przez bakterie fermentacji mlekowej.Bakteriocyny mają wiele cech wspólnych z konwencjonalnymi antybiotykami, jednak różnią się od nich także w kilku aspektach. Mechanizm działania bakteriobójczego bakteriocyn jest niemal identyczny jak w konwencjonalnych antybiotykach. Charakter genów kodujących bakteriocyny czyni je jednak łatwo podatnymi na zastosowanie metod bioinżynierii, przez co możliwe jest zwiększenie aktywności bakteriocyn oraz modulowanie zakresu działania bójczego. Ponadto, często bardzo ograniczony zakres skuteczności antybiotycznej polegający na hamowaniu wzrostu jedynie określonego gatunku, może chronić naturalną mikroflorę jelitową w czasie terapii.Bakteriocyny wytwarzane przez bakterie fermentacji mlekowej są jedną z najbardziej przebadanych grup substancji o charakterze przeciwdrobnoustrojowym, jednak prace nad ich wykorzystaniem terapeutycznym są nadal w toku. Badania naukowe obejmują wskazanie najbardziej podatnych drobnoustrojów docelowych, ale także opracowanie najskuteczniejszych kombinacji substancji czynnych, ich stężenia i czasu terapii. Innym nurtem są badania nad możliwościami ich wykorzystania do przedłużania trwałości żywności lub w terapii weterynaryjnej. W artykule omówiono bakteriocyny jako potencjalną alternatywę w stosunku do konwencjonalnych antybiotyków na podstawie najnowszych doniesień naukowych.

Wstęp

Obserwowany od kilku lat zdecydowany wzrost oporności na antybiotyki wśród patogennych szczepów drobnoustrojów jest obecnie jednym z największych wyzwań stojących przed środowiskiem lekarskim, akademickim i farmaceutycznym [44]. Bakterie antybiotykooporne zagrażają zdrowiu i życiu ludności, a organizacje, takie jak WHO alarmują, że koszty leczenia zakażeń będą wciąż rosły. Antybiotykooporność bakterii nie jest zjawiskiem nowym, jednak skala problemu pogłębia się. Liczne mikroorganizmy patogenne, które dzięki antybiotykom przestały stanowić śmiertelne zagrożenie, ponownie stają się niebezpieczne. Dodatkowym problemem wydaje się trudność w badaniu i reagowaniu na nowe mechanizmy wykształcania oporności i niespotykane dotychczas tempo przenoszenia genów oporności między szczepami i gatunkami drobnoustrojów [33]. Wielu autorów podkreśla, że najważniejszą przyczyną tego jest niewłaściwe podawanie i nadużywanie antybiotyków przez lekarzy i pacjentów [12,33].

Od kilku lat peptydy o działaniu przeciwbakteryjnym są obiektem badań naukowców opracowujących nowoczesne antybiotyki. Szczególne nadzieje wiąże się z bakteriocynami – peptydami przeciwdrobnoustrojowymi syntetyzowanymi przez bakterie rodzaju Lactobacillus i inne bakterie fermentacji mlekowej (LAB – lactic acid bacteria) [12].

Bakterie fermentacji mlekowej (LAB) i ich metabolity są ogólnie uznawane za bezpieczne (GRAS – Generally Considered As Safe) i są z powodzeniem wykorzystywane w przemyśle spożywczym jako naturalne konserwanty [18,55]. Oczyszczone preparaty bakteriocyn, takie jak: dostępne komercyjnie Nisaplin® (nizyna A), czy ALTA 2341 (pediocyna PA-1) z powodzeniem są stosowane do konserwowania żywności. Wielokrotnie wykazano, że stosowanie naturalnych związków przeciwdrobnoustrojowych, syntetyzowanych przez LAB w zapobieganiu wzrostowi patogenów w żywności jest skuteczne [6,18,48,71].

Bakteriocyny to aktywne przeciwdrobnoustrojowe substancje, o strukturze białkowej, pod wieloma względami przypominające antybiotyki. W tabeli 1 zamieszczono różnice między bakteriocynami, a konwencjonalnymi antybiotykami [8,55].

Tabela 1. Różnice między bakteriocynami a antybiotykami

Opracowanie własne na podstawie [55]

Celem pracy jest zaprezentowanie bakteriocyn jako potencjalnej alternatywy w stosunku do konwencjonalnych antybiotyków na podstawie najnowszych doniesień naukowych dotyczących ich funkcji, mechanizmów działania i badań in vivo.

Klasyfikacja bakteriocyn

Większość bakteriocyn syntetyzowanych przez LAB to małe, kationowe, termostabilne amfifilowe peptydy, których mechanizm działania jest związany z permeabilizacją błony komórkowej. W ciągu ostatnich 30 lat klasyfikacja bakteriocyn zmieniała się i podlegała rewizji w oparciu o wyniki szeroko zakrojonych badań struktury cząsteczek i mechanizmu działania. Zgodnie z aktualnym stanem wiedzy, bakteriocyny bakterii fermentacji mlekowej można podzielić na trzy główne klasy [11] (tabela 2).

Tabela 2. Klasyfikacja bakteriocyn

Opracowanie własne na podstawie [11]

W klasie I zgrupowano lantybiotyki, czyli polipeptydy zawierające charakterystyczne policykliczne aminokwasy tioeterowe, np. lantionina czy metylantionina i nienasycone aminokwasy, tj. dehydroalanina i kwas 2-aminomasłowy [3]. Występowanie nietypowych aminokwasów wynika z potranslacyjnych modyfikacji cząsteczki. Bakteriocyny klasy I wytwarzane przez LAB mają niską masę cząsteczkową (<5 kDa) i dużą oporność termiczną [3,52]. Bazując na podobieństwach strukturalnych, wydzielono w tej klasie dwa typy cząsteczek: A i B. Amfipatyczne, naładowane dodatnio cząsteczki typu A są wydłużone, elastyczne i często przyjmują przestrzenną strukturę przypominającą śrubę. Charakteryzują się niską masą cząsteczkową 2-4 kDa i na ogół działają przez stymulowanie tworzenia się porów oraz przez depolaryzację błony cytoplazmatycznej komórek wrażliwych gatunków docelowych [52]. Najczęściej badacze podają w tym typie przykłady nizyny i laktacyny 3147. Lantybiotyki typu B to struktury kuliste, które działają przez zakłócenie komórkowych reakcji enzymatycznych. Ich masa cząsteczkowa wynosi 2-3 kDa i albo nie zawierają ładunku lub mają ujemny ładunek netto. Niektórzy badacze wyróżniają również w klasie I podklasy saktibiotyków oraz labiryntopeptydów [52].

Bakteriocyny klasy II, to także małe cząsteczki (<10 kDa), względnie trwałe termicznie, niezawierające lantioniny [52]. Są podzielone na cztery główne podklasy. Podklasa IIa obejmuje bakteriocyny pediocynopodobne, szczególnie skuteczne przeciwko bakteriom z rodzaju Listeria. Cząsteczki zgrupowane w tej podklasie charakteryzują się N-końcową konsensusową sekwencją aminokwasową Tyr-Gly-Asn-Gly-Val-Xaa-Cys. Wykazują wysoki stopień homologii (40-60%) [21,46]. Typowe dla procesu syntezy tego typu bakteriocyn jest również występowanie peptydu liderowego, usuwanego w wyniku proteolitycznej obróbki cząsteczki. Podklasa IIb składa się z bakteriocyn dwuskładnikowych, którym do pełnej aktywności jest niezbędne występowanie dwóch oddzielnych peptydów. Oba łańcuchy wykazują działanie synergistyczne i potęgują działanie antymikrobiologiczne, albo też pojedynczo nie wykazują żadnej aktywności przeciwdrobnoustrojowej [52,64]. Do podklasy tej zalicza się najczęściej laktycyny F i G oraz laktokokcyny. W podklasie IIc zgrupowano cząsteczki o strukturze kołowej, znacznie bardziej niż inne oporne na działanie proteaz, wykazujące aktywność antylisteryjną [64]. Podklasa IId zawiera wszystkie inne liniowe bakteriocyny, niemodyfikowane potranslacyjnie [15].

Najmniej poznana klasa III zawiera termolabilne białka o dużej masie cząsteczkowej (> 30 kDa). Należą do niej helvetycyna J wytwarzana przez Lactobacillus helveticus i enterolizyna syntetyzowana przez Enterococcus faecium. Obecnie część badaczy wyklucza tę klasę z grupy bakteriocyn, określając cząsteczki bakteriolizynami [21].

Tabela 3. Mechanizm działania bakteriocyn i antybiotyków konwencjonalnych

Opracowanie własne na podstawie [8]

Mechanizmy przeciwdrobnoustrojowego działania bakteriocyn

Mechanizm działania konwencjonalnych antybiotyków przeważnie jest związany z oddziaływaniem na przebieg co najmniej jednego z pięciu głównych procesów, prowadzonych w komórce wrażliwej [8]. Najczęściej wykazywany przez antybiotyki efekt przeciwdrobnoustrojowy wynika z:

• zakłócenia procesu biosyntezy peptydoglikanu budują- cego ściany komórkowe;
• hamowania biosyntezy białek;
• hamowania biosyntezy kwasu foliowego;
• zaburzenia przebiegu replikacji DNA i transkrypcji w komórce wrażliwej;
• przerywania ciągłości błony komórkowej [8,33].

Aktywność przeciwdrobnoustrojowa bakteriocyn jest związana także ze zdolnością do zakłócania przebiegu wspomnianych procesów. Co więcej, niektóre bakteriocyny wykazują inne mechanizmy działania, czy też korzystają jednocześnie z kilku miejsc docelowych w komórkach wrażliwych. W tabeli 3 zestawiono mechanizmy wykorzystywane przez bakteriocyny i konwencjonalne antybiotyki.

Bakteriocyny mogą hamować wzrost komórek bakterii szczepów blisko spokrewnionych, ale wykazano także, że często dodatkowo powstrzymują rozwój przetrwalników bakteryjnych, a nawet działają fungistatyczne [40,41,69]. Antybiotyki należą do związków chemicznych o znacznie szerszym zakresie działania, co może być związane także z występowaniem licznych działań niepożądanych [44]. Badania nad możliwościami stosowania bakteriocyn w celach klinicznych wymagają dokładnego sprawdzenia potencjalnych działań niepożądanych oraz oszacowania prawdopodobieństwa występowania bakteriocynooporności u szczepów [8]. Bakteriocyny działają wobec czterech, spośród pięciu wyżej wymienionych klinicznie istotnych celów antybiotykowych [44]. Dotychczas nie zaobserwowano bakteriocyn hamujących biosyntezę kwasu foliowego [8].

Uszkadzanie lub hamowanie biosyntezy ściany komórkowej jest jednym z najskuteczniejszych mechanizmów oddziaływania na drobnoustroje chorobotwórcze [50]. Proces syntezy ściany komórkowej jest wysoce konserwatywny u wielu bakterii patogennych, a jednocześnie nie zachodzi w komórkach ssaków. Ponadto, ściana komórkowa jest integralną częścią komórki bakteryjnej, bez której nie może funkcjonować. Pozwala zachować morfologię i integralność, a także umożliwia redukowanie wpływu zmiennego ciśnienia osmotycznego na komórkę. Mechanizm działania β-laktamów opiera się m.in. na blokowaniu syntezy ściany komórkowej [8,45,50]. Obecnie stosowane, konwencjonalne antybiotyki hamują syntezę ściany komórki docelowej na czterech różnych etapach tworzenia peptydoglikanu:

• hamują syntezę lipidu II;
• blokują aktywność nośników cząsteczek lipidu II;
• zatrzymują proces polimeryzacji cząsteczek lipidu II;
• wiążą i blokują miejsca aktywne w białku wiążącym penicylinę (PBP – Penicillin Binding Protein) [33, 36].

Bakteriocyny często oddziałują według wspomnianych mechanizmów. Nizyna A, syntetyzowana przez Lactococcus lactis jest jednym z najbardziej popularnych lantybiotyków. Model działania tej bakteriocyny został dokładnie przebadany i wykazano, że oddziałuje na komórkę wrażliwą na kilka sposobów. Nizyna łączy się z lipidem II, prekursorem peptydoglikanu budującego ścianę komórkową. Ponadto cząsteczki nizyny ułożone w „jednostkach permeabilizujących” powodują wykształcenie się porów w błonie komórkowej, co prowadzi do śmierci komórki wrażliwej (ryc.1). W wysokich stężeniach bakteriocyny, działanie antybakteryjne może być podzielone na dwa etapy, z których pierwszy jest bakteriostatyczny a drugi bakteriobójczy [26,33,45]. Wykazano także, że nizyna może działać jako czynnik lityczny [58]. Natomiast trójpierścieniowy lantybiotyk – laktycyna 481, który zawiera motyw wiążący lipid II, działa głównie przez hamowanie syntezy peptydoglikanu katalizowanej przez PBP [9].

Ryc. 1.

Permeabilizacja błony komórkowej i wypływ niskocząsteczkowych substancji z komórki bakteryjnej wywołany działaniem nizyny; CM – błona komórkowa, CW – ściana komórkowa (opracowanie własne na podstawie [16])

Od kilku dekad β-laktamy są jednymi z najpopularniejszych i najczęściej stosowanych antybiotyków, przez co drobnoustroje patogenne miały możliwość wykształcenia licznych mechanizmów oporności na ich działanie [26]. Obserwowany w ostatnich latach spadek ich skuteczności w leczeniu zakażeń szpitalnych potęguje potrzebę wskazania skutecznej terapii alternatywnej [8]. Oporność patogenów na β-laktamy może być wynikiem syntezy enzymów degradujących, tj. penicylinazy i karbapenemazy [26]. Badacze wskazują na duży potencjał bakteriocyn, zwłaszcza lantybiotykowych, w hamowaniu tego niekorzystnego zjawiska. Jednocześnie należy podkreślić, że odnotowano także występowanie lantybiotykooporności u drobnoustrojów oraz wykształcanie się jej, szczególnie u bakterii narażonych na ich działanie w stężeniach subletalnych przez dłuższy czas [4,34,37].

Nie wszystkie bakteriocyny, powodujące permeabilizację błony komórkowej, wykorzystują jako miejsce wiązania lipid II [17]. W komórkach Listeria monocytogenes zidentyfikowano miejsce wiązania wielu bakteriocyn z podklasy IIa. Początkowo, α-helikalne fragmenty cząsteczek bakteriocyny wiążą się elektrostatycznie z powierzchnią błony, za pośrednictwem receptora błonowego, którym najprawdopodobniej są elementy systemu fosfotransferazy mannozy (man-PTS – mannose phosphotrasferase system) (ryc. 2). Następnie, hydrofobowe fragmenty w obrębie C-końcowej części cząsteczki bakteriocyny oddziałują z łańcuchami fosfolipidów w błonie komórkowej. N-końcowy fragment bakteriocyny oddziałuje nieswoiście z powierzchnią błony. Ponieważ układ dąży do uzyskania możliwie korzystnego potencjału energetycznego, niepolarne części peptydu zostają skierowane do wnętrza błony. Oddziaływania hydrofobowe między C-końcową częścią cząsteczki a łańcuchami lipidowymi fosfolipidów błony sprawiają, że błona komórkowa traci ciągłość i powstają pory, przez które wypływają niskocząsteczkowe składniki komórki. Wypływ jonów zaburza siłę protonomotoryczną (gradientu pH po obu stronach błony lub potencjału membranowego), co blokuje syntezę ATP. Letalne działanie bakteriocyn pediocynopodobnych jest spowodowane głównie przez zakłócenie równowagi jonowej i wypływ z komórki nieorganicznych fosforanów [22,23,24,47].

Ryc. 2

Permeabilizacja błony komórkowej i wypływ niskocząsteczkowych substancji z komórki bakteryjnej wywołany działaniem mesenterycyny Y105; CM – błona komórkowa, CW – ściana komórkowa (opracowanie własne na podstawie [16])

Fosfotransferaza mannozy jest złożonym enzymem odpowiadającym za wychwyt glukozy i jej fosforylację, szczególnie istotnym u bakterii z typu Firmicutes [72]. Każdy kompleks man-PTS składa się z czterech podjednostek – IIC i IID umieszczonych w poprzek błony komórkowej oraz IIA i IIB, zazwyczaj występujących jako pojedyncze białka cytoplazmatyczne, wykazujące zdolność do odwracalnego przyłączania się synergicznie do podjednostek błonowych [32].

Wykazano, że w proces wiązania (bakteriocyn) pediocynopodobnych bakteriocyn do błony komórkowej są zaangażowane podjednostki IIC i IID, a podjednostki cytoplazmatyczne nie uczestniczą w nim. Sugeruje się, że w większości bakteriocyn z tej grupy bezpośrednim miejscem wiązania bakteriocyny jest swoisty region około 40 aminokwasów w podjednostce IIC, jednak, prawdopodobnie laktokokcyna A, należąca do podklasy IIc, oddziałuje bezpośrednio z oboma podjednostkami – IIC i IID [32].

Wykazano, że mutanty L. monocytogenes wrażliwych na mesenterycynę Y105 miały nieaktywny gen rpoN, który jest niezbędny do ekspresji operonu systemu fosfotransferazy mannozy (phosphotransferase system – PTS) [14,27]. Ponadto, sklonowanie genów kodujących man-PTS do genomu niewrażliwych na bakteriocyny pediocynopodobne szczepy Lactobacillus lactis, czyniło je wrażliwymi na enterocynę A, pediocynę PA-1 oraz leukocynę A [61]. Pozbawienie bakterii L. monocytogenes podjednostki IIAB, wchodzącej w skład PTS mannozy czyniło je opornymi na działanie leukocyny A [60].

Wykazano także, że aktywność bakteriocyny zależy także od chiralności cząsteczki. Enancjomer D-leukocyny A jest aktywny przeciwko mniejszej liczbie szczepów niż postać L-leukocyny A [61]. Przypuszczalnie jedna z podjednostek systemu man-PTS ma właściwości chiralne [32]. Sugeruje się, że wrażliwość L. monocytogenes na działanie bakteriocyn z podklasy IIa może być regulowana pośrednio przez stopień ekspresji σ54- zależnej permeazy PTS, którą można indukować zwiększając w pożywce zawartość glukozy lub mannozy, co obserwowano na przykładzie mesenterycyny Y105 [60].

W razie nabycia przez bakterię oporności na działanie danej bakteriocyny z podklasy IIa, np. przez sklonowanie genu oporności, bakteriocyna tworzy z podjednostkami mannozowego PTS bardzo silny kompleks, który można wyizolować. Wówczas podjednostki IIAB, IIC i IID wiążą się z cząsteczką bakteriocyny, blokując możliwość powstawania porów w błonie i ścianie komórkowej, co zapobiega efektowi letalnemu opornej cząsteczki. Powstanie silnego kompleksu hamuje również działanie systemu man-PTS, a więc wychwyt cukrów, powodując spowolnienie wzrostu komórek w środowisku zawierającym glukozę lub mannozę, jako jedyne źródło energii [17]. Dalsze badania wykazały, że zastosowanie galaktozy jako źródła energii w pożywce umożliwiało dalszy wzrost bakterii [32,51].

Laktycyna P, wytwarzana przez L. lactis QU 5, tworzy pory w błonie komórki wrażliwej, przez które wyciekają białka. Aktywność bakteriocyny zależy od stopnia nagromadzenia rodników hydroksylowych, jest także znacząco większa w porównaniu do bakterii Gram-dodatnich. Natomiast laktycyna Q wykazuje selektywność w hamowaniu wzrostu bakterii Gram-dodatnich i nie wykazuje żadnej aktywności w stosunku do Gram-ujemnych szczepów wskaźnikowych, co jest związane z fizyko-chemicznymi różnicami w zewnętrznej budowie błony [28].

Jak dotąd zaobserwowano także inne mechanizmy działania bakteriocyn. Związki, których aktywność wynika z oddziaływań innych niż dotychczas stosowanych antybiotyków konwencjonalnych, mogą być szczególnie obiecujące w zwalczaniu drobnoustrojów patogennych. Jednym z nowych mechanizmów jest blokowanie powstawania sept w komórkach wrażliwych [8].

Badania prowadzone z zastosowaniem mikroskopii fluorescencyjnej wykazały, że komórki bakteryjne nie są, jak to długi czas przyjmowano, strukturami nieuporządkowanymi [19]. Zaobserwowano, że komórki mają uporządkowaną organizację, w której białka i ich kompleksy są utrzymywane przez białkowe elementy o charakterze zbliżonym do cytoszkieletu komórek eukariotycznych [65]. Opisano wiele homologów białek cytoszkieletowych występujących w komórkach prokariotycznych, m.in. CreS, odpowiednik filamentów pośrednich, który warunkuje kształt półksiężyca Caulobacter crescentus, MreB, odpowiednik aktyny utrzymujący wydłużony kształt pałeczek oraz FtsZ zastępujący tubulinę, inicjujący powstanie przegrody podziałowej w czasie podziału mitotycznego i MinD kontrolujący położenie tej przegrody, a także ParA odpowiadający za segregację chromosomów po replikacji [39,57]. Bakteryjny odpowiednik tubuliny – białko FtsZ jest celem bakteriocyn działają- cych według nowo poznanego schematu [8].

Przegroda mitotyczna powstaje z warstwy błony komórkowej oraz mukopeptydu w końcowej fazie podziału komórkowego. Stosowanie antybiotyków w trakcie procesu cytokinezy hamuje cykl komórkowy. Zaobserwowano, że dwie bakteriocyny garwicyna A i laktokokcyna 972 hamują powstawanie przegrody mitotycznej [42,43]. Garwicyna A wykazuje wąski zakres aktywności w stosunku do innych szczepów Lactococcus garvieae, podczas gdy laktokokcyna 972 hamuje wzrost wyłącznie blisko spokrewnionych Lactococcus spp. Mechanizm dzia- łania laktokokcyny 972 polega na blokowaniu procesu wpuklania przegrody, co znacząco wydłuża i poszerza komórki [43]. Może się wydawać, że cel bakteriocyny jest podobny do blokowania syntezy ściany komórkowej, laktokokcyna 927 wykorzystuje inny mechanizm oddzia- ływania na komórkę i inne miejsce wiązania. Badacze sugerują, że celem działania bakteriocyn tego typu mogą być białka FtsZ, FtsA i ZipA [8].

Jak dotąd nie zidentyfikowano antybiotyków blokujących białko FtsZ, jednak należy wspomnieć, że potwierdzono hamowanie jego aktywności przez inne niskocząsteczkowe związki przeciwdrobnoustrojowe [8]. Autorzy sugerują, że korzystne może być poszukiwanie innych związków przeciwdrobnoustrojowych działają- cych zgodnie z tym mechanizmem i konieczne są prace bioinżynieryjne mające na celu podniesienie skuteczności tego typu środków przez poszerzenie ich zakresu działania [15,29].

Działanie synergiczne bakteriocyn i konwencjonalnych antybiotyków

W wielu badaniach wykazano, że łączenie bakteriocyn i konwencjonalnych antybiotyków może znacząco zwiększać skuteczność terapii [2]. Dwupeptydowa laktycyna 3147 może działać synergicznie z polimyksyną, podnosząc jej skuteczność w hamowaniu wzrostu Cronobacter spp. i E. coli. Co więcej, cztery plantarycyny – PlnE, PlnF, PlnJ i PlnK wykazują istotną aktywność przeciw Candida spp. Wykazano także, że dwie kombinacje plantarycyn – PlnJ i PlnK oraz PlnE i PlnF są najbardziej skuteczne w hamowaniu wzrostu Candida albicans [66]. Aktywność jest tak duża, że zastosowanie bakteriocyn mogłoby być potencjalnie istotną alternatywą w leczeniu kandydiozy. Podobnie zaobserwowano synergizm działania między laktycyną Q i nizyną. Stosowanie tych bakteriocyn wspólnie pozwala na zniesienie ograniczeń w stosowaniu ich osobno. Mieszanina bakteriocyn zachowuje aktywność w zasadowym pH, w którym nizyna ulega inaktywacji [25].

Możliwości terapii z wykorzystaniem synergicznych oddziaływań między bakteriocynami oraz bakteriocynami i antybiotykami konwencjonalnymi wydają się obiecujące. Liczba możliwych kombinacji jest wprost nieograniczona. Dobór związków może być kierowany np. miejscem wiązania danej bakteriocyny – wykorzystanie wiedzy na temat mechanizmu jej działania może zwiększać skuteczność mieszaniny lub podnosić aktywność czynnika przeciwdrobnoustrojowego. Wykazano, że kombinacja związków wiążących lipid II – nizyny i andramoplaniny była bardzo skuteczna przeciwko 14 z 20 badanych szczepów MRSA (methicillin-resistant Staphylococcus aureus) [49]. Bakteriocyny mogą także obniżać wartości MIC początkowo niewrażliwych drobnoustrojów patogennych, jeśli są łączone z odpowiednim antybiotykiem [20]. Trzeba pamiętać, że działanie bakteriocyna–antybiotyk może być również całkowicie antagonistyczne, przez co zostanie zniesiona ich aktywność przeciwdrobnoustrojowa. Wykazano, że zastosowanie nizyny i chloramfenikolu nie hamowało wzrostu szczepów MRSA [5].

Ograniczenia w zastosowaniu bakteriocyn

Mimo dużego potencjału aplikacyjnego związanego z bakteriocynami, należy pamiętać o pewnych ograniczeniach w wykorzystaniu tych związków zarówno w medycynie, jak i w innych dziedzinach nauki i przemysłu [8]. Najistotniejszym problemem wydaje się oszacowanie zdolności bakterii patogennych do wykształcania oporności na bakteriocyny przy niewłaściwym stosowaniu, podobnie jak konwencjonalnych antybiotyków [45]. Wielu badaczy uważa, że stosowanie nowych związków antymikrobiologicznych może jedynie odroczyć powstanie w pełni opornych szczepów, a nie zrewolucjonizować rynek antybiotyków [8]. Co więcej, terapie synergistyczne (bakteriocyny i antybiotyki konwencjonalne stosowane wspólnie) wprawdzie bardzo skuteczne, mogą być powodem wykształcania szczepów podwójnie opornych. Mimo to, badania prowadzone z wykorzystaniem szczepów LAB wykazały, że wykształcenie oporności na bakteriocynę przeważnie obniża tempo wzrostu komórki w porównaniu do komórek wrażliwych [4]. Obecnie do wyjaśnienia pozostaje możliwość powstawania oporności krzyżowej na kilka klas bakteriocyn w komórkach patogennych [8]. Badań wymaga także ustalenie sposobu podawania bakteriocyn pacjentom – obecnie antybiotyki konwencjonalnie można dostarczać do organizmu doustnie, dożylnie, podskórnie i domięśniowo [2,62]. Podawanie doustnie peptydów o masie cząsteczkowej przewyższającej 3 kDa może być trudne ze względu na utrudnione wchłanianie, cząsteczki poniżej tej masy mogą być łatwo degradowane przez proteazy w układzie trawiennym [2]. Wszystkie te okoliczności, jak również krótki okres półtrwania bakteriocyn w osoczu, wskazują na konieczność zastosowania metod bioinżynierii do modyfikacji właściwości bakteriocyn in vivo. Badania powinny zmierzać do podniesienia wydajności syntezy, ale także poprawy ich stabilności. Należy także przeanalizować działanie związków w środowisku naturalnym [8].

Metody podnoszenia wydajności i stabilności bakteriocyn

Podnoszenie wydajności i stabilności bakteriocyn jest niezbędne ze względu na ich naturalne właściwości. Synteza tych związków jest przeważnie mało wydajna i zależna od swoistych czynników, a stabilność bakteriocyn zależy w dużej mierze od właściwości środowiska, tj. pH, temperatura czy obecności innych związków chemicznych. Bakteriocyny wytwarzane przez bakterie fermentacji mlekowej mogą być poddawane pewnym manipulacjom, mającym na celu poprawę ich cech użytkowych. Dotychczas pozytywne skutki takich działań odnotowano dla nizyny, laktycyny 3147, enterocyny E50-52 i pediocyny PA-1 [8].

Najdokładniej przebadano strukturę cząsteczki oraz mechanizm biosyntezy nizyny. Badania zaowocowały danymi, niezbędnymi do przeprowadzenia licznych modyfikacji w obrębie cząsteczki. Porównanie sekwencji bakteriocyn lantybiotykowych wskazuje na znaczne podobieństwa w obrębie pierwszej połowy peptydu liderowego. Wykazano, że w wielu z tych cząsteczek występuje skrajnie konserwatywna sekwencja F(N/D)LD typowa dla różnych lantybiotyków [53,56]. Wyniki licznych badań wykazują, że sekwencja może być podstawowa dla aktywności bakteriocyn klasy I i w obrębie tej sekwencji wprowadzono najwięcej modyfikacji strukturalnych. Często są modyfikowane pierścienie cząsteczki, stwierdzono, że pewne mutacje D-19A F-18H, F-18M, L-16D, L-16K i L-16A powodują intensyfikację biosyntezy nizyny w komórce [56]. Ponadto, w wyniku losowego usuwania N-końcowych pozycji pierścieni tioestrowych ustalono, że usunięcie pierścienia A zwiększa aktywność, usuwanie pierścieni D i E uniemożliwia permeabilizację błony komórek wrażliwych, natomiast otwarcie pierścienia B całkowicie znosi działanie przeciwbakteryjne [43].

Wytwarzanie bakteriocyn w komórkach bakteryjnych jest często mało wydajne, w związku z czym poszukuje się metod jej intensyfikacji. Wykazano, że wprowadzenie dodatkowych kopii genów inicjujących biosyntezę oraz regulatora LtnR zwiększa wytwarzanie laktycyny 3147 na wysokim poziomie. Wprowadzenie dodatkowych kopii genów strukturalnych, takich jak ltnA1A2, zmniejsza wytwarzanie bakteriocyny [10].

Skuteczność bakteriocyn in vivo

Dotychczasowe prace opisujące możliwości wykorzystania bakteriocyn jako substancji czynnych w produktach leczniczych, obejmowały przede wszystkim stosowanie preparatów zawierających komórki szczepów bakteriocynogennych. Zakładano, że bakterie, wprowadzone w ten sposób do mikrobiomu człowieka, będą syntetyzować bakteriocyny bezpośrednio w przewodzie pokarmowym (in situ). Relatywnie mało prac uwzględniało wykorzystanie oczyszczonych bakteriocyn. Profilaktyczne wykorzystanie szczepów o właściwościach probiotycznych jest obecnie zaakceptowane na świecie i szeroko stosowane. Wykorzystanie oczyszczonych bakteriocyn w infekcji wydaje się bardzo istotne [38]. Właściwości te potwierdzono m.in. na przykładzie pediocyny PA-1 oraz preparatu szczepu Pediococcus acidilactici UL5 (który syntetyzuje bakteriocynę) w organizmach myszy zainfekowanych L. monocytogenes [13].

Istotną cechą części bakteriocyn (m.in. pediocynopodobnych) jest wąski zakres działania. Bakteriocyny z podklasy IIa wykazują bardzo silną selektywną aktywność antagonistyczną w stosunku do drobnoustrojów patogennych m.in. L. monocytogenes, jednocześnie pozostając bez wpływu na mikrobiom korzystny, występujący w organizmie. W badaniach wykazano, że pediocyna PA-1, nie wykazywała aktywności antagonistycznej w stosunku do bifidobakterii, występujących w przewodzie pokarmowym człowieka, w żadnym z testowanych stężeń [31,35]. Wykorzystanie bakteriocyn z klasy – nizyny A i Z, powodowało zahamowanie wzrostu większości Gram-dodatnich szczepów [31,35]. Co więcej, badania in vivo, prowadzone z wykorzystaniem organizmu myszy jako modelu, nie wykazały wpływu pediocyny PA-1 na skład mikroflory jelitowej [35], w przeciwieństwie do klasycznych antybiotyków, tj. penicyliny i tetracykliny, które silnie hamują wzrost pozytywnej mikroflory organizmu [35]. Wykazano także, że nizyna V działa skuteczniej w porównaniu do L. monocytogenes niż nizyna A [7].

Bakteriocyny podawano myszom dożylnie [63] i dożo- łądkowo [13], właściwy wybór metody dawkowania zależy od drobnoustroju wywołującego infekcję oraz od poziomu jej zaawansowania. Dożołądkowe podawanie pediocyny PA-1, w dawce 250 µg dziennie przez 3 dni, obniżało liczbę komórek L. monocytogenes w kale zainfekowanych myszy o 2 log. Obserwowano także zmniejszenie liczby komórek w śledzionie i wątrobie [13,59]. Ciekawą metodę zasugerowali też van Staden i wsp., cząsteczki nizyny F włączono w strukturę cementu kostnego, który wszczepione myszom zahamowały infekcję Staphylococcus aureus [70].

W badaniach Amer i wsp. [1] zaobserwowano również antypasożytnicze działanie bakteriocyn wytwarzanych przez szczepy probiotyczne z rodzaju Lactobacillus – Lb. acidophilus (P106) i Lb. plantarum (P164). Dawka doustna 50 µg/dobę, stosowana przez 5 dni, pozwoliła na znaczne obniżenie liczby Giardia lamblia w jelicie zakażonych myszy. Badania ultrastruktury wykazały, że 5 dawek bakteriocyny wytwarzanej przez Lb. acidophilus spowodowało znaczne zmiany w architekturze komórkowej trofozoitów, przede wszystkim związane z dezorganizacją błony komórkowej oraz składników cytoplazmy [1].

Bakteriocyny mają duży potencjał aplikacyjny, nie tylko jako alternatywa, ale przede wszystkim jako czynnik potęgujący działanie klasycznych antybiotyków. Stosowanie nizyny w połączeniu z konwencjonalnymi antybiotykami było skuteczne przeciwko Salmonella enterica ser. Typhimurium. Kombinacja nizyny ceftriaksonu lub cefotaksymu potęgowało uszkodzenia błony komórkowej opornych szczepów z rodzaju Salmonella spp. [67]. Permeabilizacja błony komórkowej przez antybiotyk β-laktamowy umożliwiała absorpcję nizyny oraz hamowanie syntezy DNA, a w konsekwencji – białek. Wykazano także bezpośrednie działanie immunomodulujące podczas badania na myszach zakażonych Salmonella [68]. Co więcej, stosowanie szczepów probiotycznych oraz oczyszczonych bakteriocyn, które są przez nie wytwarzane, może skutecznie wspomagać leczenie choroby wrzodowej żołądka, wywołanej infekcją Helicobacter pylori, co wykazano w badaniach na myszach [30].

Podsumowanie

Era antybiotyków w walce z infekcjami już się kończy, głównie z powodu narastającej antybiotykooporności szczepów bakterii patogennych. Skutkiem tego jest pilna potrzeba poszukiwania nowych narzędzi i środków terapeutycznych. Bakteriocyny wytwarzane przez bakterie fermentacji mlekowej dają nadzieję, że w przyszłości skutecznie zastąpią antybiotyki. Mimo wielu zalet potrzebne są dalsze prace nad poprawą ich stabilności i wydajności, szczególnie w badaniach in vivo.

---

Autorki deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Przypisy

• 1. Amer E.I., Mossallam S.F., Mahrous H.: Therapeutic enhancementof newly derived bacteriocins against Giardia lamblia. Exp. Parasitol.,2014; 146: 52-63
  Google Scholar
• 2. Arthur T.D., Cavera V.L., Chikindas M.L.: On bacteriocin deliverysystems and potential applications. Future Microbiol., 2014; 9:235-248
  Google Scholar
• 3. Asaduzzaman S.M., Sonomoto K.: Lantibiotics: diverse activitiesand unique modes of action. J. Biosci. Bioeng., 2009; 107: 475-487
  Google Scholar
• 4. Bastos M.C., Coelho M.L., da Silva Santos O.: Resistance to bacteriocinsproduced by Gram-positive bacteria. Microbiology, 2015;161: 683-700
  Google Scholar
• 5. Brumfitt W., Salton M.R., Hamilton-Miller J.M.: Nisin, alone andcombined with peptidoglycan-modulating antibiotics: activity againstmethicillin-resistant Staphylococcus aureus and vancomycin-resistantenterococci. J. Antimicrob. Chemother., 2002; 50: 731-734
  Google Scholar
• 6. Calix-Lara T.F., Rajendran M., Talcott S.T., Smith S.B., Miller R.K.Castillo A., Sturino J.M., Taylor T.M.: Inhibition of Escherichia coliO157:H7 and Salmonella enterica on spinach and identification of antimicrobialsubstances produced by a commercial lactic acid bacteriafood safety intervention. Food Microbiol., 2014; 38: 192-200
  Google Scholar
• 7. Campion A., Casey P.G., Field D., Cotter P.D., Hill C., Ross R.P.: Invivo activity of Nisin A and Nisin V against Listeria monocytogenes inmice. BMC Microbiol., 2013; 13: 23
  Google Scholar
• 8. Cavera V.L., Arthur T.D., Kashtanov D., Chikindas M.L.: Bacteriocinsand their position in the next wave of conventional antibiotics.Int. J. Antimicrob. Agents, 2015; 46: 494-501
  Google Scholar
• 9. Chatterjee C., Patton G.C., Cooper L., Paul M., van der Donk W.A.:Engineering dehydro amino acids and thioethers into peptides usinglacticin 481 synthetase. Chem. Biol., 2006; 13: 1109-1117
  Google Scholar
• 10. Cotter P.D., Draper L.A., Lawton E.M., McAuliffe O., Hill C., RossR.P.: Over production of wild-type and bioengineered derivativesof the lantibiotic lacticin 3147. Appl. Environ. Microbiol., 2006; 72:4492-4496
  Google Scholar
• 11. Cotter P.D., Hill C., Ross R.P.: Bacteriocins: developing innateimmunity for food. Nat. Rev. Microbiol., 2005; 3: 777-788
  Google Scholar
• 12. Cotter P.D., Ross R.P., Hill C.: Bacteriocins – a viable alternativeto antibiotics? Nat. Rev. Microbiol., 2013; 11: 95-105
  Google Scholar
• 13. Dabour N., Zihler A., Kheadr E., Lacroix C., Fliss I.: In vivo studyon the effectiveness of pediocin PA-1 and Pediococcus acidilacticiUL5 at inhibiting Listeria monocytogenes. Int. J. Food Microbiol., 2009;133: 225-233
  Google Scholar
• 14. Dalet K., Cenatiempo Y., Cossart P., Hechard Y.: A σ54-dependentPTS permease of the mannose family is responsible for sensitivityof Listeria monocytogenes to mesentiricin Y105. Microbiology, 2001;147: 3263-3269
  Google Scholar
• 15. Den Blaauwen T., Andreu J.M., Monasterio O.: Bacterial cell division proteins as antibiotic targets. Bioorg. Chem., 2014; 55: 27-38
  Google Scholar
• 16. Dicks L.M., Heunis T.D., van Staden D.A., Brand A., Sutyak Noll K.,Chikindas M.L.: Medical and personal care applications of bacteriocinsproduced by lactic acid bacteria. W: Prokaryotic antimicrobialpeptides: from genes to applications. red.: D. Drider , S. Rebuffat.New York, NY, Springer; 2011; 391-421
  Google Scholar
• 17. Diep D.B., Skaugen M., Salehian Z., Holo H., Nes I.F.: Commonmechanisms of target cell recognition and immunity for class II bacteriocins.Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2007; 104: 2384-2389
  Google Scholar
• 18. Diop M.B., Dubois-Dauphin R., Tine E., Ngom A., Destain J., ThonartP.: Bacteriocin producers from traditional food products. Biotechnol.Agron. Soc. Environ., 2007; 11: 275-281
  Google Scholar
• 19. Donczew M., Ginda K., Zakrzewska-Czerwińska J., JakimowiczD.: Odsłona tajemnic komórki bakteryjnej – zastosowanie nowychtechnik mikroskopii fluorescencyjnej. Postępy Hig. Med. Dośw., 2011;65: 114-123
  Google Scholar
• 20. Draper L.A., Cotter P.D., Hill C., Ross R.P.: The two peptide lantibioticlacticin 3147 acts synergistically with polymyxin to inhibitGram-negative bacteria. BMC Microbiol., 2013; 13: 212
  Google Scholar
• 21. Drider D., Fimland G., Hechard Y., McMullen L.M., Prevost H.:The continuing story of class IIa bacteriocins. Microbiol. Mol. Biol.Rev., 2006; 70: 564-582
  Google Scholar
• 22. Eijsink V.G., Axelsson L., Diep D.B., Havarstein L.S., Holo H., NesI.F.: Production of class II bacteriocins by lactic acid bacteria; anexample of biological warfare and communication. Antonie VanLeeuwenhoek, 2002; 81: 639-654
  Google Scholar
• 23. Ennahar S., Sonomoto K., Ishizaki A.: Class IIa bacteriocins fromlactic acid bacteria: antibacterial activity and food preservation. J.Biosci. Bioeng., 1999; 87: 705-716
  Google Scholar
• 24. Fimland G., Johnsen L., Dalhus B., Nissen-Meyer J.: Pediocin-likeantimicrobial peptides (class IIa bacteriocins) and their immunityproteins: biosynthesis, structure, and mode of action. J. Pept. Sci.,2005; 11: 688-696
  Google Scholar
• 25. Fujita K., Ichimasa S., Zendo T., Koga S., Yoneyama F., NakayamaJ., Sonomoto K.: Structural analysis and characterization of lacticinQ, a novel bacteriocin belonging to a new family of unmodifiedbacteriocins of Gram-positive bacteria. Appl. Environ. Microbiol.,2007; 73: 2871-2877
  Google Scholar
• 26. Gutkind G.O., Di Conza J., Power P., Radice M.: β-Lactamasemediatedresistance: a biochemical, epidemiological and geneticoverview. Curr. Pharm. Des., 2013; 19: 164-208
  Google Scholar
• 27. Héchard Y., Pelletier C., Cenatiempo Y., Frère J.: Analysis of σ54-dependent genes in Enterococcus faecalis: a mannose PTS permease(EIIMan) is involved in sensitivity to a bacteriocin, mesentericin Y105.Microbiology, 2001; 147: 1575-1580
  Google Scholar
• 28. Iwatani S., Yoneyama F., Miyashita S., Zendo T., Nakayama J., Sonomoto K.: Identification of the genes involved in the secretionand self-immunity of lacticin Q, an unmodified leaderless bacteriocinfrom Lactococcus lactis QU 5. Microbiology, 2012; 158: 2927-2935
  Google Scholar
• 29. Justice S.S., García-Lara J., Rothfield L.I.: Cell division inhibitorsSulA and MinC/MinD block septum formation at different steps inthe assembly of the Escherichia coli division machinery. Mol. Microbiol.,2000; 37: 410-423
  Google Scholar
• 30. Kaur B., Garg N., Sachdev A., Kumar B.: Effect of the oral intakeof probiotic Pediococcus acidilactici BA28 on Helicobacter pylori causingpeptic ulcer in C57BL/6 mice models. Appl. Biochem. Biotechnol.,2014; 172: 973-983
  Google Scholar
• 31. Kheadr E., Bernoussi N., Lacroix C., Fliss I.: Comparison of thesensitivity of commercial strains and infant isolates of bifidobacteriato antibiotics and bacteriocins. Int. Dairy J., 2004; 14: 1041-1053
  Google Scholar
• 32. Kjos M., Salehian Z., Nes I.F., Diep D.B.: An extracellular loop ofthe mannose phosphotransferase system component IIC is responsiblefor specific targeting by class IIa bacteriocins. J. Bacteriol.,2010; 192: 5906-5913
  Google Scholar
• 33. Lages M.C., Beilharz K., Morales Angeles D., Veening J.W., ScheffersD.J.: The localization of key Bacillus subtilis penicillin bindingproteins during cell growth is determined by substrate availability.Environ. Microbiol., 2013; 15: 3272-3281
  Google Scholar
• 34. Laursen M.F., Bahl M.I., Licht T.R., Gram L. Knudsen G.M.: A singleexposure to a sublethal pediocin concentration initiates a resistance-associatedtemporal cell envelope and general stress responsein Listeria monocytogenes. Environ Microbiol, 2015; 17: 1134-1151
  Google Scholar
• 35. le Blay G., Lacroix C., Zihler A., Fliss I.: In vitro inhibition activityof nisin A, nisin Z, pediocin PA-1 and antibiotics against commonintestinal bacteria. Lett. Appl. Microbiol., 2007; 45: 252-257
  Google Scholar
• 36. Lee T.K., Tropini C., Hsin J., Desmarais S.M., Ursell T.S., Gong E.,Gitai Z., Monds R.D., Huang K.C.: A dynamically assembled cell wallsynthesis machinery buffers cell growth. Proc. Natl. Acad. Sci. USA,2014; 111: 4554-4559
  Google Scholar
• 37. Liu X., Basu U., Miller P., McMullen L.M.: Stress response andadaptation of Listeria monocytogenes 08-5923 exposed to a sublethaldose of carnocyclin A. Appl. Environ. Microbiol., 2014; 80: 3835-3841
  Google Scholar
• 38. Lohans C.T., Vederas J.C.: Development of class IIa bacteriocinsas therapeutic agents. Int. J. Microbiol., 2012; 2012: 386410
  Google Scholar
• 39. Löwe J., Amos L.A.: Evolution of cytomotive filaments: the cytoskeletonfrom prokaryotes to eukaryotes. Int. J. Biochem. CellBiol., 2009; 41: 323-329
  Google Scholar
• 40. Majeed H., Gillor O., Kerr B., Riley M.A.: Competitive interactionsin Escherichia coli populations: the role of bacteriocins. ISMEJ., 2011; 5: 71-81
  Google Scholar
• 41. Majeed H., Lampert A., Ghazaryan L., Gillor O.: The weak shallinherit: bacteriocin-mediated interactions in bacterial populations.PLoS One, 2013; 8: 63837
  Google Scholar
• 42. Maldonado-Barragán A., Cárdenas N., Martínez B., Ruiz-BarbaJ.L., Fernández-Garayzábal J.F., Rodríguez J.M., Gibello A.: GarvicinA, a novel class IId bacteriocin from Lactococcus garvieae that inhibitsseptum formation in L. garvieae strains. Appl. Environ. Microbiol.,2013; 79: 4336-4346
  Google Scholar
• 43. Martínez B., Rodríguez A., Suárez J.E.: Lactococcin 972, a bacteriocinthat inhibits septum formation in lactococci. Microbiology,2000; 146: 949-955
  Google Scholar
• 44. Michael C.A., Dominey-Howes D., Labbate M.: The antimicrobialresistance crisis: causes, consequences, and management. Front.Public Health, 2014; 2: 145
  Google Scholar
• 45. Modi K.D., Chikindas M.L., Montville T.J.: Sensitivity of nisin–resistant Listeria monocytogenes to heat and the synergistic actionof heat and nisin. Lett. Appl. Microbiol. 2000; 30: 249-253
  Google Scholar
• 46. Mogi T., Kita K.: Gramicidin S and polymyxins: the revival of cationic cyclic peptide antibiotics. Cell. Mol. Life Sci., 2009; 66: 3821-3826
  Google Scholar
• 47. Moll G.N., Konings W.N., Driessen A.J.: Bacteriocins: mechanismof membrane insertion and pore formation. Antonie Van Leeuwenhoek,1999; 76: 185-198
  Google Scholar
• 48. Montiel R., Martín-Cabrejas I., Langa S., El Aouad N., Arqués J.L.,Reyes F., Medina M.: Antimicrobial activity of reuterin produced byLactobacillus reuteri on Listeria monocytogenes in cold-smoked salmon.Food Microbiol., 2014; 44: 1-5
  Google Scholar
• 49. Mora L., de Zamaroczy M.: In vivo processing of DNase colicinsE2 and E7 is required for their import into the cytoplasm of targetcells. PLoS One, 2014; 9: e96549
  Google Scholar
• 50. Nayar A.S., Dougherty T.J., Ferguson K.E., Granger B.A., McWilliamsL., Stacey C., Leach L.J., Narita S., Tokuda H., Miller A.A., BrownD.G., McLeod S.M.: Novel antibacterial targets and compounds revealedby a high-throughput cell wall reporter assay. J. Bacteriol.2015; 197: 1726-1734
  Google Scholar
• 51. Nes I.F., Diep D.B., Yasuyoshi I.: Enterococcal bacteriocins andantimicrobial proteins that contribute to niche control, Enterococci:from commensals to leading causes of drug resistant infection.http://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK190428/#bacteriocins.REF.diep.2007.2384 (01.03.2016)
  Google Scholar
• 52. Nishie M., Nagao J., Sonomoto K.: Antibacterial peptides “bacteriocin”:an overview of their diverse characteristics and applications.Biocontrol Sci., 2012; 17: 1-16
  Google Scholar
• 53. Oman T.J., van der Donk W.A.: Follow the leader: the use of leaderpeptides to guide natural product biosynthesis. Nat. Chem.Biol., 2010; 6: 9-18
  Google Scholar
• 54. Papagianni M., Anastasiadou S.: Pediocins: the bacteriocins ofPediococci. Sources, production, properties and applications. Microb.Cell Fact., 2009; 8: 3
  Google Scholar
• 55. Perez R.H., Zendo T., Sonomoto K.: Novel bacteriocins from lacticacid bacteria (LAB): various structures and applications. Microb.Cell Fact., 2014; 13: S3
  Google Scholar
• 56. Plat A., Kluskens L.D., Kuipers A., Rink R., Moll G.N.: Requirementsof the engineered leader peptide of nisin for inducing modification,export, and cleavage. Appl. Environ. Microbiol., 2011;77: 604-611
  Google Scholar
• 57. Pogliano J.: The bacterial cytoskeleton. Curr. Opin. Cell Biol.,2008; 20: 19-27
  Google Scholar
• 58. Prado-Acosta M., Ruzal S.M., Allievi M.C., Palomino M.M., SanchezRivas C.: Synergistic effects of the Lactobacillus acidophilus surfacelayer and nisin on bacterial growth. Appl. Environ. Microbiol.2010; 76: 974-977
  Google Scholar
• 59. Ramaswamy V., Cresence V.M., Rejitha J.S., Lekshmi M.U., DharsanaK.S., Prasad S.P., Vijila H.M.: Listeria – review of epidemiologyand pathogenesis. J. Microbiol., Immunol. Infection, 2007; 40: 4-13
  Google Scholar
• 60. Ramnath M., Beukes M., Tamura K., Hastings J.W.: Absence ofputative mannose-specific phosphotransferase system enzyme IIABcomponent in a leucocin A-resistant strain of Listeria monocytogenes,as shown by two-dimensional sodium dodecyl sulfate-polyacrylamidegel electrophoresis. Appl. Environ. Microb., 2000; 66: 3098-3101
  Google Scholar
• 61. Rawlinson E.L., Nes I.F., Skaugen M.: Identification of the DNA–binding site of the Rgg-like regulator LasX within the lactococin Spromoter region. Microbiology, 2005; 151: 813-823
  Google Scholar
• 62. Rea M.C., Alemayehu D., Casey P.G., O’Connor P.M., Lawlor P.G.,Walsh M., Shanahan F., Kiely B., Ross R.P., Hill C.: Bioavailability ofthe anti-clostridial bacteriocin thuricin CD in gastrointestinal tract.Microbiology, 2014; 160: 439-445
  Google Scholar
• 63. Rihakova J., Cappelier J. M., Hue I., Demnerova K., Fédérighi M.,Prévost H., Drider D.: In vivo activities of recombinant divercin V41and its structural variants against Listeria monocytogenes. Antimicrob.Agents Chemother., 2010; 54: 563-564
  Google Scholar
• 64. Rogne P., Haugen C., Fimland G., Nissen-Meyer J., KristiansenP.E.: Three-dimensional structure of the two-peptide bacteriocinplantaricin JK. Peptides; 2009; 30: 1613-1621
  Google Scholar
• 65. Shapiro L., McAdams H.H., Losick R.: Why and how bacteria localizeproteins. Science, 2009; 326: 1225-1228
  Google Scholar
• 66. Sharma A., Srivastava S.: Anti-Candida activity of two-peptidebacteriocins, plan-taricins (Pln E/F and J/K) and their mode of action.Fungal. Biol., 2014; 118: 264-275
  Google Scholar
• 67. Singh A.P., Prabha V., Rishi P.: Value addition in the efficacyof conventional antibiotics by nisin against Salmonella. PLoS One,2013; 8: e76844
  Google Scholar
• 68. Singh A.P., Preet S., Rishi P.: Nisin/β-lactam adjunct therapyagainst Salmonella enterica serovar Typhimurium: a mechanistic approach.J. Antimicrob. Chemother., 2014; 69: 1877-1887
  Google Scholar
• 69. Tiwari S.K., Sutyak Noll K., Cavera V.L., Chikindas M.L.: Improvedantimicrobial activities of synthetic-hybrid bacteriocins designed from enterocin E50-52 and pediocin PA-1. Appl. Environ. Microbiol.,2015; 81: 1661-1667
  Google Scholar
• 70. van Staden A.D., Brand A.M., Dicks L.M.: Nisin F-loaded brushitebone cement prevented the growth of Staphylococcus aureus in vivo.J. Appl. Microbiol., 2012; 112: 831-840
  Google Scholar
• 71. Yang E., Fan L., Jiang Y., Doucette C., Fillmore S.: Antimicrobialactivity of bacteriocin-producing lactic acid bacteria isolated fromcheeses and yogurts. AMB Express, 2012; 2: 48
  Google Scholar
• 72. Zúñiga M., Comas I., Linaje R., Monedero V., Yebra M.J., EstebanC.D., Deutscher J., Pérez-Martinez G., González-Candelas F.: Horizontalgene transfer in the molecular evolution of mannose PTStransporters. Mol. Biol. Evol., 2005; 22: 1673-1685
  Google Scholar

Pełna treść artykułu