Abstrakt

Kumaryny są dużą grupą naturalnych związków, powszechnie występujących w świecie roślin. Wspomniane związki chemiczne i ich pochodne wykazują szeroki zakres aktywności biologicznych.

Jedną z naturalnie występujących kumaryn jest ostol, występujący najczęściej w roślinach z rodziny Apiaceae np. Cnidium monnieri, (L.) Cusson ex Juss. Angelica pubescens Maxim. i Peucedanum ostruthium (L.) W. D. J. Koch. Wykazano właściwości antyproliferacyjne, przeciwzapalne, przeciwdrgawkowe i przeciwalergiczne tej substancji, hamuje także agregację płytek krwi. Wykazano wpływ ostolu na metabolizm tkanki kostnej, potwierdzono także jego właściwości hepatoprotekcyjne i neuroprotekcyjne. Udowodniono hamujące działanie na rozwój chorób neurodegeneracyjnych w modelach doświadczalnych. Wykazano także przeciwnowotworowe właściwości ostolu zarówno w warunkach in vitro na różnych liniach komórkowych, jak również in vivo z użyciem zwierząt doświadczalnych. Ostol powodował obniżenie proliferacji, ruchliwości i inwazyjności komórek nowotworowych. Hamowanie proliferacji może być związane z indukcją apoptozy i spowolnieniem przebiegu cyklu komórkowego, ale mechanizm działania ostolu nie został w pełni wyjaśniony. Wykazano także synergistyczne działanie ostolu z innymi substancjami o właściwościach przeciwnowotworowych. Modyfikacja jego struktury chemicznej doprowadziła do zsyntetyzowania licznych pochodnych o znaczących właściwościach przeciwnowotworowych. Sugeruje to, że ostol może być jednym ze składników nowych chemioterapeutyków.

Podsumowując, ostol może się stać ważną metodą terapeutyczną, zarówno ze względu na jego bezpośrednie działanie na komórki nowotworowe, jak również działanie neuroprotekcyjne, czy przeciwzapalne. Istnieją zatem szanse na wykorzystanie ostolu lub jego syntetycznych pochodnych w leczeniu chorych nowotworowych w najbliższej przyszłości.

Wykaz skrótów

ALP – fosfataza alkaliczna (alkaline phosphatase) (EC 3.1.3.1), BMPs – białka morfogenetyczne (bone morphogenetic proteins), CPTIA – transferaza palmitynowa typu I (carnitine O-palmitoyltransferase I) (E.C 2.3.1.2.1), CYP7A-7-α – hydroksylaza cholesterolowa (cholesterol 7 alpha-hydroxylase) (E.C.1.14.13.17), DGAT – acylotransferaza diacyloglicerolowa (diacylglycerol acyltransferase) (E.C 2.3.1.20), ECM – macierz pozakomórkowa (extracellular matrix), ERK1/2 – kinazy regulowane zewnątrzkomórkowo (extracellular signal – regulated kinases), FASN – gen syntazy kwasów tłuszczowych (fatty acid synthase gene), FFA – wolny kwas tłuszczowy (free fatty acid), GPX – peroksydaza glutationowa (glutathione peroxidase) (E.C. 1.11.1.9), HBsAg – antygen zapalenia wątroby typu B (antigen of the hepatitis B virus), HMGCR – reduktaza 3-hydroksy-3-metyloglutarylowa koenzymu A (hydroxy-3-methylglutaryl-coenzyme A reductase) (E.C. 1.1.1.34), IFN-γ – interferon gamma (interpheron γ), IL – interleukina (interleukin), JNK1/2 – kinazy N-końcowe c-Jun (c-Jun N-terminal kinases), LPS – lipopolisacharyd (lipopolysacharide), MAPK – kinazy białkowe aktywowane przez mitogen (mitogen-activated protein kinases), MMP – metaloproteinazy macierzy (matrix metalloproteinases), NF-κB – czynnik jądrowy kappa B), OPG – osteoprotegeryna (osteoprotegerin), PPAR – receptor aktywowany przez proliferatory peroksysomów (peroxisome proliferator-activated receptor), RANK – receptor aktywujący jądrowy czynnik NF-κB (receptor activator of nuclear factor NF-κB), RANKL – ligand RANK (receptor activator of nuclear factor NF- κB ligand), SMAD – związane białka Sma i Mad (Sma and Mad related proteins), TC – całkowity cholesterol (total cholesterol), TG – triacyloglicerol (triacylglycerol), TNF – czynnik martwicy nowotworu (tumor necrosis factor).

Wstęp

Kumaryny są grupą związków biologicznie czynnych, które charakteryzuje różnorodność działań farmakologicznych. Wiąże się to bezpośrednio z różnicami w budowie cząsteczek poszczególnych związków. Kumaryny są pochodnymi α-pirolu – aromatycznego związku heterocyklicznego. Można je także traktować jako cykliczne laktony kwasu cis-o-hydroksycynamonowego (kwas kumarynowy). Kwas ten ma samoistną tendencję do tworzenia wewnętrznego wiązania estrowego, w wyniku którego powstaje lakton nazywany kumaryną. Pod względem budowy kumaryny dzieli się na kumaryny proste (podstawowa część cząsteczki tworzona jest przez benzo-α-piron), furanokumaryny (kumaryna jest skondensowana z cząsteczką furanu) i piranokumaryny (kumaryna jest połączona z cząsteczką piranu). Różnorodność kumaryn jest związana z modyfikacjami chemicznymi ich struktur, polegającymi najczęściej na obecności w cząsteczkach grup hydroksylowych, metoksylowych lub alifatycznych. Grupy te są najczęściej lokowane w pozycjach C-5, C-6, C-7 i C-8 [3,19]. Kumaryny należą do związków określanych mianem metabolitów wtórnych. Można je znaleźć w naturalnie występują- cych olejkach, np. furnaokumaryny w olejkch cytrusowych. Spotykane są również w roślinach z rodziny Rutaceae i Umbelliferae, gdzie występują najliczniej, oraz w Fabaceae, Rubiaceae, Asteraceae, Oleaceae Hippocastanaceae [27]. Wyizolowano je również z mikroorganizmów (grzyby, bakterie) [30,55]. Odkryto liczne właściwości kumaryn, m.in. antybakteryjne [61], przeciwwirusowe [20], przeciwdrgawkowe [39,40], przeciwzakrzepowe [31] czy przeciwnowotworowe [30,54]. Wspomnieć należy o fotouczulającym działaniu furanokumaryn, co znalazło zastosowanie w lecznictwie w postaci terapii PUVA. Pochodne psoralenu – zwłaszcza bergapten i ksantotoksyna, tworzą wiązania z zasadami pirymidynowymi kwasu deoksyrybonukleinowego pod wpływem promienia nadfioletowego (UVA, 320-400 nm). Dochodzi wówczas do denaturacji DNA komórek naskórka, co hamuje ich wzmożony podział. W terapii bielactwa, stosowanie psoralenów z naświetlaniem promieniami UV powoduje wzrost namnażania się melanocytów, a co za tym idzie repigmentacji skóry [50]. Kumaryny znane są z właściwości antykoagulacyjnych, a najstarszym lekiem o takim działaniu jest dikumarol [9]. Piranokumaryny wykazują działanie spazmolityczne na mięśnie gładkie i jako antagoniści jonów wapniowych znajdują zastosowanie w leczeniu chorób układu krwionośnego i serca (np. dusznicy) czy dychawicy oskrzelowej [9,28].

Ostol (7-metoksy-8-izopentenokumaryna) jest przedstawicielem kumaryn prostych, izolowanym z owoców Cnidium monnieri (L.) Cusson ex Juss (selernica), Angelica pubescens Maxim. i Peucedanum ostruthium (L.) W. D. J. Koch. (gorysz miarz) czy korzeni Angelica officinalis L. (arcydzięgiel litwor), Prangos ferulacea (L.) Lindl. Jego zawartość w korzeniach arcydzięgla wynosi około 0,2%, [27], a Wei i wsp. z 308 g surowego ekstraktu wyizolowali 88,3 mg czystego związku [70].

Obecnie trwają badania nad ostolem jako potencjalnym lekiem w różnych schorzeniach. Udowodniono jego działanie przeciwzapalne [35,71], przeciwwirusowe [20,66], antykoagulacyjne [72], przeciwdrgawkowe [39,40,72] i przeciwalergiczne [42]. Związek był testowany pod kątem potencjalnego wykorzystania w profilaktyce i leczeniu osteoporozy [29,44,67,79], chorobach wątroby [12,65,68,80,82], schorzeniach związanych z układem nerwowym [5,17,25,37,41]. W badaniach in vivo i in vitro wykazano także jego właściwości przeciwnowotworowe [8,24,73,74]. W artykule opisano wiele wybranych dzia- łań farmakologicznych ostolu oraz potencjalne zastosowanie w leczeniu różnego typu schorzeń, ze szczególnym uwzględnieniem chorób nowotworowych (rycina 1).

Ryc. 1. Budowa chemiczna ostolu

Wpływ ostolu na metabolizm tkanki kostnej

Homeostaza układu kostnego wymaga zrównoważonych interakcji między osteoblastami i osteoklastami.

Osteoporoza powoduje zmniejszenie masy kostnej, co wynika z zaburzeń w tworzeniu i resorpcji kości. Dotychczasowa terapia opiera się na obniżeniu aktywności osteoklastów. Przykładami tak działających leków są bisfosfoniany, analogi receptora estrogenowego [67]. Wykazano, że ostol hamował resorpcję kości przez spadek aktywności metabolicznej osteoklastów [78]. Badania ostatnich lat koncentrują się głównie na mechanizmie pobudzenia aktywności osteoblastów. Jedną z substancji mających wpływ na proces proliferacji i różnicowania osteoblastów jest ostol. Dyskutowana jest możliwość jego wykorzystania jako leku w terapii osteoporozy [33]. Wstępne doświadczenia wykazały aktywację osteoblastów, związaną z procesem przebudowy kości pod wpływem ostolu [43]. W wielu późniejszych publikacjach wykazano, że ostol zwiększa proliferację osteoblastów in vitro [43,67,78,79]. Zdecydowanie rzadsze są doniesienia mówiące o tym, że ostol nie powoduje żadnych istotnych zmian w proliferacji tych komórek [44,45].

Ostol wpływa także na różnicowanie osteoblastów, co wykazano oznaczając in vitro aktywność fosfatazy alkalicznej (ALP), która jest markerem wczesnej fazy różnicowania osteoblastów oraz badając sekrecję osteokalcyny, związanej z późną fazą ich różnicowania (faza mineralizacji kości) [44,45,79]. Ostol znacząco zwiększał aktywność ALP i sekrecję osteokalcyny [29,44,67,79]. Powodował także wzrost magazynowania wapnia i fosforanów w komórkach, prowadząc do wzrostu mineralizacji kości [44,45,67,79].

Powyższe zmiany mogą być następstwem wzrostu ekspresji czynników troficznych: insulinopodobnego czynnika wzrostu I (IGF I), czynnika wzrostu fibroblastów (FGF) oraz białek morfogenetycznych rodziny BMP i kolagenu typu I pod wpływem ostolu [45]. Ostol mógłby doprowadzić również do uwolnienia wspomnianych czynników wzrostu z macierzy pozakomórkowej, stymulując dojrzewanie prekursorów osteoblastów i indukjąc aktywność ALP. Skutkiem tego byłby nasilony proces różnicowania osteoblastów [45].

Inny z proponowanych mechanizmów działania ostolu na poziomie molekularnym w procesie różnicowania osteoblastów dotyczy aktywacji czynników transkrypcyjnych SMAD oraz kinaz MAP – kinazy p38 i kinaz ERK1/2, zależnie lub niezależnie od szlaku białka BMP2. Sugerowany jest udział tych szlaków sygnalizacyjnych w różnicowaniu osteoblastów pod wpływem ostolu, przy czym aktywacja kinazy p38 miałaby być odpowiedzialna za wczesną fazę, natomiast aktywacja kinaz ERK1/2 za późną fazę procesu różnicowania osteoblastów linii MG-63 i hFOB (płodowych komórek osteoblastycznych) [29]. Prawdopodobny jest również udział szlaku Wnt w tym procesie. Znaczenie funkcjonalne szlaku Wnt w indukcji różnicowania osteoblastów zostało potwierdzone przez eksperyment powodujący wyciszenie ekspresji genów dla β-kateniny i BMP2. Zmniejszona ekspresja tych genów hamowała pobudzające działanie badanej substancji na różnicowanie osteoblastów, co potwierdziło, ze różnicowanie osteoblastów odbywa się przynajmniej częściowo przez aktywację szlaku sygnalizacyjnego Wnt/β-kateniny-BMP2 [67]. Prawdopodobne jest również oddziaływanie ostolu na szlak OPG/RANKL/ RANK. Prawidłowa przebudowa kości jest zapewniona m.in. przez dynamiczną równowagę w wydzielaniu cytokin typu RANKL przez osteoblasty, stymulujące ich dojrzewanie i aktywność oraz OPG, która hamuje ten proces przez wiązanie się z RANKL. Zaburzenia w układzie RANKL/OPG wiążą się z nieprawidłowościami w metabolizmie kostnym, prowadzącymi do osteopenii i rozwoju osteoporozy [58,63]. Podawanie ostolu zwierzętom doprowadziło do wzrostu ekspresji mRNA dla OPG, natomiast do zmniejszenia ekspresji mRNA IL-8, RANKL, czynnika stymulujący kolonie makrofagów (MCSF) i peptydu parathormonopodobnego (PTHrP) [58]. Badania in vivo w innego typu modelu doświadczalnym osteoporozy wykonywano na kastrowanych (po usunięciu jajników) szczurach. Osłabia to masę kostną, a stan po zabiegu jest porównywalny z okresem postmenopauzalnym u kobiet. Porównano działanie ostolu do 17 β-estradiolu, który obecnie jest jednym z leków w terapii osteoporozy. Podawanie ostolu doprowadziło do stopniowej poprawy właściwości biomechanicznych kości u szczurów i zahamowania utraty masy kostnej, podobnie jak to powodował 17 β-estradiol. W odróżnieniu jednak od 17 β-estradiolu, ostol nie oddziaływał na śluzówkę macicy oraz znacząco zmniejszał ryzyko zachorowania na raka piersi i jajników [33,43]. Podsumowując, ostol wpływa na liczne szlaki metaboliczne w tkance kostnej, przez stymulowanie procesu kościotworzenia i zapobiegając jego zahamowaniu, co wydaje się obiecującą zapowiedzią zastosowania ostolu w przyszłości jako skutecznego leku nowej generacji w terapii osteoporozy.

Ostol jako substancja hepatoprotekcyjna

Zaburzenia gospodarki lipidowej organizmu powodują występowanie chorób cywilizacyjnych, takich jak cukrzyca, miażdżyca naczyń, stłuszczenie wątroby. Postępowanie terapeutyczne polega na zmianie diety, abstynencji alkoholowej, podawaniu antyoksydantów czy leków obniżających stężenie lipidów [13]. O ile stosowanie statyn pozwala na utrzymanie prawidłowego profilu lipidowego we krwi, to skuteczność leczenia stłuszczenia wątroby w dalszym ciągu jest niezadowalająca. Ostol wydaje się jedną z potencjalnych substancji, mogących mieć zastosowanie w profilaktyce i leczeniu stłuszczenia wątroby.

Zarówno w modelu przekarmiania szczurów mlekiem zawierającym nadmiar lipidów [10,80,82], jak i w modelu alkoholowego stłuszczenia wątroby [51,64,65,77], obserwowano podobne obniżenie parametrów lipidowych we krwi zwierząt doświadczalnych oraz zmniejszoną akumulację lipidów w skrawkach tkankowych po zastosowaniu ostolu [10,51,62,65,77,80,82]. Zaobserwowano spadek ilości całkowitego cholesterolu (TC) i trójglicerydów (TG) [10,51,62,65], frakcji lipoprotein o niskiej gęstości (LDL) [62] oraz wolnych kwasów tłuszczowych (FFA) w surowicy zwierząt [10,51]. Obniżył się również poziom TC [10,62,65], TG [10,51,62,65], FFA [10,51], jak również enzymów – lipazy lipoproteinowej (LPL), wątrobowej (HL) [82] oraz całkowitej akumulacji lipidów w skrawkach tkanki wątrobowej [10,62,77,80,82]. Może się to wiązać z obserwowanym na poziomie molekularnym obniżeniem ekspresji genów kodujących acylotransferazę diacyloglicerolową (DGAT) [64,77,80], reduktazę 3-hydroksy-3-metyloglutarylokoenzymu A (HMGCR) [47,64], receptora LDL [81], jak również wzrostem ekspresji genów kodujących transferazę karnityno-palmitynianową typu I (CPTIA) [34,47,77], 7-α-hydroksylazę cholesterolową (CYP7A) [64,80,81], białko wiążące kwasy tłuszczowe (FABP) i białko transportujące kwasy tłuszczowe (FATP4) pod wpływem ostolu w komórkach wątroby [80].

Powyższe zmiany parametrów lipidowych krwi oraz zmniejszenie akumulacji lipidów w tkance wątrobowej mogą mieć również związek z obserwowanym obniżeniem poziomu stresu oksydacyjnego w tym narządzie po zastosowaniu ostolu, wyrażającym się hamowaniem wytwarzania reaktywnych form tlenu (ROS), prawdopodobnie pod wpływem zwiększenia aktywności enzymów antyoksydacyjnych, głównie dysmutazy ponadtlenkowej [35,62,65,77]. W modelu stłuszczenia wątroby spowodowanym hiperglikemiczną dietą, dodatkowym czynnikiem, indukowanym podawaniem ostolu, był wzrost sekrecji adiponektyny [51].

W szczurzym modelu in vivo, rozwijającym spontaniczne nadciśnienie tętnicze, a w konsekwencji udar mózgu, ostol hamował wzrost ciśnienia skurczowego krwi bez zmian profilu lipidowego osocza. Proponowany mechanizm działania ostolu w tym przypadku polega na zwiększeniu ekspresji mRNA dla dehydrogenazy acylo-CoA i CPTIA, a w konsekwencji akceleracji β-oksydacji kwasów tłuszczowych [47]. Aktywność hepatoprotekcyjna ostolu może być związana z regulacją ekspresji genów kodujących DGAT, HMG-CoA-R i CYP7A przez zwiększenie ekspresji receptorów aktywowanych przez proliferatory peroksysomów (PPAR α/γ) na poziomie mRNA [34,59,80,81]. W jednej z publikacji stwierdzono, że ostol może być traktowany jako agonista PPAR α/γ, zwiększa bowiem aktywność tych receptorów i indukcji róż- nicowania się preadipocytów w badaniach in vitro [34]. W modelu zwierzęcym pobudzenie PPAR-γ przez ostol doprowadziło także do wzrostu ilości hormonu adiponektyny w surowicy, podnosząc tym samym insulinowrażliwość tkanek [25,34], co jest istotne w przypadku rosnącej oporności na insulinę obserwowanej w stłuszczeniu wątroby.

Skutkiem stłuszczenia wątroby może być jej marskość, czego wykładnikiem jest stan zapalny i włóknienie narządu. Obiecujące wydaje się więc działanie ostolu, polegające na hamowaniu tych procesów. Badania prowadzone na zwierzątach wykazały przeciwzapalne działanie tej substancji [48,49,65]. Zaobserwowano, że ostol przyczynił się do obniżenia poziomu aminotransferazy alaninowej we krwi [48,49]. Inne badania in vivo wykazały zahamowanie reakcji zapalnych w szczurzym modelu zwłóknieniu wątroby, przez inkubację z ostolem, co doprowadziło do obniżenia poziomu mRNA dla następujących genów: tnf-α, interleukin-1β, inos. Inkubacja z ostolem spowodowała także obniżenie syntezy CXCL1, będącego ligandem rodziny receptorów chemokin CXC [38].

Potencjalne właściwości przeciwzapalne ostolu oceniano w hodowlach makrofagów J774A.1 przy braku lub w obecności pobudzającego je bakteryjnego lipopolisacharydu (LPS). Na poziomie molekularnym działanie przeciwzapalne ostolu może być związane z osłabieniem aktywności kinaz białkowych C-α/ε (PKC-α/ε) po inkubacji z ostolem makrofagów pobudzanych LPS [35]. Metoda Western-blot wykazała także zmniejszenie fosforylacji i aktywności kinazy p38 i kinaz N-końcowych c-Jun (JNK1/2), natomiast wzrost fosforylacji i aktywno- ści ERK1/2 [35]. Obserwowano także hamowanie fosforylacji kinazy inhibitora czynnika KB (IKK-α) i inhibitora alfa czynnika jądrowego kappa (IκB-α) w pobudzonych LPS makrofagach, zatem pośrednie zahamowanie aktywności czynnika jądrowego kappa B (NF-κB) pod wpływem ostolu. Ponadto, potwierdzono zmniejszenie aktywności transkrypcyjnej samego NF-κB. Spostrzeżenia te mogą sugerować, że ostol wpływa na hamowanie kaskady sygnałowej NF-κB [35].

Oceniano także oddziaływanie ostolu na indukcję apoptozy w mechanizmie zewnątrzpochodnym w komórkach wątroby z udziałem receptora Fas z rodziny receptorów śmierci TNF. Badana substancja zmniejszyła aktywność głównego enzymu efektorowego apoptozy – kaspazy-3 we krwi i przedłużyła czas życia zwierzętom po podaniu letalnej dawki przeciwciała anty-Fas [48]. Ostol może również hamować uszkodzenie wątroby spowodowane przez wirusy hepatotropowe zmniejszając sekrecję powierzchniowego antygenu zapalenia wątroby typu B (HBsAg) w liniach komórkowych, które zostały poddane wcześniej transfekcji wirusem HBV oraz zwiększając stopień glikozylacji HBsAg, co może zmniejszyć namnażanie się wirusa w komórkach [20].

Ostol może być również rozpatrywany jako potencjalny lek w cukrzycy typu 2 [20,25]. Zaobserwowano obniżenie stężenia glukozy we krwi zwierząt po podaniu ostolu [20,25]. Mechanizm tego zjawiska nie został wyjaśniony. Sugerowano, że potencjalną przyczyną może być zwiększenie translokacji przenośnika glukozy GLUT4 do błony komórkowej, czego skutkiem było zwiększenie zależnego od dawki wychwytu glukozy w badaniach in vitro w komórkach mięśni szkieletowych [25]. Na poziomie molekularnym sugerowany jest związek działania ostolu ze zwiększeniem stosunku AMP/ATP oraz wzmożonej fosforylacji i aktywacji kinazy aktywowanej 5’AMP (AMPK) i karboksylazy acetylo–CoA [20,25]. Jednocześnie interesujące jest to, że ostol nie wpływał na zmniejszenie poziomu insuliny we krwi, tak jak inni agoniści PPAR [34].

W związku ze słabą rozpuszczalnością ostolu w wodzie, są syntetyzowane pochodne ostolu, które mogą się stać lekami hepatoprotekcyjnymi, stosowanymi doustnie [49].

Ostol jako potencjalna substancja lecznicza w chorobach ośrodkowego układu nerwowego

Ostol wydaje się jedną z potencjalnych substancji o działaniu neuroprotekcyjnym. Badania jego wpływu na chorobę niedokrwienną mózgu prowadzono na zwierzęcym modelu tego schorzenia. Stwierdzono, że zmniejszał deficyt poznawczy i hamował śmierć neuronów [12,25], obniżał deficyty neurologiczne [12,25], rozległość zawału [12] i obrzęk mózgu [25] obejmujący również hipokamp. Hipokamp odgrywa znaczącą rolę w procesach uczenia i zapamiętywania, przenosi wspomnienia z pamięci krótkotrwałej do długotrwałej. W badaniach in vivo na mysim modelu starzenia stwierdzono, że ostol poprawiał zdolności zapamiętywania [57]. Natomiast w badaniach in vitro, w których neurony korowe inkubowano z ostolem wykazano znaczący wzrost przeżywalności neuronów i blokowanie uwolnienia dehydrogenazy mleczanowej (LDH) jako markera cytotoksyczności [5]. Działanie neuroprotekcyjne ostolu jest związane również z nasilaniem przewodnictwa neuronalnego w hipokampie przez zwiększenie presynaptycznego uwalniania glutaminianu, uwarunkowanego na poziomie molekularnym przez aktywację szlaku kinazy zależnej od cGMP [69] lub zwiększenie przepustowości bliżej niesprecyzowanych kanałów wapniowych [69,71] i sodowych [32]. W szczurzym modelu udaru wywołanego przejściowym niedokrwieniem obserwowano wzrost aktywności macierzowych metaloproteinaz (MMP) degradujących macierz pozakomórkową (ECM). Po podawaniu ostolu w diecie obserwowano obniżenie ekspresji MMP-9 [41].

W mysim modelu maksymalnego elektroszoku drgawkowego wykazano przeciwdrgawkowe działanie ostolu.

W przyszłości może się więc stać ważnym związkiem w leczeniu epilepsji, wymagającym jednak dalszych badań przedklinicznych m.in. na innych modelach zwierzęcych [39,40]. Stwierdzono, że właściwości przeciwdrgawkowe ostolu są podobne do zaobserwowanych dla kwasu walproinowego, który jest klasycznym lekiem przeciwpadaczkowym [40]. Eksperymenty z zastosowaniem rekombinowanych receptorów GABA wykazały pobudzający wpływ ostolu, przy czym wiązanie się badanej substancji z receptorem odbywało się w miejscu różnym od wiązania się benzodiazepin [60]. Działanie neuroprotekcyjne ostolu obserwowano także na modelu urazowego uszkodzenia mózgu (TBI). Stwierdzono znaczącą redukcję deficytów neurologicznych, obrzęku mózgu i śmierci neuronów hipokampa [17]. Wiązano to ze wzmożeniem aktywności antyoksydacyjnej – wzrost aktywności dysmutazy ponadtlenkowej (SOD), poziomu glutationu i peroksydazy glutationowej (GPX) [17,25], a także stosunku mitochondrialnych białek Bcl-2/Bax, warunkujących apoptozę, czego wyrazem mógł być obserwowany spadek ilości aktywnej kaspazy-3 i liczby komórek apoptotycznych [17].

Stwierdzono również, że szlaki kinaz JNK/p38 i kinaz ERK1/2 wykazują przeciwstawne skutki w stosunku do neuronalnej apoptozy w warunkach in vitro i zaburzenia równowagi między nimi mogą prowadzić do przeżycia lub do śmierci komórek. Kinazy MAP wykazują wysoką ekspresję w CUN, a ich aktywność zmienia się w tkankach dotkniętych niedokrwieniem. Obserwowano, że pobudzenie szlaku kinaz ERK1/2 powodowało wystąpienie neuroprotekcji [5]. Inne badania donoszą, że aktywacja tego szlaku świadczy o skutkach neurotoksycznych [56]. Jest to prawdopodobnie zależne od rodzaju komó- rek oraz rodzaju uszkodzenia, przez które ten szlak jest uaktywniany [46]. Aktywacja kinaz JNK i p38 wpływa natomiast neurotoksycznie na neurony [46]. W badaniach in vitro na komórkach linii szczurzych neuronów korowych ostol zwiększał fosforylację kinaz ERK1/2 i tym samym doprowadził do ich aktywacji, natomiast osłabiał aktywność kinaz JNK [5]. Obserwacje te potwierdzają właściwości neuroprotekcyjne ostolu i sugerują potencjalny mechanizm jego działania na poziomie molekularnym w komórkach nerwowych.

Udowodniono również hamujący wpływ ostolu i innych kumaryn na rozwój chorób neurodegeneracyjnych w modelach doświadczalnych, m.in. choroby Parkinsona [37]. Jej wystąpienie jest związane z utratą neuronów dopaminergicznych w substancji czarnej i obniżeniem stężenia dopaminy w prążkowiu [37]. Badania in vitro prowadzono na komórkach nowotworowych guza chromochłonnego kory nadnerczy linii PC12, indukowanych aktywną postacią neurotoksyny MTP jako modelu imitującego chorobę Parkinsona. Toksyna ta wywołuje śmierć neuronów, obniża mitochondrialny potencjał błonowy oraz wzrostu przepuszczalności błony mitochondrialnej. Po inkubacji komórek z ostolem zaobserwowano wzrost ich przeżywalności w porównaniu z komórkami kontrolnymi, traktowanych neurotoksyną. Zjawisko to mogło być związane zarówno z właściwościami antyoksydacyjnymi jak i antyapoptotycznymi ostolu. Zauważono, że ostol zwiększał także aktywność enzymów antyoksydacyjnych, zwłaszcza SOD i GPX. Jednak wykazywał działanie antyapoptotyczne, wpływał na wzrost ekspresji genu Bcl-2, natomiast zmniejszał ekspresję Bax [37].

Ostol działał także przeciwzapalnie w OUN, ograniczając rozwój autoimmunologicznego zapalenia mózgu u myszy C57 BL/6. Przypuszcza się, że ten ochronny wpływ może być związany ze zwiększeniem stężenia czynnika wzrostu nerwów (NGF) i zmniejszeniem ilości IFN-γ we krwi. Zbadano także ekspresję genów tych cytokin. Wykazano wzrost ekspresji genu dla NGF i zmniejszenie ekspresji genu IFN-γ [6]. Podsumowując, wpływ ostolu na poziom ekspresji cytokin zapalnych w zapaleniu mózgu może opóźnić rozwój choroby i złagodzić jej przebieg. Ostol mógłby być zatem rozpatrywany w przyszłości jako potencjalny terapeutyk w leczeniu chorych z chorobami neurodegeneracyjnymi [6].

Ostol jako substancja przeciwnowotworowa

Niedawne doniesienia wskazują, że ostol może być rozważany jako potencjalny chemioterapeutyk w profilaktyce i terapii chorób nowotworowych. Jego działanie hamujące proliferację komórek nowotworowych zależ- nie od czasu i dawki, zostało potwierdzone badaniami in vitro na komórkach raka szyjki macicy HL-60 [8], komórkach rdzeniaka zarodkowego (medulloblastoma) TE671 i komórkach raka krtani RK33 [24], raka płuc A549 [73] oraz in vivo z wykorzystaniem mysiego modelu bia- łaczki P-388 D1 [8]. Hamowanie proliferacji komórek pod wpływem ostolu może mieć związek z aktywacją apoptozy lub też ze spowolnieniem przebiegu cyklu komórkowego. Doniesienia z piśmiennictwa potwierdzają indukcję apoptozy pod wpływem ostolu w komórkach linii A549 [73], linii białaczki limfatycznej P-388 D1 [8], komórkach linii raka piersi MCF-7 i MDA-MB 231 [74], komórkach medulloblastoma TE671 [24], komórkach raka krtani RK33 [24] czy fibroblastach izolowanych z przerostu blizny [18]. Wykazano wzrost liczby komórek apoptotycznych pod wpływem inkubacji z tą substancją [8,18,24,73,74], a także typowe cechy morfologiczne apoptozy, takie jak fragmentacja DNA, tworzenie pęcherzykowatych uwypukleń błony komórkowej, kurczenie się cytoplazmy komórek nowotworowych [8,18].

Potencjalne przeciwnowotworowe mechanizmy działania ostolu na poziomie komórkowym są związane m.in. z hamowaniem przebiegu cyklu komórkowego. Wykazano procentowy wzrost liczby komórek linii A549 raka płuc w fazie G2/M [73], a komórek mięśni gładkich w fazie G0/G1 [14] po inkubacji z tą substancją. Wydaje się zatem, że działanie ostolu na progresję cyklu komórkowego jest mało swoiste i może zależeć w znacznym stopniu od rodzaju badanych komórek. Przypuszczalny mechanizm tego procesu wiązano z obniżeniem ekspresji genów kodujących cyklinę B1 i kinazę Cdc2 w linii raka płuc A549 [73]. Na poziomie molekularnym ostol hamował również aktywność kinazy Akt w tych komórkach [73] oraz w komórkach raka piersi [36]. Postulowany jest też wpływ ostolu na ekspresję genu TGF-β [15,18], białek SMAD [15] oraz czynnika transkrypcyjnego NF-κB [15] w linii raka piersi MDA-MB-231BO oraz na szlak HGF/ Met, związany z inwazyjnością i przerzutowaniem komórek raka piersi MCF-7 [23]. Dane z piśmiennictwa wykazują, że ostol hamował ekspresję genu dla syntazy kwasów tłuszczowych (FASN) indukowaną obecnością ludzkiego naskórkowego czynnika wzrostu-2 (HER2) w komórkach raka piersi. Działanie to było spowodowane obniżeniem fosforylacji kinaz Akt-mTOR i aktywacji szlaku sygnalizacyjnego, co potwierdzono eksperymentem z indukowaną nadekspresją kinazy Akt. Hamowanie FASN może być zatem kolejnym mechanizmem przeciwnowotworowym działania ostolu. Wydaje się jednak, że ostol [5] oraz inne kumaryny [11] nie przenikają przez błony komórkowe, co może sugerować, że kumaryny wiążą się z receptorami na powierzchni komórki [11,53]. Tym niemniej, szczegółowy mechanizm działania ostolu na poziomie molekularnym nie został wyjaśniony

Jednym z tego typu potencjalnych działań jest hamujący wpływ ostolu na procesy migracji i inwazyjności komó- rek nowotworowych, wiązany ze zmianami w ekspresji MMP. MMP tworzą grupę proteaz, zawierających jony cynku Zn+2 w miejscu katalitycznym. Syntetyzowane są w postaci nieaktywnej, a następnie są wydzielane poza komórkę lub pozostają związane z błoną komórkową. Główną ich funkcją jest degradowanie białek macierzy pozakomórkowej, takich jak kolagen, proteoglikany czy fibronektyna, co ułatwia migrację komórek. ECM składa się nie tylko z białek strukturalnych, ale także zawiera liczne czynniki wzrostu, uwalniane przez MMP, które w warunkach fizjologicznych kontrolują proces angiogenezy, embriogenezy czy przebudowy tkanek. W niektórych stanach patologicznych (nowotwory, choroby neurodegeneracyjne czy sercowo-naczyniowe) wykazano ich nadmierną aktywność. Zaobserwowano, że ostol skutecznie hamował migrację i indukował apoptozę w komórkach linii raka piersi MCF-7, blokując promotora MMP-2 i obniżając aktywność tej metaloproteinazy, co wydaje się mieć istotne znaczenie w przerzutowaniu nowotworów [74]. Potwierdzeniem tej hipotezy może być doniesienie wykazujące, że ostol hamował pojawienie się przerzutów odległych w kościach w mysim modelu raku piersi MDA-MB-231BO [57]. Stwierdzono również, że ostol obniżał aktywność MMP-9 w komórkach linii raka płuc CL1-5 oraz MMP-2 i MMP-9 w innych liniach raka płuc – H1299 i A549 [26]. Ekspresja MMP może być indukowana z udziałem czynnika transkrypcyjnego NF-κB [52]. W związku z tym, że ostol osłabia wiązanie czynnika transkrypcyjnego z DNA promotora genu MMP-9, prawdopodobne jest obniżenie ekspresji tej metaloproteinazy w mechanizmie zależnym od NF-κB [26].

Prowadzono także badania, mające na celu wykazanie potencjalnego synergizmu działania ostolu z innymi substancjami pochodzenia roślinnego m.in. z platykodyną D, pochodzącą z wyciągu korzenia Platycodon grandiflorus (rozwar wielkokwiatowy), działającą przeciwzapalnie, wykorzystywaną w leczeniu ostrych i przewlekłych nieżytów dróg oddechowych [7].

Wykazano, że mieszanina platykodyny D z ostolem [16] hamowała proliferację i inwazyjność komórek nowotworowych raka piersi linii 4T1 i MDA-MB-231, podobnie jak komórek raka piersi MDA-MB-231BO, inkubowanych z ostolem, psoralenem i akonityną [15]. Ostol wzmacniał także działanie cytotoksyczne paklitakselu in vitro w komórkach nowotworowych raka piersi z nadekspresją receptora HER2 [36].

Ze względu na własności chemiczne ostol może być też związkiem wyjściowym do syntezy nowych generacji leków przeciwnowotworowych. Modyfikacje struktury ostolu doprowadziły do zsyntetyzowania licznych jego pochodnych, charakteryzujących się działaniem przeciwnowotworowym. Zaobserwowano działanie antyproliferacyjne pochodnych ostolu na komórki linii nowotworowych: raka stercza PC-3, niedrobnokomórkowego raka płuc A549 i nowotworu wątroby Hep3B [21,22]. Modyfikacja struktury ostolu przez wprowadzenie w pozycji trzeciej pierścienia furanowego podstawników arylowych, w pozycji 7 pierścienia benzenu grupy metoksylowej, powodowała nawet 100-krotne nasilenie właściwości cytotoksycznych tych substancji na komórki nowotworowe. Jednocześnie stwierdzono brak cytotoksyczności w stosunku do prawidłowych komórek linii HEK-293 wyizolowanej z nerki płodu [76]. Innego typu pochodne ostoju, np. 8-3-hydroksymetylbutyl-7-metoksykumaryna, wykazywały umiarkowane i nieswoiste działanie cytotoksyczne na komórki złośliwego raka nabłonka KB, raka piersi linii MCF-7, ludzkiego gruczolakoraka płuc SK-LU-1 oraz nowotworu wątroby HepG2 [1]. Wskazuje to, że ostol może być jednym ze składników nowych chemioterapeutyków. Podjęto próby syntezy nowego rodzaju substancji leczniczych, polegające na połączeniu w jednej cząsteczce ostolu i niektórych rodzajów inhibitorów deacetylaz histonów. Wykazano, że nasilają one acetylację alfa-tubuliny i histonu H3, a także charakteryzują się zwiększoną selektywnością działania na deacetylazy histonów (HDAC) w porównaniu do innych znanych inhibitorów HDAC (HDI) jak np. kwas suberanilohydroksamowy (SAHA). Wykazano, że nowo zsyntetyzowane związki łatwiej wiążą się z enzymem i nasilają jego inhibicję [21,22].

Wykazano, że ostol jest bardziej cytotoksyczną substancją w stosunku do komórek linii białaczkowej HL-60, nowotworu szyjki macicy HeLa i nowotworu okręż- nicy CoLo 205 w porównaniu do innych kumaryn [75]. Zauważono, że grupa prenylowa w strukturze chemicznej ostolu ma istotne znaczenie w obserwowanej cytotoksyczności [75]. Jednocześnie wykazano, że ostol był zdecydowanie mniej toksyczny w stosunku do kultur prawidłowych fibroblastów izolowanych z szyjki macicy [8], czy osteoblastów [79]. Dodatkową zaletą potencjalnego zastosowania tej substancji w leczeniu jest jego mała dawka na kilogram masy ciała zwierząt doświadczalnych jaką stosowano w badaniach in vivo, podając ostol myszom z białaczką limfatyczną w celu osiągnięcia zamierzonego efektu leczniczego [8].

Ostol jest substancją leczniczą, działającą wielokierunkowo. Oprócz zaobserwowanej aktywności antyproliferacyjnej w stosunku do komórek nowotworowych w badaniach in vitro i in vivo, wykazuje także inne właściwości, które mogłyby zostać wykorzystane w terapii przeciwnowotworowej. Porównanie działania 17 β-estradiolu i ostolu w leczeniu osteoporozy wykazało wiele podobieństw. Istotną różnicą było jednak to, że ostol nie obniżał ani masy zwierząt doświadczalnych, ani nie powodował spadku masy ich macicy, grasicy, czy tarczycy. Odmienne w porównaniu do estradiolu działanie ostolu na narząd rodny mogłoby być korzystne w zahamowaniu rozwoju endometriozy, raka piersi i jajników, których występowanie bywa wiązane z podawaniem estrogenów [33]. Obserwowany aktywujący udział ostolu w procesie proliferacji i różnicowania osteoblastów mógłby też zostać wykorzystany w terapii nowotworów, kiedy pacjentom podawane są leki zwiększające resorpcję kości [33]. Leki stosowane w chorobach nowotworowych mogą się także przyczyniać do uszkodzenia wątroby [2]. Ostol wykazuje właściwości ochronne w schorzeniach, przebiegających z wystąpieniem stanu zapalnego tego narządu, a także związanych z jej stłuszczeniem i włóknieniem [48,49,65]. Ostol wykazuje właściwości neuroprotekcyjne, co jest szczególnie ważne w leczeniu przeciwnowotworowym, gdyż większość ze stosowanych leków ma właściwości neurotoksyczne [4].

Ryc. 2. Nowe syntetyczne pochodne ostolu [73]

Podsumowanie

Reasumując, ostol jest ważną propozycją terapeutyczną, zarówno ze względu na jego działanie bezpośrednio na komórki nowotworowe, jak również korzystne, ochronne skutki terapeutyczne w innych narządach organizmu, przy jednoczesnej niewielkiej toksyczności w stosunku do komórek prawidłowych. Obecnie na rynku są dostępne preparaty, zawierające w składzie ostol w postaci ekstraktu z korzenia arcydzięgla. Przykładem może być Nervosol czy Melisal, zalecane w stanach wyczerpania nerwowego czy bezsenności, Iberogast w chorobach żołądka i jelit, czy zioła Bittnera stosowane w dolegliwościach pęcherzyka żółciowego. Innym przykładem jest Rheumafort, stosowany w chorobie zwyrodnieniowej stawów, reumatoidalnym zapaleniu stawów czy toczniu rumieniowatym. Stwierdzono, że hamuje wytwarzanie zapalnych prostaglandyn i leukotrienów, a także cytokin, odpowiedzialnych za proces zapalenia i niszczenie chrząstki stawowej w chorobach reumatycznych. Ostol może także być w przyszłości rozpatrywany jako potencjalny związek o właściwościach chemioprewencyjnych. Jednak obecnie zbyt mało przeprowadzono badań in vivo z wykorzystaniem ostolu, co jest istotnym kryterium w określeniu chemioprewencji danego związku. Wydaje się prawdopodobne, że pochodne ostolu, które zawierają w jednej cząsteczce ostol i inhibitory deacetylaz histonów, mogą być podstawą leków nowej generacji. Istnieją zatem szanse na wykorzystanie ostolu lub jego syntetycznych pochodnych w leczeniu chorób nowotworowych w przyszłości.

---

Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Przypisy

• 1. Barthomeuf C., Lim S., Iranshahi M., Chollet P.: Umbellipreninfrom Ferula szowitsiana inhibits the growth of human M4Beu metastaticpigmented malignant melanoma cells through cell-cyclearrest in G1 and induction of caspase-dependent apoptosis. Phytomedicine,2008; 15: 103-111
  Google Scholar
• 2. Begriche K., Massart J., Robin M.A., Borgne-Sanchez A., FromentyB.: Drug-induced toxicity on mitochondria and lipid metabolism:mechanistic diversity and deleterious consequences for the liver. J.Hepatol., 2011: 54: 773-794
  Google Scholar
• 3. Borges F., Roleira F., Milhazes N., Santana L., Uriarte E.: Simplecoumarins and analogues in medicinal chemistry: occurrence, synthesisand biological activity. Curr. Med. Chem., 2005; 12: 887-916
  Google Scholar
• 4. Ceresa C., Cavaletti G.: Drug transporters in chemotherapy inducedperipheral neurotoxicity: current knowledge and clinicalimplications. Curr. Med. Chem., 2011; 18: 329-341
  Google Scholar
• 5. Chen T., Liu W., Chao X., Qu Y., Zhang L., Luo P., Xie K., Huo J., FeiZ.: Neuroprotective effect of osthole against oxygen and glucose deprivationin rat cortical neurons: involvement of mitogen-activatedprotein kinase pathway. Neuroscience, 2011; 183: 203-211
  Google Scholar
• 6. Chen X., Pi R., Zou Y., Liu M., Ma X., Jiang Y., Mao X., Hu X.: Attenuationof experimental autoimmune encephalomyelitis in C57BL/6 mice by osthole, a natural coumarin. Eur. J. Pharmacol., 2010;629: 40-46
  Google Scholar
• 7. Chiu P.R., Lee W.T., Chu Y.T., Lee M.S., Jong Y.J., Hung C.H.: Effectof the Chinese herb extract osthol on IL-4-induced eotaxin expressionin BEAS-2B cells. Pediatr. Neonatol., 2008; 49: 135-140
  Google Scholar
• 8. Chou S.Y., Hsu C.S., Wang K.T., Wang M.C., Wang C.C.: Antitumoreffects of Osthol from Cnidium monnieri: an in vitro and in vivo study.Phytother. Res., 2007; 21: 226-230
  Google Scholar
• 9. Cisowski W.: Biologiczne właściwości kumaryn. Cz.1. Działaniena rośliny oraz właściwości farmakologiczne i przeciwbakteryjne.Herba Polonica, 1983; 29: 301-318
  Google Scholar
• 10. Du R., Xue J., Wang H.B., Zhang Y., Xie M.L.: Osthol amelioratesfat milk-induced fatty liver in mice by regulation of hepatic sterolregulatory element-binding protein-1c/2-mediated target gene expression.Eur. J. Pharmacol., 2011; 666: 183-188
  Google Scholar
• 11. Elinos-Báez C.M., Leon F., Santos E.: Effects of coumarin and 7OHcoumarinon bcl-2 and Bax expression in two human lung cancercell lines in vitro. Cell Biol. Int., 2005; 29: 703-708
  Google Scholar
• 12. Fruman D.A., Meyers R.E., Cantley L.C.: Phosphoinositide kinases.Annu. Rev. Biochem., 1998; 67: 481-507
  Google Scholar
• 13. Gencer B., Moradpour D., Rodondi N.: Lipid-lowering treatmentand liver dysfunction. Rev. Med. Suisse, 2012; 8: 507-508, 510-512
  Google Scholar
• 14. Guh J.H., Yu S.M., Ko F.N., Wu T.S., Teng C.M.: Antiproliferativeeffect in rat vascular smooth muscle cells by osthole, isolated fromAngelica pubescens. Eur. J. Pharmacol., 1996; 298: 191-197
  Google Scholar
• 15. Guo B.F., Liu S., Ye Y.Y., Han X.H.: Inhibitory effects of osthole,psoralen and aconitine on invasive activities of breast cancer MDAMB-231BOcell line and the mechanisms. Zhong Xi Yi Jie He Xue Bao,2011: 9: 1110-1117
  Google Scholar
• 16. Han X.H., Ye Y.Y., Guo B.F., Liu S.: Effects of platycodin D incombination with different active ingredients of Chinese herbs onproliferation and invasion of 4T1 and MDA-MB-231 breast cancercell lines. Zhong Xi Yi Jie He Xue Bao, 2012; 10: 67-75
  Google Scholar
• 17. He Y., Qu S., Wang J., He X., Lin W., Zhen H., Zhang X.: Neuroprotectiveeffects of osthole pretreatment against traumatic braininjury in rats. Brain Res., 2012; 1433: 127-136
  Google Scholar
• 18. Hou X.H., Cao B., Liu H.Q., Wang Y.Z., Bai S.F., Chen H.: Effects ofosthole on apoptosis and TGF-beta1 of hypertrophic scar fibroblasts.J. Asian Nat. Prod. Res., 2009; 11: 663-669
  Google Scholar
• 19. Hoult J.R., Payá M.: Pharmacological and biochemical actionsof simple coumarins: natural products with therapeutic potential.Gen. Pharmacol., 1996; 27: 713-722
  Google Scholar
• 20. Huang R.L., Chen C.C., Huang Y.L., Hsieh D.J., Hu C.P., Chen C.F.,Chang C.: Osthole increases glycosylation of hepatitis B surface antigenand suppresses the secretion of hepatitis B virus in vitro. Hepatology,1996; 24: 508-515
  Google Scholar
• 21. Huang W.J., Chen C.C., Chao S.W., Lee S.S., Hsu F.L., Lu Y.L., HungM.F., Chang C.I.: Synthesis of N-hydroxycinnamides capped witha naturally occurring moiety as inhibitors of histone deacetylase.Chem. Med. Chem., 2010; 5: 598-607
  Google Scholar
• 22. Huang W.J., Chen C.C., Chao S.W., Yu C.C., Yang C.Y., Guh J.H.,Lin Y.C., Kuo C.I., Yang P., Chang C.I.: Synthesis and evaluation of aliphatic-chainhydroxamates capped with osthole derivatives as histonedeacetylase inhibitors. Eur. J. Med. Chem., 2011; 46: 4042-4049
  Google Scholar
• 23. Hung C.M., Kuo D.H., Chou C.H., Su Y.C., Ho C.T., Way T.D.: Ostholesuppresses hepatocyte growth factor (HGF)-induced epithelial-mesenchymaltransition via repression of the c-Met/Akt/mTORpathway in human breast cancer cells. J. Agric. Food Chem., 2011;59: 9683-9690
  Google Scholar
• 24. Jarząb A., Grabarska A., Kiełbus M., Jeleniewicz W., DmoszyńskaGraniczkaM., Skalicka-Woźniak K., Sieniawska E., Polberg K., StepulakA.: Osthole induces apoptosis, suppresses cell-cycle progressionand proliferation of cancer cells. Anticancer Res., 2014; 34: 6473-6480
  Google Scholar
• 25. Ji H.J., Hu J.F., Wang Y.H., Chen X.Y., Zhou R., Chen N.H.: Ostholeimproves chronic cerebral hypoperfusion induced cognitivedeficits and neuronal damage in hippocampus. Eur. J. Pharmacol.,2010; 636: 96-101
  Google Scholar
• 26. Kao S.J., Su J.L., Chen C.K., Yu M.C., Bai K.J., Chang J.H., Bien M.Y.,Yang S.F., Chien M.H.: Osthole inhibits the invasive ability of humanlung adenocarcinoma cells via suppression of NF-κB-mediatedmatrix metalloproteinase-9 expression. Toxicol. Appl. Pharmacol.,2012; 261: 105-115
  Google Scholar
• 27. Kohlmunzer S.: Farmakognozja. Podręcznik dla studentów farmacji:Wydawnictwo Lekarskie PZWL Warszawa; 1998
  Google Scholar
• 28. Kozawa T., Sakai K., Uchida M., Okuyama T., Shibata S.: Calciumantagonistic action of a coumarin isolated from „Qian-Hu”, a Chinesetraditional medicine. J. Pharm. Pharmacol., 1981; 33: 317-320
  Google Scholar
• 29. Kuo P.L., Hsu Y.L., Chang C.H., Chang J.K.: Osthole-mediated celldifferentiation through bone morphogenetic protein-2/p38 and extracellularsignal-regulated kinase 1/2 pathway in human osteoblastcells. J. Pharmacol. Exp. Ther., 2005; 314: 1290-1299
  Google Scholar
• 30. Lacy A., O’Kennedy R.: Studies on coumarins and coumarinrelatedcompounds to determine their therapeutic role in the treatmentof cancer. Curr. Pharm. Des., 2004; 10: 3797-3811
  Google Scholar
• 31. Lee Y.Y., Lee S., Jin J.L., Yun-Choi H.S.: Platelet anti-aggregatoryeffects of coumarins from the roots of Angelica genuflexa and A. gigas.Arch. Pharm. Res., 2003; 26: 723-726
  Google Scholar
• 32. Leung Y.M., Kuo Y.H., Chao C.C., Tsou Y.H., Chou C.H., Lin C.H.,Wong K.L.: Osthol is a use-dependent blocker of voltage-gated Na+channels in mouse neuroblastoma N2A cells. Planta Med., 2010;76: 34-40
  Google Scholar
• 33. Li X.X., Hara I., Matsumiya T.: Effects of osthole on postmenopausalosteoporosis using ovariectomized rats; comparison to theeffects of estradiol. Biol. Pharm. Bull., 2002; 25: 738-742
  Google Scholar
• 34. Liang H.J., Suk F.M., Wang C.K., Hung L.F., Liu D.Z., Chen N.Q.,Chen Y.C., Chang C.C., Liang Y.C.: Osthole, a potential antidiabeticagent, alleviates hyperglycemia in db/db mice. Chem. Biol. Interact.,2009; 181: 309-315
  Google Scholar
• 35. Liao P.C., Chien S.C., Ho C.L., Wang E.I., Lee S.C., Kuo Y.H., JeyashokeN., Chen J., Dong W.C., Chao L.K., Hua K.F.: Osthole regulatesinflammatory mediator expression through modulating NF-κB,mitogen-activated protein kinases, protein kinase C, and reactiveoxygen species. J. Agric. Food Chem., 2010; 58: 10445-10451
  Google Scholar
• 36. Lin V.C., Chou C.H., Lin Y.C., Lin J.N., Yu C.C., Tang C.H., Lin H.Y.,Way T.D.: Osthole suppresses fatty acid synthase expression in HER2–overexpressing breast cancer cells through modulating Akt/mTORpathway. J. Agric. Food Chem., 2010; 58: 4786-4793
  Google Scholar
• 37. Liu W.B., Zhou J., Qu Y., Li X., Lu C.T., Xie K.L., Sun X.L., Fei Z.:Neuroprotective effect of osthole on MPP+-induced cytotoxicity inPC12 cells via inhibition of mitochondrial dysfunction and ROS production.Neurochem. Int., 2010; 57: 206-215
  Google Scholar
• 38. Liu Y.W., Chiu Y.T., Fu S.L., Huang Y.T.: Osthole ameliorates hepaticfibrosis and inhibits hepatic stellate cell activation. J. Biomed.Sci., 2015; 22: 63
  Google Scholar
• 39. Luszczki J.J., Andres-Mach M., Cisowski W., Mazol I., GlowniakK., Czuczwar S.J.: Osthole suppresses seizures in the mouse maximalelectroshock seizure model. Eur. J. Pharmacol., 2009; 607: 107-109
  Google Scholar
• 40. Luszczki J.J., Wojda E., Andres-Mach M., Cisowski W., Glensk M.,Glowniak K., Czuczwar S.J.: Anticonvulsant and acute neurotoxiceffects of imperatorin, osthole and valproate in the maximal electroshockseizure and chimney tests in mice: a comparative study.Epilepsy Res., 2009; 85: 293-299
  Google Scholar
• 41. Mao X., Yin W., Liu M., Ye M., Liu P., Liu J., Lian Q., Xu S., Pi R.:Osthole, a natural coumarin, improves neurobehavioral functionsand reduces infarct volume and matrix metalloproteinase-9 activityafter transient focal cerebral ischemia in rats. Brain Res., 2011;1385: 275-280
  Google Scholar
• 42. Matsuda H., Tomohiro N., Ido Y., Kubo M.: Anti-allergic effectsof cnidii monnieri fructus (dried fruits of Cnidium monnieri) andits major component, osthol. Biol. Pharm. Bull., 2002; 25: 809-812
  Google Scholar
• 43. Meng F., Xiong Z., Sun Y., Li F.: Coumarins from Cnidium monnieri(L.) and their proliferation stimulating activity on osteoblast-likeUMR106 cells. Pharmazie, 2004; 59: 643-645
  Google Scholar
• 44. Ming L.G., Ge B.F., Chen K.M., Ma H.P., Zhai Y.K., Zhou J., Li Z.F.:Effect of Osthol on the proliferation and differentiate of osteoblastsin vitro. Zhongguo Gu Shang, 2010; 23: 688-691
  Google Scholar
• 45. Ming L.G., Zhou J., Cheng G.Z., Ma H.P., Chen K.M.: Osthol, a coumarinisolated from common cnidium fruit, enhances the differentiationand maturation of osteoblasts in vitro. Pharmacology, 2011;88: 33-43
  Google Scholar
• 46. Nozaki K., Nishimura M., Hashimoto N.: Mitogen-activated proteinkinases and cerebral ischemia. Mol. Neurobiol., 2001; 23: 1-19
  Google Scholar
• 47. Ogawa H., Sasai N., Kamisako T., Baba K.: Effects of osthol onblood pressure and lipid metabolism in stroke-prone spontaneouslyhypertensive rats. J. Ethnopharmacol., 2007; 112: 26-31
  Google Scholar
• 48. Okamoto T., Kawasaki T., Hino O.: Osthole prevents anti-Fasantibody-induced hepatitis in mice by affecting the caspase-3-mediatedapoptotic pathway. Biochem. Pharmacol., 2003; 65: 677-681
  Google Scholar
• 49. Okamoto T., Kobayashi T., Yoshida S.: Synthetic derivatives ofosthole for the prevention of hepatitis. Med. Chem., 2007; 3: 35-44
  Google Scholar
• 50. Pathak M.A., Fitzpatrick T.B.: The evolution of photochemotherapywith psoralens and UVA (PUVA): 2000 BC to 1992 AD. J.Photochem. Photobiol. B, 1992; 14: 3-22
  Google Scholar
• 51. Qi Z., Xue J., Zhang Y., Wang H., Xie M.: Osthole ameliorates insulinresistance by increment of adiponectin release in high-fat andhigh-sucrose-induced fatty liver rats. Planta Med., 2011; 77: 231-235
  Google Scholar
• 52. Radhakrishnan S.K., Kamalakaran S.: Pro-apoptotic role of NF-κB: implications for cancer therapy. Biochim. Biophys. Acta, 2006;1766: 53-62
  Google Scholar
• 53. Riveiro M.E., De Kimpe N., Moglioni A., Vázquez R., Monczor F.,Shayo C., Davio C.: Coumarins: old compounds with novel promisingtherapeutic perspectives. Curr. Med. Chem., 2010; 17: 1325-1338
  Google Scholar
• 54. Riveiro M.E., Shayo C., Monczor F., Fernández N., Baldi A., DeKimpe N., Rossi J., Debenedetti S., Davio C.: Induction of cell differentiationin human leukemia U-937 cells by 5-oxygenated-6,7-methylenedioxycoumarins from Pterocaulon polystachyum. CancerLett., 2004; 210: 179-188
  Google Scholar
• 55. Sarker S.D., Nahar L.: Natural medicine: the genus Angelica. Curr.Med. Chem., 2004; 11: 1479-1500
  Google Scholar
• 56. Sawe N., Steinberg G., Zhao H.: Dual roles of the MAPK/ERK1/2cell signaling pathway after stroke. J. Neurosci. Res., 2008; 86: 1659-1669
  Google Scholar
• 57. Shen L.X., Jin L.Q., Zhang D.S., Xue G.P.: Effect of osthol on memoryimpairment of mice in AlCl3-induced acute senile model. YaoXue Xue Bao, 2002; 37: 178-180
  Google Scholar
• 58. Sheng L., Wu C.Y., Chen X.F.: Inhibitory acting mechanism ofpsoralen-osthole on bone metastasis of breast cancer – an expatiationviewing from OPG/RANKL/RANK system. Zhongguo Zhong XiYi Jie He Za Zhi, 2011; 31: 684-689
  Google Scholar
• 59. Shin E., Lee C., Sung S.H., Kim Y.C., Hwang B.Y., Lee M.K.: Antifibrotic activity of coumarins from Cnidium monnieri fruits in HSC-T6hepatic stellate cells. J. Nat. Med., 2011; 65: 370-374
  Google Scholar
• 60. Singhuber J., Baburin I., Ecker G.F., Kopp B., Hering S.: Insightsinto structure-activity relationship of GABAA receptor modulatingcoumarins and furanocoumarins. Eur. J. Pharmacol., 2011; 668: 57-64
  Google Scholar
• 61. Smyth T., Ramachandran V.N., Smyth W.F.: A study of the antimicrobialactivity of selected naturally occurring and syntheticcoumarins. Int. J. Antimicrob. Agents, 2009; 33: 421-426
  Google Scholar
• 62. Song F., Xie M.L., Zhu L.J., Zhang K.P., Xue J., Gu Z.L.: Experimentalstudy of osthole on treatment of hyperlipidemic and alcoholicfatty liver in animals. World J. Gastroenterol., 2006; 12: 4359-4363
  Google Scholar
• 63. Stanisławowski M., Kmieć Z.: Udział RANK, RANKL i OPG w osteolizietowarzyszącej nowotworom. Postępy Hig. Med. Dośw., 2009;63: 234-241
  Google Scholar
• 64. Sun F., Xie M.L., Xue J., Wang H.B.: Osthol regulates hepaticPPARα-mediated lipogenic gene expression in alcoholic fatty livermurine. Phytomedicine, 2010; 17: 669-673
  Google Scholar
• 65. Sun F., Xie M.L., Zhu L.J., Xue J., Gu Z.L.: Inhibitory effect of ostholeon alcohol-induced fatty liver in mice. Dig. Liver Dis., 2009;41: 127-133
  Google Scholar
• 66. Tamura S., Fujitani T., Kaneko M., Murakami N.: Prenylcoumarinwith Rev-export inhibitory activity from Cnidii Monnieris Fructus.Bioorg. Med. Chem. Lett., 2010; 20: 3717-3720
  Google Scholar
• 67. Tang D.Z., Hou W., Zhou Q., Zhang M., Holz J., Sheu T.J., Li T.F.,Cheng S.D., Shi Q., Harris S.E., Chen D., Wang Y.J.: Osthole stimulatesosteoblast differentiation and bone formation by activation ofbeta-catenin-BMP signaling. J. Bone Miner. Res., 2010; 25: 1234-1245
  Google Scholar
• 68. Vadas O., Burke J.E., Zhang X., Berndt A., Williams R.L.: Structuralbasis for activation and inhibition of class I phosphoinositide3-kinases. Sci. Signal., 2011; 4: re2
  Google Scholar
• 69. Wang S.J., Lin T.Y., Lu C.W., Huang W.J.: Osthole and imperatorin,the active constituents of Cnidium monnieri (L.) Cusson, facilitate glutamaterelease from rat hippocampal nerve terminals. Neurochem.Int., 2008; 53: 416-423
  Google Scholar
• 70. Wei Y., Zhang T., Ito Y.: Preparative isolation of osthol and xanthotoxolfrom common cnidium fruit (Chinese traditional herb)using stepwise elution by high-speed counter-current chromatography.J. Chromatogr. A, 2004; 1033: 373-377
  Google Scholar
• 71. Wu S.N., Lo Y.K., Chen C.C., Li H.F., Chiang H.T.: Inhibitory effect of the plant-extract osthole on L-type calcium current in NG108-15 neuronal cells. Biochem. Pharmacol., 2002; 63: 199-206
  Google Scholar
• 72. Xiang Y.Z., Kang L.Y., Gao X.M., Shang H.C., Zhang J.H., ZhangB.L.: Strategies for antiplatelet targets and agents. Thromb. Res.,2008; 123: 35-49
  Google Scholar
• 73. Xu X., Zhang Y., Qu D., Jiang T., Li S.: Osthole induces G2/M arrestand apoptosis in lung cancer A549 cells by modulating PI3K/Akt pathway. J. Exp. Clin. Cancer Res., 2011; 30: 33
  Google Scholar
• 74. Yang D., Gu T., Wang T., Tang Q., Ma C.: Effects of osthole onmigration and invasion in breast cancer cells. Biosci. Biotechnol.Biochem., 2010; 74: 1430-1434
  Google Scholar
• 75. Yang L.L., Wang M.C., Chen L.G., Wang C.C.: Cytotoxic activityof coumarins from the fruits of Cnidium monnieri on leukemia celllines. Planta Med., 2003; 69: 1091-1095
  Google Scholar
• 76. You L., An R., Wang X., Li Y.: Discovery of novel osthole derivativesas potential anti-breast cancer treatment. Bioorg. Med. Chem.Lett., 2010; 20: 7426-7428
  Google Scholar
• 77. Zhang J., Xue J., Wang H., Zhang Y., Xie M.: Osthole improvesalcohol-induced fatty liver in mice by reduction of hepatic oxidativestress. Phytother. Res., 2011; 25: 638-643
  Google Scholar
• 78. Zhang Q., Qin L., He W., Van Puyvelde L., Maes D., Adams A.,Zheng H., De Kimpe N.: Coumarins from Cnidium monnieri and theirantiosteoporotic activity. Planta Med., 2007; 73: 13-19
  Google Scholar
• 79. Zhang W., Ma D., Zhao Q., Ishida T.: The effect of the major componentsof Fructus cnidii on osteoblasts in vitro. J. Acupunct. MeridianStud., 2010; 3: 32-37
  Google Scholar
• 80. Zhang Y., Xie M., Xue J., Gu Z.: Osthole improves fat milk-inducedfatty liver in rats: modulation of hepatic PPAR-alpha/gamma–mediated lipogenic gene expression. Planta Med., 2007; 73: 718-724
  Google Scholar
• 81. Zhang Y., Xie M.L., Xue J., Gu Z.L.: Osthole regulates enzymeprotein expression of CYP7A1 and DGAT2 via activation of PPARalpha/gammain fat milk-induced fatty liver rats. J. Asian Nat. Prod.Res., 2008; 10: 807-812
  Google Scholar
• 82. Zhang Y., Xie M.L., Zhu L.J., Gu Z.L.: Therapeutic effect of ostholeon hyperlipidemic fatty liver in rats. Acta Pharmacol. Sin., 2007;28: 398-403
  Google Scholar

Pełna treść artykułu