Rola SRSF1 w procesie nowotworzenia
Elżbieta Sokół 1 , Joanna Bogusławska 1 , Agnieszka Piekiełko-Witkowska 1Abstrakt
SRSF1 jest wielofunkcyjnym białkiem biorącym udział w procesach związanych z metabolizmem RNA. Następstwem zaburzeń ekspresji SRSF1, obserwowanych w wielu typach nowotworów, są nieprawidłowości w składaniu pre-mRNA, zmiany stabilności transkryptów i poziomu translacji onkogenów oraz genów supresorowych. Regulując różnicowe składanie transkryptów genów CCND1, RAC1, KLF6, BCL2L1, MCL1 oraz CASP9, SRSF1 indukuje zmiany w cyklu komórkowym, proliferacji i apoptozie. Czynnik SRSF1 wpływa także na angiogenezę nowotworową i przerzutowanie, m.in. promując powstawanie proangiogennych wariantów VEGF oraz wariantu splicingowego genu RON, który aktywuje proces przejścia nabłonkowo- -mezenchymalnego. Ze względu na istotną rolę SRSF1 w rozwoju i progresji nowotworów, białko to jest obiecującym celem terapii przeciwnowotworowych wykorzystujących związki hamujące jego aktywność.
W artykule przedstawiono najnowsze informacje o wpływie SRSF1 na nowotworzenie oraz jego potencjalne znaczenie w opracowaniu nowych strategii w leczeniu chorych z nowotworami.
Wykaz skrótów
eIF4E – eukariotyczny czynnik inicjujący translację 4E (eukaryotic translation initiation factor 4E), EMT – przejście nabłonkowo-mezenchymalne (epithelial-mesenchymal transition), ESE – sekwencja wzmacniająca składanie pre-mRNA, znajdująca się w eksonie (exonic splicing enhancer), MOMP – permeabilizacja zewnętrznej błony mitochondrialnej (mitochondrial outer membrane permeabilization), NMD – proces degradacji mRNA zawierających przedwczesny kodon STOP (nonsense-mediated mRNA decay), OIS – starzenie indukowane onkogenami (oncogene-induced senescence), shRNA – krótkie RNA o strukturze spinki (small hairpin RNA, short hairpin RNA).
Wstęp
Nowotworzenie to wieloetapowy proces, w którym zachodzące w komórce zmiany genetyczne i epigenetyczne zaburzają proliferację, apoptozę i różnicowanie komórek. Dalsze etapy rozwoju nowotworu obejmują wykształcenie naczyń krwionośnych w guzie (angiogeneza, umożliwiająca jego wzrost), naciekanie sąsiadujących tkanek oraz powstanie przerzutów [19]. Jednym z wielu procesów, których nieprawidłowości tworzą molekularne podłoże rozwoju nowotworów, jest różnicowe składanie pierwotnego transkryptu (alternative splicing). Proces ten polega na wycinaniu z pre-mRNA intronów i różnicowym łączeniu eksonów, co umożliwia syntezę wielu różnych wariantów cząsteczek transkryptów na matrycy tego samego genu [66]. Zaburzenia składania pre-mRNA, zachodzące w nowotworach, mogą prowadzić do powstawania nieprawidłowych izoform mRNA lub zmiany stosunków ilościowych między prawidłowymi wariantami transkryptów [64]. W niektórych przypadkach powstające nieprawidłowe warianty mRNA nie są usuwane przez mechanizmy obronne komórki, lecz podlegają procesowi translacji, stanowiąc podstawę syntezy wadliwych białek, w tym regulatorów apoptozy, cyklu komórkowego czy angiogenezy [62]. W wyniku zaburzeń różnicowego składania pre-mRNA na matrycy tego samego genu mogą powstawać białka o przeciwstawnych właściwościach, promujące bądź hamujące nowotworzenie. Istotną rolę w tym procesie pełni białko SRSF1, jeden z podstawowych czynników regulujących proces różnicowego składania pierwotnego transkryptu.
SRSF1: budowa, regulacja i funkcje
Gen kodujący białko SRSF1 jest umiejscowiony na chromosomie 17q22. W regulacji ekspresji SRSF1 uczestniczy m.in. czynnik transkrypcyjny Myc, który aktywuje ekspresję SRSF1 i za jego pośrednictwem stymuluje proliferację, indukując zmiany w składaniu transkryptów genów kodujących kinazę Mnk2 oraz regulator transkrypcji Tef1 [4]. Powstający na matrycy genu SRSF1 pierwotny transkrypt podlega procesowi różnicowego składania, w wyniku którego powstaje co najmniej sześć wariantów mRNA. Większość tych transkryptów nie podlega translacji lecz ze względu na obecność przedwczesnych kodonów STOP, jest degradowana w procesie NMD (nonsense-mediated mRNA decay) [58]. Translacji ulega głównie wariant 1 i to jemu jest poświęcona zdecydowana większość opublikowanych na temat SRSF1 prac. W badaniach prowadzonych na kurzej linii komórkowej DT40-ASF wykazano funkcjonalne znaczenie wariantu 3 SRSF1, który działa jako inhibitor kompetycyjny głównego wariantu 1, hamując składanie transkryptu genu IgV [22]. Różnicowe składanie pre-mRNA SRSF1 jest regulowane m.in. przez czynnik składania SRSF3. Wyciszenie ekspresji SRSF3 w komórkach raka wątrobowokomórkowego zmienia składanie transkryptów SRSF1 w kierunku zwiększonej ekspresji wariantu podlegającego procesowi NMD, co zmniejsza poziom białka SRSF1 [35].
Istotną rolę w regulacji ekspresji SRSF1 pełnią mikroRNA: krótkie, niekodujące cząsteczki RNA, które wiążą się do transkryptów regulowanych genów i modulują ich ekspresję. Wykazano, że miR-7, miR-28 i miR-505 hamują translację SRSF1, natomiast miR-10a i 10b powodują degradację mRNA tego czynnika [32,63,65].
Podobnie jak kilka innych czynników składania RNA [21,27,59], SRSF1 ma zdolność autoregulacji własnej ekspresji, wpływając na proces różnicowego składania pre- -mRNA oraz wydajność translacji. Zwiększony poziom ekspresji SRSF1 doprowadza do przesunięcia różnicowego składania jego pre-mRNA w kierunku syntezy wariantów zawierających przedwczesny kodon STOP, które podlegają degradacji w procesie NMD [14,58]. SRSF1 hamuje też wydajność własnej translacji, prawdopodobnie wpływając na wiązanie mRNA z polirybosomami [58]. Innym mechanizmem, wykorzystywanym przez SRSF1 do regulacji własnej ekspresji, jest interferencja RNA. SRSF1 promuje bowiem dojrzewanie mikroRNA miR-7, który zwrotnie hamuje jego translację [65].
Białko SRSF1 (dawna nazwa SF2/ASF) należy do grupy białek SR (serine- and arginine-rich proteins), regulujących proces składania pre-mRNA. W budowie SRSF1 wyróżnia się dwie domeny RRM (RNA recognition motif), których główną rolą jest wiązanie RNA oraz bogatą w reszty seryny i argininy domenę RS, uczestniczącą m.in. w oddziaływaniach z innymi białkami [25,46].
Na lokalizację i funkcjonowanie SRSF1 w istotny sposób wpływają modyfikacje potranslacyjne. SRSF1 należy do grupy białek przemieszczających się między kompartmentami komórkowymi i w zależności od stopnia ufosforylowania domeny RS umiejscawia się w jądrze komórkowym lub w cytoplazmie. Fosforylacja SRSF1 wpływa na jego oddziaływanie z innymi białkami oraz wiązanie RNA. Zarówno zbyt wysoki, jak i zbyt niski poziom fosforylacji SRSF1 uniemożliwia jego udział w obróbce mRNA [6,47]. Głównym miejscem fosforylacji SRSF1 są reszty seryny w domenie RS. Fosforylacja SRSF1 jest katalizowana przez kinazy SRPK, Clk, AKT, NEK2, PRP4, PKA i topoizomerazę I [14,41]. Kinaza SRPK1 fosforyluje pierwsze 12 reszt seryny domeny RS, co umożliwia oddziaływanie z transportyną SR-2 i w konsekwencji transport SRSF1 z cytoplazmy do znajdujących się w jądrze komórkowym struktur zwanych ziarnistościami jądrowymi (nuclear speckles lub IGC – interchromatin granule cluster). Tam kinaza Clk fosforyluje pozostałe reszty seryny, co prowadzi do rozproszenia SRSF1 w nukleoplazmie i umożliwia jego udział w składaniu pre-mRNA. Defosforylacja SRSF1, katalizowana przez fosfatazy PP1 i PP2A, powoduje jego translokację z jądra komórkowego do cytoplazmy, gdzie zachodzi proteolityczna degradacja tego białka [14].
Na wewnątrzkomórkowe umiejscowienie SRSF1 wpływa również metylacja reszt argininy (R93, R97 i R109). Zahamowanie metylacji powoduje akumulację SRSF1 w cytoplazmie, zwiększając aktywność tego czynnika w procesie translacji, a jednocześnie uniemożliwia udział SRSF1 w procesach przebiegających w jądrze komórkowym: składaniu RNA i procesie NMD [54].
SRSF1, wraz z innymi białkami SR, uczestniczy w regulacji składania pierwotnego transkryptu, zarówno kanonicznym, jak i różnicowym [50]. W składaniu kanonicznym umożliwia rozpoznanie eksonów i odróżnienie ich od intronów. W procesie różnicowego składania pre-mRNA SRSF1 oddziałuje m.in. z sekwencjami ESE (exonic splicing enhancers) i wpływa na wybór alternatywnych miejsc składania 3’ lub 5’ [64].
Poza istotną rolą w regulacji składania pierwotnego transkryptu, SRSF1 wpływa także na stabilność transkryptów [57], ich eksport z jądra komórkowego do cytoplazmy [50,60] oraz proces NMD [48,67].
SRSF1 reguluje również proces dojrzewania cząsteczek miRNA. Prekursory tych cząsteczek, zwane pri-miRNA, są syntetyzowane przez polimerazę RNA typu II, po czym podlegają obróbce przez rybonukleazy Dicer i Drosha. SRSF1 bierze udział w dojrzewaniu niektórych prekursorów miRNA (m.in. miR-7, miR-221, miR-222), wiążąc się z nimi i ułatwiając ich cięcie przez enzym Drosha [65].
SRSF1 wpływa jednocześnie na proces inicjacji translacji, regulując fosforylację białek oddziałujących z tzw. czapeczką mRNA (cap). Główną rolę w inicjacji translacji pełni białko eIF4E (eukaryotic translation initiation factor 4E), którego oddziaływanie z komponentami kompleksu wiążącego czapeczkę jest hamowane przez białko 4E-BP1. Fosforylacja 4E-BP1 przez kinazę mTOR uwalnia eIF4E, które wówczas może wiązać się z czapeczką mRNA i aktywować translację. Natomiast defosforylacja 4E-BP1 przez fosfatazę PP2A umożliwia ponowne oddziaływanie z eIF4E, blokując udział tego czynnika w procesie inicjacji translacji. SRSF1 reguluje inicjację translacji oddzia- łując zarówno z kinazą mTOR, jak i fosfatazą PP2A. Rekrutując mTOR do kompleksu związanych z mRNA białek, SRSF1 umożliwia fosforylację 4E-BP1 i aktywację inicjacji translacji przez eIF4E. Związanie fosfatazy PP2A przez SRSF1 powoduje zahamowanie jej aktywności, a tym samym defosforylację eIF4A, co również umożliwia aktywację translacji [33]. Wykorzystując ten mechanizm SRSF1 wpływa na translację ponad tysiąca różnych białek, zwłaszcza tych związanych z regulacją cyklu komórkowego. Aktywność SRSF1 jest więc niezbędna do prawidłowej progresji cyklu komórkowego [29].
Podsumowując, czynnik SRSF1 wpływa na wiele różnych mechanizmów regulacji ekspresji genów, począwszy od transkrypcji, poprzez składanie pre-mRNA, stabilność transkryptów i translację. Nie jest więc zaskakujące, że zaburzenia funkcjonowania SRSF1 mogą przekładać się na nieprawidłowości w funkcjonowaniu komórki, w tym te związane z procesem nowotworzenia.
Wpływ SRSF1 na proces nowotworzenia
Jak wspomniano wyżej, ekspresja SRSF1 podlega kompleksowej kontroli, obejmującej procesy transkrypcji i obróbki potranskrypcyjnej. Mimo to w wielu typach nowotworów, m.in. w raku nerki, okrężnicy, tarczycy czy płuca, obserwuje się zaburzenia ekspresji SRSF1 (tab. 1). Zwiększenie ekspresji SRSF1 często wynika z amplifikacji locus 17q23; w raku piersi amplifikacja ta jest skorelowana z niską przeżywalnością pacjentów [53].
Tabela 1. Zmiany ekspresji SRSF1 w nowotworach
[23]. Nadekspresja SRSF1 w hodowlach 3D komórek MCF-10A aktywuje wzrost nowotworu z powodu zwiększonej proliferacji komórek i zahamowania apoptozy [16]. Wzrost poziomu SRSF1 w komórkach gruczolakoraka płuca skutkuje zwiększoną agresywnością nowotworu, spowodowaną aktywacją szlaków sygnałowych PI3K/ AKT i p42/44 MAPK, zwiększoną zdolnością komórek do tworzenia kolonii w agarze i ich opornością na cytostatyki: karboplatynę i paklitaksel [2].
Kancerogenne działanie SRSF1 wynika w dużej mierze z jego zdolności do regulacji ekspresji onkogenów (tab. 2). SRSF1 może też jednak promować syntezę białek o właściwościach supresorów nowotworzenia, hamujących proliferację i aktywujących apoptozę. Przykłady obu tych sposobów działania SRSF1 omówiono niżej.
Tabela 2. Przykłady regulacji splicingu transkryptów genów zaangażowanych w onkogenezę przez SRSF1
SRSF1 jako modulator proliferacji, starzenia komórkowego i apoptozy
Transformacja nowotworowa jest ściśle związana z nabyciem przez komórki zdolności do nieograniczonych podziałów oraz utratą wrażliwości na sygnały indukujące apoptozę [18,19]. SRSF1 wpływa na działanie wielu białek kontrolujących oba te procesy.
Cyklina D1 (kodowana przez gen CCND1) jest ważnym regulatorem cyklu komórkowego. W raku stercza SRSF1 promuje powstawanie wariantu mRNA cykliny D1 pozbawionego eksonu 5 [37]. Powstające na matrycy tego transkryptu białko D1b promuje wzrost komórek niezależny od kontaktu z podłożem umożliwiając ich inwazyjność [24].
Mała GTP-aza Rac1 należy do rodziny białek Rho kontrolujących ścieżki sygnałowe odpowiedzialne za regulację transkrypcji genów i funkcjonowanie cytoszkieletu aktynowego. W komórkach raka jelita grubego SRSF1 wiąże się do sekwencji ESE w eksonie 3b pre-mRNA Rac1 i promuje jego włączenie do dojrza- łej cząsteczki transkryptu [15]. Powstaje w ten sposób izoforma Rac1b, której zwiększoną ekspresję obserwuje się w raku jelita grubego i w wielu innych nowotworach [20,49,52,56]. W porównaniu z klasycznym białkiem Rac1, wariant Rac1b charakteryzuje się zwiększoną zdolnością wymiany nukleotydów, zmniejszoną szybkością hydrolizy GTP i brakiem zdolności do oddziaływania z regulatorowym białkiem GDI, które w warunkach fizjologicznych odpowiada za sekwestrację Rac1 w cytoplazmie [30]. W odróżnieniu od klasycznego białka Rac, wariant Rac1b nie aktywuje szlaków sygnałowych powodujących rozwój lamellipodiów czy aktywacji kinaz PAK1 i JNK. Rac1b jest natomiast zdolny do aktywacji szlaku NF-ĸB, który odpowiada za inicjację odpowiedzi antyapoptotycznej w komórce, a także promuje progresję cyklu komórkowego przez wzrost ekspresji cykliny D1 [15].
KLF6 jest supresorem nowotworzenia należącym do rodziny czynników transkrypcyjnych regulujących cykl komórkowy, różnicowanie komórek i apoptozę. Aktywność białka SRSF1 jest niezbędna do syntezy prawidłowego wariantu KLF6, który hamuje nadmierną proliferację komórek nowotworowych. Wyciszenie ekspresji SRSF1 prowadzi do powstania wariantu SV1, zwiększającego zdolność komórek raka wątrobowokomórkowego do przerzutowania, a więc de facto do utraty supresorowych właściwości KLF6 [35].
SRSF1 bierze udział w procesie starzenia indukowanego onkogenami (OIS, oncogene-induced senescence), chroniącym komórki przed transformacją nowotworową. Główną rolę w OIS odgrywa białko p53, określane mianem „strażnika genomu”. Działanie p53 jest regulowane przez ligazę ubikwityny MDM2, która wiąże p53 i promuje jego eksport z jądra do cytoplazmy, a następnie degradację przez ubikwitynację. Swoisty mechanizm OIS, uruchamiany przez nadekspresję SRSF1, polega na przyłączeniu tego białka do MDM2, które w warunkach stresowych wiąże się z rybosomalnym białkiem RPL5 [5,8]. SRSF1 stabilizuje ten kompleks, blokując w ten sposób ubikwitynację podstawowego substratu MDM2, czyli p53. Wykazano także, że nadekspresja SRSF1 indukuje w komórce zmiany charakterystyczne dla procesu starzenia komórkowego, takie jak akumulacja β-galaktozydazy, powiększenie i spłaszczenie komórki, obecność pęcherzyków wewnątrzkomórkowych oraz ognisk heterochromatyny, a także znacznie (nawet w 80%) hamuje proliferację komórek [8].
Zaburzenia ekspresji SRSF1 mogą wywołać nieprawidłowości w uruchamianiu programowanej śmierci komórki. W komórkach niedrobnokomórkowego raka płuca wyciszenie ekspresji SRSF1 indukuje apoptozę przez obniżenie stężenia antyapoptotycznego białka surwiwiny. SRSF1 swoiście wiąże się z mRNA surwiwiny i zwiększa jego stabilność, a także wzmacnia translację przez mechanizm zależny od mTORC1 w wyniku fosforylacji i inaktywacji represora translacji 4E-BP1 [7].
Mcl-1 i Bcl-x należą do rodziny białek Bcl2, których charakterystyczną cechą jest obecność 1-4 domen BH (domena homologii z Bcl2, Bcl2-homology domain). Białka zawierające wszystkie 4 domeny działają antyapoptotycznie, hamując permeabilizację zewnętrznej błony mitochondrialnej (MOMP, mitochondrial outer membrane permeabilization) i zatrzymując w ten sposób cząsteczki aktywujące apoptozę we wnętrzu mitochondrium. Natomiast izoformy pozbawione jednej lub więcej domen BH działają proapoptotycznie i aktywują MOMP. Różnicowe składanie pre-mRNA MCL1 i BCL-X powoduje powstanie długich (L) bądź krótkich (S) wariantów mRNA, różniących się obecnością eksonu 2 i domen BH1 i BH2 w syntetyzowanym białku [34]. W rezultacie powstające izoformy białek mają odmienne właściwości: warianty S działają proapoptotycznie, a warianty L hamują apoptozę. W wielu typach nowotworów (m.in. raku piersi, jajnika, jelita grubego i wątroby) obserwuje się zwiększoną ekspresję izoform L [10,61], co najprawdopodobniej jest skutkiem wzmożonej aktywności SRSF1. Świadczą o tym badania wykazujące, że obniżenie ekspresji SRSF1 (indukowane za pomocą siRNA bądź inhibitorów komórkowych regulatorów ekspresji SRSF1) powoduje wzrost ekspresji proapoptotycznych izoform Mcl-1S i Bcl-xS i uwrażliwia komórki na apoptozę [10,34].
SRSF1 nie można jednak przypisać jednoznacznie roli inhibitora apoptozy, na co mogą wskazywać badania nad składaniem pre-mRNA kaspazy 9. Na matrycy genu CASP9 powstają dwa warianty kaspazy 9, proapoptotyczny (9a) i antyapoptotyczny (9b). Warianty róż- nią się obecnością kasety zawierającej eksony 3, 4, 5 i 6. Wyciszenie SRSF1 zwiększa syntezę antyapoptotycznego wariantu 9b, z jednoczesnym spadkiem ekspresji wariantu 9a. Zmniejszenie ekspresji kaspazy 9b przy niezmienionym poziomie wariantu 9a uwrażliwia komórki raka płuca na chemioterapeutyki, co może sugerować proapoptotyczną rolę SRSF1. W cytowanej pracy nie przeprowadzono jednak bezpośrednich badań nad wpływem SRSF1 na indukcję apoptozy, co nie wyjaśnia jego potencjalnej aktywności proapoptotycznej [51].
SRSF1 jako regulator angiogenezy
Istotnym etapem rozwoju nowotworu jest wykształ- cenie w obrębie guza nowych naczyń krwionośnych w procesie angiogenezy [18]. Podstawowym regulatorem angiogenezy jest naczyniowo-śródbłonkowy czynnik wzrostu (VEGF, vascular endothelial growth factor). Białko to może występować w izoformach wykazujących właściwości zarówno pro-, jak i antyangiogenne. Włączenie do transkryptu VEGF eksonu 8a prowadzi do powstania stymulującej angiogenezę izoformy VEGF165. Działanie antyangiogenne wykazuje natomiast białko VEGF165b, powstające na matrycy transkryptu pozbawionego eksonu 8a [36,39]. Zaburzenia ekspresji pro- i antyangiogennych wariantów VEGF są często obserwowane w komórkach nowotworowych [3,26,40,45]. Jak już wspomniano, główną rolę w regulacji aktywności SRSF1 odgrywa fosforylacja i związany z nią transport białka z cytoplazmy do jądra komórkowego. Ufosforylowane przez kinazę SRPK1 białko SRSF1 powoduje włączanie do transkryptu VEGF eksonu 8a i syntezę proangiogennej izoformy VEGF165. Wyciszenie ekspresji kinazy SRPK1 w komórkach raka jelita grubego zmniejsza syntezę VEGF165 i zahamowuje angiogenezę oraz wzrost guzów inokulowanych u myszy [1].
Wpływ SRSF1 na proces przerzutowania
Przejście nabłonkowo-mezenchymalne (EMT, epithelial-mesenchymal transition) polega na zmianie wła- ściwości komórek nabłonkowych, które tracą polarność i zdolności adhezyjne, stają się bardziej ruchliwe i mogą dokonywać inwazji sąsiadujących tkanek [44]. EMT jest jednym z podstawowych etapów progresji nowotworowej. Jednym z białek regulujących EMT jest Ron, należący do rodziny receptorów MET, wpływających na wzrost komórek, ich podatność na apoptozę, zdolność do poruszania się i inwazji macierzy zewnątrzkomórkowej [68]. Wariant ΔRon, którego ekspresja jest podwyższona w raku piersi i okrężnicy, powstaje na skutek wyłączenia z transkryptu eksonu 11, co powoduje usunięcie 49-aminokwasowego regionu z domeny zewnątrzkomórkowej receptora. Delecja ta istotnie wpływa na właściwości białka, bowiem izoforma ΔRon wykazuje konstytutywną aktywność także przy braku liganda [12]. Włączenie bądź wyłączenie z transkryptu Ron alternatywnego eksonu 11 jest kontrolowane przez dwie sekwencje regulatorowe umiejscowione w eksonie 12, powodujące wzmocnienie lub wyciszenie składania pre-mRNA. Białko SRSF1 wiąże się do sekwencji wzmacniającej, indukując syntezę ∆Ron. W komórkach nowotworowych zwiększona ekspresja SRSF1 wywołuje nadekspresję wariantu ∆Ron i zmianę morfologii komórek z towarzyszącą reorganizacją cytoszkieletu. Komórki takie charakteryzują się wrzecionowatym kształtem, redystrybucją β-kateniny, obniżoną ekspresją E-kadheryny oraz obecnością swoistych markerów mezenchymalnych. W rezultacie nadekspresja SRSF1 zwiększa ruchliwość komórek [12].
SRSF1 jako cel terapii przeciwnowotworowej
Ze względu na istotne znaczenie SRSF1 w procesie nowotworzenia są podejmowane próby wykorzystania tego czynnika jako celu terapii przeciwnowotworowej. Większość badań skupia się na związkach hamujących fosforylację, czyli główny mechanizm regulujący aktywność SRSF1. Szczególnie obiecujące wydają się badania nad pochodnymi indolu, będącymi inhibitorami fosforylacji katalizowanej przez topoizomerazę I [55]. Należący do tej grupy związek IDC92 selektywnie hamuje aktywowaną przez SRSF1 syntezę ∆Ron i inwazyjność komórek nowotworowych [11]. Wykorzystując drobnocząsteczkowe inhibitory kinazy SRPK1 można wpływać na regulowane przez SRSF1 składanie transkryptów VEGF i Rac [38]. W komórkach raka stercza inhibitor SRPK1 o nazwie SPHINX zwiększa syntezę antyangiogennego wariantu VEGF165b, a w mysim modelu tego nowotworu, po podaniu dootrzewnowym, hamuje wzrost guza [31]. Podobne wyniki uzyskano stosując inhibitor SRPIN340 w komórkowym oraz mysim modelu przerzutowego czerniaka [9]. W komórkach raka jelita grubego SRPIN340 obniża ekspresję izoformy Rac1b, podtrzymującej żywotność komórek [13]. Wyniki tych badań sugerują, że inhibitory kinaz fosforylujących SRSF1 mogą znaleźć zastosowanie w terapiach wywołujących śmierć komórek nowotworowych.
Podsumowanie
Białko SRSF1 wpływa wszechstronnie na nowotworzenie, regulując procesy proliferacji, apoptozy, angiogenezy czy przerzutowania. Pod wpływem różnych mechanizmów (regulacja składania pierwotnego transkryptu, stabilność mRNA oraz translacja) SRSF1 wpływa na działanie onkogenów i supresorów nowotworzenia stanowiących główne ogniwa szlaków sygnałowych, których zaburzenia powodują zachwianie homeostazy komórki. Ze względu na istotną rolę SRSF1 w rozwoju i progresji nowotworów związki hamujące działanie tego białka mogą się stać w przyszłości podstawą opracowania nowych terapii antynowotworowych.
Ryc. 1.
Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów
Przypisy
- 1. Amin E.M., Oltean S., Hua J., Gammons M.V., Hamdollah-ZadehM., Welsh G.I., Cheung M.K., Ni L., Kase S., Rennel E.S., Symonds K.E.,Nowak D.G., Royer-Pokora B., Saleem M.A., Hagiwara M., SchumacherV.A., Harper S.J., Hinton D.R., Bates D.O., Ladomery M.R.: WT1mutants reveal SRPK1 to be a downstream angiogenesis target byaltering VEGF splicing. Cancer Cell, 2011; 20: 768-780
Google Scholar - 2. Anczuków O., Rosenberg A.Z., Akerman M., Das S., Zhan L., KarniR., Muthuswamy S.K., Krainer A.R.: The splicing factor SRSF1 regulatesapoptosis and proliferation to promote mammary epithelialcell transformation. Nat. Struct. Mol. Biol., 2012; 19: 220-228
Google Scholar - 3. Bates D.O., Cui T.G., Doughty J.M., Winkler M., Sugiono M., ShieldsJ.D., Peat D., Gillatt D., Harper S.J.: VEGF165b, an inhibitory splicevariant of vascular endothelial growth factor, is down-regulated inrenal cell carcinoma. Cancer Res., 2002; 62: 4123-4131
Google Scholar - 4. Das S., Anczuków O., Akerman M., Krainer A.R.: Oncogenic splicingfactor SRSF1 is a critical transcriptional target of MYC. Cell Rep.,2012; 1: 110-117
Google Scholar - 5. Das S., Fregoso O.I., Krainer A.R.: A new path to oncogene-inducedsenescence: at the crossroads of splicing and translation. Cell Cycle,2013; 12: 1477-1479
Google Scholar - 6. Das S., Krainer A.R.: Emerging functions of SRSF1, splicing factorand oncoprotein, in RNA metabolism and cancer. Mol. CancerRes., 2014; 12: 1195-1204
Google Scholar - 7. Ezponda T., Pajares M.J., Agorreta J., Echeveste J.I., López-PicazoJ.M., Torre W., Pio R., Montuenga L.M.: The oncoprotein SF2/ASFpromotes non–small cell lung cancer survival by enhancing survivinexpression. Clin. Cancer Res., 2010; 16: 4113-4125
Google Scholar - 8. Fregoso O.I., Das S., Akerman M., Krainer A.R.: Splicing-factoroncoprotein SRSF1 stabilizes p53 via RPL5 and induces cellular senescence.Mol. Cell, 2013; 50: 56-66
Google Scholar - 9. Gammons M.V., Lucas R., Dean R., Coupland S.E., Oltean S, BatesD.O.: Targeting SRPK1 to control VEGF-mediated tumour angiogenesisin metastatic melanoma. Br. J. Cancer., 2014; 111: 477-485
Google Scholar - 10. Gautrey H.L., Tyson-Capper A.J.: Regulation of Mcl-1 by SRSF1and SRSF5 in cancer cells. PLoS One, 2012; 7: e51497
Google Scholar - 11. Ghigna C., De Toledo M., Bonomi S., Valacca C., Gallo S., ApicellaM., Eperon I., Tazi J., Biamonti G.: Pro-metastatic splicing of Ron protooncogenemRNA can be reversed: therapeutic potential of bifunctionaloligonucleotides and indole derivatives. RNA Biol., 2010; 7: 495-503
Google Scholar - 12. Ghigna C., Giordano S., Shen H., Benvenuto F., Castiglioni F.,Comoglio P.M., Green M.R., Riva S., Biamonti G.: Cell motility is controlledby SF2/ASF through alternative splicing of the Ron protooncogene.Mol. Cell, 2005; 20: 881-890
Google Scholar - 13. Goncalves V., Henriques A., Pereira J.F., Neves Costa A., MoyerM.P., Moita L.F., Gama-Carvalho M., Matos P., Jordan P.: Phosphorylationof SRSF1 by SRPK1 regulates alternative splicing of tumorrelatedRac1b in colorectal cells. RNA, 2014; 20: 474-482
Google Scholar - 14. Goncalves V., Jordan P.: Posttranscriptional regulation of splicingfactor SRSF1 and its role in cancer cell biology. Biomed. Res.Int., 2015; 2015: 287048
Google Scholar - 15. Goncalves V., Matos P., Jordan P.: Antagonistic SR proteins regulatealternative splicing of tumor-related Rac1b downstream of thePI3-kinase and Wnt pathways. Hum. Mol. Genet., 2009; 18: 3696-3707
Google Scholar - 16. Gout S., Brambilla E., Boudria A., Drissi R., Lantuejoul S., GazzeriS., Eymin B.: Abnormal expression of the pre-mRNA splicing regulatorsSRSF1, SRSF2, SRPK1 and SRPK2 in non small cell lung carcinoma.PLoS One, 2012; 7: e46539
Google Scholar - 17. Guo R., Li Y., Ning J., Sun D., Lin L., Liu X.: HnRNP A1/A2 and SF2/ASF regulate alternative splicing of interferon regulatory factor-3and affect immunomodulatory functions in human non-small celllung cancer cells. PLoS One, 2013; 8: e62729
Google Scholar - 18. Hanahan D., Weinberg R.A.: Hallmarks of cancer. Cell, 2000;100: 57-70
Google Scholar - 19. Hanahan D., Weinberg R.A.: Hallmarks of cancer: the next generation.Cell, 2011; 144: 646-674
Google Scholar - 20. Jordan P., Brazåo R., Boavida M.G., Gespach C., Chastre E.: Cloningof a novel human Rac1b splice variant with increased expressionin colorectal tumors. Oncogene, 1999; 18: 6835-6839
Google Scholar - 21. Jumaa H., Nielsen P.J.: The splicing factor SRp20 modifies splicingof its own mRNA and ASF/SF2 antagonizes this regulation. EMBOJ., 1997; 16: 5077-5085
Google Scholar - 22. Kanehiro Y., Todo K., Negishi M., Fukuoka J., Gan W., HikasaT., Kaga Y., Takemoto M., Magari M., Li X., Manley J.L., Ohmori H.,Kanayana N.: Activation-induced cytidine deaminase (AID)-dependentsomatic hypermutation requires a splice isoform of the serine/arginine-rich (SR) protein SRSF1. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2012;109: 1216-1221
Google Scholar - 23. Karni R., de Stanchina E., Lowe S.W., Sinha R., Mu D., Krainer A.R.:The gene encoding the splicing factor SF2/ASF is a proto-oncogene.Nat. Struct. Mol. Biol., 2007; 14: 185-193
Google Scholar - 24. Kim C.J., Nishi K., Isono T., Okuyama Y., Tambe Y., Okada Y., InoueH.: Cyclin D1b variant promotes cell invasiveness independentof binding to CDK4 in human bladder cancer cells. Mol. Carcinog.,2009; 48: 953-964
Google Scholar - 25. Kowalska-Loth B., Girstun A., Trzcińska A.M., Piekiełko Witkowska A., Staroń K.: SF2/ASF protein binds to the cap regionof human topoisomerase I through two RRM domains. Biochem.Biophys. Res. Commun., 2005, 331: 398-403
Google Scholar - 26. Lee Y.H., Tokunaga T., Oshika Y., Suto R., Yanagisawa K., TomisawaM., Fukuda H., Nakano H., Abe S., Tateishi A., Kijima H., YamazakiH., Tamaoki N., Ueyama Y., Nakamura M.: Cell-retained isoformsof vascular endothelial growth factor (VEGF) are correlated withpoor prognosis in osteosarcoma. Eur. J. Cancer, 1999; 35: 1089-1093
Google Scholar - 27. Lejeune F., Cavaloc Y., Stevenin J.: Alternative splicing of intron 3of the serine/arginine-rich protein 9G8 gene. Identification of flankingexonic splicing enhancers and involvement of 9G8 as a transactingfactor. J. Biol. Chem., 2001; 276; 7850-7858
Google Scholar - 28. Lopez-Mejia I.C., De Toledo M., Della Seta F., Fafet P., RebouissouC., Deleuze V., Blanchard J.M., Jorgensen C., Tazi J., VignaisM.L.: Tissue-specific and SRSF1-dependent splicing of fibronectin,a matrix protein that controls host cell invasion. Mol. Biol. Cell,2013; 24: 3164-3176
Google Scholar - 29. Maslon M.M., Heras S.R., Bellora N., Eyras E., Cáceres J.F.: Thetranslational landscape of the splicing factor SRSF1 and its role inmitosis. Elife, 2014; 3: e02028
Google Scholar - 30. Matos P., Collard J.G., Jordan P.: Tumor-related alternativelyspliced Rac1b is not regulated by Rho-GDP dissociation inhibitorsand exhibits selective downstream signaling. J. Biol. Chem., 2003;278: 50442-50448
Google Scholar - 31. Mavrou A., Brakspear K., Hamdollah-Zadeh M., Damodaran G.,Babaei-Jadidi R., Oxley J., Gillatt D.A., Ladomery M.R., Harper S.J.,Bates D.O., Oltean S.: Serine-arginine protein kinase1 (SRPK1) inhibitionas a potential novel targeted therapeutic strategy in prostatecancer. Oncogene, 2015; 34: 4311-4319
Google Scholar - 32. Meseguer S., Mudduluru G., Escamilla J.M., Allgayer H., BarettinoD.: MicroRNAs-10a and -10b contribute to retinoic acid-induceddifferentiation of neuroblastoma cells and target the alternativesplicing regulatory factor SFRS1 (SF2/ASF). J. Biol. Chem., 2011;286: 4150-4164
Google Scholar - 33. Michlewski G., Sanford J.R., Cáceres J.F.: The splicing factor SF2/ASF regulates translation initiation by enhancing phosphorylationof 4E-BP1. Mol. Cell, 2008; 30: 179-189
Google Scholar - 34. Moore M.J., Wang Q., Kennedy C.J., Silver P.A.: An alternativesplicing network links cell-cycle control to apoptosis. Cell, 2010;142: 625-636
Google Scholar - 35. Muñoz Ú., Puche J.E., Hannivoort R., Lang U.E., Cohen-NaftalyM., Friedman S.L.: Hepatocyte growth factor enhances alternativesplicing of the Kruppel-like factor 6 (KLF6) tumor suppressor to promotegrowth through SRSF1. Mol. Cancer Res., 2012; 10: 1216-1227
Google Scholar - 36. Nowak D.G., Amin E.M., Rennel E.S., Hoareau-Aveilla C., GammonsM., Damodoran G., Hagiwara M., Harper S.J., Woolard J., LadomeryM.R., Bates D.O.: Regulation of vascular endothelial growth factor(VEGF) splicing from pro-angiogenic to anti-angiogenic isoforms:a novel therapeutic strategy for angiogenesis. J. Biol. Chem., 2010;285: 5532-5540
Google Scholar - 37. Olshavsky N.A., Comstock C.E., Schiewer M.J., Augello M.A.,Hyslop T., Sette C., Zhang J., Parysek L.M., Knudsen K.E.: Identificationof ASF/SF2 as a critical, allele-specific effector of the cyclin D1boncogene. Cancer Res., 2010; 70: 3975-3984
Google Scholar - 38. Oltean S., Gammons M., Hulse R., Hamdollah-Zadeh M., MavrouA., Donaldson L., Salmon A.H., Harper S.J., Ladomery M.R.,Bates D.O.: SRPK1 inhibition in vivo: modulation of VEGF splicingand potential treatment for multiple diseases. Biochem. Soc. Trans.,2012; 40: 831-835
Google Scholar - 39. Peiris-Pagès M.: The role of VEGF 165b in pathophysiology. CellAdh. Migr., 2012; 6: 561-568
Google Scholar - 40. Peiris-Pagès M., Harper S.J., Bates D.O., Ramani P.: Balance ofpro- versus anti-angiogenic splice isoforms of vascular endothelial growth factor as a regulator of neuroblastoma growth. J. Pathol.,2010; 222: 138-147
Google Scholar - 41. Piekielko-Witkowska A.: Plejotropowy efekt fosforylacji białekwiążących RNA bogatych w serynę i argininę. Postępy Biochem.,2006; 52: 383-389
Google Scholar - 42. Piekielko-Witkowska A., Kedzierska H., Poplawski P., WojcickaA., Rybicka B., Maksymowicz M., Grajkowska W., Matyja E., MandatT., Bonicki W., Nauman P.: Alternative splicing of iodothyronine deiodinasesin pituitary adenomas. Regulation by oncoprotein SF2/ASF. Biochim. Biophys. Acta, 2013; 1832: 763-772
Google Scholar - 43. Piekielko-Witkowska A., Wiszomirska H., Wojcicka A., PoplawskiP., Boguslawska J., Tanski Z., Nauman A.: Disturbed expression ofsplicing factors in renal cancer affects alternative splicing of apoptosisregulators, oncogenes, and tumor suppressors. PLoS One, 2010;5: e13690
Google Scholar - 44. Pieniążek M, Donizy P, Ziętek M, Szynglarewicz B, MatkowskiR.: Rola szlaków sygnalizacyjnych związanych z TGF-β w patogenezieprzejścia nabłonkowo-mezenchymalnego (EMT) jako głównegoelementu warunkującego progresję choroby nowotworowej. PostępyHig. Med. Dośw., 2012; 66: 583-591
Google Scholar - 45. Pritchard-Jones R.O., Dunn D.B., Qiu Y., Varey A.H., OrlandoA., Rigby H., Harper S.J., Bates D.O.: Expression of VEGF(xxx)b, theinhibitory isoforms of VEGF, in malignant melanoma. Br. J. Cancer,2007; 97: 223-230
Google Scholar - 46. Sanford J.R., Ellis J., Cáceres J.F.: Multiple roles of arginine/serine-richsplicing factors in RNA processing. Biochem. Soc. Trans.,2005; 33: 443-446
Google Scholar - 47. Sanford J.R., Ellis J.D., Cazalla D., Cáceres J.F.: Reversible phosphorylationdifferentially affects nuclear and cytoplasmic functionsof splicing factor 2/alternative splicing factor. Proc. Natl. Acad. Sci.USA, 2005; 102: 15042-15047
Google Scholar - 48. Sato H., Hosoda N., Maquat L.E.: Efficiency of the pioneer roundof translation affects the cellular site of nonsense-mediated mRNAdecay. Mol. Cell, 2008; 29: 255-262
Google Scholar - 49. Schnelzer A., Prechtel D., Knaus U., Dehne K., Gerhard M., GraeffH., Harbeck N., Schmitt M., Lengyel E.: Rac1 in human breast cancer:overexpression, mutation analysis, and characterization of a newisoform, Rac1b. Oncogene, 2000; 19: 3013-3020
Google Scholar - 50. Shepard P.J., Hertel K.J.: The SR protein family. Genome Biol.,2009; 10: 242
Google Scholar - 51. Shultz J.C., Goehe R.W., Murudkar C.S., Wijesinghe D.S., MaytonE.K., Massiello A., Hawkins A.J., Mukerjee P., Pinkerman R.L.,Park M.A., Chalfant C.E.: SRSF1 regulates the alternative splicing ofcaspase 9 via a novel intronic splicing enhancer affecting the chemotherapeuticsensitivity of non-small cell lung cancer cells. Mol.Cancer Res., 2011; 9: 889-900
Google Scholar - 52. Silva A.L., Carmo F., Bugalho M.J.: RAC1b overexpression in papillarythyroid carcinoma: a role to unravel. Eur. J. Endocrinol., 2013;168: 795-804
Google Scholar - 53. Sinclair C.S., Rowley M., Naderi A., Couch F.J.: The 17q23 ampliconand breast cancer. Breast Cancer Res. Treat., 2003; 78: 313-322
Google Scholar - 54. Sinha R., Allemand E., Zhang Z., Karni R., Meyers M.P., KrainerA.R.: Arginine methylation controls the subcellular localization and functions of the oncoprotein splicing factor SF2/ASF. Mol. Cell. Biol.,2010; 30: 2762-2774
Google Scholar - 55. Soret J., Bakkour N., Maire S., Durand S., Zekri L., Gabut M., FicW., Divita G., Rivalle C., Dauzonne D., Nguyen C.H., Jeanteur P., TaziJ.: Selective modification of alternative splicing by indole derivativesthat target serine-arginine-rich protein splicing factors. Proc. Natl.Acad. Sci. USA, 2005; 102: 8764-8769
Google Scholar - 56. Stallings-Mann M.L., Waldmann J., Zhang Y., Miller E., GauthierM.L., Visscher D.W., Downey G.P., Radisky E.S., Fields A.P., RadiskyD.C.: Matrix metalloproteinase induction of Rac1b, a key effector oflung cancer progression. Sci. Transl. Med., 2012; 4: 142ra95
Google Scholar - 57. Sun D., Novotny M., Bulek K., Liu C., Li X., Hamilton T.: Treatmentwith IL-17 prolongs the half-life of chemokine CXCL1 mRNAvia the adaptor TRAF5 and the splicing-regulatory factor SF2 (ASF).Nat. Immunol., 2011; 12: 853-860
Google Scholar - 58. Sun S., Zhang Z., Sinha R., Karni R., Krainer A.R.: SF2/ASF autoregulationinvolves multiple layers of post-transcriptional andtranslational control. Nat. Struct. Mol. Biol., 2010; 17: 306-312
Google Scholar - 59. Sureau A., Gattoni R., Dooghe Y., Stévenin J., Soret J.: SC35 autoregulatesits expression by promoting splicing events that destabilizeits mRNAs. EMBO J., 2001; 20: 1785-1796
Google Scholar - 60. Twyffels L., Gueydan C., Kruys V.: Shuttling SR proteins: morethan splicing factors. FEBS J., 2011; 278: 3246-3255
Google Scholar - 61. Um H.D.: Bcl-2 family proteins as regulators of cancer cell invasionand metastasis: a review focusing on mitochondrial respirationand reactive oxygen species. Oncotarget, 2016; 7: 5193-5203
Google Scholar - 62. Venables J.P.: Unbalanced alternative splicing and its significancein cancer. Bioessays, 2006; 28: 378-386
Google Scholar - 63. Verduci L., Simili M., Rizzo M., Mercatanti A., Evangelista M.,Mariani L., Rainaldi G., Pitto L.: MicroRNA (miRNA)-mediated interactionbetween leukemia/lymphoma-related factor (LRF) andalternative splicing factor/splicing factor 2 (ASF/SF2) affects mouseembryonic fibroblast senescence and apoptosis. J. Biol. Chem., 2010;285: 39551-39563
Google Scholar - 64. Wiszomirska H., Piekiełko-Witkowska A., Nauman A.: Zaburzeniaróżnicowego składania pierwotnego transkryptu w kancerogenezie.Postępy Biochem., 2011; 57: 257-265
Google Scholar - 65. Wu H., Sun S., Tu K., Gao Y., Xie B., Krainer A.R., Zhu J.: A splicing-independentfunction of SF2/ASF in microRNA processing. Mol.Cell, 2010; 38: 67-77
Google Scholar - 66. Wysokiński D., Błasiak J.: Perspektywy wykorzystania interferencjiRNA w terapii chorób związanych z zaburzeniami alternatywnegoskładania RNA. Postępy Hig. Med. Dośw., 2012, 66: 683-695
Google Scholar - 67. Zhang Z., Krainer A.R.: Involvement of SR proteins in mRNAsurveillance. Mol. Cell, 2004; 16: 597-607
Google Scholar - 68. Zhao S., Cao L., Freeman J.W.: Knockdown of RON receptor kinasedelays but does not prevent tumor progression while enhancingHGF/MET signaling in pancreatic cancer cell lines. Oncogenesis,2013; 2: e76
Google Scholar