Mitochondria jako organelle docelowe dla działania estrogenów
Małgorzata Chmielewska 1 , Izabela Skibińska 1 , Małgorzata Kotwicka 1Abstrakt
Estrogeny należą do grupy hormonów steroidowych, których wielokierunkowe działanie zależy od dwóch typów receptorów: receptora estrogenowego 1 (ESR1) oraz estrogenowego 2 (ESR2). Hormony te mogą wpływać na komórki docelowe na drodze genowej oraz niegenowej. W „klasycznym” genowym mechanizmie działania kompleks ligand–receptor pełni rolę czynnika transkrypcyjnego, który moduluje ekspresję wielu genów docelowych dla estrogenów. Obserwowane w komórkach szybkie, występujące już po kilku sekundach od stymulacji, skutki działania estrogenów wskazują na ich niegenowe działanie. Mechanizm ten jest ciągle słabo poznany i wykazuje znaczne zróżnicowanie, zależne od rodzaju hormonu i typu komórki docelowej. Estrogeny wykazują wielokierunkowe działanie również w obrębie organelli komórkowych. Uważa się, że organellami docelowymi dla estrogenów są prawdopodobnie m.in. mitochondria, które ze względu na dużą zawartość lipidów stanowią swoisty rezerwuar estrogenów komórki. Mechanizm działania estrogenów na mitochondria nie jest w pełni poznany. W wielu komórkach potwierdzono obecność zarówno ESR1 jak i ESR2 (wskazując na ESR2 jako postać dominującą). Podejrzewa się, że w mechanizm, który zarządza migracją ESR w kierunku błony mitochondrialnej są zaangażowane receptory Tom20, Tom70 oraz białka opiekuńcze Hsp70 i Hsp90. Zaobserwowano, że estrogeny egzogenne wpływają na ekspresję genów mitochondrialnych, morfologię mitochondriów oraz poziom obecnych w mitochondriach reaktywnych form tlenu.
Wykaz skrótów
5’UTR – region niekodujący 5’ (5’ untranslated region), ARKO – nokaut genu kodującego aromatazę (aromatase-knockout), ATP – adenozyno-5’-trifosforan (adenosine triphosphate), BAD – białko proapoptotyczne związane z białkiem Bcl-2 (Bcl-2-associated death promotor), Bax – białko proapoptotyczne związane z białkiem Bcl-2 (Bcl-2 associated X protein), BSA – surowicza albumina wołowa (bovine serum albumin), Ca2+ – jony wapniowe (calcium ions), CHO – komórki jajnika chomika chińskiego (chinese hamster ovary), COX-1, COX-2, COX-3 – podjednostki oksydazy cytochromu c (cytochrome c oxidase subunits), COX7RP – białko związane z podjednostką IV oksydazy cytochromu c (cytochrome c oxidase subunit IV-related protein), DHHC-7, DHHC-21 – transferaza palmitylowa zawierająca domenę DHHC (palmitoyltransferase containing DHHC domain), DLD-1 – komórki gruczolakoraka jelita grubego (colorectal adenocarcinoma cells),DRP1 – dynaminowe białko cytoplazmatyczne (dynamin-related protein), eNOS – endotelialna synteza tlenku azotu (endothelial nitric oxide synthase), ERKO – nokaut genu dla receptora estrogenowego (estrogen receptor knockout), ESR – receptory estrogenowe (estrogen receptors), ESR1 – receptor estrogenowy typu 1 (estrogen receptor type 1), ESR2 – receptor estrogenowy typu 2 (estrogen receptor type 2), FIS1 – białko związane z fragmentacją mitochondrium (mitochondrial fission 1 protein), HEK-293 – embrionalne komórki nerki (human embryonic kidney 293 cells), HepG2 – komórki nowotworu wątroby (liver hepatocellular carcinoma cells), HPIP – białko wiążące mikrotubule (hematopoietic Pbx-interaction protein), Hsp70, Hsp 90 – białka opiekuńcze z rodziny białek szoku cieplnego (heat shock protein 70, heat shock protein 90), MCF7 – komórki nowotworowe gruczołu piersi (human breast adenocarcinoma cell line), MNAR – modulator niegenowej aktywności receptorów estrogenowych (modulator of nongenomic action of estrogen receptor), mRNA – matrycowe RNA (messenger RNA), MFN1, MFN2 – mitofuzyna 1, 2 (mitofusin 1, 2), NO – tlenek azotu (nitric oxide), NRF-1 – jądrowy czynnik transkrypcyjny (nuclear respiratory factor 1), OPA1 – współczynnik zaniku nerwu wzrokowego 1 (optic atrophy factor 1), p130Cas – białko adaptorowe (adaptor protein p130Cas), PAT – acetylotransferaza palmitylowa (palmitoylacyltransferase), PELP1 – białko 1 bogate w prolinę, kwas glutaminowy i leucynę (proline-, glutamic acid – and leucine-rich protein-1), RNA – kwas rybonukleinowy (ribonucleic acid), ROS – reaktywne formy tlenu (reactive oxygen species), rRNA – rybosomalny RNA (ribosomal ribonucleic acid), Shc – białka adaptorowe z rodziny Shc (Shc family adaptor protein), TOM – translokaza zewnętrznej błony mitochondrialnej (translocase of the outer membrane), TPR – motyw tetratrikopeptydów (tetratricopeptyde repeat motif), tRNA – transferowy RNA (transfer RNA), tRNA-met – inicjatorowy tRNA (initiatior tRNA).
Wstęp
Estrogeny należą do grupy hormonów plejotropowych, których wielokierunkowe działanie jest zależne od dwóch typów receptorów: estrogenowego 1 (ESR1) oraz estrogenowego 2 (ESR2). W klasycznym genowym mechanizmie działania steroidów kompleks ligand- -receptor pełni rolę czynnika transkrypcyjnego, który moduluje ekspresję wielu genów docelowych. Badania opisujące bardzo szybkie, pojawiające się już po kilkunastu sekundach od stymulacji, odpowiedzi komórek stymulowanych hormonami steroidowymi wskazują, że mogą one działać na komórki w mechanizmie niegenowym. Mimo intensywnych badań mechanizm ten jest ciągle słabo poznany i wykazuje znaczne zróżnicowanie, zależne od rodzaju hormonu i typu komórki docelowej [24,44,99]. W 1998 r. podczas konferencji w Mannheim zaproponowano kryteria, dzięki którym można sklasyfikować niegenowy mechanizm działania steroidów. Jest to praktyczny przewodnik, który pozwala lepiej zrozumieć, ale także scharakteryzować potencjalny mechanizm działania tych hormonów w planowanych doświadczeniach. Zaproponowany wówczas schemat przyjmuje podział na dwie główne grupy: A (bezpośrednie działanie steroidów) oraz B (pośrednie działanie steroidów). W obrębie tych grup wyodrębniono kategorie, które określają swoistość zachodzącej reakcji. Swoisty mechanizm działania, w porównaniu do nieswoistego, jest zależny od obecności klasycznych receptorów jądrowych lub receptorów nieklasycznych [30].
Szybkie efekty działanie estrogenów
C.M Szego oraz J. Davis już w 1967 r. zaobserwowali, iż po kilku sekundach od podania 17β-estradiol powoduje wzrost stężenia wolnych jonów wapniowych w komórkach macicy szczura [106]. Na podstawie przeprowadzonych badań wywnioskowano, iż jest to związane z sygnalizacją błonową. Wyniki kolejnych badań, opublikowane w 1977 r., były potwierdzeniem wcześniejszych doniesień. Szego oraz Pietras wykazali, iż na powierzchni komórek wyizolowanych z endometrium występują miejsca swoistego wiązania estrogenów [85]. Szybkie działanie tej grupy hormonów steroidowych zaobserwowano również w komórkach przysadki [27], komórkach warstwy ziarnistej otaczającej oocyt kury [75] oraz w dojrzewającym oocycie ludzkim [107]. Późniejsze badania wykazały, iż szybkie działanie estrogenów jest związane z obecnością w błonie komórkowej receptorów estrogenowych. Dwie niezależne grupy badaczy, korzystając z metod immunocytochemicznych, wykazały w obrębie błony komórkowej obecność białka, które zostało zidentyfikowane jako klasyczny receptor jądrowy [77,79]. Badania, w których komórki CHO (chinese hamster ovary) poddano transfekcji plazmidem z wklonowanym genem ESR1 oraz ESR2, wykazały iż ekspresja tych genów daje ten sam transkrypt, zarówno dla receptorów jądrowych jak i błonowych [92]. Zaobserwowano również, iż komórki izolowane od transgenicznych myszy z nokautem genu ESR1 oraz ESR2 (myszy ERKO, estrogen receptor knockout) były pozbawione miejsc wiążących estrogeny w obrębie błony komórkowej. W wyniku tej modyfikacji, nie obserwowano szybkiej odpowiedzi komórek stymulowanych estrogenami [1]. Pedram i wsp. wyizolowali błonowe oraz jądrowe frakcje wiążące estrogeny z komórek nowotworowych gruczołu piersi linii MCF7 [83]. Autorzy wykazali, że wyizolowane frakcje błonowe są podobne strukturalnie do klasycznych receptorów jądrowych [82]. Uważa się również, iż regulacja ekspresji wielu głównych genów odpowiedzialnych za prawidłowy rozwój i funkcjonowanie narządów zależy od transdukcji sygnałów estrogenów zarówno przez jądrowy jak i błonowy receptor estrogenów [83].
Dostępne są również publikacje, które kwestionują błonowe umiejscowienie klasycznych receptorów jądrowych [109] i zaznaczają konieczność wykonania badań, które wyjaśnią różnorodność mechanizmów działania estrogenów na poziomie błony komórkowej [115].
Błonowe receptory dla estrogenów
Walter i wsp. w 1985 r. zaobserwowali obecność w komórkach linii MCF7, wariantu receptora estrogenowego typu 1 o masie 46 kDa [113]. Wyróżniono dwa główne procesy warunkujące zróżnicowaną ekspresję genu ESR1. Okazało się, iż w kontrolę procesu transkrypcji jest zaangażowanych kilka promotorów. Ponadto, w wyniku alternatywnego splicingu, może powstać mRNA różniące się w obrębie regionu flankującego koniec 5’ (5’UTR). Poszczególne warianty mRNA powstają w wyniku procesu transkrypcji z użyciem swoistego dla danej postaci promotora [46,48]. Białko o masie 46 kDa zostało ponownie zidentyfikowane w komórkach nowotworu piersi [34] oraz w ludzkich osteoblastach [26]. Powyższa izoforma jest prawdopodobnie związana z błonową transdukcją sygnału [68]. Podobne wyniki uzyskano również w przypadku komórek endotelialnych [61].
Ekspresja wariantu ESR1, o masie 36 kDa, zachodzi głównie w komórkach nowotworów piersi, zarówno ESR1- pozytywnych, jak i ESR1-negatywnych. Wariant ten zidentyfikowano również w nowotworowych komórkach macierzystych/progenitorowych. Prawdopodobnie bierze on udział w szybkiej transdukcji sygnału indukowanego przez estrogeny [25,58,114]. W piśmiennictwie wskazuje się na ciągłe postępy w badaniu struktury, funkcji oraz na potencjalne możliwości wykorzystania tego wariantu receptora estrogenowego typu 1 jako cel terapeutyczny w przypadku nowotworów piersi [89,105].
W strukturze klasycznych receptorów estrogenowych nie wyróżnia się domen transbłonowych, które są charakterystyczne dla błonowych białek receptorowych. Sugeruje się, iż zakotwiczenie ESR jest możliwe dzięki modyfikacjom potranslacyjnym oraz asocjacji z białkami błonowymi [52]. Maksymalnie 5-10% z puli receptorów estrogenowych charakteryzuje się lokalizacją błonową [60,82]. Uważa się, iż aktywowane estrogenami błonowe ESR występują w formie dimerycznej. Zasugerowano, iż jest to preferowana konformacja receptorów, która zapewnia prawidłową transdukcję sygnału. Wykazano, iż stymulowane 17β-estradiolem komórki nowotworu piersi linii MCF7, charakteryzują się błonowym umiejscowieniem głównie form homodimerycznych ESR1. Komórki endotelialne są pod tym względem zróżnicowane, ponieważ na ich powierzchni jest obecny zarówno ESR1, jak i ESR2, który może tworzyć formy homo – bądź heterodimeryczne [94]. Natomiast Chambliss i wsp. wykazali, iż stymulowana 17β-estradiolem aktywacja endotelialnej syntazy tlenku azotu (eNOS, endothelial nitric oxide synthase) nie wymaga dimeryzacji ESR1 [14].
W dostępnym piśmiennictwie wskazuje się, iż błonowe receptory estrogenowe są umiejscowione głównie w niewielkich wpukleniach błony komórkowej, zwanych kaweolami. Struktury te należą do grupy raftów (tratw) lipidowych. Ich średnica wynosi 50-100 nm, a rdzeń lipidowy wzbogacony jest o cholesterol, sfingolipidy oraz glikolipidy. Kaweole tworzą rusztowanie i zapewniają stabilne zakotwiczenie ESR oraz innych cząsteczek, które biorą udział w transdukcji sygnału związanego z błoną komórkową. Kształt oraz formowanie kaweoli jest zależne od integralnego białka błonowego – kaweoliny [63,80]. Początkowo obecność tych struktur zaobserwowano głównie w komórkach endotelialnych. Kim i wsp.wykazali, iż zakotwiczony w błonie kaweoli ESR1 pośredniczy w szybkim uwalnianiu tlenku azotu (NO) w komórkach stymulowanych 17β-estradiolem [51]. Wyniki badań potwierdziły doniesienia innej grupy badaczy, którzy wykazali, iż ESR1 pośredniczy w aktywacji eNOS wywołanej stymulacją 17β-estradiolem. Nie powiązano wówczas współwystępowania ESR1 oraz eNOS w błonie kaweoli [21]. W następnych latach wykazano, iż w kaweolach komórek endotelialnych eNOS zarówno z ESR1, jak i izoformą o masie 46 kDa tworzy funkcjonalny moduł, który aktywuje wytwarzanie tlenku azotu w bardzo krótkim czasie po stymulacji 17β-estradiolem [33,53]. Sugeruje się również, iż proces ten może wpływać na zmianę lokalnego stężenia jonów wapniowych [13,50]. Postuluje się, iż ESR2 może w podobny sposób oddziaływać z eNOS i pośredniczyć w niegenowym mechanizmie działania estrogenów w obrębie błony kaweoli komórek endotelialnych [15]. Należy zaznaczyć, iż błonowe umiejscowienie receptorów estrogenowych jest zróżnicowane w zależności od typu komórki [69]. Zaobserwowano, iż ESR2, w porównaniu z ESR1, ulega translokacji w kierunku błony komórek linii HT-22, ale nie tworzy kompleksu z kaweoliną-1 [100]. Komórki gruczolakoraka jelita grubego linii DLD-1 stymulowane 17β-estradiolem wykazują błonowe umiejscowienie ESR2, który asocjuje z kaweoliną-1 [36]. Podobne wyniki uzyskano w komórkach embrionalnych nerki linii HEK-293, w których zakotwiczenie receptora estrogenowego typu 2 w kaweolach okazało się kluczowe dla prawidłowej transdukcji sygnału [37]. Kolokalizację ESR1 oraz kaweoliny-1 zaobserwowano w obrębie komórek mięśni gładkich naczyń krwionośnych oraz komórek linii MCF-7. Wykazano, iż stymulacja 17β-estradiolem reguluje ponadto syntezę kaweoliny [91].
Wskazuje się, iż zakotwiczenie receptorów estrogenowych w błonie komórkowej zależy od procesu palmitylacji. Jest to modyfikacja potranslacyjna, której mechanizm polega na przyłączeniu przez enzym PAT (palmitoylacyltransferase) kwasu palmitynowego do reszt cysteiny w obrębie danego białka. Jedne z pierwszych doniesień miały na celu wyjaśnienie roli procesu palmitylacji w kierowaniu receptorów estrogenowych do błony komórkowej. Na podstawie analizy sekwencji aminokwasowej białka ESR1, ESR2 oraz kaweoliny-1 uznano, iż cysteina 477 domeny wiążącej ligand (domena E) receptora estrogenowego 1, cysteina 399 receptora estrogenowego 2 oraz cysteina 133 kaweoliny-1 podlegają palmitylacji. Podkreślono, iż sekwencja aminokwasów otaczających poszczególne cysteiny wymienionych białek wykazuje znaczną homologię [4]. Późniejsze badania potwierdziły, że cysteina 447 ESR1 jest jednym z 9 aminokwasów tworzących motyw poddawany palmitylacji, który jest podstawowy dla prawidłowego przebiegu tego procesu. Ponadto wykazano, iż pula jądrowych ESR nie podlega palmitylacji [2,3,66,84]. Na podstawie obecnych danych wiadomo, iż transferaza palmitylowa DHHC-7 oraz DHHC-21 katalizują reakcję palmitylacji receptorów hormonów steroidowych [81]. Okazuje się również, iż na translokację ESR1 w kierunku błony ma wpływ fosforylacja kaweoliny-1, która jest skutkiem indukowanym przez 17β-estradiol [54]. Wykazano błonową lokalizację nie tylko ESR1, ale również ESR2 oraz wpływ 17β-estradiolu na proliferację komórek nowotworowych za pośrednictwem tych receptorów [67]. Także seryna 522, która korzystnie moduluje interakcje kaweoliny-1 z receptorem, zarządza migracją ESR1 w kierunku błony komórkowej [90]. Zaobserwowano znaczne obniżenie puli błonowych ESR, ale nie jądrowych, w komórkach z wyciszoną ekspresją genu kaweoliny-1 [22,84]. Jak zatem wytłumaczyć, iż maksymalnie 10% receptorów estrogenowych charakteryzuje się błonowym umiejscowieniem skoro motyw ulegający palmitylacji jest obecny w strukturze każdego receptora? Okazuje się, iż proces dimeryzacji receptorów estrogenowych ogranicza pulę dostępnych monomerów, które są jedyną formą poddawaną palmitylacji [59].
Postuluje się również, iż białko szoku cieplnego HSP27 (heat shock protein 27) odgrywa główną rolę w procesie palmitylacji, migracji oraz w funkcjonowaniu receptorów steroidowych jako mediatorów w szybkiej transdukcji sygnału związanej z błoną komórkową [93]. Wyróżnia się ponadto grupę białek, które tworzą rusztowanie dla ESR, wspomagają ich migrację w kierunku błony oraz pełnią rolę transmiterów sygnału. Do grupy tej, poza kaweoliną, należą również białka adaptorowe p130Cas oraz Shc, białko wiążące mikrotubule – HPIP, białko związane z przerzutami nowotworowymi – MTA1 oraz striatyna [9]. W dostępnym piśmiennictwie wskazuje się, iż białko PELP1 (proline-, glutamic acid – and leucine-rich protein-1), wcześniej określane jako MNAR (modulator of nongenomic action of estrogen receptor), pełni ważną rolę w stabilizowaniu kompleksu ESR, ponieważ łączy wyżej wymienione białka w integralną całość, przez co zwiększa skuteczność transdukcji sygnału z receptora błonowego. Uważa się, że białko PELP1 działa wielokierunkowo – pełni rolę koaktywatora ESR w procesie aktywacji transkrypcji oraz moduluje procesy biologiczne zachodzące w komórkach nowotworowych. Regulacja tych procesów odgrywa również istotne znaczenie w komórkach somatycznych, które nie uległy transformacji nowotworowej [35,38,40,110].
Estrogeny a mitochondria
Mitochondria są zdolne do wytwarzania ponad 95% energii komórkowej w procesie oddychania komórkowego. Ponadto pełnią kluczową rolę w procesie apoptozy oraz biorą udział w wielu przemianach biochemicznych komórki, takich jak: regulacja homeostazy jonów wapniowych, synteza hemu, lipidów, aminokwasów, czy też nukleotydów [39]. Na podstawie aktualnego stanu wiedzy należy przyjąć, że estrogeny wpływają w bezpośredni sposób na funkcję mitochondriów [55,101]. Stwierdzono, że do mitochondriów są transportowane estrogeny egzogenne. Sprzyjają temu lipofilne właściwości estrogenów. Wskazuje się, że w komórkach oprócz biernej dyfuzji uczestniczy również szybki mechanizm transportu estrogenów do mitochondriów, najprawdopodobniej w wyniku endocytozy zależnej od receptora. Ze względu na dużą zawartość lipidów, mitochondria stanowią swoisty rezerwuar estrogenów komórki [31].
Mitochondrialne receptory estrogenowe
Mechanizm działania estrogenów na mitochondria nie jest w pełni poznany. Badania potwierdzające obecność w mitochondriach ESR sugerują ich udział w mitochondrialnej transdukcji sygnału estrogenów. Pierwsze badania tego zjawiska dotyczyły znakowanych radioaktywnie ligandów [42,78]. Kolejne wiązały się bezpośrednio z identyfikacją poszczególnych podtypów receptorów estrogenowych (tabela 1). Zastosowane kompleksy złota koloidalnego, BSA (bovine serum albumin) oraz estrogenów pozwoliły w sposób bezpośredni zwizualizować dystrybucję liganda na poziomie błony komórkowej oraz jego translokację w kierunku mitochondrium [73]. Badania immunocytochemiczne potwierdziły obecność ESR w mitochondriach komórek macicy oraz jajnika królika. Zaznaczono, iż w komórkach jajnika ESR1 jest formą dominującą [74]. Inna grupa badaczy zaobserwowała, iż w mitochondriach komórek stymulowanych 17β-estradiolem występuje zarówno ESR1, jak i ESR2, ale receptor estrogenowy typu 2 jest postacią dominującą [18]. ESR2 w mitochondriach zaobserwowano również w szczurzych kardiomiocytach [117] oraz komórkach hipokampa [45,72,117], mysich komórkach hipokampa [117] oraz mięśni szkieletowych [71], a także w ludzkich komórkach nabłonkowych soczewki [10,11], kostniakomięsaka oraz komórkach nowotworowych wątroby [88,102]. Obecność ESR2 wykazano również we wstawkach plemników ludzkich. W tym rejonie plemników są umiejscowione wydłużone mitochondria ułożone w ciasną helisę, która oplata aparat ruchowy plemników na odcinku wstawki. Silny poziom ekspresji ESR2 w regionie wstawki sugeruje możliwość ich umiejscowienia w mitochondriach plemników. Słuszność hipotezy potwierdzają badania Solakidi i wsp. wykonane z wykorzystaniem swoistego mitochondrialnego markera CMX [103]. Również badania ultrastrukturalne wykonane przez Guido i wsp. potwierdzają obecność ESR2 w mitochondriach plemników ludzkich. Zespół ten w badaniach z zastosowaniem złota koloidalnego potwierdził obecność ESR2 również w głównej części witki (zarówno w osłonce włóknistej jak i we włóknach gęstych zewnętrznych) [41]. Obecność ESR2 w mitochondriach plemników sugeruje ich udział w regulacji ruchu i hiperaktywacji plemników. Badania przeprowadzone przez Guido i wsp. wskazują ponadto, że 17β-estradiol wywo- łuje w plemnikach skutki lipolityczne. Stwierdzono również jego wpływ na metabolizm glukozy przez aktywację dehydrogenazy glukozo-6-fosforanowej [41]. W plemnikach wykazano również ekspresję ESR1. Wskazywane przez Solakidi i wsp. umiejscowienie ESR1 w równikowym segmencie główki wskazuje na zaangażowanie tego receptora w proces fuzji błony komórkowej plemnika i oocytu [103]. Sugeruje się również, że w błonie komórkowej plemników są obecne różne izoformy ESR1 zachowujące domenę wiążącą hormon typową dla receptorów jądrowych [65].
Translokacja receptorów estrogenowych w kierunku mitochondrium
Ponieważ białka mitochondrialne są kodowane głównie w genomie jądrowym oraz syntetyzowane w postaci białek prekursorowych, ich translokacja w kierunku mitochondrium odgrywa ważną rolę w biogenezie tych organelli. Proces ten ma na celu wyselekcjonowanie odpowiedniej grupy białek oraz ułatwienie ich skutecznego transportu do mitochondrium, gdzie przez receptory zewnątrzbłonowe zostaje rozpoznana N-końcowa presekwencja. Białka, które powyższej presekwencji nie mają, są rozpoznawane za pomocą białek opiekuńczych. Natomiast białka nośnikowe zawierają sekwencję wewnętrzną, która jest sygnałem do transportu w kierunku mitochondrium [32].
W mechanizmie zarządzającym importem białek do mitochondrium główną rolę odgrywają receptory Tom20 oraz Tom70, należące do kompleksu TOM (translocase of the outer membrane), który składa się ponadto z pięciu innych podjednostek: Tom22, Tom 40, Tom5, Tom6 oraz Tom7. Za transport białek zawierających N-końcową presekwencję aminokwasową są odpowiedzialne receptory Tom20 oraz Tom22. W piśmiennictwie wskazuje się, iż receptor Tom20 rozpoznaje presekwencję, dla której charakterystycznym wzorcem aminokwasowym jest motyw LXXLL (L – aminokwas hydrofobowy, X – dowolny aminokwas). Pomimo dużej elastyczności miejsca wiązania motyw ten jest preferowany ze względu na charakter hydrofobowy. Receptor Tom70 jest umiejscowiony w obrębie zewnętrznej błony mitochondrialnej w formie homodimerycznej. Domena cytoplazmatyczna receptora Tom70 zawiera motyw składający się z charakterystycznych powtórzeń tetratrikopeptydów (TPR – tetratricopeptyde repeat motif), których specyfika wiązania z wewnętrznymi sekwencjami sygnałowymi odpowiada za przyłączanie białek nośnikowych. Motyw jest zaangażowany ponadto w wiązanie cytosolowych białek opiekuńczych z rodziny białek szoku cieplnego – Hsp70, a także Hsp90. Umożliwia to translokację białek prekursorowych, które nie zawierają wewnętrznej sekwencji sygnałowej [28,29].
Dostępne dane literaturowe sugerują wspólne wystę- powanie receptora estrogenowego typu 2, receptora Tom20 oraz białka opiekuńczego Hsp90 w obrębie błony mitochondriów. Translokacja receptora związanego z ligandem odbywa się poprzez kompleks podjednostek Tom20-Tom22. ESR2 w strukturze domeny wiążącej ligand zawiera wcześniej opisane motywy LXXLL, które receptor Tom20 rozpoznaje i umożliwia zakotwiczenie w obrębie błony mitochondrialnej [101]. Sekwencje te pośredniczą w wiązaniu koaktywatorów lub korepresorów, które modulują aktywność receptorów [16]. Ponadto, niezwiązane z ligandem ESR tworzą kompleks z cytosolowymi białkami opiekuńczymi (Hsp70, Hsp90), które odpowiadają za zachowanie odpowiedniej konformacji receptora oraz zapobiegają jego degradacji. Białka Hsp70 oraz Hsp90, wiążąc się z dyneiną bądź cytokeratynami, ułatwiają także translokację ESR2 w kierunku mitochondrium, gdzie następnie poprzez motyw TPR receptor łączy się z podjednostką Tom70 [87]. W piśmiennictwie wskazuje się również, że związanie liganda przez ESR zmienia jego konformację, co w sposób bezpośredni wpływa na sposób transportu do mitochondrium. Podkreśla się, iż stymulacja estrogenami zwiększa pulę mitochondrialnych ESR2 [18].
Podsumowując, w oparciu o powyższe doniesienia, można w komórkach wyróżnić kilka alternatywnych dróg translokacji ESR2 w kierunku mitochondrium, w zależności od konformacji receptora oraz potencjalnego wiązania z cząsteczką liganda.
Tabela 1. Umiejscowienie receptorów estrogenowych w obrębie mitochondrium w różnych typach komórek
Wpływ estrogenów na morfologię mitochondrium
Uważa się, że estrogeny egzogenne poprzez obecne w mitochondriach ESR wpływają na morfologię tych organelli [17]. Już w 1982 r. Vic i wsp. badając wpływ stymulacji 17β-estradiolem na struktury subkomórkowe zaobserwowali zmianę morfologii mitochondriów komórek linii MCF-7. Organelle te po stymulacji estradiolem cechowały się dużym rozmiarem oraz dobrze widoczną strukturą grzebieniastą [112]. Podobne obserwacje odnotowano w badaniach komórek nabłonka gruczołowego endometrium świnki morskiej [5]. Mitochondria mysich kardiomiocytów z nokautem genu ESR1 charakteryzowały się nieprawidłowym kształtem, utratą typowej struktury grzebieniastej oraz fragmentacją zewnętrznej oraz wewnętrznej błony mitochondrialnej [118]. Badanie mitochondriów kardiomiocytów wyizolowanych od szczurów po chirurgicznym usunięciu jajników wykazało, że podawanie, odpowiednio 17β-estradiolu lub fitoestrogenów, pomagało zachować właściwą strukturę i funkcje tych organelli [119,120]. U myszy transgenicznych z nokautem genu aromatazy (ARKO, aromatase- -knockout) synteza estrogenów endogennych zostaje zablokowana. Morfologicznie, mitochondria komórek śródmiąższowych wyizolowanych od tej grupy myszy charakteryzowały się znacznymi nieprawidłowościami w porównaniu z grupą kontrolną – mitochondria były sferyczne z tubularnymi grzebieniami i elektronowo gęstym matriks [108].
Powyższe badania nie określają jednak jakie białka są zaangażowane w modulowanie morfologii mitochondriów. Mitochondria są organellami, które ciągle podlegają procesom fragmentacji i fuzji. Dynamiczne zmiany, które zachodzą w mitochondriach są odpowiedzią na różnego rodzaju bodźce środowiskowe oraz metaboliczne. Dlatego stan strukturalny mitochondriów jest idealnym wskaźnikiem kondycji komórek [7]. Do bia- łek zaangażowanych w fuzję błon mitochondrialnych należą mitofuzyna 1 i 2 (MFN1, MFN2; mfn1 – mitofusin 1; mfn2 – mitofusin 2) oraz białko OPA1 (optic atrophy factor 1). Natomiast fragmentacja błon tych organelli jest zależna od dynaminowego białka cytoplazmatycznego DRP1 (dynamin-related protein) oraz białka zewnętrznej błony mitochondrialnej FIS1 (mitochondrial fission 1 protein) [43,57]. Badania, w których mysie astrocyty kory mózgowej stymulowano przez 24 godziny 17β-estradiolem, wykazały znaczny wzrost ekspresji większości genów kodujących białka związane z procesami fuzji i fragmentacji mitochondrium. Nie zaobserwowano takiej zmiany w przypadku mitofuzyny 1. Wyniki dotyczyły komórek wyizolowanych zarówno od samca, jak i od samicy [7]. Znaczne zmiany w strukturze mitochondriów oraz wzrost ekspresji genów kodujących białka procesu fuzji odnotowano w komórkach linii MCF-7 stymulowanych 17β-estradiolem [97]. Okazuje się, że dynamika mitochondriów nie zależy tylko od stężenia 17β-estradiolu, ale także od stosunku ilo- ściowego receptorów estrogenowych. Badania wykonane na komórkach pochodzących z trzech różnych linii komórkowych wykazały, iż po 12 godzinach od stymulacji nastąpił wzrost poziomu ekspresji genów MFN1, MFN2, OPA1, a tylko w przypadku komórek MCF7, charakteryzujących się największym stosunkiem ilościowym ESR1:ESR2, nastąpił spadek poziomu ekspresji genu FIS1. Zasugerowano, iż mitochondria komórek tej linii mogą charakteryzować się znacznymi uszkodzeniami. Zaznaczono również główną rolę ESR2 w modulowaniu procesów zachodzących w mitochondriach komórek nowotworowych [98]. Na podstawie najnowszych informacji można sądzić, że ligandy swoiste dla obecnego w mitochondrium ESR2 mogą osłabiać skutki uszkodzenia mitochondrium wywołanego przez β-amyloid, co sugeruje, że ten szlak transdukcji sygnału może być wykorzystany jako cel terapeutyczny w chorobie Alzheimera [96].
Wpływ estrogenów na ekspresję genów mitochondrialnych
W klasycznym, genowym mechanizmie działania estrogenów receptory estrogenowe pełnią rolę czynników transkrypcyjnych, gdzie w sposób bezpośredni lub pośredni, przez wiązanie z innymi czynnikami transkrypcyjnymi, oddziałują na geny docelowe. Uważa się, że podobny mechanizm występuje w mitochondriach, w stosunku do ekspresji genów mitochondrialnych. Proces nie jest jeszcze szczegółowo wyjaśniony, ale wykazano, że genom mitochondrialny zawiera sekwencje identyczne z elementami odpowiedzi na estrogeny. Obecność takich sekwencji odnotowano w genach kodujących pętlę D, podjednostkę COX-2 oksydazy cytochromu c (COX-2, cytochrome c oxidase II), podjednostki rybosomalnego RNA (12S rRNA, 7S rRNA), tRNA inicjatorowe (tRNA-met) oraz białko związane z podjednostką IV oksydazy cytochromu c (COX7RP, cytochrome c oxidase subunit IV-related protein). Sekwencje te zidentyfikowano jako połowiczne palindromy [19,116]. Zaobserwowano, że stymulacja 17β-estradiolem powoduje wzrost ekspresji genów mitochondrialnych cox I, cox II oraz cox III kodujących podjednostki mitochondrialnego łań- cucha oddechowego w komórkach szczurzego guza przysadki [111], w neuronach hipokampa owariektomizowanych szczurów [8], w mysich neuronach rdzenia kręgowego [49] oraz astrocytach kory mózgu [6], czy też w hepatocytach linii HepG2 [20] (tabela 2). Wykazano również, że estrogeny pobudzają syntezę białek mitochondrialnych powstających w wyniku ekspresji genów znajdujących się w genomie jądrowym (tabela 3). Uważa się, że estradiol stymuluje ekspresję czynnika transkrypcyjnego NRF-1 (nuclear respiratory factor 1), co w sposób pośredni wpływa na ekspresję genów mitochondrialnych [70]. Najnowsze doniesienia wskazują, że estrogeny regulują proces obróbki transkryptów genów mitochondrialnych, wpływając na ilość dojrzałego RNA dostępnego w procesie translacji [95]. Ponadto, poza modulowaniem procesu transkrypcji, estrogeny mogą w sposób bezpośredni oddziaływać na białka mitochondrialne. W piśmiennictwie wskazuje się, że estrogeny wpływają stymulująco na aktywność białek mitochondrialnych, ale również hamująco, np. przez blokowanie podjednostek kompleksu I, II, III i IV łańcucha oddechowego oraz mitochondrialnej syntazy ATP [104].
Tabela 2. Wpływ estrogenów na ekspresję genów mitochondrialnych
Estrogeny a stres oksydacyjny komórki
Estrogeny w sposób bezpośredni wpływają na biologię mitochondriów m.in. przez regulowanie poziomu reaktywnych form tlenu (ROS, reactive oxygen species). W piśmiennictwie podkreśla się, że estrogeny w sposób jednoznaczny nie wykazują cech pro– czy też antyoksydantów. Zaobserwowano, że hormony tej grupy stymulują syntezę anionorodnika ponadtlenkowego na poziomie łańcucha oddechowego oraz hamują wypływ jonów Ca2+, których stężenie w mitochondrium wzrasta, co również zwiększa syntezę ROS [47]. 17β-estradiol w stężeniu fizjologicznym wykazywał natomiast charakter protekcyjny w komórkach, u których zaobserwowano stres oksydacyjny wywołany nadtlenkiem wodoru. Okazuje się, że działanie estrogenów zależy zarówno od dawki liganda [12], jak i od stosunku ilościowego ESR1:ESR2. Komórki stymulowane genisteiną, w których dominującą postacią był ESR2, charakteryzowały się mniejszą podatnością na stres oksydacyjny [76,86]. Wskazuje się, iż obecny w mitochondrium ESR2 może również brać udział w szlaku transdukcji sygnału związanego z procesem kancerogenezy, który w sposób bezpośredni wiąże się z procesami oksydacyjnymi i metabolizmem komórkowym [62]. Antyoksydacyjny charakter estrogenów obserwowano przede wszystkim w komórkach układu nerwowego. Wykazano, że estrogeny stymulują aktywność mitochondrialnej dysmutazy ponadtlenkowej (MnSOD, manganase superoxide dysmutase) oraz mitochondrialnej tioredoksyny [56,76]. Proponuje się również, iż stymulowany estrogenami mitochondrialny ESR2 pełni rolę antyapoptotyczną przez blokowanie aktywności proapoptotycznego białka BAD (Bcl-2-associated death promoter), co blokuje uwolnienie cytochromu c oraz oligomeryzację białka Bax (Bcl-2 associated X protein) [23,62]. Antyapoptotyczna funkcja mitochondrialnego ESR2 sprawia, że określenie poziomu jego ekspresji może być niekorzystnym czynnikiem prognostycznym w przypadku licznych nowotworów. Jego znaczenie prewencyjne we wczesnych etapach rozwoju raka może być większe niż pierwotnie przypuszczano. Jednocze- śnie jeżeli mitochondrialne ESR2 promują przeżycie komórki i zapobiegają jej apoptozie, to zastosowanie ich antagonistów może się okazać istotnym elementem terapii nowotworów. Sugeruje się również, że antagoni- ści mitochondrialnych ESR2 mogą być wykorzystywani w terapii endometriozy skutecznie hamując rozrost patologicznych ognisk [62]. Jednocześnie wskazuje się, że to właśnie mitochondrialne ESR2 są istotnym elementem neuroprotekcyjnej aktywności estrogenów. Dysfunkcje mitochondriów towarzyszą wielu chorobom neurodegeneracyjnym, zarówno tym o przebiegu ostrym (np. urazy mechaniczne, niedokrwienny udar mózgu), jak i przewlekłym (np. choroba Parkinsona, Alzheimera, Huntingtona, stwardnienie boczne zanikowe). Obserwacja, że kora czołowa kobiet z chorobą Alzheimera wykazuje znamiennie niższą ekspresję mitochondrialnych ESR2, czemu towarzyszy obniżona aktywność mitochondrialnej oksydazy cytochromu c i spadek błonowego potencjału mitochondrialnego, nie tylko pozwala pełniej zrozumieć patogenezę choroby, ale określa kierunki opracowania nowych terapii [64].
Tabela 3. Wpływ estrogenów na ekspresję białek mitochondrialnych kodowanych w genomie jądrowym
Podsumowanie
Na podstawie dostępnego piśmiennictwa oraz powyższych rozważań należy założyć, że estrogeny wywierają bezpośredni wpływ na biologię komórki. Obecność receptorów estrogenowych nie tylko na poziomie jądra komórkowego, ale również w obrębie błony komórkowej i mitochondriów wskazuje na plejotropowy zakres działania tej grupy hormonów oraz niejednolity mechanizm transdukcji sygnału. Na poziomie mitochondrialnym estrogeny wpływają na ekspresję genów, aktywność białek, wytwarzanie reaktywnych form tlenu, a także na morfologię tych organelli. Mitochondria pełnią ponadto główną rolę w procesie apoptozy, który w sposób pośredni może być regulowany przez estrogeny. Odpowiedź na poziomie mitochondrialnym jest zatem istotnym ogniwem w procesie transdukcji sygnału wywołanego przez estrogeny
Autorki deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.
Przypisy
- 1. Ábrahám I.M., Todman M.G., Korach K.S., Herbison A.E.: Criticalin vivo roles for classical estrogen receptors in rapid estrogenactions on intracellular signaling in mouse brain. Endocrinology,2004; 145: 3055-3061
Google Scholar - 2. Acconcia F., Ascenzi P., Bocedi A., Spisni E., Tomasi V., TrentalanceA., Visca P., Marino M.: Palmitoylation-dependent estrogen receptorα membrane localization: regulation by 17bβ-estradiol. Mol. Biol.Cell., 2005; 16: 231-237
Google Scholar - 3. Acconcia F., Ascenzi P., Fabozzi G., Visca P., Marino M.: S-palmitoylationmodulates human estrogen receptor-α functions. Biochem.Biophys. Res. Commun., 2004; 316: 878-883
Google Scholar - 4. Acconcia F., Bocedi A., Ascenzi P., Marino M.: Does palmitoylationtarget estrogen receptors to plasma membrane caveolae? IUBMBLife, 2003; 55: 33-35
Google Scholar - 5. Alkhalaf M., Chaminadas G., Propper A.Y., Adessi G.L.: Ultrastructuralchanges induced by oestradiol-17 β, progesterone and oestrone-3-sulphatein guinea-pig endometrial glandular cells grownin primary culture. J. Endocrinol., 1989; 122: 439-444
Google Scholar - 6. Araújo G.W., Beyer C., Arnold S.: Oestrogen influences on mitochondrialgene expression and respiratory chain activity in corticaland mesencephalic astrocytes. J. Neuroendocrinol., 2008; 20: 930-941 7 Arnold S., Victor M.B., Beyer C.: Estrogen and the regulation ofmitochondrial structure and function in the brain. J. Steroid Biochem.Mol. Biol., 2012; 131: 2-9
Google Scholar - 7. cell mitochondrial proteins and recombinant human estrogenreceptors α and β to human mitochondrial DNA estrogen responseelements. J. Cell. Biochem., 2004; 93: 358-373
Google Scholar - 8. Bettini E., Maggi A.: Estrogen induction of cytochrome c oxidasesubunit III in rat hippocampus. J. Neurochem., 1992; 58: 1923-1929
Google Scholar - 9. Boonyaratanakornkit V.: Scaffolding proteins mediating membrane-initiatedextra-nuclear actions of estrogen receptor. Steroids,2011; 76: 877-884
Google Scholar - 10. Cammarata P.R., Chu S., Moor A., Wang Z., Yang S.H., SimpkinsJ.W.: Subcellular distribution of native estrogen receptor α and βsubtypes in cultured human lens epithelial cells. Exp. Eye Res., 2004;78: 861-871
Google Scholar - 11. Cammarata P.R., Flynn J., Gottipati S., Chu S., Dimitrijevich S.,Younes M., Skliris G., Murphy L.C.: Differential expression and comparativesubcellular localization of estrogen receptor β isoforms invirally transformed and normal cultured human lens epithelial cells.Exp. Eye Res., 2005; 81: 165-175
Google Scholar - 12. Celojevic D., Petersen A., Karlsson J.O., Behndig A., ZetterbergM.: Effects of 17β-estradiol on proliferation, cell viability and intracellularredox status in native human lens epithelial cells. Mol.Vis., 2011; 17: 1987–1996
Google Scholar - 13. Chambliss K.L., Shaul P.W.: Rapid activation of endothelial NOsynthase by estrogen: Evidence for a steroid receptor fast-actioncomplex (SRFC) in caveolae. Steroids, 2002; 67: 413-419
Google Scholar - 14. Chambliss K.L., Simon L., Yuhanna I.S., Mineo C., Shaul P.W.:Dissecting the basis of nongenomic activation of endothelial nitricoxide synthase by estradiol: role of ERα domains with known nuclearfunctions. Mol. Endocrinol., 2005; 19: 277-289
Google Scholar - 15. Chambliss K.L., Yuhanna I.S., Anderson R.G., Mendelsohn M.E.,Shaul P.W.: ERβ has nongenomic action in caveolae. Mol. Endocrinol.,2002; 16: 938-946
Google Scholar - 16. Chang C.Y., Norris J.D., Grøn H., Paige L.A., Hamilton P.T., KenanD.J., Fowlkes D., McDonnell D.P.: Dissection of the LXXLL nuclearreceptor-coactivator interaction motif using combinatorial peptidelibraries: discovery of peptide antagonists of estrogen receptors αand β. Mol. Cell. Biol., 1999; 19: 8226-8239
Google Scholar - 17. Chen J.Q., Cammarata P.R., Baines C.P., Yager J.D.: Regulation ofmitochondrial respiratory chain biogenesis by estrogens/estrogenreceptors and physiological, pathological and pharmacological implications.Biochim. Biophys. Acta, 2009; 1793: 1540-1570
Google Scholar - 18. Chen J.Q., Delannoy M., Cooke C., Yager J.D.: Mitochondrial localizationof ERα and ERβ in human MCF7 cells. Am. J. Physiol. Endocrinol.Metab., 2004; 286: E1011-E1022
Google Scholar - 19. Chen J.Q., Eshete M., Alworth W.L., Yager J.D.: Binding of MCF-
Google Scholar - 20. Chen J., Gokhale M., Li Y., Trush M.A., Yager J.D.: Enhanced levelsof several mitochondrial mRNA transcripts and mitochondrialsuperoxide production during ethinyl estradiol-induced hepatocarcinogenesisand after estrogen treatment of HepG2 cells. Carcinogenesis,1998; 19: 2187-2193
Google Scholar - 21. Chen Z., Yuhanna I.S., Galcheva-Gargova Z., Karas R.H., MendelsohnM.E., Shaul P.W.: Estrogen receptor α mediates the nongenomicactivation of endothelial nitric oxide synthase by estrogen.J. Clin. Invest., 1999; 103: 401-406
Google Scholar - 22. Christensen A., Micevych P.: CAV1 siRNA reduces membraneestrogen receptor-α levels and attenuates sexual receptivity. Endocrinology,2012; 153: 3872-3877
Google Scholar - 23. Ciucci A., Zannoni G.F., Travaglia D., Scambia G., Gallo D.: Mitochondrialestrogen receptor β2 drives antiapoptotic pathways inadvanced serous ovarian cancer. Hum. Pathol., 2015; 46: 1138-1146
Google Scholar - 24. Davis P.J., Lin H.Y., Mousa S.A., Luidens M.K., Hercbergs A.A.,Wehling M., Davis F.B.: Overlapping nongenomic and genomic actionsof thyroid hormone and steroids. Steroids, 2011; 76: 829-833
Google Scholar - 25. Deng H., Zhang X.T., Wang M.L., Zheng H.Y., Liu L.J., Wang Z.Y.:ER-α36-mediated rapid estrogen signaling positively regulates ERpositivebreast cancer stem/progenitor cells. PLoS One, 2014; 9:e88034
Google Scholar - 26. Denger S., Reid G., Kos M., Flouriot G., Parsch D., Brand H., KorachK.S., Sonntag-Buck V., Gannon F.: ERα gene expression in humanprimary osteoblasts: evidence for the expression of two receptorproteins. Mol. Endocrinol., 2001; 15: 2064-2077
Google Scholar - 27. Dufy B., Vincent J.D., Fleury H., Du Pasquier P., Gourdji D., TixierVidalA.: Membrane effects of thyrotropin-releasing hormone andestrogen shown by intracellular recording from pituitary cells. Science,1979; 204: 509-511
Google Scholar - 28. Endo T., Yamano K.: Transport of proteins across or into themitochondrial outer membrane. Biochim. Biophys. Acta, 2010; 1803:706-714
Google Scholar - 29. Endo T., Yamano K., Kawano S.: Structural insight into the mitochondrialprotein import system. Biochim. Biophys. Acta, 2011;1808: 955-970
Google Scholar - 30. Falkenstein E., Norman A.W., Wehling M.: Mannheim classificationof nongenomically initiated (rapid) steroid action(s). J. Clin.Endocrinol. Metab., 2000; 85: 2072-2075
Google Scholar - 31. Felty Q., Roy D.: Estrogen, mitochondria, and growth of cancerand non-cancer cells. J. Carcinog., 2005; 4: 1
Google Scholar - 32. Ferramosca A., Zara V.: Biogenesis of mitochondrial carrier proteins:molecular mechanisms of import into mitochondria. Biochim.Biophys. Acta, 2013; 1833: 494-502
Google Scholar - 33. Figtree G.A., McDonald D., Watkins H., Channon K.M.: Truncatedestrogen receptor α 46-kDa isoform in human endothelial cells: relationshipto acute activation of nitric oxide synthase. Circulation,2003; 107: 120-126
Google Scholar - 34. Flouriot G., Brand H., Denger S., Metivier R., Kos M., Reid G.,Sonntag-Buck V., Gannon F.: Identification of a new isoform of the human estrogen receptor-α (hER-α) that is encoded by distinct transcriptsand that is able to repress hER-α activation function 1. EMBOJ., 2000; 19: 4688-4700
Google Scholar - 35. Fox E.M., Andrade J., Shupnik M.A.: Novel actions of estrogento promote proliferation: integration of cytoplasmic and nuclearpathways. Steroids, 2009; 74: 622-627
Google Scholar - 36. Galluzzo P., Caiazza F., Moreno S., Marino M.: Role of ERβ palmitoylationin the inhibition of human colon cancer cell proliferation.Endocr. Relat. Cancer, 2007; 14: 153-167
Google Scholar - 37. Gilad L.A., Schwartz B.: Association of estrogen receptor β withplasma-membrane caveola components: Implication in control ofvitamin D receptor. J. Mol. Endocrinol., 2007; 38: 603-618
Google Scholar - 38. Girard B.J., Daniel A.R., Lange C.A., Ostrander J.H.: PELP1: a reviewof PELP1 interactions, signaling, and biology. Mol. Cell. Endocrinol.,2014; 382: 642-651
Google Scholar - 39. Goffart S., Wiesner R.J.: Regulation and co-ordination of nucleargene expression during mitochondrial biogenesis. Exp. Physiol.,2003; 88: 33-40
Google Scholar - 40. Gonugunta V.K., Miao L., Sareddy G.R., Ravindranathan P., VadlamudiR., Raj G.V.: The social network of PELP1 and its implications inbreast and prostate cancers. Endocr. Relat. Cancer, 2014; 21: T79-T86
Google Scholar - 41. Grossman A., Oppenheim J., Grondin G., St Jean P., BeaudoinA.R.: Immunocytochemical localization of the [3H]estradiol-bindingprotein in rat pancreatic acinar cells. Endocrinology, 1989; 124:2857-2866
Google Scholar - 42. Guido C, Perrotta I, Panza S, Middea E, Avena P, Santoro M,Marsico S, Imbrogno P, Ando S, Aquila S.: Human sperm physiology:estrogen receptor α (ERα) and estrogen receptor β (ERβ) influencesperm metabolism and may be involved in the pathophysiologyof varicocele-associated male infertility. J. Cell. Physiol., 2011;226: 3403-3412
Google Scholar - 43. Hall A.R., Burke N., Dongworth R.K., Hausenloy D.J.: Mitochondrialfusion and fission proteins: novel therapeutic targets for combatingcardiovascular disease. Br. J. Pharmacol., 2014; 171: 1890-1906
Google Scholar - 44. Hammes S.R., Levin E.R.: Minireview: Recent advances in extranuclearsteroid receptor actions. Endocrinology, 2011; 152: 4489-4495
Google Scholar - 45. Herrick S.P., Waters E.M., Drake C.T., McEwen B.S., Milner T.A.:Extranuclear estrogen receptor β immunoreactivity is on doublecortin-containingcells in the adult and neonatal rat dentate gyrus.Brain Res., 2006; 1121: 46-58
Google Scholar - 46. Higuchi T., Gohno T., Nagatomo T., Tokiniwa H., Niwa T., HoriguchiJ., Oyama T., Takeyoshi I., Hayashi S.I.: Variation in use of estrogenreceptor-α gene promoters in breast cancer compared byquantification of promoter-specific messenger RNA. Clin. BreastCancer, 2014; 14: 249-257
Google Scholar - 47. Horvat A., Petrović S., Nedeljković N., Martinović J.V., NikezićG.: Estradiol affect Na-dependent Ca2+ efflux from synaptosomalmitochondria. Gen. Physiol. Biophys., 2000; 19: 59-71
Google Scholar - 48. Ishii H., Kobayashi M., Sakuma Y: Alternative promoter usageand alternative splicing of the rat estrogen receptor α gene generatenumerous mRNA variants with distinct 5’-ends. J. Steroid Biochem.Mol. Biol., 2010; 118: 59-69
Google Scholar - 49. Johann S., Dahm M., Kipp M., Beyer C., Arnold S.: Oestrogenregulates mitochondrial respiratory chain enzyme transcription inthe mouse spinal cord. J. Neuroendocrinol., 2010; 22: 926-935
Google Scholar - 50. Kelly M.J., Levin E.R.: Rapid actions of plasma membrane estrogenreceptors. Trends Endocrinol. Metab., 2001; 12: 152-156
Google Scholar - 51. Kim H.P., Lee J.Y., Jeong J.K., Bae S.W., Lee H.K., Jo I.: Nongenomicstimulation of nitric oxide release by estrogen is mediatedby estrogen receptor α localized in caveolae. Biochem. Biophys. Res.Commun., 1999; 263: 257-262
Google Scholar - 52. Kim K.H., Toomre D., Bender J.R.: Splice isoform estrogen receptors as integral transmembrane proteins. Mol. Biol. Cell, 2011;22: 4415-4423
Google Scholar - 53. Kim K.H., Young B.D., Bender J.R.: Endothelial estrogen receptorisoforms and cardiovascular disease. Mol. Cell. Endocrinol., 2014;389: 65-70
Google Scholar - 54. Kiss A.L., Turi Á., Müllner N., Kovács E., Botos E., Greger A.:Oestrogen-mediated tyrosine phosphorylation of caveolin-1 and itseffect on the oestrogen receptor localisation: an in vivo study. Mol.Cell. Endocrinol., 2005; 245: 128-137
Google Scholar - 55. Klinge C.M.: Estrogenic control of mitochondrial function andbiogenesis. J. Cell. Biochem., 2008; 105: 1342-1351
Google Scholar - 56. Kumar S., Lata K., Mukhopadhyay S., Mukherjee T.K.: Role ofestrogen receptors in pro-oxidative and anti-oxidative actions of estrogens:a perspective. Biochim. Biophys. Acta, 2010; 1800: 1127-1135
Google Scholar - 57. Lee H., Yoon Y.: Mitochondrial fission: regulation and ER connection.Mol. Cells, 2014; 37: 89-94
Google Scholar - 58. Lee L.M., Cao J., Deng H., Chen P., Gatalica Z., Wang Z.Y.: ER-α36,a novel variant of ER-α, is expressed in ER-positive and – negativehuman breast carcinomas. Anticancer Res., 2008; 28: 479-483
Google Scholar - 59. Levin E.R.: Extranuclear steroid receptors are essential for steroidhormone actions. Annu. Rev. Med., 2015; 66: 271-280
Google Scholar - 60. Levin E.R.: Plasma membrane estrogen receptors. Trends Endocrinol.Metab., 2009; 20: 477-482
Google Scholar - 61. Li L., Haynes M.P., Bender J.R.: Plasma membrane localizationand function of the estrogen receptor α variant (ER46) in humanendothelial cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2003; 100: 4807-4812
Google Scholar - 62. Liao T.L., Tzeng C.R., Yu C.L., Wang Y.P., Kao S.H.: Estrogenreceptor-β in mitochondria: implications for mitochondrial bioenergeticsand tumorigenesis. Ann. NY Acad. Sci., 2015; 1350: 52-60
Google Scholar - 63. Liu P., Rudick M., Anderson R.G.: Multiple functions of caveolin-1.J. Biol. Chem., 2002; 277: 41295-41298
Google Scholar - 64. Long J., He P., Shen Y., Li R.: New evidence of mitochondriadysfunction in the female Alzheimer’s brain: deficiency of estrogenreceptor-β. J. Alzheimer’s Dis., 2012; 30: 545-558
Google Scholar - 65. Luconi M., Francavilla F., Porazzi I., Macerola B., Forti G., Baldi E.:Human spermatozoa as a model for studying membrane receptorsmediating rapid nongenomic effects of progesterone and estrogens.Steroids, 2004; 69: 553-559
Google Scholar - 66. Marino M., Ascenzi P.: Membrane association of estrogen receptorα and β influences 17β-estradiol-mediated cancer cell proliferation.Steroids, 2008; 73: 853-858
Google Scholar - 67. Marino M., Ascenzi P., Acconcia F.: S-palmitoylation modulatesestrogen receptor α localization and functions. Steroids, 2006; 71:298-303
Google Scholar - 68. Márquez D.C., Pietras R.J.: Membrane-associated binding sitesfor estrogen contribute to growth regulation of human breast cancercells. Oncogene, 2001; 20: 5420-5430
Google Scholar - 69. Maselli A., Pierdominici M., Vitale C., Ortona E.: Membrane lipidrafts and estrogenic signalling: a functional role in the modulationof cell homeostasis. Apoptosis, 2015; 20: 671-678
Google Scholar - 70. Mattingly K.A., Ivanova M.M., Riggs K.A., Wickramasinghe N.S.,Barch M.J., Klinge C.M.: Estradiol stimulates transcription of nuclearrespiratory factor-1 and increases mitochondrial biogenesis. Mol.Endocrinol., 2008; 22: 609-622
Google Scholar - 71. Milanesi L., Vasconsuelo A., de Boland A.R., Boland R.: Expressionand subcellular distribution of native estrogen receptor β in murineC2C12 cells and skeletal muscle tissue. Steroids, 2009; 74: 489-497
Google Scholar - 72. Milner T.A., Ayoola K., Drake C.T., Herrick S.P., Tabori N.E., McEwenB.S., Warrier S., Alves S.E.: Ultrastructural localization of estrogenreceptor β immunoreactivity in the rat hippocampal formation.J. Comp. Neurol., 2005; 491: 81-95
Google Scholar - 73. Moats R.K., Ramirez V.D.: Electron microscopic visualizationof membrane-mediated uptake and translocation of estrogenBSA:colloidalgold by Hep G2 cells. J. Endocrinol., 2000; 166: 631-647
Google Scholar - 74. Monje P., Boland R.: Subcellular distribution of native estrogenreceptor α and β isoforms in rabbit uterus and ovary. J. Cell. Biochem.,2001; 82: 467-479
Google Scholar - 75. Morley P., Whitfield J.F., Vanderhyden B.C., Tsang B.K., SchwartzJ.L.: A new, nongenomic estrogen action: the rapid release of intracellularcalcium. Endocrinology, 1992; 131: 1305-1312
Google Scholar - 76. Nadal-Serrano M., Pons D.G., Sastre-Serra J., Blanquer-RossellóM.M, Roca P., Oliver J.: Genistein modulates oxidative stress in breastcancer cell lines according to ERα/ERβ ratio: effects on mitochondrialfunctionality, sirtuins, uncoupling protein 2 and antioxidantenzymes. Int. J. Biochem. Cell Biol., 2013; 45: 2045-2051
Google Scholar - 77. Norfleet A.M., Thomas M.L., Gametchu B., Watson C.S.: Estrogenreceptor-α detected on the plasma membrane of aldehyde-fixedGH3/B6/F10 rat pituitary tumor cells by enzyme-linked immunocytochemistry.Endocrinology, 1999; 140: 3805-3814
Google Scholar - 78. Noteboom W.D., Gorski J.: Stereospecific binding of estrogens inthe rat uterus. Arch. Biochem. Biophys., 1965; 111: 559-568
Google Scholar - 79. Pappas T.C., Gametchu B., Watson C.S.: Membrane labeling estrogenreceptors identified by multiple antibody and impeded-ligandbinding. FASEB J., 1995; 9: 404-410
Google Scholar - 80. Patel H.H., Insel P.A.: Lipid rafts and caveolae and their rolein compartmentation of redox signaling. Antioxid. Redox Signal.,2009; 11: 1357-1372
Google Scholar - 81. Pedram A., Razandi M., Deschenes R.J., Levin E.R.: DHHC-7 and– 21 are palmitoylacyltransferases for sex steroid receptors. Mol.Biol. Cell, 2012; 23: 188-199
Google Scholar - 82. Pedram A., Razandi M., Levin E.R.: Nature of functional estrogen receptorsat the plasma membrane. Mol. Endocrinol., 2006; 20: 1996-2009
Google Scholar - 83. Pedram A., Razandi M., Lewis M., Hammes S., Levin E.R.: Membrane-localizedestrogen receptor α is required for normal organdevelopment and function. Dev. Cell, 2014; 29: 482-490
Google Scholar - 84. Pedram A., Razandi M., Sainson R.C., Kim J.K., Hughes C.C., LevinE.R.: A conserved mechanism for steroid receptor translocation tothe plasma membrane. J. Biol. Chem., 2007; 282: 22278-22288
Google Scholar - 85. Pietras R.J., Szego C.M.: Specific binding sites for oestrogen at theouter surfaces of isolated endometrial cells. Nature, 1977; 265: 69-72
Google Scholar - 86. Pons D.G., Nadal-Serrano M., Blanquer-Rossello M.M., SastreSerraJ., Oliver J., Roca P.: Genistein modulates proliferation and mitochondrialfunctionality in breast cancer cells depending on ERα/ERβ ratio. J. Cell. Biochem., 2014; 115: 949-958
Google Scholar - 87. Pratt W.B., Toft D.O.: Regulation of signaling protein functionand trafficking by the hsp90/hsp70-based chaperone machinery.Exp. Biol. Med., 2003; 228: 111-133
Google Scholar - 88. Psarra A.M., Solakidi S., Sekeris C.E.: The mitochondrion as a primarysite of action of steroid and thyroid hormones: presence andaction of steroid and thyroid hormone receptors in mitochondriaof animal cells. Mol. Cell. Endocrinol., 2006; 246: 21-33
Google Scholar - 89. Rao J., Jiang X., Wang Y., Chen B.: Advances in the understandingof the structure and function of ER-α36, a novel variant of humanestrogen receptor-α. J. Steroid Biochem. Mol. Biol., 2011; 127: 231-237
Google Scholar - 90. Razandi M., Alton G., Pedram A., Ghonshani S., Webb P., LevinE.R.: Identification of a structural determinant necessary for the localizationand function of estrogen receptor α at the plasma membrane.Mol. Cell. Biol., 2003; 23: 1633-1646
Google Scholar - 91. Razandi M., Oh P., Pedram A., Schnitzer J., Levin E.R.: ERs associatewith and regulate the production of caveolin: implications forsignaling and cellular actions. Mol. Endocrinol., 2002; 16: 100-115
Google Scholar - 92. Razandi M., Pedram A., Greene G.L., Levin E.R.: Cell membraneand nuclear estrogen receptors (ERs) originate from a single transcript: studies of ERα and ERβ expressed in Chinese hamster ovarycells. Mol. Endocrinol., 1999; 13: 307-319
Google Scholar - 93. Razandi M., Pedram A., Levin E.R.: Heat shock protein 27 is requiredfor sex steroid receptor trafficking to and functioning at theplasma membrane. Mol. Cell. Biol., 2010; 30: 3249-3261
Google Scholar - 94. Razandi M., Pedram A., Merchenthaler I., Greene G.L., Levin E.R.:Plasma membrane estrogen receptors exist and functions as dimers.Mol. Endocrinol., 2004; 18: 2854-2865
Google Scholar - 95. Sanchez M.I., Shearwood M.J., Chia T., Davies S.M., Rackham O.,Filipovska A.: Estrogen-mediated regulation of mitochondrial geneexpression. Mol. Endocrinol., 2015; 29: 14-27
Google Scholar - 96. Sarkar S., Jun S., Simpkins J.W.: Estrogen amelioration of Aβ-induced defects in mitochondria is mediated by mitochondrial signalingpathway involving ERβ, AKAP and Drp1. Brain Res., 2015;1616: 101-111
Google Scholar - 97. Sastre-Serra J., Nadal-Serrano M., Pons D.G., Roca P., Oliver J.:Mitochondrial dynamics is affected by 17β-estradiol in the MCF-7breast cancer cell line. Effects on fusion and fission related genes.Int. J. Biochem. Cell Biol., 2012; 44: 1901-1905
Google Scholar - 98. Sastre-Serra J., Nadal-Serrano M., Pons D.G., Roca P., Oliver J.:The over-expression of ERβ modifies estradiol effects on mitochondrialdynamics in breast cancer cell line. Int. J. Biochem. Cell Biol.,2013; 45: 1509-1515
Google Scholar - 99. Schmidt B.M., Gerdes D., Feuring M., Falkenstein E., Christ M.,Wehling M.: Rapid, nongenomic steroid actions: a new age? Front.Neuroendocrinol., 2000; 21: 57-94
Google Scholar - 100. Sheldahl L.C., Shapiro R.A., Bryant D.N., Koerner I.P., DorsaD.M.: Estrogen induces rapid translocation of estrogen receptor β,but not estrogen receptor α, to the neuronal plasma membrane.Neuroscience, 2008; 153: 751-761
Google Scholar - 101. Simpkins J.W., Yang S.H., Sarkar S.N., Pearce V.: Estrogen actionson mitochondria – physiological and pathological implications.Mol. Cell. Endocrinol., 2008; 290: 51-59
Google Scholar - 102. Solakidi S., Psarra A.M., Nikolaropoulos S., Sekeris C.E.: Estrogenreceptors α and β (ERα and ERβ) and androgen receptor (AR) inhuman sperm: Localization of ERβ and AR in mitochondria of themidpiece. Hum. Reprod., 2005; 20: 3481-3487
Google Scholar - 103. Solakidi S., Psarra A.M., Sekeris C.E.: Differential subcellulardistribution of estrogen receptor isoforms: localization of ERα inthe nucleoli and ERβ in the mitochondria of human osteosarcomaSaOS-2 and hepatocarcinoma HepG2 cell lines. Biochim. Biophys.Acta – Mol. Cell Res., 2005; 1745: 382-392
Google Scholar - 104. Stirone C., Duckles S.P., Krause D.N., Procaccio V.: Estrogenincreases mitochondrial efficiency and reduces oxidative stress incerebral blood vessels. Mol. Pharmacol., 2005; 68: 959-965
Google Scholar - 105. Su X., Xu X., Li G., Lin B., Cao J., Teng L.: ER-α36: a novel biomarkerand potential therapeutic target in breast cancer. Onco TargetsTher., 2014; 7: 1525-1533
Google Scholar - 106. Szego C.M., Davis J.S.: Adenosine 3’,5›-monophosphate in ratuterus: acute elevation by estrogen. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1967;58: 1711-1718
Google Scholar - 107. Tesarik J., Mendoza C.: Nongenomic effects of 17 β-estradiolon maturing human oocytes: relationship to oocyte developmentalpotential. J. Clin. Endocrinol. Metab., 1995; 80: 1438-1443
Google Scholar - 108. Toda K., Takeda K., Okada T., Akira S., Saibara T., Kaname T.,Yamamura K., Onishi S., Shizuta Y.: Targeted disruption of the aromataseP450 gene (Cyp19) in mice and their ovarian and uterine responsesto 17β-oestradiol. J. Endocrinol., 2001; 170: 99-111
Google Scholar - 109. Toran-Allerand C.D., Guan X., MacLusky N.J., Horvath T.L., DianoS., Singh M., Connolly E.S., Nethrapalli I.S., Tinnikov A.A.: ER-X:a novel, plasma membrane-associated, putative estrogen receptorthat is regulated during development and after ischemic brain injury.J. Neurosci., 2002; 22: 8391-8401
Google Scholar - 110. Vadlamudi R.K., Kumar R.: Functional and biological propertiesof the nuclear receptor coregulator PELP1/MNAR. Nucl. Recept.Signal., 2007; 5: e004
Google Scholar - 111. Van Itallie C.M., Dannies P.S.: Estrogen induces accumulationof the mitochondrial ribonucleic acid for subunit II of cytochromeoxidase in pituitary tumor cells. Mol. Endocrinol., 1988; 2: 332-337
Google Scholar - 112. Vic P., Vignon F., Derocq D., Rochefort H.: Effect of estradiol onthe ultrastructure of the MCF7 human breast cancer cells in culture.Cancer Res., 1982; 42: 667-673
Google Scholar - 113. Walter P., Green S., Greene G., Krust A., Bornert J.M., JeltschJ.M., Staub A., Jensen E., Scrace G., Waterfield M., Chambon P.: Cloningof the human estrogen receptor cDNA. Proc. Natl. Acad. Sci. USA,1985; 82: 7889-7893
Google Scholar - 114. Wang Z., Zhang X., Shen P., Loggie B.W., Chang Y., DeuelT.F.: Identification, cloning, and expression of human estrogenreceptor-α36, a novel variant of human estrogen receptor-α66. Biochem.Biophys. Res. Commun., 2005; 336: 1023-1027
Google Scholar - 115. Warner M., Gustafsson J.Å.: Nongenomic effects of estrogen:why all the uncertainty? Steroids, 2006; 71: 91-95
Google Scholar - 116. Watanabe T., Inoue S., Hiroi H., Orimo A., Kawashima H., MuramatsuM.: Isolation of estrogen-responsive genes with a CpG island library. Mol. Cell. Biol., 1998; 18: 442-449
Google Scholar - 117. Yang S.H., Liu R., Perez E.J., Wen Y., Stevens S.M., Valencia T.,Brun-Zinkernagel A.M., Prokai L., Will Y., Dykens J., Koulen P., SimpkinsJ.W.: Mitochondrial localization of estrogen receptor β. Proc.Natl. Acad. Sci. USA, 2004; 101: 4130-4135
Google Scholar - 118. Zhai P., Eurell T.E., Cooke P.S., Lubahn D.B., Gross D.R.: Myocardialischemia-reperfusion injury in estrogen receptor-α knockoutand wild-type mice. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol., 2000; 278:H1640-H1647
Google Scholar - 119. Zhai P., Eurell T.E., Cotthaus R., Jeffery E.H., Bahr J.M., GrossD.R.: Effect of estrogen on global myocardial ischemia-reperfusioninjury in female rats. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol., 2000; 279:H2766-H2775
Google Scholar - 120. Zhai P., Eurell T.E., Cotthaus R.P., Jeffery E.H., Bahr J.M., GrossD.R.: Effects of dietary phytoestrogen on global myocardial ischemiareperfusioninjury in isolated female rat hearts. Am. J. Physiol. HeartCirc. Physiol., 2001; 281: H1223-H1232
Google Scholar