Abstrakt

Dwuwymiarowe (2D) hodowle komórek in vitro nie odzwierciedlają mikrośrodowiska tkanki i są coraz częściej zastępowane przez hodowle trójwymiarowe (3D). Podstawowe różnice między dwu- i trójwymiarowymi hodowlami wynikają z różnic w sposobie adhezji komórek do podłoża, ich rozprzestrzeniania, wzrostu, morfologii, proliferacji, różnicowania czy ekspresji genów i białek. Z tego względu hodowle trójwymiarowe znalazły szerokie zastosowanie w różnych dziedzinach nauki, takich jak farmakologia, onkologia, badaniach dotyczących różnicowania komórek czy neurobiologia. W pracy przedstawiono trójwymiarowe hodowle komórek nerwowych wykorzystywanych w badaniach dotyczących poznania mechanizmów patogenezy chorób neurodegeneracyjnych.

Wykaz skrótów

2D – hodowle komórek dwuwymiarowe; 3D – hodowle komórek trójwymiarowe; AD – choroba Alzheimera; ALS – stwardnienie zanikowe boczne; BGF – mózgowy czynnik wzrostu; CNP – fosfodiesteraza-2’,3’-cyklicznych nukleotydów; COS-7 – mysie komórki nerki; ECM – macierz zewnątrzkomórkowa; EHS – mięsak Engelbreth-Holm-Swarm; ESCs – embrionalne komórki macierzyste; GFAP – glejowe kwaśne białko włókienkowe; H4 – komórki ludzkiej linii neuroglioma; HD – choroba Huntingtona; HEK293 – ludzkie embrionalne komórki nerki; HeLa – ludzka linia komórek nabłonkowych z raka szyjki macicy; HL-60 – komórki ludzkiej białaczki promielocytarnej; HN33 – linia mysich neuronów hipokampa; PSCs – indukowane pluripotencjalne komórki macierzyste; LUHMES – ludzka linia komórek śródmózgowia the Lund; MAP2 – białko towarzyszące mikrotubulom 2; MN-1 – hybrydowa linia mysich komórek neuronalnych; N2a – komórki mysiej linii neuroblastoma; NFTs – splątki neurofibrylarne; NG108-15 – hybrydowa linia komórek mysich i szczurzych neuroblastoma i glejaka; NGF – nerwowy czynnik wzrostu; NSC-34 – mysia linia neuronów motorycznych; NSCs – neuronalne komórki macierzyste; NT2 – komórki ludzkiej linii teratocarcinoma; OUN – ośrodkowy układ nerwowy; PC-12 – komórki guza chromochłonnego nadnercza szczura;PD – choroba Parkinsona; PVZ – strefa okołokomorowa komór bocznych mózgu; SCs – komórki macierzyste; SEM – elektronowy mikroskop skaningowy; SGZ – strefa podziarnista zwoju zębatego hipokampa; SH-SY5Y – komórki ludzkiej linii neuroblastoma; SSCs – somatyczne komórki macierzyste; tau – białko tau; TEM – transmisyjny mikroskop elektronowy; THP-1 – ludzka linia komórek białaczki.

Wprowadzenie

Ośrodkowy układ nerwowy (OUN) składa się z dwóch podstawowych typów komórek: neuronów i komórek glejowych: makrogleju (astrocytów i oligodendrocytów) i mikrogleju, które ściśle ze sobą współpracują, a wzajemne powiązanie funkcjonalne neuron-komórka glejowa jest istotnym mechanizmem uczestniczącym w kontroli pracy mózgu [2,24,36,49,54]. Choroby neurodegeneracyjne OUN są spowodowane postępującym procesem zwyrodnienia komórek nerwowych prowadzącym do ich obumierania. Cechą procesu chorobowego jest pojawienie się stopniowych i nieodwracalnych zmian w morfologii i funkcji neuronów, uszkadzających szlaki sygnałowe, a tym samym zaburzające homeostazę w mózgu. W wyniku uszkodzenia neuronów oraz nagromadzenia agregatów nieprawidłowych form białek (np. złogów β-amyloidu w chorobie Alzheimera) dochodzi do aktywacji mikrogleju i astrocytów. W warunkach fizjologicznych astrocyty zapewniają utrzymanie homeostazy jonowej, kontrolują działanie neuroprzekaźników, regulują gospodarkę energetyczną i status prooksydacyjno- -antyoksydacyjny neuronów, jak również biorą udział w tworzeniu bariery krew-mózg. Rola mikrogleju sprowadza się do kontrolowania mikrośrodowiska tkanki, usuwania obumierających neuronów oraz odpowiedzi immunologicznej [36,49]. W wyniku aktywacji pod wpływem np. uszkodzenia tkanki, astrocyty dzielą się intensywnie i zajmują miejsce obumierających neuronów, a komórki mikrogleju stają się kompetentnymi komórkami układu odpornościowego – makrofagami mózgowymi. Aktywowane komórki glejowe wydzielają również wiele czynników zapalnych, takich jak cytokiny i chemokiny (IL-1, IL-6, TNF-α, IL-12, IL-8, MIP-a1, MIP-1b) oraz związki cytotoksyczne (tlenek azotu, wolne rodniki tlenowe). Ciągłe pobudzenie komórek glejowych, zwłaszcza w chorobach neurodegeneracyjnych, może wtórnie doprowadzić do niszczenia komórek nerwowych oraz do uszkodzenia bariery krew-mózg. Wiąże się to z intensywnym napływem komórek układu odpornościowego (makrofagów, limfocytów T i B, neutrofilów), pojawieniem się odczynu zapalnego i rozległą degeneracją struktur mózgu [44].

Do najpoważniejszych chorób neurodegeneracyjnych należą choroby Alzheimera, Parkinsona, Huntingtona oraz stwardnienie zanikowe boczne. Z powodu ciągle rosnącej liczby osób dotkniętych tymi schorzeniami są bardzo istotnym problemem zdrowia publicznego. Dokładne mechanizmy ich patogenezy nadal nie są w pełni poznane. Uniemożliwia to stworzenie skutecznej terapii schorzenia, która obecnie opiera się głównie na terapii objawowej, polegającej jedynie na łagodzeniu objawów choroby. W ostatnich latach dużo uwagi poświęca się możliwości wykorzystania komórek macierzystych w medycynie regeneracyjnej i terapii genowej. Ponieważ ośrodkowy układ nerwowy ma ograniczoną zdolność regeneracji utraconych tkanek, badania nad możliwością wykorzystania komórek macierzystych w celu zastępowania obumarłych komórek nowymi neuronami uzyskanymi w wyniku ich różnicowania cieszą się dużym zainteresowaniem. Zastosowanie tego rodzaju terapii może złagodzić symptomy, jak również odwrócić postęp choroby w sytuacji, w której zawodzą inne metody leczenia. Mimo znacznego postępu wiedzy na temat medycyny regeneracyjnej i biologii komórek macierzystych, podstawowe pytanie dotyczące przebiegu procesu neurodegeneracyjnego oraz sposobu jego spowolnienia, zatrzymania czy zapobiegania, nadal pozostaje otwarte.

Patogeneza chorób neurodegeneracyjnych

Choroby neurodegeneracyjne są grupą wrodzonych lub nabytych schorzeń układu nerwowego, których cechą wspólną jest postępujący proces zwyrodnienia komó- rek nerwowych prowadzący do ich obumierania. W neuronach stwierdza się patologiczne zmiany będące wynikiem tworzenia się w komórkach agregatów zmodyfikowanych białek o konformacji β-harmonijki, charakteryzujących się neurotoksycznością i odpornością na działanie enzymów proteolitycznych. Agregaty te mogą mieć różny skład, jak również umiejscowienie w komórce. Ich pojawienie się w komórkach nerwowych zaburza funkcję neuronów, a tym samym homeostazę komórkową, co w konsekwencji pobudza astrocyty i komórki mikrogleju do produkcji czynników zapalnych, takich jak cytokiny, tlenek azotu czy reaktywne rodniki tlenowe. Neurony zawierające patologiczne białka są eliminowane z mózgu w wyniku nekrozy lub apoptozy. Do chorób neurodegeneracyjnych powodujących najpoważ- niejsze schorzenia należą: choroba Alzheimera (Alzheimer disease, AD), Parkinsona (Parkinson’s disease, PD), Huntingtona (Huntington’s disease, HD) i stwardnienie zanikowe boczne (amyotrophic lateral sclerosis, ALS) [44].

Choroba Alzheimera należy do grupy chorób neurodegeneracyjnych najczęściej występujących wśród wszystkich schorzeń otępiennych. Dotyka przeważnie ludzi po 65 roku życia. W obrazie neuropatologicznym stwierdza się zewnątrzkomórkowe odkładanie nierozpuszczalnych, fibrylarnych złogów β-amyloidu w postaci płytek starczych, których obecność powoduje hiperfosforylację białka tau i jego wewnątrzkomórkową agregację w postaci splątków neurofibrylarnych (neurofibrillary tangle, NFTs). Proces zachodzi w sposób kaskadowy (tzw. kaskada amyloidowa), co oznacza, że degradacja β-amyloidu jest źródłem zmian patologicznych w mózgu, a pozostałe zmiany mają charakter wtórny. W wyniku choroby dochodzi do rozległej degeneracji komórek nerwowych oraz zakończeń synaptycznych w obrębie części podstawnej przodomózgowia, hipokampu, węchomó- zgowia oraz kory skroniowej, z jednoczesnym wzrostem aktywności komórek glejowych i pojawieniem się stanów zapalnych [20,48,55,57,60].

Choroba Parkinsona to również choroba neurodegeneracyjna występująca u osób po 65 roku życia. Charakteryzuje się zwyrodnieniem komórek nerwowych w części zbitej istoty czarnej znajdującej się w śródmózgowiu pnia mózgu. Pojawienie się objawów choroby (sztywność mięśniowa, drżenie spoczynkowe, narastająca niesprawność ruchowa) jest spowodowane obumieraniem neuronów dopaminergicznych, związane ze zmniejszonym wytwarzaniem dopaminy – neuroprzekaźnika odpowiedzialnego za kontrolę napięcia mięśni i koordynację ruchu. Podobnie jak w innych chorobach neurodegeneracyjnych, w obrazie neuropatologicznym obserwuje się występowanie w cytoplazmie neuronów wtrętów zmodyfikowanego białka α-synukleiny, określanych mianem ciałek Lewy’ego. α-Synukleina jest jednym z czynników warunkującym utrzymanie homeostazy dopaminy, dlatego też wszelkie zmiany w jej stężeniu, również jej agregacja, wpływają niekorzystnie na neurony dopaminergiczne [6,40,42].

Choroba Huntingtona (pląsawica Huntingtona) to genetyczna choroba, która w przeciwieństwie do choroby Alzheimera czy Parkinsona, dotyka przede wszystkim osoby młode po 30 i 40 roku życia. Przyczyną choroby jest mutacja w genie HTT znajdującym się na chromosomie 4 kodującym białko huntingtynę. Mutacja powoduje powstanie zmodyfikowanej neurotoksycznej postaci białka, które jest gromadzone w komórkach nerwowych prążkowia będącego częścią kresomózgowia. Neurony prążkowia są odpowiedzialne za hamowanie pobudzenia w obszarach ruchowych kory mózgowej. Ich obumieranie prowadzi do nadmiernej stymulacji kory, wskutek czego występują mimowolne ruchy, określane jako ruchy pląsawicze. Ponieważ dokładna patogeneza pląsawicy Huntingtona nie została jeszcze w pełni poznana, nie opracowano także skutecznej metody jej leczenia [3,5].

Innym przykładem choroby zwyrodnieniowej układu nerwowego jest stwardnienie zanikowe boczne (ALS). Jest to postępująca choroba spowodowana obumieraniem neuronów motorycznych rdzenia kręgowego i kory mózgowej, prowadząca do śmierci chorego. Patogeneza ALS jest prawdopodobnie wieloczynnikowa i nie do końca poznana. Proces degeneracyjny wywołuje mutacja w genie SOD-1 kodującym dysmutazę ponadtlenkową, w wyniku której dochodzi do zmiany w aktywności i toksyczności enzymu. W patogenezie ALS uczestniczą również inne mechanizmy, takie jak stres oksydacyjny, toksyczność kwasu glutaminowego, uszkodzenia mitochondriów, reakcje zapalne aktywowane przez astrocyty i mikrogleju, tworzenie agregatów białek czy apoptoza prowadząca do śmierci uszkodzonych neuronów motorycznych [28].

Poznanie mechanizmów leżących u podłoża chorób neurodegeneracyjnych jest podstawowe dla opracowania skutecznych metod ich leczenia. Stąd też wiele badań poświęconych temu problemowi jest prowadzonych na modelach komórkowych, z wykorzystaniem komórek nerwowych hodowanych w warunkach in vitro.

Hodowle komórek nerwowych in vitro wykorzystywane w badaniach chorób neurodegeneracyjnych

Komórki nerwowe mogą być hodowane w warunkach in vitro. Pierwsze doniesienia dotyczące hodowania komórek nerwowych wyizolowanych ze zwojów współczulnych, rdzenia kręgowego i móżdżku pochodzą z lat 70 ub.w. [18,33,37]. W 1977 r. Banker i Cowan po raz pierwszy uzyskali pierwotną hodowlę komórek nerwowych pochodzącą z hipokampa szczura, która stała się „złotym standardem” hodowli neuronalnych [1]. Obecnie hodowle komórek nerwowych in vitro są powszechnie wykorzystywane w neurobiologii, m.in. w badaniach dotyczących farmakoterapii chorób układu nerwowego (np. leków przeciwpadaczkowych), patogenezy chorób zakaźnych (neurowirulencji) czy chorób neurodegeneracyjnych [7,10,11,12,13,51,52]. Ze względu na to, że pierwotne komórki nerwowe są trudne do uzyskania, zwłaszcza ludzkie neurony, szerokie zastosowanie w badaniach in vitro znalazły:

• komórki macierzyste
• linie komórkowe, które można różnicować w komórki o charakterze neuronów, astrocytów i oligodendrocytów.

Linie komórkowe

W badaniach dotyczących chorób neurodegeneracyjnych wykorzystuje się również linie komórkowe, dzięki którym możliwe jest obserwowanie bardzo wielu elementów procesu chorobowego. Modele są oparte na neuronopodobnych liniach komórkowych (neuronal-like cell lines), takich jak komórki ludzkiej linii neuroblastoma (SH-SY5Y) czy teratokarcinoma (NT2), sztucznie różnicowane do komórek nerwowych. Procesy zachodzące w wyniku schorzeń neurodegeneracyjnych mogą być badane z użyciem nieneuronalnych linii komórkowych (non-neuronal cel lines), do których należą: ludzkie embrionalne komórki nerki HEK293 (w badaniach PD, AD i HD), guza chromochłonnego nadnercza szczura PC-12 (w badaniach AD i HD), mysie komórki nerki COS-7 (w badaniach HD) czy ludzka linia komórek białaczki THP-1 (w badaniach AD). Inne linie komórkowe wykorzystywane w badaniach wybranych chorób neurodegeneracyjnych przedstawiono w tabeli 1 [46].

Tabela 1.Linie komórkowe wykorzystywane w badaniach in vitro wybranych chorób neurodegeneracyjnych (opracowanie własne wg. 26, 47, 48)

Linia komórkowa SH-SY5Y otrzymana w latach 70 ub. w. ze szpiku kostnego pacjenta chorującego na nerwiaka jest najczęściej stosowanym modelem in vitro do badania choroby Parkinsona, Alzheimera i Huntingtona. Komórki mają biochemiczne i funkcjonalne cechy charakterystyczne dla neuronów, do których należą: aktywność neuronalnych markerów enzymatycznych (hydrolazy tyrozyny i β-dopaminy), swoiste wchłanianie noradrenaliny, ekspresja białek neurofilamentów, opioidów oraz nerwowego czynnika wzrostu. Ponadto, w wyniku użycia różnych substancji, takich jak kwas retinojowy, ester forbolu, staurosporyna czy neurotropowy czynnik pochodzenia mózgowego (brain derived neurotrophic factor, BDNF) możliwe jest różnicowanie komórek SH-SY5Y w celu uzyskania różnych fenotypów neuronów. Zastosowanie kwasu retinojowego umożliwia uzyskanie neuronów cholinergicznych, a użycie dodatkowo estru forbolu pozwala otrzymać neurony dopaminergiczne [58].

Należy jednak pamiętać, że ustalone linie komórkowe są wyprowadzone z komórek nowotworowych lub komórek prawidłowych, które w wyniku wielokrotnego pasażowania uległy transformacjom nowotworowym. Są to przeważnie komórki heteroploidalne (mające nieprawidłową liczbę chromosomów), charakteryzujące się zdolnością do nieograniczonej liczby podziałów. Ze względu na niestabilność genetyczną, komórki mogą zmienić pierwotną funkcję i charakterystykę wzrostu. Komórki SH-SY5Y wykazują znacznie mniejszą wrażliwość na neurotoksyny czy substancje neuroprotekcyjne niż pierwotne neurony śródmózgowia. Co więcej, w hodowli in vitro komórki nie są zsynchronizowane i nie wszystkie mają markery charakterystyczne dla dojrzałych neuronów. Mimo aktywności hydrolazy tyrozyny i β-dopaminy, synteza dopaminy i noradrenaliny może być ograniczona z powodu niedoboru karboksylazy dihydroksyfenyloanaliny. Czynniki te sprawiają, że mimo iż linia SH- -SY5Y jest powszechnie wykorzystywana jako model in vitro w badaniach schorzeń układu nerwowego, mogą się pojawić pewne wątpliwości przy interpretacji otrzymanych wyników [15,27,43].

Komórki macierzyste

Komórki macierzyste (stem cells, SCs) to niedojrzałe komórki organizmu, zdolne do samoodnowy, dzielenia się i różnicowania w dojrzałe komórki organizmu. Ze względu na zdolność do różnicowania komórki macierzyste dzieli się na takie, które mogą różnicować się do każdego typu komórek (totipotencjalne) oraz takie, które wykazują różny stopień ograniczenia potencjału do dalszego różnicowania (pluri-, multi- oraz unipotencjalne) [26]. Natomiast ze względu na pochodzenie wyróżnia się embrionalne komórki macierzyste (embryonic stem cells, ESCs) oraz somatyczne komórki macierzyste (somatic stem cells, SSCs).

Neuronalne komórki macierzyste (neural stem cells, NSCs) są obecne w ośrodkowym układzie nerwowym ssaków, w strefach neurogennych mózgu: w strefie oko- łokomorowej komór bocznych mózgu (periventricular zone, PVZ) oraz w strefie podziarnistej zwoju zębatego hipokampa (subgranular zone, SGZ). Charakteryzują się nieograniczoną zdolnością do samoodnawiania oraz do różnicowania w kierunku wszystkich komórek układu nerwowego (multipotencja), dzięki czemu odgrywają główną rolę w procesie regeneracji tkanki nerwowej [14]. Liczba NSCs w mózgu jest niewielka i mimo tej rezerwy, ośrodkowy układ nerwowy ma ograniczoną zdolność regeneracji tkanek utraconych w wyniku postępujących chorób neurodegeneracyjnych. Stąd też duże nadzieje pokłada się w indukowanych pluripotencjalnych komórkach macierzystych (induced pluripotent stem cells, iPSCs), które mogą być różnicowane do komórek neuronalnych (iPSCs-N) [23,32,38,39,59].

Po raz pierwszy iPSCs otrzymano przez wprowadzenie do mysich fibroblastów czterech genów: Oct4, Klf4, Sox2 oraz c-Myc za pomocą wektora retrowirusowego. Uzyskane z iPSCs komórki nerwowe nie tylko wytwarzają funkcjonalne połącznia synaptyczne, ale również mogą zintegrować się z siecią neuronalną po transplantacji do mózgu gryzoni [56]. Metoda z powodzeniem znalazła zastosowanie w wytwarzaniu różnych typów ludzkich neuronów z fibroblastów uzyskanych od pacjentów dotkniętych chorobą neurodegeneracyjną. Umożliwiło to znaczący postęp w opracowywaniu modeli in vitro, zwłaszcza do badania mechanizmów komórkowych powodujących schorzenia neurodegeneracyjne oraz opracowywania nowych terapii chorób układu nerwowego [14,26,30,32,34].

Trójwymiarowe hodowle komórek nerwowych w badaniu chorób neurodegeneracyjnych

Jednym z największych osiągnięć w technikach hodowli komórek było wprowadzenie trójwymiarowych układów hodowlanych. Dwuwymiarowe (2D) hodowle komórkowe są rutynowo wykorzystywane w laboratoriach na całym świecie, jednak należy uwzględnić to, że są to modele prymitywne, które nie odzwierciedlają w pełni anatomii i fizjologii tkanek. Podstawowe różnice między dwu- i trójwymiarowymi hodowlami wynikają z różnic w sposobie adhezji komórek do podłoża, ich rozprzestrzeniania, wzrostu, polarności, ekspresji genów i białek, żywotności, ruchliwości, różnicowania, metabolizmu czy odpowiedzi na bodźce. Jednak podstawową różnicą między komórkami hodowanymi w systemie 2D i 3D jest odmienność w ich morfologii, ponieważ w płaskich hodowlach 2D przyleganie komórek następuje jedynie z jednej strony komórki (w miejscu kontaktu z podłożem), podczas gdy w hodowlach 3D komórki przylegają do podłoża całą swoją powierzchnią. Dzieje się tak, gdyż w hodowlach trójwymiarowych są wykorzystywane specjalne podłoża imitujące macierz zewnątrzkomórkową (extracellular matrix – ECM), która w warunkach in vivo tworzy rusztowanie zapewniające właściwą strukturę komórek i tkanek oraz miejsce magazynowania cytokin i czynników wzrostu. ECM kontroluje także ich funkcjonowanie przez regulację oddziaływań komórka-komórka oraz komórka-macierz, a także przez modulację zewnątrzkomórkowych sygnałów [25,50]. W warunkach in vitro, w celu otrzymania hodowli trójwymiarowej wykorzystywane jest zazwyczaj komercyjne podłoże hodowlane Matrigel, które wspiera rozwój morfologiczny, proliferację i wzrost komórek. Jego głównymi składnikami są lamininy, kolagen typu IV, proteoglikan, entaktyna oraz czynniki wzrostu, wyekstrahowane z mysiego nowotworu – mięsaka Engelbreth-Holm-Swarm (EHS) [9,45]. Hodowle trójwymiarowe znacznie wiernej odzwierciedlają fizjologiczne warunki panujące in vivo niż hodowle 2D i w związku z tym znalazły szerokie zastosowanie w badaniach dotyczących różnicowania komórek, w farmakologii, onkologii czy neurobiologii [7,19,45].

Najwięcej doniesień o zastosowaniu trójwymiarowych hodowli komórkowych in vitro w badaniach schorzeń neurodegeneracyjnych dotyczy choroby Alzheimera. W modelach tych wykorzystywano zarówno linie komórkowe, głównie SH-SY5Y, indukowane pluripotencjalne komórki macierzyste, jak i pierwotne hodowle neuronów.

Jak już wspomniano, jedną z cech wspólnych schorzeń neurodegeneracyjnych jest gromadzenie się w komórkach nieprawidłowych białek. W AD, oprócz patologii białka β-amyloidu, stwierdzono również patologię białka tau, które odpowiada za stabilizację mikrotubul w neuronach. W wyniki agregacji ufosforylowanej postaci białka tau dochodzi do zwyrodnienia włókienkowego i tworzenia splątków neurofibrylarnych (NFTs) w neuronach w obrębie kory kojarzeniowej i śródwęchowej, hipokampa, zakrętu przyhipokampowego oraz ciała migdałowatego [17].

Trójwymiarowy model komórek ludzkiej linii neuroblastoma SH-SY5Y do badania mechanizmów agregacji białka tau podczas AD został przedstawiony przez Seidela i wsp. [47]. Opracowali technikę hodowania komórek neuroblastomy w postaci sferycznych agregatów komórkowych (sferoid) i różnicowania ich do neuronów bez konieczności stosowania kwasu retinojowego, staurosporyny czy neurotropowych czynników pochodzenia mózgowego (NGF czy BDNF), które mogłyby wpłynąć na indukcję taupatii w komórkach. Użycie linii komórkowej SH-SY5Y zamiast pierwotnych hodowli komórek czy komórek macierzystych pozwoliło na uniknięcie ograniczeń wynikających z trudności w dostępności i hodowli tego typu komórek. Hodowanie komórek SH-SY5Y w systemie 3D znacząco przyspieszyło ich róż- nicowanie do neuronów w porównaniu do hodowli dwuwymiarowej.

Seidel i wsp. wykorzystali trzy warianty linii SH-SY5Y wykazujące nadekspresję genu białka tau (ON4R) znakowanego EGFP (enhanced green fluorescent protein):

• typ dziki (WT),
• wariant z pojedynczą mutacją w genie białka tau (P301L),
• wariant qK280 z poczwórną mutacją w genie białka tau (ΔK280, P301L, V337M, R406W).

W wyniku mutacji ΔK280 i R406W dochodzi do przyspieszenia agregacji patologicznej postaci białka tau, a mutacje P301L i V337M powodują nagromadzenie NFT w neuronach występujących w obrębie kory, pnia mózgu, rdzenia kręgowego i hipokampa. W celu indukowania hiperfosforylacji białka tau w warunkach in vitro badacze zastosowali selektywny inhibitor białkowej fosfatazy 2A – kwas okasaikowy (OA), natomiast poczwórna mutacja w genie białka tau wygenerowana została w celu wzmocnienia taupatii, w porównaniu z wariantem dzikim komórek linii SH-SY5Y. Sferoidy otrzymywano na płytkach z mikropróbówkami w kształcie piramid, wyposażonych w 4 elektrody umożliwiające pomiar impedancji elektrycznej (Z) w czasie rzeczywistym. Zastosowanie trzech wariantów hodowli SH-SY5Y umożliwiło uzyskanie szczegółowej ilościowej analizy porównawczej dotyczącej procesów neurodegeneracyjnych zależnych od mutacji w genie białka tau [47]. Należy jednak pamiętać, że taupatia nie jest swoista dla AD, a wymienione mutacje występują również w innych postaciach otępień, stąd też opisany model mógłby znaleźć także zastosowanie w badaniach dotyczących choroby Picka, postępującego porażenia nadjądrowego, otępienia czołowo-skroniowego czy taupatii związanej z parkinsonizmem sprzężonym z chromosomem 17 (FTDP-17) [21]. \

Trójwymiarowe hodowle sferyczne neuronów zostały również wykorzystane w badaniach dotyczących neurotoksyczności β-amyloidu. Choi i wsp. opracowali metodę hodowli neurosfer składających się z pierwotnych szczurzych neuronów korowych, które architekturą przypominają korę mózgową – region mózgu najbardziej narażony na agregację nieprawidłowego β-amyloidu [8]. Neuronalne komórki progenitorowe były hodowane na płytkach z mikrostudzienkami, w których dochodziło do ich agregacji i tworzenia neurosfer – sferycznych struktur złożonych z sześciu warstw komórek. Po 10 dniach od założenia hodowli neurony były w pełni zróżnicowane i łączyły się ze sobą siecią wypustek neuronalnych. Następnie, neurosfery inkubowane były w 5 µM roztworze β-amyloidu, dzięki czemu możliwe było zaobserwowanie niektórych patofizjologicznych cech charakterystycznych dla przebiegu AD. Za pomocą różnych testów ilościowych oraz nowoczesnych metod wizualizacji (m.in. TEM, SEM), badacze określali jego wpływ na żywotność, proliferację, morfologię i degenerację neuronów [8]. Dzięki nim możliwe było lepsze zrozumienie neurotoksycznego wpływu złogów β-amyloidu na neurony, który objawia się głównie uszkodzeniami synaps, zaburzeniami homeostazy jonów wapnia, stresem oksydacyjnym oraz indukcją apoptozy [22].

W badaniach dotyczących mechanizmów agregacji złogów β-amyloidu i białka tau wykorzystano również linię ludzkich komórek progenitorowych ReNcell VM zdolnych do różnicowania w neurony i komórki glejowe. W celu uzyskania modelu 3D komórki były hodowane na komercyjnym podłożu Martigel, zawierającym duże stę- żenia białek macierzy zewnątrzkomórkowej mózgu. Choi i wsp. [7] przyjęli hipotezę, że skoro w hodowli 2D nagromadzony β-amyloid intensywnie dyfunduje z komórek do płyny hodowlanego, to w hodowli 3D, ze względu na ograniczoną dyfuzję, dochodzić będzie do jego wzmo- żonej agregacji w komórkach. Zaobserwowali również gwałtowny wzrost stężenia izoformy 4R białka tau w hodowli 3D w porównaniu z 2D. Izoforma 4R oraz jej stosunek do izoformy 3R, pełni ważną rolę w zachowaniu prawidłowego funkcjonowania białka tau. Wszelkie zmiany w tym stosunku zaburzają prawidłowe funkcjonowanie białka tau, a tym samym do powstania taupatii [53]. Choi i wsp. wykazali, że molekularne mechanizmy związane z hiperfosforylacją białka tau są indukowane w wyniku nagromadzenia toksycznych form β-amyloidu. Potwierdza to hipotezę, że neurodegeneracja w AD jest procesem kaskadowym, w którym pierwotnym zdarzeniem jest odkładanie się β-amyloidu w postaci blaszek starczych, natomiast hiperfosforylacja i wewnątrzkomórkowa agregacja białka tau ma charakter wtórny [7]. Dane te wskazują, że hodowanie komórek w warunkach 3D nie tylko przyspiesza ich różnicowanie do neuronów, ale również umożliwia badanie mechanizmów patogenezy nie tylko AD, ale również innych chorób neurodegeneracyjnych.

Model trójwymiarowej hodowli neuronów do badania mechanizmów AD przedstawili Zhang i wsp. [62]. W badaniach wykorzystali wyprowadzone z indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych (iPSC) neuroepitelialne komórki macierzyste (It-NES), z których następnie uzyskano populację komórek nerwowych z wysokim procentowym udziałem neuronów i niską liczbą komórek glejowych (<10%). W celu otrzymania hodowli 3D komórki hodowano na peptydowym hydro- żelu, który zapewnia odpowiednią sztywność i umożliwia długoterminową hodowlę komórek nerwowych [61]. Prezentowany model znalazł zastosowanie w badaniach dotyczących wpływu β-amyloidu na kinazę aktywowaną białkiem p21 (PAK), która pełni istotne funkcje w regulacji procesów związanych z ruchliwością, dynamiką cytoszkieletu aktynowego oraz morfologią i przeżywaniem neuronów.

Reorganizacja cytoszkieletu komórkowego jest jedną ze zmian morfologicznych neuronów charakterystyczną dla procesów apopotycznych towarzyszących AD. Wcze- śniejsze badania wykazały, że poziom kinaz PAK1 i PAK3, które wpływają również na rozwój przodomózgowia, znacząco spada u pacjentów w późnym stadium AD [35]. W przebiegu AD stwierdzono również powstawanie krótkich eozynowych filamentów o grubości 7 nm, zbudowanych głównie z aktyny i kofiliny, określanych jako ciałka Hirano, a także polimeryzację aktyny indukowaną obecnością β-amyloidu [41].

Zhang i wsp. wykazali, że stymulowanie neuronów oligomerem β-amyloidu spowodowało translokację aktywowanej kinazy PAK (pPAK) z cytoplazmy do błony komórkowej oraz spadek stężenia drebryny (białka stabilizującego aktynę), co było możliwe do zaobserwowanie jedynie w komórkach hodowanych w systemie 3D. W dwuwymiarowej hodowli nie stwierdzono by oligomery β-amyloidu wpłynęły na dystrybucję pPAK czy drebryny [62]. Wskazuje to, że pewne mechanizmy związane z chorobami neurodegeneracyjnymi można zbadać w warunkach in vitro jedynie z użyciem modeli trójwymiarowych, które wykazują znacznie większe podobieństwo do tkanki pod względem kontaktów międzykomórkowych, ścieżek sygnałowych i ekspresji genów niż hodowle dwuwymiarowe.

Ryc. 1.

Perspektywy

Poznanie mechanizmów leżących u podłoża chorób neurodegeneracyjnych ma podstawowe znaczenie dla opracowania skutecznych metod ich leczenia. Dlatego też ważne jest stworzenie takiego modelu komórkowego, który najwierniej odwzoruje fizjologiczne warunki panujące w mózgu. W tym celu wykorzystano trójwymiarowe hodowle komórek nerwowych, otrzymane w procesie róż- nicowania komórek macierzystych lub nowotworowych linii komórkowych. Jednak dużo bardziej odpowiednim modelem badawczym mogłyby być pierwotne hodowle komórkowe, które powstają w wyniku pobrania bezpośrednio z organizmu tkanki lub narządu, dzięki czemu komórki zachowują morfologiczne i fizjologiczne podobieństwo do tkanki macierzystej. Mimo że pierwotne hodowle komórek są trudne do utrzymania i zwykle wymagają bardziej złożonych pożywek, z fizjologicznego punktu widzenia, mogą zapewnić lepsze odzwierciedlenie warunków panujących in vivo niż linie komórkowe.

Pierwotne hodowle komórek nerwowych zwykle są prowadzone na materiale pobranym z 17–19-dniowych płodów szczurzych lub mysich [10,29]. Oczywiście w przypadku zarodków szczura, które są znacznie większe niż zarodki mysie, hipokamp jest łatwiejszy do odróżnienia od innych struktur mózgu. Zakładając pierwotną hodowlę neuronów należy wziąć pod uwagę, że w zawiesinie komórek mogą się znaleźć również liczne komórki glejowe czy też inne elementy tkanki nerwowej. Ich wyeliminowanie jest możliwe dzięki zastosowaniu specjalnych płynów hodowlanych oraz czynników wzrostowych czy selekcyjnych. Do hodowli neuronów zwykle jest stosowany płyn Neurobasal wzbogacony suplementem B27, który zapobiega niepożądanemu wzrostowi komórek glejowych w kulturze – hodowle w nim prowadzone zawierają mniej niż 5% komórek glejowych [4]. Natomiast astrocyty są znacznie mniej wymagające niż neurony i rosną w płynie MEM (minimal essential medium), który jest standardowo stosowany w hodowli innych typów komórek [29].

We wczesnym etapie rozwoju neurony hodowane in vitro mają krótkie wypustki, przez co trudno je odróżnić od komórek gleju. W późniejszym etapie, gdy neurony osią- gają dojrzałość, ich włókna nerwowe (dendryty i aksony) stają się znacznie dłuższe i rozgałęzione. Komórki gleju cechuje duża różnorodność morfologiczna. Astrocyty to komórki o gwiaździstym kształcie (glej gwiaździsty) mające liczne rozgałęzione wypustki rozchodzące się we wszystkich kierunkach, oligodendrocyty, określane również jako glej skąpowypustkowy, mają nieliczne i znacznie cieńsze wypustki, a mikroglej to komórki z jedną lub dwiema bardzo długimi wypustkami. Poszczególne typy komórek nerwowych można identyfikować immunofluorescencyjnie na podstawie występujących w nich swoistych białek stanowiących swoiste markery komórkowe. Dla neuronów są to białka tau i MAP2 (białka towarzyszące mikrotubulom), dla astrocytów – GFAP (glejowe kwaśne białko włókienkowe), dla oligodendrocytów – CNP (fosfodiesteraza-2’,3’-cyklicznych nukleotydów) (ryc. 1) [31]. Można je również hodować na podłożu Matrigel [16], w celu uzyskania hodowli 3D, dzięki czemu mogły by się stać dobrym modelem do badania przebiegu procesu neurodegeneracji (ryc. 2).

Ryc. 2.

Podsumowanie

Ze względu na wzrost populacji osób w podeszłym wieku wzrasta liczba chorych na schorzenia neurodegeneracyjne, co jest bardzo ważnym problemem zdrowia publicznego. Mimo stale dokonującego się postępu w badaniach dotyczących mechanizmów prowadzących do zmian neurodegeneracyjnych, wiedza na ich temat nie jest nadal kompletna, a z powodu braku skutecznych metod leczenia pozostają chorobami nieuleczalnymi i śmiertelnymi. Dotychczasowe doniesienia dotyczące badania przebiegu procesu neurodegeneracji prowadzone na różnorodnych modelach in vitro, chociaż często bardzo obiecujące, nie przyniosły znaczącego postępu klinicznego. Z tego względu stale są poszukiwane najodpowiedniejsze modele badawcze, dzięki którym odpowiedź na pytanie – jak przebiega proces neurodegeneracji stanie się zrozumiała. Dlatego też dobrym narzędziem służącym do poznania mechanizmów powstawania chorób układu nerwowego oraz do testowania nowych leków mogą się stać doświadczenia prowadzone na żywej tkance nerwowej w postaci trójwymiarowej pierwotnej hodowli komórek nerwowych.

---

Autorki deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Przypisy

• 1. Banker G.A, Cowan W.M.: Rat hippocampal neurons in dispersedcell culture. Brain Res., 1977; 126: 397-425
  Google Scholar
• 2. Barnes J.: Neurons, neurotransmission and communication. W:Essential Biological Psychology, Sage Publication, London, 2013: 2-25
  Google Scholar
• 3. Bates G.P., Dorsey R., Gusella J.F., Hayden M.R., Kay C., LeavittB.R., Nance M., Ross C.A., Scahill R.I., Wetzel R., Wild E.J., Tabrizi S.J.:Huntington disease. Nat. Rev. Dis. Primers, 2015; 1: 15005
  Google Scholar
• 4. Brewer G.J., Torricelli J.R., Evege E.K., Price P.J.: Optimized survivalof hippocampal neurons in B27-supplemented Neurobasal, a newserum-free medium combination. J. Neurosci. Res., 1993; 35: 567-576
  Google Scholar
• 5. Cattaneo E.,Rigamonti D., Zuccato C.: Zagadka pląsawicy Huntingtona.Świat Nauki, 2003; 2: 42-47
  Google Scholar
• 6. Cheng F., Vivacqua G., Yu S.: The role of α-synuclein in neurotransmissionand synaptic plasticity. J. Chem. Neuroanat., 2011; 42:242-248
  Google Scholar
• 7. Choi S.H., Kim Y.H., Hebisch M., Sliwinski C., Lee S., D’Avanzo C.,Chen H., Hooli B., Asselin C., Muffat J., Klee J.B., Zhang C., WaingerB.J., Peitz M., Kovacs D.M., Woolf C.J., Wagner S.L., Tanzi R.E., KimD.Y.: A three-dimensional human neural cell culture model of Alzheimer’sdisease. Nature, 2014; 515: 274-278
  Google Scholar
• 8. Choi Y.J., Park J., Lee S.H.: Size-controllable networked neurospheresas a 3D neuronal tissue model for Alzheimer’s disease studies.Biomaterials, 2013; 34: 2938-2946
  Google Scholar
• 9. Cukierman E., Pankov R., Stevens D.R., Yamada K.M.: Taking cell–matrix adhesions to the third dimension. Science, 2001; 294: 1708-1712
  Google Scholar
• 10. Cymerys J., Dzieciątkowski T., Golke A., Słońska A., Majewska A.,Krzyżowska M., Bańbura M.W.: Primary cultures of murine neuronsfor studying herpes simplex virus 1 infection and its inhibition byantivirals. Acta Virol., 2013; 57: 339-345
  Google Scholar
• 11. Cymerys J., Dzieciątkowski T., Słońska A., Bierła J., Tucholska A.,Chmielewska A., Golke A., Bańbura M.W.: Equine herpesvirus type 1(EHV-1) replication in primary murine neurons culture. Pol. J. Vet.Sci., 2010; 13: 701-708
  Google Scholar
• 12. Cymerys J., Miszczak D., Słońska A., Golke A., Bańbura M.W.:Autophagy in cultured murine neurons infected with equid herpesvirus 1 Acta Virol., 2014; 58: 292-295
  Google Scholar
• 13. Cymerys J., Słońska A., Godlewski M.M., Golke A., Tucholska A.,Chmielewska A., Bańbura M.W.: Apoptotic and necrotic changes incultured murine neurons infected with equid herpesvirus 1. ActaVirol., 2012; 56: 39-48
  Google Scholar
• 14. Dantuma E., Merchant S., Sugaya K.: Stem cells for the treatmentof neurodegenerative diseases. Stem Cell Res. Ther., 2010; 1: 37
  Google Scholar
• 15. Datki Z., Juhász A., Gálfi M., Soós K., Papp R., Zádori D., PenkeB.: Method for measuring neurotoxicity of aggregating polypeptideswith the MTT assay on differentiated neuroblastoma cells. BrainRes. Bull., 2003; 62: 223-229
  Google Scholar
• 16. Dewitt D.D., Kaszuba S.N., Thompson D.M., Stegemann J.P.: CollagenI-matrigel scaffolds for enhanced Schwann cell survival andcontrol of three-dimensional cell morphology. Tiss. Engineer. PartA, 2009; 15: 2785-2793
  Google Scholar
• 17. Eriksen J.L., Janus C.G.: Plaques, tangles, and memory loss inmouse models of neurodegeneration. Behav. Genet., 2007; 37: 79-100
  Google Scholar
• 18. Fischbach G.D., Dichter M.A.: Electrophysiologic and morphologicproperties of neurons in dissociated chick spinal cord cellscultures. Dev. Biol., 1974; 37: 100-116
  Google Scholar
• 19. Gajewska M., Kozłowski M., Motyl T.: Trójwymiarowe hodowlekomórek nabłonka gruczołu sutkowego jako model badawczy procesuróżnicowania. Post. Biol. Kom., 2010; 37: 121-136
  Google Scholar
• 20. Gaweł M., Potulska-Chromik A.: Choroby neurodegeneracyjne:choroba Alzheimera i Parkinsona. Post. N. Med., 2015; 28: 468-476
  Google Scholar
• 21. Gotz J., Gladbach A., Pennanen L., van Eersel J., Schild A., DavidD., Ittner L.M.: Animal models reveal role for tau phosphorylation inhuman disease. Biochim. Biophys. Acta, 2010; 1802: 860-871
  Google Scholar
• 22. Hampel H., Shen Y., Walsh D.M., Aisen P., Shaw L.M., ZetterbergH., Trojanowski J.Q., Blennow K.: Biological markers of amyloidβ-related mechanisms in Alzheimer’s disease. Exp. Neurol., 2010;223: 334-346
  Google Scholar
• 23. Han S.S., Williams.LA., Eggan K.C.: Constructing and deconstructingstem cell models of neurological disease. Neuron, 2011;70: 626-644
  Google Scholar
• 24. Haydon P.G.: Neuroglial networks: neurons and glia talk to eachother. Curr. Biol., 2000; 10: R712-R714
  Google Scholar
• 25. Hoffman R.M.: To do tissue culture in two or three dimensions?That is the question. Stem Cells, 1993; 11: 105-111
  Google Scholar
• 26. Hou L., Hong T.: Stem cells and neurodegenerative diseases. Sci.China C – Life Sci., 2008; 51: 287-294
  Google Scholar
• 27. Ikeda H., Pastuszko A., Ikegaki N., Kennett R.H., Wilson D.F.:3,4-dihydroxyphenylalanine (DOPA) metabolism and retinoic acidinduced differentiation in human neuroblastoma. Neurochem. Res., 1994; 19: 1487-1494
  Google Scholar
• 28. Iłżecka J.: Mechanizmy patogenetyczne stwardnienia bocznegozanikowego. Aktualn. Neurol., 2012; 12: 222-235
  Google Scholar
• 29. Jones E.V., Cook D., Murai K.K.: A neuron-astrocyte co-culturesystem to investigate astrocyte-secreted factors in mouse neuronaldevelopment. Methods Mol. Biol., 2012; 814: 341-352
  Google Scholar
• 30. Jung Y.W., Hysolli E., Kim K.Y., Tanaka Y., Park I.H.: Human inducedpluripotent stem cells and neurodegenerative disease: prospectsfor novel therapies. Curr. Opin. Neurol., 2012; 25: 125-130
  Google Scholar
• 31. Kajta M.: Hodowle pierwotne komórek nerkowych. W: Hodowlakomórek i tkanek, red.: S. Sokołowska. Wydawnictwo Naukowe PWN,Warszawa, 2006, 277-290
  Google Scholar
• 32. Kim S.U., Lee H.J., Kim Y.B.: Neural stem cell-based treatmentfor neurodegenerative diseases. Neuropathology, 2013; 33, 491-504
  Google Scholar
• 33. Lasher R.S.: The uptake of [3H] GABA and differentiation ofstellate neurons in cultures of dissociated postnatal rat cerebellum.Brain Res., 1974; 69: 235-254
  Google Scholar
• 34. Liszewska E., Jaworski J.: Po co neurobiologom indukowanepluripotencjalne komórki macierzyste? Postępy Biochem., 2013;59: 164-174
  Google Scholar
• 35. Ma Q.L., Yang F., Calon F., Ubeda O.J., Hansen J.E., Weisbart R.H.,Beech W., Frautschy S.A., Cole G.M.: p21-activated kinase-aberrantactivation and translocation in Alzheimer disease pathogenesis. J.Biol. Chem., 2008; 283: 14132-14143
  Google Scholar
• 36. Magistretti P.J., Ransom B.R.: Astrocytes. W: Neuropsychopharmacology- 5th Generation of Progress, red. K.L. Davis, D. Charney,J.T. Coyle, C. Nemeroff. Lippincott, Williams & Wilkins, Philadelphia,Pennsylvania, 2002, 133-146
  Google Scholar
• 37. Mains R.E., Patterson P.H.: Primary cultures of disssociated sympatheticneurons. Establishment of long-term growth in culture andstudies of differentiated properties. J. Cell Biol., 1973; 59: 329-345
  Google Scholar
• 38. Marchetto M.C., Brennand K.J., Boyer L.F., Gage F.H.: Inducedpluripotent stem cells (iPSCs) and neurological disease modeling:progress and promises. Hum. Mol. Genet., 2011; 20: R109-R115
  Google Scholar
• 39. Marchetto M.C., Winner B., Gage F.H.: Pluripotent stem cells inneurodegenerative and neurodevelopmental diseases. Hum. Mol.Genet., 2010; 19: R71-R76
  Google Scholar
• 40. Moran L.B., Croisier E., Duke D.C., Kalaitzakis M.E., RoncaroliF., Deprez M., Dexter D.T., Pearce R.K., Graeber M.B.: Analysis ofα-synuclein, dopamine and parkin pathways in neuropathologicallyconfirmed parkinsonian nigra. Acta Neuropathol., 2007: 113: 253-263
  Google Scholar
• 41. Ostrowski M., Grzanka A., Izdebska M.: Rola aktyny w chorobieAlzheimera. Postępy Hig. Med. Dośw., 2005; 59: 224-228
  Google Scholar
• 42. Perez R.G., Hastings T.G.: Could a loss of α-synuclein function putdopaminergic neurons at risk? J. Neurochem., 2004; 89: 1318-1324
  Google Scholar
• 43. Presgraves S.P., Ahmed T., Borwege S., Joyce J.N.: Terminallydifferentiated SH-SY5Y cells provide a model system for studyingneuroprotective effects of dopamine agonists. Neurotox. Res., 2004;5: 579-598
  Google Scholar
• 44. Ramanan V.K., Saykin A.J.: Pathways to neurodegeneration:mechanistic insights from GWAS in Alzheimer’s disease, Parkinson’sdisease, and related disorders. Am. J. Neurodegener. Dis., 2013;2: 145-175
  Google Scholar
• 45. Ravi M., Paramesh V., Kaviya S.R., Anuradha E., Paul SolomonF.D.: 3D cell culture systems: advantages and applications. J. Cell.Physiol., 2015; 230: 16-26
  Google Scholar
• 46. Schlachetzki J.C., Saliba S.W., de Oliveira A.C.: Studying neurodegenerativediseases in culture models. Rev. Brasil. Psiquiatr.,2013; 35: S92-S100
  Google Scholar
• 47. Seidel D., Krinke D., Jahnke H.G., Hirche A., Kloß D., Mack T.G.,Striggow F., Robitzki A.: Induced tauopathy in a novel 3D-culturemodel mediates neurodegenerative processes: a real-time study onbiochips. PLoS One, 2012; 7: e49150
  Google Scholar
• 48. Selkoe D.J.: Alzheimer disease: mechanistic understanding predictsnovel therapies. Ann. Intern. Med., 2004; 140: 627-638
  Google Scholar
• 49. Shaham S.: Glia-neuron interactions in nervous system functionand development. Curr. Top. Dev. Biol., 2005; 69: 39-66
  Google Scholar
• 50. Sivakumar P., Czirok A., Rongish B.J., Divakara V.P., Wang Y.P.,Dallas S.L.: New insights into extracellular matrix assembly and reorganizationfrom dynamic imaging of extracellular matrix proteinsin living osteoblasts. J. Cell Sci., 2006; 119: 1350-1360
  Google Scholar
• 51. Słońska A., Cymerys J., Godlewski M.M., Dzieciątkowski T., TucholskaA., Chmielewska A., Golke A., Bańbura M.W.: Equine herpesvirustype 1 (EHV-1)-induced rearrangements of actin filaments inproductively infected primary murine neurons. Arch. Virol., 2014;159: 1341-1349
  Google Scholar
• 52. Słońska A., Cymerys J., Skwarska J., Golke A., Bańbura M.W.: Influenceof importin α/β and exportin 1 on equine herpesvirus type 1 (EHV-1) replication in primary murine neurons. Pol. J. Vet. Sci.,2013; 16: 749-751
  Google Scholar
• 53. Spires-Jones T.L., Stoothoff W.H., de Calignon A., Jones P.B.,Hyman B.T.: Tau pathophysiology in neurodegeneration: a tangledissue. Trends Neurosci., 2009; 32: 150-159
  Google Scholar
• 54. Stahl S.M.: Structure and function of neurons. W: Stahl’s EssentialPsychopharmacology: Neuroscientific Basis and PracticalApplications, Third Edition, Cambridge University Press, New York,2008, 1-21
  Google Scholar
• 55. Szwed A., Miłowska K.: Rola białek w chorobach neurodegeneracyjnych.Postępy Hig. Med. Dośw., 2012; 66: 187-195
  Google Scholar
• 56. Takahashi K., Yamanaka S.: Induction of pluripotent stem cellsfrom mouse embryonic and adult fibroblast cultures by defined factors.Cell, 2006; 126: 663-676
  Google Scholar
• 57. Uzun S., Kozumplik O., Folnegovic-Smalc V.: Alzheimer’s dementia:current data review. Coll. Antropol., 2011; 35: 1333-1337
  Google Scholar
• 58. Xie H.R., Hu L.S., Li G.Y.: SH-SY5Y human neuroblastoma cellline: in vitro cell model of dopaminergic neurons in Parkinson’s disease.Chin. Med. J., 2010; 123: 1086-1092
  Google Scholar
• 59. Xie Y.Z., Zhang R.X.: Neurodegenerative diseases in a dish: thepromise of iPSC technology in disease modeling and therapeuticdiscovery. Neurol. Sci., 2015; 36: 21-27
  Google Scholar
• 60. Yanker Y.A., Lu T.: Amyloid β-protein toxicity and the pathogenesisof Alzeimer’s disease. J. Biol. Chem., 2009; 284: 4755-4759
  Google Scholar
• 61. Ylä-Outinen L., Joki T., Varjola M., Skottman H., Narkilahti S.:Three-dimensional growth matrix for human embryonic stem cell–derived neuronal cells. J. Tissue Eng. Regen. Med., 2014; 8: 186-194
  Google Scholar
• 62. Zhang D., Pekkanen-Mattila M., Shahsavani M., Falk A., TeixeiraA.I., Herland A.: A 3D Alzheimer’s disease culture model and theinduction of P21-activated kinase mediated sensing in iPSC derivedneurons. Biomaterials, 2014; 35: 1420-1428
  Google Scholar

Pełna treść artykułu