Rola czynników troficznych i procesów zapalnych w neuroprotekcji indukowanej wysiłkiem w chorobie Parkinsona
Ewelina Pałasz 1 , Agnieszka Bąk 1 , Anna Gąsiorowska 2 , Grażyna Niewiadomska 1Abstrakt
Komórki glejowe oraz neurotrofiny odgrywają ważną rolę w zachowaniu homeostazy ośrodkowego układu nerwowego (OUN), a zaburzenia ich funkcjonowania mogą doprowadzić do wielu chorób układu nerwowego, w tym choroby Parkinsona (chP). Prowadzone od lat badania kliniczne dostarczają dowodów na to, iż umiarkowany wysiłek fizyczny dostosowany do aktualnego stanu zdrowia pacjentów z chP wspomaga leczenie farmakologiczne, spowalnia narastanie zaburzeń ruchowych oraz wydłuża okres niezależności chorych od osób trzecich. Aktywność fizyczna zapobiega obumieraniu neuronów dopaminergicznych przez hamowanie stanu zapalnego, redukcję stresu oksydacyjnego oraz stymulację wytwarzania i uwalniania endogennych czynników troficznych. W pracy przedstawiono aktualny stan wiedzy na temat przeciwzapalnych i neuroprotekcyjnych właściwości wysiłku fizycznego, jako terapii wspomagającej przebieg choroby Parkinsona.
Wykaz skrótów
6-OHDA – 6-hydroksydopamina (6-hydroxydopamine), AAV – wirus towarzyszący adenowirusom (adeno-associated virus), ARG1 – arginaza 1 (arginase 1), ATP – adenozyno 5’-trifosforan (adenosine 5’-triphosphate), BDNF – neurotroficzny czynnik pochodzenia mózgowego (brain- -derived neurotrophic factor), BMI – wskaźnik masy ciała (body mass index), cAMP – cykliczny adenozyno-3′,5′-monofosforan (3’,5’-cyclic adenosine monophosphate), CD206 – receptor rozpoznający patogeny (mannose receptor), CDNF – mózgowy dopaminowy czynnik neurotroficzny (cerebral dopamine neurotrophic factor), chP – choroba Parkinsona (Parkinson’s disease), CREB – białko wiążące z elementem odpowiedzi na cAMP (cAMP response element-binding protein), CRP – białko C-reaktywne (C-Reactive Protein), DAT – transporter dopaminy (dopamine transporter), DOPAC – kwas dihydroksyfenylooctowy (dihydroxyphenylacetic acid), Drd2 – receptor dopaminy D2 (dopamine receptor subtype-2), FGF-2 – czynnik wzrostu fibroblastów (fibroblast growth factor 2), GDNF – czynnik neurotroficzny pochodzenia glejowego (glial cell line-derived neurotrophic factor), GFAP – kwaśne białko włókienkowe filamentów pośrednich astrocytów (glial fibrillary acidic protein), GFL – ligandy pochodzenia glejowego (glial-derived family of ligands), HVA – kwas homowanilinowy (homovanillic acid), IFN-γ – interferon gamma, IGF-1 – insulinopodobny czynnik wzrostu 1 (insulin-like growth factor 1), IL – interleukina (interleukin), IL-1b – interleukina 1b, ir – immunoreaktywny, Jmjd3 – demetylaza histonu H3K27 (Jumonji domain containing-3 histone H3 Lys27 (H3K27) demethylase), MANF – śródmózgowiowy czynnik neurotroficzny pochodzenia astrocytarnego (mesencephalic astrocyte-derived neurotrophic factor), MPTP – 1-metylo-4-fenylo-1,2,3,6-tetrahydropirydyna (1-methyl-4-phenyl-1,2,3,6-tetrahydropyridine), NF-κB – jądrowy czynnik transkrypcyjny kappa B (nuclear factor kappa B), NGF – czynnik wzrostu nerwów (nerve growth factor), NO – tlenek azotu (nitric oxide), NT-3 – neurotrofina-3 (neurotrophin 3), NT-4/5 – neurotrofina 4/5 (neurotrophin 4/5), OUN – ośrodkowy układ nerwowy, PET – pozytonowa tomografia emisyjna (positron emission tomography), PGE2 – prostaglandyna E2 (prostaglandin E2), rAAV2 – rekombinowane wirusy związane z adenowirusami sterotypu 2 (the recombinant adeno-associated viruses sterotype 2), ROS – reaktywne formy tlenu (reactive oxygen species), Sirt1 – sirtuina 1, SN – istota czarna (substantia nigra), SOD – dysmutaza ponadtlenkowa, SVZ – strefa przykomorowa (subventricular zone), TGF-β1 – transformujący czynnik wzrostu beta 1 (transforming growth factor β1), TLR – błonowe receptory należące do receptorów rozpoznających wzorce (toll-like receptors), TNF-α – czynnik martwicy nowotworu (tumor necrosis factor), TrkB – receptor BDNF o wysokim powinowactwie wiązania (tyrosine kinase receptor B), UPDRS – Skala Oceny Choroby Parkinsona (Unified Parkinson’s Disease Rating Scale), VEGF – czynnik wzrostu śródbłonka naczyń (vascular endothelial growth factor).
Wstęp
Choroba Parkinsona (chP) należy do zwyrodnieniowych schorzeń ośrodkowego układu nerwowego, którego podstawowym objawem są zaburzenia ruchowe, będące skutkiem degeneracji neuronów dopaminergicznych drogi nigrostriatalnej. Złożone podłoże choroby sprawia, że jej etiologia jest nadal niewyjaśniona. Dostępne terapie łagodzą jedynie objawy choroby, przy czym skuteczność ich działania maleje wraz z rozwojem choroby. Z tego względu niezwykle ważne jest poszukiwanie nowych terapii wspomagających leczenie farmakologiczne. Coraz częściej zwraca się uwagę na wpływ ćwiczeń fizycznych na poprawę lub podtrzymanie prawidłowego funkcjonowania mózgu. Badania zdrowych populacji osób starszych bez zaburzeń w OUN (ośrodkowy układ nerwowy) wykazały, iż regularna aktywność aerobowa powoduje zmiany związane z neuroplastycznością – w tym synaptogenezą, zwiększonym zużyciem glukozy, angiogenezą i neurogenezą. Ćwiczenia fizyczne poprawiają pracę mózgu przez hamowanie stanu zapalnego, redukcję stresu oksydacyjnego oraz stabilizację homeostazy wapnia, a także stymulację uwalniania endogennych neurotrofin [35]. Znaczenie treningu i wysiłku są obecnie intensywnie badane na zwierzęcych modelach chP. Wiele z tych badań sugeruje, że ćwiczenia mogą działać neuroprotekcyjnie, spowalniając lub nawet zatrzymując procesy neurodegeneracyjne i odbudowując zaburzone szlaki sygnałowe. Na podstawie wyników badań przeprowadzonych u ludzi i na zwierzęcych modelach chP stwierdzono, że aktywność fizyczna poprawia wzorce zachowań ruchowych oraz wzmacnia proces angiogenezy, synaptogenezy i neurogenezy w mózgu. Wpływa również na podwyższenie poziomu czynników neurotroficznych i stopień nasilenia procesów zapalnych. Spośród znanych obecnie form aktywności fizycznej wspomagających łagodzenie objawów chP u ludzi wymienia się przede wszystkim ćwiczenia oddechowe, chodu i równowagi, ćwiczenia wzmacniające, rozciągające, relaksacyjne, tai-chi oraz taniec.
Rola czynników troficznych w neuroprotekcji indukowanej wysiłkiem
Czynniki neurotroficzne
Czynniki neurotroficzne tworzą grupę czynników wzrostu komórek nerwowych o działaniu stymulującym i regulującym neurogenezę, czyli wpływających na różnicowanie i dojrzewanie nowych neuronów, wzrost aksonów oraz przeżywanie neuronów już istniejących, a także biorących udział w tworzeniu synaps, zarówno w życiu prenatalnym, jak i dorosłym. Ogólnym przejawem wymienionych składowych neurogenezy jest wytworzenie złożonej sieci neuronalnej. W okresie prenatalnym większość neuronów ginie, a przetrwanie poszczególnych komórek jest uzależnione od rywalizowania z innymi o dostęp do ograniczonej ilości substancji neurotroficznych [97]. W dojrzałym układzie nerwowym równowaga między procesami neuroregeneracji oraz neurodegeneracji w dużej mierze jest zależna od dostępności i aktywności odpowiednich czynników neurotroficznych. Anomalie w poziomie poszczególnych czynników mogą doprowadzić do nieprawidłowego rozwoju struktur układu nerwowego oraz do zwiększonej podatności neuronów na uszkodzenia spowodowane przez czynniki o charakterze fizycznym, chemicznym, jak również będące następstwem przewlekłej ekspozycji na stres. Czynniki neurotroficzne odgrywają istotną rolę w etiopatogenezie licznych chorób psychicznych i neurologicznych. Poznanie roli neurotrofin w zachowaniu homeostazy OUN, a także regeneracji uszkodzonej tkanki stało się podstawowe dla zrozumienia podłoża wielu chorób układu nerwowego i dało nadzieję na opracowanie nowych terapii schorzeń neurodegeneracyjnych, takich jak stwardnienie zanikowe boczne czy choroba Parkinsona i Alzheimera [53].
Naukowcy wyodrębniają kilka rodzin czynników neurotroficznych: klasyczne neurotrofiny, transformujące czynniki wzrostu, czynniki wzrostu fibroblastów, insulinopodobny czynnik wzrostu, czynnik wzrostu pochodzenia płytkowego, neuropoetyny oraz grupę nieneuronalnych czynników wzrostu [48].
Do rodziny klasycznych neurotrofin zaliczane są: NGF (nerve growth factor – czynnik wzrostu nerwów), BDNF (brain-derived neurotrophic factor – neurotroficzny czynnik pochodzenia mózgowego), neurotrofina-3 (neurotrophin 3, NT-3) oraz neurotrofina 4/5 (neurotrophin4/5, NT-4/5). Białka te są syntetyzowane przez neurony mózgu, rdzenia kręgowego, a także przez komórki tkanek unerwianych przez nerwy obwodowe [53]. Wszystkie klasyczne neurotrofiny są strukturalnie podobne, ich sekwencje są w około 50% homologiczne [68]. NGF, BDNF, NT-3 i NT-4/5 są białkami występują- cymi najczęściej w postaci homodimerów, są jednak również zdolne do tworzenia struktur heterodimerycznych. Mimo że większość z nich nie ma aktywno- ści mitogennej, to są zaliczane do czynników wzrostu. Neurotrofiny z tej grupy wykazują wielokierunkowe działanie, nieograniczone wyłącznie do tkanek układu nerwowego [53].
Spośród neurotrofin o istotnym wpływie na przeżywalność neuronów dopaminergicznych szczególne znaczenie ma rodzina GFL (glial-derived family of ligands), do której należą cztery strukturalnie podobne czynniki troficzne: GDNF (glial cell line-derived neurotrophic factor – czynnik neurotroficzny pochodzenia glejowego), neurturyna, persefina oraz artemina. Rodzina GFL ma ogromne znaczenie w wielu procesach biologicznych, w tym przeżywaniu komórek, wzroście neurytów, różnicowaniu i migracji komórek [53,68].
Nową rodzinę neurotrofin tworzą niedawno odkryte białka: MANF (mesencephalic astrocyte-derived neurotrophic factor – śródmózgowiowy czynnik neurotroficzny pochodzenia astrocytarnego) oraz CDNF (cerebral dopamine neurotrophic factor – mózgowy dopaminowy czynnik neurotroficzny), które wykazują działanie neurotroficzne i neuroregeneracyjne w stosunku do neuronów dopaminergicznych. MANF wykazuje wysoką ekspresję w neuronach, a największe jego stężenie jest obserwowane w korze mózgowej, hipokampie oraz komórkach Purkinjego móżdżku [2]. Dystrybucja CDNF w OUN jest podobna, jego wysoki poziom stwierdzono w śródmózgowiu, korze mózgu, hipokampie, móżdżku, prążkowiu oraz istocie czarnej [77]. Białka MANF i CDNF charakteryzują się swoistą strukturą cząsteczki. Sugeruje się [47], że taka struktura ułatwia tworzenie mostków cysteinowych i przez to fałdowanie białek w siateczce szorstkiej, dzięki temu wymienione neurotrofiny regulują metabolizm niesfałdowanych lub nieprawidłowo sfałdowanych białek. Może to wpływać na zapobieganie tworzeniu się niebezpiecznych oligomerów lub agregatów białek związanych z chorobami neurozwyrodnieniowymi, takich jak β-amyloid, tau i α-synukleina. Właściwości tych czynników zaobserwowano po raz pierwszy w szczurzym modelu chP indukowanej podawaniem 6-OHDA (6-hydroksydopamina) [48,89]. Wykazano, że szczególnie dużą swoistością wobec ośrodkowych neuronów dopaminergicznych odznacza się CDNF.
Udział neurotrofin w neuroprotekcyjnym działaniu wysiłku fizycznego
Ćwiczenia fizyczne mogą być prostym narzędziem w łagodzeniu postępującej utraty funkcji mózgu z powodu różnych neurodegeneracji. Liczne badania wykazały skuteczność ćwiczeń w ochronie przed eksperymentalnie indukowanym uszkodzeniom różnych regionów mózgu [34]. Uważa się, że prawdopodobnie różne czynniki neurotroficzne mogą pośredniczyć w neuroprotekcyjnym działaniu aktywności fizycznej – zarówno w fizjologicznym procesie starzenia się, jak i w chorobach neurozwyrodnieniowych [34]. Wśród czynników, których stężenie w OUN w odpowiedzi na trening fizyczny zwiększa się, należy wymienić BDNF, GDNF, NGF, FGF-2 (fibroblast growth factor 2 – czynnik wzrostu fibroblastów), IGF-1 (insulin-like growth factor 1 – insulinopodobny czynnik wzrostu 1) oraz VEGF (vascular endothelial growth factor – czynnik wzrostu śródbłonka naczyń).
Neurotroficzny czynnik pochodzenia mózgowego (BDNF) jest wytwarzany i wydzielany w obrębie obwodowego i ośrodkowego układu nerwowego, ale także m.in. w mięśniach gładkich. W badaniach in vitro, indukowanie skurczu w hodowlach komórek mięśniowych podwyższa wytwarzanie BDNF. Natomiast, dobrowolne ćwiczenia wytrzymałościowe zwiększają zawartość BDNF w mięśniach szkieletowych u gryzoni, a także poziom mRNA BDNF w niektórych regionach mózgu [99]. Pozytywną korelację między poziomem BDNF w hipokampie oraz tylnej części kory nowej a dystansem przebytym podczas spontanicznej lokomocji przez szczury, stwierdzili po raz pierwszy Neeper i wsp. [58]. Wykazano, że podwyższone stężenie BDNF utrzymuje się jeszcze kilka dni po zakończeniu treningu [6]. W innych pracach potwierdzono związek między wzrostem stężenia BDNF w hipokampie, a lepszym rozpoznawaniem obiektów oraz pamięcią przestrzenną w odpowiedzi na ćwiczenia [10,30,85]. Ponadto, blokowanie BDNF w hipokampie szczurów, zapobiega indukowanemu przez ćwiczenia wzmocnieniu funkcji poznawczych [85] (ryc.1). Wyniki badań u ludzi wskazują, że ćwiczenia mogą podwyższać tkankową ekspresję BDNF w mięśniach oraz przejściowo podnosić stężenie krążącego BDNF, co może indukować zmiany metaboliczne i neurobiologiczne w tkance ośrodkowego i obwodowego układu nerwowego. Wiadomo, że BDNF może pokonywać barierę krew-mózg w obu kierunkach, co sugeruje, że pula czynnika wytwarzana obwodowo może wpływć na OUN [99]. Wywołany ćwiczeniami wzrost poziomu BDNF może pośredniczyć w plastyczności synaptycznej przez angażowanie takich elementów, jak czynnik transkrypcyjny CREB (cAMP response element-binding protein – białko wiążące z elementem odpowiedzi na cAMP), synapsyna I i synaptofizyna, jednocześnie zwiększając transkrypcję własnego mRNA oraz ekspresję swojego receptora TrkB (receptor BDNF o dużym powinowactwie wiązania) [86]. Zaindukowana skurczem mięśni sekrecja BDNF może także działać autokrynnie i/lub parakrynnie w obrębie mięśni szkieletowych oraz neuronów ruchowych, ponieważ czynnik ten może podlegać transportowi wstecznemu z mięśni do motoneuronów rdzenia kręgowego [99].
Regulacja poziomu BDNF podczas wykonywania ćwiczeń odbywa się m.in. przez działanie IGF-1. Ogólnoustrojowe podanie IGF-1 naśladuje wyniki intensywnego treningu w OUN, zwiększając ekspresję BDNF w hipokampie. Podobnie jak w przypadku BDNF, poziom IGF-1 jest zwiększony w hipokampie w odpowiedzi na ćwiczenia fizyczne i utrzymuje się do kilku dni po zakończeniu treningu [81]. Obwodowy poziom krążącego IGF-1 szybko zwiększa się w odpowiedzi na wykonywanie ćwiczeń (w ciągu 1 godziny), a wzrost IGF-1 na obwodzie wydaje się niezbędny do wystąpienia neurogenezy indukowanej ćwiczeniami. Zablokowanie IGF-1 in vivo zapobiega zwiększonej ekspresji BDNF w hipokampie w odpowiedzi na trening i tłumi zależną od ćwiczeń indukcję białek synaptycznych (np. synapsyna I). IGF-1 in vitro zwiększa stężenie TrkB w neuronach hipokampa, nasilając w ten sposób sygnalizację BDNF – zjawisko, które może również występować w warunkach in vivo. Wzmożone za pośrednictwem IGF-1 wytwarzanie BDNF powoduje wzmocnienie mechanizmów plastyczności synaptycznej, które uważa się za leżące u podstaw uczenia się i pamięci [46,67].
Wspólne działanie IGF-1 i VEGF prawdopodobnie wystę- puje w indukowanej ćwiczeniami angiogenezie i neurogenezie. Zarówno stężenie IGF-1, jak i VEGF wzrastają na obwodzie po ćwiczeniach fizycznych, czynniki te są też zdolne do przekraczania bariery krew-mózg. IGF-1 oraz VEGF pochodzące ze struktur obwodowych pośredniczą w stymulacji neurogenezy i angiogenezy w OUN podczas ćwiczeń, co wykazano za pomocą przeciwciał blokujących ich działanie. Na przykład, blokowanie przechodzenia obwodowego IGF-1 lub VEGF do mózgu hamuje zależną od ćwiczeń proliferację prekursorów neuronów w hipokampie, a blokowanie samego IGF-1 częściowo hamuje wywołane ćwiczeniami przetrwanie nowo powstałych neuronów [88]. Oprócz roli w neurogenezie, obwodowy IGF-1 jest niezbędny do indukowanej ćwiczeniami przebudowy sieci naczyń krwionośnych w mózgu. Zjawisko to jest również zależne od aktywności VEGF. Występująca po treningu angiogeneza jest związana ze wzrostem syntezy mRNA VEGF oraz samego białka w mózgu. Wzrost ten indukuje aktywność mitotyczną komórek śródbłonka naczyń, która wpływa na ich proliferację, przeżywanie, adhezję oraz migrowanie, a w konsekwencji formowanie nowych naczyń krwionośnych [18,90].
Istnieją przekonujące dowody na to, że również GDNF może uczestniczyć w neuroprotekcyjnym działaniu aktywności fizycznej. Na przykład, ekspresja GDNF wzrasta w hipokampie szczurów hodowanych w tzw. wzbogaconym środowisku (zapewniającym m.in. dostęp do przedmiotów skłaniających zwierzęta do aktywności fizycznej) [101]. Implanty wirusów rAAV2 syntetyzujących GDNF w pobliżu miejsca operacyjnego uszkodzenia rdzenia kręgowego u szczurów chronią neurony ruchowe przed wymieraniem pod warunkiem jednoczesnego zastosowania treningu fizycznego [32,33]. Intensywny trening motoryczny indukuje wzrost poziomu BDNF i GDNF w obszarze nigrostriatalnym, który jest skorelowany z obniżeniem poziomu czynników prozapalnych i stresu oksydacyjnego [1].
Wiele korzystnych skutków ćwiczeń fizycznych obserwowanych w OUN ma u podłoża wzmocnienie działania czynników wzrostu. Obserwowany w badaniach wpływ ćwiczeń fizycznych na przeżycie neuronów oraz plastyczność może stanowić niefarmakologiczną interwencję, zależną przynajmniej częściowo od zdolności neuroprotekcyjnych, które wykazują np. BDNF oraz GDNF.
Działania ochronne BDNF i GDNF na neurony dopaminergiczne
Najlepiej poznanymi czynnikami troficznymi działającymi ochronnie na neurony dopaminergiczne są BDNF i GDNF. W obrębie OUN aktywność BDNF stwierdza się w hipokampie i korze mózgu, a więc w obszarach, które odpowiadają za pamięć, uczenie się oraz wyższe procesy psychiczne. BDNF jest syntetyzowany i wydzielany także w obwodowym układzie nerwowym, płytkach krwi, śródbłonku naczyń krwionośnych, komórkach mięśni gładkich, w różnych komórkach układu odpornościowego i w mięśniach szkieletowych [99]. BDNF, łącznie ze związkami działającymi jako repelenty chemiczne determinuje prawidłowe unerwienie obszarów docelowych projekcji [37]. BDNF bierze udział w regulacji neurogenezy w rejonie SVZ (subventricular zone – strefa przykomorowa) oraz w migracji komórek progenitorowych z SVZ do uszkodzonych obszarów mózgu [69]. Infuzja BDNF do komór bocznych dorosłych szczurów powoduje podwojenie liczby nowo powstałych neuronów w rejonie opuszki węchowej i tworzenie połączeń synaptycznych. Ponadto, w wyniku dokomorowego podania BDNF zaobserwowano wzrost liczby nowych neuronów w prążkowiu. Również transfekcja neuronów wirusami zawierającymi gen bdnf powodująca ekspresję BDNF w regionach typowo nieneurogenicznych, takich jak prążkowie, wspomaga przeżywanie przeszczepionych do tej struktury komórek progenitorowych neuronów. Potwierdza to tezę o funkcji BDNF, jako czynnika troficznego promującego neurogenezę [4].
Działanie BDNF zależy w dużym stopniu od dostępności innych neurotrofin, np. NT-3, wykazującej, podobnie jak BDNF, silne działanie neuroregeneracyjne. Oba białka biorą udział w synaptogenezie między motoneuronami i włóknami projekcji wstępującej w obrębie rdzenia kręgowego, poprawiają także obrót serotoniny i wpływają na funkcje neuronów serotoninergicznych. Uważa się, że BDNF pełni funkcję modulatora przekaźnictwa synaptycznego i wraz z NT-3 oddziałuje na neurony glutaminergiczne oraz GABA-ergiczne. Natomiast w obecności NT-4, BDNF wpływa na komórki ziarniste móżdżku i neurony dopaminergiczne śródmózgowia [53]. Badania in vitro wykazały, że NT-4/5 przyczynia się do przetrwania dwa razy większej liczby neuronów dopaminergicznych w porównaniu do skutków działania samego BDNF. Chroniczne iniekcje BDNF i NT-4/5 do istoty czarnej poprawiają funkcje behawioralne oraz transmisję dopaminy w jądrze ogoniastym i skorupie [68]. Uważa się, że BDNF prawdopodobnie uczestniczy w etiopatogenezie i przebiegu wielu chorób psychicznych, neurologicznych oraz neurozwyrodnieniowych, w tym w chorobie Parkinsona. Poziom BDNF jest obniżony w istocie czarnej u osób z chP, a podawanie czynnika troficznego do prążkowia okazało się skuteczne w podnoszeniu stężenia dopaminy i poprawie funkcji motorycznych w modelach zwierzęcych chP [55].
Białko GDNF, pierwsze zidentyfikowane białko należące do rodziny GFL, wspomaga przetrwanie różnych populacji neuronów w ośrodkowym i obwodowym układzie nerwowym [68]. Potencjalną wartość terapeutyczną GDNF w chP po raz pierwszy stwierdzono w badaniach in vitro, kiedy zaobserwowano, że czynnik ten zwiększa długość neurytów komórek dopaminergicznych, wielkość i liczbę neuronów oraz wychwyt DA. Doświadczenia in vivo potwierdzają troficzne działanie GDNF na neurony dopaminergiczne. Wykazano również bezpośredni wpływ GDNF na neurony dopaminergiczne przez modulowanie ich pobudliwości za pośrednictwem zmian w kana- łach potasowych. Może to być mechanizm zwiększonego uwalniania dopaminy wywoływany przez GDNF [68]. Stwierdzono, że nadekspresja GDNF w prążkowiu w zwierzęcych modelach chP poprawia przekaźnictwo dopaminergiczne [100]. W połowie lat 90 ub. w. wykonano na modelu zwierzęcym chP badania z zastosowaniem iniekcji GDNF do istoty czarnej (substantia nigra – SN) oraz prąż- kowia i wykazano wyraźne działanie neuroprotekcyjne, a także naprawcze czynnika w układzie dopaminergicznym istoty czarnej [80]. Badania z zastosowaniem comiesięcznych domózgowych iniekcji GDNF przeprowadzono także u małp z parkinsonizmem indukowanym MPTP (1-metylo-4-fenylo-1,2,3,6-tetrahydropirydyna). Skutkiem terapii był wzrost stężenia dopaminy w OUN oraz istotna poprawa stanu klinicznego [24]. W innych doniesieniach opisano równie skuteczne działanie tego czynnika u gryzoni [36,38,39]. Korzystny wpływ egzogennego GDNF jest jednak ograniczony zarówno brakiem zdolności do pokonywania bariery krew-mózg, jak i działaniem niepożądanym wynikającym z pobudzenia receptorów znajdujących się w innych narządach. Aby wyeliminować te problemy podjęto próby podawania GDNF bezpo- średnio do mózgu [49]. Na podstawie danych uzyskanych na modelach zwierzęcych rozpoczęto pierwsze badania kliniczne u osób w zaawansowanej chP. Pacjentom podawano dokomorowo ludzki rekombinowany metionylo-GDNF. Nie uzyskano jednak oczekiwanego efektu klinicznego, odnotowano natomiast działania niepożądane, takie jak: nudności, utrata masy ciała, a nawet anoreksja [60]. Bardziej obiecujące wyniki uzyskali Gill i wsp. [27], którzy pięciu osobom chorym na chP podawali GDNF bezpośrednio do tylnej części skorupy. Autorzy obserwowali istotną i szybką poprawę w Skali Oceny Choroby Parkinsona (Unified Parkinson’s Disease Rating Scale, UPDRS), zwiększenie stężenia dopaminy, określone w badaniu metodą PET oraz jedynie łagodne działania niepożądane. Zmiany utrzymywały się do 2 lat. Aby potwierdzić skuteczność oraz bezpieczeństwo opisanej terapii, zastosowano ją u większej grupy pacjentów, jednak wyniki prób nie są jednoznaczne. Trzydziestu czterem pacjentom z umiarkowanie zaawansowaną postacią chP codziennie podawano preparat zawierający rekombinowaną postać ludzkiego GDNF (liatermin) bezpośrednio do skorupy w dawce 15 μg od 1 do 3 miesięcy. Nie osiągnięto jednak zadowalających wyników, a przyczyną mogła być zbyt niska dawka leku [44]. Slevin i wsp. [73] odnotowali jednak, że GDNF zastosowany w wyższej dawce 30 μg/dobę poprawił stan kliniczny badanych pacjentów w okresie rocznej obserwacji. Zagadnienie potencjalnych korzyści, wynikających z terapii z zastosowaniem GDNF u pacjentów z chP, pozostaje więc nadal otwarte i wymaga kolejnych badań.
Stosowanie GDNF stwarza problemy w związku z niestabilnością związku, krótkim okresem działania oraz działaniami niepożądanymi [52]. Lepszą alternatywą może się okazać terapia genowa. Korzystnych rezultatów oczekuje się po wprowadzeniu genu GDNF za pośrednictwem rekombinowanych wirusów. Skuteczność takich terapii w protekcji neuronów dopaminergicznych wykazano w badaniach na szczurzym modelu chP, w których wykorzystano wektory adenowirusowe [15], AAV (adeno-associated virus – wirus towarzyszący adenowirusom) [91] oraz lentiwirusowe [8]. Ochronne działanie wobec neuronów dopaminergicznych uzyskano także po zastosowaniu u gryzoni implantów genetycznie modyfikowanych fibroblastów syntetyzujących GDNF [20].
Trening fizyczny i neurotrofiny w chorobie Parkinsona
Od wielu lat badania kliniczne dostarczają dowodów na to, że ćwiczenia fizyczne spowalniają narastanie zaburzeń ruchowych w chP oraz wydłużają funkcjonalną niezależność chorego [84]. Obecnie aktywność fizyczna uznawana jest za terapię dodatkową, pomocną w objawowym leczeniu chP [42]. Neurobiolodzy wskazują również na pozytywne działanie zwiększonej aktywności fizycznej w zwierzęcych modelach chP. W przeciwieństwie do zgodnej opinii, że trening fizyczny chroni zwierzęta przed niesprawnością ruchową, która jest skutkiem podawania 6-OHDA lub MPTP w celu wywo- łania parkinsonizmu, wiedza na temat mechanizmów leżących u podłoża ochrony samych neuronów dopaminergicznych przed toksycznym działaniem tych substancji jest niewielka i niejednoznaczna. Wiele wskazuje, że w mechanizm neuroprotekcyjnego działania treningu są zaangażowane czynniki neurotroficzne i regulowane przez nie procesy zapalne.
Czynniki neurotroficzne w mózgu, zwłaszcza BDNF i GDNF, są uznawane za substancje zdolne do wspierania przeżywalności neuronów i odgrywające istotną rolę w neuroprotekcji indukowanej wysiłkiem [18,34]. Ekspresja GDNF i BDNF jest istotnie zredukowana w mózgach chorych na chP. Z tego powodu uważa się, że neurodegeneracja obserwowana w chP może być czę- ściowo spowodowana defektami plastyczności synaptycznej związanymi z niewystarczającym zaopatrzeniem neuronów w czynniki neurotroficzne [12,62]. W badaniach zwierząt wykazano, że GDNF chroni komórki dopaminergiczne w modelach chP indukowanych 6-OHDA oraz MPTP [14,76]. W innych badaniach zaobserwowano również, że indukowana ćwiczeniami fizycznymi odbudowa sieci neuronów u szczurów traktowanych 6-OHDA wiąże się z wyraźnym wzrostem poziomu zarówno BDNF, jak i GDNF w prążkowiu [17,78]. Podobne wyniki analizy zmian ekspresji czynników troficznych otrzymano w badaniach, które wykazały, że trening fizyczny w mysim modelu chP indukowanym MPTP [45] lub 6-OHDA [83] wpływał na podwyższenie poziomu endogennego czynnika BDNF w istocie czarnej. Trening przywracał także prawidłowy poziom ekspresji receptora TrkB w prążkowiu i hipokampie, obniżony podawaniem neurotoksyn. Towarzyszyły temu korzystne zmiany na poziomie behawioralnym, takie jak obniżenie stereotypii ruchowej, immobilizacji oraz zmniejszenie zachowań depresyjnych.
Dostępna literatura dostarcza dodatkowych argumentów popierających tezę o ważnej roli, jaką pełnią czynniki neurotroficzne BDNF i GDNF w neuroprotekcji indukowanej wysiłkiem fizycznym. Poza tym, że ćwiczenia zwiększają poziom czynników neurotroficznych, wiadomo również, że sama suplementacja egzogennego BDNF lub GDNF jest wystarczająca, by zapobiec utracie neuronów dopaminergicznych po uszkadzającym dzia- łaniu toksyn, co wykazano zarówno in vitro, jak i w badaniach na modelach zwierzęcych [15,39,41,96]. Ponadto, zmniejszenie syntezy GDNF lub BDNF po wyciszeniu ich genów za pomocą techniki knock-out lub przez wyciszanie ich ekspresji z zastosowaniem antysensownych oligonukleotydów, skutkuje postępującą utratą TH-pozytywnych neuronów w SN myszy, a także zwiększa ich wrażliwość na działanie MPTP [7,66]. Ćwiczenia nie chronią przed indukowaną przez MPTP neurotoksycznością także w przypadku myszy heterozygotycznych w genie BDNF (BDNF +/-) [26]. Poza tym wykazano, że zastosowanie antagonisty receptora TrkB powoduje, że aktywność fizyczna przestaje działać protekcyjnie na neurony dopaminergiczne [96]. Wyniki te sugerują, że aktywność fizyczna może zmniejszać wrażliwość neuronów dopaminergicznych na działanie toksyn za pośrednictwem aktywacji kaskad sygnalizacyjnych wyzwalanych przez zwiększoną dostępność czynników BDNF i GDNF. Zaobserwowana u myszy ćwiczących zwiększona liczba komórek GDNF wyznakowanych immunohistochemicznie może wskazywać na zaindukowaną wysiłkiem mobilizację komórek glejowych i uruchomienie procesów przeciwzapalnych. W grupach trenujących prawdopodobnie wzrost liczby komórek GDNF-immunoreaktywnych jest raczej skutkiem aktywności neuroprotekcyjnej, niż przeciwzapalnej gleju lub też połączeniem skutków uruchomienia obu tych procesów. Zmniejszoną utratę neuronów dopaminergicznych obserwowano u myszy w przewlekłym modelu chP po 18 tygodniach treningu na bieżni [45]. Towarzyszył temu wzrost stężenia dopaminy i syntetyzującej ją hydroksylazy tyrozynowej oraz transportera dopaminy (dopamine transporter DAT), a także poprawa koordynacji ruchowej i zachowania równowagi. Badania wykazały, że korzystne zmiany neuronalne i behawioralne generowane przez ćwiczenia fizyczne były związane z poprawą funkcji mitochondriów i wzrostem syntezy BDNF i GDNF, odpowiednio w istocie czarnej i prążkowiu. Według autorów trening fizyczny, zwiększając stężenie czynników neurotroficznych nie tylko chroni mitochondria i neurony dopaminergiczne przed degeneracją, ale także przywraca do normy upośledzone funkcje ruchowe u myszy z wywołanym parkinsonizmem.
Rola procesów zapalnych w neuroprotekcji indukowanej wysiłkiem
Stan zapalny w chorobie Parkinsona
Mimo że etiologia chP nie jest znana, istnieje kilka prawdopodobnych hipotez tłumaczących przyczyny tej choroby. Jedna z nich wiąże degradację dopaminergicznych neuronów istoty czarnej z procesem zapalnym i towarzyszącym mu stresem oksydacyjnym, czyli wzmożonym wytwarzaniem wolnych rodników tlenowych [19]. Koncepcja dotycząca udziału zmian zapalnych w inicjacji degradacji neuronów istoty czarnej mózgu w chP ma początek w badaniach dotyczących obserwacji aktywnego mikrogleju w SN osób chorych. Mikroglej, czyli immunokompetentne nieneuronalne komórki mózgu mające właściwości fagocytarne, ma znaczenie w prawidłowym działaniu ośrodkowego układu nerwowego. W warunkach fizjologicznych mikroglej pełni funkcje neuroprotekcyjne, np. przez wydzielanie czynników neurotroficznych oraz naprawianie uszkodzonych obszarów mózgu. W przypadku przewlekłego pobudzenia mikroglej odgrywa odmienną rolę. Jego nadmierna aktywacja nasila stan zapalny i pośredniczy w neurodegeneracji. Uszkodzenie, stan zapalny albo infekcja powodują aktywację mikrogleju, polegającą na zwiększeniu wytwarzania licznych białkowych pośredników stanu zapalnego: cytokin, chemokin, cząstek adhezyjnych. Aktywacja mikrogleju wiąże się też z nasileniem syntezy tlenku azotu oraz prostaglandyny PGE2. Zmiany potencjału oksydacyjno-redukcyjnego zachodzące w czasie syntezy PGE2 sprzyjają utlenianiu dopaminy do jej toksycznej pochodnej chinonowej. Związek wchodzi w reakcję z resztami aminokwasowymi białek (cysteiny, tyrozyny i lizyny), powodując ich nieprawidłowe modyfikacje, co może zahamować syntezę dopaminy. Chinon dopaminowy powoduje też obniżenie komórkowej puli glutationu i w ten sposób pogłębia stres oksydacyjny, sprzyjając obumieraniu dopaminergicznych neuronów stoty czarnej. Zanik tych neuronów może mieć więc związek z toczącym się w SN przewlekłym procesem zapalnym [23]. Pośmiertne badania mózgów pacjentów z chP oraz zwierząt będących modelem choroby wykazały, że wytwarzanie czynników prozapalnych przez aktywowane komórki mikrogleju w części zbitej SN pośredniczą w neurodegeneracji [13,50,96]. Inne badania wykazały, że blokowanie czynników zapalnych pochodzących z astrocytów lub mikrogleju chroni przed utratą neuronów dopaminergicznych [16]. W różnym stopniu zaawansowania chP obserwuje się towarzyszącą ubytkowi neuronów obecność aktywowanych składników dopełniacza oraz dużych stężeń cytokin prozapalnych. W chP zaburzony wzajemny stosunek wytwarzanych cytokin obserwuje się w obszarach mózgu, w których są umiejscowione uszkodzone neurony [65,92]. Wyniki przyżyciowej analizy płynu mózgowo-rdzeniowego pobranego od osób chorych wskazują na wzrost stężenia cytokin prozapalnych, natomiast badania post mortem wykazują, iż nieprawidłowemu wzrostowi cytokin w prążkowiu towarzyszy obniżenie stężenia niektórych neurotrofin [75,79]. To, w jaki sposób nadmierne wytwarzanie cytokin o wielokierunkowym działaniu wpływa na rozpoczęty już proces zapalny oraz w jaki sposób cytokiny miałyby uszkadzać neurony, nie zostało jeszcze dokładnie wyjaśnione. Można jednak zwrócić uwagę na trzy aspekty ich działania:
- propagacja stanu zapalnego (wtórna aktywacja limfocytów, astrocytów, komórek śródbłonka),
- zapoczątkowanie mechanizmów apoptozy w neuronach (bezpośrednia aktywacja receptorów zaangażowanych w apoptozę), a także
- uszkadzanie neuronów w wyniku nadmiernego wytwarzania wolnych rodników (uszkodzenia DNA neuronów, inaktywacja kompleksu I łańcucha oddechowego, peroksydacja lipidów błonowych, indukcja nitrowania białek, uwalnianie zmagazynowanego żelaza) [75].
Komórki mikrogleju są powszechnie uznawane za główne rezydentne komórki odpornościowe w mózgu, jednak nie są jedynymi immunokompetentnymi komórkami OUN. Drugą populacją, będącą ważnym regulatorem stanu zapalnego w mózgu, są astrocyty. Podobnie jak mikroglej, astrocyty mogą zostać aktywowane – migrują wtedy do miejsca uszkodzenia, proliferują i zmieniają morfologię [56]. Obszary dotknięte neurodegeneracją zarówno u pacjentów z chP, jak i w modelach zwierzęcych wykazują wysoką ekspresję GFAP (glial fibrillary acidic protein – kwaśne białko włókienkowe filamentów pośrednich astrocytów), które jest białkiem swoiście obecnym w astrocytach, a wzrost jego poziomu obserwuje się jeszcze długo po indukcji uszkodzenia [54]. W większości schorzeń neurologicznych stwierdza się aktywację mikrogleju oraz inwazję makrofagów, co prowadzi do astrocytozy. W mysich modelach parkinsonizmu wywołanego intoksykacją MPTP, astrocytoza rozpoczyna się, gdy część neuronów dopaminergicznych w SN już obumarła i wzrasta w miarę ubytku kolejnych neuronów, co przejawia się wzrostem immunoreaktywności GFAP [71]. Poziomy ekspresji czynników prozapalnych, TNF-α (tumor necrosis factor – czynnik martwicy nowotworu) i interleukiny 6 (IL-6) w pierwotnej hodowli astrocytów zwiększa się znacząco po podaniu α-synukleiny, białka o nieprawidłowym metabolizmie w chP [22]. Nadekspresja zmutowanej α-synukleiny w astrocytach powoduje astrogliozę, aktywację mikrogleju i degradację neuronów DA i motoneuronów u myszy [31]. Coraz więcej dowodów wskazuje, że niektóre geny związane z etiologią chP są zaangażowane w regulację odpowiedzi immunologicznej astrocytów i mikrogleju w ośrodkowym układzie nerwowym. Jednym z takich genów jest gen α-synukleiny (SNCA), którego mutacje występują zarówno w rodzinnej, jak i samoistnej chP. U myszy transgenicznych z nadekspresją α-synukleiny dochodzi do wzmożonej aktywacji mikrogleju i podwyższonej aktywacji receptorów TLR (Toll-like receptors – błonowe receptory należące do receptorów rozpoznających wzorce) w pniu mózgu i części zbitej SN [94]. Podobnie bodźce prozapalne powodują znaczny wzrost ekspresji innych genów związanych z chP, takich jak gen LRRK2 (leucine-rich repeat kinase 2, koduje białko kinazy 2 zawierającej powtórzenia bogate w leucynę), PRKN (parkin, koduje białko ligazy ubikwityny E-3), PINK1 (PTEN-induced putative kinase 1, koduje białko mitochondrialnej kinazy serynowo-treoninowej) i DJ-1 (protein deglycase DJ-1, koduje deglikazę białkową DJ-1) [92].
Wprawdzie reakcja zapalna jest uznawana przez naukowców za oczywistą cechę neuropatologiczną chP, to nie jest pewne, czy jest zjawiskiem pierwotnym, czy wtórnym, będącym skutkiem obumierania neuronów. Być może, że w wyniku zadziałania nieznanego czynnika inicjującego, część dopaminergicznych komórek nerwowych jest uszkadzana i obumiera. Uszkodzone neurony aktywują komórki mikrogleju, które rozpoczynają wzmożoną sekrecję czynników prozapalnych i cytotoksycznych. Nasilająca się reakcja zapalna indukuje śmierć kolejnych neuronów, co w samonapędzającym się procesie powoduje dalszą aktywację komórek gleju [75,79].
Przeciwzapalne działanie aktywności fizycznej
Aktywność fizyczna jest skuteczna w redukowaniu ryzyka wielu chorób przewlekłych, a niedawne badania zwracają uwagę na jej rolę w modulowaniu procesów zapalnych zachodzących w organizmie [5]. Ostry trening, niedostosowany intensywnością i czasem trwania do możliwości ćwiczącego, może spowodować uszkodzenia mięśni i tkanki łącznej, co typowo objawia się infiltracją komórek zapalnych w uszkodzonej tkance oraz obecnością cytokin prozapalnych we krwi obwodowej [95]. Wiadomo jednak, że reakcje zapalne odgrywają ważną rolę w adaptacji do treningu obserwowanej w pracujących mięśniach. Odpowiedź na obciążający trening zostaje osłabiona, jeśli ćwiczenia są wykonywane w sposób powtarzalny i mają umiarkowaną intensywność, gdyż wówczas organizm dostosowuje się do pojawiającego się przeciążenia. Regularny trening obniża podstawowy poziom krążących markerów zapalnych, jak również zmniejsza reakcję zapalną na intensywne ćwiczenia [70].
Badania populacyjne wykazują odwrotną i zależną od dawki asocjację między deklarowaną aktywnością fizyczną lub kondycją badanych, a poziomem obwodowych markerów stanu zapalnego [25,93]. Dane z kilku badań interwencyjnych również potwierdzają teorię, że trening fizyczny redukuje stan zapalny [29,43]. Jednak dane pochodzące z dużych randomizowanych badań, które miały na celu ostateczne przetestowanie efektów ćwiczeń fizycznych na profil markerów zapalnych, są niejednoznaczne [5,40,59]. W badaniach Vieira i wsp. [87] stwierdzono istotną redukcję poziomu markera zapalnego znajdującego się w surowicy, CRP (C-reactive protein – białko C-reaktywne) w grupie osób wykonujących przez 10 miesięcy ćwiczenia aerobowe w porównaniu do grupy ćwiczącej równowagę i rozciąganie. Zmiana była ściśle skorelowana z redukcją procentowej zawartości tkanki tłuszczowej w organizmie, nie stwierdzono natomiast związku ze zmianami stanu układu sercowo-naczyniowego, czy z deklarowaną poprawą samopoczucia. Na podstawie tych wyników można wnioskować, że za obserwowany w badaniach spadek poziomu markerów zapalnych w surowicy w wyniku wykonywanych ćwiczeń odpowiada utrata tkanki tłuszczowej. Wyniki są więc zgodne z dobrze udokumentowanym faktem, że tkanka tłuszczowa, zwłaszcza trzewna (wisceralna), wytwarza u ludzi i u zwierząt cytokiny prozapalne [95]. Wiadomo także, że tkanka tłuszczowa osób otyłych zawiera więcej prozapalnych makrofagów umiejscowionych między adipocytami, niż u osób o prawidłowym BMI (body mass index – wskaźnik masy ciała) [98]. U otyłych myszy karmionych pokarmem wysokotłuszczowym, nawet niewielkie zwiększenie aktywności fizycznej może zmniejszyć ekspresję genów białek prozapalnych w tkance tłuszczowej trzewnej. Warto zauważyć, że ograniczenie spożywanych kalorii również zmniejsza stężenie markerów stanu zapalnego miejscowego i ogólnoustrojowego, który wzrasta w otyłości, co także potwierdza tezę, że to utrata tkanki tłuszczowej jest czynnikiem przyczyniającym się do zmniejszania stanu zapalnego [95].
Mogą istnieć również inne, niezależne od utraty tłuszczu, mechanizmy tłumaczące dlaczego trening fizyczny zmniejsza zapalenie ogólnoustrojowe. Kurczące się mięśnie szkieletowe wydzielają cytokiny (miokiny), zwłaszcza interleukinę 6 (IL-6), która pośredniczy w zmianach metabolicznych zachodzących podczas ćwiczeń fizycznych [21,95]. Uwalnianie IL-6 z mięśni wzrasta nawet 100-krotnie w czasie wykonywania skurczu, co podwyższa ogólnoustrojowe wytwarzanie cytokin przeciwzapalnych, m.in. antagonisty receptora IL-1 oraz IL-10, a także zmniejszonym wytwarzaniem TNF-α i IL-1β [63,74]. Poprawa profilu zapalnego pod wpływem wykonywanych ćwiczeń może także wynikać z modulacji wewnątrzkomórkowych dróg sygnalizacyjnych i funkcji komórkowych, w których pośredniczy tlenek azotu (NO) i reaktywne formy tlenu (ROS, reactive oxygen species). Podczas gdy w warunkach spoczynku poziom NO i ROS jest niski, to wytwarzanie tych cząsteczek przejściowo wzrasta w czasie intensywnych ćwiczeń i odgrywa rolę w indukowaniu przeciwzapalnych mechanizmów obronnych [70]. ROS i NO pośredniczą w regulacji skurczu mię- śni i trwale wpływają na ekspresję genów w mięśniach. Zwłaszcza proces adaptacyjny obejmuje zwiększenie poziomu ekspresji genów kodujących enzymy przeciwutleniające i białka szoku cieplnego. Na przykład, regularny trening na bieżni u szczurów zmniejsza uwalnianie ROS i NO z pracujących mięśni szkieletowych i zwiększa zawartość antyoksydantów [9]. Biorąc pod uwagę, że ROS pośredniczy w katabolicznym działaniu TNF-α w mięśniach szkieletowych, zmniejszenie wytwarzania ROS może osłabić odpowiedź zapalną. Reakcje adaptacyjne, pojawiające się w odpowiedzi na trening fizyczny w drogach sygnalizacyjnych wrażliwych na stan redoks pomagają chronić organizm przed skutkami późniejszej ekspozycji na ROS (np. w wyniku kontaktu z toksynami ze środowiska lub powstającymi w procesie starzenia się) [5].
Ryc.1.
Przeciwzapalne działanie aktywności fizycznej w chP
Ogólnoustrojowe zapalenie może mieć wpływ na lokalny stan zapalny w mózgu, prowadząc do nadmiernej syntezy cytokin prozapalnych oraz innych mediatorów, które mogą wpływać na zmiany behawioralne [64]. Można przypuszczać, że wszelkie interwencje redukujące ogólnoustrojowe zapalenie (takie jak ćwiczenia fizyczne) mogą wpływać na stan zapalny w mózgu.
Obecna wiedza na temat mechanizmów zaangażowanych w przeciwzapalne działanie treningu fizycznego w chP opiera się na danych uzyskanych w modelach zwierzęcych i są to badanie niezbyt liczne. Wyniki uzyskane przez Sconce i wsp. [71] wskazują, że w SN u zwierząt otrzymujących wzrastające dawki MPTP przez 4 tygodnie, znacznie podwyższył się poziom GFAP, co sugeruje, że procesy astrocytozy zostały aktywowane. Grupa otrzymująca MPTP i ćwicząca miała również podwyższony poziom GFAP w porównaniu z grupą kontrolną, jednak był znacznie niższy w porównaniu do grupy myszy otrzymujących MPTP, ale niećwiczą- cych. Sugeruje to, że ćwiczenia mogą tłumić odpowiedź zapalną w mózgu, powodując m.in. osłabienie zjawiska astrocytozy. Natomiast w badaniach u myszy z parkinsonizmem wywołanym 6-OHDA zastosowano 4-tygodniowy trening polegający na wymuszonym pływaniu. Spowodował wiele korzystnych zmian behawioralnych, takich jak poprawa funkcji motorycznych i poznawczych oraz obniżenie depresji. Zmianom tym na poziomie tkankowym towarzyszył wzrost stężenia dopaminy, kwasu homowanilinowego (HVA) i dihydroksyfenylooctowego (DOPAC), a także obniżenie stresu oksydacyjnego i odpowiedzi zapalnej w mózgu [28]. Inne badania, również na modelu mysim z użyciem neurotoksyny 6-OHDA [82] wykazały, że zarówno trening aerobowy na bieżni, jak i trening siłowy działają neuroprotekcyjne, prawdopodobnie przez stymulowanie aktywności sirtuiny 1 (Sirt1). Może ona regulować zarówno funkcję mitochondriów i procesy neurozapalne przez deacetylację NF-κB (nuclear factor kappa B – jądrowy czynnik transkrypcyjny kappa B). Obie formy treningu obni- żały też poziom NO, TNF-α, IFN-γ (interferon gamma, wytwarzany przez leukocyty interferon typu drugiego), IL-1β i TGF-β1 (transforming growth factor β1 – transformujący czynnik wzrostu beta 1) u myszy 6-OHDA. Regulacja stężenia tlenku azotu może być również mechanizmem, za pomocą którego trening fizyczny wpływa na siłę odpowiedzi zapalnej wywołanej podawaniem 6-OHDA.
Badania zapalnej aktywacji gleju wskazują, że komórki mikrogleju mogą być aktywowane na dwa różne sposoby, skutkujące powstaniem klasycznej (M1) lub alternatywnej (M2) odpowiedzi zapalnej (ryc.2). Komórki mikrogleju ulegają aktywacji, powodując wywołanie klasycznej odpowiedzi zapalnej (fenotyp M1). Dzieje się tak w warunkach patogennych, takich jak agregacja białek, mutacje genów, czynniki środowiskowe oraz działanie cytokin uwalnianych z komórek T, które pokonując barierę krew-mózg docierają do ośrodkowego układu nerwowego. Czynniki prozapalne uwalniane z mikrogleju typu M1 powodują aktywację astrocytów, co dodatkowo zwiększa pulę czynników prozapalnych oraz prowadzi do podwyższenia poziomu tlenku azotu i rodnika ponadtlenkowego. Proces zapalny oraz stres oksydacyjny przyczyniają się do degeneracji neuronów dopaminergicznych. Sekrecja substancji z uszkodzonych neuronów dopaminergicznych może powodować dalszą aktywację komórek glejowych i tym samym nasilać odpowiedź zapalną.
Ryc.2
Klasyczna, prozapalna aktywacja mikrogleju jest związana z odpowiedzią na neuroinfekcje oraz czynniki bezpośrednio uszkadzające tkankę nerwową. Zupełnie odmiennie przedstawia się sytuacja, w której mikroglej zostaje aktywowany w sposób alternatywny i wykazuje cechy fenotypu M2. Taka aktywacja wiąże się z jego funkcją neuroprotekcyjną, wynikającą z pobudzonych mechanizmów związanych z regeneracją tkanek układu nerwowego oraz rekonstrukcją macierzy zewnątrzkomórkowej. Alternatywnie pobudzony mikroglej wykazuje podwyższoną ekspresję cytokin uznawanych obecnie za przeciwzapalne, takich jak: IL-10, TGF-β, IGF-1, NGF oraz BDNF [51]. Analiza dotychczasowych doniesień naukowych wykazuje, że aby przywrócić długofalową homeostazę w mózgu, koniecznym może być nie tyle zahamowanie opisywanej prozapalnej aktywności mikrogleju, ile raczej zmiana jego fenotypu na taki, który pozwoli na naprawę i rekonstrukcję uszkodzonej tkanki [11]. Niewykluczone, że trening ruchowy zastosowany u zwierząt lub osób z parkinsonizmem może spowodować nie tyle zmniejszenie prozapalnej aktywacji gleju, co wręcz uruchomienie alternatywnej neuroprotekcyjnej aktywacji mikrogleju. Sprawdzenie takiego założenia wymagałoby zbadania zmian stężenia znaczników aktywacji mikrogleju typu M2, takich jak np. białko CD200 lub fraktalkina. Nie ma jak dotąd takich badań. Astrocyty mogą rekrutować i stymulować aktywację komórek mikrogleju, wykazując tym samym działanie prozapalne, sprzyjające utrzymywaniu się procesu neurodegeneracyjnego, ale także (podobnie, jak mikroglej) wydzielają do otoczenia czynniki przeciwzapalne, w tym czynniki neurotroficzne wpływające na przeżywanie oraz odbudowę uszkodzonych neuronów dopaminergicznych (np. GDNF, BDNF, MANF) [56]. Z powodu dwoistej natury, obecność komórek astrocytarnych o reaktywnym fenotypie, takich jak GFAP-ir, może sugerować, że astrocyty działają jako wzmacniacz odpowiedzi zapalnej zainicjowanej przez komórki mikrogleju, przyczyniając się do śmierci komórek dopaminergicznych. Uważa się, że równie dobrze może to być element procesu neuroprotekcyjnego [3]. Działanie długotrwałego wysiłku fizycznego może zwiększać syntezę czynników troficznych. Wtedy nie dochodzi do prozapalnej proliferacji i aktywacji komórek gleju, ponieważ chronione przez neurotrofiny neurony dopaminergiczne nie ulegają degeneracji i tym samym nie wysyłają sygnałów mobilizujących układ odpowiedzi zapalnej.
Podsumowanie
Wyniki badań dowodzą, że aktywność fizyczna przeciwdziała uszkodzeniom neuronów dopaminergicznych śródmózgowia w chorobie Parkinsona, a procesowi temu towarzyszy wzrost poziomu GDNF i BDNF w części zbitej istoty czarnej oraz ograniczenie rozwoju stanu zapalnego w strukturach dopaminergicznych. Bazując na informacjach zawartych w omówionych publikacjach, można także sądzić, że wywołane treningiem fizycznym zmniejszenie odpowiedzi zapalnej jest wynikiem zwiększonego poziomu czynników neurotroficznych. Uzasadniona jest także supozycja, że zmniejszenie odpowiedzi zapalnej pod wpływem wysiłku może być skutkiem bezpośredniego oddziaływania na procesy immunologiczne lub też pośrednio wynikiem aktywacji dróg sygnalizacyjnych zależnych od czynników troficznych wyzwalanych zwiększoną dostępnością neurotrofin. Poczynione obserwacje dostarczają dowodów na to, że trening ruchowy może być korzystnym rodzajem terapii u chorych z zespołem parkinsonowskim i zawierają także przesłanie profilaktyczne wskazujące, że aktywny styl życia może chronić przed rozwojem choroby Parkinsona.
Autorki deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.
Przypisy
- 1. Afzalpour M.E., Chadorneshin H.T., Foadoddini M., Eivari H.A.:Comparing interval and continuous exercise training regimens onneurotrophic factors in rat brain. Physiol. Behav., 2015; 147: 78-83
Google Scholar - 2. Airavaara M., Chiocco M.J., Howard D.B., Zuchowski K.L., PeränenJ., Liu C., Fang S., Hoffer B.J., Wang Y., Harvey B.K.: Widespread corticalexpression of MANF by AAV serotype 7: localization and protectionagainst ischemic brain injury. Exp. Neurol., 2010; 225: 104-113
Google Scholar - 3. Barcia C.: Glial-mediated inflammation underlying parkinsonism.Scientifica, 2013; 2013: 357805
Google Scholar - 4. Bath K.G., Lee F.S.: Neurotrophic factor control of adult SVZ neurogenesis.Dev. Neurobiol., 2010; 70: 339-349
Google Scholar - 5. Beavers K.M., Hsu F.C., Isom S., Kritchevsky S.B., Church T., GoodpasterB., Pahor M., Nicklas B.J.: Long-term physical activity andinflammatory biomarkers in older adults. Med. Sci. Sports Exerc.,2010; 42: 2189-2196
Google Scholar - 6. Berchtold N.C., Chinn G., Chou M., Kesslak J.P., Cotman C.W.:Exercise primes a molecular memory for brain-derived neurotrophicfactor protein induction in the rat hippocampus. Neuroscience,2005; 133: 853-861
Google Scholar - 7. Boger H.A., Middaugh L.D., Huang P., Zaman V., Smith A.C., HofferB.J., Tomac A.C., Granholm A.C.: A partial GDNF depletion leadsto earlier age-related deterioration of motor function and tyrosinehydroxylase expression in the substantia nigra. Exp. Neurol., 2006;202: 336-347
Google Scholar - 8. Brizard M., Carcenac C., Bemelmans A.P., Feuerstein C., Mallet J.,Savasta M.: Functional reinnervation from remaining DA terminalsinduced by GDNF lentivirus in a rat model of early Parkinson’s disease.Neurobiol. Dis., 2006; 21: 90-101
Google Scholar - 9. Brooks S.V., Vasilaki A., Larkin L.M., McArdle A., Jackson M.J.:Repeated bouts of aerobic exercise lead to reductions in skeletalmuscle free radical generation and nuclear factor κB activation. J.Physiol., 2008; 586: 3979-3990
Google Scholar - 10. Cassilhas R.C., Lee K.S., Fernandes J., Oliveira M.G., Tufik S.,Meeusen R., de Mello M.T.: Spatial memory is improved by aerobicand resistance exercise through divergent molecular mechanisms.Neuroscience, 2012; 202: 309-317
Google Scholar - 11. Cerbai F., Lana D., Nosi D., Petkova-Kirova P., Zecchi S., BrothersH.M., Wenk G.L., Giovannini M.G.: The neuron-astrocyte-microgliatriad in normal brain ageing and in a model of neuroinflammationin the rat hippocampus. PLoS One, 2012: 7: e45250
Google Scholar - 12. Chauhan N.B., Siegel G.J., Lee J.M.: Depletion of glial cell line-derivedneurotrophic factor in substantia nigra neurons of Parkinson’sdisease brain. J. Chem. Neuroanat., 2001; 21: 277-288
Google Scholar - 13. Chen H., O›Reilly E.J., Schwarzschild M.A., Ascherio A.: Peripheral inflammatory biomarkers and risk of Parkinson›s disease. Am. J.Epidemiol., 2008; 167: 90-95
Google Scholar - 14. Cheng F.C., Ni D.R., Wu M.C., Kuo J.S., Chia L.G.: Glial cell line-derivedneurotrophic factor protects against 1-methyl-4-phenyl-1,2,3,6-tetrahydropyridine(MPTP)-induced neurotoxicity inC57BL/6 mice. Neurosci. Lett., 1998; 252: 87-90
Google Scholar - 15. Choi-Lundberg D.L., Lin Q., Chang Y.N., Chiang Y.L., Hay C.M.,Mohajeri H., Davidson B.L., Bohn M.C.: Dopaminergic neurons protectedfrom degeneration by GDNF gene therapy. Science, 1997;275: 838-841
Google Scholar - 16. Chung Y.C., Kim S.R., Jin B.K.: Paroxetine prevents loss of nigrostriataldopaminergic neurons by inhibiting brain inflammation andoxidative stress in an experimental model of Parkinson›s disease. J.Immunol., 2010; 185: 1230-1237
Google Scholar - 17. Cohen A.D., Tillerson J.L., Smith A.D., Schallert T., Zigmond M.J.:Neuroprotective effects of prior limb use in 6-hydroxydopamine–treated rats: possible role of GDNF. J. Neurochem., 2003; 85: 299-305 18 Cotman C.W., Berchtold N.C., Christie L.A.: Exercise builds brainhealth: key roles of growth factor cascades and inflammation. TrendsNeurosci., 2007; 30: 464-472
Google Scholar - 18. (Suppl. 1): S207-S209
Google Scholar - 19. Dexter D.T., Jenner D.: Parkinson disease: from pathology to moleculardisease mechanisms. Free Radic. Biol. Med., 2013; 62: 132-144
Google Scholar - 20. Emerich D.F., Plone M., Francis J., Frydel B.R., Winn S.R., LindnerM.D.: Alleviation of behavioral deficits in aged rodents followingimplantation of encapsulated GDNF-producing fibroblasts. BrainRes., 1996; 736: 99-110
Google Scholar - 21. Febbraio M.A., Pedersen B.K.: Muscle-derived interleukin-6:mechanisms for activation and possible biological roles. FASEB J.,2002; 16: 1335-1347
Google Scholar - 22. Fellner L., Irschick R., Schanda K., Reindl M., Klimaschewski L.,Poewe W., Wenning G.K., Stefanova N.: Toll-like receptor 4 is requiredfor α-synuclein dependent activation of microglia and astroglia.Glia, 2013; 61: 349-360
Google Scholar - 23. Friedman A.: Choroba Parkinsona, mechanizmy, rozpoznawanie,leczenie. Czelej, Lublin 2005
Google Scholar - 24. Gash D.M., Zhang Z., Ovadia A., Cass W.A., Yi A., Simmerman L.,Russell D., Martin D., Lapchak P.A., Collins F., Hoffer B.J., GerhardG.A.: Functional recovery in parkinsonian monkeys treated withGDNF. Nature, 1996; 380: 252-255
Google Scholar - 25. Geffken D.F., Cushman M., Burke G.L., Polak J.F., Sakkinen P.A.,Tracy R.P.: Association between physical activity and markers ofinflammation in a healthy elderly population. Am. J. Epidemiol.,2001; 153: 242-250
Google Scholar - 26. Gerecke K.M., Jiao Y., Pagala V., Smeyne R.J.: Exercise does notprotect against MPTP-induced neurotoxicity in BDNF happloinsufficientmice. PLoS One, 2012; 7: e43250
Google Scholar - 27. Gill S.S., Patel N.K., Hotton G.R., O›Sullivan K., McCarter R., BunnageM., Brooks D.J., Svendsen C.N., Heywood P.: Direct brain infusionof glial cell line-derived neurotrophic factor in Parkinson disease.Nat. Med., 2003; 9: 589-595
Google Scholar - 28. Goes A.T., Souza L.C., Filho C.B., Del Fabbro L., De Gomes M.G.,Boeira S.P., Jesse C.R.: Neuroprotective effects of swimming trainingin a mouse model of Parkinson›s disease induced by 6-hydroxydopamine.Neuroscience, 2014; 256: 61-71
Google Scholar - 29. Goldhammer E., Tanchilevitch A., Maor I., Beniamini Y., RosenscheinU., Sagiv M.: Exercise training modulates cytokines activityin coronary heart disease patients. Int. J. Cardiol., 2005; 100: 93-99
Google Scholar - 30. Griffin E.W., Mullally S., Foley C., Warmington S.A., O›Mara S.M.,Kelly A.M.: Aerobic exercise improves hippocampal function andincreases BDNF in the serum of young adult males. Physiol. Behav.,2011; 104: 934-941
Google Scholar - 31. Gu Y., Nieves J.W., Stern Y., Luchsinger J.A., Scarmeas N.: Food combination and Alzheimer disease risk: a protective diet. Arch.Neurol., 2010; 67: 699-706
Google Scholar - 32. Gyorkos A.M., McCullough M.J., Spitsbergen J.M.: Glial cell line–derived neurotrophic factor (GDNF) expression and NMJ plasticityin skeletal muscle following endurance exercise. Neuroscience,2014; 257: 111-118
Google Scholar - 33. Han Q., Xiang J., Zhang Y., Qiao H., Shen Y., Zhang C.: Enhancedneuroprotection and improved motor function in traumatized ratspinal cords by rAAV2-mediated glial-derived neurotrophic factorcombined with early rehabilitation training. Chin. Med. J., 2014;127: 4220-4225
Google Scholar - 34. Hennigan A., O’Callaghan R.M., Kelly A.M.: Neurotrophins andtheir receptors: roles in plasticity, neurodegeneration and neuroprotection.Biochem. Soc. Trans., 2007; 35: 424-427
Google Scholar - 35. Hirsch M.A., Farley B.G.: Exercise and neuroplasticity in personsliving with Parkinson’s disease. Eur. J. Phys. Rehabil. Med.,2009; 45: 215-229
Google Scholar - 36. Hoffer B.J., Hoffman A., Bowenkamp K., Huettl P., Hudson J.,Martin D., Lin L.F., Gerhardt G.A.: Glial cell line-derived neurotrophicfactor reverses toxin-induced injury to midbrain dopaminergicneurons in vivo. Neurosci. Lett., 1994; 182: 107-111
Google Scholar - 37. Huang E.J., Reichardt L.F.: Trk receptors: roles in neuronal signaltransduction. Annu. Rev. Biochem., 2003; 72: 609-642
Google Scholar - 38. Kearns C.M., Cass W.A., Smoot K., Kryscio R., Gash D.M.: GDNFprotection against 6-OHDA: time dependence and requirement forprotein synthesis. J. Neurosci., 1997; 17: 7111-7118
Google Scholar - 39. Kearns C.M., Gash D.M.: GDNF protects nigral dopamine neuronsagainst 6-hydroxydopamine in vivo. Brain Res., 1995; 672: 104-111
Google Scholar - 40. Kohut M.L., McCann D.A., Russell D.W., Konopka D.N., CunnickJ.E., Franke W.D., Castillo M.C., Reighard A.E., Vanderah E.: Aerobicexercise, but not flexibility/resistance exercise, reduces serum IL-18, CRP, and IL-6 independent of β-blockers, BMI, and psychosocialfactors in older adults. Brain Behav. Immun., 2006; 20: 201-209
Google Scholar - 41. Kramer B.C., Goldman A.D., Mytilineou C.: Glial cell line derivedneurotrophic factor promotes the recovery of dopamine neurons damagedby 6-hydroxydopamine in vitro. Brain Res., 1999; 851: 221-227
Google Scholar - 42. Krygowska-Wajs A., Fiszer U.: Znaczenie aktywności fizycznejw chorobie Parkinsona. Pol. Przegl. Neurol., 2014; 10: 66-70
Google Scholar - 43. Lakka T.A., Lakka H.M., Rankinen T., Leon A.S., Rao D.C., SkinnerJ.S., Wilmore J.H., Bouchard C.: Effect of exercise training on plasmalevels of C-reactive protein in healthy adults: the HERITAGE FamilyStudy. Eur. Heart J., 2005; 26: 2018-2025
Google Scholar - 44. Lang A.E., Gill S., Patel N.K., Lozano A., Nutt J.G., Penn R., BrooksD.J., Hotton G., Moro E., Heywood P., Brodsky M.A., Burchiel K.,Kelly P., Dalvi A., Scott B. i wsp.: Randomized controlled trial of intraputamenalglial cell line-derived neurotrophic factor infusion inParkinson disease. Ann. Neurol., 2006; 59: 459-466
Google Scholar - 45. Lau Y.S., Patki G., Das-Panja K., Le W.D., Ahmad S.O.: Neuroprotectiveeffects and mechanisms of exercise in a chronic mouse modelof Parkinson’s disease with moderate neurodegeneration. Eur.J. Neurosci., 2011; 33: 1264-1274
Google Scholar - 46. Lee I.H., Seo E.J., Lim I.S.: Effects of aquatic exercise and CEStreatment on the changes of cognitive function, BDNF, IGF-1, andVEGF of persons with intellectual disabilities. J. Exerc. NutritionBiochem., 2014; 18: 19-24
Google Scholar - 47. Lindholm P., Saarma M.: Novel CDNF/MANF family of neurotrophicfactors. Dev. Neurobiol., 2010; 70: 360-371
Google Scholar - 48. Lindholm P., Voutilainen M.H., Laurén J., Peränen J., LeppänenV.M., Andressoo J.O., Lindahl M., Janhunen S., Kalkkinen N., TimmuskT., Tuominen R.K., Saarma M.: Novel neurotrophic factor CDNFprotects and rescues midbrain dopamine neurons in vivo. Nature,2007; 448: 73-77
Google Scholar - 49. Lindvall O., Wahlberg L.U.: Encapsulated cell biodelivery ofGDNF: A novel clinical strategy for neuroprotection and neuroregenerationin Parkinson’s disease? Exp. Neurol., 2008; 209: 82-88
Google Scholar - 50. Liu B.: Modulation of microglial pro-inflammatory and neurotoxicactivity for the treatment of Parkinson’s disease. AAPS J.,2006; 8: E606-E621
Google Scholar - 51. Łabuzek K., Skrudlik E., Gabryel B., Okopień B.: Przeciwzapalnafunkcja komórek mikrogleju w świetle najnowszych badań naukowych.Ann. Acad. Med. Siles., 2015; 69: 99-110
Google Scholar - 52. Mach A., Mirowska-Guzel D., Członkowski A., Członkowska A.:Czynniki neurotroficzne w chorobach neurodegeneracyjnych. Farmakoter.Psychiatr. Neurol., 2007; 4: 173-180
Google Scholar - 53. Machaliński B., Łażewski-Banaszak P., Dąbkowska E., PaczkowskaE., Gołąb-Janowska M., Nowacki P.: Rola czynników neurotroficznychw procesach regeneracji układu nerwowego. Neurol. Neurochir. Pol.,2012; 46: 579-590
Google Scholar - 54. Maragakis N.J., Rothstein J.D.: Mechanisms of disease: astrocytesin neurodegenerative disease. Nat. Clin. Pract., Neurology,2006; 2: 679-689
Google Scholar - 55. Mattson M.P.: Glutamate and neurotrophic factors in neuronalplasticity and disease. Ann. NY Acad. Sci., 2008; 1144: 97-112
Google Scholar - 56. McGeer P.L., McGeer E.G.: Glial reactions in Parkinson’s disease.Mov. Disord., 2008; 23: 474-483
Google Scholar - 57. Monteiro-Junior R.S., Cevada T., Oliveira B.R., Lattari E., PortugalE.M., Carvalho A., Deslandes A.C.: We need to move more: neurobiologicalhypotheses of physical exercise as a treatment for Parkinson’sdisease. Med. Hypotheses, 2015; 85: 537-541
Google Scholar - 58. Neeper S.A., Gómez-Pinilla F., Choi J., Cotman C.W.: Physicalactivity increases mRNA for brain-derived neurotrophic factor andnerve growth factor in rat brain. Brain Res., 1996; 726: 49-56
Google Scholar - 59. Nicklas B.J., Hsu F.C., Brinkley T.J., Church T., Goodpaster B.H.,Kritchevsky S.B., Pahor M.: Exercise training and plasma C-reactiveprotein and interleukin-6 in elderly people. J. Am. Geriatr. Soc.,2008; 56: 2045-2052
Google Scholar - 60. Nutt J.G., Burchiel K.J., Comella C.L., Jankovic J., Lang A.E., LawsE.R.Jr., Lozano A.M., Penn R.D., Simpson R.K., Stacy M., Wooten G.F.:Randomized, double-blind trial of glial cell line-derived neurotrophicfactor (GDNF) in PD. Neurology, 2003; 60: 69-73
Google Scholar - 61. Paillard T., Rolland Y., de Souto Barreto P.: Protective effects ofphysical exercise in Alzheimer’s disease and Parkinson’s disease:a narrative review. J. Clin. Neurol., 2015; 11: 212-219
Google Scholar - 62. Parain K., Murer M.G., Yan Q., Faucheux B., Agid Y., Hirsch E.,Raisman-Vozari R.: Reduced expression of brain-derived neurotrophicfactor protein in Parkinson’s disease substantia nigra. Neuroreport,1999; 10: 557-561
Google Scholar - 63. Pedersen M., Bruunsgaard H., Weis N., Hendel H.W., AndreassenB.U., Eldrup E., Dela F., Pedersen B.K.: Circulating levels of TNF-alphaand IL-6-relation to truncal fat mass and muscle mass in healthy elderlyindividuals and in patients with type-2 diabetes. Mech. AgeingDev., 2003; 124: 495-502
Google Scholar - 64. Perry V.H.: The influence of systemic inflammation on inflammationin the brain: implications for chronic neurodegenerativedisease. Brain, Behav. Immun., 2004; 18: 407-413
Google Scholar - 65. Phani S., Loike J.D., Przedborski S.: Neurodegeneration and inflammationin Parkinson’s disease. Parkinsonism Relat. Disord., 2012;
Google Scholar - 66. Porritt M.J., Batchelor P.E., Howells D.W.: Inhibiting BDNFexpression by antisense oligonucleotide infusion causes loss of nigraldopaminergic neurons. Exp. Neurol., 2005; 192: 226-234
Google Scholar - 67. Rahe J., Becker J., Fink G.R., Kessler J., Kukolja J., Rahn A., RosenJ.B., Szabados F.,Wirth B., Kalbe E.: Cognitive training with and withoutadditional physical activity in healthy older adults: cognitive effects, neurobiological mechanisms, and prediction of trainingsuccess. Front. Aging Neurosci., 2015; 7: 187
Google Scholar - 68. Rangasamy S.B., Soderstrom K., Bakay R.A., Kordower J.H.: Neurotrophicfactor therapy for Parkinson’s disease. W: Recent Advancesin Parkinson’s Disease: Translational and Clinical Research, red.: A.Björklund, M.A. Cenci. Prog. Brain Res., 2010; 184: 237-264
Google Scholar - 69. Schäbitz W.R., Steigleder T., Cooper-Kuhn C.M., Schwab S., SommerC., Schneider A., Kuhn H.G.: Intravenous brain-derived neurotrophicfactor enhances poststroke sensorimotor recovery andstimulates neurogenesis. Stroke, 2007; 38: 2165-2172
Google Scholar - 70. Scheele C., Nielsen S., Pedersen B.K.: ROS and myokines promotemuscle adaptation to exercise. Trends Endocrinol. Metabol.,2009; 20: 95-99
Google Scholar - 71. Sconce M.D., Churchill M.J., Greene R.E., Meshul C.K.: Interventionwith exercise restores motor deficits but not nigrostriatal lossin a progressive MPTP mouse model of Parkinson’s disease. Neuroscience,2015; 299: 156-174
Google Scholar - 72. Sehm B., Taubert M., Conde V., Weise D., Classen J., Dukart J.,Draganski B., Villringer A., Ragert P.: Structural brain plasticity inParkinson’s disease induced by balance training. Neurobiol. Aging,2014; 35: 232-239
Google Scholar - 73. Slevin J.T., Gash D.M., Smith C.D., Gerhardt G.A., Kryscio R.,Chebrolu H., Walton A., Wagner R., Young A.B.: Unilateral intraputamenalglial cell line-derived neurotrophic factor in patients withParkinson disease: response to 1 year of treatment and 1 year ofwithdrawal. J. Neurosurg., 2007; 106: 614-620
Google Scholar - 74. Starkie R., Ostrowski S.R., Jauffred S., Febbraio M., PedersenB.K.: Exercise and IL-6 infusion inhibit endotoxin-induced TNF-αproduction in humans. FASEB J., 2003; 17: 884-886
Google Scholar - 75. Stępień K., Dzierżęga-Lęcznar A., Tam I.: Rola neuromelaninyw chorobie Parkinsona – nowe koncepcje. Wiad. Lek., 2007; 60:563-569
Google Scholar - 76. Sullivan A.M., Toulouse A.: The potential of neurotrophic factorsfor the treatment of Parkinson’s disease.W: Towards New Therapiesfor Parkinson’s Disease, red.: D.I. Finkelstein, 2011
Google Scholar - 77. Sun Z.P., Gong L., Huang S.H., Geng Z., Cheng L., Chen Z.Y.: Intracellulartrafficking and secretion of cerebral dopamine neurotrophicfactor in neurosecretory cells. J. Neurochem., 2011; 117: 121-132
Google Scholar - 78. Tajiri N., Yasuhara T., Shingo T., Kondo A., Yuan W., Kadota T.,Wang F., Baba T., Tayra J.T., Morimoto T., Jing M., Kikuchi Y., KuramotoS., Agari T., Miyoshi Y. i wsp.: Exercise exerts neuroprotectiveeffects on Parkinson’s disease model of rats. Brain Res., 2010; 1310:200-207
Google Scholar - 79. Tansey M.G., Goldberg M.S.: Neuroinflammation in Parkinson’sdisease: Its role in neuronal death and implications for therapeuticintervention. Neurobiol. Dis., 2010; 37: 510-518
Google Scholar - 80. Tomac A., Lindqvist E., Lin L.F., Ögren S.O., Young D., Hoffer B.J.,Olson L.: Protection and repair of the nigrostriatal dopaminergicsystem by GDNF in vivo. Nature, 1995; 373: 335-339
Google Scholar - 81. Trejo J.L., Carro E., Torres-Alemán I.: Circulating insulin-likegrowth factor I mediates exercise-induced increases in the numberof new neurons in the adult hippocampus. J. Neurosci., 2001;21: 1628-1634
Google Scholar - 82. Tuon T., Souza P.S., Santos M.F., Pereira F.T., Pedroso G.S., LucianoT.F., De Souza C.T., Dutra R.C., Silveira P.C., Pinho R.A.: Physicaltraining regulates mitochondrial parameters and neuroinflammatorymechanisms in an experimental model of Parkinson’s disease.Oxid. Med. Cell. Longev., 2015; 2015: 261809
Google Scholar - 83. Tuon T., Valvassori S.S., Dal Pont G.C., Paganini C.S., Pozzi B.G.,Luciano T.F., Souza P.S., Quevedo J., Souza C.T., Pinho R.A.: Physicaltraining prevents depressive symptoms and a decrease in brain-derivedneurotrophic factor in Parkinson’s disease. Brain Res. Bull.,2014; 108: 106-112
Google Scholar - 84. Uhrbrand A., Stenager E., Pedersen M.S., Dalgas U.: Parkinson’sdisease and intensive exercise therapy – a systematic reviewand meta-analysis of randomized controlled trials. J. Neurol. Sci.,2015; 353: 9-19
Google Scholar - 85. Vaynman S., Ying Z., Gomez-Pinilla F.: Hippocampal BDNF mediatesthe efficacy of exercise on synaptic plasticity and cognition.Eur. J. Neurosci., 2004; 20: 2580-2590
Google Scholar - 86. Vaynman S., Ying Z., Gomez-Pinilla F.: Interplay between brain–derived neurotrophic factor and signal transduction modulators inthe regulation of the effects of exercise on synaptic-plasticity. Neuroscience,2003; 122: 647-657
Google Scholar - 87. Vieira V.J., Hu L., Valentine R.J., McAuley E., Evans E.M., BaynardT., Woods J.A.: Reduction in trunk fat predicts cardiovascular exercisetraining-related reductions in C-reactive protein. Brain Behav.Immun., 2009; 23: 485-491
Google Scholar - 88. Voss M.W., Erickson K.I., Prakash R.S., Chaddock L., Kim J.S., AlvesH., Szabo A., Phillips S.M., Wójcicki T.R., Mailey E.L., Olson E.A., GotheN., Vieira-Potter V.J., Martin S.A., Pence B.D., Cook M.D., Woods J.A.,McAuley E., Kramer A.F.: Neurobiological markers of exercise-relatedbrain plasticity in older adults. Brain Behav. Immun., 2013; 28: 90-99
Google Scholar - 89. Voutilainen M.H., Bäck S., Pörsti E., Toppinen L., Lindgren L.,Lindholm P., Peränen J., Saarma M., Tuominen R.K.: Mesencephalicastrocyte-derived neurotrophic factor is neurorestorative in rat modelof Parkinson’s disease. J. Neurosci., 2009; 29: 9651-9659
Google Scholar - 90. Wahl P., Schmidt A., Demarees M., Achtzehn S., Bloch W., MesterJ.: Responses of angiogenic growth factors to exercise, to hypoxiaand to exercise under hypoxic conditions. Int. J. Sports Med.,2013; 34: 95-100
Google Scholar - 91. Wang L., Muramatsu S., Lu Y., Ikeguchi K., Fujimoto K., Okada T.,Mizukami H., Hanazono Y., Kume A., Urano F., Ichinose H., NagatsuT., Nakano I., Ozawa K.: Delayed delivery of AAV-GDNF prevents nigralneurodegeneration and promotes functional recovery in a ratmodel of Parkinson’s disease. Gene Ther., 2002; 9: 381-389
Google Scholar - 92. Wang Q., Liu Y., Zhou J.: Neuroinflammation in Parkinson’s diseaseand its potential as therapeutic target. Transl. Neurodegener.,2015; 4: 1-9
Google Scholar - 93. Wannamethee S.G., Lowe G.D., Whincup P.H., Rumley A., WalkerM., Lennon L.: Physical activity and hemostatic and inflammatoryvariables in elderly men. Circulation, 2002; 105: 1785-1790
Google Scholar - 94. Watson M.B., Richter F., Lee S.K., Gabby L., Wu J., Masliah E., EffrosR.B., Chesselet M.F.: Regionally-specific microglial activation inyoung mice over-expressing human wildtype alpha-synuclein. Exp.Neurol., 2012; 237: 318-334
Google Scholar - 95. Woods J.A., Wilund K.R., Martin S.A., Kistler B.M.: Exercise, inflammationand aging. Aging Dis., 2012; 3: 130-140
Google Scholar - 96. Wu S.Y., Wang T.F., Yu L., Jen C.J., Chuang J.I., Wu F.S., Wu C.W.,Kuo Y.M.: Running exercise protects the substantia nigra dopaminergicneurons against inflammation-induced degeneration via theactivation of BDNF signaling pathway. Brain Behav. Immun., 2011;25: 135-146
Google Scholar - 97. Wysokiński A., Gruszczyński W.: Neurotrofiny – aktualny stanwiedzy. Post. Psychiat. Neurol., 2008; 17: 385-390
Google Scholar - 98. Xu H., Barnes G.T., Yang Q., Tan G., Yang D., Chou C.J., Sole J.,Nichols A., Ross J.S., Tartaglia L.A., Chen H.: Chronic inflammation infat plays a crucial role in the development of obesity-related insulinresistance. J. Clin. Invest., 2003; 112: 1821-1830
Google Scholar - 99. Yarrow J.F., White L.J., McCoy S.C., Borst S.E.: Training augmentsresistance exercise induced elevation of circulating brain derivedneurotrophic factor (BDNF). Neurosci. Lett., 2010; 479: 161-165
Google Scholar - 100. Yasuhara T., Shingo T., Date I.: Glial cell line-derived neurotrophicfactor (GDNF) therapy for Parkinson’s disease. Acta Med.Okayama, 2007; 61: 51-56
Google Scholar - 101. Young D., Lawlor P.A., Leone P., Dragunow M., During M.J.:Environmental enrichment inhibits spontaneous apoptosis, preventsseizures and is neuroprotective. Nat. Med., 1999; 5: 448-453
Google Scholar