Streszczenie

Prolaktyna (PRL) to hormon białkowy regulujący wiele procesów zachodzących w organizmie. Uczestniczy w rozwoju gruczołu piersiowego, regulacji gospodarki lipidowej, a także węglowodanowej. Ekspresję genu kodującego PRL zaobserwowano m.in. w przysadce, w gruczole piersiowym, komórkach układu immunologicznego oraz w tkance tłuszczowej. Stężenie PRL w surowicy krwi zależy od wielu czynników, takich jak pora dnia, płeć, poziom różnych hormonów i stres. W wyniku modyfikacji potranslacyjnych PRL powstają m.in. wazoinhibiny, o odmiennych właściwościach biologicznych od pierwotnego hormonu. Podwyższone stężenie prolaktyny w osoczu powoduje hiperprolaktynemię. Receptor prolaktyny (PRLR) znajduje się na powierzchni wielu komórek tkanek prawidłowych. Jego obecność jest także wykrywana w różnego typu komórkach nowotworowych. Zagadnienie roli PRL oraz receptora prolaktyny wydaje się istotne ze względu na ich udział w regulacji prawidłowych procesów metabolicznych organizmu i w procesie nowotworzenia. Wśród chorób, w których PRL czy PRLR mają wpływ na ich progresję, można wyróżnić raki: gruczołu piersiowego, stercza czy jelita grubego. Ze względu na ważną rolę prolaktyny i jej receptora w powstawaniu i progresji różnego typu nowotworów, cząsteczki te mogą być dobrym celem terapeutycznym. W artykule zebrano i usystematyzowano dotychczasowe wiadomości na temat potencjalnego udziału PRL i PRLR w rozwoju nowotworów.

Wstęp

Prolaktyna (PRL) jest hormonem peptydowym powszechnie znanym ze stymulującej roli w procesie laktacji [7]. Nadmiar PRL we krwi (hiperprolaktynemia) jest częstą przyczyną występowania niepłodności kobiet [45]. PRL może również pełnić rolę w rozwoju tocznia rumieniowatego układowego (TRU), reumatoidalnego zapalenia stawów oraz stwardnienia rozsianego [60, 89]. Udział prolaktyny w rozwoju raka gruczołu piersiowego jest badany od wielu lat [33]. Podwyższone stężenia PRL we krwi odnotowano u chorych na raka płuc i trzustki [48]. Obecność PRL wykryto również w nowotworowych liniach komórkowych czerniaka, białaczki i niedrobnokomórkowego raka płuc [76].

Prolaktyna i receptor prolaktyny

Prolaktyna jest kodowana przez gen PRL, który znajduje się na chromosomie 6 [6, 7]. Regulacja transkrypcji tego genu odbywa się z udziałem różnych promotorów: dystalnego i proksymalnego (ryc. 1). PRL jest wytwarzana głównie przez przysadkę mózgową (w komórkach zwanych laktotrofami), również przez endometrium, gruczoł piersiowy, stercz, komórki tkanki tłuszczowej 
i układu immunologicznego (pozaprzysadkowa prolaktyna) [7, 8, 12, 28]. Ekspresja genu PRL w komórkach przysadki mózgowej regulowana jest przez promotor proksymalny, natomiast ekspresja prolaktyny pozaprzysadkowej przez promotor dystalny [7].

PRL ma masę około 23 kDa; białko to poddawane jest różnym modyfikacjom potranslacyjnym, takim jak fosforylacja, czy też N-glikozylacja . Cięcie proteolityczne PRL powoduje powstanie fragmentów białkowych 
o odmiennych właściwościach biologicznych (np. wazoinhibiny) [7, 28]. Naturalnym inhibitorem wydzielania PRL z przysadki mózgowej jest dopamina, która oddziałuje na receptory dopaminy typu II  [12, 60].

Ryc. 1. Struktura genu kodującego prolaktynę (wg [7], zmodyfikowane)

Hormon ten uczestniczy w rozwoju gruczołu piersiowego, metabolizmie lipidów, laktacji, regulacji ekspresji keratyn w mieszkach włosowych, regulacji układu immunologicznego [7, 12, 28, 66]. Stężenie prolaktyny jest zależne od pory dnia: najwyższe stężenie obserwuje się w nocy (45 ng/mL), a najniższe (5 ng/mL) w ciągu dnia [12]. Poziom prolaktyny w osoczu zależy także od płci. U kobiet fizjologiczne stężenie PRL wynosi do 20 ng/mL, u mężczyzn do 15 ng/mL [45, 60]. Znaczący wpływ na wydzielanie tego białka mają również stres i poziom estrogenów [12, 28].

Liczne badania wskazują na udział PRL w rozwoju nowotworów. Pewna część komórek nowotworowych charakteryzuje się syntezą prolaktyny [9, 47]. PRL może działać na komórki endokrynnie (prolaktyna wytwarzana przez przysadkę), parakrynnie oraz autokrynnie [22, 32, 70, 73]. Wyniki eksperymentów Nitze i wsp. wskazują, iż PRL prawdopodobnie nie działa w sposób autokrynny na komórki raka gruczołu piersiowego, ale inni autorzy sugerują, że PRL, działając autokrynnie, promuje karcenogenezę [31, 42, 56, 68].

Receptor prolaktyny (PRLR) jest zaliczany do nadrodziny receptorów dla cytokin typu I [8, 26]. Gen ludzkiego receptora prolaktyny (hPRLR) jest umiejscowiony na chromosomie 5 [7]. PRLR występuje na powierzchni większości komórek prawidłowych, m.in. w wątrobie, 
w komórkach nabłonkowych gruczołu piersiowego, układu immunologicznego (monocytach, makrofagach, limfocytach T i B) [7, 60]. Ekspresję i udział receptora prolaktyny badano w wielu nowotworach i w komórkach linii nowotworowych. Za pomocą RT-qPCR wykazano obecność mRNA PRLR w narządach (macica, gruczoł piersiowy) oraz w liniach komórkowych raka gruczołu piersiowego (T47-D, BT483, BT474, MCF-7 i MDA-MB-134) [62].

PRLR jest zbudowany z trzech domen: zewnątrzkomórkowej (ECD – extracellular domain) wiążącej ligand, transmembranowej oraz wewnątrzkomórkowej (ICD – intracellular domain) bogatej w proliny [7, 10, 62]. Domena zewnątrzkomórkowa zawiera dwie poddomeny: D1 oraz D2 [7]. Poddomeny te są odpowiedzialne za wiązanie ligandu oraz oddziaływanie między domenami ECD PRLR [7, 32]. W domenie wewnątrzkomórkowej znajdują się dwa konserwatywne rejony – Box 1 i Box 2. Ich rola polega na oddziaływaniu z cząsteczkami sygnałowymi [7].

W wyniku alternatywnego składania powstają izoformy PRLR: krótka (SF), średnia oraz długa (LF) (ryc. 2). Różnią się długością domeny ICD [7]. Izoforma średnia charakteryzuje się krótszą, w porównaniu do LF, domeną wewnątrzkomórkową [10]. Izoforma krótka (SF) receptora występuje w dwóch wariantach: S1a i S1b [54]. S1a ma w swojej strukturze Box 1 i Box 2, natomiast S1b nie ma rejonu Box 2 [29]. Istnieje również izoforma ΔS1, która jest pozbawiona poddomeny D1 znajdującej się w ECD oraz tzw. białko wiążące (BP) prolaktynę mające wyłącznie domenę zewnątrzkomórkową [7]. Białko BP jest obecne we krwi oraz powstaje w wyniku cięcia proteolitycznego długiej izoformy PRLR [7, 10].

Ryc. 2. Izoformy PRLR. Występujące izoformy PRLR to: izoforma długa (LF), średnia (IF) oraz krótka (SF), różniące się domeną ICD. Wśród izoformy krótkiej wyróżnia się warianty S1a oraz S1b. Wśród PRLR występuje również postać ΔS1 (pozbawiona poddomeny D1 w ECD) oraz białko wiążące (BP) prolaktynę mające wyłącznie domenę ECD (wg [7], zmodyfikowane)

Uważa się, że aktywowanie długich izoform receptora prowadzi do proliferacji komórek. Natomiast przyłączanie prolaktyny do krótkiej izoformy S1a i S1b hamuje proliferację [54, 88]. Na podstawie dotychczasowych badań linii komórkowych raka gruczołu piersiowego, zaobserwowano przewagę występowania długiej izoformy w stosunku do krótkiej. Sugeruje się, że ta zależność może mieć wpływ na progresję nowotworu [54]. Również Ginsburg i wsp. wnioskują, że zbadanie profilu ekspresji izoform PRLR może być kluczowe dla poznania ich roli w rozwoju raka gruczołu piersiowego [30]. Jak dotąd, rola poszczególnych izoform PRLR nie jest jednoznacznie określona [10].

Warto nadmienić, iż podczas planowania eksperymentu ważne jest to, iż hPRLR jest aktywowany przez prolaktynę ludzką (hPRL), szczurzą (rPRL), lecz nie przez mysią (mPRL) [7]. Częstym błędem popełnianym w badaniach 
z udziałem PRL jest zastosowanie w hodowli komórek prolaktyny wołowej (bPRL), będącej słabym agonistą hPRLR, co sprzyja selekcji komórek, które rosną niezależnie od obecności PRL [32, 85].

PRLR nie ma własnej aktywności kinazowej, lecz związany jest z niereceptorowymi kinazami Jak [7]. PRLR może być aktywowany przez PRL, hormon wzrostu (GH – growth hormone) oraz przez laktogen łożyskowy (PL – placental lactogen) [8]. Konsekwencją związania ligandu przez długą izoformę receptora jest jego dimeryzacja, transfosforylacja kinaz Jak2 oraz fosforylacja tyrozyn znajdujących się w domenie ICD PRLR (ryc. 3). Jak dotąd kontrowersyjne jest to, czy ligand wiążąc się do receptora powoduje jego dimeryzację, czy też ligand wiąże się do nieaktywnego dimeru receptorów [7, 8, 10]. Pojawienie się fosfotyrozyn w domenie wewnątrzkomórkowej PRLR jest kluczowe dla wiązania się czynników transkrypcyjnych Stat (signal transducers and activators of transcription) za pomocą domeny SH2 [28]. Dzięki temu może zajść ich fosforylacja przez kinazę Jak2. Czynnikami Stat aktywowanymi przez prolaktynę są Stat 1, 3 i 5 [7, 26, 28, 41]. Po aktywacji Stat następuje ich homo- lub heterodimeryzacja. Wytworzone kompleksy są przenoszone do jądra komórkowego, gdzie regulują transkrypcję kontrolowanych przez siebie genów (np. białek mleka matczynego) przez wiązanie się do sekwencji GAS (gamma-interferon activation sequence) [7, 28, 84]. Wykazano, że aktywacja PRLR w komórkach nowotworowych pobudza różnorakie szlaki przekazywania sygnału odpowiedzialnych za przeżywalność i inwazyjność komórek nowotworowych [26, 37]. PRL aktywuje m.in. szlaki MAPK, PI3K i PKC, wpływając w ten sposób na proliferację oraz przeżywalność komórek [10, 26, 37].

Ryc. 3. Szlak sygnalizacyjny długiej izoformy PRLR (wg [7, 28], zmodyfikowane)

Sygnalizacja szlaku PRLR jest regulowana poprzez białka SOCS (suppressors of cytokine signalling) [7, 28]. Białka te pojawiają się w komórkach zaraz po pobudzeniu PRLR i ich rola polega na wyciszaniu sygnału w wyniku wiązania się do kinazy Jak2 lub bezpośrednio do receptora [7, 28]. Innym przykładem białka blokującego transdukcję sygnału od PRLR jest CIS (cytokine-inducible SH2-containing protein) [28]. Dodatkowo wykazano, że PRL indukuje aktywność promotora cykliny D1 w wyniku wiązania się do dystalnej sekwencji GAS w promotorze tej cykliny, co może mieć wpływ na proces kancerogenezy [11].

Rola PRL i PRLR w rozwoju nowotworów

Ekspresja PRL i PRLR w różnych nowotworach

Wyniki badań dotyczące udziału ekspresji hormonu PRL jak i jego receptora w rozwoju nowotworów są zróżnicowane. W wielu badaniach przedstawiono, że PRL (tabela 1) i PRLR (tabela 2) mają wpływ na różnorakie procesy zachodzące w komórkach oraz wykazują związek z czynnikami kliniczno-patologicznymi w różnych typach nowotworów.

Typ nowotworu	Linia komórkowa	Liczba pacjentów	Obecność PRL	Zależność	Referencja
Rak gruczołu piersiowego	–	306	Poziom PRL w osoczu	Korelacja wysokiego poziomu PRL z większym ryzykiem zachorowania na raka	[39]
–	Rak gruczołu piersiowego:MDA-MB-468	–	Inkubacja komórek z PRL	Wzrost poziomu S-transferazy glutationu	[46]
–	Rak gruczołu piersiowego: m.in. T47-D, MDA-MB-134 i BI549	–	Analiza ekspresji mRNA Bax i Bcl-2 w komórkach po inkubacji z PRL i G126R	Mniejszy stosunek Bax/Bcl-2 w komórkach traktowanych PRL	[63]
–	Rak gruczołu piersiowego: SKBR3	–	Analiza poziomu Hsp90α pod wpływem zadziałania PRL	Wzrost poziomu Hsp90α	[64]
–	Rak jelita grubego: HCT116, HT29, SW480 i DLD1	–	Analiza sekrecji PRL przez komórki	Komórki wydzielają PRL w różnych ilościach	[55]
Rak prostaty	–	116 i 181	Analiza ekspresji PRL w guzach nowotworowych	Ekspresja PRL w większości przypadków guzów opornych na leczenie hormonalne oraz w większości przerzutów	[22]
–	Rak prostaty: LNCaP	–	Analiza poziomu oraz ekspresji na poziomie mRNA karboksypeptydazy D po inkubacji z PRL	Wzrost poziomu i ekspresji mRNA karboksypeptydazy D	[81]
–	Rak prostaty: PC-3, 22Rv1, MDA-PCa2b	–	Analiza poziomu NO po inkubacji z PRL	Wzrost poziomu NO	[81]
Rak płuca	–	293	Analiza przeżyć pacjentów, u których w guzach występowała lub nie występowała ekspresja PRL	Pacjenci, u których w guzach wykazano ekspresję PRL charakteryzowali się krótszymi przeżyciami	[47]
–	Drobnokomórkowy rak płuca: H146, H524 i H69	–	Analiza ekspresji mRNA PRL	Obecność mRNA dla PRL w analizowanych liniach komórkowych	[47]
–	Drobnokomórkowy rak płuca: H146, H524 i H69	–	Analiza ekspresji mRNA PRL po inkubacji z SAHA (inhibitor HDAC)	Zmniejszenie ilości mRNA dla PRL	[47]

Tabela 1. Wpływ PRL na procesy komórkowe oraz rozwój wybranych typów nowotworów

Bax- Apoptosis regulator BAX, białko Bax; Bcl-2- B-cell lymphoma 2, Apoptosis regulator Bcl-2, białko z rodziny Bcl-2; HDAC- histone deacetylase, deacetylaza histonów; Hsp90α-Heat shock protein-90 α, białko szoku cieplnego 90 α; NO-nitric oxide, tlenek azotu; PRL-prolactin, prolaktyna; SAHA- suberoylanilide hydroxamic acid, kwas suberanilohydroksamowy.

Typ nowotworu	Linia komórkowa	Liczba pacjentów	Obecność PRL/PRLR	Zależność	Referencja
Rak gruczołu piersiowego potrójnie negatywny	–	43	Analiza ekspresji PRLR (badania na mikromacie-rzach tkankowych)	Obecność PRLR w małej liczbie przypadków (ok.2%)	[51]
Rak jelita grubego	–	350	Analiza ekspresji PRLR (badania na mikromacierzach tkankowych)	Korelacja wysokiej ekspresji PRLR z krótszym czasem wolnym od progresji choroby	[40]
Rak jelita grubego	–	Analiza ekspresji genów w guzach (panel firmy Origene)	Analiza poziomu mRNA PRLR	Podwyższony poziom mRNA dla PRLR	[55]
–	Rak jelita grubego: HCT116, HT29 i DLD1	–	Analiza poziomu mRNA PRLR	Podwyższony poziom mRNA dla PRLR	[55]
Rak prostaty	–	113	Analiza ekspresji receptorów androgenów i PRLR	Wysoka ekspresja receptorów dla androgenów i PRLR	[80]
–	Rak prostaty: CWR22Rv/ LNCaP	–	Zastosowanie antysensownego oligonukleotydu wobec Stat5a/b	Pojawienie się cech apoptozy	[22, 23]

Tabela 2. Wpływ PRLR na procesy komórkowe oraz rozwój wybranych typów nowotworów

PRLR-prolactin receptor, receptor prolaktyny; Stat5a/b- czynnik transkrypcyjny Stat 5a/Stat 5b .

Rak gruczołu piersiowego

Dotychczasowe badania in vitro oraz in vivo poświęcone ocenie roli PRL i jej receptora w raku gruczołu piersiowego są wysoce niejednoznaczne. Wskazuje się na promujące proces nowotworowy działanie PRL lub PRLR, podczas gdy inni badacze przedstawiają działanie obniżające potencjał inwazyjny komórek nowotworowych [39, 46, 51].

U kobiet z dużym stężeniem PRL w osoczu zaobserwowano prawie dwukrotnie większe ryzyko zachorowania na ten typ nowotworu [39]. Przeprowadzone eksperymenty wykazały, że PRL może mieć wpływ na pojawienie się chemiooporności komórek raka gruczołu piersiowego przez stymulację aktywności S-transferazy glutationu [46].

Badania na mikromacierzach tkankowych uwidaczniają, że w potrójnie negatywnym raku gruczołu piersiowego (TNBC- triple-negative breast cancer) ekspresja PRLR jest obecna w około 2% badanych przypadków. Pacjenci, u których ekspresja PRLR była powyżej mediany, charakteryzowali się lepszym AEFS (any-event free survival, przeżycie wolne od zdarzeń) [51].

Rak jelita grubego

Obecność receptora prolaktyny w pierwotnych rakach jelita grubego wykazali m.in. Harbaum i wsp. [40]. Wskazali, że wysoki poziom ekspresji PRLR u pacjentów z tym rakiem jest związany z progresją choroby [40].

Zwiększoną ilość mRNA PRLR odnotowano zarówno w guzach jelita grubego, jak również w liniach komórkowych tego nowotworu (HCT116, HT29 i DLD1) [55]. Analiza wydzielanych czynników do pożywki hodowlanej wykazała, że PRL jest uwalniana przez komórki w różnych ilościach, w sposób zależny od typu badanej linii komórkowej [55].

Badania wykazują potencjalną możliwość zastosowania prolaktyny wraz z CEA (carcinoembryonic antigen, antygen karcynoembrionalny) i IL-8 (interleukin 8, interleukina 8) jako biomarkerów raka jelita grubego [52]. Wykonane pomiary wskazują, że poziom prolaktyny 
w osoczu wzrasta wraz ze stadium (od A do C) zaawansowania nowotworu wg klasyfikacji Dukesa [52]. Analizy innej grupy badawczej także potwierdzają podwyższone stężenia PRL w surowicy osób z rakiem jelita grubego 
w porównaniu do osób zdrowych [5].

Rak stercza

Obecność PRL wykryto w większości przypadków raka prostaty opornego na leczenie hormonalne oraz w przerzutach tego nowotworu [22]. Ekspresja PRL w badanych próbach pochodzących od pacjentów oraz 
w liniach komórkowych raka prostaty zachodzi z udziałem zarówno promotora proksymalnego (charakterystycznego dla prolaktyny przysadkowej), jak i dystalnego [22].

Badania immunohistochemiczne Thomas i wsp. wskazują, że receptory androgenów oraz PRLR występują licznie w łagodnych i złośliwych nowotworach stercza [80]. Inne doświadczenia opisywane przez tego autora obrazują, że inkubacja komórek linii LNCaP w obecności PRL w stężeniu 10 ng/mL zwiększa progresję komórek nowotworowych. Jest to wynik zwiększenia ilości karboksypeptydazy D, enzymu biorącego udział w wytwarzaniu tlenku azotu (NO), który jest odpowiedzialny za angiogenezę i progresję nowotworu [81]. Stymulujące działanie PRL na wytwarzanie NO wykazano również w liniach raka stercza PC-3, 22Rv1, MDA-PCa2b [81]. Badania sprawdzające stężenie prolaktyny w surowicy wykazały, że u pacjentów z rakiem stercza występował obniżony poziom prolaktyny, w porównaniu do osób bez tego typu nowotworu [27].

Rak płuca

Uważa się, że PRL może być potencjalnym dodatkowym biomarkerem raka płuc w surowicy wraz z czynnikiem MIF (macrophage migration inhibitory factor) i trombospondyną [57]. Grupa pacjentów z rakiem płuc wykazująca ekspresję PRL charakteryzowała się krótszym czasem przeżycia [47]. Wyniki badań Le Bescont i wsp. wykazały także, że w raku płuc nie występuje zależność między ekspresją PRLR a przeżywalnością [47]. Natomiast Seipel i wsp. wykazali występowanie PRL w gruczolakorakach płuc, jednak badania wykonano w bardzo małej grupie obejmującej jedynie 7 przypadków tego nowotworu [72].

Analiza próbek krwi pacjentów z zaawansowanym (przerzutującym) niedrobnokomórkowym rakiem płuca leczonych Nivolumabem wykazała, iż u większości z nich (77%) pojawiła się hiperprolaktynemia [13]. Prawie u wszystkich pacjentów z podwyższonym poziomem prolaktyny następowała progresja choroby [13]. Powyższe wyniki klasyfikują PRL jako negatywny czynnik predykcyjny niedrobnokomórkowego raka płuca u pacjentów leczonych Nivolumabem [13]. Seder i wsp. wykazali, iż ocena poziomu prolaktyny oraz 6 innych cząsteczek w surowicy może być pomocna w klasyfikowaniu chorych z niedrobnokomórkowym rakiem płuca, u których może nastąpić nawrót choroby, po usunięciu guza o wielkości mniejszej niż 4 cm i brakiem przerzutów do węzłów chłonnych 
w czasie resekcji guza [71].

Receptory prolaktyny jako cel terapeutyczny

Receptor prolaktyny jest potencjalnym celem terapeutycznym ze względu na obserwowaną nadekspresję genu PRLR w komórkach nowotworowych w porównaniu do tkanki prawidłowej [82, 88]. Inhibitorem PRLR jest m.in. przeciwciało LFA102 [25, 26, 32]. Wiąże się ono do poddomeny D2 receptora, która jest odpowiedzialna za jego dimeryzację [26]. Badania komórek raka gruczołu piersiowego wykazały, że zwiększone ilości Stat5a w jądrze komórkowym (czynnik transkrypcyjny aktywowany po pobudzeniu PRLR) są związane z lepszym rokowaniem 
w przypadkach tego nowotworu [61].

Obiecującym inhibitorem PRLR jest oligomer nukleotydów – SMO (splice-modulating oligomers). Oligomer ten ma blokować składanie między 9 intronem, a 10 egzonem pre-mRNA długiej izoformy receptora prolaktyny. Zastosowanie SMO obniża stężenie mRNA dla długiej postaci PRLR oraz zmniejsza liczbę przerzutów do płuc w modelach mysiego i ludzkiego raka gruczołu piersiowego [88].

Znanym antagonistą PRLR jest również związek G129R-hPRL, w którym glicyna w pozycji 129 została zastąpiona argininą [32, 82]. Konkuruje z PRL o miejsce wiązania na receptorze, lecz nie powoduje jego aktywacji [32]. G129R-hPRL zmodyfikowano w celu uzyskania działania antynowotworowego. Modyfikacje polegały na połączeniu go z endostatyną, IL-2 lub PE38KDEL (cytotoksyna) [32, 82]. Podawanie kompleksu G126R-PE38KDEL zmniejszało rozmiar guza nowotworowego w porównaniu z kontrolą, u myszy stanowiących model allograficzny raka gruczołu piersiowego [82].

Zagadnieniem wartym uwagi są także wyniki grupy Andreev i wsp. [4]; zbadali zastosowanie biswoistego przeciwciała (HER2xPRLR bsADC) skierowanego wobec PRLR i HER2 w raku gruczołu piersiowego. Przeciwciało było sprzężonego z DM1 (inhibitor polimeryzacji tubuliny) [4]. Zastosowanie skoniugowanego biswoistego przeciwciała w komórkach BT-483 zwiększało procent komórek z zahamowanym cyklem komórkowym 
w porównaniu do komórek, które były traktowane przeciwciałem anty-HER2 skoniugowanym z DM1 (HER2 ADC) lub przeciwciałem anty-PRLR połączonym z tym samym związkiem (PRLR ADC) [4]. Jednoczesna inkubacja komórek linii T47D/HER2 (nadekspresjonujące HER2) z HER2xPRLR bsAb (biswoiste przeciwciało niesprzężone z inhibitorem) wraz z HER2 ADC, zmniejszała procent żywych komórek, w porównaniu do komórek traktowanych samym HER2 ADC [4].

Potencjalnymi związkami antynowotworowymi wydają się zatem przeciwciała anty-PRLR, antagoniści PRLR, cząsteczki hamujące aktywację, dimeryzację i wiązanie do DNA Stat5a/b oraz związki hamujące cząsteczki sygnałowe aktywowane przez PRL [4, 23, 32], (ryc. 4, tabela 3). Przykłady badań klinicznych sprawdzających zastosowanie związków hamujących szlak przekazywania sygnału aktywowanego przez PRL przedstawiono 
w tabeli 3.

Ryc. 4. Metody hamowania szlaku sygnalizacyjnego PRL-PRLR

Nazwa badania klinicznego	Badany związek	Funkcja związku	Status badania (na dzień 26.11.2018)	Nazwa sponsora	Numer badania ClinicalTrials.gov	Referencja
Badanie sprawdzające bezpieczeństwo, farmakokinetykę oraz właściwości antynowotworowe ABBV-176 u osób z zaawansowanymi litymi guzami, które prawdopodobnie ekspresjonują PRLR	ABBV-176	Przeciwciało anty-PRLR skoniugowane ze związkiem	przerwane	AbbVie	NCT03145909	[1, 16]
I faza badań klinicznych LFA102 u pacjentów z rakiem gruczołu krokowego wykazującym ekspresję PRLR i opornym na kastrację; lub u pacjentów z przerzutującym rakiem gruczołu piersiowego wykazującym ekspresję PRLR	LFA102	Przeciwciało anty-PRLR	zakończone	Novartis Pharmaceuticals	NCT01338831	[3, 19]
Badanie Prolanta w nawracającym lub przewlekłym raku jajnika	Prolanta™	Analog PRL (zmiana jednego aminokwasu w sekwencji) będący antagonistą PRLR	rekrutacja	Oncolix, Inc.	NCT02534922	[21]
Kabergolina w przerzutującym raku gruczołu piersiowego	Cabergoline(kabergolina)	Obniżenie poziomu PRL we krwi, agonista receptora dopaminy typu II	aktywny	Northwestern University	NCT01730729	[17]
Copanlisib (BAY 80-6946) w skojarzeniu z Gemcytabiną i Cisplatyną w zaawansowanym raku dróg żółciowych	Copanlisib (z Cisplatyną i Gemcytabiną)	Inhibitor PI3K	rekrutacja	H. Lee Moffitt Cancer Center and Research Institute	NCT02631590	[18, 50]
Inhibitor PI3K- BKM120, karboplatyna i pemetreksed disodowy w leczeniu pacjentów z niedrobnokomórkowym rakiem płuc w IV stadium zaawansowania	BKM120	Inhibitor PI3K	zakończone	City of Hope Medical Center	NCT01723800	[20]

Tabela 3. Przykładowe badania kliniczne związków hamujących szlaki przekazywania sygnałów aktywowanych przez PRL

Wpływ niskiego pH mikrośrodowiska guza na szlak sygnałowy prolaktyny

Macierz pozakomórkowa w guzach nowotworowych cechuje się niskim pH. Wynika to z metabolizmu komórek nowotworowych, w których obserwowany jest efekt Warburga [86]. Niskie pH pozakomórkowe spowodowane jest wydzielaniem przez komórki kwasu mlekowego oraz usuwaniem na zewnątrz protonów. W zakwaszaniu środowiska pozakomórkowego bierze udział również anhydraza węglanowa 9 (CA9 – carbonic anhydrase 9) katalizująca powstawanie jonu wodorowęglanowego HCO3− z wody i dwutlenku węgla. pH w komórkach nowotworowych ma wartości zbliżone do tych, jakie występują w prawidłowych komórkach (7,0-7,4). 
W macierzy pozakomórkowej wynosi 6,7-7,0 [24, 78]. Niższe pozakomórkowe pH promuje rozwój oraz inwazyjność komórek nowotworowych [78]. Badania Yanga i wsp. wykazały, że pozakomórkowe pH o wartości 6,8 zaburza aktywację szlaków sygnałowych aktywowanych oddziaływaniem PRL na PRLR [87]. pH o tak niskiej wartości w liniach komórkowych raka gruczołu piersiowego poddanych działaniu PRL wpływało na zahamowanie fosforylacji Stat5 oraz innych cząsteczek sygnałowych takich jak ERK 1/2 [87].

Rola prolaktyny i jej pochodnych w procesie angiogenezy

Cięcie proteolityczne PRL powoduje powstanie cząsteczek o wspólnej nazwie: wazoinhibiny [14, 15]. Wazoinhibiny to heterogenna grupa, do której oprócz N-końcowych fragmentów PRL należą także fragmenty hormonu wzrostu i laktogenu łożyskowego. Charakteryzują się właściwościami hamującymi rozwój naczyń krwionośnych. Fragmenty o rożnej długości są generowane na skutek różnej swoistości proteaz. PRL ulega cięciu przez katepsynę D, MMPs (matrix metalloproteinases, metaloproteinazy macierzy zewnątrzkomórkowej) i BMP-1 (bone morphogenetic protein, białko morfogenetyczne kości) [14, 15].

PRL i jej pochodne (wazoinhibiny) regulują m.in. rozwój naczyń krwionośnych, inwolucję gruczołu piersiowego, czy też sekrecję w przysadce mózgowej [15, 83]. PRL może brać udział w procesie angiogenezy bezpośrednio przez oddziaływanie na komórki śródbłonka, bądź też pośrednio przez wpływ na ekspresję VEGF i innych czynników proangiogennych [15, 75]. Reuwer i wsp. zaobserwowali, że zastosowanie PRL w dawce 10 µg/dzień u kurzych zarodków powodowało zwiększenie gęstości naczyń krwionośnych [67]. PRL w stężeniach 100 µg/L 
i wyższych powodowała zwiększenie proliferacji komórek śródbłonka linii 2H11 i HUVEC [67]. Stężenie PRL 1000 µg/L skutkowało wzrostem migracji tych komórek [67].

Wpływ PRL/PRLR na apoptozę

PRL reguluje również ekspresję genów, takich jak Bcl-2 i Bax kontrolujących proces apoptozy (odpowiednio białko antyapoptotyczne i proapoptotyczne) [63]. W komórkach linii raka gruczołu piersiowego (m.in. T47-D, MDA-MB-134 i BI549) wykazano mniejszy stosunek mRNA Bax do Bcl-2 po ich inkubacji z hPRL, w porównaniu do inkubacji z hPRL-G129R [63]. W linii SKBR3 zaobserwowano wpływ PRL na poziom białka opiekuńczego Hsp90A, chroniącego komórki przed apoptozą [64]. Inkubacja tych komórek z PRL zwiększała ekspresję Hsp90A [64]. Wykazano również, w modelu allograficznym myszy, że pozbawienie genu kodującego PRLR w komórkach nabłonka gruczołu piersiowego ekspresjonujących SV40T (simianvirus 40 T-antigen) spowalniało proces formowania guzów nowotworowych [59]. Zastosowany model badawczy raka gruczołu piersiowego wykorzystujący komórki nabłonkowe ekspresjonujące antygen T wirusa SV40 służy do indukcji procesu nowotworzenia oraz jest ludzkim modelem tej choroby [10, 35, 44, 53, 59, 74].

Obecność w komórkach linii CWR22Rv antysensownego oligodeoksynukleotydu wobec Stat5a/b powodowało zmniejszenie ekspresji Stat5a/b oraz pojawienie się w tych komórkach cech typowych dla apoptozy [22]. Dagvadorj i wsp. wskazują, że zastosowanie w komórkach raka prostaty LNCaP antysensownego oligodeoksynukleotydu lub siRNA skierowanego przeciw Stat5a/b także wywołuje apoptozę [23]. Na przeżywalność oraz proliferację komórek raka stercza mają wpływ białka Bcl-XL i cyklina D, których ekspresja jest także regulowana przez Stat5a/b [23]. Zmniejszenie poziomów białek Bcl-XL oraz cykliny D w wyniku zastosowania antysensownych oligonukleotydów wobec Stat5a/b być może jest wytłumaczeniem pojawienia się cech apoptotycznych w badanych komórkach [23].

Le Bescont i wsp. wykazali ekspresję PRL w liniach komórkowych SCLC-drobnokomórkowego raka płuca: H146, H524 i H69 [47]. mRNA PRL obecne w tych liniach komórkowych było pozbawione na 5’ końcu fragmentów, które zawierają odcinek kodujący kodon start i peptyd sygnałowy. Pod wpływem SAHA (suberoylanilide hydroxamic acid – kwas suberanilohydroksamowy; inhibitor HDACs-deacetylazy histonów [34, 47]) w tych komórkach dochodziło do zmniejszenia ekspresji mRNA PRL [47]. Wyciszenie ekspresji PRL (przez zastosowanie siRNA) w powyższych liniach komórkowych raka płuca oraz ich inkubacja z aktynomycyną A nasilała apoptozę tych komórek [47].

Wpływ PRL/PRLR na przejście nabłonkowo-mezenchymalne i inwazyjność

Nouhi i wsp. wskazują, że PRL, oddziałując na PRLR, może hamować inwazyjność oraz regulować proces przejścia nabłonkowo-mezenchymalnego (EMT), dzięki któremu komórki nabywają zdolności do migracji [58]. Wykazano także, iż aktywacja PRLR w komórkach linii MDA-MB-231 (transfekowanej wektorami kodującymi PRLR/Jak2) obniżała ich potencjał inwazyjny, podczas gdy zablokowanie funkcji PRL (przez zastosowanie inhibitora kinazy Jak2-AG490) w komórkach T47D, powodowało wzrost inwazyjności tych komórek. Następstwem zastosowania AG490 w komórkach T47D była aktywacja szlaków promujących przerzutowanie – w tym przypadku szlaku MAPK i TGFβ [58]. Zaobserwowano, że podawanie prolaktyny myszom NOD/SCID (nonobese diabetic/severe combined immunodeficiency, myszy 
z defektem immunologicznym) z wszczepionymi komórkami MDA-MB-453 skutkowało brakiem progresji nowotworu [51]. Eksperymenty wykonane przez Hachima 
i wsp. również wykazują, że większość analizowanych przypadków inwazyjnego raka gruczołu piersiowego charakteryzowała się brakiem ekspresji PRLR [36]. Te wyniki sugerują funkcjonowanie PRLR jako supresora procesu nowotworzenia.

PRL bierze udział w regulacji inwazyjności komórek nowotworowych gruczołu piersiowego, lecz mechanizm leżący u podstaw tego zjawiska nie został w pełni wyjaśniony [37]. Badanie przeprowadzone przez Plotnikova 
i wsp. wykazuje, że komórki MCF10AΔp53 (wyciszona ekspresja p53) mające zmutowaną postać PRLR (nieulegającą ubikwitynacji), cechuje większa inwazyjność oraz zwiększony poziom wydzielanego MMP-9, podczas gdy wyciszenie ekspresji PRLR w komórkach T47D zmniejszało migrację i wydzielanie MMP-9 [65].

W badaniach inwazyjności wskazuje się również na potencjalny udział kinazy PAK1. Działanie PRL powoduje aktywację PAK1 poprzez fosforylację przez kinazę Jak2 [37]. PAK1 bierze udział w regulacji inwazyjności komórek raka gruczołu piersiowego oraz w wielu procesach komórkowych, takich jak proliferacja, migracja komórkowa i przejście EMT [37]. PAK1 może regulować funkcje komórkowe w dwojaki sposób: w wyniku kinazowej aktywności bądź też przez oddziaływanie 
z innymi białkami [37]. Aktywacja kinazy PAK1, 
w wyniku inkubacji komórek raka gruczołu piersiowego TMX2–28 (wariant linii MCF-7 charakteryzujący się dużą inwazyjnością) z PRL, prowadzi do zwiększenia ich inwazyjności [69]. Inwazyjność komórek raka gruczołu piersiowego po stymulacji PRL może być regulowana przez PAK1 wskutek fosforylacji filaminy A (białko oddziałujące z aktyną) oraz przez udział PAK1 w modyfikacji kompleksów adhezyjnych [37, 38]. Dalsze doświadczenia tej grupy badawczej ujawniają, że inwazyjność linii komórkowych raka gruczołu piersiowego może być również regulowana poprzez fosforylację kortaktyny, białka biorącego udział w organizacji cytoszkieletu [38]. Wykazano, iż w fosforylacji tego białka uczestniczy kinaza Src [38].

Badania potwierdzające udział PRLR w procesie przerzutowania raka gruczołu piersiowego zostały też przeprowadzone przez innych badaczy [77]. Wykazano, że wysoka ekspresja PRLR w komórkach raka gruczołu piersiowego związana jest z szybszym czasem powstania przerzutów do kości [77].

Najnowsze badania Talati i wsp. wskazują, że Stat5a/b w komórkach raka stercza jest również odpowiedzialny za inicjowanie przejścia EMT [79]. Wykazano, że nadekspresja aktywnej krótkiej izoformy PRLR – ΔS2 S1b w komórkach linii PC-3 obniża ich zdolność do migracji [43]. Stosowanie antagonistów PRLR oraz zahamowanie funkcji cząsteczek aktywowanych w wyniku pobudzenia PRLR przez prolaktynę wydaje się dobrym celem terapeutycznym w raku stercza [22, 49].

Abdelbaset-Ismail i wsp. opisują ekspresję PRLR w grupie tylko ośmiu pacjentów z NSCLC oraz w wybranych liniach komórkowych NSCLC i SCLC [2]. Stymulacja linii komórkowych CRL 2062 i CRL 5853 prolaktyną zwiększała potencjał proliferacyjny komórek. Inkubacja z różnymi stężeniami PRL powodowała wzrost inwazyjności komórek w zależności od zastosowanych stężeń hormonu i typu badanych linii komórkowych [2]. W przypadku linii A549, stopień inwazji był proporcjonalny do zastosowanego stężenia PRL [2]. W linii HTB177 nie stwierdzono takiej zależności [2].

PODSUMOWANIE

Ludzka prolaktyna oraz receptor prolaktyny biorą udział w regulacji wielu prawidłowych procesów zachodzących w organizmie. Obecnie, większość badaczy skupia się jednak na zrozumieniu ich roli w procesie kancerogenezy. Dotychczasowe dane literaturowe wskazują, że PRL i jej receptor mogą działać w dwojaki sposób. 
W przypadku raka gruczołu piersiowego, wykazują działanie promujące proces nowotworzenia, ale mogą również działać hamująco na progresję guza i być pozytywnymi czynnikami prognostycznymi. Natomiast w raku stercza i płuca, prolaktyna wydaje się działać stymulująco na ich rozwój. Brak spójnych danych eksperymentalnych zachęca do dalszych badań nad prolaktyną i jej receptorem PRLR stanowiącym potencjalny cel terapeutyczny.

Przypisy

• 1. Abbvie. https://www.abbvie.com/our-science/pipeline/abbv-176.html (26.11.2018)
  Google Scholar
• 2. Abdelbaset-Ismail A., Pedziwiatr D., Schneider G., Niklinski J., Charkiewicz R., Moniuszko M., Kucia M., Ratajczak M.Z.: Pituitary sex hormones enhance the pro metastatic potential of human lung cancer cells by downregulating the intracellular expression of heme oxygenase. Int. J. Oncol., 2017; 50: 317-328
  Google Scholar
• 3. Agarwal N., Machiels J.P., Suárez C., Lewis N., Higgins M., Wisinski K., Awada A., Maur M., Stein M., Hwang A., Mosher R., Wasserman E., Wu G., Zhang H., Zieba R. i wsp.: Phase I study of the prolactin receptor antagonist LFA102 in metastatic breast and castration-resistant prostate cancer. Oncologist, 2016; 21: 535-536
  Google Scholar
• 4. Andreev J., Thambi N., Perez Bay A.E., Delfino F., Martin J., Kelly M.P., Kirshner J.R., Rafique A., Kunz A., Nittoli T., MacDonald D., Daly C., Olson W., Thurston G.: Bispecific antibodies and antibody–drug conjugates (ADCs) bridging HER2 and prolactin receptor improve efficacy of HER2 ADCs. Mol. Cancer Ther., 2017; 16: 681-693
  Google Scholar
• 5. Basu A., Seth S., Chauhan A.K., Bansal N., Arora K., Mahaur A.: Comparative study of tumor markers in patients with colorectal carcinoma before and after chemotherapy. Ann. Transl. Med., 2016; 4: 71
  Google Scholar
• 6. Baza NCBI: PRL prolactin [Homo sapiens (human)] https://www.ncbi.nlm.nih.gov/gene/5617 (22.08.2018)
  Google Scholar
• 7. Ben-Jonathan N., Hugo E.: Prolactin (PRL) in adipose tissue: Regulation and functions. W: Recent Advances in Prolactin Research, Advances in Experimental Medicine and Biology, t. 846. red.: M. Diakonova, Springer Int, 2015, 1-35
  Google Scholar
• 8. Ben-Jonathan N., LaPensee C.R., LaPensee E.W.: What can we learn from rodents about prolactin in humans? Endocr. Rev., 2008; 29: 1-41
  Google Scholar
• 9. Bhatavdekar J.M., Patel D.D., Vora H.H., Shah N.G., Chikhlikar P.R., Ghosh N.: Prolactin as a local growth promoter in patients with locally advanced tongue cancer: GCRI experience. Head Neck, 2000; 22: 257-264
  Google Scholar
• 10. Binart N.: Prolactin. W: The Pituitary. red.: S. Melmed, t. 5. Academic Press Elsevier, 2017, 129-161
  Google Scholar
• 11. Brockman J.L., Schroeder M.D., Schuler L.A.: PRL activates the cyclin D1 promoter via the Jak2/Stat pathway. Mol. Endocrinol., 2002; 16: 774-784
  Google Scholar
• 12. Bukowska A., Pepłońska B.: Praca w nocy a prolaktyna jako czynnik ryzyka raka piersi. Med. Pr., 2013; 64: 245-257
  Google Scholar
• 13. Caponnetto S., Iannantuono G., Barchiesi G., Magri V., Gelibter A., Cortesi E.: Prolactin as a potential early predictive factor in metastatic non-small cell lung cancer patients treated with nivolumab. Oncology, 2017; 93: 62-66
  Google Scholar
• 14. Clapp C., Aranda J., Gonzales C., Jeziorski M.C., Martínez de la Escalera G.: Vasoinhibins: endogenous regulators of angiogenesis and vascular function. Trends Endocrinol. Metab., 2006; 17: 301-307
  Google Scholar
• 15. Clapp C., Thebault S., Macotela Y., Moreno-Carranza B., Triebel J., Martínez de la Escalera G.: Regulation of blood vessels by prolactin and vasoinhibins. Adv. Exp. Med. Biol., 2015; 846: 83-95
  Google Scholar
• 16. Clinical Trials. A Study Evaluating the Safety, Pharmacokinetics and Anti-Tumor Activity of ABBV-176 in Subjects With Advanced Solid Tumors Likely to Express Prolactin Receptor (PRLR). https://clinicaltrials.gov/ct2/show/NCT03145909?term=prlr&cond=cancer&rank=1 (26.11.2018)
  Google Scholar
• 17. Clinical Trials. Cabergoline in Metastatic Breast Cancer. https://clinicaltrials.gov/ct2/show/NCT01730729?term=prolactin&cond=cancer&rank=4 (26.11.2018)
  Google Scholar
• 18. Clinical Trials. Copanlisib (BAY 80-6946) in Combination With Gemcitabine and Cisplatin in Advanced Cholangiocarcinoma. https://clinicaltrials.gov/ct2/show/NCT02631590 (26.11.2018)
  Google Scholar
• 19. Clinical Trials. Phase I Study of LFA102 in Patients With Prolactin Receptor-positive Castration-resistant Prostate Cancer or Prolactin Receptor-positive Metastatic Breast Cancer. https://clinicaltrials.gov/ct2/show/NCT01338831?term=prlr&cond=cancer&rank=2 (26.11.2018)
  Google Scholar
• 20. Clinical Trials. PI3K Inhibitor BKM120, Carboplatin, and Pemetrexed Disodium in Treating Patients With Stage IV Non-Small Cell Lung Cancer. https://clinicaltrials.gov/ct2/show/NCT01723800?term=pi3k+inhibitor&cond=cancer&rank=1 (26.11.2018)
  Google Scholar
• 21. Clinical Trials. Study of Prolanta™ in Recurrent or Persistent Epithelial Ovarian Cancer (ProlantaOC). https://clinicaltrials.gov/ct2/show/NCT02534922?term=prlr&cond=cancer&rank=3 (26.11.2018)
  Google Scholar
• 22. Dagvadorj A., Collins S., Jomain J.B., Abdulghani J., Karras J., Zellweger T., Li H., Nurmi M., Alanen K., Mirtti T., Visakorpi T., Bubendorf L., Goffin V., Nevalainen M.T.: Autocrine prolactin promotes prostate cancer cell growth via Janus kinase-2-signal transducer and activator of transcription-5a/b signaling pathway. Endocrinology, 2007; 148: 3089-3101
  Google Scholar
• 23. Dagvadorj A., Kirken R.A., Leiby B., Karras J., Nevalainen M.T.: Transcription factor signal transducer and activator of transcription 5 promotes growth of human prostate cancer cells in vivo. Clin. Cancer Res., 2008; 14: 1317-1324
  Google Scholar
• 24. Damaghi M., Wojtkowiak J.W., Gillies R.J.: pH sensing and regulation in cancer. Front. Physiol., 2013; 4: 370
  Google Scholar
• 25. Damiano J.S., Rendahl K.G., Karim C., Embry M.G., Ghoddusi M., Holash J., Fanidi A., Abrams T.J., Abraham J.A.: Neutralization of prolactin receptor function by monoclonal antibody LFA102, a novel potential therapeutic for the treatment of breast cancer. Mol. Cancer Ther., 2013; 12: 295-305
  Google Scholar
• 26. Damiano J.S., Wasserman E.: Molecular pathways: Blockade of the PRLR signaling pathway as a novel antihormonal approach for the treatment of breast and prostate cancer. Clin. Cancer Res., 2013; 19: 1644-1650
  Google Scholar
• 27. Duarte M.F., Luis C., Baylina P., Faria M.I., Fernandes R., La Fuente J.M.: Clinical and metabolic implications of obesity in prostate cancer: is testosterone a missing link? Aging Male, 2018; 24: 1-13
  Google Scholar
• 28. Freeman M.E., Kanyicska B., Lerant A., Nagy G.: Prolactin: structure, function, and regulation of secretion. Physiol. Rev., 2000; 80: 1523-1631
  Google Scholar
• 29. Gadd S.L., Clevenger C.V.: Ligand-independent dimerization of the human prolactin receptor isoforms: Functional implications. Mol. Endocrinol., 2006; 20: 2734-2746
  Google Scholar
• 30. Ginsburg E., Alexander S., Lieber S., Tarplin S., Jenkins L., Pang L., Heger C.D., Goldsmith P., Vonderhaar B.K.: Characterization of ductal and lobular breast carcinomas using novel prolactin receptor isoform specific antibodies. BMC Cancer, 2010; 10: 678
  Google Scholar
• 31. Ginsburg E., Vonderhaar B.K.: Prolactin synthesis and secretion by human breast cancer cells. Cancer Res., 1995; 55: 2591-2595
  Google Scholar
• 32. Goffin V., Touraine P.: The prolactin receptor as a therapeutic target in human diseases: browsing new potential indications. Expert Opin. Ther. Targets, 2015; 19: 1229-1244
  Google Scholar
• 33. Goffin V., Touraine P., Pichard C., Bernichtein S., Kelly P.A.: Should prolactin be reconsidered as a therapeutic target in human breast cancer? Mol. Cell. Endocrinol., 1999; 151: 79-87
  Google Scholar
• 34. Grabarska A., Łuszczki J.J., Nowosadzka E., Gumbarewicz E., Jeleniewicz W., Dmoszynska-Graniczka M., Kowalczuk K., Kupisz K., Polberg K., Stepulak A.: Histone deacetylase inhibitor SAHA as potential targeted therapy agent for larynx cancer cells. J. Cancer, 2017; 8: 19-28
  Google Scholar
• 35. Green J.E., Shibata M.A., Yoshidome K., Liu M.L., Jorcyk C., Anver M.R., Wigginton J., Wiltrout R., Shibata E., Kaczmarczyk S., Wang W., Liu Z.Y., Calvo A., Couldrey C.: The C3(1)/SV40 T-antigen transgenic mouse model of mammary cancer : ductal epithelial cell targeting with multistage progression to carcinoma. Oncogene, 2000; 19: 1020-1027
  Google Scholar
• 36. Hachim I.Y., Hachim M.Y., Lopez V.M., Lebrun J.J., Ali S.: Prolactin receptor expression is an independent favorable prognostic marker in human breast cancer. Appl. Immunohistochem. Mol. Morphol., 2016; 24: 238-245
  Google Scholar
• 37. Hammer A., Diakonova M.: Tyrosyl phosphorylated serine-threonine kinase PAK1 is a novel regulator of prolactin-dependent breast cancer cell motility and invasion. Adv. Exp. Med. Biol., 2015; 846: 97-137
  Google Scholar
• 38. Hammer A., Laghate S., Diakonova M.: Src tyrosyl phosphorylates cortactin in response to prolactin. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2015; 463: 644-649
  Google Scholar
• 39. Hankinson S.E., Willett W.C., Michaud D.S., Manson J.E., Colditz G.A., Longcope C., Rosner B., Speizer F.E.: Plasma prolactin levels and subsequent risk of breast cancer in postmenopausal women. J. Natl. Cancer Inst., 1999; 91: 629-634
  Google Scholar
• 40. Harbaum L., Pollheimer M.J., Bauernhofer T., Kornprat P., Lindtner R.A., Schlemmer A., Rehak P., Langner C.: Clinicopathological significance of prolactin receptor expression in colorectal carcinoma and corresponding metastases. Mod. Pathol., 2010; 23: 961-971
  Google Scholar
• 41. Hennighausen L., Robinson G.W., Wagner K.U., Liu W.: Prolactin signaling in mammary gland development. J. Biol. Chem., 1997; 272: 7567-7569
  Google Scholar
• 42. Howell S.J., Anderson E., Hunter T., Farnie G., Clarke R.B.: Prolactin receptor antagonism reduces the clonogenic capacity of breast cancer cells and potentiates doxorubicin and paclitaxel cytotoxicity. Breast Cancer Res., 2008; 10: R68
  Google Scholar
• 43. Huang K.T., Walker A.M.: Long term increased expression of the short form 1b prolactin receptor in PC-3 human prostate cancer cells decreases cell growth and migration, and causes multiple changes in gene expression consistent with reduced invasive capacity. Prostate, 2010; 70: 37-47
  Google Scholar
• 44. Hudson A.L., Colvin E.K.: Transgenic mouse models of SV40-induced cancer. ILAR J., 2016; 57: 44-54
  Google Scholar
• 45. Kałużny M., Bolanowski M.: Hiperprolaktynemia: przyczyny, objawy kliniczne i możliwości terapeutyczne. Postępy Hig. Med. Dośw., 2005; 59: 20-27
  Google Scholar
• 46. LaPensee E.W., Schwemberger S.J., LaPensee C.R., Bahassi E.M., Afton S.E., Ben-Jonathan N.: Prolactin confers resistance against cisplatin in breast cancer cells by activating glutathione-S-transferase. Carcinogenesis, 2009; 30: 1298-1304
  Google Scholar
• 47. Le Bescont A., Vitte A.L., Debernardi A., Curtet S., Buchou T., Vayr J., de Reynies A., Ito A., Guardiola P., Brambilla C., Yoshida M., Brambilla E., Rousseaux S., Khochbin S.: Receptor-independent ectopic activity of prolactin predicts aggressive lung tumors and indicates HDACi-based therapeutic strategies. Antioxid. Redox Signal., 2015; 23: 1-14
  Google Scholar
• 48. Levina V.V., Nolen B., Su Y., Godwin A.K., Fishman D., Liu J., Mor G., Maxwell L.G., Herberman R.B., Szczepanski M.J., Szajnik M.E., Gorelik E., Lokshin A.E.: Biological significance of prolactin in gynecologic cancers. Cancer Res., 2009; 69: 5226-5233
  Google Scholar
• 49. Liao Z., Nevalainen M.T.: Targeting transcription factor Stat5a/b as a therapeutic strategy for prostate cancer. Am. J. Transl. Res., 2011; 3: 133-138
  Google Scholar
• 50. Liu N., Rowley B.R., Bull C.O., Schneider C., Haegebarth A., Schatz C.A., Fracasso P.R., Wilkie D.P., Hentemann M., Wilhelm S.M., Scott W.J., Mumberg D., Ziegelbauer K.: BAY 80-6946 is a highly selective intravenous PI3K inhibitor with potent p110α and p110δ activities in tumor cell lines and xenograft models. Mol. Cancer Ther., 2013; 12: 2319-2330
  Google Scholar
• 51. López-Ozuna V.M., Hachim I.Y., Hachim M.Y., Lebrun J.J., Ali S.: Prolactin pro-differentiation pathway in triple negative breast cancer: impact on prognosis and potential therapy. Sci. Rep., 2016; 6: 30934
  Google Scholar
• 52. Mahboob S., Ahn S.B., Cheruku H.R., Cantor D., Rennel E., Fredriksson S., Edfeldt G., Breen E.J., Khan A., Mohamedali A., Muktadir M.G., Ranganathan S., Tan S.H., Nice E., Baker M.S.: A novel multiplexed immunoassay identifies CEA, IL-8 and prolactin as prospective markers for Dukes’ stages A-D colorectal cancers. Clin. Proteomics, 2015; 12: 1-12
  Google Scholar
• 53. Maroulakou I.G., Anver M., Garrett L., Green J.E.: Prostate and mammary adenocarcinoma in transgenic mice carrying a rat C3(1) simian virus 40 large tumor antigen fusion gene. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1994; 91: 11236-11240
  Google Scholar
• 54. Meng J., Tsai-Morris C.H., Dufau M.L.: Human prolactin receptor variants in breast cancer: Low ratio of short forms to the long-form human prolactin receptor associated with mammary carcinoma. Cancer Res., 2004; 64: 5677-5682
  Google Scholar
• 55. Neradugomma N.K., Subramaniam D., Tawfik O.W., Goffin V., Kumar T.R., Jensen R.A., Anant S.: Prolactin signaling enhances colon cancer stemness by modulating Notch signaling in a Jak2-STAT3/ERK manner. Carcinogenesis, 2014; 35: 795-806
  Google Scholar
• 56. Nitze L.M., Galsgaard E.D., Din N., Lund V.L., Rasmussen B.B., Berchtold M.W., Christensen L., Panina S.: Reevaluation of the proposed autocrine proliferative function of prolactin in breast cancer. Breast Cancer Res. Treat., 2013; 142: 31-44
  Google Scholar
• 57. Nolen B.M., Langmead C.J., Choi S., Lomakin A., Marrangoni A., Bigbee W.L., Weissfeld J.L., Wilson D.O., Dacic S., Siegfried J.M., Lokshin A.E.: Serum biomarker profiles as diagnostic tools in lung cancer. Cancer Biomark., 2012; 10: 3-12
  Google Scholar
• 58. Nouhi Z., Chughtai N., Hartley S., Cocolakis E., Lebrun J.J., Ali S.: Defining the role of prolactin as an invasion suppressor hormone in breast cancer cells. Cancer Res., 2006; 66: 1824-1832
  Google Scholar
• 59. Oakes S.R., Robertson F.G., Kench J.G., Gardiner-Garden M., Wand M.P., Green J.E., Ormandy C.J.: Loss of mammary epithelial prolactin receptor delays tumor formation by reducing cell proliferation in low-grade preinvasive lesions. Oncogene, 2007; 26: 543-553
  Google Scholar
• 60. Parada-Turska J., Targońska-Stępniak B., Majdan M.: Prolaktyna w układowych chorobach tkanki łącznej. Postępy Hig. Med. Dośw., 2006; 60: 278-285
  Google Scholar
• 61. Peck A.R., Witkiewicz A.K., Liu C., Klimowicz A.C., Stringer G.A., Pequignot E., Freydin B., Yang N., Ertel A., Tran T.H., Girondo M.A., Rosenberg A.L., Hooke J.A., Kovatich A.J., Shriver C.D. i wsp.: Low levels of Stat5a protein in breast cancer are associated with tumor progression and unfavorable clinical outcomes. Breast Cancer Res., 2012; 14: R130
  Google Scholar
• 62. Peirce S.K., Chen W.Y.: Quantification of prolactin receptor mRNA in multiple human tissues and cancer cell lines by real time RT-PCR. J. Endocrinol., 2001; 171: R1-R4
  Google Scholar
• 63. Peirce S.K., Chen W.Y.: Human prolactin and its antagonist, hPRL-G129R, regulate bax and bcl-2 gene expression in human breast cancer cells and transgenic mice. Oncogene, 2004; 23: 1248-1255
  Google Scholar
• 64. Perotti C., Liu R., Parusel C.T., Böcher N., Schultz J., Bork P., Pfitzner E., Groner B., Shemanko C.S.: Heat shock protein-90-alpha, a prolactin-STAT5 target gene identified in breast cancer cells, is involved in apoptosis regulation. Breast Cancer Res., 2008; 10: R94
  Google Scholar
• 65. Plotnikov A., Varghese B., Tran T.H., Liu C., Rui H., Fuchs S.Y.: Impaired turnover of prolactin receptor contributes to transformation of human breast cells. Cancer Res., 2009; 69: 3165-3172
  Google Scholar
• 66. Ramot Y., Bíró T., Tiede S., Tóth B.I., Langan E.A., Sugawara K., Foitzik K., Ingber A., Goffin V., Langbein L., Paus R.: Prolactin – a novel neuroendocrine regulator of human keratin expression in situ. FASEB J., 2010; 24: 1768-1779
  Google Scholar
• 67. Reuwer A.Q., Nowak-Sliwinska P., Mans L.A., Van Der Loos C.M., Von Der Thüsen J.H., Twickler M.T., Spek C.A., Goffin V., Griffioen A.W., Borensztajn K.S.: Functional consequences of prolactin signalling in endothelial cells: a potential link with angiogenesis in pathophysiology? J. Cell. Mol. Med., 2012; 16: 2035-2048
  Google Scholar
• 68. Reynolds C., Montone K.T., Powell C.M., Tomaszewski J.E., Clevenger C.V: Expression of prolactin and its receptor in human breast carcinoma. Endocrinology, 1997; 138: 5555-5560
  Google Scholar
• 69. Rider L., Oladimeji P., Diakonova M.: PAK1 regulates breast cancer cell invasion through secretion of matrix metalloproteinases in response to prolactin and three-dimensional collagen IV. Mol. Endocrinol., 2013; 27: 1048-1064
  Google Scholar
• 70. Rose-Hellekant T., Arendt L.M., Schroeder M.D., Gilchrist K., Sandgren E.P., Schuler L.A.: Prolactin induces ER alpha-positive and ER alpha-negative mammary cancer in transgenic mice. Oncogene, 2003; 22: 4664-4674
  Google Scholar
• 71. Seder C.W., Arndt A.T., Jordano L., Basu S., Fhied C.L., Sayidine S., Chmielewski G.W., Gallo K., Liptay M.J., Borgia J.A.: Serum biomarkers may prognosticate recurrence in node-negative, non-small cell lung cancers less than 4 centimeters. Ann. Thorac. Surg., 2017; 104: 1637-1643
  Google Scholar
• 72. Seipel A.H., Samaratunga H., Delahunt B., Wiklund P., Clements M., Egevad L.: Immunohistochemistry of ductal adenocarcinoma of the prostate and adenocarcinomas of non-prostatic origin: a comparative study. Acta Pathol. Microbiol. Immunol. Scand., 2016; 124: 263-270
  Google Scholar
• 73. Shemanko C.S.: Mammary epithelial stem and progenitor cells and the prolactin pathway. Front. Biosci., 2008; 13: 3940-3950
  Google Scholar
• 74. Shibata M.A., Jorcyk C.L., Liu M.L., Yoshidome K., Gold L.G., Green J.E.: The C3(1)/SV40 T antigen transgenic mouse model of prostate and mammary cancer. Toxicol. Pathol., 1998; 26: 177-182
  Google Scholar
• 75. Skałba W., Lemm M., Witek A.: Rola przysadkowej i pozaprzysadkowej prolaktyny w rozrodzie i onkologii. Ann. Acad. Med. Siles., 2016; 70: 46-50
  Google Scholar
• 76. Sustarsic E.G., Junnila R.K., Kopchick J.J.: Human metastatic melanoma cell lines express high levels of growth hormone receptor and respond to GH treatment. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2013; 441: 144-150
  Google Scholar
• 77. Sutherland A., Forsyth A., Cong Y., Grant L., Juan T.H., Lee J.K., Klimowicz A., Petrillo S.K., Hu J., Chan A., Boutillon F., Goffin V., Egan C., Tang P.A., Cai L. i wsp.: The role of prolactin in bone metastasis and breast cancer cell-mediated osteoclast differentiation. J. Natl. Cancer Inst., 2016; 108: djv338
  Google Scholar
• 78. Swietach P., Vaughan-Jones R.D., Harris A.L.: Regulation of tumor pH and the role of carbonic anhydrase 9. Cancer Metastasis Rev, 2007; 26: 299-310
  Google Scholar
• 79. Talati P.G., Gu L., Ellsworth E.M., Girondo M.A., Trerotola M., Hoang D.T., Leiby B., Dagvadorj A., McCue P.A., Lallas C.D., Trabulsi E.J., Gomella L., Aplin A.E., Languino L., Fatatis A. i wsp.: Jak2-Stat5a/b signaling induces epithelial-to-mesenchymal transition and stem-like cell properties in prostate cancer. Am. J. Pathol., 2015; 185: 2505-2522
  Google Scholar
• 80. Thomas L.N., Merrimen J., Bell D.G., Rendon R., Too C.K.: Prolactin- and testosterone-induced carboxypeptidase-D correlates with increased nitrotyrosines and Ki67 in prostate cancer. Prostate, 2015; 75: 1726-1736
  Google Scholar
• 81. Thomas L.N., Morehouse T.J., Too C.K.: Testosterone and prolactin increase carboxypeptidase-D and nitric oxide levels to promote survival of prostate cancer cells. Prostate, 2012; 72: 450-460
  Google Scholar
• 82. Tomblyn S., Springs A.E., Langenheim J.F., Chen W.Y.: Combination therapy using three novel prolactin receptor antagonist-based fusion proteins effectively inhibits tumor recurrence and metastasis in HER2/neu transgenic mice. Int. J. Oncol., 2009; 34: 1139-1146
  Google Scholar
• 83. Triebel J., Bertsch T., Bollheimer C., Rios-Barrera D., Pearce C.F., Hüfner M., Martínez de la Escalera G., Clapp C.: Principles of the prolactin/vasoinhibin axis. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol., 2015; 309: R1193-R1203
  Google Scholar
• 84. Urbaniak A., Jabłońska K., Podhorska-Okołów M., Ugorski M., Dzięgiel P.: Prolactin-induced protein (PIP)-characterization and role in breast cancer progression. Am. J. Cancer Res., 2018; 8: 2150-2164
  Google Scholar
• 85. Utama F.E., Tran T.H., Ryder A., LeBaron M.J., Parlow A.F., Rui H.: Insensitivity of human prolactin receptors to nonhuman prolactins: Relevance for experimental modeling of prolactin receptor-expressing human cells. Endocrinology, 2009; 150: 1782-1790
  Google Scholar
• 86. Warburg O., Wind F., Negelein E.: The metabolism of tumors in the body. J. Gen. Physiol., 1927; 8: 519-530
  Google Scholar
• 87. Yang N., Liu C., Peck A.R., Girondo M.A., Yanac A.F., Tran T.H., Utama F.E., Tanaka T., Freydin B., Chervoneva I., Hyslop T., Kovatich A.J., Hooke J.A., Shriver C.D., Rui H.: Prolactin-Stat5 signaling in breast cancer is potently disrupted by acidosis within the tumor microenvironment. Breast Cancer Res., 2013; 15: R73
  Google Scholar
• 88. Yonezawa T., Chen K.H., Ghosh M.K., Rivera L., Dill R., Ma L., Villa P.A., Kawaminami M., Walker A.M.: Anti-metastatic outcome of isoform-specific prolactin receptor targeting in breast cancer. Cancer Lett., 2015; 366: 84-92
  Google Scholar
• 89. Zhornitsky S., Johnson T.A., Metz L.M., Weiss S., Yong V.W.: Prolactin in combination with interferon-β reduces disease severity in an animal model of multiple sclerosis. J. Neuroinflammation, 2015; 12: 55
  Google Scholar

Pełna treść artykułu