Patomechanizm zakażeń dróg moczowych wywoływanych przez uropatogenne szczepy E. coli
Beata Zalewska-Piątek 1 , Rafał Piątek 1 , Beata Krawczyk 1 , Marcin Olszewski 1Streszczenie
Zakażenia układu moczowego (ZUM) to jedne z najczęstszych i najbardziej powszechnych infekcji bakteryjnych, dotykających każdego roku nawet 150 milionów ludzi na świecie. Problem z tego typu infekcjami wynika z przewlekłości choroby, nawrotów i wzrastającej lekooporności powodujących je patogenów. Uropatogenne szczepy E. coli (UPEC) są głównym czynnikiem przyczynowym ZUM. Bakterie tej grupy zawierają wiele czynników adhezyjnych umiejscowionych na powierzchni ich komórek, które odpowiadają za wstępny etap bakteryjnej adherencji i kolonizację dróg moczowych. Spośród UPEC najbardziej rozpowszechnione są monoadhezyjne pile typu 1 i P oraz poliadhezyny rodziny Dr, których biogeneza odbywa się według zakonserwowanego systemu sekrecji typu „chaperone-usher” (CUP). Poza czynnikami urowirulencji, szczepy UPEC wykształciły wiele mechanizmów istotnych w patogenezie ZUM i umożliwiających im przetrwanie w środowisku dróg moczowych (adhezja, inwazja, formowanie wewnątrzkomórkowych agregatów i wyciszonych rezerwuarów bakteryjnych, filamentacja bakterii, oporność na antybiotyki). Powszechnie stosowana terapia antybiotykowa wydaje się bardzo skuteczna w kontrolowaniu i terapii ZUM, jednak narastająca wielolekooporność szczepów bakteryjnych, jak i bardzo częste nawroty zakażeń, są podstawą rozwoju alternatywnych form terapeutycznych i strategii prewencyjnych.
WPROWADZENIE
Zakażenia układu moczowego (ZUM) to jedne z najczęściej występujących infekcji bakteryjnych u ludzi. Każdego roku na całym świecie odnotowuje się 150 mln przypadków zachorowań na ZUM [9, 102]. W Stanach Zjednoczonych z tego typu infekcjami corocznie boryka się nawet 11 mln osób (głównie kobiet, w różnych grupach wiekowych) [26, 27, 103]. W Polsce ZUM jest drugim typem zakażeń bakteryjnych występujących u ludzi, bezpośrednio po infekcjach dróg oddechowych [15]. Nawroty zakażeń i wzrastająca lekooporność uropatogenów zdecydowanie zwiększają koszty ekonomiczne, ponoszone corocznie z budżetów państwowych, zarówno na zwalczanie ZUM, jak i komplikacji im towarzyszących (odmiedniczkowe zapalenie nerek wraz z sepsą, uszkodzenie nerek u małych dzieci, przedwczesne porody, oporność na antybiotyki w efekcie ich nadużywania, czy Clostridium difficile-zależne zapalenie jelita grubego). ZUM to również ważna przyczyna zachorowalności niemowląt płci męskiej, starszych mężczyzn, jak również osób wykazujących wady anatomiczne (czy inne zaburzenia) układu moczowo-płciowego i tych wymagających długotrwałego cewnikowania (szczególnie u pacjentów z uszkodzeniem rdzenia kręgowego i osób ubezwłasnowolnionych w domach opieki) [24, 25, 26, 27, 103].
EPIDEMIOLOGIA ZUM
Klasyfikacja i czynniki etiologiczne ZUM
Pod kątem klinicznym, ZUM są rozróżniane jako infekcje niepowikłane (pierwotne) i powikłane (wtórne). Niepowikłane ZUM dotyczą ogólnie tzw. osób zdrowych, niewykazujących żadnych zaburzeń strukturalnych (anatomicznych) neurologicznych i fizjologicznych w obrębie układu moczowo-płciowego. Tego typu infekcje obejmują zarówno dolne (zapalenie cewki moczowej, urethritis, zapalenie pęcherza moczowego, cystitis) jak i górne drogi moczowe (odmiedniczkowe zapalenie nerek, pyelonephritis) i dotyczą kobiet, małych dzieci i osób starszych. Diagnozowane są na podstawie obecności bakterii w moczu (bakteriuria) z objawami towarzyszącymi [40, 42, 75]. Natomiast powikłane ZUM, są związane z czynnikami wpływającymi zarówno na drogi moczowe, jak i mechanizmy obronne danego organizmu (przeszkody uniemożliwiające odpływ moczu i powodujące jego zatrzymywanie), których przyczyną mogą być choroby neurologiczne, wady urologiczne powodujące odpływ wsteczny pęcherzowo-moczowodowy (vesicoureteral reflux), immunosupresja, długotrwała ekspozycja na antybiotyki, uszkodzenia nerek, transplantacja nerek, ciąża, obecność ciał obcych w organizmie typu kamica, cewniki stałe, urządzenia odwadniające [59, 61]. W Stanach Zjednoczonych 70-80% skomplikowanych ZUM dotyczy pacjentów poddanych stałemu cewnikowaniu. W tej grupie osób odnotowuje się średnio 1 mln przypadków zachorowań w ciągu roku [26, 62]. CAUTIs mogą występować jako zakażenia objawowe i bezobjawowe, w równym stopniu dotyczące kobiet i mężczyzn (zwłaszcza w podeszłym wieku, chorych na cukrzycę i cewnikowanych długotrwale) [14]. Czas cewnikowania wpływa na wzrost ryzyka zakażenia bakteryjnego (ryzyko rozwoju objawowego CAUTI na poziomie 3-7% w ciągu jednego dnia cewnikowania) i jest związane z detekcją bakterii w moczu (bakteriuria). Częstsza asymptomatyczna (bezobjawowa) postać CAUTI może spowodować bardzo groźne powikłania, włączając bakteriemię, urosepsę, a nawet zgon [14, 62].
ZUM są spowodowane przez różne czynniki etiologiczne – bakterie, wirusy, grzyby, pierwotniaki. Najbardziej jednak rozpowszechnioną grupą są patogeny bakteryjne, zarówno Gram-ujemne, jak i Gram-dodatnie oraz grzyby (głównie Candida spp.). Uropatogenne szczepy E. coli (uropathogenic E. coli, UPEC) reprezentują dominujący czynnik etiologiczny zakażeń zewnątrzszpitalnych (80-90% zarejestrowanych przypadków) wewnątrzszpitalnych (izolowane w około 50% przypadków) i nawrotów zachorowań (70% odnotowanych przypadków). Poza UPEC, które są główną przyczyną niepowikłanych (75-85%) i powikłanych ZUM (50-65% przypadków) najbardziej powszechne w tego typu infekcjach są gatunki Klebsiella pneumoniae, Staphylococcus saprophyticus, Enterococcus faecalis, grupa B Streptococcus, Proteus mirabilis, Pseudomonas aeruginosa i Staphylococcus aureus [24, 27, 46, 51, 59, 75, 89]. Na podstawie dostępnych danych można stwierdzić, że w 95% przypadków ZUM są skutkiem infekcji spowodowanej przez pojedynczy szczep bakteryjny, a 5% to zakażenia wielobakteryjne (związane z obecnością różnych gatunków bakterii) Większość ZUM jest związana z kolonizacją okolic cewki moczowej przez uropatogeny jelitowe, które swoim zasiągiem obejmują również pęcherz (tabela 1) [27, 89].
| Czynnik etiologiczny ZUM | Częstość występowania infekcji [%] | |
| ZUM niepowikłane | ZUM powikłane | |
| Escherichia coli | 75-85 | 50-65 |
| Proteus mirabilis | 1-4 | 1-10 |
| Klebsiella pneumoniae | 6 | 8 |
| Enterobacter spp. | <1 | 2-10 |
| Pseudomonas aeruginosa | 6 | 2-19 |
| Staphylococcus saprofiticus | 6 | 1-4 |
| Staphylococcus aureus | 1 | 3 |
| Enterococcus spp. | 5 | 11 |
| Grupa B Streptococcus | 3 | 2 |
Tabela 1. Etiologia infekcji dróg moczowych wywołanych przez uropatogenne szczepy bakteryjne
Według [15, 24, 26, 27, 42, 46, 51, 89].
Analiza danych klinicznych i naukowych wykazuje, że infekcje dróg moczowych 4-6 razy częściej dotyczą kobiet, niż mężczyzn. Wynika to z budowy anatomicznej układu moczowo-płciowego u kobiet, w postaci krótszej cewki moczowej i mniejszej odległości od jelita i odbytu, co ułatwia patogenom bezpośrednią migrację do pęcherza moczowego i jego kolonizację. Szacuje się, że jedna na dwie kobiety doświadcza ZUM przynajmniej raz w życiu, a jedna na trzy kobiety przechodzi terapię antybiotykową z powodu ZUM przed ukończeniem 24 lat [25]. Prawie 20-30% kobiet, po inicjalnym epizodzie ZUM, narażonych jest na pojedynczy nawrót infekcji, w 4-6 miesięcy od zdiagnozowania infekcji pierwotnej, a 44% przechodzi nawrót infekcji w ciągu 1 roku (mimo stosowania właściwej terapii antybiotykowej i braku obecności bakterii w moczu) [27, 36]. Ponad 50% epizodów nawrotowych ostrego niepowikłanego zapalenia pęcherza moczowego jest spowodowanych przez ten sam szczep bakteryjny, który był przyczyną infekcji pierwotnej [27, 36, 91]. Dla porównania w przypadku małych dzieci, jedno na troje doświadczające ZUM przed ukończeniem pierwszego roku życia, będzie przechodzić nawrót infekcji w przeciągu 3 lat, a 18% w czasie 5 miesięcy [93]. Dodatkowe czynniki predysponujące kobiety do tego typu infekcji obejmują nieprawidłowości metaboliczne, wady anatomiczne układu moczowego, a także aktywność seksualną. W grupie wiekowej kobiet 18-40 lat obserwuje się częstszą infekcję pęcherza moczowego (75-90% zakażeń) określaną jako zapalenie pęcherza moczowego miodowego miesiąca. U starszych kobiet, w okresie około menopauzalnym, ze względu na zmianę gospodarki hormonalnej (wywołującej głównie obniżenie wytwarzania estrogenów) i redukcję naturalnej flory bakteryjnej w pochwie, również odnotowuje się zwiększoną zapadalność na ZUM. W porównaniu do kobiet, u mężczyzn częstość tego typu infekcji wyraźnie wzrasta wraz z wiekiem, przejawiając się u nich najczęściej jako zapalenie gruczołu krokowego (stanowiące bardzo poważny problem zdrowotny ze względu na trudności lecznicze i możliwe powikłania) [25, 27, 78, 92].
PATOGENEZA ZUM I GŁÓWNE CZYNNIKI UROWIRULENCJI
Główne czynniki patogenne kodowane przez UPEC – adhezyny, proteazy i toksyny
Wyróżnić można kilka grup bakteryjnych adhezyn, istotnych w rozpoznawaniu receptorów umiejscowionych na powierzchni nabłonka pęcherza (uroepitelium) i tropizmie tkankowym bakterii w obrębie dolnych i górnych dróg moczowych, inwazji tkanek gospodarza i tworzeniu biofilmu. Wiele Gram-ujemnych bakterii patogennych, włączając E. coli, Klebsiella spp., Proteus spp., Pseudomonas spp., Haemophilus spp., Salmonella spp. i Yersinia spp., może wytwarzać wysoce zakonserwowaną rodzinę adhezyn pilowych/fimbrialnych, których biogeneza zależy od systemu sekrecji typu periplazmatyczne białko opiekuńcze–białko zewnątrzbłonowe kanału (chaperone-usher pathway, CUP) [32, 83, 107, 109, 112, 114, 119]. Najbardziej rozpowszechnione układy adhezyjne (występujące w postaci powierzchniowych hetero- lub homoasocjatów białkowych, odpowiednio monoadhezyn i poliadhezyn) w obrębie UPEC są reprezentowane przez CUP pile typu P (operon pap), typu 1 (operon fim), fimbrie S (operon sfa) i F1C (operon foc) oraz rodzinę adhezyn Dr/Afa (operony dra/afa) tworzących fimbrie Dr lub afimbrialne otoczki białkowe Afa, opłaszczające komórki bakteryjne (tabela 2) [22, 52, 79, 82, 96, 115, 116, 119].
| Główne czynniki patogenne UPEC | Funkcja biologiczna | |
| Adhezyny systemu sekrecji CU | Pile typu 1 | Adherencja, inwazja, kolonizacja, tworzenie biofilmu |
| Pile typu P | Adherencja i kolonizacja | |
| Rodzina adhezyn Dr/Afa | Adherencja, inwazja, kolonizacja | |
| Fimbrie S | Adherencja, penetracja tkanek (stymulacja uwalniania enzymów litycznych) kolonizacja | |
| Fimbrie F1C | Adherencja, kolonizacja, tworzenie biofilmu | |
| Adhezyny autotransportujące | Ag43 | Autoagregacja bakterii, tworzenie biofilmu |
| Toksyny | HlyA | Liza komórek nabłonkowych, ułatwianie kolonizacji |
| CNF1 | Rearanżacja włókien aktynowych cytoszkieletu, stymulacja zmian morfologicznych błony komórkowej, zapobieganie apoptozie | |
| System sideroforów | Aerobaktyna | Wiązanie jonów żelaza niezbędnych do wzrostu bakterii |
| Yersiniabaktyna | ||
| Eneterobaktyna | ||
| Salmochelina | ||
Tabela 2. Dominujące czynniki patogenne szczepów E. coli odgrywające kluczową rolę w infekcjach dróg moczowych
Według [12, 21, 31, 64, 65, 73, 96]
Geny kodujące białka systemu sekrecji CU są umiejscowione w obrębie operonów bakteryjnych (na chromosomach i/lub plazmidach) o zakonserwowanej organizacji genetycznej [79, 119]. Dystrybucja operonów CUP w różnych izolatach UPEC nie jest równomierna. Oznacza to, że niektóre operony występują preferencyjnie w genomach szczepów uropatogennych, podczas gdy inne są identyfikowane tylko w niektórych szczepach. Zdarzają się jednak szczepy UPEC zawierające aż 9-17 kompletnych (pod względem zawartości genowej) CU operonów [114].
W obrębie scharakteryzowanych wyżej czynników adhezyjnych, pile typu 1 i P oraz adhezyny rodziny Dr tworzą grupę trzech najbardziej dominujących determinant urowirulentnych, charakterystycznych dla szczepów UPEC. Pile typu 1, przez oddziaływania z resztami mannozy, w receptorach glikoproteinowych (mannozylowanych uroplakin i α1β3 integryn) na powierzchni nabłonka (urotelium) pęcherza moczowego, są odpowiedzialne głównie za infekcje pęcherza, spowodowane przez szczepy E. coli [98, 101, 104]. Natomiast pile typu P, wykazujące powinowactwo do reszt Galα(1,4)Gal w obrębie warstwy glikolipidowej nabłonka dróg moczowych, w 9 na 10 przypadków, umożliwiają szczepom E. coli, wywoływanie odmiedniczkowego zapalenia nerek [21, 58, 86]. Powyższe monoadhezyny (składające się z włóknistego fibryllum i monomerycznego helikalnego rdzenia) w procesie interakcji ze swoistymi receptorami komórkowymi wykorzystują pojedyncze podjednostki adhezyjne, umiejscowione na szczycie fibryllum, odpowiednio FimH lub PapG (w przypadku pili typu 1 lub pili typu P) [43, 101, 119]. Adhezyna FimH, oprócz adherencji, indukuje również inwazję komórek nabłonkowych pęcherza przez szczepy E. coli. Zdolność szczepów E. coli wytwarzających pile typu 1 do inwazji komórek nabłonkowych pęcherza to najistotniejszy etap podczas rozwoju i utrzymywania się ZUM, w obrębie skolonizowanego organizmu. W przeciwieństwie do adhezyny FimH, pilowa adhezyna PapG nie pełni funkcji inicjatora bakteryjnej internalizacji [64]. W bakteryjnym zakażeniu nerek z udziałem szczepów UPEC, kolonizacja jest oparta o system wzajemnej komunikacji, występującej między pilami typu 1 i P (włączanie/wyłączanie ekspresji genów kodowanych przez operony fim/pap zależnie od presji środowiska zajmowanego przez bakterie i czasu infekcji). Działanie synergistyczne między tymi strukturami adhezyjnymi jest bardzo istotne dla bakterii inicjujących kolonizację, które są poddane działaniu stresu ścinającego (hydrodynamicznej siły ścinającej o wartości 0,17 dyne/cm2, co odpowiada 0,017 pN/µm2) generowanego przez przepływ filtratu w kanalikach proksymalnych nerki. Badania na żywym modelu zwierzęcym wskazują, że pile typu P pośredniczą w adherencji między bakteriami, a komórkami nabłonkowymi wyścielającymi kanaliki nerkowe, na wczesnym etapie bakteryjnej kolonizacji. Natomiast pile typu 1 odgrywają istotną rolę w indukowaniu powstawania wiązania między sąsiednimi komórkami bakteryjnymi i tworzeniu biofilmu, w środkowej części kanalika, na późniejszym etapie infekcji. Utworzone w ten sposób zagregowane społeczności bakteryjne kolonizujące kanalik nerkowy wpływają na filtrację nefronową i prowadzą do całkowitej utraty funkcji nefronu (w ciągu zaledwie 8 godzin od rozpoczęcia się zakażenia) [65]. Jak dotąd nie udało się precyzyjnie zdefiniować molekularnego mechanizmu umożliwiającego inwazję komórek nabłonkowych nerki przez szczepy UPEC. Wykonane badania potwierdzają istotną rolę pili typu 1, które przez współdziałanie ze składnikiem C3 układu dopełniacza i receptorem CD46 (swoistym dla składnika C3) mogą indukować inwazję bakteryjną do nerkowych komórek nabłonkowych. Ważne jest również to, że zinternalizowane komórki bakteryjne nie podlegają proliferacji w komórkach nabłonkowych i szybko rozprzestrzeniają się do śródmiąższu nerki, a następnie krwiobiegu. W procesie bakteryjnej translokacji przez komórki nabłonka nerek poza czynnikami komórkowymi (zależnie od gospodarza) biorą również udział różne czynniki adhezyjne, spośród których dominującą rolę odgrywają pile typu P współdziałające z pilami typu 1, rodzina adhezyn Dr/Afa i fimbrie S [60, 65].
Do trzeciej grupy czynników adhezyjnych kodowanych przez szczepy UPEC (E. coli Dr/Afa+) zaliczane są adhezyny rodziny Dr. Szczepy E. coli Dr/Afa+ wywołują infekcje dróg moczowych, głównie u kobiet i dzieci, w tym odmiedniczkowe zapalenie nerek (30% zachorowań), zapalenie pęcherza moczowego (30-50% przypadków), przewlekłe biegunki u dzieci i nawracające zakażenia u młodych kobiet (odpowiednio 10-15% i 50% przypadków) [33, 34, 35]. Szczepy te są szczególnym problemem kobiet ciężarnych; stwierdza się 40% przypadków występowania odmiedniczkowego zapalenia nerek w III trymestrze ciąży [34, 113]. Głównym czynnikiem przyczynowym zwiększającym jego występowanie u ciężarnych jest nieleczona bezobjawowa bakteriuria (30% przypadków, w porównaniu do 3% prawidłowo leczonych ciężarnych) [97].
Rodzina Dr obejmuje adhezyny Dr/DraE, Dr-II, F1845/DaaE, Afa-I, -II, -III, -IV, -V, -VII i -VIII, Nfa-I, Aaf-I i Aaf-II (pochodzenia ludzkiego i zwierzęcego) [57, 77, 96]. Powyższe struktury adhezyjne jako główny receptor komórkowy wykorzystują glikoproteinę DAF (CD55) (decay-accelerating factor) chroniącą komórki gospodarza przed lizą, wywołaną przez kompleks białkowy układu dopełniacza [8, 37, 54, 76]. Niektóre adhezyny rodziny Dr (DraE, AfaE-III i F1845, kodowane odpowiednio przez operony dra, afa-3 i daa) wiążą glikoproteiny CEA, CEACAM1 i CEACAM6 (carcinoembrionic antygen related cellular adhesion molecules) należące do rodziny karcynoembrionalnych molekuł adhezyjnych, które stymulują proces kolonizacji błon śluzowych przewodu moczowo-płciowego przez bakterie [2, 37, 53, 54, 68]. W obrębie adhezyn rodziny Dr, tylko fimbrie Dr (złożone z setek podjednostek adhezyny DraE i szczytowej podjednostki inwazyny DraD) wykazują powinowactwo do kolagenu typu IV (miejsce wiązania w obrębie domeny 7S) w błonie podstawnej nabłonka dróg moczowych [8, 95]. Ta właściwość adhezyny DraE jest czynnikiem przyczynowym nawracających i przewlekłych infekcji dróg moczowych, wywoływanych przez uropatogenne szczepy E. coli Dr+. Fimbrie Dr (podobnie jak amorficzne układy adhezyjne typu Afa-III) oprócz adherencji determinującej tropizm tkankowy, umożliwiają również bakteriom szczepów E. coli Dr+ inwazję komórek nabłonka moczowego (z wykorzystaniem mechanizmu zamka błyskawicznego). Proces internalizacji jest oparty na interakcjach bakterii z receptorem DAF i indukcji akumulacji tej glikoproteiny (tzw. efekt klasteringu) w miejscach występowania adherencji bakteryjnej, która również odpowiada za występowanie nawrotów i chroniczność ZUM [30, 34]. Akumulacji glikoproteiny DAF towarzyszy także przegrupowanie cytoszkieletu, polimeryzacja α-aktyniny i aktyny oraz agregacja erazyny, umożliwiająca łączenie filamentów aktyny z receptorami błonowymi [34]. Wiązanie glikoprotein CEACAM przez komórki bakteryjne szczepów E. coli Dr+ i E. coli Afa-III+ powoduje zahamowanie procesu złuszczania (eksfoliacji in vivo) komórek nabłonkowych wyścielających pęcherz moczowy (którego zasadniczym celem jest usunięcie zadherowanych bakterii przez mikcję). Powoduje to długoterminowe utrzymywanie się bakterii w układzie moczowo-płciowym, bez powodowania patologii układowej. Proponowany mechanizm jest zgodny z obserwacjami klinicznymi infekcji moczowych, wywoływanych przez szczepy E. coli Dr+ i E. coli Afa-III+, które często charakteryzują się brakiem występowania ostrych objawów ze strony zakażonego organizmu i rozwojem bezobjawowej asymptomatycznej bakteriurii (asymptomatic bakteriuria, ABU). W bardzo podobny sposób zachowują się ABU szczepy E. coli (niektóre spośród przebadanych izolatów kodują również operony dra/afa), które kolonizują drogi moczowe przez tygodnie lub nawet miesiące, bez indukowania wrodzonej odpowiedzi immunologicznej ze strony zakażonego gospodarza [68]. Wykonane badania wskazują również, że szczepy E. coli Dr+, oprócz fimbrii Dr i inwazyny DraD (stanowiących główne czynniki urowirulencji tych bakterii), wytwarzają także autoagregującą adhezynę Ag43, która istotnie wpływa na żywotność i aktywność metaboliczną komórek bakteryjnych tworzących biofilm oraz wewnątrzkomórkową przeżywalność zinternalizowanych bakterii w obrębie podlegających kolonizacji komórek nabłonkowych pęcherza [117, 118].
W związku z kolonizacją środowiska ubogiego w składniki odżywcze, jakim jest pęcherz moczowy, uropatogeny są również zdolne do wytwarzania proteaz i toksyn (α-hemolizyna, HlyA, cytotoksyczny czynnik nekrotyzujący typu 1, CNF1), które umożliwiają im uwalnianie składników odżywczych z zajętych komórek, dalsze namnażanie i rozprzestrzenianie [24].
Hemolizyna HlyA, charakterystyczna dla szczepów UPEC fim+ i pap+, tworzy oligomeryczny kanał w błonie powierzchniowych komórek nabłonkowych pęcherza, stymulując ich lizę (uwalnianie żelaza i składników odżywczych wykorzystywanych przez bakterie), wzmaga proces złuszczania komórek nabłonkowych, przez co umożliwia ekspozycję głębszych warstw uroepitelium, niezbędnych do dalszej kolonizacji i rozprzestrzeniania bakterii w układzie moczowym gospodarza, jak również ich uwalniania podczas mikcji [20, 49, 73]. Zaobserwowano także istotną rolę hemolizyny w procesie uszkodzenia i bliznowacenia nerki, przez oscylację i zaburzenie prawidłowego przepływu moczu w kanalikach krętych, co ostatecznie uławia patogenom kolonizację moczowodów i zajęcie miąższu nerki [73].
Czynnik CNF1, identyfikowany u ~30% szczepów UPEC, odpowiedzialnych za odmiedniczkowe zapalenie nerek, bierze udział w rearanżacji włókien aktynowych cytoszkieletu i stymulacji zmian morfologicznych błony komórkowej z udziałem trzech RHO GTP-az (RAC1, RHOA i czynnika kontroli podziałów komórkowych, CDC42), co wzmaga proces inwazji bakteryjnej. CNF1 jest wprowadzane do komórek gospodarza w postaci pęcherzyków endocytarnych, przez wiązanie do adhezyjnego receptora BCAM (basal cell adhesion molekule) i późniejszą aktywację RAC1 GTP-azy. Cała kaskada zapobiega apoptozie komórek uroepitelium, które uległy kolonizacji bakteryjnej (mechanizm zwiększający przeżywalność bakterii uropatogennych w obrębie dróg moczowych) [31, 56].
Pęcherz moczowy tworzy także środowisko ubogie w żelazo (Fe3+) niezbędne do wzrostu bakterii. Niesprzyjające warunki rozwoju uropatogenów wymuszają na nich wykształcenie systemu sideroforów, stanowiących maszynerię do jego pozyskiwania (siderofor chelatuje jony żelaza, a receptor błonowy transportuje związane żelazo do wnętrza komórek bakteryjnych), spośród których aerobaktyny i yersiniabaktyny są uważane za podstawowe w środowisku dróg moczowych [10, 29]. Aerobaktyna wykazuje stabilność w warunkach niskiego pH i zdecydowanie większą zdolność wiązania żelaza, w porównaniu do enterobaktyny [106, 111]. Natomiast yersiniabaktyna jest ważna podczas formowania przez bakterie biofilmu w pęcherzu moczowym, wykazuje także funkcję ochronną przed wewnątrzkomórkowym zabijaniem bakterii przez stres związany z obecnością miedzi w komórkach [12].
Mechanizmy patogenne szczepów UPEC
Adherencja, jako podstawowy etap w patogenezie ZUM, jest ściśle skorelowana z procesem inwazji bakteryjnej. Szczepy UPEC wykazują zdolność do inwazji powierzchniowych baldaszkowatych komórek nabłonkowych pęcherzowego uroepitelium, BECs (w postaci pęcherzyków wakuolarnych) i intensywnej replikacji w cytoplazmie tych komórek, co pozwala w czasie 12-16 godzin na uzyskanie 10000-100000 potomnych komórek bakteryjnych w oparciu o jedną komórkę ulegającą efektywnej inwazji [47, 69, 78]. Sam mechanizm uwalniania części zinternalizowanych bakterii z pęcherzyków endocytarnych do cytoplazmy nie został do tej pory zdefiniowany. Jednak dostępne dane wskazują, że znaczna część bakterii, która „ominęła” mechanizmy obronne organizmu, po 2 godzinach od infekcji, jest obecna w cytozolu komórek BECs [24, 40, 44, 90].
Po inwazji, obecność bakterii stwierdza się w obrębie opłaszczających je endocytarnych Rab27b+-pęcherzyków fuzyjnych (podobnych do lizosomów sekrecyjnych), których tworzenie zależy od białka Rab27b (GTP-azy związanej z pęcherzykami regulującymi ich przemieszczanie się) i obecności cytozolowego cAMP [5, 63, 110]. Najnowsze badania wskazują, że tylko nieliczne komórki UPEC podlegają degradacji lizosomalnej, po inwazji powierzchniowych komórek nabłonkowych [67, 105]. Wiąże się to z tym, że bakterie są zamknięte w odrębnych przedziałach komórkowych, uniemożliwiających ich fuzję z lizosomami, a nawet gdy bakterie zostaną włączone do lizosomów unikają zabicia przez wykorzystanie ich naturalnych zdolności do neutralizowania lizosomalnego pH (blokowanie aktywności v-ATPaz wbudowanych w błonę lizosomu, które są odpowiedzialne za pompowanie protonów do wnętrza lizosomów, zapewniając tym samym kwaśne pH niezbędne do aktywności enzymów lizosomalnych) [5, 66, 100]. Mimo generacji ważnych mechanizmów zabezpieczających, tylko kilka bakterii może przetrwać w komórkach BECs, ze względu na ich zdolność do identyfikacji wewnątrzkomórkowych bakterii i inicjacji mechanizmu egzocytarnego wydalania zinternalizowanych bakterii [66, 67, 100]. Powyższy system jest częścią wrodzonej obrony organizmu w odpowiedzi na ostrą bakteryjną infekcję pęcherza, wywoływaną przede wszystkim przez szczepy E. coli fim+ (wytwarzające pile typu 1). Mechanizm ten jest regulowany głównie przez receptor Toll-podobny typu 4, TLR4 (Toll-like receptor; aktywowany przez lipopolisacharyd, LPS uwalniany przez UPEC) obecny w dużej ilości w pęcherzykach Rab27b+ (na powierzchni komórek nabłonkowych dróg moczowych), a także wzrost poziomu cAMP (wytwarzanego przez aktywowaną cyklazę adenylową 3, AC3) [5, 19, 70, 99]. W ciągu 24 godzin od inwazji więcej niż 90% zinternalizowanych bakterii zostaje usuniętych poprzez szlak oparty na białku MyRIP [5, 67, 100]. Mechanizm usuwania zinternalizowanych bakterii przez BECs, jest skutecznym narzędziem kontroli liczby wewnątrzkomórkowych bakterii. TLR4-zależne usuwanie bakterii może także stanowić bardzo dobry cel molekularny przy projektowaniu leków, użytecznych w terapii ZUM [100]. Po aktywacji receptora TLR4 można zaobserwować wzrost wytwarzania bakteriobójczych peptydów (głównie β-defensyny-1 i katelicydyny) przez komórki BECs. Działanie tych peptydów polega na interkalacji i niszczeniu bakteryjnych błon komórkowych, co jest bardzo skutecznym mechanizmem obrony na wczesnym etapie infekcji, jak i jedną z najwcześniejszych zewnątrzkomórkowych antybakteryjnych odpowiedzi, mediowanej przez komórki nabłonkowe [16, 74, 108].
W procesie inwazji bakterie UPEC wykorzystują fizjologiczny mechanizm regulacji objętości pęcherza moczowego, rozciągania podczas gromadzenia w nim moczu i zmniejszania objętości podczas jego opróżniania (mikcji). Działanie powyższego mechanizmu oparte jest na powierzchniowych komórkach nabłonkowych oraz procesie zlokalizowanej egzocytozy pęcherzyków fuzyjnych, w miejscach występowania bakteryjnej adhezji. Każda z powierzchniowych komórek nabłonkowych wyścielająca błonę śluzową pęcherza zawiera wiele wyżej wspomnianych wewnątrzkomórkowych pęcherzyków fuzyjnych związanych z białkiem Rab27b. Tego typu pęcherzyki są wykorzystywane do „przechowywania” fragmentów (fałdów) błony śluzowej, niezbędnej do zwiększenia objętości pęcherza, w wyniku akumulacji w nim moczu. Podczas wydalania moczu, powstający stres oddziałuje na powierzchnię komórek nabłonkowych zwiększając uwalnianie cAMP, co stymuluje egzocytozę Rab27b+-pęcherzyków fuzyjnych (fuzja od wewnątrz pęcherzyków z błoną komórkową) powodującą ich zwinięcie na powierzchni komórek i zwiększenie objętości pęcherza. Gdy mocz jest wydalany, a pęcherz się kurczy, zwinięte fałdy błony są po raz kolejny internalizowane jako wewnątrzkomórkowe pęcherzyki w obrębie powierzchniowych komórek nabłonkowych (powodując tym samym zamknięcie ujścia moczowodów przez fałdy błonowe) [5, 110].
Następny mechanizm obronny organizmu podczas ostrej infekcji pęcherza przed bakteriami dokonującymi inwazji, to eksfoliacja komórek BECs i ich wydalanie z moczem. Mechanizm ten przyczynia się do intensywnej redukcji liczby bakterii obecnych na powierzchniach błon śluzowych. Mimo że rozsiewanie podlegających eksfoliacji powierzchniowych komórek nabłonkowych powoduje ekspozycję tkanek bazowych i wystawienie ich na działanie składników toksycznych obecnych w moczu, złuszczaniu towarzyszy także szybka odnowa powierzchniowych komórek BECs przez aktywną proliferację macierzystych komórek podstawowych. W ten sposób zregenerowane uroepitelium ponownie zaczyna pełnić ochronną barierę pęcherza, nie tylko przed toksyczną zawartością moczu, ale także przed patogennymi bakteriami. Podstawowy mechanizm obronny indukowany przez organizm gospodarza i prowadzący do śmierci komórek, a w konsekwencji także do ich złuszczania, został ściśle zdefiniowany [45, 71]. Do najważniejszych czynników szczepów UPEC promujących proces eksfoliacji należy α-hemolizyna, indukująca kaskadę sygnałową, zależną od kaspaz-1 i -4 (prowadzącą do śmierci komórkowej). Eksfoliacja komórek BECs ma znaczenie podwójne:
• złuszczanie komórek jest uważane za mechanizm obronny gospodarza,
• za mechanizm umożliwiający rozprzestrzenienie bakterii w głąb tkanki i utrzymywanie zakażenia [20, 49, 73].
W rzeczywistości znane są szczepy UPEC, które indukują śmierć powierzchniowych komórek nabłonka moczowego, tym samym odsłaniając warstwę głębiej położonych komórek pośrednich w obrębie infekowanej tkanki, gdzie tworzą „uśpione” (wyciszone) wewnątrzkomórkowe rezerwuary bakteryjne (quiscent intracellular reservoirs, QIRs), warunkujące im przeżycie przez dłuższy okres. W związku z tym główna przyczyna nawrotów infekcji pęcherza (powyżej 30%) jest związana z obecnością tego typu form bakteryjnych zlokalizowanych w obrębie uroepitelium [6, 41, 71].
Przeżywalność uropatogenów i nawroty infekcji
Możliwość przeżycia bakterii uropatogennych w środowisku dróg moczowych przez unikanie strategii obronnych komórek nabłonkowych jest najbardziej istotna w procesie patogenezy ZUM i pojawiania się nawrotów tego typu infekcji. W oparciu o model mysi zakażeń moczowych, istnieje możliwość wprowadzenia 107 bakterii przez cewkę moczową (wytwarzających adhezynę FimH, szczytową podjednostkę pili typu 1) bezpośrednio do pęcherza [94]. Z tej populacji bakterii, 1000-10000 może dokonać inwazji, a 1% zinternalizowanych bakterii przeżywa w obrębie baldaszkowatych komórek nabłonkowych, uwalnia się do cytoplazmy komórek urotelialnych (jednocześnie unikając i przeciwstawiając się mechanizmom obronnym gospodarza – egzocytarnemu wydaleniu lub śmierci fagolizosomalnej) i zapoczątkowuje kaskadę formowania wewnątrzkomórkowych, zagregowanych społeczności bakteryjnych, podobnych do tworzonego pozakomórkowego biofilmu, określanych jako struktury IBCs (intracellular bacterial communities) [18, 44, 94]. Formowanie IBCs nie obserwuje się w obrębie nieróżnicowanych komórek urotelialnych z wyjątkiem sytuacji, w których komórki te są traktowane czynnikami destabilizującymi błonę komórkową lub sieć aktynową [3, 23]. Podstawą w zrozumieniu tego zjawiska może być struktura sieci aktynowej, która jest gęstsza w niezróżnicowanych komórkach urotelialnych, w stosunku do komórek baldaszkowatych, co może ograniczać uwalnianie bakterii z pęcherzyków endocytarnych i ich proliferację w cytoplazmie. Nie bez znaczenia pozostaje również zróżnicowanie dystrybucji receptorów (wykorzystywanych przez bakterie) na dwóch powyższych typach komórek [85]. Użyteczność analizowanego modelu mysiego została potwierdzona przez identyfikację struktur IBCs w próbkach moczu, pochodzących od kobiet cierpiących z powodu nawracających ZUM. Obecność struktur IBCs i długich filamentarnych form bakterii nie stwierdzono zarówno w moczu kobiet zainfekowanych przez bakterie Gram-dodatnie, jak i w moczu kobiet z asymptomatycznym ZUM oraz kontrolnej grupie kobiet zdrowych. Dodatkową wartością prowadzonych prac jest badanie cytologiczne moczu, pochodzącego z próbek ludzkich i mysich, pobieranych podczas ZUM, które daje taki sam obraz złuszczonych komórek pochodzących z dróg moczowych obu organizmów (co wskazuje na występowanie podobnego patomechanizmu ZUM u ludzi i myszy) [87, 90].
IBCs są przejściowym rezerwuarem bakteryjnym. Podczas dojrzewania tych wewnątrzkomórkowych agregatów bakteryjnych, część populacji podlega odmiennemu programowi rozwojowemu, podczas którego dochodzi do zahamowania podziału komórkowego, zmieniającego morfologię komórek bakteryjnych. Bakteryjny inhibitor podziału komórek SulA jest uważany za istotny czynnik mediujący bakteryjną filamentację i determinujący patogenność szczepów UPEC. Powstające filamentarne postaci bakterii osiągają długość nawet do 70 µm. Wykonane analizy mikroskopowe (badania oparte na modelowych pęcherzach mysich) wykazują, że filamentarne formy UPEC są dla bakterii doskonałym mechanizmem obronnym przed komórkami efektorowymi wrodzonej odporności immunologicznej gospodarza, zwłaszcza fagocytującymi neutrofilami. Obserwowany fizyczny wzrost długości komórek bakteryjnych, któremu prawdopodobnie towarzyszą także zmiany molekularnych właściwości bakterii, może być istotny dla ich przeżycia podczas przejściowego opuszczenia komórek nabłonkowych i podczas inwazji, a także do podtrzymywania samej infekcji [47, 49].
Szczepy UPEC wykazują także zdolność do tworzenia wewnątrzkomórkowych rezerwuarów bakteryjnych, QIRs w obrębie głębiej położonych komórek przejściowych uroepitelium (w izolowanych, związanych z błoną, aktynowych przedziałach komórkowych). W ten sposób układ immunologiczny może ich nie identyfikować nawet do kilku miesięcy. W odróżnieniu od metabolicznie aktywnych struktur IBCs, rezerwuary QIRs są złożone z 4-10 niereplikujących się komórek bakteryjnych, które zachowują żywotność nawet przez kilka miesięcy i mogą podlegać aktywacji jako źródło inicjacji nawrotu ZUM. Redystrybucja aktyny podczas różnicowania uroepitelium (w ramach, którego głębiej położone niedojrzałe komórki ostatecznie różnicują się do baldaszkowatych komórek nabłonkowych) w połączeniu z innymi czynnikami sygnałowymi (włączając terapię antybiotykową) może prowadzić do „pobudzenia” komórek bakteryjnych i ich ponownego uwolnienia do światła pęcherza (powodując powtórzenie cyklu infekcyjnego) [6, 24, 41].
Leczenie ZUM i rozwój lekooporności pośród szczepów UPEC
Stosowana powszechnie terapia antybiotykowa (trimetoprym, ampicylina, sulfametoksazol, cyprofloksacyna, cefalosporyny 2 i 3 generacji z grupy antybiotyków β-laktamowych) jest skuteczna w leczeniu niepowikłanych i powikłanych ZUM. Mimo to wiele osób jest narażonych na chroniczne i nawracające zapalenie pęcherza moczowego, wymagające długotrwałej kuracji antybiotykowej [84, 103]. Profilaktyczne wykorzystywanie antybiotyków i ich nadużywanie wywołuje rozwój oporności na antybiotyki i szerzenie się uropatogenów wielolekoopornych (multidrug-resistant, MDR) [39, 88]. W przypadku szczepów UPEC stwierdza się plazmidową lub chromosomalną aktywność genów ESBLs, kodujących wiele β-laktamaz. Enzymy te warunkują szybko rozwijającą się oporność bakterii na trzecią generację cefalosporyn, penicylin, a także innych antybiotyków [7, 13, 28, 38, 80, 81]. Szczególnym przykładem są fluorochinolony stanowiące dla niektórych osób cierpiących na infekcje dróg moczowych tzw. leki „ostatniej szansy”, na które oporność nabyło około 70% szczepów UPEC, zwłaszcza w krajach takich jak Indie, Wietnam, czy Chiny. W Europie na tę grupę związków oporność nabyło już około 50% uropatogennych szczepów E. coli [120]. W Polsce, największym problemem jest brak aktualnych danych dotyczących wrażliwości i oporności szczepów bakteryjnych (izolowanych z dróg moczowych) na stosowane antybiotyki i środki przeciwdrobnoustrojowe. W Europie, w latach 1999/2000 i 2007/2008, wykonano badania, dotyczące analizy lekowrażliwości szczepów E. coli (stanowiących izolaty niepowikłanych ZUM), w grupie wiekowej kobiet 18-65 lat. Stwierdzono wówczas narastanie bakteryjnej oporności na cyprofloksacynę, kwas nalidyksowy, trimetoprym i kotrimoksazol [50]. W latach 2003-2006 przeprowadzono podobne badania (antimicrobial resistance epidemiological survey on cystitis, ARSEC) w Europie i Brazylii, do których dołączono również 212 pacjentek z Polski, cierpiących na zapalenie pęcherza moczowego. Badania oporności szczepów E. coli (niepowikłane ZUM) na stosowane antybiotyki w Polsce wykazały obecność szczepów opornych, odpowiednio na fosfomycynę (1,2%), cefuroksym (2%), nitrofurantoinę (4,4%), amoksycylinę z kwasem klawulanowym (3,3%), cyprofloksacynę (6,7%), kwas nalidyksowy (15%), kotrimoksazol (20%) i ampicylinę (40%) [15, 72]. Dalsze badania wykonane w Polsce, w latach 2007-2008, pozwoliły na identyfikację wysokiego odsetka szczepów E. coli, pochodzących z zakażeń szpitalnych opornych na cyprofloksacynę (19,4%), trimetoprym i sulfamatoksazaol (23,1%), tetracyklinę (35%), ampicylinę (56,8%) oraz gentamycynę i nitrofurantoinę (3,75%). W przypadku 4,4% badanych szczepów stwierdzono generację oporności na penicyliny i cefalosporyny, ściśle związaną z obecnością enzymów ESBL [55].
Wiąże się z tym konieczność wykorzystywania coraz to nowszych, bardziej złożonych strukturalnie związków chemicznych i alternatywnych terapii (typu szczepionki czy tzw. antyurowirulentne terapeutyki) użytecznych w prewencji i leczeniu tego rodzaju infekcji. Pierwszoplanowa rola antyurowirulentnych czynników terapeutycznych powinna osłabiać i ograniczać właściwości chorobotwórcze uropatogenów (przez blokowanie rozwoju procesu chorobowego) bez wpływania na naturalną florę bakteryjną w organizmie człowieka. Związane jest to z ukierunkowaniem funkcji antyurowirulentnych terapeutyków na procesy istotne w patogenezie ZUM, ale niewpływające na wzrost i podziały komórkowe bakterii, jak to się dzieje w przypadku konwencjonalnych antybiotyków. Działania te wymagają jednak gruntownej analizy czynników urowirulentych, którymi dysponują szczepy UPEC oraz poznania mechanizmów patogennych wykorzystywanych przez uropatogeny do przeżycia w środowisku dróg moczowych [24, 78].
Gwałtowny postęp w dziedzinie biologii molekularnej i rozwój technologii diagnostycznej w ostatnich 15 latach umożliwił poznanie patogenezy ZUM i identyfikację nieznanych dotąd czynników oraz mechanizmów chorobotwórczych. Obecnie wiadomo, że podstawowym, a zarazem inicjalnym etapem zakażeń moczowych jest adherencja bakterii do komórek gospodarza (interakcje ze swoistymi receptorami komórkowymi, determinujące tropizm tkankowy bakterii) napędzająca kolejne zdarzenia procesu patogennego. ZUM zwykle zaczynają się od kontaminacji okolic cewki moczowej przez uropatogeny rezydujące w jelicie. Następnym etapem jest kolonizacja cewki moczowej i migracja patogenów do pęcherza, ściśle związana z obecnością na powierzchni komórek bakteryjnych układów adhezyjnych w postaci pili, fimbrii, czy struktur flagelarnych. Zachodzące w pęcherzu interakcje typu gospodarz-patogen (powierzchniowe komórki nabłonkowe – adhezyna) decydują o skutecznej kolonizacji lub eliminacji bakterii z dróg moczowych. Strumień przepływającego moczu eliminuje większość bakterii. Spłukiwanie moczem mogą przetrwać tylko te bakterie, które silnie związały się z komórkami nabłonkowymi leżącymi w kanale pęcherza [24]. Wielowarstwowa struktura nabłonka moczowego obejmuje komórki podstawowe (bazalne) związane z błoną podstawną (warstwa o średnicy 5-10 µm), pośrednie (o średnicy 20 µm) i powierzchniowe-baldaszkowate (superficial umbrella bladder epithelial cells, BECs) o grubości zależnej od stopnia rozciągnięcia pęcherza moczowego [1]. Najbardziej zewnętrzna warstwa nabłonka jest złożona z ośmiokątnych (oktagonalnych) komórek, które są razem przez szczelne połączenia i pokryte na powierzchni uroplakinowymi płytkami (uroplakiny Ia, Ib, II i III). W ten sposób powierzchniowe komórki nabłonkowe tworzą nieprzepuszczalną barierę wobec czynników toksycznych obecnych w moczu i potencjalnych oportunistycznych patogenów [1, 4]. Po etapie wstępnej adherencji, następuje inwazja, intensywne namnażanie bakterii i tworzenie biofilmu. Unikając mechanizmów obronnych gospodarza przez inwazję komórek nabłonkowych, czy zmiany morfologiczne komórek bakteryjnych (do postaci filamentarnych, które zapewniają im odporność na działanie naciekających pęcherz neutrofili i kolonizowanie następnych komórek uroepitelialnych) bakterie poprzez moczowody penetrują miąższ nerek, co może spowodować proces zapalny, postępującą utratę funkcji nefronów, a nawet sepsę. Kolonizacja komórek nabłonka nerek odbywa się z udziałem adhezyn/pili bakteryjnych i jest związana z wydzielaniem toksyn i proteaz, prowadzących do uszkodzenia tkanek gospodarza. Przy braku leczenia lub nieodpowiedniej terapii zakażenia, uropatogeny przełamują tubularną barierę nabłonkową w nerkach, migrują do krwi i wywołują zakażenie – bakteriemię, a nawet zagrażającą życiu urosepsę [11, 17, 24, 47, 48, 49, 60].
PODSUMOWANIE
Ostre, chroniczne lub nawrotowe ZUM są bardzo rozpowszechnionym problemem zdrowotnym, dotykającym każdego roku miliony osób na świecie [9, 36, 102]. Szacuje się, że 50% kobiet przynajmniej raz w życiu doświadcza objawowej infekcji dróg moczowych, która wymaga terapii antybiotykowej [27]. Natomiast 30% kobiet po inicjalnym epizodzie ZUM, cierpi z powodu chronicznych lub nawrotowych zakażeń, co często wiąże się ze wznowieniem terapii antybiotykami, mogącej wywołać rozwój lekooporności uropatogenów. Tylko w Stanach Zjednoczonych każdego roku zakażenia układu moczowego odpowiadają za 11 milionów wizyt lekarskich i 100000 przyjęć do szpitali [25, 27].
Powszechnie wykorzystywane środki farmakologiczne są skuteczne w leczeniu niepowikłanych i powikłanych ZUM. Jednak objawowe, nawracające ZUM (często przechodzące w postać chroniczną) z towarzyszącym im długotrwałym postępowaniem leczniczym może spowodować rozwój bakteryjnej oporności na antybiotyki i szerzenie się uropatogenów wielolekoopornych (selekcja lekoopornych wariantów), a także zniszczenie naturalnej flory bakteryjnej pacjenta, zaburzenia żołądkowo-jelitowe oraz rozwój reakcji alergicznych [36, 38, 88, 103].
Dominującym czynnikiem etiologicznym powikłanych i niepowikłanych ZUM są uropatogenne szczepy E. coli. Obecnie ZUM spowodowane przez szczepy E. coli to jedne z najczęstszych infekcji szpitalnych, związanych z rozwojem lekoopornych uropatogenów [24]. Rozwijająca się bakteryjna wielolekooporność stanowi poważny problem dla współczesnej medycyny i stwarza konieczność wykorzystywania nowych czynników farmakologicznych i innowacyjnych terapii [38, 78]. Jednak rozwój tych metod i strategii leczniczych wymaga ciągłych badań dotyczących patogenezy ZUM związanych z obecnością szczepów UPEC.
Przypisy
- 1. Apodaca G.: The uroepithelium: not just a passive barrier. Traffic, 2004; 5: 117-128
Google Scholar - 2. Berger C.N., Billker O., Meyer T.F., Servin A.L., Kansau I.: Differential recognition of members of the carcinoembryonic antigen family by Afa/Dr adhesins of diffusely adhering Echerichia coli (Afa/Dr DAEC). Mol. Microbiol., 2004; 52: 963-983
Google Scholar - 3. Berry R.E., Klumpp D.J., Schaeffer A.J.: Urothelial cultures support intracellular bacterial community formation by uropathogenic Escherichia coli. Infect. Immun., 2009; 77: 2762-2772
Google Scholar - 4. Birder L.A.: More than just a barrier: urothelium as a drug target for urinary bladder pain. Am. J. Physiol. Renal Physiol., 2005; 289: F489-F495
Google Scholar - 5. Bishop B.L., Duncan M.J., Song J., Li G., Zaas D., Abraham S.N.: Cyclic AMP-regulated exocytosis of Escherichia coli from infected bladder epithelial cells. Nat. Med., 2007; 13: 625-630
Google Scholar - 6. Blango M.G., Ott E.M., Erman A., Veranic P., Mulvey M.A.: Forced resurgence and targeting of intracellular uropathogenic Escherichia coli reservoirs. PLoS One, 2014; 9: e93327
Google Scholar - 7. Bradford P.A.: Extended-spectrum beta-lactamases in the 21st century: characterization, epidemiology, and detection of this important resistance threat. Clin. Microbiol. Rev., 2001; 14: 933-951
Google Scholar - 8. Carnoy C., Moseley S.L.: Mutational analysis of receptor binding mediated by the Dr family of Escherichia coli adhesins. Mol. Microbiol., 1997; 23: 365-379
Google Scholar - 9. Cassini A., Plachouras D., Eckmanns T., Abu Sin M., Blank H.P., Ducomble T., Haller S., Harder T., Klingeberg A., Sixtensson M., Velasco E., Weiß B., Kramarz P, Monnet D.L., Kretzschmar M.E., Suetens C.: Burden of six healthcare-associated infections on European population health: estimating incidence-based disability-adjusted life years through a population prevalence-based modeling study. PLoS Med., 2016; 13: e1002150
Google Scholar - 10. Caza M., Kronstad J.W.: Shared and distinct mechanisms of iron acquisition by bacterial and fungal pathogens of humans. Front. Cell. Infect. Microbiol., 2013; 3: 80
Google Scholar - 11. Chassin C., Vimont S., Cluzeaud F., Bens M., Goujon J.M., Fernandez B., Hertig A., Rondeau E., Arlet G., Hornef M.W., Vandewalle A.: TLR4 facilitates translocation of bacteria across renal collecting duct cells. J. Am. Soc. Nephrol., 2008; 19: 2364-2374
Google Scholar - 12. Chaturvedi K.S., Hung C.S., Crowley J.R., Stapleton A.E., Henderson J.P.: The siderophore yersiniabactin binds copper to protect pathogens during infection. Nat. Chem. Biol., 2012; 8: 731-736
Google Scholar - 13. Chen Y.H., Ko W.C., Hsueh P.R.: Emerging resistance problems and future perspectives in pharmacotherapy for complicated urinary tract infections. Expert Opin. Pharmacother., 2013; 14: 587-596
Google Scholar - 14. Chenoweth C.E., Gould C.V., Saint S.: Diagnosis, management, and prevention of catheter-associated urinary tract infections. Infect. Dis. Clin. North Am., 2014; 28: 105-119
Google Scholar - 15. Chlabicz S., Leszczynska K., Lukas W., Gualco L., Schito G., Naber K.G.: Uncomplicated lower urinary tract infections in females – clinical aspects, aetiology and antimicrobial resistance epidemiology. Results of the ARESC (Antimicrobial Resistance Epidemiological Survey on Cystitis) study in Poland and their implications for empiric therapy. Przegl. Epidemiol., 2011; 65: 345-51
Google Scholar - 16. Chromek M., Slamová Z., Bergman P., Kovács L., Podracká L., Ehrén I., Hökfelt T., Gudmundsson G.H., Gallo R.L., Agerberth B., Brauner A.: The antimicrobial peptide cathelicidin protects the urinary tract against invasive bacterial infection. Nat. Med., 2006; 12: 636-641
Google Scholar - 17. Chue-Gonçalves M., Custódio C.C., Pelayo J.S., Nakazato G., Kobayashi R.K.: New approach for detection of Escherichia coli invasion to HeLa cells. J. Microbiol. Methods, 2018; 152: 31-35
Google Scholar - 18. Conover M.S., Flores-Mireles A.L., Hibbing M.E., Dodson K., Hultgren S.J.: Establishment and characterization of UTI and CAUTI in a mouse model. J. Vis. Exp., 2015; 100: e52892
Google Scholar - 19. Cunningham P.N., Wang Y., Guo R., He G., Quigg R.J.: Role of Toll-like receptor 4 in endotoxin-induced acute renal failure. J. Immunol., 2004; 172: 2629-2635
Google Scholar - 20. Dhakal B.K., Mulvey M.A.: The UPEC pore-forming toxin α-hemolysin triggers proteolysis of host proteins to disrupt cell adhesion, inflammatory, and survival pathways. Cell Host Microbe, 2012; 11: 58-69
Google Scholar - 21. Dodson K.W., Pinkner J.S., Rose T., Magnusson G., Hultgren S.J., Waksman G.: Structural basis of the interaction of the pyelonephritic E. coli adhesin to its human kidney receptor. Cell, 2001; 105: 733-743
Google Scholar - 22. Emödy L., Kerényi M., Nagy G.: Virulence factors of uropathogenic Escherichia coli. Int. J. Antimicrob. Agents, 2003; 2: 29-33
Google Scholar - 23. Eto D.S., Sundsbak J.L., Mulvey M.A.: Actin-gated intracellular growth and resurgence of uropathogenic Escherichia coli. Cell. Microbiol., 2006; 8: 704-717
Google Scholar - 24. Flores-Mireles A.L., Walker J.N., Caparon M., Hultgren S.J.: Urinary tract infections: epidemiology, mechanisms of infection and treatment options. Nat. Rev. Microbiol., 2015; 13: 269-284
Google Scholar - 25. Foxman B.: Epidemiology of urinary tract infections: incidence, morbidity, and economic costs. Am. J. Med., 2002; 113 (Suppl. 1A): 5S-13S
Google Scholar - 26. Foxman B.: The epidemiology of urinary tract infection. Nat. Rev. Urol., 2010; 7: 653-660
Google Scholar - 27. Foxman B.: Urinary tract infection syndromes: occurrence, recurrence, bacteriology, risk factors, and disease burden. Infect. Dis. Clin. North Am., 2014; 28: 1-13
Google Scholar - 28. Garau J.: Other antimicrobials of interest in the era of extended-spectrum beta-lactamases: fosfomycin, nitrofurantoin and tigecycline. Clin. Microbiol. Infect., 2008; 14 (Suppl 1): 198-202
Google Scholar - 29. Garcia E.C., Brumbaugh A.R., Mobley H.L.: Redundancy and specificity of Escherichia coli iron acquisition systems during urinary tract infection. Infect. Immun., 2011; 79: 1225-1235
Google Scholar - 30. Garcia M.I., Jouve M., Nataro J.P., Gounon P., Le Bouguénec C.: Characterization of the AfaD-like family of invasins encoded by pathogenic Escherichia coli associated with intestinal and extra-intestinal infections. FEBS Lett., 2000; 479: 111-117
Google Scholar - 31. Garcia T.A., Ventura C.L., Smith M.A., Merrell D.S., O’Brien A.D.: Cytotoxic necrotizing factor 1 and hemolysin from uropathogenic Escherichia coli elicit different host responses in the murine bladder. Infect. Immun., 2013; 81: 99-109
Google Scholar - 32. Geibel S., Waksman G.: The molecular dissection of the chaperone-usher pathway. Biochim. Biophys. Acta, 2014; 1843: 1559-1567
Google Scholar - 33. Goluszko P., Moseley S.L., Truong L.D., Kaul A., Williford J.R., Selvarangan R., Nowicki S., Nowicki B.: Development of experimental model of chronic pyelonephritis with Escherichia coli O75:K5:H-bearing Dr fimbriae: mutation in the dra region prevented tubulointerstitial nephritis. J. Clin. Investig., 1997; 99: 1662-1672
Google Scholar - 34. Goluszko P., Niesel D., Nowicki B., Selvarangan R., Nowicki S., Hart A., Pawelczyk E., Das M., Urvil P., Hasan R.: Dr operon-associated invasiveness of Escherichia coli from pregnant patients with pyelonephritis. Infect. Immun., 2001; 69: 4678-4680
Google Scholar - 35. Goluszko P., Popov V., Selvarangan R., Nowicki S., Pham T., Nowicki B.J.: Dr fimbriae operon of uropathogenic Escherichia coli mediate microtubule-dependent invasion to the HeLa epithelial cell line. J. Infect. Dis., 1997; 176: 158-167
Google Scholar - 36. Guglietta A.: Recurrent urinary tract infections in women: risk factors, etiology, pathogenesis and prophylaxis. Future Microbiol., 2017; 12: 239-246
Google Scholar - 37. Guignot J., Hudault S., Kansau I., Chau I., Servin A.L.: Human decay-accelerating factor and CEACAM receptor-mediated internalization and intracellular lifestyle of Afa/Dr diffusely adhering Escherichia coli in epithelial cells. Infect. Immun., 2009; 77: 517-531
Google Scholar - 38. Gupta K., Bhadelia N.: Management of urinary tract infections from multidrug-resistant organisms. Infect. Dis. Clin. North Am., 2014; 28: 49-59
Google Scholar - 39. Gupta K., Sahm D.F., Mayfield D., Stamm W.E.: Antimicrobial resistance among uropathogens that cause community-acquired urinary tract infections in women: A nationwide analysis. Clin. Infect. Dis., 2001; 33: 89-94
Google Scholar - 40. Hannan T.J., Mysorekar I.U., Hung C.S., Isaacson-Schmid M.L., Hultgren S.J.: Early severe inflammatory responses to uropathogenic E. coli predispose to chronic and recurrent urinary tract infection. PLoS Pathog., 2010; 6: e1001042
Google Scholar - 41. Hannan T.J., Totsika M., Mansfield K.J., Moore K.H., Schembri M.A., Hultgren S.J.: Host-pathogen checkpoints and population bottlenecks in persistent and intracellular uropathogenic Escherichia coli bladder infection. FEMS Microbiol. Rev., 2012; 36: 616-648
Google Scholar - 42. Hooton T.M.: Clinical practice. Uncomplicated urinary tract infection. N. Engl. J. Med., 2012; 366: 1028-1037
Google Scholar - 43. Hung C.S., Bouckaert J., Hung D., Pinkner J., Widberg C., DeFusco A., Auguste C.G., Strouse R., Langermann S., Waksman G., Hultgren S.J.: Structural basis of tropism of Escherichia coli to the bladder during urinary tract infection. Mol. Microbiol., 2002; 44: 903-915
Google Scholar - 44. Hung C.S., Dodson K.W., Hultgren S.J.: A murine model of urinary tract infection. Nat. Protoc., 2009; 4: 1230-1243
Google Scholar - 45. Hunstad D.A., Justice S.S.: Intracellular lifestyles and immune evasion strategies of uropathogenic Escherichia coli. Annu. Rev. Microbiol., 2010; 64: 203-221
Google Scholar - 46. Jacobsen S.M., Stickler D.J., Mobley H.L., Shirtliff M.E.: Complicated catheter-associated urinary tract infections due to Escherichia coli and Proteus mirabilis. Clin. Microbiol. Rev., 2008; 21: 26-59
Google Scholar - 47. Justice S.S., Hung C., Theriot J.A., Fletcher D.A., Anderson G.G., Footer M.J., Hultgren S.J.: Differentiation and developmental pathways of uropathogenic Escherichia coli in urinary tract pathogenesis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2004; 101: 1333-1338
Google Scholar - 48. Justice S.S., Hunstad D.A.: UPEC hemolysin: more than just for making holes. Cell Host Microbe, 2012; 11: 4-5
Google Scholar - 49. Justice S.S., Hunstad D.A., Seed P.C., Hultgren S.J.: Filamentation by Escherichia coli subverts innate defenses during urinary tract infection. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2006; 103: 19884-19889
Google Scholar - 50. Kahlmeter G., Poulsen H.O.: Antimicrobial susceptibility of Escherichia coli from community-acquired urinary tract infections in Europe: the ECO·SENS study revisited. Int. J. Antimicrob. Agents, 2012; 39: 45-51
Google Scholar - 51. Kline K.A., Schwartz D.J., Lewis W.G., Hultgren S.J., Lewis A.L.: Immune activation and suppression by group B streptococcus in a murine model of urinary tract infection. Infect. Immun., 2011; 79: 3588-3595
Google Scholar - 52. Korhonen T.K, Parkkinen J., Hacker J., Finne J., Pere A., Rhen M., Holthöfer H.: Binding of Escherichia coli S fimbriae to human kidney epithelium. Infect. Immun., 1986; 54: 322-327
Google Scholar - 53. Korotkova N., Yang Y., Le Trong I., Cota E., Demeler B., Marchant J., Thomas W.E., Stenkamp R.E., Moseley S.L., Matthews S.: Binding of Dr adhesins of Escherichia coli to carcinoembryonic antigen triggers receptor dissociation. Mol. Microbiol., 2008; 67: 420-434
Google Scholar - 54. Korotkova N., Yarova-Yarovaya Y., Tchesnokova V., Yazvenko N., Carl M.A., Stapleton A.E., Moseley S.L.: Escherichia coli DraE adhesin-associated bacterial internalization by epithelial cells is promoted independently by decay-accelerating factor and carcinoembryonic antigen-related cell adhesion molecule binding and does not require the DraD invasin. Infect. Immun., 2008; 76: 3869-3880
Google Scholar - 55. Kot B., Wicha J., Żak-Puławska Z.: Susceptibility of Escherichia coli strains isolated from persons with urinary tract infections in 2007-2008 to antimicrobial agents. Przegl. Epidemiol., 2010; 64: 307-312
Google Scholar - 56. Landraud L., Pulcini C., Gounon P., Flatau G., Boquet P., Lemichez E.: E. coli CNF1 toxin: a two-in-one system for host-cell invasion. Int. J. Med. Microbiol., 2004; 293: 513-518
Google Scholar - 57. Le Bouguénec C., Servin, A.L.: Diffusely adherent Escherichia coli strains expressing Afa/Dr adhesins (Afa/Dr DAEC): hitherto unrecognized pathogens. FEMS Microbiol. Lett., 2006; 256: 185-194
Google Scholar - 58. Leffler H., Svanborg-Edén C.: Glycolipid receptors for uropathogenic Escherichia coli on human erythrocytes and uroepithelial cells. Infect. Immun., 1981; 34: 920-929
Google Scholar - 59. Levison M.E., Kaye D.: Treatment of complicated urinary tract infections with an emphasis on drug-resistant gram-negative uropathogens. Curr. Infect. Dis. Rep., 2013; 15: 109-115
Google Scholar - 60. Lewis A.J. Richards A.C., Mulvey M.A.: Invasion of host cells and tissues by uropathogenic bacteria. Microbiol. Spectr., 2016; 4: 1-29
Google Scholar - 61. Lichtenberger P., Hooton T.M.: Complicated urinary tract infections. Curr. Infect. Dis. Rep., 2008; 10: 499-504
Google Scholar - 62. Lo E., Nicolle L.E., Coffin S.E., Gould C., Maragakis L.L., Meddings J., Pegues D.A., Pettis A.M., Saint S., Yokoe D.S.: Strategies to prevent catheter-associated urinary tract infections in acute care hospitals. Infect. Control Hosp. Epidemiol., 2014; 35 (Suppl 2): S32-S47
Google Scholar - 63. Martinez J.J., Hultgren S.J.: Requirement of Rho-family GTPases in the invasion of Type 1-piliated uropathogenic Escherichia coli. Cell. Microbiol., 2002; 4: 19-28
Google Scholar - 64. Martinez J.J., Mulvey M.A., Schilling J.D., Pinkner J.S., Hultgren S.J.: Type 1 pilus-mediated bacterial invasion of bladder epithelial cells. EMBO J., 2000; 19: 2803-2812
Google Scholar - 65. Melican K., Sandoval R.M., Kader A., Josefsson L., Tanner G.A., Molitoris B.A., Richter-Dahlfors A.: Uropathogenic Escherichia coli P and Type 1 fimbriae act in synergy in a living host to facilitate renal colonization leading to nephron obstruction. PLoS Pathog. 2011; 7: e1001298
Google Scholar - 66. Miao Y., Li G., Zhang X., Xu H., Abraham S.N.: A TRP channel senses lysosome neutralization by pathogens to trigger their expulsion. Cell, 2015; 161: 1306-1319
Google Scholar - 67. Miao Y., Wu J., Abraham S.N.: Ubiquitination of innate immune regulator TRAF3 orchestrates expulsion of intracellular bacteria by exocyst complex. Immunity, 2016; 45: 94-105
Google Scholar - 68. Muenzner P., Kengmo Tchoupa A., Klauser B., Brunner T., Putze J., Dobrindt U., Hauck C.R.: Uropathogenic E. coli exploit CEA to promote colonization of the urogenital tract mucosa. PLoS Pathog., 2016; 12: e1005608
Google Scholar - 69. Mulvey M.A., Lopez-Boado Y.S., Wilson C.L., Roth R., Parks W.C., Heuser J., Hultgren S.J.: Induction and evasion of host defenses by type 1-piliated uropathogenic Escherichia coli. Science, 1998; 282: 1494-1497
Google Scholar - 70. Mulvey M.A., Schilling J.D., Hultgren S.J.: Establishment of a persistent Escherichia coli reservoir during the acute phase of a bladder infection. Infect. Immun., 2001; 69: 4572-4579
Google Scholar - 71. Mysorekar I.U., Hultgren S.J.: Mechanisms of uropathogenic Escherichia coli persistence and eradication from the urinary tract. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2006; 103: 14170-14175
Google Scholar - 72. Naber K.G., Schito G., Botto H., Palou J., Mazzei T.: Surveillance study in Europe and Brazil on clinical aspects and Antimicrobial Resistance Epidemiology in Females with Cystitis (ARESC): implications for empiric therapy. Eur. Urol., 2008; 54: 1164-1175
Google Scholar - 73. Nagamatsu K., Hannan T.J., Guest R.L., Kostakioti M., Hadjifrangiskou M., Binkley J., Dodson K., Raivio T.L., Hultgren S.J.: Dysregulation of Escherichia coli α-hemolysin expression alters the course of acute and persistent urinary tract infection. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2015; 112: E871-E880
Google Scholar - 74. Nielsen K.L., Dynesen P., Larsen P., Jakobsen L., Andersen P.S., Frimodt-Møller N.: Role of urinary cathelicidin LL-37 and human β-defensin 1 in uncomplicated Escherichia coli urinary tract infections. Infect. Immun., 2014; 82: 1572-1578
Google Scholar - 75. Nielubowicz G.R., Mobley H.L.: Host-pathogen interactions in urinary tract infection. Nat. Rev. Urol., 2010; 7: 430-441
Google Scholar - 76. Nowicki B., Moulds J., Hull R., Hull S.: A hemagglutinin of uropathogenic Escherichia coli recognizes the Dr blood group antigen. Infect. Immun., 1988; 56: 1057-1060
Google Scholar - 77. Nowicki B., Selvarangan R., Nowicki S.: Family of Escherichia coli Dr adhesins: decay-accelerating factor receptor recognition and invasiveness. J. Infect. Dis., 2001; 183 (Suppl. 1): S24-S27
Google Scholar - 78. O’Brien V.P., Hannan T.J., Nielsen H.V., Hultgren S.J.: Drug and vaccine development for the treatment and prevention of urinary tract infections. Microbiol. Spectr., 2016; 4: 1-62
Google Scholar - 79. Oelschlaeger T.A., Dobrindt U., Hacker J.: Pathogenicity islands of uropathogenic E. coli and the evolution of virulence. Int. J. Antimicrob. Agents, 2002; 19: 517-521
Google Scholar - 80. Paterson D.L.: Resistance in gram-negative bacteria: Enterobacteriaceae. Am. J. Infect. Control, 2006; 34 (5 Suppl 1): S20-S28
Google Scholar - 81. Pendleton J.N., Gorman S.P., Gilmore B.F.: Clinical relevance of the ESKAPE pathogens. Expert Rev. Anti Infect. Ther., 2013; 11: 297-308
Google Scholar - 82. Pere A., Leinonen M., Väisänen-Rhen V., Rhen M., Korhonen T.K.: Occurrence of type-1C fimbriae on Escherichia coli strains isolated from human extraintestinal infections. J. Gen. Microbiol., 1985; 131: 1705-1711
Google Scholar - 83. Piątek R., Zalewska B., Kolaj O., Ferens M., Nowicki B., Kur J.: Molecular aspects of biogenesis of Escherichia coli Dr fimbriae: characterization of DraB-DraE complexes. Infect. Immun., 2005; 73: 135-145
Google Scholar - 84. Raz R., Gennesin Y., Wasser J., Stoler Z., Rosenfeld S., Rottensterich E., Stamm W.E.: Recurrent urinary tract infections in postmenopausal women. Clin. Infect. Dis., 2000; 30: 152-156
Google Scholar - 85. Reigstad C.S., Hultgren S.J., Gordon J.I.: Functional genomic studies of uropathogenic Escherichia coli and host urothelial cells when intracellular bacterial communities are assembled. J. Biol. Chem., 2007; 282: 21259-21267
Google Scholar - 86. Roberts J.A., Marklund B.I., Ilver D., Haslam D., Kaack M.B., Baskin G., Louis, M., Möllby R., Winberg J., Normark S.: The Gal(alpha 1-4)Gal-specific tip adhesin of Escherichia coli P-fimbriae is needed for pyelonephritis to occur in the normal urinary tract. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1994; 91: 11889-11893
Google Scholar - 87. Robino L., Scavone P., Araujo L., Algorta G., Zunino P., Pírez M.C., Vignoli R.: Intracellular bacteria in the pathogenesis of Escherichia coli urinary tract infection in children. Clin. Infect. Dis., 2014; 59: e158-e164
Google Scholar - 88. Rogers B.A., Sidjabat H.E., Paterson D.L.: Escherichia coli O25b-ST131: a pandemic, multiresistant, community-associated strain. J. Antimicrob. Chemother., 2011; 66: 1-14
Google Scholar - 89. Ronald A.: The etiology of urinary tract infection: traditional and emerging pathogens. Dis. Mon., 2003; 49: 71-82
Google Scholar - 90. Rosen D.A., Hooton T.M., Stamm W.E., Humphrey P.A., Hultgren S.J.: Detection of intracellular bacterial communities in human urinary tract infection. PLoS Med., 2007; 4: e329
Google Scholar - 91. Russo T.A., Stapleton A., Wenderoth S., Hooton T.M., Stamm W.E.: Chromosomal restriction fragment length polymorphism analysis of Escherichia coli strains causing recurrent urinary tract infections in young women. J. Infect. Dis., 1995; 172: 440-445
Google Scholar - 92. Salvatore S., Salvatore S., Cattoni E., Siesto G., Serati M., Sorice P., Torella M.: Urinary tract infections in women. Eur. J. Obstet. Gynecol. Reprod. Biol., 2011; 156: 131-136
Google Scholar - 93. Scholes D., Hooton T.M., Roberts P.L. Stapleton A.E., Gupta K., Stamm W.E.: Risk factors for recurrent urinary tract infection in young women. J. Infect. Dis., 2000; 182: 1177-1182
Google Scholar - 94. Schwartz D.J., Chen S.L., Hultgren S.J., Seed P.C.: Population dynamics and niche distribution of uropathogenic Escherichia coli during acute and chronic urinary tract infection. Infect. Immun., 2011; 79: 4250-4259
Google Scholar - 95. Selvarangan R., Goluszko P., Singhal J., Carnoy C., Moseley S., Hudson B., Nowicki S., Nowicki B.: Interaction of Dr adhesin with collagen type IV is a critical step in Escherichia coli renal persistence. Infect. Immun., 2004; 72: 4827-4835
Google Scholar - 96. Servin A.L.: Pathogenesis of Afa/Dr diffusely adhering Escherichia coli. Clin. Microbiol. Rev., 2005; 18: 264-292
Google Scholar - 97. Smaill F., Vazquez J.C.: Antibiotics for asymptomatic bacteriuria in pregnancy. Cochrane Database Syst. Rev., 2007; 2: CD000490
Google Scholar - 98. Sokurenko E.V., Chesnokova V., Doyle R.J, Hasty D.L.: Diversity of the Escherichia coli type 1 fimbrial lectin. Differential binding to mannosides and uroepithelial cells. J. Biol. Chem., 1997; 272: 17880-17886
Google Scholar - 99. Song J., Bishop B.L., Li G., Duncan M.J., Abraham S.N.: TLR4-initiated and cAMP-mediated abrogation of bacterial invasion of the bladder. Cell Host Microbe, 2007; 1: 287-298
Google Scholar - 100. Song J., Bishop B.L., Li G., Grady R., Stapleton A., Abraham S.N.: TLR4-mediated expulsion of bacteria from infected bladder epithelial cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2009; 106: 14966-14971
Google Scholar - 101. Spaulding C.N., Schreiber H.L. 4th, Zheng W., Dodson K.W., Hazen J.E., Conover M.S., Wang F., Svenmarker P., Luna-Rico A., Francetic O., Andersson M., Hultgren S., Egelman E.H.: Functional role of the type 1 pilus rod structure in mediating host-pathogen interactions. eLife, 2018; 7: e31662
Google Scholar - 102. Stamm W.E., Norrby S.R.: Urinary tract infections: disease panorama and challenges. J. Infect. Dis., 2001; 183 (Suppl 1): S1-S4
Google Scholar - 103. Terlizzi M.E., Gribaudo G., Maffei M.E.: UroPathogenic Escherichia coli (UPEC) Infections: virulence factors, bladder responses, antibiotic, and non-antibiotic antimicrobial strategies. Front. Microbiol., 2017; 8: 1566
Google Scholar - 104. Thankavel K., Madison B., Ikeda T., Malaviya R., Shah A.H., Arumugam P.M., Abraham S.N.: Localization of a domain in the FimH adhesin of Escherichia coli type 1 fimbriae capable of receptor recognition and use of a domain-specific antibody to confer protection against experimental urinary tract infection. Clin. Invest., 1997; 100: 1123-1136
Google Scholar - 105. Thurston T.L., Wandel M.P., von Muhlinen N., Foeglein A., Randow F.: Galectin 8 targets damaged vesicles for autophagy to defend cells against bacterial invasion. Nature, 2012; 482: 414-418
Google Scholar - 106. Valdebenito M., Crumbliss A.L., Winkelmann G., Hantke K.: Environmental factors influence the production of enterobactin, salmochelin, aerobactin, and yersiniabactin in Escherichia coli strain Nissle 1917. Int. J. Med. Microbiol., 2006; 296: 513-520
Google Scholar - 107. Vallet I., Olson J.W., Lory S., Lazdunski A., Filloux A.: The chaperone/usher pathways of Pseudomonas aeruginosa: identification of fimbrial gene clusters (cup) and their involvement in biofilm formation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2001; 98: 6911-6916
Google Scholar - 108. Valore E.V., Park C.H., Quayle A.J., Wiles K.R., McCray P.B. Jr, Ganz T.: Human beta-defensin-1: an antimicrobial peptide of urogenital tissues. J. Clin. Invest., 1998; 101: 1633-1642
Google Scholar - 109. Waksman G., Hultgren S.J.: Structural biology of the chaperone-usher pathway of pilus biogenesis. Nat. Rev. Microbiol., 2009; 7: 765-774
Google Scholar - 110. Wankel B., Ouyang J., Guo X., Hadjiolova K., Miller J., Liao Y., Tham D.K., Romih R., Andrade L.R., Gumper I., Simon J.P., Sachdeva R., Tolmachova T., Seabra M.C., Fukuda M. i wsp.: Sequential and compartmentalized action of Rabs, SNAREs, and MAL in the apical delivery of fusiform vesicles in urothelial umbrella cells. Mol. Biol. Cell, 2016; 27: 1621-1634
Google Scholar - 111. Watts R.E., Totsika M., Challinor V.L., Mabbett A.N., Ulett G.C., De Voss J.J., Schembri M.A.: Contribution of siderophore systems to growth and urinary tract colonization of asymptomatic bacteriuria Escherichia coli. Infect. Immun., 2012; 80: 333-344
Google Scholar - 112. Werneburg G.T., Thanassi D.G.: Pili assembled by the chaperone/usher pathway in Escherichia coli and Salmonella. EcoSal Plus, 2018; 8: 1-37
Google Scholar - 113. Wróblewska-Seniuk K., Selvarangan R., Hart A., Pladzyk R., Goluszko P., Jafari A., du Merle L., Nowicki S., Yallampalli C., Le Bouguénec C., Nowicki B.: Dra/AfaE adhesin of uropathogenic Dr/Afa+ Escherichia coli mediates mortality in pregnant rats. Infect. Immun., 2005; 73: 7597-7601
Google Scholar - 114. Wurpel D.J., Beatson S.A., Totsika M, Petty N.K., Schembri M.A.: Chaperone-usher fimbriae of Escherichia coli. PLoS One, 2013; 8: e52835
Google Scholar - 115. Yamamoto S.: Molecular epidemiology of uropathogenic Escherichia coli. J. Infect. Chemother., 2007; 13: 68-73
Google Scholar - 116. Zalewska-Piątek B., Bury K., Piątek R., Bruździak P., Kur J.: Type II secretory pathway for surface secretion of DraD invasin from the uropathogenic Escherichia coli Dr+ strain. J. Bacteriol., 2008; 190: 5044-5056
Google Scholar - 117. Zalewska-Piątek B., Piątek R., Olszewski M., Kur J.: Identification of antigen Ag43 in uropathogenic Escherichia coli Dr+ strains and defining its role in the pathogenesis of urinary tract infections. Microbiology, 2015; 161:1034-1049
Google Scholar - 118. Zalewska Piątek B.M., Wilkanowicz S.I., Piątek R.J., Kur J.W.: Biofilm formation as a virulence determinant of uropathogenic Escherichia coli Dr+ strains. Pol. J. Microbiol., 2009; 58: 223-229
Google Scholar - 119. Zavialov A., Zav’yalova G., Korpela T., Zav’yalov V.: FGL chaperone-assembled fimbrial polyadhesins: anti-immune armament of Gram-negative bacterial pathogens. FEMS Microbiol. Rev., 2007; 31: 478-514
Google Scholar - 120. Zowawi H.M., Harris P.N., Roberts M.J., Tambyah P.A., Schembri M.A., Pezzani M.D., Williamson D.A., Paterson D.L.: The emerging threat of multidrug-resistant Gram-negative bacteria in urology. Nat. Rev. Urol., 2015; 12: 570-584
Google Scholar