Właściwości przeciwnowotworowe związków rutenu – NAMI-A i KP1019
Michał Juszczak 1 , Magdalena Kluska 1 , Daniel Wysokiński 1 , Katarzyna Woźniak 1Streszczenie
Badania nad nowymi terapiami nowotworów to jedno z najważniejszych wyzwań współczesnej medycyny i biologii. Wiele dekad badań przyniosło wymierne korzyści zarówno w poznaniu mechanizmów molekularnych leżących u podstaw nowotworzenia, jak i w postaci rozwoju metod terapii nowotworów. Mimo to nowotwory należą nadal do schorzeń o najwyższej śmiertelności, a ich zwalczanie w wielu przypadkach jest nieskuteczne i obarczone wieloma działaniami niepożądanymi. Strategie terapeutyczne, dotyczące zarówno celowanego działania w ogniska komórek nowotworowych, jak i zapobieganie ich przerzutowaniu, skupiają się przede wszystkim na poszukiwaniu nowych związków chemicznych, wśród których istotną rolę zajmują kompleksy zawierające różne metale. Duże nadzieje wiąże się obecnie ze związkami zawierającymi ruten, a w artykule przedstawiono stan wiedzy nad zastosowaniem w terapii antynowotworowej dwóch związków tego typu − NAMI-A i KP1019.
Wstęp
W ciągu ostatnich kilkudziesięciu lat popularnymi lekami przeciwnowotworowymi były związki platyny. Wśród nich nadal najczęściej jest stosowana cisplatyna wykorzystywana u chorych z nowotworami m.in. jajnika, płuca, głowy i szyi [53]. Niestety, związek ten wykazuje znaczące działania niepożądane obejmujące: nefrotoksyczność, neurotoksyczność, utratę włosów czy też wymioty [21]. Rozpoczęto badania nad nowymi związkami, których stosowanie nie wiązałoby się z tak poważnymi działaniami niepożądanymi. Badania objęły szeroki zakres kompleksów zawierających: żelazo, osm, iryd, rod, złoto, a także ruten [27, 54].
Analizy wykazały, że ruten i jego kompleksy mają właściwości, które wyróżniają go wśród innych metali. Jest to m.in. duża stabilność, która wiąże się z czasem wymiany ligandów, który w związkach rutenu zazwyczaj wyraża się w godzinach, co odpowiada czasowi potrzebnemu do podziałów komórkowych [58]. Ruten może przyjmować stopnie utlenienia od II do IV, których zmiana (poprzez proces utleniania czy redukcji) jest możliwa w warunkach fizjologicznych [13]. Ubogie w tlen środowisko komórki nowotworowej stwarza warunki promujące redukcję Ru(III) do Ru(II), co powoduje wzrost aktywności kompleksu i interakcji z różnymi cząsteczkami w komórce [1]. Ukierunkowuje to działanie związków rutenu na komórki nowotworowe. W przeciwieństwie do cisplatyny, kompleksy oparte o rdzeń rutenowy nie wykazują dużej cytotoksyczności na komórki prawidłowe. Ponadto badania biochemiczne i histopatologiczne wykazały niewielką neuro- oraz nefrotoksyczność związków rutenowych w porównaniu do związków platyny [6]. Inną istotną właściwością rutenu jest jego zdolność do naśladowania żelaza, co przejawia się wiązaniem do transferyny. Komórki nowotworowe, ze względu na zmieniony metabolizm, mają większe zapotrzebowanie na żelazo w porównaniu do komórek prawidłowych [32]. Jest to kolejny mechanizm ukierunkowujący działanie związków rutenu na komórki nowotworowe.
NAMI-A i KP1019 to dwa koordynacyjne związki rutenu (III), które poddano badaniom klinicznym. Badania pierwszej fazy zakończyły się w 2004 r. dla NAMI-A i w 2008 r. dla KP1019 [5, 40]. Ich aktywność opiera się na przyłączeniu sześciu ligandów, które można podzielić na osiowe i kątowe. Dwa ligandy osiowe zawierające atomy siarki bądź azotu są odpowiedzialne za właściwości steryczne. Cztery ligandy kątowe mogą być zastąpione innymi pod wpływem warunków panujących w komórce, np. związanych ze zmianą pH [19]. NAMI-A ((H2Im)[trans-RuIIICl4(DMSO)(Im)]) to kompleks rutenowy, zawierający w swojej sferze koordynacyjnej ligandy osiowe – dimetylosulfotlenkowy (DMSO) i imidazolowy oraz kątowe – cztery jony chlorkowe (ryc. 1). Natomiast KP1019 ((HInd)[trans-RuIIICl4(Ind)2]) to związek, w którym ruten tworzy kompleks z czterema jonami chlorkowymi, a także dwoma indazolowymi (ryc. 1).
Ryc. 1. Budowa NAMI-A oraz KP1019
Cytotoksyczność NAMI-A i KP1019
Oprócz terapeutycznego wpływu danego związku, istotnym jego działaniem jest cytotoksyczność względem komórek prawidłowych. Wiąże się to z występowaniem oraz intensywnością działań niepożądanych i dlatego trzeba je uwzględniać jako dodatkowy czynnik w terapeutycznym zastosowaniu danego związku [61]. Oceniając cytotoksyczność względem komórek prawidłowych, wykazano, że NAMI-A wykazuje ją w niewielkim stopniu [4]. Wykazano także, że NAMI-A działa bardzo cytotoksycznie, nawet w niewielkich stężeniach na niektóre komórki białaczkowe, takie jak HL-60 i K562 [50].
Badania wykazały, że zarówno KP1019, jak i sól sodowa tego związku KP1339, mają niewielką, zbliżoną do siebie cytotoksyczność na komórki prawidłowe. Można zatem przypuszczać, że działają według podobnego mechanizmu, a modyfikacja chemiczna KP1019 prowadząca do powstania soli KP1339 o lepszej rozpuszczalności, nie ogranicza potencjału terapeutycznego związku [34]. Porównano także cytotoksyczność KP1019 i KP1339 z cisplatyną i etopozydem. Badania przeprowadzone na liniach komórkowych raka jelita grubego (HT29 i SW480) wykazały znacząco mniejszą cytotoksyczność kompleksów rutenowych [36]. Przeprowadzono ponadto badania, które dowiodły, że KP1339 aktywuje kaspazy-3, -7 i -8 w komórkach nowotworowych trzustki Caspan-1, prowadząc do ich apoptozy [55].
W innych badaniach udowodniono, że jony różnych metali mogą wpływać na cytotoksyczność KP1019. Analiza żywotności komórek HeLa testem MTT wykazała znaczące zwiększenie cytotoksyczności KP1019 w obecności jonów: glinu, kadmu, miedzi, a zwłaszcza cynku [28].
Transport we krwi
Transport związków zawierających ruten bada wielu uczonych m.in. z powodu zdolności jonów Ru(III) do naśladowania Fe(III). Stwarza to możliwości zastosowania w terapii strategii tzw. konia trojańskiego, która w założeniu pozwoliłaby na wprowadzenie do komórki związków zawierających ruten przez fizjologiczną drogę transportu żelaza z wykorzystaniem transferyny [42]. Wykazano, że NAMI-A może się wiązać do transferyny i albuminy, tworząc stabilne addukty w różnych stosunkach molowych [8]. Wykonano badania dowodzące, że addukty, które powstają między albuminą i NAMI-A, są aktywne farmakologicznie. Działanie takie może mieć związek z antymetastatyczną aktywnością, która przejawia się m. in. przez zwiększenie adhezji komórkowej [46].
Przeprowadzono także badania dotyczące oddziaływania KP1019 i transferyny w postaci wolnej od żelaza (apotransferyna). Badania spektroskopowe dostarczyły dowodów na formowanie adduktów apotransferyny i KP1019 [37]. Wykonano także badania krystalograficzne z wykorzystaniem apolaktoferyny, która wykazuje znaczne podobieństwo do transferyny, zarówno strukturalne, jak i funkcjonalne, jednak charakteryzuje się większą zdolnością do formowania kryształów. Wyniki badań wykazały, że fragment kompleksu zawierający ruten łączy się koordynacyjnie z histydyną w pozycji 253, znajdującą się w miejscu wiążącym żelazo [38]. Ta interakcja tłumaczyłaby zdolność rutenu do naśladowania żelaza.
Interakcje z kwasami nukleinowymi
Porównano zdolność NAMI-A, KP1019 i cisplatyny do tworzenia adduktów z DNA i wykazano, że potencjał do ich formowania dla obu związków zawierających ruten jest znacząco niższy niż cisplatyny. Preferencyjnym miejscem wiązania związków rutenowych z DNA, podobnie jak w przypadku cisplatyny, jest guanina [30]. Badacze sprawdzili interakcje, które zachodzą między NAMI-A i DNA. Badania miały na celu określenie preferencji do tworzenia wiązań między rutenem znajdującym się w centrum cząsteczki NAMI-A, a poszczególnymi atomami występującymi w zasadach azotowych. Wyniki badań wykazały, że zdolność rutenu do wiązania się z atomami azotu w cząsteczce guaniny jest zależna od stopnia uwodnienia NAMI-A. Zarówno w jednowodnym, jak i dwuwodnym NAMI-A najbardziej preferowanym atomem był azot w pozycji 7, który okazuje się skuteczniejszy od atomów azotu w pozycji 3 oraz 1. Wiązanie między rutenem a N7G według obliczeń jest stabilizowane przez największą liczbę wiązań wodorowych [22]. W przypadku KP1019 interakcje z DNA powodują formowanie wiązań krzyżowych oraz indukcję pęknięć nici. Ponadto wiązanie się do DNA wpływa na konformację podwójnej helisy [12]. Badania wykonane w 2011 r. wykazały, że NAMI-A oddziałuje z RNA drożdży w liczbie 2-5 kompleksów Ru-RNA na rybosom [35]. Uzyskane wyniki wskazywały, że RNA może być potencjalnym celem oddziaływania NAMI-A. W innych badaniach skupiono się na zdolności zarówno NAMI-A, jak i KP1019 do wiązania się z tRNAPhe. Po raz pierwszy zaobserwowano interakcję KP1019 z RNA. Zaproponowano następujące mechanizmy interakcji związków rutenowych z RNA: elektrostatyczne oddziaływanie dla NAMI-A oraz interkalację między zasady w cząsteczce tRNAPhe dla KP1019. Otrzymane wyniki wskazują, że interakcje z tRNAPhe mogą odgrywać potencjalną rolę w działaniu KP1019 i najprawdopodobniej nie mają wpływu na działanie NAMI-A [23].
Interakcje z białkami
Ze względu na stosunkowo słabe interakcje związków rutenowych z DNA, zajęto się ich oddziaływaniami z białkami. Przeprowadzono m.in. badania dotyczące interakcji NAMI-A z lizozymem jaja kurzego. Badania krystalograficzne wykazały, że kompleks rutenowy utracił wszystkie dołączone ligandy i jako wolny jon wszedł w interakcję z lizozymem przez utworzenie wiązań koordynacyjnych z dwoma odrębnymi kwasami asparginowymi białka w pozycjach 101 i 119 [45].
Białkiem, które badano pod kątem interakcji ze związkami rutenu była także anhydraza węglanowa. W przypadku interakcji z tym białkiem badania wskazały na koordynacyjne wiązanie się wolnego jonu rutenu z grupą imidazolową histydyny 64 [17]. Badacze przeanalizowali ponadto potencjalne interakcje między NAMI-A i ferrytyną, a dokładniej jej podjednostką H. Wyniki umożliwiły identyfikację miejsca wiążącego ruten. Jon rutenu utworzył wiązanie koordynacyjne z histydyną w pozycji 105. Powstały addukt między NAMI-A, a podjednostką H ferrytyny może być potencjalnie wykorzystany jako selektywny nośnik jonów rutenowych do komórek nowotworowych [20].
Następne badania dotyczyły interakcji KP1019 z albuminą ludzkiej surowicy. Analizowana struktura białka wykazała obecność dwóch miejsc, w których był związany ruten. Oba centra metalowe zostały związane z azotem obecnym w grupie imidazolowej histydyny w pozycjach 146 oraz 242 [11]. Zbadano także, czy NAMI-A wchodzi w interakcję z tym białkiem. Wyniki, podobnie jak w przypadku KP1019, wskazały na utworzenie wiązań koordynacyjnych z grupą imidazolową histydyny [60]. Na podstawie tych doświadczeń zaproponowano mechanizm ,,rutenacji białka” przez NAMI-A, który byłby następujący: kompleks ulega degradacji przez odłączenie się ligandów, a jon rutenu przyłącza się do białka, głównie przez grupę imidazolową histydyny bądź grupę karboksylową kwasu asparginowego lub glutaminowego [44].
Antymetastatyczne właściwości NAMI-A
Przerzutowanie (inaczej metastaza), będące jednym z aspektów progresji nowotworu, jest procesem złożonym. Przerzuty są zazwyczaj najczęstszą przyczyną zgonów pacjentów z chorobą nowotworową. Późne wykrycie nowotworu i diagnoza w stadiach, w których stwierdza się pojawienie nowych ognisk komórek nowotworowych, oddalonych od pierwotnego miejsca, bardzo zawęża metody, które można wykorzystać w terapii [2, 39]. Dlatego też poszukiwanie związków, które wykazują dużą skuteczność względem przerzutów nowotworowych, zyskuje coraz większe znaczenie pod kątem strategii leczenia [26].
Jednym z pierwszych etapów przerzutowania jest aktywacja czynnika indukowanego hipoksją HIF-1α [47]. Komórka, aby uniknąć apoptozy spowodowanej hipoksją, zwiększa ekspresję HIF-1α, który po wniknięciu do jądra i związaniu z HIF-1β, może indukować ekspresję m.in. czynnika wzrostu śródbłonka naczyń (VEGF) odpowiedzialnego za powstawanie nowych naczyń krwionośnych [51]. Aby mógł się dalej rozwijać nowotwór, niezbędna jest degradacja macierzy zewnątrzkomórkowej, która otacza komórki nowotworowe. W jej przebudowie główną rolę odgrywają metaloproteinazy macierzy zewnątrzkomórkowej (MMP). Enzymy te degradują macierz zewnątrzkomórkową, a to ogranicza barierę fizyczną do rozwoju nowotworu, a ponadto otwiera drogę do naczyń krwionośnych i limfatycznych, którymi komórki nowotworowe rozprzestrzeniają się w organizmie [24]. Warunkiem koniecznym, który muszą spełnić komórki mające zapoczątkować przerzutowanie jest nabycie zdolności do przeżycia, mimo braku kontaktu z innymi komórkami i macierzą zewnątrzkomórkową, czyli anoikis. Znaczącą rolę odgrywają tutaj kinazy związane z integrynami (ILK) [16]. Pod wpływem mikrośrodowiska guza dochodzi do zmiany fenotypu komórki nowotworowej na taki, który charakteryzuje się zwiększoną mobilnością (przejście epitelialno-mezenchymalne). Komórka w czasie przejścia traci ścisłe połączenia z innymi komórkami, a jej cytoszkielet ulega reorganizacji, co pozwala na uzyskanie fenotypu inwazyjnego [62].
Zestawiono aktywności koordynacyjnych związków rutenowych, w tym NAMI-A i KP1019, pod kątem hamowania rozwoju komórek guza pierwotnego i komórek zdolnych do metastazy. Wyniki wykazały brak selektywnej cytotoksyczności KP1019 na oba typy komórek, a także bardzo wysoką selektywność NAMI-A pod kątem cytotoksycznego działania względem komórek metastatycznych [59]. Duża aktywność antymetastatyczna NAMI-A wskazuje na selektywność działania związku, a także na mechanizm działania odmienny od leków opartych o platynę. Aktywność antymetastatyczna NAMI-A jest niezależna od dawki, częstości stosowania, drogi podawania związku i zaawansowania rozwoju guza [3]. Badania wykonane na linii komórkowej śródbłonka ECV304 wskazują na potencjał NAMI-A do modulowania procesu angiogenzy. Przypuszcza się, że ważną rolę odgrywa zdolność wiązania przez NAMI-A tlenku azotu (NO), przez co zmniejsza się dostępność tego gazowego transmitera, który jest wykorzystywany przez komórki nowotworowe do modulowania procesu angiogenezy [18].
NAMI-A obniża ekspresję metaloproteinaz MMP-2 oraz MMP-9 [31]. Przeprowadzono ponadto badania nad wpływem NAMI-A na aktywność TGF-β1, co wiązało się także z oceną redukcji migracji komórek linii HBL-100, MCF-7 i MDA-MB-231. Wyniki wykazały, że w przypadku linii HBL-100, będącej odpowiednikiem komórek prawidłowych, związek nie wpłynął w żaden sposób na ilość białka TGF-β1, a w obu liniach nowotworowych MCF-7 oraz MDA-MB-231 zaobserwowano znaczące obniżenie jego ilości. Spadek poziomu białka TGF-β1 obserwowano w stężeniu 1 µM w komórkach MDA-MB-231 i 10 µM w komórkach MCF-7. Po zastosowaniu NAMI-A w stężeniu 100 µM zaobserwowano gwałtowny wzrost ilości TGF-β1. Zaobserwowano ponadto znaczące obniżenie inwazyjności linii MDA-MB-231 oraz MCF-7 po zastosowaniu stężenia 100 µM, co świadczy o tym, że prawdopodobnie za antymetastatyczną aktywność NAMI-A odpowiada inne białko [14].
NAMI-A zmniejsza poziom integryny α5β1 na powierzchni komórek HCT-116. Badania wykazały, że najskuteczniejsza inhibicja ekspresji genów obu podjednostek tej integryny występowała po zastosowaniu NAMI-A w stężeniu 1 µM. Zastosowanie stężenia 100 µM spowodowało zwiększenie ekspresji genu kodującego podjednostkę α5, co nie wiąże się ze zwiększeniem aktywności integryny α5β1, gdyż do prawidłowego funkcjonowania potrzebuje ona zarówno podjednostki α5, jak i β1 [48].
W ostatnich latach przeprowadzono badania mające na celu sprawdzenie, jaki wpływ ma NAMI-A na ekspresję genów zaangażowanych w proces metastazy. Badania przeprowadzono na komórkach raka jelita grubego linii HCT-116. W trzech badanych genach − ABL-2, ATF–3, RND-1 zaobserwowano znaczące obniżenie ich ekspresji [9]. Badania wykonane na modelu zwierzęcym wykazały, że NAMI-A selektywnie wiąże się do włókien kolagenowych, a także błony podstawnej znajdującej się w okolicach guza. Może to doprowadzić do interkalacji związku do sieci kolagenowej, przez co komórkom nowotworowym jest trudniej rozpocząć migrację [41].
Interakcje biologiczne odpowiadające za antymetastatyczne właściwości NAMI-A przedstawiono na ryc. 2.
Ryc. 2. Interakcje biologiczne odpowiadające za antymetastatyczne właściwości NAMI-A (wg [5] zmodyfikowano)
Mechanizm działania KP1019
Niedawno przeprowadzone badania wykazały, że mechanizm działania KP1019 oraz NAMI-A jest odmienny, a przyczyny tego upatruje się w różnicach w procesie uwodnienia oraz aktywacji rutenu [43]. Głównym czynnikiem wydaje się jednak drastyczna różnica w wychwycie komórkowym obu związków. Wykazano bardzo znaczące różnice w wychwycie komórkowym, który okazał się minimalny dla NAMI-A w porównaniu do KP1019 [29]. Badania przeprowadzone w 2016 r. na komórkach raka okrężnicy wykazały, że KP1339 może oddziaływać na białka obecne w cytozolu, a to wywołuje stres oksydacyjny i stres retikulum endoplazmatycznego. Możliwe jest wejście komórki na mitochondrialny szlak apoptotyczny w wyniku powstałych uszkodzeń [25]. Otrzymane wyniki skłoniły badaczy do sprawdzenia, czy mechanizm działania oparty o zwiększone wytwarzanie reaktywnych form tlenu to główne oddziaływanie KP1019, czy też tylko jeden z możliwych mechanizmów, przez który może działać ten związek. Wykonano wiele eksperymentów na drożdżach jako organizmach modelowych. Wysoka homologia między białkami drożdżowymi i ludzkimi pozwala na odkrycie potencjalnego wpływu KP1019 na komórki człowieka [57]. Ekspozycja komórek drożdży na KP1019 powoduje uszkodzenia DNA, które indukują odpowiedź komórki (DDR). Odpowiedź ta zatrzymuje cykl komórkowy w punkcie kontrolnym związanym z białkiem Rad9. W przypadku mutantów pozbawionych genu Rad9 obserwowano zdecydowanie większą wrażliwość komórek na KP1019, co świadczy o krytycznej roli DDR w tolerancji na ten związek [10]. Wykazano, że pewne zewnętrzne czynniki mogą modulować cytotoksyczny potencjał KP1019. Obecność jonów metali, takich jak: miedź, mangan, cynk czy glin zwiększają cytotoksyczność związku najprawdopodobniej przez synergistyczne oddziaływanie z KP1019. Wykazano także, że aktywność związku zmniejsza się przez działanie zredukowanego glutationu (GSH), który redukuje wychwyt komórkowy KP1019. Jony Fe2+ także zmniejszają aktywność KP1019, jednak wyjaśnienie tego wymaga dalszych badań [5]. Wykazano, że KP1019 tworzy addukty z histonem H3. Ponadto zakrojone na szeroką skalę analizy transkryptomu drożdży po ekspozycji na KP1019 wykazały znaczące zmiany ekspresji genów zaangażowanych w różne procesy komórkowe, takie jak: sygnalizacja komórkowa, naprawa uszkodzeń DNA, biogeneza rybosomów czy stres osmotyczny, w który zaangażowane jest białko Hog1. Analiza komputerowa wskazała homologiczne geny człowieka, na ekspresję których może wpływać KP1019 [28]. Schemat przedstawiający poznane oraz przewidywane cele molekularne KP1019 przedstawiono na ryc. 3.
Ryc. 3. Poznane oraz potencjalne cele biologiczne KP1019 (wg [5] zmodyfikowano)
Badania in vivo z wykorzystaniem NAMI-A i KP1019
NAMI-A był pierwszym związkiem rutenowym, który został podany pacjentom. Pierwsza faza badań klinicznych rozpoczęła się w 1999 r. i objęła 24 pacjentów z różnymi typami nowotworów, w tym: okrężnicy, jelita grubego i niedrobnokomórkowego raka płuca [5]. Najbardziej obiecujące rezultaty uzyskano u pacjentów z niedrobnokomórkowym rakiem płuca. Rozwój nowotworu u jednego z pacjentów został zatrzymany na 21 tygodni. Korelowało to z wynikami badań prowadzonych na mysich modelach raka płuca, co sugerowało rozpoczęcie dalszych badań klinicznych nad zastosowaniem NAMI-A jako leku przeciwko temu rakowi [52].
Przeprowadzono testy przedkliniczne z KP1019 na szczurach z platynoopornym rakiem jelita grubego, który pod względem histologicznym przypomina ludzki nowotwór jelita grubego. Zaobserwowano znaczącą redukcję masy guza sięgającą 70% [56]. Ponadto wykonano badania na myszach, u których indukowano nowotwór piersi. Testy wykazały dużą skuteczność KP1019 w zwalczaniu guzów pierwotnych [7]. KP1019 był drugim po NAMI-A kompleksem rutenowym, z którym rozpoczęto badania kliniczne. Badania I fazy objęły niewielką 8-osobową grupę pacjentów z różnymi nowotworami, m.in. wątroby, odbytnicy i endometrium. U 5 pacjentów stwierdzono ustabilizowanie się choroby na co najmniej 8 tygodni [33]. Postanowiono także sprawdzić, czy zwiększenie rozpuszczalności związku zwiększy jego potencjał przeciwnowotworowy, w tym celu zaczęto badania z solą KP1339. Badanie kliniczne KP1339 przeprowadzono u 46 pacjentów z różnymi typami nowotworów, w tym jelita grubego, niedrobnokomórkowego raka płuca oraz nowotworów głowy i szyi. Zatrzymanie rozwoju nowotworu wystąpiło u ponad 25% pacjentów [15, 49].
Podsumowanie
Poszukiwanie nowych, skuteczniejszych metod w terapii nowotworów należy do niezwykle istotnych kierunków badań we współczesnych naukach biomedycznych. Kompleksy metali należą do obiecujących grup wśród współcześnie testowanych pod tym kątem substancji. Cisplatyna jest bardzo skutecznym lekiem w terapii wielu typów nowotworów i stanowi niejako punkt odniesienia dla nowych, potencjalnych leków zawierających metal. Badania nad kompleksami zawierającymi ruten NAMI-A i KP1019 są obiecujące, zwłaszcza pod kątem niewielkiej toksyczności tych związków na komórki prawidłowe, jak również pod kątem ich działania antymetastatycznego. Precyzyjne mechanizmy działania NAMI-A i KP1019 nie są dokładnie poznane i wymagają dalszych badań. Zaznaczyć jednak należy, iż według dostępnych danych, mechanizm działania cisplatyny oraz scharakteryzowanych w artykule kompleksów rutenowych jest różny, ponieważ cisplatyna oddziałuje przede wszystkim z DNA, natomiast w kompleksach rutenowych mechanizm działania opiera się na oddziaływaniu z białkami, a także wpływa na poziom ekspresji wielu genów. Wnioskować zatem można, że działanie kompleksów rutenowych opiera się na bardziej złożonych interakcjach ze składnikami komórki i wymaga dalszych badań w celu ich pełniejszego poznania.
Przypisy
- 1. Abid M., Shamsi F., Azam A.: Ruthenium complexes: An emerging ground to the development of metallopharmaceuticals for cancer therapy. Mini Rev. Med. Chem., 2016; 16: 772–786
Google Scholar - 2. Adeel M.M., Qasim M., Ashfaq U.A., Masoud M.S., Rehman M.U., Qamar M.T., Javed M.R.: Modelling and simulation of mutant alleles of breast cancer metastasis suppressor 1 (BRMS1) gene. Bioinformation, 2014; 10: 454–459
Google Scholar - 3. Alessio E.: Thirty years of the drug candidate NAMI‐A and the myths in the field of ruthenium anticancer compounds: A personal perspective. Eur. J. Inorg. Chem., 2017: 1549–1560
Google Scholar - 4. Alessio E., Messori L.: The deceptively similar ruthenium(III) drug candidates KP1019 and NAMI-A have different actions. What did we learn in the past 30 years? Met. Ions Life Sci., 2018; 18: 141–170
Google Scholar - 5. Alessio E., Messori L.: NAMI-A and KP1019/1339, two iconic ruthenium anticancer drug candidates face-to-face: A case story in medicinal inorganic chemistry. Molecules, 2019; 24: 1995
Google Scholar - 6. Anchuri S.S., Thota S., Yerra R., Devarakonda K.P., Dhulipala S.: Novel mononuclear ruthenium(II) compounds in cancer therapy. Asian Pac. J. Cancer Prev., 2012; 13: 3293–3298
Google Scholar - 7. Bergamo A., Masi A., Jakupec M.A., Keppler B.K., Sava G.: Inhibitory effects of the ruthenium complex KP1019 in models of mammary cancer cell migration and invasion. Met. Based Drugs, 2009; 2009: 681270
Google Scholar - 8. Bergamo A., Messori L., Piccioli F., Cocchietto M., Sava G.: Biological role of adduct formation of the ruthenium(III) complex NAMI-A with serum albumin and serum transferrin. Invest. New Drugs, 2003; 21: 401–411
Google Scholar - 9. Bergamo A., Pelillo C., Chambery A., Sava G.: Influence of components of tumour microenvironment on the response of HCT-116 colorectal cancer to the ruthenium-based drug NAMI-A. J. Inorg. Biochem., 2017; 168: 90–97
Google Scholar - 10. Bierle L.A., Reich K.L., Taylor B.E., Blatt E.B., Middleton S.M., Burke S.D., Stultz L.K., Hanson P.K., Partridge J.F., Miller M.E.: DNA damage response checkpoint activation drives KP1019 dependent pre-anaphase cell cycle delay in S. cerevisiae. PLoS One, 2015; 10: e138085
Google Scholar - 11. Bijelic A., Theiner S., Keppler B.K., Rompel A.: X-ray structure analysis of indazolium trans-[tetrachlorobis(1h-indazole)ruthenate(iii)] (KP1019) bound to human serum albumin reveals two ruthenium binding sites and provides insights into the drug binding mechanism. J. Med. Chem., 2016; 59: 5894–5903
Google Scholar - 12. Brabec V., Kasparkova J.: Ruthenium coordination compounds of biological and biomedical significance. DNA binding agents. Coord. Chem. Rev., 2018; 376: 75–94
Google Scholar - 13. Bratsos I., Jedner S., Gianferrara T., Alessio E.: Ruthenium anticancer compounds: challenges and expectations. Chimia, 2007; 61: 692–697
Google Scholar - 14. Brescacin L., Masi A., Sava G., Bergamo A.: Effects of the ruthenium-based drug NAMI-A on the roles played by TGF-β1 in the metastatic process. J. Biol. Inorg. Chem., 2015; 20: 1163–1173
Google Scholar - 15. Burris H.A., Bakewell S., Bendell J.C., Infante J., Jones S.F., Spigel D.R., Weiss G.J., Ramanathan R.K., Ogden A., Von Hoff D.: Safety and activity of IT-139, a ruthenium-based compound, in patients with advanced solid tumours: a first-in-human, open-label, dose-escalation phase I study with expansion cohort. ESMO Open, 2017; 1: e000154
Google Scholar - 16. Cao Z., Livas T., Kyprianou N.: Anoikis and EMT: Lethal “liaisons” during cancer progression. Crit. Rev. Oncog., 2016; 21: 155–168
Google Scholar - 17. Casini A., Temperini C., Gabbiani C., Supuran C.T., Messori L.: The x-ray structure of the adduct between NAMI-A and carbonic anhydrase provides insights into the reactivity of this metallodrug with proteins. Chem. Med. Chem., 2010; 5: 1989–1994
Google Scholar - 18. Castellarin A., Zorzet S., Bergamo A., Sava G.: Pharmacological activities of ruthenium complexes related to their NO scavenging properties. Int. J. Mol. Sci., 2016; 17: E1254
Google Scholar - 19. Caterino M., Herrmann M., Merlino A., Riccardi C., Montesarchio D., Mroginski M.A., Musumeci D., Ruffo F., Paduano L., Hildebrandt P., Kozuch J., Vergara A.: On the pH-modulated Ru-based prodrug activation mechanism. Inorg. Chem., 2019; 58: 1216–1223
Google Scholar - 20. Ciambellotti S., Pratesi A., Severi M., Ferraro G., Alessio E., Merlino A., Messori L.: The NAMI A-human ferritin system: A biophysical characterization. Dalton Trans., 2018; 47: 11429–11437
Google Scholar - 21. Ciarimboli G.: Membrane transporters as mediators of cisplatin side-effects. Anticancer Res., 2014; 34: 547–550
Google Scholar - 22. Das D., Khan M.S., Barik G., Avasare V., Pal S.: Computational approach to unravel the role of hydrogen bonding in the interaction of NAMI-A with DNA nucleobases and nucleotides. J. Phys. Chem. A., 2018; 122: 8397–8411
Google Scholar - 23. Dwyer B.G., Johnson E., Cazares E., McFarlane Holman K.L., Kirk S.R.: Ruthenium anticancer agent KP1019 binds more tightly than NAMI-A to tRNA Phe. J. Inorg. Biochem., 2018; 182: 177–183
Google Scholar - 24. Fink K., Boratynski L.: Rola metaloproteinaz w modyfikacji macierzy zewnątrzkomórkowej w nowotworowym wzroście inwazyjnym, w przerzutowaniu i w angiogenezie. Postępy Hig. Med. Dośw., 2012; 66: 609–628
Google Scholar - 25. Flocke L.S., Trondl R., Jakupec M.A., Keppler B.K.: Molecular mode of action of NKP-1339 – a clinically investigated ruthenium-based drug – involves ER- and ROS-related effects in colon carcinoma cell lines. Invest. New Drugs, 2016; 34: 261–268
Google Scholar - 26. Gandalovičová A., Rosel D., Fernandes M., Veselý P., Heneberg P., Čermák V., Petruželka L., Kumar S., Sanz-Moreno V., Brábek J.: Migrastatics-anti-metastatic and anti-invasion drugs: promises and challenges. Trends Cancer, 2017; 3: 391–406
Google Scholar - 27. Gasser G., Ott I., Metzler-Nolte N.: Organometallic anticancer compounds. J. Med. Chem., 2011; 54: 3–25
Google Scholar - 28. Golla U., Swagatika S., Chauhan S., Tomar R.S.: A systematic assessment of chemical, genetic, and epigenetic factors influencing the activity of anticancer drug KP1019 (FFC14A). Oncotarget, 2017; 8: 98426–98454
Google Scholar - 29. Gransbury G.K., Kappen P., Glover C.J., Hughes J.N., Levina A., Lay P.A., Musgrave I.F., Harris H.H.: Comparison of KP1019 and NAMI-A in tumour-mimetic environments. Metallomics, 2016; 8: 762–773
Google Scholar - 30. Groessl M., Tsybin Y.O., Hartinger C.G., Keppler B.K., Dyson P.J.: Ruthenium versus platinum: interactions of anticancer metallodrugs with duplex oligonucleotides characterised by electrospray ionisation mass spectrometry. J. Biol. Inorg. Chem., 2010; 15: 677–688
Google Scholar - 31. Gu L., Li X., Ran Q., Kang C., Lee C., Shen J.: Antimetastatic activity of novel ruthenium (III) pyridine complex. Cancer Med., 2016; 5: 2850–2860
Google Scholar - 32. Guo W., Zheng W., Luo Q., Li X., Zhao Y., Xiong S., Wang F.: Transferrin serves as a mediator to deliver organometallic ruthenium(II) anticancer complexes into cells. Inorg. Chem., 2013; 52: 5328–5338
Google Scholar - 33. Hartinger C.G., Jakupec M.A., Zorbas-Seifried S., Groessl M., Egger A., Berger W., Zorbas H., Dyson P.J., Keppler B.K.: KP1019, a new redox-active anticancer agent-preclinical development and results of a clinical phase I study in tumor patients. Chem. Biodivers., 2008; 5: 2140–2155
Google Scholar - 34. Heffeter P., Böck K., Atil B., Reza Hoda M.A., Körner W., Bartel C., Jungwirth U., Keppler B.K., Micksche M., Berger W., Koellensperger G.: Intracellular protein binding patterns of the anticancer ruthenium drugs KP1019 and KP1339. J. Biol. Inorg. Chem., 2010; 15: 737–748
Google Scholar - 35. Hostetter A.A., Miranda M.L., DeRose V.J., McFarlane Holman K.L.: Ru binding to RNA following treatment with the antimetastatic prodrug NAMI-A in Saccharomyces cerevisiae and in vitro. J. Biol. Inorg. Chem., 2011; 16: 1177–1185
Google Scholar - 36. Kapitza S., Pongratz M., Jakupec M.A., Heffeter P., Berger W., Lackinger L., Keppler B.K., Marian B.: Heterocyclic complexes of ruthenium(III) induce apoptosis in colorectal carcinoma cells. J. Cancer Res. Clin. Oncol., 2005; 131: 101–110
Google Scholar - 37. Kratz F., Hartmann M., Keppler B., Messori L.: The binding properties of two antitumor ruthenium(III) complexes to apotransferrin. J. Biol. Chem., 1994; 269: 2581–2588
Google Scholar - 38. Kratz F., Keppler B.K., Messori L., Smith C., Baker E.N.: Protein-binding properties of two antitumour Ru(III) complexes to human apotransferrin and apolactoferrin. Met. Based Drugs, 1994; 1: 169–173
Google Scholar - 39. Krøigård A.B., Larsen M.J., Lænkholm A.V., Knoop A.S., Jensen J.D., Bak M., Mollenhauer J., Thomassen M., Kruse T.A.: Identification of metastasis driver genes by massive parallel sequencing of successive steps of breast cancer progression. PLoS One, 2018; 13: e0189887
Google Scholar - 40. Lazarević T., Rilak A., Bugarčić Z.D.: Platinum, palladium, gold and ruthenium complexes as anticancer agents: Current clinical uses, cytotoxicity studies and future perspectives. Eur. J. Med. Chem., 2017; 142: 8–31
Google Scholar - 41. Liang J., Levina A., Jia J., Kappen P., Glover C., Johannessen B., Lay P.A.: Reactivity and transformation of antimetastatic and cytotoxic rhodium(iii)-dimethyl sulfoxide complexes in biological fluids: An XAS speciation study. Inorg. Chem., 2019; 58: 4880–4893
Google Scholar - 42. Luck A.N., Mason A.B.: Structure and dynamics of drug carriers and their interaction with cellular receptors: Focus on serum transferrin. Adv. Drug Deliv. Rev., 2013; 65: 1012–1019
Google Scholar - 43. Meier-Menches S.M., Gerner C., Berger W., Hartinger C.G., Keppler B.K.: Structure-activity relationships for ruthenium and osmium anticancer agents-towards clinical development. Chem. Soc. Rev., 2018; 47: 909–928
Google Scholar - 44. Merlino A.: Interactions between proteins and Ru compounds of medicinal interest: A structural perspective. Coordin. Chem. Rev., 2016; 326: 111–134
Google Scholar - 45. Messori L., Merlino A.: Ruthenium metalation of proteins: the X-ray structure of the complex formed between NAMI-A and hen egg white lysozyme. Dalton Trans., 2014; 43: 6128–6131
Google Scholar - 46. Novohradský V., Bergamo A., Cocchietto M., Zajac J., Brabec V., Mestroni G., Sava G.: Influence of the binding of reduced NAMI-A to human serum albumin on the pharmacokinetics and biological activity. Dalton Trans., 2015; 44: 1905–1913
Google Scholar - 47. Nowakowska A., Tarasiuk J.: Procesy inwazji i przerzutowania komórek opornych na chemioterapię. Postępy Hig. Med. Dośw., 2017; 71: 380–397
Google Scholar - 48. Pelillo C., Mollica H., Eble J.A., Grosche J., Herzog L., Codan B., Sava G., Bergamo A. J.: Inhibition of adhesion, migration and of α5β1 integrin in the HCT-116 colorectal cancer cells treated with the ruthenium drug NAMI-A. J. Inorg. Biochem., 2016; 160: 225–235
Google Scholar - 49. Peti W., Pieper T., Sommer M., Keppler B.K., Giester G.: Synthesis of tumor-inhibiting complex salts containing the anion trans-tetrachlorobis(indazole)ruthenate(III) and crystal structure of the tetraphenylphosphonium salt. Eur. J. Inorg. Chem., 1999; 1551–1555
Google Scholar - 50. Pillozzi S., Gasparoli L., Stefanini M., Ristori M., D’Amico M., Alessio E., Scaletti F., Becchetti A., Arcangeli A., Messori L.: NAMI-A is highly cytotoxic toward leukaemia cell lines: evidence of inhibition of KCa 3.1 channels. Dalton Trans., 2014; 43: 12150–12155
Google Scholar - 51. Popper H.H.: Progression and metastasis of lung cancer. Cancer Metastasis Rev., 2016; 35: 75–91
Google Scholar - 52. Rademaker-Lakhai J.M., van den Bongard D., Pluim D., Beijnen J.H., Schellens J.H.: A Phase I and pharmacological study with imidazolium-trans-DMSO-imidazole tetrachlororuthenate, a novel ruthenium anticancer agent. Clin. Cancer Res., 2004; 10: 3717–3727
Google Scholar - 53. Rancoule C., Guy J.B., Vallard A., Ben Mrad M., Rehailia A., Magné N.: 50th anniversary of cisplatin. Bull. Cancer, 2017; 104: 167–176
Google Scholar - 54. Romero-Canelón I., Sadler P.J.: Next-generation metal anticancer complexes: multitargeting via redox modulation. Inorg. Chem., 2013; 52: 12276–12291
Google Scholar - 55. Schoenhacker-Alte B., Mohr T., Pirker C., Kryeziu K., Kuhn P.S., Buck A., Hofmann T., Gerner C., Hermann G., Koellensperger G., Keppler B.K., Berger W., Heffeter P.: Sensitivity towards the GRP78 inhibitor KP1339/IT-139 is characterized by apoptosis induction via caspase 8 upon disruption of ER homeostasis. Cancer Lett., 2017; 404: 79–88
Google Scholar - 56. Seelig M.H., Berger M.R., Keppler B.K.: Antineoplastic activity of three ruthenium derivatives against chemically induced colorectal carcinoma in rats. J. Cancer Res. Clin. Oncol., 1992; 118: 195–200
Google Scholar - 57. Singh V., Azad G.K., Mandal P., Reddy M.A., Tomar R.S.: Anti-cancer drug KP1019 modulates epigenetics and induces DNA damage response in Saccharomyces cerevisiae. FEBS Lett., 2014; 588: 1044–1052
Google Scholar - 58. Śliwińska-Hill U., Celmer J.: Związki koordynacyjne rutenu jako leki w nowoczesnej terapii przeciwnowotworowej. Nowotwory, 2015; 65: 517–528
Google Scholar - 59. Thota S., Rodrigues D.A., Crans D.C., Barreiro E.J.: Ru(II) compounds: Next-generation anticancer metallotherapeutics? J. Med. Chem., 2018; 61: 5805–5821
Google Scholar - 60. Webb M.I., Walsby C.J.: Albumin binding and ligand-exchange processes of the Ru(III) anticancer agent NAMI-A and its bis-DMSO analogue determined by ENDOR spectroscopy. Dalton Trans., 2015; 44: 17482–17493
Google Scholar - 61. Winkler G.C., Barle E.L., Galati G., Kluwe W.M.: Functional differentiation of cytotoxic cancer drugs and targeted cancer therapeutics. Regul. Toxicol. Pharmacol., 2014; 70: 46–53
Google Scholar - 62. Yeung K.T., Yang J.: Epithelial-mesenchymal transition in tumor metastasis. Mol. Oncol., 2017; 11: 28–39
Google Scholar