Abstrakt

Antygeny układu grupowego Duffy (Fy) są umiejscowione na glikoproteinie, która siedmiokrotnie przenika przez błonę komórkową i jest obecna na powierzchni krwinek czerwonych i komórek śródbłonka niektórych narządów. Białko Duffy jest także krwinkowym receptorem zarodźca malarii P. vivax i atypowym receptorem chemokin (ACKR1). Biologiczna rola ACKR1 nie została dotychczas wyjaśniona, sugeruje się jednak, że może nią być modulowanie intensywności reakcji zapalnych. Dwa główne antygeny Duffy Fya i Fyb, które różnią się 42. resztą aminokwasową łańcucha polipeptydowego Duffy, Fya ma w tym miejscu glicynę, a Fyb – kwas asparaginowy, są kodowane przez allele FY*A i FY*B, różniące się zmianą pojedynczego nukleotydu (SNP, single nucleotide polymorphism) w pozycji 125G>A sekwencji nukleotydowej genu FY. W populacji kaukaskiej allele FY*A i FY*B odpowiadają za powstanie fenotypów: Fy(a+b-), Fy(a-b+), Fy(a+b+). Fenotyp Duffy ujemny Fy(a-b-), charakteryzujący się brakiem antygenów Duffy na erytrocytach, ale obecnością na innych tkankach, występuje u osobników homozygotycznych pod względem allelu FY*B-33. Ponadto, ekspresja antygenu Fyb może być obniżona na powierzchni wszystkich komórek, co jest skutkiem allelu FY*X. Allele te są odmianami allelu FY*B z dodatkowymi podstawieniami nukleotydowymi: SNP -33T>C w części promotorowej określa allel FY*B-33, a SNP’y w pozycjach 265C>T i 298G>A części kodującej charakteryzują allel FY*X. Występowanie alleli FY jest zróżnicowane w populacjach świata: w Azji dominuje allel FY*A, w Europie – allel FY*B, a w Afryce – allel FY*B-33.

Wstęp

Antygeny Duffy (Fy) i swoiste przeciwciała anty-Duffy, skierowane przeciw epitopom na białku Duffy, stanowią podstawę do wyróżnienia układu grupowego Duffy. Układ Duffy jest klasyfikowany przez Międzynarodowe Towarzystwo Przetaczania Krwi (International Society of Blood Transfusion, ISBT) jako 008 układ grupowy krwi.

Nośnikiem dla antygenów Duffy jest glikozylowane białko Duffy błon ludzkich erytrocytów i komórek śródbłonka, którego łańcuch polipeptydowy siedmiokrotnie przenika błonę komórkową. Charakterystyczna budowa i występowanie białka Duffy sprawia, że pełni nie tylko funkcje antygenów układu grupowego Duffy; jest także receptorem chemokin prozapalnych z grupy CC i CXC oraz receptorem dla zarodźca malarii Plasmodium vivax. Ze względu na zdolność wiązania chemokin białko Duffy jest również określane jako DARC- Duffy antygen/receptor dla chemokin lub ACKR1 (atypical chemokine receptor)

Wiedza o układzie grupowym Duffy wynikała początkowo z  badań serologicznych, dopiero rozwój metod biologii molekularnej umożliwił poznanie charakteru chemicznego reprezentujących go antygenów. Wykazano, że antygeny Duffy są genetycznie zróżnicowanymi białkami będącymi bezpośrednimi produktami alleli różniących się pojedynczym nukleotydem w genie FY. Głównymi antygenami układu grupowego Duffy są antygeny Fya i Fyb, które rutynowo są badane podczas serologicznej analizy fenotypów Duffy, prowadzonej w laboratoriach diagnostycznych. Wykrywa się też nowe odmiany białka Duffy, uwarunkowane zmianą nukleotydu w regionie promotorowym lub kodującym genu FY, które charakteryzują się zredukowaną liczbą kopii antygenów Duffy na wszystkich komórkach lub całkowitym zniesieniem ekspresji tylko na erytrocytach.

Częstość występowania antygenów Duffy charakteryzuje zróżnicowanie wśród mieszkańców świata, np. zniesienie ekspresji białka Duffy na erytrocytach, typowe dla afrykańskich regionów o  endemicznie występującej malarii, zapewnia ich mieszkańcom oporność na zaka- żenia pasożytem malarii, co jest niezwykle rzadkie w innych regionach.

Antygeny układu grupowego Duffy

Pierwsze doniesienie dotyczące antygenów Duffy zostało opisane w 1950 roku. U 43-letniego pacjenta, pana Duffy, chorego na hemofilię i wymagającego częstych transfuzji, odkryto alloprzeciwciała (anty-Fya ) reagujące z nieznanym dotąd antygenem. Nowy układ grupowy nazwano Duffy, od nazwiska pacjenta, a symbolem Fy utworzonym z dwóch ostatnich liter nazwiska nazwano antygen (Fya ) tego układu [19]. Rok później opisano drugi antygen – Fyb , z którym reagowały alloprzeciwciała (anty-Fyb ) obecne w surowicy pacjentki po narodzinach trzeciego dziecka, niereagujące z erytrocytami Fya [45]. Dalsze badania wykazały, że układ grupowy Duffy zbudowany jest z dwóch głównych antygenów Fya i Fyb . Na podstawie reaktywności krwinek z ludzkimi alloprzeciwciałami anty-Fya i anty-Fyb wyróżniono trzy Duffy-dodatnie fenotypy w populacji kaukaskiej Fy(a+b-), Fy(a-b+), Fy(a+b+) oraz fenotyp Duffy-ujemny Fy(a-b-), dominujący u rdzennych mieszkańców Afryki Zachodniej i Afroamerykanów, który charakteryzuje się brakiem ekspresji antygenów Duffy na powierzchni erytrocytów [22,37,85]. Ponadto wyróżniono krwinki czerwone słabo reagujące z alloprzeciwciałami anty-Fyb , przy jednoczesnym braku reakcji krwinek z surowicami anty-Fya , które nazwano Fyx lub Fybwk (wk,-weak; słaby) [17].

Poszczególne antygeny Duffy są kodowane przez odpowiednie allele FY: antygeny Fya i Fyb są kodowane przez dwa alleliczne geny FY*A i FY*B, a za zniesienie (fenotyp Duffy-ujemny) lub zredukowanie (Fyx ) ekspresji antygenów Duffy na powierzchni krwinek czerwonych odpowiadają allele odpowiednio FY*B-33 lub FY*A-33 i allel FY*X [22,37]. Powstanie alleli Duffy jest uwarunkowane przez zmianę pojedynczego nukleotydu, czyli polimorfizm typu SNP (single nucleotide polymorphism) w sekwencji DNA genu FY (tab. 1).

W  następnych latach wykryto też ludzkie alloprzeciwciała, występujące u osób Fy(a-b-), i przeciwciała monoklonalne, reagujące z białkiem Duffy w sposób niezależny od zróżnicowania grupowego Fya lub Fyb, a więc definiujące determinanty antygenowe wspólne, które nazwano Fy3, Fy5 i  Fy6 (tabela1). Epitop Fy3, określony przez ludzkie alloprzeciwciało anty-Fy3 i epitop Fy6, określony przez przeciwciała monoklonalne anty-Fy6, są obecne na krwinkach Duffy-dodatnich, ale nie występują na krwinkach Duffy-ujemnych [3,69,83]. Rozróżnienia antygenów Fy3 i Fy6 dokonano na podstawie ich odmiennej wrażliwości na proteazy. Antygen Fy3 jest oporny na trawienie krwinek chymotrypsyną i papainą w przeciwieństwie do antygenów Fya , Fyb i Fy6, które są niszczone przez trawienie krwinek tymi proteazami. Epitop Fy5 został określony przez rzadko występujące ludzkie przeciwciało, które reaguje z krwinkami czerwonymi zawierającymi oprócz antygenów Fya lub Fyb również antygen Rh. W przypadku tego przeciwciała stwierdzono brak reakcji nie tylko z erytrocytami Duffy-ujemnymi, ale też z krwinkami Duffy-dodatnimi nieposiadającymi na swojej powierzchni antygenu Rh. Uważa się, że determinanta Fy5 utworzona jest przez białka Duffy i Rh [22].

Przeciwciała anty-Duffy

Naturalnie występujące przeciwciała anty-Fya i anty- -Fyb w surowicy osób badanych są bardzo rzadkie, najczęściej ich obecność jest skutkiem immunizacji kobiet podczas ciąży lub reakcji potransfuzyjnych o różnym nasileniu. Antygen Fya jest bardziej immunogenny dla osób pochodzenia kaukaskiego niż afrykańskiego, a przeciwciała anty-Fya występują około 20 razy czę- ściej niż przeciwciała anty-Fyb. Obecność przeciwciał anty-Fyb stwierdza się głównie u osób, które w wyniku kontaktu z obcymi erytrocytami wytworzyły wiele alloprzeciwciał [54]. Przeciwciała anty-Fya i anty-Fyb najczę- ściej występują w klasie IgG, a ich obecność wykrywa się serologicznie dostępnymi testami antyglobulinowymi [22,64]. Ponadto, dowiedziono występowania przeciwciał anty-Fy3 u osób o fenotypie Fy(a-b-), zwłaszcza chorych na anemię sierpowatą poddawanych wielokrotnym transfuzjom [3,114]. Ze wzgledu na ryzyko wywołania poprzetoczeniowych reakcji hemolitycznych, osobom z alloprzeciwciałami anty-Fya lub anty-Fyb należy dobierać koncentrat krwinek czerwonych bez tego antygenu, odpowiednio Fy(a-) lub Fy(b-).

Do tej pory otrzymano i scharakteryzowano kilkana- ście przeciwciał monoklonalnych rozpoznających różne epitopy zlokalizowane na białku Duffy. Przeciwciała monoklonalne anty-Fya , anty-Fyb i anty-Fy6 rozpoznają epitopy zlokalizowane w N-końcowym fragmencie białka Duffy [108,111,112], natomiast epitop dla przeciwciała anty-Fy3 jest umiejscowiony w trzeciej pętli zewnątrzbłonowej białka Duffy [100,111]. Niedawno otrzymano także pierwsze wielbłądzie nanociało CA52 o swoistości pokrywającej się ze swoistością przeciwciała monoklonalnego anty-Fy6 2C3 [92]. Przeciwciała monoklonalne są wykorzystywane do oczyszczania białka Duffy i jako odczynniki serologiczne. Listę przeciwciał monoklonalnych anty-Duffy wraz z rozpoznawanymi przez nie epitopami przedstawiono w tabeli 2.

Nośnikiem antygenów Duffy jest N-glikozylowane białko błon erytrocytów

Determinanty antygenowe Duffy (Fya , Fyb, Fy3, Fy 5 i Fy 6) są zlokalizowane na białku o masie cząsteczkowej ~40-47 kDa, które migruje w żelu poliakryloamidowym, jako szerokie pasmo ze skłonnością do agregacji, nawet po inkubacji w temperaturze 100°C w obecno- ści β-merkaptoetanolu i SDS [32,35]. Obecność łańcuchów cukrowych w  białku Duffy wykazano dopiero w latach osiemdziesiątych ubiegłego wieku. Trawienie błon krwinek neuraminidazą i  endoglikozydazą powodowało zmianę ruchliwości elektroforetycznej pasma reprezentującego białko Duffy, co sugerowało, że jest ono usjalowaną glikoproteiną [35,96]. Trawienie wydzielonego białka Duffy i jego fragmentu trypsynowego glikozydazami potwierdziły obecność łańcuchów N-glikozydowych i brak łańcuchów O-glikozydowych w cząsteczce Fy [83,110]. Ponadto, analiza trawienia endoglikozydazą receptora chemokin błon erytrocytów, podobnie jak w przypadku białka Duffy, wykazała spadek masy cząsteczkowej białka i pozwoliła ustalić, że białko Duffy i krwinkowy receptor chemokin to ta sama cząsteczka [42].

W  łańcuchu polipeptydowym Duffy występują trzy potencjalne miejsca N-glikozylacji przy resztach aminokwasowych Asn16, Asn27 i Asn33. Obecność łańcucha oligosacharydowego dowiedziono początkowo tylko przy Asn16 [100]. Natomiast analiza mutantów glikozylacyjnych białka Duffy pozbawionych jednego, dwóch lub trzech miejsc potencjalnej glikozylacji wykazała istnienie łańcuchów oligosacharydowych we wszystkich trzech miejscach [21,33]. Opracowanie efektywnej metody oczyszczania białka Duffy z  erytrocytów i analiza części cukrowej w lektynoblotingu pozwoliły wykazać, że dołączone N-glikany to złożone trój- i/lub czteroantenowe łańcuchy oligosacharydowe zawierające reszty N-acetylolaktozaminy, zakończone resztami kwasu sjalowego przyłączonego wiązaniami a2-3 i a2-6 do galaktozy, z a1-6-fukozą i rozdzielającą resztą GlcNAc przy rdzeniu [32].

Struktura pierwszorzędowa i ułożenie w błonie glikoproteiny Duffy

W  1993 r. sklonowano gen FY i  poznano sekwencję jego cDNA, co umożliwiło następnie poznanie struktury białka Duffy [13]. Występują dwie izoformy Duffy, które różnią się długością łańcucha polipeptydowego i odmienną sekwencją aminokwasów na początku N-koń- cowego fragmentu białka. Wcześniej poznana izoforma, zbudowana jest z 338 reszt aminokwasowych, zaczyna się sekwencją 1 MASSGYVLQ9 i  jest kodowana przez jeden ekson [13], podczas gdy główna izoforma (ryc. 1), zawierająca 336 reszt aminokwasowych z sekwencją 1 MGNCLHR7 na N-końcu łańcucha, jest kodowana przez mRNA powstałe w wyniku składania dwóch eksonów przedzielonych intronem [47].

Łańcuch polipeptydowy Duffy złożony z 336 reszt aminokwasowych występuje ok. 50-200 razy częściej niż łań- cuch zbudowany z 338 reszt aminokwasowych, dlatego w niniejszym opracowaniu oznaczenia pozycji nukleotydów i reszt aminokwasowych odnoszą się do głównej postaci białka Duffy. Wspomniana różnica między dwiema izoformami nie ma wpływu na wiązanie przeciwciał, chemokin i pasożytów malarii przez Duffy. Obie izoformy mają taką samą sekwencję aminokwasową w dalszej części łańcucha polipeptydowego, dlatego też zaproponowany jest taki sam model ułożenia w błonie komórkowej (ryc.1).

Łańcuch polipeptydowy glikoproteiny Duffy, który siedmiokrotnie przenika błonę komórkową, przypomina receptory przekazujące sygnał przez białka G. W obrę- bie cząsteczki można wyróżnić region N-końcowy umiejscowiony na zewnątrz komórki, zbudowany z 60 reszt aminokwasowych, domenę środkową złożoną z siedmiu przezbłonowych α-helis z pętlami zewnątrz- i wewnątrzkomórkowymi oraz region C-końcowy położony po stronie cytoplazmatycznej, zbudowany z 28 reszt aminokwasowych. Fragmenty łańcucha polipeptydowego białka Fy umiejscowione na zewnątrz komórki zawierają trzy miejsca N-glikozylacji, epitopy dla przeciwciał oraz miejsca wiązania chemokin i pasożytów malarii. W odróżnieniu od innych siedmiohelikalnych, funkcjonalnych receptorów chemokin, antygen Duffy nie ma sekwencji DRYLAIV z konserwatywnym motywem DRY (Asp-Arg-Tyr) na drugiej pętli cytoplazmatycznej, co jest prawdopodobną przyczyną braku zdolności sygnałowania antygenu Duffy [22,37]

Występowanie białka Duffy

Białko Duffy występuje na powierzchni krwinek czerwonych i komórek śródbłonka niektórych narządów. Szacuje się, że liczba kopii białka Fy na erytrocytach Duffy-dodatnich wynosi 12000-17000 cząsteczek i jest taka sama jak liczba determinant antygenowych Fy3, Fy5 i Fy6. Liczba determinant antygenowych Fya jest taka sama jak liczba kopii białka Duffy u osób o fenotypie Fy(a+b-), a liczba determinant antygenowych Fyb taka sama jak liczba kopii białka Duffy u osób o fenotypie Fy(a-b+), podczas gdy u osób o fenotypie Fy(a+b+) determinanta Fya występuje na połowie wszystkich cząsteczek białka Duffy, a  determinanta Fyb na drugiej połowie wszystkich cząsteczek białka Duffy [22,69]. U  osób o  fenotypie Fy(a-b-) brak jest białka Duffy i determinant antygenowych Fy na krwinkach; u tych osób białko Duffy i determinanty antygenowe Fyb, Fy3 i Fy6 występują na innych komórkach, co sugeruje, że fizjologiczna rola tego białka nie ogranicza się do procesów związanych z krwinkami czerwonymi [73,77]. Osoby o fenotypie Fybwk (weak) mają obniżoną ekspresję białka Duffy i determinant antygenowych znajdują- cych się na tym białku (Fyb, Fy3, Fy6) o ~90%, nie tylko na krwinkach czerwonych, ale również na komórkach innych tkanek. Ponadto, na retikulocytach, obecność epitopu Fy6 jest o ~50% większa niż na dojrzałych erytrocytach, co może sugerować, że wraz z dojrzewaniem krwinek czerwonych zmniejsza się liczba kopii białka Fy. W chwili urodzenia człowieka glikoproteina Fy jest w pełni wykształcona, a jej ilość na erytrocytach osoby zdrowej jest stała i nie ulega zmianie wraz z wiekiem człowieka [22,56].

Oprócz krwinek czerwonych, antygeny Duffy zlokalizowano także na komórkach śródbłonka żyłek pozaw- łośniczkowych w  obrębie naczyń nerek i  przewodów moczowych, śledziony, dwunastnicy, okrężnicy, trzustki, wątroby płodowej, oskrzelików i pęcherzyków płucnych oraz w komórkach Purkiniego w móżdżku. Wykluczono obecność Duffy na leukocytach i komórkach śródbłonka tętniczek, tętnic i żył [22,36,37,77].

Na podstawie analizy sekwencji nukleotydów genu FY oraz sekwencji aminokwasów w obrębie łańcucha polipeptydowego Fy wykazano wysoką homologię mię- dzy ludzkim białkiem Duffy a  innych ssaków, w  tym małp, bydła i myszy. Badania zdolności wiązania przeciwciał anty-Duffy przez zwierzęcą postać białka Duffy dowiodły, że krwinki wszystkich małp reagują z przeciwciałami anty-Fyb, lecz nie reagują z anty-Fya . Na tej podstawie zaproponowano, że postać antygenu Fyb jest postacią ewolucyjnie starszą, z której wykształciła się odmiana Fya . U myszy i bydła nie potwierdzono wystę- powania sekwencji podobnych do epitopów Fya , Fyb , Fy3 i Fy6 w obrębie homologicznego białka [98].

Molekularne podstawy polimorfizmu antygenów układu grupowego Duffy

Układ grupowy Duffy był pierwszym układem, dla któ- rego locus umiejscowiono w autosomie [24]. Antygeny Duffy są kodowane przez allele leżące w locus FY na długim ramieniu chromosomu 1 w rejonie 1q22→q23 [13,61]. Ekson pierwszy genu FY (DARC) (ryc. 2) zawiera sekwencję niekodującą oraz sekwencję kodującą 7 pierwszych reszt aminokwasowych łańcucha polipeptydowego Duffy. W obrębie regionu promotorowego znajdują się miejsca wiązania czynników transkrypcyjnych, m.in. Sp1, AP2, GATA-1, z których najlepiej poznanym motywem jest GATA. Ekson drugi koduje pozostałe 329 reszt aminokwasowych i obejmuje także krótki fragment niekodujący. Intron składa się z 479 nukleotydów. Według powszechnie przyjętej zasady, zastosowanej także w niniejszym opracowaniu, nukleotydy Duffy są numerowane, przyjmując za miejsce +1 nukleotyd odpowiadający początkowi sekwencji ulegającej translacji w głównej postaci mRNA, przy czym miejsce inicjacji transkrypcji (TSP) rozpoczyna się -34 nukleotydu powyżej kodonu START w kierunku 5’ dla komórek linii erytroidalnych oraz -82 nukleotydy powyżej kodonu START w  kierunku 5’ dla komórek śródbłonka żyłek pozawłośniczkowych nerek i płuc [47]. Stosowana jest także alternatywna numeracja, wprowadzona przez Tournamille’a i wsp. [99], gdzie za miejsce +1 uznaje się nukleotyd odpowiadający miejscu inicjacji transkrypcji w tkankach erytroidalnych położony -21 miejsc w kierunku 5’ przed ogólnie przyjętą pozycją nt +1.

Rozwój metod genotypowania przyczynił się do wyja- śnienia molekularnych podstaw polimorfizmu układu grupowego Duffy. Antygeny Duffy powstają w wyniku zmiany jednego lub dwóch nukleotydów i charakteryzowane są przez polimorfizm pojedynczego nukleotydu typu SNP (single nucleotide polymorphism) w genie FY, co schematycznie przedstawiono na ryc.2.

Główne antygeny grupowe Fya i Fyb są kodowane przez alleliczne odmiany genu FY, które różnią się tylko jednym nukleotydem w pozycji 125 sekwencji nukleotydowej FY, allel FY*A ma guaninę, a allel FY*B adeninę. SNP 125G>A zmienia 42. resztę aminokwasową w obrę- bie regionu N-końcowego łańcucha polipeptydowego Duffy, z  glicyny w  Fya na kwas asparaginowy w  Fyb [59,99].

Ekspresja białka Duffy na erytrocytach może być zredukowana lub całkowicie zniesiona. Za obniżenie liczby kopii Duffy na powierzchni wszystkich komórek wykazujących ekspresję białka Duffy, odpowiadają dwa SNP’y w pozycjach 265C>T i 298G>A sekwencji nukleotydowej genu FY, gdzie odpowiednio zamiast cytozyny znajduje się tymina, a zamiast guaniny jest adenina. Oznaczony w ten sposób allel FY*X, określany także FY*Bwk (wk – weak; słaby) jest odmianą allelu FY*B, ponieważ poza SNP’ami w pozycjach 265C>T i 298G>A ma taką samą sekwencję nukleotydową jak allel FY*B. Produktem ekspresji allelu FY*X jest łańcuch polipeptydowy białka Duffy, określany jako Fyx lub Fybwk, z dwiema missensownymi mutacjami Arg89Cys i Ala100Thr [70,72,101]. Zdolność wiązania przeciwciał anty-Fyb, anty-Fy6 i anty-Fy3 przez białko Fyx jest zredukowana o ~90%, a wiązanie chemokin o ~50% w stosunku do antygenu Fyb. Uważa się, że różnica nie wynika jednak ze zmian konformacyjnych białka, co mogłoby zmniejszyć wiązanie przeciwciał lub chemokin, lecz z obniżonej do ~10%, liczby kopii Fyx (antygen Fyb z  mutacjami Arg89Cys i Ala100Thr) na komórkach w porównaniu z antygenem Fyb. Za przyczynę obniżonej ekspresji podaje się utratę dodatniego ładunku pochodzącego od reszty argininy i wprowadzenie obojętnej reszty cysteiny w pozycji 89 łańcucha polipeptydowego Duffy w pierwszej pętli cytoplazmatycznej [101,116]. Analiza ekspresji mutantów białka Duffy w komórkach 293T, w których aminokwas 89 zamieniano innymi aminokwasami potwierdziła, że zamiana argininy na lizynę, inną dodatnio naładowaną resztę aminokwasową sprawia, że białko Duffy wykazuje taką samą ekspresję jak cząsteczka natywna [95]. W ten sposób dowiedziono, że modyfikacja chemiczna otoczenia 89 reszty aminokwasowej utrudnia translokację łańcucha polipeptydowego Duffy przez błonę komórkową przyczyniając się do ograniczenia liczby cząsteczek Fy na powierzchni. Polimorfizmowi 265C>T w allelu FY*X, zmieniającemu 89 kodon, zawsze towarzyszy SNP 298G>A [29]. SNP w pozycji 298G>A, który zmienia kodon Ala na kodon Thr w pozycji 100. łańcucha polipeptydowego Duffy, może także samodzielnie występować w allelu FY*B, dlatego w niniejszej rozprawie wprowadzono nazwę dla tego allelu FY*B298A. Warto zaznaczyć, że allel FY*B298A, nie zmienia ekspresji białka Fy na powierzchni komórek [70,116]. Ponadto, opisano dwa przypadki występowania tyminy zamiast guaniny w  pozycji 145G>T sekwencji nukleotydowej allelu FY*X, lecz mimo zmiany aminokwasu Ala49Ser, nie zaobserwowano dodatkowego wpływu na ekspresję białka Duffy, z  wyjątkiem tego, który wynika z obecności allelu FY*X [10]. Pomimo opisania przypadku występowania obniżonej ekspresji antygenu Fya na erytrocytach u osób populacji tajskiej [91], do tej pory stwierdzono tylko jeden przypadek odmiany allelu FY*A z 265T i 298A, będącego odpowiednikiem allelu FY*X, u australijskiego dawcy pochodzenia kaukaskiego [58].

Całkowite zniesienie ekspresji białka Duffy tylko na powierzchni komórek linii erytroidalnej jest konsekwencją SNP’u w regionie promotorowym allelu FY*B. Zamiana nukleotydu tyminy na cytozynę w  pozycji -33T>C sekwencji nukleotydowej FY*B, powoduje zniszczenie miejsca wiązania erytroidalnego czynnika transkrypcyjnego GATA-1 i w konsekwencji brak ekspresji antygenu Fyb na erytrocytach, z zachowaniem ekspresji na komórkach śródbłonka [47,99]. Allel opisujący SNP -33T>C jest przez badaczy różnie nazywany: FY*Bnull [120], FY*Fy [29], FY*Bes (erythroid silent) [77], FY*BGATA- [71] lub FY*B-33 [10]. Ponadto, należy zwrócić uwagę na odmienne oznaczenia pozycji tego SNP licząc w kierunku 5’-3’:

• -33T>C, od pierwszego nukleotydu inicjującego transkrypcję w dominującej postaci genu FY [77];

• -67T>C, od pierwszego nukleotydu kodonu START odpowiadającego początkowi translacji w głównej postaci genu FY [22, 64] lub

• -46T>C, od pierwszego nukleotydu inicjującego transkrypcję w alternatywnej postaci genu FY [99].

W  publikacji posługiwano się nazwą allelu FY*B-33, a nukleotydy numerowano od pierwszego nukleotydu inicjującego transkrypcję w dominującej postaci genu FY [10,77].

Występowanie polimorfizmu Duffy jest głównie zwią- zane z pojawianiem się dodatkowych SNP’ów w obrębie allelu FY*B. Opisano przypadki występowania SNP -33T>C w regionie promotorowym allelu FY*A, a „nowemu” allelowi nadano nazwę FY*Anull lub FY*A-33. Konsekwencje mutacji w pozycji -33 allelu FY*A na ekspresję Duffy są podobne do tych wywołanych przez allel FY*B-33, gdyż znoszą ekspresję antygenu Fya na erytrocytach. Do tej pory nie udało się jednak wykazać przypadku homozygoty FY*A-33, allel ten występuje w układzie heterozygotycznym FY*A-33/FY*A lub FY*A-33/FY*B-33. Analiza ekspresji antygenu Fya metodą cytometrii przepływowej potwierdziła, że sygnał fluorescencyjny jest zredukowany o  połowę po reakcji przeciwciał anty-Fy6 z  krwinkami Fy(a+b-) kodowanymi przez FY*A/FY*A- 33, w porównaniu do sygnału pochodzącego z wiązania anty-Fy6 do krwinek Fy(a+b-) kodowanych przez FY*A/ FY*A [51,120].

Rozróżnienie antygenów występujących na powierzchni krwinek czerwonych jest możliwe tylko w przypadku antygenów Fya i Fyb poprzez reakcję ze swoistymi przeciwciałami, skierowanymi przeciwko epitopom obejmującym polimorfizm Fya i Fyb. Serologiczne rozpoznanie antygenów kodowanych przez allele FY*X i  FY*B298A nie jest możliwe, gdyż miejsca zmian aminokwasów w białku Duffy są umiejscowione wewnątrzkomórkowo lub w obrębie błony komórkowej, a więc niedostępne dla przeciwciał skierowanych przeciwko tym miejscom. Zdarza się jednak, że komercyjnie dostępne przeciwciała anty-Fyb są na tyle czułe, że wykrywają obecność antygenu Fyb na krwinkach Fyx .

Fenotyp Duffy-ujemny Fy(a-b-), będący następstwem braku antygenu Duffy na erytrocytach, jest najczęściej skutkiem występowania układu homozygotycznego: FY*B-33/FY*B-33, bardzo rzadko układu heterozygotycznego FY*A-33/FY*B-33 lub FY*B-33/FY*X. Inne podłoże molekularne fenotypu Fy-ujemnego, opisane zaledwie u kilku osób, wynika z delecji fragmentów części kodującej genu FY lub mutacji, w wyniku których przedwcze- śnie powstaje kodon STOP. Sugeruje się, że łańcuchy peptydowe, powstałe w wyniku tych zmian, nie są transportowane w kierunku błony komórkowej, albo powstałe mRNA jest niestabilne i szybko degradowane [60,82]. W konsekwencji, białko Duffy nie występuje na komórkach żadnej z tkanek. Zaobserwowano, że zmiany w ekspresji Duffy mogą być przyczyną niektórych procesów patofizjologicznych u ludzi, co omówiono w dalszej czę- ści. Wszystkie wymienione allele FY, warunkujące polimorfizm genetyczny Duffy, zebrano i  podsumowano w  tabeli 3. Oprócz nazw powszechnie stosowanych, wprowadzono nazwy proponowane przez ISBT. Pogrubione SNP’y decydują o wyróżnieniu poszczególnych alleli i fenotypów Duffy.

Rozkład polimorfizmów Duffy w populacjach świata

Rozkłady antygenów Duffy, uzupełniane o kodujące je allele i prawdopodobne genotypy FY, wykazują zróżnicowaną częstość w zależności od położenia geograficznego. W obrębie niemal wszystkich populacji dominują fenotypy Duffy-dodatnie, występujące w różnej konfiguracji antygenów Fya i Fyb. Jedynie wśród osób pochodzenia afrykańskiego przeważa fenotyp Fy(a-b-), za który odpowiada genotyp FY*B-33/FY*B-33. Rozkład allelu FY*B-33, którego częstość wynosi ponad 90% w regionie Afryki subsaharyjskiej jest ściśle związany z endemicznym występowaniem tam zarodźca malarii Plasmodium vivax. Istotne różnice wynikają także z rozkładu alleli FY*A i FY*B kodujących główne antygeny grupowe Fya i Fyb. Najnowsze dane zebrane przez grupę Howesa wskazują, że allel FY*A jest najczęstszy wśród mieszkańców wschodniej części globu obejmując wschodnią i południową Azję, Australię oraz od Mongolii po wschodnie Chiny i Rosję. Częstość tego allelu na poziomie ~80-100% występuje także wśród mieszkańców Alaski i  północno-zachodniej Kanady. Allel FY*B występuje głównie w Europie i wzdłuż wschodniego wybrzeża Ameryki Północnej i  Południowej, gdzie występuje z częstością ~50-85% i dominuje nad rozkładem alleli FY*A i FY*B-33. Warto zwrócić uwagę, że w  badaniach nie wyróżniono wszystkich odmian allelu FY*B. Allele FY*X i FY*B298A potraktowano w tych analizach jak allel FY*B [43].

Przykładowe rozkłady fenotypów i/lub genotypów Duffy w obrębie niektórych krajów i regionów przedstawiono w tabeli 4. Dodatkowo, jeśli tylko informacja była dostępna, przedstawiono częstości występowania alleli FY w obrębie wymienionych regionów. Najczęściej autorzy w swych badaniach koncentrują się na allelach FY*A, FY*B i FY*B-33, wciąż mało wiadomo o rozkładzie alleli FY*X i FY*B298A.

Analizy prowadzone w obrębie tych samych regionów przedstawiają niekiedy różne dane. Dotyczy to szczególnie regionów w przeszłości kolonizowanych przez mieszkańców m.in. Afryki, Europy czy Azji. Przykładem są tu kraje obu Ameryk Północnej i Południowej, które charakteryzują się dużym zróżnicowaniem etnicznym, a  tym samym różnym rozkładem alleli i  genotypów Duffy. Ponadto, ludność świata stale migruje, dlatego w  badaniach częstości występowania polimorfizmów Duffy, należy uwzględniać nie tylko miejsce badania, ale także pochodzenie osób lub ich przynależność etniczną, wyróżniając np. główne grupy: kaukaską, afrykańską, czy azjatycką [22].

Populacja kaukaska, zamieszkująca różne regiony świata, charakteryzuje się występowaniem wszystkich opisanych alleli FY. Częstość występowania alleli FY*A i FY*B szacuje się na ~30-50%. Allele FY*B298A i FY*X oznacza się średnio w 33% i w 3,5% przypadków, a czę- stość allelu FY*B-33 szacuje się na mniej niż 1% [22,116]. Allele FY*X oraz FY*B298A początkowo kojarzone były tylko z osobami pochodzenia kaukaskiego, wkrótce jednak wykazano przypadki występowania tych alleli wśród Brazylijczyków i mieszkańców USA pochodzenia afrykańskiego [26].

Jednoczesne występowanie allelu FY*X i allelu FY*B-33 w jednym genotypie (FY*X/FY*B-33) jest bardzo rzadkie i do tej pory przedstawiono kilka takich przypadków, w  tym wśród mieszkańców Polski [10,46,49,72]. O ile obecność allelu FY*X w populacji polskiej nie może budzić zdziwienia, gdyż częstość tego allelu w populacji kaukaskiej wynosi ~3-5%, to pojawienie się allelu FY*B- 33 już tak. Allel FY*B-33 jest typowym allelem występującym wśród osób pochodzenia afrykańskiego, a jego rozpowszechnienie w Afryce jest związane z obecnością zarodźca malarii Plasmodium vivax. W populacji kaukaskiej stwierdzono tylko kilka przypadków występowania allelu FY*B-33 w genotypie: m.in. wśród aszkenezyjskich i  nieaszkenezyjskich Żydów i  Brazylijczyków [10,54]. Ponadto, fenotyp Fy(a-b-), za który był odpowiedzialny układ homozygotyczny allelu FY*B-33, rozpoznano u jednej kobiety ze Szkocji [82] oraz wśród czeskich i słowackich Romów [75].

W  populacjach pochodzenia afrykańskiego znacząco dominuje allel FY*B-33, a w populacjach pochodzenia azjatyckiej allel FY*A [43]. Wśród mieszkańców regionu Papua Nowa Gwinea, gdzie endemicznie występuje P. vivax, przy dominującym allelu FY*A, zidentyfikowano przypadki występowania allelu FY*A-33, co wstępnie kojarzono jako odpowiednik allelu FY*B-33 w  Afryce [120]. Wykazanie obecności allelu FY*A-33 wśród mieszkańców Sudanu zaprzeczyło podejrzeniom, że FY*A-33 jest niezależnym allelem, którego pojawienie się było wolne od wpływów afrykańskich [51]. Podobnie do przyczyn rozprzestrzeniania się allelu FY*B-33 w zachodniej i w centralnej Afryce, rozmieszczenie allelu FY*A we wschodnich regionach tropikalnych mogło się dokonać pod wpływem P. vivax [15,53]. W  odróżnieniu jednak od allelu FY*B-33, nie opisano przypadku występowania homozygoty FY*A-33/FY*A-33 warunkującej fenotyp Duffy-ujemny.

Znaczenie antygenów układu grupowego Duffy w transfuzjologii

Duffy jest istotny w transfuzjologii; przetoczenie krwi niezgodnej pod względem antygenów grupowych Fya i Fyb może wywołać poprzetoczeniowe reakcje hemolityczne, a  w  przypadku ciąży chorobę hemolityczną płodu i noworodka. Zdolność antygenów Duffy do immunizacji oraz obecność w krążeniu przeciwciał anty-Duffy umożliwiły identyfikację układu grupowego Duffy. Przeciwciała anty-Fy zagrażają głównie pacjentom poddawanym wielokrotnym transfuzjom i mimo iż zazwyczaj powodują opóźnione i łagodne reakcje hemolityczne, znane są także przypadki śmiertelne [22,65,113]. U osób Duffy-dodatnich przyczyną stanów zagrażających życiu są głównie przeciwciała anty-Fya i anty-Fyb, przy czym przeciwciała anty-Fya występują prawie 20 razy częściej niż przeciwciała anty-Fyb . Obecność przeciwciał anty- -Fya stwierdza się u  ~10% osób poddawanych wielokrotnym transfuzjom i w niewielkim procencie u kobiet w ciąży [44]. Natomiast przeciwciała anty-Fyb stwierdza się głównie u osób, które w wyniku immunizacji erytrocytami wytworzyły wiele alloprzeciwciał [54]. Dla osób Duffy-ujemnych dodatkowe niebezpieczeństwo stwarzają przeciwciała anty-Fy3 [22]. Powstają przeważnie u Duffy-ujemnych Afroamerykanów chorych na anemię sierpowatą poddawanych wielokrotnym transfuzjom [81,114].

Znaczenie dokładnego definiowania grupy Fy u dawców i  biorców krwi jest szczególnie istotne u  osób o fenotypie określonym serologicznie jako Fy(a-b-), które na tkankach nieerytroidalnych mają antygen Fyb, czyli ich genotyp nie pokrywa się z fenotypem. Również antygeny Duffy na krwinkach Fybwk (Fyx) są trudne do zidentyfikowania metodami serologicznymi, ponieważ krwinki o tym fenotypie są aglutynowane tylko przez niektóre przeciwciała anty-Fyb. W przypadku braku reakcji z przeciwciałem anty-Fyb w teście aglutynacji, obecność antygenu Fybwk na krwinkach może być potwierdzona przez genotypowanie [22]. Warto w tym miejscu zaznaczyć, że oznaczanie głównych antygenów Duffy, Fya i Fyb, przeciwciałami anty-Fya i anty-Fyb z zastosowaniem powszechnie stosowanych metod aglutynacji zwykle daje zadawalające wyniki fenotypowania Duffy. Kłopotliwa staje się interpretacja „wyników wątpliwych”, co dotyczy głównie oznaczania antygenu Fyb, ze względu na możliwość występowania odmiany Fyx na erytrocytach, obniżają- cego ekspresję Duffy.

Wielu badaczy uważa, że genotypowanie antygenów grupowych jest wskazane w celu prawidłowego oznaczenia układów grupowych krwi. Biorąc jednak pod uwagę, że molekularna charakterystyka alleli kodujących antygeny grupowe nie jest dowodem ekspresji antygenów na krwinkach, genotypowanie antygenów układów grupowych może jedynie uzupełniać wiedzę o antygenach, których obecność została ustalona w oznaczeniach serologicznych. Ponadto, diagnostyka transfuzjologiczna oparta na metodach serologicznego i molekularnego oznaczania antygenów grupowych krwi zwiększa zabezpieczenie przed ryzykiem wystąpienia poprzetoczeniowych reakcji hemolitycznych, co w przypadku Duffy dotyczy głównie biorców poddawanych wielokrotnym transfuzjom [80,94]. Wiedza uzyskana dzięki połączeniu tych dwóch metod pozwala na precyzyjne dobranie krwi biorcy i zmniejszenie ryzyka alloimmunizacji, ale także może zwiększyć pulę krwi do bezpiecznych transfuzji. Przykładem jest dobór krwi z uwzględnieniem antygenów układu grupowego Duffy, osoby z krwinkami Fyx mogą otrzymać krew od osób Fy(b+). Niektórzy podają, że przetoczenie krwi Fy(b+) osobie Fy(b-), jeśli brak antygenu Fyb na erytrocytach jest skutkiem allelu FY*B-33, nie niesie z sobą ryzyka immunizacji przeciwciałami anty- -Duffy [18,22]. Dlatego opracowywanie i  modyfikowanie metod genotypowania antygenów grupowych krwi, pozwala na konstruowanie komercyjnych platform diagnostycznych, w  których podczas jednego doświadczenia można identyfikować kilka alleli jednocześnie [80,94]. W przypadku badania alleli układu grupowego Duffy (FY*A, FY*B, FY*B-33, FY*X) wykorzystywano dotąd głównie metody RFLP, SSP (reakcja PCR z użyciem swoistych starterów), real-time PCR i sekwencjonowania DNA [7,27,86]. W  naszych badaniach, w celu wyjaśnienia podłoża molekularnego niejednoznacznych wyników serotypowania antygenów Duffy, do genotypowania FY zastosowano nowoczesną technikę genotypowania w systemie High-resolution melting (HRM) [49,59].

Glikoproteina Duffy jako receptor zarodźców malarii

Malaria (inaczej zwana zimnicą) jest chorobą pasożytniczą, wywoływaną przez pierwotniaki z rodzaju Plasmodium. Zarodźce malarii są przenoszone na człowieka przez komary z rodzaju widliszków (Anopheles), lecz moż- liwe jest też zarażenie podczas transfuzji krwią osoby chorej, transplantacji narządów od chorego z przewlekłą malarią lub ukłucie igłą.

Według najnowszych szacunków Światowej Organizacji Zdrowia (WHO), w 2013 r. odnotowano około 198 mln przypadków zachorowania na malarię, a liczba zgonów z powodu tej choroby mogła sięgnąć 584 000. Mimo iż śmiertelność na całym świecie systematycznie obniża się, to zimnica stanowi jeden z największych problemów zdrowotnych współczesnego świata i uznawana jest za najpoważniejszą w skali globalnej chorobę pasożytniczą (WHO World Malaria Report, grudzień 2014).

Cztery gatunki pierwotniaków z rodziny Plasmodium wywołują malarię wśród ludzi: Plasmodium falciparum, Plasmodium vivax, Plasmodium malariae i Plasmodium ovale. W ostatnich latach odnotowano, że również Plasmodium knowlesi, znany jako czynnik etiologiczny zimnicy u małp, stanowi poważne zagrożenie dla ludzi. Ponadto, w rejonach współwystępowania kilku gatunków zarodźca może dojść do inwazji więcej niż jednym gatunkiem pasożyta, co nierzadko się zdarza w przypadku zarażeń P.  falciparum i P. vivax. Mimo iż zarodziec sierpowaty (P. falciparum) wywołuje najcięższą postać malarii (jest odpowiedzialny za największą liczbę zachorowań i zgonów) to zarodziec ruchliwy (P. vivax) ma największy zasięg geograficzny obejmując południową i południowo-wschodnią Azję, północną i  środkowo-wschodnią Afrykę, kraje Zachodniego Pacyfiku i Amerykę Łacińską [66]. Zakażenie P. vivax na jego terenie endemicznym wywołuje uciąż- liwe i nawracające ataki malarii, co znacząco obniża warunki życia społeczności. W Europie nie obserwuje się rodzimych zachorowań na malarię, jest jednak jednym z najgroźniejszych schorzeń wśród osób podróżujących do tropików.

Wnikanie zarodźców malarii do erytrocytów jest procesem wieloetapowym, który wymaga: wstępnej interakcji między pierwotniakiem a  krwinką, apikalnej organizacji organelli zarodźca oraz bezpośredniego kontaktu między cząsteczkami umożliwiający inwazję erytrocytów. W przypadku gatunków Plasmodium vivax i Plasmodium knowlesi, obecność białka Duffy na powierzchni krwinek umożliwia wnikanie zarodź- ców malarii do wnętrza krwinek, przy czym właściwy kontakt opiera się na oddziaływaniu między N-końcowym regionem glikoproteiny Duffy a białkiem PvDBP (białko Plasmodium vivax wiążące Duffy; Plasmodium vivax Duffy-binding protein) lub PkDBP (w przypadku P. knowlesi) zlokalizowanych na apikalnych organellach pasożytów [66]. Plasmodium vivax wykazuje preferencję zakażania retikulocytów, dlatego uważa się, że we wnikanie zarodźca do krwinki jest zaangażowane nie tylko białko Duffy, ale także koreceptor retikulocytarny, który umożliwia związanie zarodźca do krwinki, lecz jest niewystarczający do wniknięcia zarodźca do jej wnętrza. Mimo iż dotychczas nie został scharakteryzowany, na jego obecność wskazuje to, że pasożyt P. vivax może przylegać do powierzchni Duffy-ujemnych krwinek, bez ich zakażania [14,28,66].

Cząsteczki PvDBP i  PkDBP wykazują wysoką homologię sekwencji nukleotydowych sięgających około 70% i należą do rodziny białek wiążących erytrocyty (EBP, erythrocyte-binding protein) [66,119]. Struktura PvDBP powstała w  oparciu o  strukturę PkDBP i charakteryzuje się występowaniem: regionu sygna- łowego, sześciu domen zewnątrzkomórkowych I-VI, domeny przezbłonowej i domeny cytoplazmatycznej, z których jedynie domena II zewnątrzkomórkowa jest zaangażowana w  wiązanie pasożytów do receptora Duffy na erytrocytach. Spośród 350 reszt aminokwasowych zawierających 12 konserwatywnych reszt cysteinowych, które tworzą domenę II, w  bezpośrednim oddziaływaniu z białkiem Duffy uczestniczy fragment 170-aminokwasowy zawarty między 4 a  7 cysteiną [79]. W obrębie białka Duffy, fragment łańcucha polipeptydowego bezpośrednio zaangażowany w reakcję z domeną II PvDBP składa się z 35 aminokwasów i jest umiejscowiony na N-końcu białka między resztami Ala8 i Gly/Asp42 [14]. Badania in vitro wskazują, że Tyr41 jest konieczna do oddziaływania z pasożytami P. vivax i P. knowlesi, a jej siarczanowanie 1000 razy zwiększa powinowactwo pierwotniaków do Duffy [16]. Elementami istotnymi do oddziaływań z pasożytem są również epitopy Fya /Fyb i Fy6 oraz miejsca wiązania chemokin, ponieważ przeciwciała skierowane przeciwko determinantom antygenowym, jak również chemokiny wią- zane przez Duffy uniemożliwiają wiązanie zarodźca P. vivax do erytrocytów [14,37,119]. Podobne działanie wykazują przeciwciała skierowane przeciwko domenie II PvDBP [31], co jest obecnie przedmiotem badań mają- cych na celu znalezienie leku zapobiegającego zakażeniu malarią.

Ryzyko zakażenia mieszkańców tropików malarią P. vivax jest ściśle zależne od fenotypu Duffy, a  tym samym od obecności białka Fy na powierzchni krwinek. W latach 70 ub.w. po raz pierwszy wykryto korelację między fenotypem Duffy-ujemnym Fy(a-b-), wystę- pującym u ponad 90% rdzennych mieszkańców Afryki Zachodniej i  68% Afroamerykanów, a  opornością na zakażenie zarodźcem P. vivax. [67,119]. Podłożem molekularnym fenotypu Duffy-ujemnego, warunkującego oporność na malarię P. vivax, jest genotyp FY*B-33/ FY*B-33. Pojawienie się allelu FY*B-33 prawdopodobnie nastąpiło niezależnie od zarodźca malarii, jednak obecność pierwotniaka w regionach Afryki subsaharyjskiej wymusiła rozprzestrzenianie się allelu FY*B-33 w wyniku przystosowania organizmów do obecności szkodliwego czynnika selekcyjnego w środowisku, czyli pasożyta P. vivax [15,89].

Odkrycie allelu FY*A-33, prawdopodobnego odpowiednika FY*B-33, wśród mieszkańców Papui Nowej Gwinei [120] dostarczyło nowych danych na temat wpływu Duffy-ujemnych alleli na podatność zakażania krwinek P. vivax. Zauważono, że występowanie w genotypie FY*A/FY*A-33 jednej kopii allelu FY*A-33, znoszącego ekspresję Duffy na krwinkach, zapewnia mieszkańcom Papua Nowej Gwinei częściową oporność na zakażenie malarią P. vivax [50,120]. Podobnych odkryć dokonano podczas badań mieszkańców dorzecza Amazonki, gdzie występowanie allelu FY*B-33 w  heterozygotycznych genotypach: FY*A/FY*B-33 lub FY*B/FY*B-33 powoduje obniżenie ryzyka zakażeń osób zarodźcem malarii w porównaniu do osób o dwóch Duffy-dodatnich allelach w genotypie [4,11]. Zwiększoną oporność na zakażenia Plasmodium vivax wśród osób o układach heterozygotycznych z  allelami FY*A-33 lub FY*B-33 tłumaczy się obniżeniem liczby kopii Duffy na erytrocytach o 50%, co redukuje szansę zakażania w porównaniu do osób o genotypach z dwoma Duffy-dodatnimi allelami. Podobne zjawisko może występować w przypadku allelu FY*X, zmniejszającego liczbę kopii Fy na komórkach do około 10%, co nieznacznie obniża ryzyko zakażenia P. vivax. Mimo niewielkiego rozpowszechnienia allelu FY*X w populacjach, do 3,5-5% w populacji kaukaskiej, wśród zainfekowanych mieszkańców stanu Amazonas w Brazylii odnotowano zmniejszoną liczbę pierwotniaka w jednostce krwi osób o genotypie FY*A/ FY*X i FY*B/FY*X w porównaniu do osób o genotypach FY*A/FY*A, FY*A/FY*B czy FY*B/FY*B [4].

Ponadto, interesującymi wydają się wyniki badań koordynowane przez Kinga, gdzie autorzy zwracają uwagę na różnice wiązania białka PvDBP do erytrocytów osób o różnych genotypach Duffy. Badanie wiązania rekombinowanego białka PvDBP do Duffy-dodatnich erytrocytów, metodą cytometrii przepływowej, wykazały obniżone o  ~40-50% wiązanie do erytrocytów osób o genotypie FY*A/FY*A w porównaniu do erytrocytów osób o genotypie FY*B/FY*B (p< 0,0001). Hamowanie wiązania PvDBP do erytrocytów Fy(a+b-) przez przeciwciała anty-PvDBPII było ~200% skuteczniejsze niż do erytrocytów Fy(a-b+). Zwiększoną oporność krwinek Fy(a+) w porównaniu do krwinek Fy(b+) na zaka- żenia Plasmodium vivax tłumaczy się innym ładunkiem 42 reszty aminokwasowej łańcucha polipeptydowego białka Duffy. Antygen Fya ma w tym miejscu neutralną resztę glicyny, a Fyb ujemnie naładowany kwas asparaginowy. Dodatnio naładowana cząsteczka PvDBP prawdopodobnie silniej wiąże się z ujemnie naładowanym N-końcowym fragmentem antygenu Fyb, niż z N-koń- cem antygenu Fya . Uwzględniając wpływ siarczanowania tyrozyny 41 w białku Duffy na inwazję P. vivax badacze ocenili, że utrata grup sulfonowych w antygenie Fya zachodzi z większą łatwością niż w antygenie Fyb, więc i to w niewielkim stopniu może sprzyjać łatwiejszemu infekowaniu krwinek Fy(b+). Objawy kliniczne malarii u osób zakażonych Plasmodium vivax były najrzadsze wśród pacjentów o genotypie FY*A/ FY*B-33 (około 4%), nieco wyższe wśród pacjentów o genotypach FY*A/FY*A (około 26%) i FY*A/FY*B (ok. 29%) oraz pacjentów o genotypach FY*B/FY*B-33 (ok. 41%) i FY*B/FY*B (ok. 45%). Nie wykazano przypadku występowania malarii u osób o fenotypie Duffy-ujemnym [53]. Powyższe wyniki pozwalają wnioskować, że obecność allelu FY*A w genotypie może zwiększać ochronę przed zakażaniem erytrocytów przez Plasmodium vivax. Najnowsze badania populacyjne prowadzone w Brazylii wykazały, że polimorfizm Duffy może również wpływać na indukcję przeciwciał anty-DBPII [93]. Powszechność i częste występowanie niedokrwistości wśród mieszkańców regionów endemicznego występowania P. vivax również może mieć wpływ na wzrost oporności na zakażenia P. vivax. Niedokrwisto- ści są związane z występowaniem stanów patologicznych zmieniających kształt i wielkość erytrocytów, czy skracających ich życie, co utrudnia zarodźcom infekowanie krwinek [119]. Powiązanie innych antygenów grupowych z chorobami zakaźnymi niedawno szczegółowo omówiono [20].

W  ostatnich latach pojawiły się doniesienia o  pojedynczych przypadkach zakażenia przez P. vivax osób o fenotypie Fy(a-b-), m.in. w Kenii, Mauretanii, Etiopii oraz Brazylii i na Madagaskarze. Zakażenia zarejestrowano w populacjach, w których współczynnik osób zakażonych jednym lub kilkoma gatunkami Plasmodium jest wysoki i dotyczy zarówno mieszkańców o fenotypie Duffy-dodatnim, jak i Duffy-ujemnym. Mechanizm zakażania krwinek osób Duffy-ujemnych przez P. vivax nie jest jeszcze poznany, ale wnioski z tych obserwacji wskazują, że w określonych warunkach środowiskowych pasożyty korzystają z nieznanych szlaków, niezależnych od białka Duffy [22,119].

Warto pamiętać, że mimo braku zakażeń lub zredukowaniu liczby zakażeń wśród rodzimych mieszkańców tropików, którzy w wyniku ewolucji wykształcili pewne mechanizmy obronne lub wytworzyli przeciwciała przeciw immunogennemu białku PvDBP, zarodźce malarii P. vivax występują w rejonach tropikalnych i stanowią ogromne ryzyko infekcji turystów. Niewielki odsetek osób Duffy-dodatnich, jak również zwierzęta naczelne są prawdopodobnym rezerwuarem zarodźca P. vivax na terenach Afryki subsaharyjskiej [119].

Wpływ polimorfizmu Duffy na oporność na zakażenia P. vivax

Charakterystyka białka Duffy – atypowego receptora chemokin ACKR1

Białko Duffy pełni nie tylko rolę antygenu grupowego i  receptora zarodźców malarii, jest także atypowym receptorem chemokin (ACKR), znanym jako DARC (Duffy antygen/receptor dla chemokin; Duffy antigen/ receptor for chemokines), któremu według nowych standardów nadano nazwę systematyczną ACKR1 [5,6]. Wstępne doniesienia o obecności receptora chemokin na powierzchni krwinek czerwonych sięgają początków lat 90 ub.w. Nieznany receptor krwinkowy wią- zał z dużym powinowactwem zarówno chemokiny CC jak i CXC [23]. Dalsze badania wykazały, że wieloswoisty receptor chemokin występuje tylko na krwinkach Duffy-dodatnich, a przeciwciała anty-Fy6 hamują wiązanie chemokin do erytrocytów [42]. Ligandami dla białka Duffy są głównie chemokiny prozapalne z podrodzin CXC (CXCL1-6, CXCL8-11, CXCL13) i  CC, (CCL1-2, CCL5, CCL7-8, CCL11, CCL13-14, CCL16-18) [6]. Niedawno udowodniono, że chemokina CXCL4/ PF4 wydzielana przez płytki krwi po ich zetknięciu z powierzchnią zakażonych P. falciparum erytrocytów wykazuje powinowactwo do receptora Duffy. Uważa się, że związanie CXCL4 przez Duffy na krwinkach jest decydujące w niszczeniu zarodźca P. falciparum przez płytki krwi [62].

Wiązanie chemokin przez ACKR1 jest możliwe dzięki charakterystycznym cechom budowy: połączeniu cystein w  dwa mostki disiarczkowe Cys52-Cys276 i  Cys129-Cys195 oraz obecności dwóch siarczanowanych reszt tyrozyny (Tyr30 i  Tyr41) w  N-końcowym fragmencie łańcucha polipeptydowego Duffy. Zastąpienie Tyr31 fenyloalaniną znosi oddziaływanie Duffy z  CXCL8, a  podstawienie Tyr41 fenyloalaniną uniemożliwia wiązanie Duffy z CCL2, CCL5 i CXCL1, jak również blokuje wiązanie pasożytów Plasmodium vivax i Plasmodium knowlesi [16]. Ponadto, zniszczenie mostków disiarczkowych glikoproteiny Duffy za pomocą ditiotreitolu całkowicie pozbawia cząsteczkę zdolności wiązania chemokin [100]. Natomiast obecność łańcuchów oligosacharydowych nie jest konieczna do wiązania chemokin przez Duffy [109].

Mimo strukturalnego podobieństwa DARC do receptorów GPCR, związanie liganda przez białko Duffy nie uruchamia kaskady przekazywania sygnału z udziałem białek G. Za prawdopodobną przyczynę braku sygnałowania są odpowiedzialne zmiany sekwencji aminokwasowej konserwatywnego motywu DRYLAIV w drugiej pętli wewnątrzkomórkowej. W tym miejscu w łańcuchu polipeptydowym Duffy znajduje się motyw LGH (Leu- -Gly-His). Związanie chemokin przez DARC nie zmienia wewnątrzkomórkowego stężenia jonów wapniowych i aktywności GTPaz w komórkach Duffy-dodatnich, co świadczy o braku transdukcji sygnału [30,34]. Sugeruje się jednak, że związanie chemokin przez DARC powoduje zmiany organizacyjne w komórkach, niektórzy przypisują mu nawet zdolność sygnałowania, jednak mechanizm ten nie jest dotychczas wyjaśniony [115]. Pewne jest natomiast to, że związanie chemokin przez ACKR1 nie prowadzi do ich degradacji, w odróżnieniu od pozostałych atypowych receptorów [103].

Funkcja DARC/ACKR1- atypowego receptora chemokin

Początkowo uważano, że rolą DARC jest efektywne wią- zanie chemokin, internalizowanie i neutralizowanie ich działania [23]. Wkrótce jednak wyniki badań wykazały, że funkcja ACKR1 jest o wiele bardziej złożona i zależy od rodzaju komórek. Obecność białka Duffy nie tylko na erytrocytach, ale także na komórkach śródbłonka żyłek pozawłośniczkowych w  różnych narządach sugeruje, że fizjologiczna rola Duffy nie ogranicza się do procesów związanych z krwią. Dlatego też niektórzy autorzy proponują rozgraniczenie funkcji Duffy w  procesach związanych z  chemokinami na rolę erytrocytarnego i środbłonkowego DARC.

Białku Duffy występującemu na krwinkach czerwonych przypisuje się funkcję buforu i rezerwuaru chemokin. Podczas wzrostu poziomu krążących chemokin w  organizmie, ACKR1 prezentowany na krwinkach czerwonych wiąże nadmiar chemokin z  wydajno- ścią ok. 15 nanomoli miejsc wiążących na litr krwi, co stanowi ~2000 miejsc wiążących na jeden erytrocyt [23,40]. Związane chemokiny nie ulegają degradacji, ale są transportowane wraz z krwinkami i uwolnione w  miejscu o  niższym poziomie chemokin. Lokalne zmniejszenie stężenia chemokin zapobiega rozwojowi stanu zapalnego, gdyż związanie chemokin przez ACKR1 pozbawia je zdolności aktywowania leukocytów [40]. Zdolność erytrocytarnej postaci ACKR1 do wiązania i  uwalniania chemokin zapobiega rozwojowi stanu zapalnego, przez buforowanie, neutralizację i  wyrównywanie lokalnych stężeń krążących chemokin. Wyniki najnowszych obserwacji wskazują, że polimorfizm Gly42Asp (Fya /Fyb) wpływa na poziom niektórych chemokin, oznaczanych w próbkach krwi osób badanych. Osoby o fenotypie Fy(a-b+) mają nieco wyższe stężenie chemokiny CCL2 w surowicy niż osoby o fenotypie Fy(a+b+) i znacznie wyższe niż Fy(a+b-). Podobnych różnic w poziomie CCL2 nie obserwowano w osoczu [87].

Nieznacznie odmienne funkcje przypisuje się ACKR1 prezentowanym na komórkach śródbłonka naczyniowego. Komórki endotelialne poprzez białko Duffy wiążą, internalizują i transportują chemokiny od tkanek do światła naczynia włosowatego, od bazolateralnej do apikalnej strony komórek śródbłonka, gdzie przepływające białe krwinki mogą się spotkać z nadmiarem chemokin [5,78]. Badania dotyczące transcytozy chemokin w transfekowanych Duffy komórkach MDCK (linia komórek nabłonkowych) sugerowały rolę w  przekazywaniu sygnału niezależnego od białek G. Immobilizacja i utrzymywanie chemokin przez Duffy na komórkach po ich apikalnej stronie przez dłuższy czas, powodowała prezentację chemokin krążącym komórkom zapalnym i  ich wzmożoną migrację do miejsca zapalnego [78]. Jednak transport nadmiaru chemokin w stronę światła naczyń krwionośnych mógłby wspierać funkcję erytrocytarnej postaci ACKR1 w utrzymaniu homeostazy w organizmie [103]. Sugeruje się także, że internalizacja i transport Duffy-swoistych chemokin w poprzek warstwy komórek endotelialnych może przebiegać z udziałem molekuł pośredniczących w procesach cholesterozależnych i makropinocytozy [117]. DARC wpływa także na aktywność innych receptorów chemokin, konkurując z  nimi o  wiązanie ligandów [12,40]. Badania, w  których komórki HEK-293 (linia komórkowa wyprowadzona z  embrionalnych ludzkich komórek nerki) stymulowano czynnikiem TNF-α wykazały, że typowy receptor CCR5 i atypowy receptor ACKR1 mogą tworzyć homo- i heterodimery, co przebiega w sposób niezależny od obecności swoistych chemokin/ligandów. Heterodimeryzacja CCR5 z  ACKR1 wpływa na funkcję receptora CCR5, gdyż zmniejsza jego zdolność do chemotaksji i modulowania komórkowego poziomu wapnia, lecz nie wpływa na internalizację receptora [12].

Powiązanie białka Duffy z chorobami

Właściwości białka Duffy, jako polimorficznego antygenu grupowego prezentowanego na powierzchni krwinek czerwonych oraz jako wieloswoistego atypowego receptora chemokin wykazującego zdolność do wiązania i lokalnego regulowania stężenia chemokin prozapalnych, mogą mieć znaczenie w przebiegu procesów zapalnych i patofizjologicznych. Polimorfizm chemokin i ich receptorów może wpływać na rozwój chorób lub przebieg leczenia, a analogii chemokin są ważnym obiektem badań w terapiach przeciwzapalnych, przeciwnowotworowych czy przeciwwirusowych [39,107]. Wreszcie ostatnie badania wskazują, że podatność na wiele chorób może być związana z obecnością lub brakiem Duffy na erytrocytach.

Mimo iż początkowo uważano, że brak białka Duffy na krwinkach czerwonych nie powoduje żadnych konsekwencji klinicznych, teoria ta jest obecnie podważana. Wykazano, że osoby pochodzenia afrykańskiego o fenotypie Fy(a-b-), którego podłożem molekularnym jest genotyp FY*B-33/FY*B-33, mają w porównaniu z osobami Duffy-dodatnimi znacznie obniżoną względną liczbę leukocytów we krwi. Występowanie leukopenii i neutropenii wśród Duffy-ujemnych osobników może mieć wpływ na przebieg rozwijających się u nich chorób [97]. Podobną zależność fenotypową odkryto w przypadku miana przeciwciał IgE w  przebiegu astmy, wykazując korelację między allelem FY*B-33, a podwyższonym stężeniem IgE w  surowicy, zwiększonym występowaniem i cięższym przebiegiem dychawicy [104]. Wstępne wyniki, wskazujące na rolę Duffy w patofizjologii człowieka, skłoniły badaczy do poszukiwania potencjalnej korelacji między klinicznym statusem, a  fenotypem Duffy w populacji.

Wykazano, że antygeny Duffy mogą wpływać na procesy nowotworzenia. Afroamerykanie, wśród których większość to osoby o fenotypie Duffy-ujemnym, charakteryzują się większą o 60% zapadalnością na raka prostaty i 2-krotnie większą śmiertelnością niż męż- czyźni Duffy-dodatni rasy kaukaskiej. Za przyczynę zwiększonej zachorowalności uznano brak białka Duffy na erytrocytach wśród badanych Amerykańskich potomków rdzennych mieszkańców Afryki Zachodniej [55,90]. Badania kontynuowano na modelach myszy z knock-outem genu FY, które rodzą się i rozwijają bez widocznych defektów anatomicznych czy fizjologicznych i myszach transgenicznych z nadekspresją białka Duffy na komórkach śródbłonka. Wyniki tych badań wykazały, że w przypadku nowotworów prostaty, płuc, piersi i czerniaka złośliwego obecność Duffy hamuje rozwój guzów nowotworowych i zmniejsza przerzutowanie, na skutek wiązania przez białko Duffy angiogennych chemokin będących ligandami receptora CXCR2 [41,90,106]. Ponadto, glikoproteina Duffy na komórkach śródbłonka naczyniowego może bezpośrednio oddzia- ływać z białkiem KAI1/CD82 obecnym na powierzchni komórek nowotworowych, hamując w  ten sposób powstawanie przerzutów. W opisanym modelu śródbłonkowe białko Duffy prawdopodobnie wspomaga senescencję KAI1-dodatnich komórek nowotworowych, jednak molekularne podstawy tego procesu wymagają wyjaśnienia [8]. Co więcej, badania tkanek pobranych od pacjentów z rakiem żołądka, tarczycy i szyjki macicy wykazały korelację między ekspresją białka Duffy a  stopniem zaawansowania choroby nowotworowej i wielkością guza [84,118]. Autorzy sugerują, że wraz z postępem choroby obniża się ekspresja białka Duffy na komórkach śródbłonka naczyniowego, co sprzyja utrzymaniu wzmożonej ilości chemokin w mikrośrodowisku guza i jego unaczynieniu. Ponadto, obniżenie ekspresji Duffy skojarzono z intensywną infiltracją limfocytów/krwinek białych w miejsce rozrastającego się guza.

Wykazano także wpływ białka Duffy na patomechanizm odrzucania przeszczepów płuc i nerek, sugerując jednocześnie pro- i przeciwzapalną rolę Fy zależną od mikrośrodowiska [88]. Zaobserwowano, że wśród osób Duffy-ujemnych, czyli pozbawionych antygenów Duffy na powierzchni erytrocytów z zachowaniem ekspresji na powierzchni komórek śródbłonka, występuje gorsze rokowanie po przeszczepach nerek i płuc, na skutek wzrostu w krążeniu poziomu prozapalnych chemokin dla Duffy [2,48]. Jednocześnie, analizując fragmenty tkanek pobranych od pacjentów po odrzuceniu przeszczepu nerek i płuc wykazano lokalną nadekspresję białka Duffy na powierzchni komórek śródbłonka naczyniowego w obrębie śródmiąższa nerki lub płuc. Wzrost ekspresji Duffy skorelowany był ze wzrostem infiltracji CCR5- -dodatnich leukocytów w czasie odrzucania przeszczepu [88]. Autorzy uważają, że białko Duffy może prezentować chemokiny i w ten sposób promować naciek leukocytów do kanalików śródmiąższa nerki.

Ponadto, wykazano związek między brakiem białka Duffy na powierzchni erytrocytów, a występowaniem neutropenii i  przebiegiem niedokrwistości sierpowatej u osób Duffy-ujemnych. Badania prowadzone wśród mieszkańców USA oraz Gwadelupy wykazały, iż ponad 70% osób chorych na anemię sierpowatą miało fenotyp Fy(a-b-) i genotyp FY*B-33/FY*B-33, a przebieg choroby u tych osób był cięższy i częściej prowadził do uszkodzenia funkcjonowania m.in. płuc, nerek, centralnego układu nerwowego i  układu kostnego w porównaniu do pacjentów o fenotypie Duffy-dodatnim [1,63]. Natomiast badania prowadzone przez innych badaczy nie wskazują na korelację pomiędzy obecnością antygenu Duffy na krwinkach a przebiegiem choroby [22,25].

Najnowsze badania prowadzone na zwierzęcym modelu immunizacyjnego zapalenia mózgu oraz na próbkach pośmiertnych ludzkiego mózgu osób chorych na stwardnienie rozsiane dowodzą, że w przebiegu tych chorób występuje zwiększona ekspresja DARC na komórkach śródbłonka żyłek mózgu. Ponadto, w warunkach in vitro wykazano udział białka Duffy w transśródbłonkowym transporcie chemokin zapalnych CCL2, CCL5, ale nie CCL21 (niewiązanej przez DARC), co wspiera prozapalną funkcję Duffy i uczestnictwo w pokonywaniu przez chemokiny bariery krew-mózg w przebiegu chorób zapalnych mózgu [68].

Rola białka Duffy w zakażeniu wirusem HIV od wielu lat jest badana. Wykazano, że obecne we krwi wiriony HIV-1 mogą być wiązane przez białko Duffy obecne na erytrocytach, przez co jest utrzymywane wysokie miano wirusa i  zwiększone ryzyko zakażenia limfocytów T. Przez homologię sekwencyjną glikoproteiny powierzchniowej wirusa HIV gp120 i domeny I PvDBP, sugeruje się, że wiązanie HIV do antygenu Duffy może opierać się na podobnym mechanizmie molekularnym, co wią- zanie PvDBP do Duffy [9]. Ponadto, zauważono związek fenotypu Duffy z zakażeniem HIV i progresją AIDS. Dotyczyło to osób o wyraźnej leukopenii, spośród których Afroamerykanie o erytrocytach Duffy-ujemnych mieli dłuższy czas przeżycia niż Duffy-dodatni Afroamerykanie lub osoby grupy kaukaskiej. Jednak uważa się, że rola Duffy w zakażeniu HIV nie jest dobrze udokumentowana i pozostaje niewyjaśniona [22].

Innym podejściem w badaniu korelacji Duffy z chorobami są badania asocjacyjne całego genomu (GWAS), które umożliwiają jednoczesną identyfikację istotnych polimorfizmów SNP i  określenie ich związku z  daną cechą. W ten sposób wykazano np. potencjalny wpływ Duffy na niską masę ciała, wystąpienie pierwszej miesiączki [38], czy otyłość u dzieci [105]. Badania te mają jednak charakter prawdopodobnego wpływu Duffy na rozwijające się choroby i są jedynie wstępnymi analizami o nieznanych mechanizmach, które wymagają uzupełnienia.

Przypisy

• 1. Afenyi-Annan A., Kail M., Combs M.R., Orringer E.P., Ashley-Koch A., Telen M.J.: Lack of Duffy antigen expression is associatedwith organ damage in patients with sickle cell disease. Transfusion,2008; 48: 917-924
  Google Scholar
• 2. Akalin E., Neylan J.F.: The influence of Duffy blood group on renalallograft outcome in African Americans. Transplantation, 2003;75: 1496-1500
  Google Scholar
• 3. Albrey J.A., Vincent E.E., Hutchinson J., Marsh W.L., Allen F.H.Jr, Gavin J., Sanger R.: A new antibody, anti-Fy3, in the Duffy bloodgroup system. Vox Sang., 1971; 20: 29-35
  Google Scholar
• 4. Albuquerque S.R., Cavalcante F.O., Sanguino E.C., Tezza L., ChaconF., Castilho L., dos Santos M.C.: FY polymorphisms and vivax malariain inhabitants of Amazonas State, Brazil. Parasitol Res., 2010;106: 1049-1053
  Google Scholar
• 5. Bachelerie F., Ben-Baruch A., Burkhardt A.M., Combadiere C.,Farber J.M., Graham G.J., Horuk R., Sparre-Ulrich A.H., Locati M.,Luster A.D., Mantovani A., Matsushima K., Murphy P.M., Nibbs R.,Nomiyama H., Power C.A., Proudfoot A.E., Rosenkilde M.M., Rot A.,Sozzani S., Thelen M., Yoshie O., Zlotnik A.: International Union ofBasic and Clinical Pharmacology. LXXXIX. Update on the extendedfamily of chemokine receptors and introducing a new nomenclaturefor atypical chemokine receptors. Pharmacol Rev., 2013; 66: 1-79
  Google Scholar
• 6. Bachelerie F., Graham G.J., Locati M., Mantovani A., Murphy P.M.,Nibbs R., Rot A., Sozzani S., Thelen M.: An atypical addition to thechemokine receptor nomenclature: IUPHAR Review 15. Br. J. Pharmacol.,2015; 172: 3945-3949
  Google Scholar
• 7. Bakanay S.M., Ozturk A., Ileri T., Ince E., Yavasoglu S., Akar N.,Uysal Z., Arslan O.: Blood group genotyping in multi-transfused patients.Transfus. Apher. Sci., 2013; 48: 257-261
  Google Scholar
• 8. Bandyopadhyay S., Zhan R., Chaudhuri A., Watabe M., Pai S.K.,Hirota S., Hosobe S., Tsukada T., Miura K., Takano Y., Saito K., PauzaM.E., Hayashi S., Wang Y., Mohinta S., Mashimo T., Iiizumi M., FurutaE., Watabe K.: Interaction of KAI1 on tumor cells with DARC onvascular endothelium leads to metastasis suppression. Nat. Med.,2006; 12: 933-938
  Google Scholar
• 9. Bolton M.J., Garry R.F.: Sequence similarity between the erythrocytebinding domain 1 of the Plasmodium vivax Duffy binding proteinand the V3 loop of HIV-1 strain MN reveals binding residues for theDuffy antigen receptor for chemokines. Virol. J., 2011; 8: 45
  Google Scholar
• 10. Castilho L., Rios M., Pellegrino J.Jr., Saad S.T., Costa F.F., Reid M.E.: A novel FY allele in Brazilians. Vox Sang., 2004; 87: 190-195
  Google Scholar
• 11. Cavasini C.E., de Mattos L.C., Couto A.A., Couto V.S., Gollino Y.,Moretti L.J., Bonini-Domingos C.R., Rossit A.R., Castilho L., MachadoR.L.: Duffy blood group gene polymorphisms among malariavivax patients in four areas of the Brazilian Amazon region. Malar.J., 2007; 6: 167
  Google Scholar
• 12. Chakera A., Seeber R.M., John A.E., Eidne K.A., Greaves D.R.: TheDuffy antigen/receptor for chemokines exists in an oligomeric formin living cells and functionally antagonizes CCR5 signaling throughhetero-oligomerization. Mol. Pharmacol., 2008; 73: 1362-1370
  Google Scholar
• 13. Chaudhuri A., Polyakova J., Zabrzezna V., Williams K., Gulati S.,Pogo A.O.: Cloning of glycoprotein D cDNA, which encodes the majorsubunit of the Duffy blood group system and the receptor forthe Plasmodium vivax malaria parasite. Proc. Natl. Acad. Sci. USA,1993; 90: 10793-10797
  Google Scholar
• 14. Chitnis C.E., Chaudhuri A., Horuk R., Pogo A.O., Miller L.H.: Thedomain on the Duffy blood group antigen for binding Plasmodiumvivax and P. knowlesi malarial parasites to erythrocytes. J. Exp. Med.,1996; 184: 1531-1536
  Google Scholar
• 15. Chittoria A., Mohanty S., Jaiswal Y.K., Das A.: Natural selectionmediated association of the Duffy (FY) gene polymorphisms withPlasmodium vivax malaria in India. PloS One, 2012; 7: e45219
  Google Scholar
• 16. Choe H., Moore M.J., Owens C.M., Wright P.L., Vasilieva N., LiW., Singh A.P., Shakri R., Chitnis C.E., Farzan M.: Sulphated tyrosinesmediate association of chemokines and Plasmodium vivax Duffybinding protein with the Duffy antigen/receptor for chemokines(DARC). Mol. Microb., 2005; 55: 1413-1422
  Google Scholar
• 17. Chown B., Lewis M., Kaita H.: The Duffy blood group systemin Caucasians: Evidence for a new allele. Am. J. Hum. Genet., 1965;17: 384-389
  Google Scholar
• 18. Cotorruelo C., Biondi C., Racca L., Borrás S.G., Racca A.: Duffygenotyping facilitates transfusion therapy. Clin. Exp. Med., 2009;9: 249-251
  Google Scholar
• 19. Cutbush M., Mollison P.L.: The Duffy blood group system. Heredity,1950; 4: 383-389
  Google Scholar
• 20. Czerwiński M.: Grupy krwi – minusy i plusy. Czy antygeny grupowekrwi chronią nas przed chorobami zakaźnymi? Postępy Hig.Med. Dośw., 2015; 69: 703-722
  Google Scholar
• 21. Czerwiński M., Kern J., Grodecka M., Paprocka M., Krop-Wątorek A., Waśniowska K.: Mutational analysis of the N-glycosylation sitesof Duffy antigen/receptor for chemokines. Biochem. Biophys. Res.Commun., 2007; 356: 816-821
  Google Scholar
• 22. Daniels G.: Duffy blood group system. W: Human Blood Groups,3rd edn. Wiley-Blackwell, West Sussex, 2013, 324-341
  Google Scholar
• 23. Darbonne W.C., Rice G.C., Mohler M.A., Apple T., Hebert C.A.,Valente A.J., Baker J.B.: Red blood cells are a sink for interleukin 8,a leukocyte chemotaxin. J. Clin. Invest., 1991; 88: 1362-1369
  Google Scholar
• 24. Donahue R.P., Bias W.B., Renwick J.H., McKusick V.A.: Probableassignment of the Duffy blood group locus to chromosome 1 in man.Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1968; 61: 949-955
  Google Scholar
• 25. Drasar E.R., Menzel S., Fulford T., Thein S.L.: The effect of Duffyantigen receptor for chemokines on severity in sickle cell disease.Haematologica, 2013; 98: e87-e89
  Google Scholar
• 26. Estalote A.C., Proto-Siqueira R., Silva W.A.Jr, Zago M.A., PalatnikM.: The mutation G298A>Ala100Thr on the coding sequence of theDuffy antigen/chemokine receptor gene in non-caucasian Brazilians.Genet. Mol. Res., 2005; 4: 166-173
  Google Scholar
• 27. Flôres M.A., Visentainer J.E., Guelsin G.A., Fracasso Ade S., deMelo FC., Hashimoto M.N., Sell A.M.: Rh, Kell, Duffy, Kidd and Diegoblood group system polymorphism in Brazilian Japanese descendants.Transfus. Apher. Sci., 2014; 50: 123-128
  Google Scholar
• 28. Galinski M.R., Medina C.C., Ingravallo P., Barnwell J.W.: A reticulocyte-binding protein complex of Plasmodium vivax merozoites.Cell, 1992; 69: 1213-1226
  Google Scholar
• 29. Gassner C., Kraus R.L., Dovc T., Kilga-Nogler S., Utz I., MuellerT.H., Schunter F., Schoenitzer D.: Fyx is associated with two missensepoint mutations in its gene and can be detected by PCR-SSP.Immunohematology, 2000; 16: 61-67
  Google Scholar
• 30. Graham G.J.: D6 and the atypical chemokine receptor family:novel regulators of immune and inflammatory processes. Eur. J.Immunol., 2009; 39: 342-351
  Google Scholar
• 31. Grimberg B.T., Udomsangpetch R., Xainli J., McHenry A., PanichakulT., Sattabongkot J., Cui L., Bockarie M., Chitnis C., AdamsJ., Zimmerman P.A., King C.L.: Plasmodium vivax invasion of humanerythrocytes inhibited by antibodies directed against the Duffy bindingprotein. PLoS Med., 2007; 4: e337
  Google Scholar
• 32. Grodecka M., Bertrand O., Karolak E., Lisowski M., WaśniowskaK.: One-step immunopurification and lectinochemical characterizationof the Duffy atypical chemokine receptor from human erythrocytes.Glycoconj J., 2012; 29: 93-105
  Google Scholar
• 33. Grodecka M., Czerwiński M., Duk M., Lisowska E., Waśniowska K.:Analysis of recombinant Duffy protein-linked N-glycans with lectinsand glycosidases. Acta Biochim. Pol., 2010; 57: 49-53
  Google Scholar
• 34. Grodecka M., Waśniowska K.: Interceptory – „ciche” receptorychemokin. Postępy Hig. Med. Dośw., 2007; 61: 231-239
  Google Scholar
• 35. Hadley T.J., David P.H., McGinniss M.H., Miller L.H.: Identificationof an erythrocyte component carrying the Duffy blood groupFya antigen. Science, 1984; 223: 597-599
  Google Scholar
• 36. Hadley T.J., Lu Z.H., Waśniowska K., Martin A.W., Peiper S.C., HesselgesserJ., Horuk R.: Postcapillary venule endothelial cells in kidneyexpress a multispecific chemokine receptor that is structurally andfunctionally identical to the erythroid isoform, which is the Duffyblood group antigen. J. Clin. Invest., 1994; 94: 985-991
  Google Scholar
• 37. Hadley T.J., Peiper S.C.: From malaria to chemokine receptor:the emerging physiologic role of the Duffy blood group antigen.Blood, 1997; 89: 3077-3091
  Google Scholar
• 38. Hai R., Zhang L., Pei Y., Zhao L., Ran S., Han Y., Zhu X., Shen H.,Tian Q., Deng H.: Bivariate genome-wide association study suggeststhat the DARC gene influences lean body mass and age at menarche.Sci. China Life Sci., 2012; 55: 516-520
  Google Scholar
• 39. Handel T.M., Horuk R.: Duffy antigen inhibitors: useful therapeutics for malaria? Trends Parasitol., 2010; 26: 329-333
  Google Scholar
• 40. Hansell C.A., Hurson C.E., Nibbs R.J.: DARC and D6: silent partnersin chemokine regulation? Immunol. Cell Biol., 2011; 89: 197-206
  Google Scholar
• 41. Horton L.W., Yu Y., Zaja-Milatovic S., Strieter R.M., Richmond A.:Opposing roles of murine Duffy antigen receptor for chemokine andmurine CXC chemokine receptor-2 receptors in murine melanomatumor growth. Cancer Res., 2007; 67: 9791-9799
  Google Scholar
• 42. Horuk R., Chitnis C.E., Darbonne W.C., Colby T.J., Rybicki A.,Hadley T.J., Miller L.H.: A receptor for the malarial parasite Plasmodiumvivax: the erythrocyte chemokine receptor. Science, 1993;261: 1182-1184
  Google Scholar
• 43. Howes R.E., Patil A.P., Piel F.B., Nyangiri O.A., Kabaria C.W., GethingP.W., Zimmerman P.A., Barnadas C., Beall C.M., GebremedhinA., Ménard D., Williams T.N., Weatherall D.J., Hay S.I.: The globaldistribution of the Duffy blood group. Nat. Commun., 2011; 2: 266
  Google Scholar
• 44. Hughes L.H., Rossi K.Q., Krugh D.W., O’Shaughnessy R.W.: Managementof pregnancies complicated by anti-Fy(a) alloimmunization.Transfusion, 2007; 47: 1858-1861
  Google Scholar
• 45. Ikin E.W., Mourant A.E., Pettenkofer H.J., Blumenthal G.: Discoveryof the expected haemagglutinin, anti-Fyb. Nature, 1951;168: 1077-1078
  Google Scholar
• 46. Irshaid N.M., Ramadan S., Wester E.S., Olausson P., Hellberg A.,Merza J.Y., Olsson M.L.: Phenotype prediction by DNA-based typingof clinically significant blood group systems in Jordanian blood donors.Vox Sang., 2002; 83: 55-62
  Google Scholar
• 47. Iwamoto S., Li J., Omi T., Ikemoto S., Kajii E.: Identification ofa novel exon and spliced form of Duffy mRNA that is predominanttranscript in both erythroid and postcapillary venule endothelium.Blood, 1996; 87: 378-385
  Google Scholar
• 48. Kangelaris K.N., Sapru A., Calfee C.S., Liu K.D., Pawlikowska L.,Witte J.S., Vittinghoff E., Zhuo H., Auerbach A.D., Ziv E., MatthayM.A.: The association between a Darc gene polymorphism and clinicaloutcomes in African American patients with acute lung injury.Chest, 2012; 141, 1160-1169
  Google Scholar
• 49. Karolak E., Grodecka M., Suchanowska A., Klausa E., BochenekS., Majorczyk E., Czerwiński M., Waśniowska K.: Molecular characterizationof the Fy(a-b-) phenotype in a Polish family. Transfus.Apher. Sci., 2013; 49: 313-317
  Google Scholar
• 50. Kasehagen L.J., Mueller I., Kiniboro B., Bockarie M.J., ReederJ.C., Kazura J.W., Kastens W., McNamara D.T., King C.H., Whalen C.C.,Zimmerman P.A.: Reduced Plasmodium vivax erythrocyte infection inPNG Duffy-negative heterozygotes. PLoS One, 2007; 2: e336
  Google Scholar
• 51. Kempińska-Podhorodecka A., Knap O., Drozd A., KaczmarczykM., Parafiniuk M., Parczewski M., Ciechanowicz A.: Analysis for genotypingDuffy blood group in inhabitants of Sudan, the fourth cataractof the Nile. Malar. J., 2012; 11: 115
  Google Scholar
• 52. Keramati M.R., Shakibaei H., Kheiyyami M.I., Ayatollahi H., BadieiZ., Samavati M., Sadeghian M.H.: Blood group antigens frequenciesin the northeast of Iran. Transfus. Apher. Sci., 2011; 45: 133-136
  Google Scholar
• 53. King C.L., Adams J.H., Xianli J., Grimberg B.T., McHenry A.M.,Greenberg L.J., Siddiqui A., Howes R.E., da Silva-Nunes M., FerreiraM.U., Zimmerman P.A.: Fya/Fyb antigen polymorphism in humanerythrocyte Duffy antigen affects susceptibility to Plasmodium vivaxmalaria. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2011; 108: 20113-20118
  Google Scholar
• 54. Langhi D.M.Jr., Bordin J.O.: Duffy blood group and malaria. Hematology,2006; 11: 389-398
  Google Scholar
• 55. Lentsch A.B.: The Duffy antigen/receptor for chemokines (DARC)and prostate cancer. A role as clear as black and white? FASEB J.,2002; 16: 1093-1095
  Google Scholar
• 56. Liu J., Guo X., Mohandas N., Chasis J.A., An X.: Membrane remodelingduring reticulocyte maturation. Blood, 2010; 115: 2021-2027
  Google Scholar
• 57. Liu X.F., Li L.F., Ou Z.L., Shen R., Shao Z.M.: Correlation between Duffy blood group phenotype and breast cancer incidence. BMCCancer, 2012; 12: 374
  Google Scholar
• 58. Lopez G.H., Condon J.A., Wilson B., Martin J.R., Liew Y.W., FlowerR.L., Hyland C.A.: A novel FYA allele with the 265T and 298ASNPs formerly associated exclusively with the FYB allele and weakFy(b) antigen expression: implication for genotyping interpretativealgorithms. Vox Sang., 2015; 108: 52-57
  Google Scholar
• 59. Łukasik E., Waśniowska K., Grodecka M., Majorczyk E., CzerwińskiM.: High-resolution melting analysis for genotyping Duffy bloodgroup antigens. Methods Mol. Biol., 2015; 1310: 83-95
  Google Scholar
• 60. Mallinson G., Soo K.S., Schall T.J., Pisacka M., Anstee D.J.: Mutationsin the erythrocyte chemokine receptor (Duffy) gene: the molecularbasis of the Fya/Fyb antigens and identification of a deletion inthe Duffy gene of an apparently healthy individual with the Fy(a-b-)phenotype. Br. J. Haematol., 1995; 90: 823-829
  Google Scholar
• 61. Mathew S., Chaudhuri A., Murty V.V, Pogo A.O.: Confirmation ofDuffy blood group antigen locus (FY) at 1q22q23 by fluorescencein situ hybridization. Cytogenet. Cell Genet., 1994; 67: 68
  Google Scholar
• 62. McMorran B.J., Wieczorski L., Drysdale K.E., Chan J.A., HuangH.M., Smith C., Mitiku C., Beeson J.G., Burgio G., Foote S.J.: Plateletfactor 4 and Duffy antigen required for platelet killing of Plasmodiumfalciparum. Science, 2012; 338: 1348-1351
  Google Scholar
• 63. Mecabo G., Hayashida D.Y., Azevedo-Shimmoto M.M., Vicari P.,Arruda M.M., Bordin J.O., Figueiredo M.S.: Duffy-negative is associatedwith hemolytic phenotype of sickle cell anemia. Clin. Immunol.,2010; 136: 458-459
  Google Scholar
• 64. Meny G.M.: The Duffy blood group system: a review. Immunohematology,2010; 26: 51-56
  Google Scholar
• 65. Michalewska B.: Naturally occurring anti-Fyb + Cw. Vox Sang.,2001; 80: 235
  Google Scholar
• 66. Miller L.H., Baruch D.I., Marsh K., Doumbo O.K.: The pathogenicbasis of malaria. Nature, 2002; 415: 673-679
  Google Scholar
• 67. Miller L.H., Mason S.J., Clyde D.F., McGinniss M.H.: The resistancefactor to Plasmodium vivax in blacks. The Duffy-blood-groupgenotype, FyFy. N. Engl. J. Med., 1976; 295: 302-304
  Google Scholar
• 68. Minten C., Alt C., Gentner M., Frei E., Deutsch U., Lyck R., Schaeren-Wiemers N., Rot A., Engelhardt B.: DARC shuttles inflammatorychemokines across the blood-brain barrier during autoimmunecentral nervous system inflammation. Brain, 2014; 137: 1454-1469
  Google Scholar
• 69. Nichols M.E., Rubinstein P., Barnwell J., Rodriguez de CordobaS., Rosenfield R.E.: A new human Duffy blood group specificitydefined by a murine monoclonal antibody. Immunogenetics andassociation with susceptibility to Plasmodium vivax. J. Exp. Med.,1987; 166: 776-785
  Google Scholar
• 70. Olsson M.L., Smythe J.S., Hansson C., Poole J., Mallinson G., JonesJ., Avent N.D., Daniels G.: The Fyx phenotype is associated witha missense mutation in the Fyb allele predicting Arg89Cys in theDuffy glycoprotein. Br. J. Haematol., 1998; 103: 1184-1191
  Google Scholar
• 71. Parasol N., Cohen N., Zemishlany Z., Lerer B., Kosower N.S.: Duffyantigen/receptor for chemokines (DARC): genotypes in Ashkenaziand Non-Ashkenazi Jews in Israel. Hum Biol., 2001; 73: 307-313
  Google Scholar
• 72. Parasol N., Reid M., Rios M., Castilho L., Harari I., Kosower N.S.:A novel mutation in the coding sequence of the FYB allele of theDuffy chemokine receptor gene is associated with an altered erythrocytephenotype. Blood, 1998; 92: 2237-2243
  Google Scholar
• 73. Peiper S.C., Wang Z.X., Neote K., Martin A.W., Showell H.J., ConklynM.J., Ogborne K., Hadley T.J., Lu Z.H., Hesselgesser J., Horuk R.:The Duffy antigen/receptor for chemokines (DARC) is expressed inendothelial cells of Duffy negative individuals who lack the erythrocytereceptor. J. Exp. Med. 1995; 181: 1311-1317
  Google Scholar
• 74. Perna S.J., Cardoso G.L., Guerreiro J.F.: Duffy blood group genotypesamong African-Brazilian communities of the Amazon region.Genet. Mol. Res., 2007; 6: 166-172
  Google Scholar
• 75. Pisacka M., Vytiskova J., Latinakova A., Koristka M., StrasikovaM.: Molecular background of the Fy(a-b-) phenotype in gypsypopulation living in the Czech and Slovak Republic. Transfusion,2001; 41: 15s
  Google Scholar
• 76. Pittoni V., Vaglio S., Magrini L., Accorinti M., Pivetti-Pezzi P.,Girelli G., Valesini G.: Polymorphism of the Duffy erythrocyte chemokinereceptor in Italian patients with Behçet’s disease. Rheumatol.Int., 2003; 23: 116-120
  Google Scholar
• 77. Pogo A.O., Chaudhuri A.: The Duffy protein: a malarial and chemokinereceptor. Semin. Hematol., 2000, 37: 122-129
  Google Scholar
• 78. Pruenster M., Mudde L., Bombosi P., Dimitrova S., Zsak M., MiddletonJ., Richmond A., Graham G.J., Segerer S., Nibbs R.J., Rot A.:The Duffy antigen receptor for chemokines transports chemokinesand supports their promigratory activity. Nat. Immunol., 2009; 10:101-108
  Google Scholar
• 79. Ranjan A., Chitnis C.E.: Mapping regions containing bindingresidues within functional domains of Plasmodium vivax and Plasmodiumknowlesi erythrocyte-binding proteins. Proc. Natl. Acad. Sci.USA, 96: 1999; 14067-14072
  Google Scholar
• 80. Reid M.E., Denomme G.A.: DNA-based methods in the immunohematologyreference laboratory. Transfus. Apher. Sci., 2011; 44:65-72
  Google Scholar
• 81. Reyes M.A., Illoh O.C.: Hyperhemolytic transfusion reaction attributableto anti-Fy3 in a patient with sickle cell disease. Immunohematology,2008; 24: 45-51
  Google Scholar
• 82. Rios M., Chaudhuri A., Mallinson G., Sausais L., Gomensoro-Garcia A.E., Hannon J., Rosenberger S., Poole J., Burgess G., Pogo O.,Reid M.: New genotypes in Fy(a-b-) individuals: nonsense mutations(Trp to stop) in the coding sequence of either FYA or FYB. Br. J.Haematol., 2000; 108: 448-454
  Google Scholar
• 83. Riwom S., Janvier D., Navenot J.M., Benbunan M., Muller J.Y.,Blanchard D.: Production of a new murine monoclonal antibodywith Fy6 specificity and characterization of the immunopurifiedN-glycosylated Duffy-active molecule. Vox Sang., 1994; 66: 61-67
  Google Scholar
• 84. Roche F., Latini M., Uchimura A., Prisco C., Guilhem J., MedeirosR., Baleotti W., Augusto J., Castilho L., Maria J.: Blood cells, molecules,and diseases DARC (Duffy) and BCAM (Lutheran) reduced expressionin thyroid cancer. Blood Cells Mol. Dis., 2012; 50: 161-165
  Google Scholar
• 85. Sanger R., Race R.R., Jack J.: The Duffy blood groups of New Yorknegroes: the phenotype Fy(a-b-). Br. J. Haematol., 1955; 1: 370-374
  Google Scholar
• 86. Schmid P., Ravenell K.R., Sheldon S.L., Flegel W.A.: DARC allelesand Duffy phenotypes in African Americans. Transfusion, 2012; 52:1260-1267
  Google Scholar
• 87. Schnabel R.B., Baumert J., Barbalic M., Dupuis J., Ellinor P.T.,Durda P., Dehghan A., Bis J.C., Illig T., Morrison A.C., Jenny N.S., KeaneyJ.F. Jr, Gieger C., Tilley C., Yamamoto J.F. i wsp.: Duffy antigenreceptor for chemokines (Darc) polymorphism regulates circulatingconcentrations of monocyte chemoattractant protein-1 and otherinflammatory mediators. Blood, 2010; 115: 5289-5299
  Google Scholar
• 88. Segerer S., Jedlicka J., Wüthrich R.P.: Atypical chemokine receptorsin renal inflammation. Nephron. Exp. Nephrol., 2010; 115:e89-e95
  Google Scholar
• 89. Seixas S., Ferrand N., Rocha J.: Microsatellite variation and evolutionof the human Duffy blood group polymorphism. Mol. Biol.Evol., 2002; 19: 1802-1806
  Google Scholar
• 90. Shen H., Schuster R., Stringer K.F., Waltz S.E., Lentsch A.B.: TheDuffy antigen/receptor for chemokines (DARC) regulates prostatetumor growth. FASEB J., 2006; 20: 59-64
  Google Scholar
• 91. Shimizu Y., Ao H., Soemantri A., Tiwawech D., Settheetham-Ishida W., Kayame O.W., Kimura M., Nishioka T., Ishida T.: Sero- andmolecular typing of Duffy blood group in Southeast Asians and Oceanians.Hum. Biol., 2000; 72: 511-518
  Google Scholar
• 92. Smolarek D., Hattab C., Hassanzadeh-Ghassabeh G., Cochet S.,Gutiérrez C., de Brevern A.G., Udomsangpetch R., Picot J., Grodecka M., Waśniowska K., Muyldermans S., Colin Y., Le Van Kim C.,Czerwiński M., Bertrand O.: A recombinant dromedary antibodyfragment (VHH or nanobody) directed against human Duffy antigenreceptor for chemokines. Cell. Mol. Life Sci., 2010; 67: 3371-3387
  Google Scholar
• 93. Souza-Silva F.A., Torres L.M., Santos-Alves J.R., Tang M.L., SanchezB.A., Sousa T.N., Fontes C.J., Nogueira P.A., Rocha R.S., BritoC.F., Adams J.H., Kano F.S., Carvalho L.H.: Duffy antigen receptor forchemokine (DARC) polymorphisms and its involvement in acquisitionof inhibitory anti-Duffy binding protein II (DBPII) immunity.PLoS One, 2014; 9: e93782
  Google Scholar
• 94. St-Louis M.: Molecular blood grouping of donors. Transfus.Apher. Sci., 2014; 50: 175-182
  Google Scholar
• 95. Tamasauskas D., Powell V., Saksela K., Yazdanbakhsh K.: A homologousnaturally occurring mutation in Duffy and CCR5 leadingto reduced receptor expression. Blood, 2001; 97: 3651-3654
  Google Scholar
• 96. Tanner M.J., Anstee D.J., Mallinson G., Ridgwell K., Martin P.G.,Avent N.D., Parsons S.F.: Effect of endoglycosidase F-peptidyl N-glycosidaseF preparations on the surface components of the humanerythrocyte. Carbohydr. Res., 1988; 178: 203-212
  Google Scholar
• 97. Thobakgale C.F., Ndung’u T.: Neutrophil counts in persons ofAfrican origin. Curr. Opin. Hematol., 2014; 21: 50-57
  Google Scholar
• 98. Tournamille C., Blancher A., Le Van Kim C., Gane P., Apoil P.A.,Nakamoto W., Cartron J.P., Colin Y.: Sequence, evolution and ligandbinding properties of mammalian Duffy antigen/receptor for chemokines.Immunogenetics, 2004; 55: 682-694
  Google Scholar
• 99. Tournamille C., Colin Y., Cartron J.P., Le Van Kim C.: Disruptionof a GATA motif in the Duffy gene promoter abolishes erythroidgene expression in Duffy-negative individuals. Nat. Genet., 1995;10: 224-228
  Google Scholar
• 100. Tournamille C., Filipe A., Waśniowska K., Gane P., Lisowska E.,Cartron J.P., Colin Y., Le Van Kim C.: Structure-function analysis ofthe extracelluar domains of the Duffy antigen/receptor for chemokines:characterization of antibody and chemokine binding sites. Br.J. Haematol., 2003; 122: 1014-1023
  Google Scholar
• 101. Tournamille C., Le Van Kim C., Gane P., Le Pennec P.Y., RoubinetF., Babinet J., Cartron J.P., Colin Y.: Arg89Cys substitution results invery low membrane expression of the Duffy antigen/receptor forchemokines in Fyx individuals. Blood, 1998; 92: 2147-2156
  Google Scholar
• 102. Tsuneyama H., Uchikawa M., Shinozaki K., Nakajima. K., JujiT.: A deletion in the Duffy gene of an apparently healthy individualwith the Fy(a-b-) phenotype. Transfusion, 2000; 40: 116S
  Google Scholar
• 103. Ulvmar M.H., Hub E., Rot A.: Atypical chemokine receptors.Exp. Cell Res., 2011; 317: 556-568
  Google Scholar
• 104. Vergara C., Tsai Y.J., Grant A.V., Rafaels N., Gao L., Hand T.,Stockton M., Campbell M., Mercado D., Faruque M., Dunston G.,Beaty T.H., Oliveira R.R., Ponte E.V., Cruz A.A. i wsp.: Gene encodingDuffy antigen/receptor for chemokines is associated with asthmaand IgE in three populations. Am. J. Respir. Crit. Care Med., 2008;178: 1017-1022
  Google Scholar
• 105. Voruganti V.S., Laston S., Haack K., Mehta N.R., Smith C.W., ColeS.A., Butte N.F., Comuzzie A.G.: Genome-wide association replicatesthe association of Duffy antigen receptor for chemokines (DARC)polymorphisms with serum monocyte chemoattractant protein-1(MCP-1) levels in Hispanic children. Cytokine, 2012; 60: 634-638
  Google Scholar
• 106. Wang J., Ou Z.L., Hou Y.F., Luo J.M., Shen Z.Z., Ding J., Shao Z.M.:Enhanced expression of Duffy antigen receptor for chemokines bybreast cancer cells attenuates growth and metastasis potential. Oncogene, 2006; 25: 7201-7211
  Google Scholar
• 107. Waśniowska K.: Chemokiny – perspektywy zastosowania związkówblokujących ich działanie w terapii. Postępy Hig. Med. Dośw.,2004; 58: 37-46
  Google Scholar
• 108. Waśniowska K., Blanchard D., Janvier D., Wang Z.X., Peiper S.C.,Hadley T.J., Lisowska E.: Identification of the Fy6 epitope recognizedby two monoclonal antibodies in the N-terminal extracellular portionof the Duffy antigen receptor for chemokines. Mol. Immunol,.1996; 33: 917-923
  Google Scholar
• 109. Waśniowska K., Czerwinski M., Jachymek W., Lisowska E.: Expressionand binding properties of a soluble chimeric protein containingthe N-terminal domain of the Duffy antigen. Biochem. Biophys.Res. Commun., 2000; 273: 705-711
  Google Scholar
• 110. Waśniowska K., Eichenberger P., Kugele F., Hadley T.J.: Purificationof a 28 kDa non-aggregating tryptic peptide of the Duffy bloodgroup protein. Biochem. Biophys. Res. Commun. 1993; 192: 366-372
  Google Scholar
• 111. Waśniowska K., Lisowska E., Halverson G.R., Chaudhuri A., ReidM.E.: The Fya, Fy6 and Fy3 epitopes of the Duffy blood group systemrecognized by new monoclonal antibodies: identification of a linearFy3 epitope. Br. J. Haematol. 2004; 124: 118-122
  Google Scholar
• 112. Waśniowska K., Petit-LeRoux Y., Tournamille C., Le van Kim C.,Cartron J.P., Colin Y., Lisowska E., Blanchard D.: Structural characterizationof the epitope recognized by the new anti-Fy6 monoclonalantibody NaM 185-2C3. Transfus. Med., 2002; 12: 205-211
  Google Scholar
• 113. Watorek E., Boratyńska M., Hałoń A., Klinger M.: Anti-Fya antibodiesas the cause of an unfortunate post-transplant course in renaltransplant recipient. Ann Transplant., 2008; 13: 48-52
  Google Scholar
• 114. Went R., Wright J., Webster R., Stamps R.: Anti-Fy3 in sicklecell disease: a difficult transfusion problem. Br. J. Haematol., 2009;144: 621-622
  Google Scholar
• 115. Whittall C., Kehoe O., King S., Rot A., Patterson A., MiddletonJ.: A chemokine self-presentation mechanism involving formationof endothelial surface microstructures. J. Immunol., 2013;190: 1725-1736
  Google Scholar
• 116. Yazdanbakhsh K., Rios M., Storry J.R., Kosower N., Parasol N.,Chaudhuri A., Reid M.E.: Molecular mechanisms that lead to reducedexpression of Duffy antigens. Transfusion, 2000; 40: 310-320
  Google Scholar
• 117. Zhao Y., Mangalmurti N. S., Xiong Z., Prakash B., Guo F., StolzD. B., Lee J. S.: Duffy antigen receptor for chemokines mediates chemokineendocytosis through a macropinocytosis-like process inendothelial cells. PLoS One, 2011; 6: e29624
  Google Scholar
• 118. Zhu Z., Sun Z., Wang Z., Guo P., Zheng X., Xu H.: Prognosticimpact of atypical chemokine receptor expression in patients withgastric cancer. J. Surg. Res., 2013; 183: 177-183
  Google Scholar
• 119. Zimmerman P.A., Ferreira M.U., Howes R.E., Mercereau-PuijalonO.: Red blood cell polymorphism and susceptibility to Plasmodiumvivax. Adv. Parasitol., 2013; 81: 27-76
  Google Scholar
• 120. Zimmerman P.A., Woolley I., Masinde G.L., Miller S.M., McNamaraD.T., Hazlett F., Mgone C.S., Alpers M.P., Genton B., Boatin B.A.,Kazura J.W.: Emergence of FY Anull in a Plasmodium vivax-endemicregion of Papua New Guinea. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1999; 96:13973-13977
  Google Scholar

Pełna treść artykułu