Abstrakt

Do białek CNC zalicza się białka Bach1, Bach2 oraz cztery homologiczne czynniki transkrypcyjne:Nrf1, Nrf2, Nrf3 oraz p45NF-E2. Czynniki należące do tej grupy białek pełnią funkcjew ochronie komórek przed skutkami stresu oksydacyjnego. W warunkach fizjologicznychpozostają w postaci nieaktywnej w cytoplazmie lub ulegają degradacji. Natomiast w warunkachstresu oksydacyjnego ulegają translokacji do jądra komórkowego i przyłączają się docząsteczki DNA w obszarze ARE. Dochodzi do transkrypcji genów kodujących cytoprotekcyjnebiałka, takie jak enzymy II fazy lub niskocząsteczkowe białka antyoksydacyjne (tj. tioredoksyna,ferrytyna, metalotioneiny) odpowiedzialne za ochronę komórki przed reaktywnymiformami tlenu (RFT). Aktywność transkrypcyjna tych białek zależy bezpośrednio od stanuredoks komórki. RFT jako wtórne przekaźniki sygnałów hamują cytoplazmatyczne inhibitorybiałek CNC, a także nasilają aktywność kinaz (MAPK, PKC, PI3K, PERK), prowadząc dofosforylacji czynników transkrypcyjnych. Sprzyja to ich translokacji do jądra komórkowegoi tworzeniu kompleksów inicjujących ekspresję genów. Zaburzenia regulacji aktywnościczynników transkrypcyjnych należących do białek CNC wywołane mutacjami genów, modyfikacjamiepigenetycznymi, czy też zwiększoną aktywnością białek p62, p21 lub onkogenówk-Ras, B-Raf i c-Myc wywołują zmiany w poziomie ekspresji genów zależnych od ARE, comoże prowadzić nawet do procesu kancerogenezy. Czynniki transkrypcyjne Nrf indukującekspresję antyoksydantów oraz enzymów odpowiedzialnych za detoksykację ksenobiotykówmogą być rozpatrywane jako potencjalny cel oddziaływania czynników chemioprewencyjnychw terapii przeciwnowotworowej.

Wprowadzenie

Prawidłowe funkcjonowanie każdej komórki wymaga ścisłej kontroli procesów metabolicznych, w tym również przekazywania sygnałów z otoczenia. Transdukcja sygnałów może wywołać zarówno szybką, jak i późną reakcję komórki na zaistniały bodziec. W przypadku szybkiej reakcji na powstające zmiany, w cytoplazmie dochodzi do krótkotrwałych zmian aktywności poszczególnych składników metabolicznych. Reakcja późna jest związana z biosyntezą nowych związków, co jest czaso- i energochłonne, ale zapewnia długotrwałą i skuteczną odpowiedź na zaistniały bodziec. Taka reakcja komórki wydaje się szczególnie istotna, zwłaszcza w przypadku odpowiedzi na zmiany równowagi oksydoredukcyjnej i powstawanie stresu oksydacyjnego. Istotną rolę w odpowiedzi na stres oksydacyjny pełnią białka regulatorowe należące do grupy czynników transkrypcyjnych. Uważa się, że jedną z najbardziej wyspecjalizowanych i kompleksowo chroniących przed stresem oksydacyjnym komórki grupą białek odpowiedzialnych za odbieranie i transdukcję sygnałów do nasilenia lub zahamowania biosyntezy białek o działaniu antyoksydacyjnym są czynniki transkrypcyjne z rodziny „cap’n’collar” (CNC).

Białka z rodziny „cap’n’collar” (CNC) zawierają w swojej strukturze motyw tzw. zamka leucynowego (bZIP, basic leucine zipper). Jest to trójwymiarowa struktura, w której skład wchodzą α helisy bogate w reszty leucyny, które występują w przybliżeniu, co 7 reszt aminokwasowych. Układ tworzy amfifilową helisę z obszarem hydrofobowym, który umożliwia tworzenie dimeru z innym białkiem zawierającym domenę bZIP. Rodzina czynników transkrypcyjnych z domeną bZIP oprócz zamka leucynowego zawiera obszar zasadowy, który przez wiązania wodorowe wiąże się z dużą bruzdą DNA [49]. Do białek CNC zalicza się białko Bach1 (BTB and CNC homology 1, basic leucine zipper transcription factor 1) i Bach2 (BTB and CNC homology 1, basic leucine zipper transcription factor 2) [70,95] oraz cztery homologiczne czynniki transkrypcyjne uczestniczące w ochronie komórki przed stresem oksydacyjnym. Do czynników transkrypcyjnych należą białka Nrf1, Nrf2, Nrf3 oraz p45NF- -E2 [4,46,63]. Ich masy cząsteczkowe wynoszą 66-73 kDa, a w ich budowie (w zależności od rodzaju białka) wyróżnia się do sześć istotnych domen odpowiadających za różne funkcje:

• domena Neh1 zawiera fragment bZIP, który pozwala na heterodimeryzację cząsteczki z małym białkiem Maf w jądrze komórkowym, a jednocześnie odpowiada za przyłączanie Nrf do cząsteczki DNA oraz dzięki regionom NLS (nuclear localization signal) i NES (nuclear export signal) bierze udział w translokacji Nrf w obrębie komórki;

• Neh2 jest domeną N-terminalną zawierającą siedem reszt lizyny, które mogą ulegać ubikwitynacji i pozwalającą na wiązanie białka Nrf2 do jego represora w cytosolu – białka Keap1 i dlatego jest nazywana negatywnym regulatorem Nrf2;

• Neh3 jest domeną C-terminalną, która uczestniczy w stabilizacji białka Nrf1 i Nrf2 i może działać jako domena transaktywacyjna oraz brać udział w interakcji z innymi komponentami podczas procesu transkrypcji;

• domeny Neh4 i Neh5 są obszarami kwasowymi, które mogą przyłączać białko CREBP (cAMP response element binding protein), mające aktywność acetylohydroksylazy histonowej, które działa jako transaktywator;

• domena Neh6 jest bogata w serynę i uczestniczy w procesie proteolizy białek Nrf (ryc. 1) [78].

W warunkach fizjologicznych białka CNC są umiejscowione w cytoplazmie komórki w postaci nieaktywnych kompleksów z ich inhibitorami, natomiast po aktywacji przemieszczają się do jądra komórkowego. Tam tworzą heterodimery z innymi białkami zawierającymi sekwencję homologiczną do sekwencji zamka leucynowego. Tak powstałe kompleksy przyłączają się do cząsteczki DNA w sekwencji ARE (antioxidant responsive element) nazywanej także EpRE (electrophile response elements) o charakterystycznej sekwencji 5’-TGACnnnGCA-3’ i inicjują transkrypcję genów [44].

Czynnik transkrypcyjny Nrf2

Jednym z najdokładniej zbadanych i opisanych składników rodziny CNC jest białko Nrf2 (nuclear erythroid 2-related factor), nazywane także czynnikiem NFE2L2 (nuclear factor erythroid-derived 2-like 2). Jest wewnątrzkomórkowym czynnikiem transkrypcyjnym odpowiedzialnym za transkrypcję genów enzymów antyoksydacyjnych, takich jak katalaza czy oksygenaza hemowa 1 [109]. W organizmie człowieka Nrf2 jest kodowany przez gen NFE2L2, który ulega transkrypcji we wszystkich tkankach [63]. Nrf2 człowieka składa się z 589 aminokwasów i jest o 8 aminokwasów krótszy niż Nrf2 myszy [63]. Czynnik Nrf2 zawiera wszystkie domeny możliwe dla tego typu białek [Neh1- Neh6] [78]. W warunkach fizjologicznych Nrf2 jest umiejscowiony głównie w cytosolu w postaci nieaktywnego kompleksu z białkiem Keap1 (Klech-like ECH associating protein 1) [47]. Keap1 (określane także jako INrf2) jest białkiem regulatorowym Nrf2, które wiążąc się w kompleks z tym czynnikiem transkrypcyjnym hamuje jego aktywność oraz koordynuje proces jego ubikwitynacji i proteolitycznej degradacji [27].

W cząsteczce Keap1 wyróżnia się pięć istotnych domen: N-terminalną (NTR), BTB (broad complex, tramtrack and bric-à-brac) zawierającą najbardziej podatną na oksydacyjne modyfikacje cysteinę 151, IVR (intervening region), Kelch oraz C-terminalną domenę (CTR). Domena BTB jest miejscem przyłączenia białka Cul3, natomiast domena IVR zawiera cysteiny w pozycji 273 oraz 288, które ulegając utlenieniu powodują zmianę konformacji białka. Domena Kelch zawierającą fragment DGR (double glycine repeat) wiąże Nrf2 i jest odpowiedzialna, przez oddziaływanie z aktyną lub miozyną, za przyłączanie całego kompleksu do cytoszkieletu [58] (ryc. 2).

Łańcuch polipeptydowy Keap1 tworzy płytką kieszeń do wiązania łańcucha polipeptydowego Nrf2, w której budowie wyróżnia się sześć elementów, a każdy z nich składa się z czterech fragmentów β-struktury. W tak utworzoną kieszeń peptydową wsuwa się krótki odcinek Nrf2 nazywany β-spinką. Szacuje się, że między Nrf2 a Keap1 powstaje 13 oddziaływań międzycząsteczkowych, jednak jedynie dwie spośród obecnych w łańcuchu Nrf2 reszt glutaminianowych (Gln79 i Gln82) biorą udział w wiązaniu Nrf2 do Keap1. Pozostałe interakcje zachodzą między aminokwasami Keap1 budującymi domenę Kelch, a atomami tlenu lub azotu tworzącymi wiązania peptydowe w łańcuchu Nrf2 [58]. Strukturę domeny Kelch oraz interakcje między Kelch i Neh1 przedstawia ryc. 3.

Jedną z charakterystycznych cech Keap1 jest obecność w sekwencji złożonej z 624 aminokwasów 27 reszt cysteinylowych, z których najbardziej reaktywnymi resztami cysteiny są reszty Cys257, Cys273, Cys288 i Cys297 [15]. W warunkach fizjologicznych geny odpowiedzialne za syntezę białka Nrf2 podlegają ciągłej ekspresji, dlatego aby poziom tego czynnika w cytoplazmie był stały biał- ko Keap1 tworzy homodimer wiążący się z białkiem Cul3 w kompleks, który może przyłączać cząsteczkę Nrf2 [83]. Domena DGR Keap1 bogata w glicynę wiążąc się z domeną Neh2 białka Nrf2 umożliwia Cul3 ubikwitynację Nrf2, jego oddysocjowanie oraz degradację w tempie zapobiegają- cym gromadzeniu się w komórce (ryc. 4A) [100]. W warunkach fizjologicznych okres półtrwania czynnika Nrf2 w cytoplazmie nie jest dłuższy niż 15-20 min, po czym dochodzi do poliubikwitynacji, a następnie do degradacji przez proteasom 26S [50].

W wyniku stresu oksydacyjnego dochodzi do utlenienia reszt cysteinylowych na powierzchni Keap1, czego następstwem są zmiany w konformacji tego białka, powodujące uwolnienie czynnika Nrf2 z kompleksu [34]. Dokładny mechanizm uwolnienia Nrf2 z kompleksu Nrf2-Keap1 nie jest jeszcze jednoznacznie poznany. Obecnie bierze się pod uwagę dwie hipotezy przebiegu tego procesu. Pierwszy model – „zawias i zatrzask” („hinge and latch”) zakłada, że utlenienie grup tiolowych regionu IVR białka Keap1 (głównie Cys273 i Cys288) wywołując zmiany w konformacji Keap1 zaburza interakcję Keap1-Nrf2, co uniemożliwia poliubikwitynację Nrf2 i prowadzi do oddysocjowania aktywnego czynnika transkrypcyjnego z kompleksu. Jednocześnie modyfikacje w strukturze kompleksu zmieniają substrat Cul3. Cząsteczka przestaje przyłączać ubikwitynę do czynnika Nrf2 i rozpoczyna ubikwitynację Keap1 w pozycji lizyny 298, co prowadzi do proteasomalnej degradacji tego białka [22]. Drugi model przyjmuje, że utlenienie grup tiolowych białka Keap1 (głównie Cys151) powoduje oddysocjowanie białka Cul3 z kompleksu, co uniemożliwia ubikwitynację Nrf2. W wyniku zaistniałej sytuacji zarówno uwolnione z kompleksu, jak i nowo syntetyzowane cząsteczki Nrf2 mogą ulegać translokacji bezpośrednio do jądra komórkowego (ryc. 4B) [89]. Mechanizm regulacji wiązania Nrf2 do Keap1 obejmuje także S-nitrozylację cystein w cząsteczce Keap1. Taka modyfikacja reszt cysteinylowych wywołuje zmiany konformacji Keap1 i oddysocjowanie aktywnego Nrf2. Najczęstszą przyczyną S-nitrozylacji Keap1 jest pojawiający się w komórce jako cząsteczka sygnałowa tlenek azotu, który aktywując Nrf2 wykazuje działanie cytoprotekcyjne [90].

Utlenienie grup tiolowych białka Keap1 oraz związana z tym zmiana konformacji tego białka może spowodować również przyłączenie do kompleksu Keap1-Nrf2 dodatkowych białek, takich jak p21 i p62, które zmniejszając stabilność kompleksu prowadzą do oddysocjowania Nrf2 [50] (ryc. 5). W wyniku zmiany konformacji Keap1 białko p21 może się przyłączyć bezpośrednio do czynnika Nrf2 w domenie Neh2, która odpowiada za tworzenie kompleksu z Keap1. Zablokowanie tej domeny przez p21 powoduje oddysocjowanie Nrf2 z kompleksu, a w przypadku wolnych cząsteczek Nrf2 zapobiega powtórnemu wiązaniu w kompleks z inhibitorem [8]. Ponadto zmiana konformacji Keap1 umożliwia białku p62 przyłączenie się do domeny DGR w Keap1, blokując to miejsce i tym sa mym zapobiegając tworzeniu kompleksu Nrf2-Keap1 [31]. W cytoplazmie, Keap1 może także wiązać inne niż Nrf2 białka. Przykładem takiego białka jest IKKβ; cząsteczka ta w kompleksie z Keap1 staje się nieaktywna i na skutek tego nie dochodzi do aktywacji czynnika transkrypcyjnego NF-κB [57]. W ten sposób Keap1 reguluje inny szlak sygnalizacyjny niezależny od Nrf2, w którym cząsteczka IKKβ może blokować inhibitorową aktywność Keap1 [40]. Wykazano także, że w cytoplazmie Keap1 może przyłączać cząsteczkę protymozyny α w sposób analogiczny do wiązania Nrf2, jednak znaczenie powstającego kompleksu nie jest jeszcze dokładnie zbadane [68]. Oddysocjowane z kompleksu białko Nrf2 ulega translokacji do jądra, gdzie przyłączając małe białko Maf tworzy kompleks preinicjacyjny zdolny do przyłączenia się do DNA w regionach ARE. Pobudza to transkrypcję genów kodujących białka antyoksydacyjne.

Regulacja aktywności transkrypcyjnej Nrf2

Szybkość przemieszczania się do jądra oraz aktywność transktypcyjna Nrf2 zależą od stopnia ufosforylowania tego białka, co uwarunkowane jest aktywnością kinaz biorących udział w przekazywaniu sygnałów w komórce, takich jak kinazy białkowe aktywowane przez mitogeny (MAPK) [102], kinazy białkowe C (PKC) [24], 3-kinaza fosfatydyloinozytolu (PI3K) [59] lub kinaza białkowa umiejscowiona w retikulum endoplazmatycznym (PERK) [12] (ryc. 5). Wykazano, że fosforylacja reszt treoniny i seryny zwiększa aktywność Nrf2, natomiast fosforylacja reszt alaniny, powoduje obniżenie aktywności i prowadzi do proteolizy tego białka [51]. Substratem kinazy PKC jest najczęściej Ser40 umiejscowiona w domenie Neh2 białka Nrf2, która wchodzi w interakcję z Keap1 [66]. Wykazano również udział PI3K (kinazy lipidowej kontrolującej wzrost, różnicowanie i apoptozę komórek) w regulacji zależnych od sekwencji ARE genów oksydazy hemowej (HO-1). Hamowanie kinazy PI3K wywołuje znaczne obni- żenie aktywności Nrf2, a co za tym idzie poziom HO-1 [42]. Natomiast kinaza PERK odbiera sygnał o stresie oksydacyjnym z siateczki cytoplazmatycznej i w konsekwencji hamuje cykl komórkowy i przez fosforylację Nrf2 prowadzi do oddysocjowania Nrf2 od Keap1. Fosforylacja przez kinazę PERK nasila transport Nrf2 do jądra komórkowego [52]. Natomiast obecne w jądrze kinazy tyrozynowe Src oraz Fyn odpowiadają za fosforylację tyrozyny w pozycji 568 cząsteczki Nrf2, co powoduje usunięcie Nrf2 z jądra powodując ponowne związanie go w cytoplazmie z Keap1 oraz zahamowanie transkrypcji genów [30,67] (ryc. 5).

Aktywność Nrf2 zależy także od stopnia acetylacji tego białka. Badania in vitro przeprowadzone na linii embrionalnych komórek ludzkiej nerki (HEK293) wskazują, że w wyniku stresu oksydacyjnego wywołanego arsenem uaktywnia acetylotransferazę p300/CBP. Jej aktywność powoduje przyłączenie grupy acetylowej do reszt lizylowych Nrf2 w domenie Neh1. Zwiększa to zarówno szybkość przemieszczania się wolnego czynnika do jądra, jak i siłę jego wiązania do DNA oraz aktywność transkrypcyjną wybranych genów [84]. W przypadku komórek szpiku kostnego od osób ze stwierdzoną białaczką (komórki linii K562) deacetylacja Nrf2 powoduje jego usuwanie z jądra [38] (ryc. 5).

Aktywność Nrf2 może być również regulowana na poziomie ekspresji tego czynnika lub białka Keap1 [64]. Zmiany epigenetyczne, takie jak metylacja DNA lub białek histonowych wpływają na poziom Nrf2 lub jego inhibitora Keap1 w cytoplazmie [103] (ryc. 5). Przyłączenie grupy metylowej do cząsteczki DNA zawierającej gen Keap1, a zwłaszcza do odcinka promotorowego obniża aktywność transkrypcyjną tego genu, a przez to zmniejsza również poziom Keap1 w cytoplazmie [17]. Natomiast metylacja rdzeniowych białek histonowych zazwyczaj podnosi poziom transkrypcji wybranych genów [18].

Niezależnie od powyższych przyczyn aktywność transkrypcyjna Nrf2 może ulec również podwyższeniu w wyniku przyłączenia się do Nrf2 cząsteczki białka KAP1 (KRAB- -associated protein 1), które jest zaliczane do czynników transkrypcyjnych (wraz z czynnikami TIF1α, γ i δ) z rodziny TRIM (tripartite motif family) [61] (ryc. 5). W warunkach fizjologicznych bierze udział w przekazywaniu sygnału od czynników wzrostu komórki do jądra komórkowego przez tworzenie kompleksów transkrypcyjnych zdolnych do wiązania DNA [81]. W przypadku zaburzeń biosyntezy KAP1 w czasie rozwoju myszy, odnotowano obumieranie ich zarodków we wczesnych stadiach [19]. Samo białko KAP1 nie ma w budowie domeny wiążącej DNA, jednak jego przyłączenie do Nrf2 podwyższa aktywność transkrypcyjną tej cząsteczki. W tak utworzonym kompleksie KAP1 nie bierze bezpośredniego udziału w procesach ekspresji genów, wpływa jedynie na przyłą- czanie Nrf2 do DNA [23]. Po oddysocjowaniu Nrf2 z kompleksu z Keap1, białko to nie pozostaje bez wpływu na aktywność transkrypcyjną Nrf2. Szacuje się, że prawie 5% białka Keap1 w komórce jest umiejscowiona w jądrze komórkowym zarówno w warunkach fizjologicznych, jak i podczas stresu oksydacyjnego. Wskazuje to na możliwość przemieszczania się tego białka z cytoplazmy do jądra komórkowego bez względu na stan fizjologiczny komórki [68]. Keap1 w ją- drze komórkowym ma także możliwość wiązania i inhibicji cząsteczki Nrf2, jednak tylko wtedy, kiedy nie jest ono połączone w dimer z białkiem Maf [92].

Aby rozpocząć działania transkrypcyjne w jądrze białko Nrf2 przyłącza małe białko Maf tworząc kompleks zdolny do przyłączenia się do sekwencji ARE w cząsteczce DNA [44]. W warunkach fizjologicznych o utworzenie heterodimeru z małym białkiem Maf w jądrze komórkowym konkuruje z Nrf2 białko Bach1, które może się również wiązać do sekwencji ARE zapobiegając nadmiernej ekspresji genów regulowanych przez Nrf2 [14]. Aktywowana w warunkach stresu oksydacyjnego kinaza ERK1/2, po translokacji do jądra komórkowego, fosforyluje białko Bach1 [85]. Jeśli zostanie ufosforylowana reszta Tyr486, wówczas cząsteczka Bach1 odłącza się od sekwencji ARE i jest transportowana do cytoplazmy, umożliwiając tym samym przyłączenie czynnika Nrf2 do DNA [37]. Nrf2 w jądrze komórkowym może także heterodimeryzować z białkami należącymi do rodziny Jun (c-Jun, Jun-B, Jun-D) [55,62]. Białka te mogą się również przyłączać do DNA i są zdolne do indukcji transkrypcji genów. Badania na komórkach nowotworu wątroby HepG2 wskazują, że nadekspresja Nrf2 lub białka c-Jun powoduje odpowiednio sześciolub trzykrotny wzrost ekspresji genów kodujących białka antyoksydacyjne, natomiast jednoczesna nadekspresja białek Nrf2 i c-Jun w badanych komórkach prowadzi do szesnastokrotnego wzrostu ekspresji tych samych genów [32]. Inne badania wykazują, że konkurencyjne wiązanie c-Jun w kompleksy z innym niż Nrf2 białkiem (np. c-Fos) obniża aktywność Nrf2 [93]. W przypadku komórek wątroby szczura z wyciszonym genem Nrf2 zauważono obniżone stężenie białek c-Jun [101] (ryc. 5).

Nrf2 przyłącza się do DNA w regionach ARE [44] i pobudza transkrypcję genów kodujących białka antyoksydacyjne (przede wszystkim enzymów II fazy, takich jak: S-transferaza glutationowa (GST), oksydoreduktaza NAD(P)H: ubichinon 1 (NQO1), UDP-glukuronylotransferaza (UGT), hydrolaza epoksydowa (EPHX), ligaza γ-glutamylocysteiny (GCL), oksygenaza hemowa 1 (HO-1), reduktaza glutationowa (GR), reduktaza tioredoksyny (TrxR), katalaza (CAT) i dysmutaza ponadtlenkowa (SOD) [109]). Przypuszcza się również, że Nrf2 aktywuje transkrypcję genów pozosta- łych białek antyoksydacyjnych, które zawierają w swojej strukturze sekwencję ARE (np. tioredoksyna, ferrytyna) [20,77]. Oprócz funkcji transkrypcji białek antyoksydacyjnych, Nrf2 działa cytoprotekcyjnie wpływając stymulująco na poziom i aktywność białek antyapoptotycznych z rodziny Bcl-2 [69].

Ponieważ Nrf2 reguluje ekspresję genów kodujących białka o działaniu cytoprotekcyjnym, deaktywujących elektrofilowe metabolity, stabilizującym potencjał oksydoredukcyjny komórki [6,75], regulator jego aktywności transkrypcyjnej – białko Keap1 odpowiada jednocześnie za stopień nasilenia stresu oksydacyjnego w komórce. Jednym ze skutków stresu oksydacyjnego jest peroksydacja fosfolipidów błonowych. W jej następstwie powstaje wiele produktów, w tym reaktywnych aldehydów o ma- łych masach cząsteczkowych, głównie 4-HNE i MDA [80]. Związki te łatwo wchodzą w reakcje z cząsteczkami nukleofilowymi, takimi jak związki sulfhydrylowe. Powstają wtedy koniugay glutation-HNE, co się przyczynia do obniżenia poziomu podstawowego antyoksydantu nieenzymatycznego w komórce. Prowadzi to do powstania stresu oksydacyjnego i utlenienia grup sulfhydrylowych reszt cysteiny, co sprzyja modyfikacji struktury białka Keap1 i oddysocjowania Nrf2, jak stwierdzono w przypadku komórek ludzkiego śródbłonka naczyniowego linii HUVEC [10]. Odpowiedź Nrf2 na podwyższone stężenie 4-HNE jest uzależniona od wieku zwierząt. W komórkach mię- śni gładkich wyizolowanych z naczyń krwionośnych pochodzących od młodych (~13-letnich) małp stwierdzono, że podwyższeniu stężenia 4-HNE odpowiada aktywacja Nrf2 i rozpoczęcie transkrypcji enzymów II fazy, natomiast w komórkach pochodzących od zwierząt starszych (~21-letnich) nie obserwuje się takiej reakcji – nie wzrasta ani aktywność ani poziom ekspresji Nrf2 [91]. Uważa się również, że aktywując Nrf2 4-HNE może odgrywać nową rolę w działaniach protekcyjnych komórki. Badania na pacjentach z chorobami serca, wskazują, że podwyższenie stężenia 4-HNE, a co za tym idzie aktywacja Nrf2 obniża ryzyko niedokrwienia i reperfuzji serca [108].

Innym następstwem stresu oksydacyjnego jest kumulacja karbonylowanych białek w komórce. Sugeruje się istnienie zależności między wzrostem aktywności Nrf2 a dużym stężeniem karbonylowanych białek [86]. Jednak dokładny mechanizm opisujący wpływ karbonylacji białek na dysocjację i translokację Nrf2 do jądra komórkowego nie został jeszcze dokładnie poznany. O dużym znaczeniu regulacji transkrypcji genów przez Nrf2 świadczą wyniki przeprowadzonych badań na zwierzętach z wyciszonymi genami lub nadekspresją białek Nrf2 lub Keap1. Wykazano, że nadekspresja Keap1 (np. w ludzkich osteoklastach) zmniejsza odporność organizmu na stres oksydacyjny i może osłabić struktury kości oraz jej podatność na uszkodzenia [35]. Eksperymenty na myszach pozbawionych genu Nrf2 (nrf2–/–) wskazują, że zwierzęta te mają zwiększoną podatność na czynniki cytotoksyczne i genotoksyczne w stosunku do myszy typu dzikiego, co jest spowodowane obniżoną ekspresją m.in. GST, NQO1 [41,104]. Wyciszenie genu NFE2L2 w astrocytach ogranicza neuroprotekcyjne działanie tych komórek, degradując neurony. W organizmie myszy nrf2–/– dochodzi również do rozwoju leukoencefalopatii naczyniowej, zmian zapalnych w wątrobie i nerkach oraz dysfunkcji komórek głównych obszarów mózgu [25]. U takich myszy zaobserwowano także częstsze niż u myszy typu dzikiego przypadki stwardnienia rozsianego [56]. Eksperymenty na myszach z wyciszonym genem Keap1 wskazują jak istotną rolę ma hamowanie aktywności Nrf2. Brak inhibitora Nrf2 i ciągła aktywność transkrypcyjna prowadzi u tych zwierząt do hiperkeratynizacji, a następnie do niedrożności przełyku i żołądka, co powoduje śmierć w przeciągu 3 tygodni od narodzenia [7].

Udział Nrf2 w procesie kancerogenezy oraz farmakoterapii

Za jedną z przyczyn kancerogenezy uważa sie permanentny stres oksydacyjny i związane z tym niekontrolowane oksydacyjne modyfikacje składników komórki, w tym tak- że kwasy nukleinowe. Mutacje w genach regulujących komórkową homeostazę, a przede wszystkim onkogenach, genach supresorowych i genach regulujących apoptozę mogą prowadzić do inicjacji procesu kancerogenezy lub konwersji niezłośliwych guzów w postacie złośliwe [45]. W warunkach stresu oksydacyjnego RFT/RFA modyfikuje składniki komórki zmienionej nowotworowo przyczyniając się do podwyższenia aktywności Nrf2, co powoduje odporność na stres oksydacyjny i dużą lekooporność tych komórek [60]. Stwierdzono, że w procesie kancerogenezy zmienia się aktywność Nrf2 zarówno z powodu modyfikacji samej czą- steczki Nrf2 jak i jej inhibitora – białka Keap1. W przypadku nowotworów płuc, piersi, stercza i jajników odnotowano mutacje w somatycznym genie Keap1, które wywołują dysfunkcję Keap1 objawiającą się brakiem możliwości kompleksowania i  hamowania aktywności Nrf2 [105]. Najczęstsze mutacje w genie Keap1 (około 65%) dotyczą domeny DGR odpowiedzialnej za tworzenie kompleksu z Nrf2 [48,65,71]. Innym rodzajem mutacji pod wzglę- dem częstości występowania (około 29%) są modyfikacje w domenie IVR prowadzące do dysfunkcji Keap1 jako inhibitora Nrf2 [87,105]. Przyczyną dysfunkcji białka Keap1 w komórkach nowotworowych są również epigenetyczne zmiany w DNA prowadzące do całkowitego wyłączenia ekspresji Keap1, co obserwowano w przypadku metylacji DNA komórek nowotworów płuc linii A549 i NCI-H460 [98] oraz komórek nowotworu stercza linii DU-145 i PC3 [105]. Natomiast w komórkach raka brodawkowego nerki stwierdzono, że z chwilą utraty aktywności hydratazy fumaranu, w cytoplazmie gromadzi się fumaran, który może reagować z cząsteczką Keap1 powodując sukcynylację grup tiolowych reszt cysteinylowych w cząsteczce Keap1 wywołujących zmiany konformacji cząsteczki i dysfunkcję Keap1 jako inhibitora Nrf2 [1]. Na powstawanie kompleksów Keap1-Nrf2 wpływają również mutacje genu NFE2L2 głównie w obrębie kodującym domenę Neh2 obserwowane często (do 25% wszystkich przebadanych dotąd nowotworów) w genomie komórek nowotworowych. Mutacje te modyfikują jedynie sposób wiązania Nrf2 do Keap1 nie wpływając na funkcję Nrf2 jako czynnika transkrypcyjnego [83]. Gen NFE2L2 może ulegać mutacji także w obrębie domeny Neh1 w regionie NES, którego zmiany zaburzają usuwanie aktywnego Nrf2 z jądra, a tym samym jego kumulację i nieograniczoną aktywność transkrypcyjną [29].

Niezależnie od zmienności komórki nowotworowe charakteryzują się tendencją do nadekspresji i kumulacji wielu rodzajów białek wchodzących w interakcję z Nrf2 lub Keap1. Przykładem takich białek są p21 i p62, których duże stężenie w komórkach nowotworowych zaburza interakcje w kompleksie Nrf2-Keap1 [26]. W nowotworach żołądka, płuc, piersi czy stercza odnotowano duże stę- żenie białka KAP1, co dodatkowo podwyższa aktywność transkrypcyjną Nrf2 [28]. Ponadto w wyniku podwyższonej aktywności onkogenów, takich jak: k-Ras, B-Raf, czy c-Myc dochodzi do nadekspresji Nrf2, zwiększając nadmiernie biosyntezę enzymów antyoksydacyjnych (GST, NQO1), co zapewnia komórkom nowotworowym odporność na stres oksydacyjny wywołany terapią przeciwnowotworową [13,43]. Przedstawione sposoby niekontrolowanej aktywacji Nrf2 w komórkach nowotworowych najczęściej wystepują niezależnie od siebie, ale także nie wykluczają się wzajemnie (ryc. 6).

Podwyższona aktywność Nrf2 w komórkach nowotworowych stwarza poważne problemy podczas farmakoterapii, gdyż Nrf2 ochroni komórki nowotworowe przed powstawaniem stresu oksydacyjnego, wywoływanego nasiloną generacją RFT, wynikającą z metabolizmu stosowanych leków skuteczniej niż sąsiadujące komórki niezmodyfikowane [39]. Nowotwory charakteryzujące się znacząco podwyższoną aktywnością Nrf2, są oporne na farmakoterapię i charakteryzują się złymi rokowaniami [9]. Natomiast wyciszenie genu NFE2L2 u myszy z  nowotworem sutka zmniejsza inwazyjność nowotworu, a nawet hamuje jego rozwój [3]. Dlatego coraz częściej nowych leków o działaniu przeciwnowotworowym szuka się wśród substancji będących potencjalnymi inhibitorami Nrf2. Jednym z takich związków jest brusatol, który charakteryzuje się lepszą skutecznością w niszczeniu komórek nowotworu płuc linii A549 od powszechnie stosowanej cisplatyny [79]. Jednak ze względu na bardzo zbliżoną budowę wszystkich białek z motywem zamka leucynowego trudno znaleźć dobry inhibitor Nrf2, który będzie działał na tyle swoiście, aby można wykluczyć jego działania niepożądane. Aktywność transkrypcyjną Nrf2 próbowano także obniżyć przez modyfikacje aktywności kinazy PI3K. Inhibicja aktywności tej kinazy i obniżenie stopnia fosforylacji cząsteczki Nrf2 obniżają tempo przemieszczania się do jądra komórkowego oraz aktywność tyranskrypcyjną tego czynnika [97].

Nową metodą leczenia nowotworów wykorzystującą modyfikacje aktywności transkrypcyjnej Nrf2 jest terapia genowa z użyciem wirusowych wektorów przenoszących konstrukty genowe bogate w sekwencje ARE oraz geny kinazy tymidynowej (TK). Po zaszczepieniu komórkom nowotworowym konstruktów genowych, duża aktywność Nrf2 prowadzi do nadekspresji TK. Następnie pacjentom podaje się nietoksyczny lek gancyklowir (GCV), którego metabolit powstały w wyniku działania TK wykazuje ogromną cytotoksyczność. Skutki terapii stwierdza się jedynie w przypadku komórek z dużą aktywnością Nrf2 oraz komórek bezpośrednio sąsiadujących (efekt sąsiedztwa). Skuteczność terapii może być poprawiona przez jednoczesne stosowanie doksorubicyny [53]. Dokładne poznanie drogi sygnałowej Nrf2-ARE inaktywującej zarówno reaktywne metabolity egzogennych kancerogenów, jak i endogenne czynniki modyfikujące DNA pozwoliłoby w precyzyjny sposób regulować aktywność czynnika transkrypcyjnego Nrf2, który regulując ekspresję tak wielu genów związanych z kancerogenezą, umożliwiłby wielokierunkową ingerencję w ten proces.

Czynnik transkrypcyjny Nrf1

Istotnym w funkcjonowaniu komórki czynnikiem transkrypcyjnym z rodziny białek CNC jest Nrf 1 (nuclear respiratory factor 1). Jest kodowany przez gen NFE2L1 [88]. Budowa cząsteczki Nrf1 jest bardzo podobna do Nrf2 (ryc. 1). W jego budowie wyróżnia się domenę Neh2 – wysoce homologiczną do domeny Neh2 w Nrf2, dzięki czemu w miejscu tym Nrf1 może się również przyłączać białko Keap1, jednak w przypadku Nrf1 tworzenie kompleksu z Keap1 nie ma wpływu na aktywność transkrypcyjną tego czynnika [99]. W budowie Nrf1 wyróżnia się wysoce konserwatywną domenę kotwiczącą, dzięki której może się przyłączać do siateczki śródplazmatycznej, a w cytoplazmie pozostawać w postaci nieaktywnej [106]. N-terminalny fragment tego białka jest bogaty w takie aminokwasy jak asparagina, seryna oraz treonina, które mogą ulegać glikozylacji i wpływać na tempo translokacji czynnika do jądra [107]. W warunkach stresu oksydacyjnego Nrf1 jest odłączany od siateczki śródplazmatycznej i ulega translokacji do jądra komórkowego [106]. Aby doszło do aktywacji Nrf1 niezbędne jest stworzenie kompleksu z innym białkiem z domeną zamka leucynowego (najczę- sciej jest to małe białko Maf) [33]. Mimo obecności domeny bZIP zarówno w Nrf1 jak i w Nrf2, białka te nigdy ze sobą nie heterodimeryzują [96]. Jednak w warunkach stresu oksydacyjnego Nrf1 może tworzyć dimery w jądrze komórkowym nie tylko z Maf, ale także z białkiem z rodziny Jun (c-Jun, Jun-B lub Jun-D) [55,62]. Następnie tak powstały heterodimer przyłącza się do DNA w sekwencji ARE i podobnie jak Nrf2 aktywuje transkrypcję genów [94]. Wykazano, że podwyższenie stężenia białek z rodziny Jun w cytoplazmie komórki w dużym stopniu wpływa na podwyższenie aktywności zarówno Nrf1 jak i Nrf2. Jest to związane z heterodimeryzacją niezbędną do aktywacji tych czynników transkrypcyjnych, jednak mechanizm powstawania takich kompleksów nie jest znany. Zakłada się, że w procesie dimeryzacji dodatkowo bierze udział niepoznany dotąd czynnik – być może o charakterze enzymu fosforylującego [16].

Dotychczasowe badania wskazują, że czynnik Nrf1 podobnie jak Nrf2 wpływa na biosyntezę proprzeżyciowych białek w celu ochrony ich przed stresem, jednak w przypadku Nrf1 jako główne produkty ekspresji zidentyfikowano metalotioneiny (MT1 i MT2) [72]. Wykazano, że aktywny Nrf1 może wpływać nie tylko na ekspresję enzymów antyoksydacyjnych (enzymów II fazy lub metalotionein), ale także innych czynników wpływających na funkcjonowanie komórki w warunkach stresu oksydacyjnego. Badania komórek wątroby szczura wskazują, że czynnik transkrypcyjny Nrf1 reguluje ekspresję białka AP-1 oraz białek z rodziny NF-κB [101]. Ponadto przez aktywowanie ekspresji genów globin Nrf1 ma wpływ na biosyntezę hemu [82]. Wyniki eksperymentów przeprowadzonych na embrionach myszy z wyciszonymi genami NFE2L1 wskazują na ogromne znaczenie tych czynników w rozwoju i funkcjonowaniu organizmu. Zarodki pozbawione Nrf1 obumieraja we wczesnych stadiach rozwojowych. Za przyczynę śmierci embrionów uważa się anemię [21]. Jednoczesne pozbawienie embrionów zarówno Nrf1, jak i Nrf2 powoduje szybką śmierć wynikającą z działania białka p53 aktywowanego przez RFT. Brak ekspresji białek Nrf1 i Nrf2 obniża odporność komórek na stres oksydacyjny, natomiast śmierci embrionów można zapobiec podając zwierzętom antyoksydanty [54].

Za dysfunkcję Nrf1 mogą odpowiadać liczne mutacje. Jedną z najczęstszych przyczyn zaburzenia funkcji transkrypcyjnej Nrf1 są mutacje reszty leucyny w prolinę w obrębie domeny zamka leucynowego bZIP. Reszta kwasowa tego aminokwasu odpowiada za poprawne tworzenie kompleksów preinicjacyjnych oraz wiązanie cząsteczki DNA, dlatego im więcej jest tych zmodyfikowanych aminokwasów, tym mniejsza jest zdolność do tworzenia kompleksów oraz przyłączania DNA, a co się z tym wiąże – mniejsza jest aktywność Nrf1 jako czynnika transkrypcyjnego [94].

Czynniki transkrypcyjne Nrf3 i p45NF-E2

Czynniki transkrypcyjne Nrf3 i p45NF-E2 należą do najsłabiej poznanych białek z rodziny CNC. W budowie Nrf3 (nuclear factor (erythroid-derived 2)-like 3) jak dotąd zidentyfikowano jedynie domenę Neh3 i Neh6 (ryc. 1), a jego masę cząsteczkową określono na 73 kDa [46]. Ponadto stwierdzono, że w wyniku powstania w komórce stresu oksydacyjnego Nrf3 przemieszcza się z cytoplazmy do jądra komórkowego i tak jak inne białka CNC może tworzyć dimery z małym białkiem Maf, a następnie jako aktywny kompleks przyłącza się do genomowego DNA w sekwencji ARE, co rozpoczyna transkrypcję genów [46]. Największą ekspresję Nrf3 odnotowano w limfocytach B oraz monocytach we krwi łożyskowej człowieka [74]. Inne badania wskazują, że przyłączenie β-globiny do kompleksu Nrf3-Maf powoduje wzmocnienie wiązania do DNA oraz nasila transkrypcję genów białek antyoksydacyjnych [76]. Ponadto stwierdzono, że myszy z wyciszonym genem Nrf3 poddane działaniu czynników stresogennych np. benzopirenu z dymu papierosowego charakteryzują się wyższą śmiertelnością niż zwierzęta kontrolne, natomiast zwierzęta o obniżonej aktywności transkrypcyjnej białka Nrf3 były bardziej podatne na kancerogenezę oraz śmierć w wyniku rozwoju chłoniaków [11].

Czynnik transkrypcyjny p45NF-E2 (nuclear factor (erythroid-derived 2) protein 45) ulega ekspresji w największym stopniu w leukocytach krwi [5]. Podobnie jak pozostałe czynniki z rodziny białek CNC p45NF-E2 może się przemieszczać do jądra komórkowego, a następnie może tworzyć dimery z innym białkiem mającym domenę zamka leucynowego (najczęściej jest to małe białko z rodziny Maf) [73]. Tak uformowany kompleks jest zdolny do przy- łączenia się do DNA i rozpoczęcia transkrypcji genów [2]. Dokładny mechanizm działania p45NF-E2 oraz geny, które ulegają pod jego wpływem ekspresji nie są jeszcze zbadane. Jednak dotychczasowe badania wskazują, że czynnik ten również bierze udział w reakcji obronnej komórek krwi przeciwko RFT [5]. p45NF-E2 jest białkiem, które go ekspresję odnotowano w komórkach wyizolowanych z trofoblastu myszy, natomiast niedobór tego czynnika powoduje zaburzenia podczas tworzenia łożyska we wczesnym stadium rozwoju embrionów tych zwierząt [36].

Podsumowanie

W warunkach fizjologicznych białka Nrf występują w cytoplazmie w postaci nieaktywnej. Sytuacja zmienia się w warunkach stresowych, kiedy cząsteczki te ulegają aktywacji i translokacji do jądra komórkowego, gdzie rozpoczynają transkrypcję białek cytoprotekcyjnych, stabilizujących zdolności antyoksydacyjne komórki i chroniących ją przed negatywnym działaniem ksenobiotyków oraz RFT. Zatem czynniki transkrypcyjne Nrf, będąc odpowiedzialne za indukcję zarówno enzymatycznych jak i drobnocząsteczkowych białkowych antyoksydantów, mogą być rozpatrywane jako potencjalny cel oddziaływania czynników chemoprewencyjnych w profilaktyce chorób nowotworowych.

Przypisy

• 1. Adam J., Hatipoglu E., O’Flaherty L., Ternette N., Sahgal N., LockstoneH., Baban D., Nye E., Stamp G.W., Wolhuter K., Stevens M.,Fischer R., Carmeliet P., Maxwell P.H., Pugh C.W. et. al: Renal cystformation in Fh1-deficient mice is independent of the Hif/Phd pathway:roles for fumarate in KEAP1 succination and Nrf2 signaling.Cancer Cell, 2011; 20: 524-537
  Google Scholar
• 2. Amrolia P.J., Ramamurthy L., Saluja D., Tanese N., Jane S.M., CunninghamJ.M.: The activation domain of the enhancer binding proteinp45NF-E2 interacts with TAFII130 and mediates long-range activationof the α- and β-globin gene loci in an erythroid cell line.Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1997; 94: 10051-10056
  Google Scholar
• 3. Becks L., Prince M., Burson H., Christophe C., Broadway M., ItohK., Yamamoto M., Mathis M., Orchard E., Shi R., McLarty J., PruittK., Zhang S., Kleiner-Hancock H.E.: Aggressive mammary carcinomaprogression in Nrf2 knockout mice treated with 7,12-dimethylbenz[a]anthracene.BMC Cancer, 2010; 10: 1-17
  Google Scholar
• 4. Chan J.Y., Han X.L., Kan Y.W.: Cloning of Nrf1, an NF-E2-relatedtranscription factor, by genetic selection in yeast. Proc. Natl. Acad.Sci. USA, 1993; 90: 11371-11375
  Google Scholar
• 5. Chan J.Y., Kwong M., Lo M., Emerson R., Kuypers F.A.: Reducedoxidative-stress response in red blood cells from p45NFE2-deficientmice. Blood, 2001; 97: 2151-2158
  Google Scholar
• 6. Chang J., Ma J.Z., Zeng Q., Cechova S., Gantz A., Nievergelt C.,O’Connor D., Lipkowitz M., Le T.H.: Loss of GSTM1, a NRF2 target, isassociated with accelerated progression of hypertensive kidney diseasein the African American Study of Kidney Disease (AASK). Am.J. Physiol. Renal Physiol., 2013; 304: F348-F355
  Google Scholar
• 7. Chen H., Li J., Li H., Hu Y., Tevebaugh W., Yamamoto M., Que J.,Chen X.: Transcript profiling identifies dynamic gene expressionpatterns and an important role for Nrf2/Keap1 pathway in the developingmouse esophagus. PLoS One, 2012; 7: e36504
  Google Scholar
• 8. Chen W., Sun Z., Wang X.J., Jiang T., Huang Z., Fang D., ZhangD.D.: Direct interaction between Nrf2 and p21Cip1/WAF1 upregulatesthe Nrf2-mediated antioxidant response. Mol. Cell, 2009; 34: 663-673
  Google Scholar
• 9. Chen X.L., Kunsch C.: Induction of cytoprotective genes throughNrf2/antioxidant response element pathway: a new therapeuticapproach for the treatment of inflammatory diseases. Curr. Pharm.Des., 2004; 10: 879-891
  Google Scholar
• 10. Cheng X., Chapple S.J., Patel B., Puszyk W., Sugden D., Yin X.,Mayr M., Siow R.C., Mann G.E.: Gestational diabetes impairs Nrf2–mediated adaptive antioxidant defenses and redox signaling in fetalendothelial cells in utero. Diabetes, 2013; 62: 4088-4097
  Google Scholar
• 11. Chevillard G., Paquet M., Blank V.: Nfe2l3 (Nrf3) deficiency predisposesmice to T-cell lymphoblastic lymphoma. Blood, 2011; 117:2005-2008
  Google Scholar
• 12. Cullinan S.B., Zhang D., Hannink M., Arvisais E., Kaufman R.J.,Diehl J.A.: Nrf2 is a direct PERK substrate and effector of PERK-dependentcell survival. Mol. Cell. Biol., 2003; 23: 7198-7209
  Google Scholar
• 13. DeNicola G.M., Karreth F.A., Humpton T.J., Gopinathan A., WeiC., Frese K., Mangal D., Yu K.H., Yeo C.J., Calhoun E.S., Scrimieri F.,Winter J.M., Hruban R.H., Iacobuzio-Donahue C., Kern S.E. i wsp.:Oncogene-induced Nrf2 transcription promotes ROS detoxificationand tumorigenesis. Nature, 2011; 475: 106-109
  Google Scholar
• 14. Dhakshinamoorthy S., Jain A.K., Bloom D.A., Jaiswal A.K.: Bach1competes with Nrf2 leading to negative regulation of the antioxidantresponse element (ARE)-mediated NAD (P) H: quinone oxidoreductase 1 gene expression and induction in response to antioxidants.J. Biol. Chem., 2005; 280: 16891-16900
  Google Scholar
• 15. Dinkova-Kostova A.T., Holtzclaw W.D., Cole R.N., Itoh K., WakabayashiN., Katoh Y., Yamamoto M., Talalay P.: Direct evidence thatsulfhydryl groups of Keap1 are the sensors regulating induction ofphase 2 enzymes that protect against carcinogens and oxidants.Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2002; 99: 11908-11913
  Google Scholar
• 16. Han W., Ming M., Zhao R., Pi J., Wu C., He Y.Y.: Nrf1 CNC-bZIPprotein promotes cell survival and nucleotide excision repair throughmaintaining glutathione homeostasis. J. Biol. Chem., 2012; 287:18788-18795
  Google Scholar
• 17. Hanada N., Takahata T., Zhou Q., Ye X., Sun R., Itoh J., IshiguroA., Kijima H., Mimura J., Itoh K., Fukuda S., Saijo Y.: Methylation ofthe KEAP1 gene promoter region in human colorectal cancer. BMCCancer, 2012; 12: 1-11
  Google Scholar
• 18. Hashimoto H., Vertino P.M., Cheng X.: Molecular coupling of DNAmethylation and histone methylation. Epigenomics, 2010; 2: 657-669
  Google Scholar
• 19. Herzog M., Wendling O., Guillou F., Chambon P., Mark M., LossonR., Cammas F.: TIF1β association with HP1 is essential for post–gastrulation development, but not for Sertoli cell functions duringspermatogenesis. Dev. Biol., 2011; 350: 548-558
  Google Scholar
• 20. Hintze K.J., Wald K.A., Zeng H., Jeffery E.H., Finley J.W.: Thioredoxinreductase in human hepatoma cells is transcriptionally regulatedby sulforaphane and other electrophiles via an antioxidantresponse element. J. Nutr., 2003; 133: 2721-2727
  Google Scholar
• 21. Hirotsu Y., Hataya N., Katsuoka F., Yamamoto M.: NF-E2-relatedfactor 1 (Nrf1) serves as a novel regulator of hepatic lipid metabolismthrough regulation of the Lipin1 and PGC-1β genes. Molec. Cell.Biol., 2012; 32: 2760-2770
  Google Scholar
• 22. Hong F., Sekhar K.R., Freeman M.L., Liebler D.C.: Specific patternsof electrophile adduction trigger Keap1 ubiquitination andNrf2 activation. J. Biol. Chem., 2005; 280: 31768-31775
  Google Scholar
• 23. Hosoya T., Clifford M., Losson R., Tanabe O., Engel J.D.: TRIM28is essential for erythroblast differentiation in the mouse. Blood,2013; 122: 3798-3807
  Google Scholar
• 24. Huang H.C., Nguyen T., Pickett C.B.: Phosphorylation of Nrf2at Ser-40 by protein kinase C regulates antioxidant response element-mediatedtranscription. J. Biol. Chem., 2002; 277: 42769-42774
  Google Scholar
• 25. Hubbs A.F., Benkovic S.A., Miller D.B., O’Callaghan J.P., BattelliL., Schwegler-Berry D., Ma Q.: Vacuolar leukoencephalopathy with widespread astrogliosis in mice lacking transcription factor Nrf2.Am. J. Path., 2007; 170: 2068-2076
  Google Scholar
• 26. Inoue D., Suzuki T., Mitsuishi Y., Miki Y., Suzuki S., Sugawara, S.,Watanabe M., Sakurada A., Endo C., Uruno A., Sasano H., NakagawaT., Satoh K., Tanaka N., Kubo H. i wsp.: Accumulation of p62/SQSTM1is associated with poor prognosis in patients with lung adenocarcinoma.Cancer Sci., 2012; 103: 760-766
  Google Scholar
• 27. Itoh K., Wakabayashi N., Katoh Y., Ishii T., Igarashi K., Engel J.D.,Yamamoto M.: Keap1 represses nuclear activation of antioxidant responsiveelements by Nrf2 through binding to the amino-terminalNeh2 domain. Genes Dev., 1999; 13: 76-86
  Google Scholar
• 28. Iyengar S., Farnham P.J.: KAP1 protein: an enigmatic master regulatorof the genome. J. Biol. Chem., 2011; 286: 26267-26276
  Google Scholar
• 29. Jain A.K., Bloom D.A., Jaiswal A.K.: Nuclear import and exportsignals in control of Nrf2. J. Biol. Chem., 2005; 280: 29158-29168
  Google Scholar
• 30. Jain A.K., Jaiswal A.K.: Phosphorylation of tyrosine 568 controlsnuclear export of Nrf2. J. Biol. Chem., 2006; 281: 12132-12142
  Google Scholar
• 31. Jain A.K., Lamark T., Sjøttem E., Larsen K.B., Awuh J.A., ØvervatnA., McMahon M., Hayes J.D., Johansen T.: p62/SQSTM1 is a targetgene for transcription factor NRF2 and creates a positive feedbackloop by inducing antioxidant response element-driven gene transcription.J. Biol. Chem., 2010; 285: 22576-22591
  Google Scholar
• 32. Jeyapaul J., Jaiswal A.K.: Nrf2 and c-Jun regulation of antioxidantresponse element (ARE)-mediated expression and inductionof γ-glutamylcysteine synthetase heavy subunit gene. Biochem.Pharmacol., 2000; 59: 1433-1439
  Google Scholar
• 33. Johnsen Ø., Murphy P., Prydz H., Kolstø A.B.: Interaction of theCNC-bZIP factor TCF11/LCR-F1/Nrf1 with MafG: binding-site selectionand regulation of transcription. Nucleic Acids Res., 1998; 26: 512-520
  Google Scholar
• 34. Kansanen E., Jyrkkänen H.K., Levonen A.L.: Activation of stresssignaling pathways by electrophilic oxidized and nitrated lipids.Free Radic. Biol. Med., 2012; 52: 973-982
  Google Scholar
• 35. Kanzaki H., Shinohara F., Kajiya M., Kodama T.: The Keap1/Nrf2protein axis plays a role in osteoclast differentiation by regulatingintracellular reactive oxygen species signaling. J. Biol. Chem., 2013;288: 23009-23020
  Google Scholar
• 36. Kashif M., Hellwig A., Kolleker A., Shahzad K., Wang H., Lang S.,Wolter J., Thati M., Vinnikov I., Bierhaus A., Nawroth P.P., Isermann,B.: p45NF-E2 represses Gcm1 in trophoblast cells to regulate syncytiumformation, placental vascularization and embryonic growth.Development, 2011; 138: 2235-2247
  Google Scholar
• 37. Kaspar J.W., Jaiswal A.K.: Antioxidant-induced phosphorylationof tyrosine 486 leads to rapid nuclear export of Bach1 that allowsNrf2 to bind to the antioxidant response element and activate defensivegene expression. J. Biol. Chem., 2010; 285: 153-162
  Google Scholar
• 38. Kawai Y., Garduño L., Theodore M., Yang J., Arinze I.J.: Acetylation-deacetylationof the transcription factor Nrf2 (nuclear factorerythroid 2-related factor 2) regulates its transcriptional activity andnucleocytoplasmic localization. J. Biol. Chem., 2011; 286: 7629-7640
  Google Scholar
• 39. Kensler T.W., Wakabayashi N., Biswal S.: Cell survival responsesto environmental stresses via the Keap1-Nrf2-ARE pathway. Annu.Rev. Pharmacol. Toxicol., 2007; 47: 89-116
  Google Scholar
• 40. Kim J.E., You D.J., Lee C., Ahn C., Seong J.Y., Hwang J.I.: Suppressionof NF-κB signaling by KEAP1 regulation of IKKβ activity throughautophagic degradation and inhibition of phosphorylation. Cell.Signal., 2010; 22: 1645-1654
  Google Scholar
• 41. Kim J.H., Xu E.Y., Sacks D.B., Lee J., Shu L., Xia B., Kong A.N.:Identification and functional studies of a new Nrf2 partner IQGAP1:a critical role in the stability and transactivation of Nrf2. Antioxid.Redox Signal., 2013; 19: 89-101
  Google Scholar
• 42. Kim K.C., Kang K.A., Zhang R., Piao M.J., Kim G.Y., Kang M.Y., LeeS.J., Lee N.H., Surh Y.J., Hyun J.W.: Up-regulation of Nrf2-mediatedheme oxygenase-1 expression by eckol, a phlorotannin compound,through activation of Erk and PI3K/Akt. Int. J. Biochem. Cell Biol.,2010; 42: 297-305
  Google Scholar
• 43. Kim Y.R., Oh J.E., Kim M.S., Kang M.R., Park S.W., Han J.Y., EomH.S., Yoo N.J., Lee S.H.: Oncogenic NRF2 mutations in squamous cellcarcinomas of oesophagus and skin. J. Pathol., 2010; 220: 446-451
  Google Scholar
• 44. Kimura M., Yamamoto T., Zhang J., Itoh K., Kyo M., Kamiya T.,Aburatani H., Katsuoka F., Kurokawa H., Tanaka T., Motohashi H.,Yamamoto M.: Molecular basis distinguishing the DNA binding profileof Nrf2-Maf heterodimer from that of Maf homodimer. J. Biol.Chem., 2007; 282: 33681-33690
  Google Scholar
• 45. Klaunig J.E., Kamendulis L.M., Hocevar B.A.: Oxidative stress andoxidative damage in carcinogenesis. Toxicol. Pathol., 2010; 38: 96-109
  Google Scholar
• 46. Kobayashi A., Ito E., Toki T., Kogame K., Takahashi S., IgarashiK., Hayashi N., Yamamoto M.: Molecular cloning and functional characterizationof a new Cap’n’ collar family transcription factor Nrf3.J. Biol. Chem., 1999; 274: 6443-6452
  Google Scholar
• 47. Kobayashi M., Itoh K., Suzuki T., Osanai H., Nishikawa K., KatohY., Takagi Y., Yamamoto M.: Identification of the interactive interfaceand phylogenic conservation of the Nrf2-Keap1 system. GenesCells., 2002; 7: 807-820
  Google Scholar
• 48. Konstantinopoulos P.A., Spentzos D., Fountzilas E., FrancoeurN., Sanisetty S., Grammatikos A.P., Hecht J.L., Cannistra S.A.: Keap1mutations and Nrf2 pathway activation in epithelial ovarian cancer.Cancer Res., 2011; 71: 5081-5089
  Google Scholar
• 49. Landschulz W.H., Johnson P.F., McKnight S.L.: The leucine zipper:a hypothetical structure common to a new class of DNA bindingproteins. Science, 1988; 240: 1759-1764
  Google Scholar
• 50. Lau A., Wang X.J., Zhao F., Villeneuve N.F., Wu T., Jiang T., Sun Z.,White E., Zhang D.D.: A noncanonical mechanism of Nrf2 activationby autophagy deficiency: direct interaction between Keap1 and p62.Mol. Cell. Biol., 2010; 30: 3275-3285
  Google Scholar
• 51. Lau W.K., Chan S.C., Law A.C., Ip M.S., Mak J.C.: The role of MAPKand Nrf2 pathways in ketanserin-elicited attenuation of cigarettesmoke-induced IL-8 production in human bronchial epithelial cells.Toxicol. Sci., 2012; 125: 569-577
  Google Scholar
• 52. Lee S., Hur E.G., Ryoo I.G., Jung K.A., Kwak J., Kwak M.K.: Involvementof the Nrf2-proteasome pathway in the endoplasmic reticulumstress response in pancreatic β-cells. Toxicol. Appl. Pharmacol.,2012; 264: 431-438
  Google Scholar
• 53. Leinonen H.M., Ruotsalainen A.K., Määttä A.M., Laitinen H.M.,Kuosmanen S.M., Kansanen E., Pikkarainen J.T., Lappalainen J.P.,Samaranayake H., Lesch H.P., Kaikkonen M.U., Ylä-Herttuala S., LevonenA.L.: Oxidative stress-regulated lentiviral TK/GCV gene therapyfor lung cancer treatment. Cancer Res., 2012; 72: 6227-6235
  Google Scholar
• 54. Leung L., Kwong M., Hou S., Lee C., Chan J.Y.: Deficiency of theNrf1 and Nrf2 transcription factors results in early embryonic lethalityand severe oxidative stress. J. Biol. Chem., 2003; 278: 48021-48029
  Google Scholar
• 55. Levy S., Jaiswal A.K., Forman H.J.: The role of c-Jun phosphorylationin EpRE activation of phase II genes. Free Radic. Biol. Med.,2009; 47: 1172-1179
  Google Scholar
• 56. Lewerenz J., Albrecht P., Tien M.L.T., Henke N., KarumbayaramS., Kornblum H.I., Wiedau-Pazos M., Schubert D., Maher P., MethnerA.: Induction of Nrf2 and xCT are involved in the action of theneuroprotective antibiotic ceftriaxone in vitro. J. Neurochem., 2009;111: 332-343
  Google Scholar
• 57. Li W., Khor T.O., Xu C., Shen G., Jeong W.S., Yu S., Kong A.N.: Activationof Nrf2-antioxidant signaling attenuates NFκB-inflammatoryresponse and elicits apoptosis. Biochem. Pharmacol., 2008; 76: 1485-1489
  Google Scholar
• 58. Lo S.C., Li X., Henzl M.T., Beamer L.J., Hannink M.: Structure ofthe Keap1: Nrf2 interface provides mechanistic insight into Nrf2signaling. EMBO J., 2006; 25: 3605-3617
  Google Scholar
• 59. Martin D., Rojo A.I., Salinas M., Diaz R., Gallardo G., Alam J., DeGalarreta C.M., Cuadrado A.: Regulation of heme oxygenase-1 expressionthrough the phosphatidylinositol 3-kinase/Akt pathway andthe Nrf2 transcription factor in response to the antioxidant phytochemicalcarnosol. J. Biol. Chem., 2004; 279: 8919-8929
  Google Scholar
• 60. Martín-Montalvo A., Villalba J.M., Navas P., De Cabo R.: NRF2,cancer and calorie restriction. Oncogene, 2011; 30: 505-520
  Google Scholar
• 61. Maruyama A., Nishikawa K., Kawatani Y., Mimura J., HosoyaT., Harada N., Yamamato M., Itoh K.: The novel Nrf2-interactingfactor KAP1 regulates susceptibility to oxidative stress by promotingthe Nrf2-mediated cytoprotective response. Biochem. J., 2011;436: 387-397
  Google Scholar
• 62. Meixner A., Karreth F., Kenner L., Penninger J.M., Wagner E.F.:Jun and JunD-dependent functions in cell proliferation and stressresponse. Cell Death Differ., 2010; 17: 1409-1419
  Google Scholar
• 63. Moi P., Chan K., Asunis I., Cao A., Kan Y.W.: Isolation of NF-E2–related factor 2 (Nrf2), a NF-E2-like basic leucine zipper transcriptionalactivator that binds to the tandem NF-E2/AP1 repeat of thebeta-globin locus control region. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1994;91: 9926-9930
  Google Scholar
• 64. Muscarella L.A., Barbano R., D’Angelo V., Copetti M., Coco M.,Balsamo T., La Torre A., Notarangelo A., Troiano M., Parisi S., IcolaroN., Catapano D., Valori V.M., Pellegrini F., Merla G. i wsp.: Regulationof KEAP1 expression by promoter methylation in malignant gliomasand association with patient’s outcome. Epigenetics, 2011; 6: 317-325
  Google Scholar
• 65. Nioi P., Nguyen T.: A mutation of Keap1 found in breast cancerimpairs its ability to repress Nrf2 activity. Biochem. Biophys. Res.Commun., 2007; 362: 816-821
  Google Scholar
• 66. Niture S.K., Jain A.K., Jaiswal A.K.: Antioxidant-induced modificationof INrf2 cysteine 151 and PKC-δ-mediated phosphorylationof Nrf2 serine 40 are both required for stabilization and nucleartranslocation of Nrf2 and increased drug resistance. J. Cell. Sci.,2009; 122: 4452-4464
  Google Scholar
• 67. Niture S.K., Jain A.K., Shelton P.M., Jaiswal A.K.: Src subfamilykinases regulate nuclear export and degradation of transcriptionfactor Nrf2 to switch off Nrf2-mediated antioxidant activation of cytoprotectivegene expression. J. Biol. Chem., 2011; 286: 28821-28832
  Google Scholar
• 68. Niture S.K., Jaiswal A.K.: Prothymosin-α mediates nuclear importof the INrf2/Cul3· Rbx1 complex to degrade nuclear Nrf2. J. Biol.Chem., 2009; 284: 13856-13868
  Google Scholar
• 69. Niture S.K., Jaiswal A.K.: Nrf2 protein up-regulates antiapoptoticprotein Bcl-2 and prevents cellular apoptosis. J. Biol. Chem.,2012; 287: 9873-9886
  Google Scholar
• 70. Ohira M., Seki N., Nagase T., Ishikawa K., Nomura N., Ohara O.:Characterization of a human homolog (BACH1) of the mouse Bach1gene encoding a BTB-basic leucine zipper transcription factor andits mapping to chromosome 21q22. 1. Genomics, 1998; 47: 300-306
  Google Scholar
• 71. Ohta T., Iijima K., Miyamoto M., Nakahara I., Tanaka H., OhtsujiM., Suzuki T., Kobayashi A., Yokota J., Sakiyama T., Shibata T.,Yamamoto M., Hirohashi, S.: Loss of Keap1 function activates Nrf2and provides advantages for lung cancer cell growth. Cancer Res.,2008; 68: 1303-1309
  Google Scholar
• 72. Ohtsuji M., Katsuoka F., Kobayashi A., Aburatani H., Hayes J.D.,Yamamoto M.: Nrf1 and Nrf2 play distinct roles in activation of antioxidantresponse element-dependent genes. J. Biol. Chem., 2008;283: 33554-33562
  Google Scholar
• 73. Ono Y., Wang Y., Suzuki H., Okamoto S., Ikeda Y., Murata M.,Poncz M., Matsubara Y.: Induction of functional platelets from mouseand human fibroblasts by p45NF-E2/Maf. Blood, 2012; 120: 3812-3821
  Google Scholar
• 74. Palma M., Lopez L., García M., de Roja N., Ruiz T., García J., RosellE., Vela C., Rueda P., Rodriguez M.J.: Detection of collagen triple helixrepeat containing-1 and nuclear factor (erythroid-derived 2)-like 3in colorectal cancer. BMC Clin. Pathol., 2012; 12: 1-12
  Google Scholar
• 75. Paonessa J.D., Ding Y., Randall K.L., Munday R., Argoti D., Vouros P.,Zhang Y.: Identification of an unintended consequence of Nrf2-directedcytoprotection against a key tobacco carcinogen plus a counteractingchemopreventive intervention. Cancer Res., 2011; 71: 3904-3911
  Google Scholar
• 76. Pepe A.E., Xiao Q., Zampetaki A., Zhang Z., Kobayashi A., Hu Y.,Xu Q.: Crucial role of Nrf3 in smooth muscle cell differentiation fromstem cells. Circ. Res., 2010; 106: 870-879
  Google Scholar
• 77. Pietsch E.C., Chan J.Y., Torti F.M., Torti S.V.: Nrf2 mediates theinduction of ferritin H in response to xenobiotics and cancer chemopreventivedithiolethiones. J. Biol. Chem., 2003; 278: 2361-2369
  Google Scholar
• 78. Rada P., Rojo A.I., Evrard-Todeschi N., Innamorato N.G., CotteA., Jaworski T., Tobón-Velasco J.C., Devijver H., García-Mayoral M.F.,Van Leuven F., Hayes J.D., Bertho G., Cuadrado A.: Structural andfunctional characterization of Nrf2 degradation by the glycogensynthase kinase 3/β-TrCP axis. Mol. Cell. Biol., 2012; 32: 3486-3499
  Google Scholar
• 79. Ren D., Villeneuve N.F., Jiang T., Wu T., Lau A., Toppin H.A., ZhangD.D.: Brusatol enhances the efficacy of chemotherapy by inhibitingthe Nrf2-mediated defense mechanism. Proc. Natl. Acad. Sci. USA,2011; 108: 1433-1438
  Google Scholar
• 80. Requena J.R., Fu M.X., Ahmed M.U., Jenkins A.J., Lyons T.J., ThorpeS.R.: Lipoxidation products as biomarkers of oxidative damage toproteins during lipid peroxidation reactions. Nephrol. Dial. Transplant.,1996; 11, Suppl. 5: 48-53
  Google Scholar
• 81. Ryan R.F., Schultz D.C., Ayyanathan K., Singh P.B., FriedmanJ.R., Fredericks W.J., Rauscher F.J.III: KAP-1 corepressor protein interactsand colocalizes with heterochromatic and euchromatic HP1proteins: a potential role for Krüppel-associated box–zinc fingerproteins in heterochromatin-mediated gene silencing. Mol. Cell.Biol., 1999; 19: 4366-4378
  Google Scholar
• 82. Shao D., Liu Y., Liu X., Zhu L., Cui Y., Cui A., Qiao A., Kong X., LiuY., Chen Q., Gupta N., Fang F., Chang Y.: PGC-1β-Regulated mitochondrialbiogenesis and function in myotubes is mediated by NRF-1 andERRα. Mitochondrion, 2010; 10: 516-527
  Google Scholar
• 83. Shibata T., Ohta T., Tong K.I., Kokubu A., Odogawa R., Tsuta K.,Asamura H., Yamamoto M., Hirohashi S.: Cancer related mutationsin NRF2 impair its recognition by Keap1-Cul3 E3 ligase and promotemalignancy. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2008; 105: 13568-13573
  Google Scholar
• 84. Sun Z., Chin Y.E., Zhang D.D.: Acetylation of Nrf2 by p300/CBPaugments promoter-specific DNA binding of Nrf2 during the antioxidantresponse. Mol. Cell. Biol., 2009; 29: 2658-2672
  Google Scholar
• 85. Suzuki H., Tashiro S., Sun J., Doi H., Satomi S., Igarashi K.: Cadmiuminduces nuclear export of Bach1, a transcriptional repressorof heme oxygenase-1 gene. J. Biol. Chem., 2003; 278: 49246-49253
  Google Scholar
• 86. Suzuki M., Betsuyaku T., Ito Y., Nagai K., Nasuhara Y., Kaga K.,Kondo S., Nishimura M.: Down-regulated NF-E2-related factor 2 inpulmonary macrophages of aged smokers and patients with chronicobstructive pulmonary disease. Am. J. Respir. Cell. Mol. Biol.,2008; 39: 673-682
  Google Scholar
• 87. Taguchi K., Motohashi H., Yamamoto M.: Molecular mechanismsof the Keap1-Nrf2 pathway in stress response and cancer evolution.Genes Cells, 2011; 16: 123-140
  Google Scholar
• 88. Tiranti V., Rossi E., Rocchi M., DiDonato S., Zuffardi O., ZevianiM.: The gene (NFE2L1) for human NRF-1, an activator involvedin nuclear-mitochondrial interactions, maps to 7q32. Genomics,1995; 27: 555-557
  Google Scholar
• 89. Tong K.I., Kobayashi A., Katsuoka F., Yamamoto M.: Two-sitesubstrate recognition model for the Keap1-Nrf2 system: a hinge andlatch mechanism. Biol. Chem., 2006; 387: 1311-1320
  Google Scholar
• 90. Um H.C., Jang J.H., Kim D.H., Lee C., Surh Y.J.: Nitric oxide activatesNrf2 through S-nitrosylation of Keap1 in PC12 cells. NitricOxide, 2011; 25: 161-168
  Google Scholar
• 91. Ungvari Z., Bailey-Downs L., Gautam T., Sosnowska D., Wang M.,Monticone R.E., Telljohann R., Pinto J.T., de Cabo R., Sonntag W.E., Lakatta E.G., Csiszar A.: Age-associated vascular oxidative stress,Nrf2 dysfunction, and NF-κB activation in the nonhuman primateMacaca mulatta. J. Gerontol. A, 2011; 66: 866-875
  Google Scholar
• 92. Velichkova M., Hasson T.: Keap1 regulates the oxidation-sensitiveshuttling of Nrf2 into and out of the nucleus via a Crm1-dependentnuclear export mechanism. Mol. Cell. Biol., 2005; 25: 4501-4513
  Google Scholar
• 93. Venugopal R., Jaiswal A.K.: Nrf1 and Nrf2 positively and c-Fosand Fra1 negatively regulate the human antioxidant response element-mediatedexpression of NAD(P)H: quinone oxidoreductase1gene. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1996; 93: 14960-14965
  Google Scholar
• 94. Venugopal R., Jaiswal A.K.: Nrf2 and Nrf1 in association with Junproteins regulate antioxidant response element-mediated expressionand coordinated induction of genes encoding detoxifying enzymes.Oncogene, 1998; 17: 3145-3156
  Google Scholar
• 95. Vieira S.A., Deininger M.W., Sorour A., Sinclair P., Foron, L.,Goldman J.M., Melo J.V.: Transcription factor BACH2 is transcriptionallyregulated by the BCR/ABL oncogene. Genes ChromosomesCancer, 2001; 32: 353-363
  Google Scholar
• 96. Wakabayashi N., Shin S., Slocum S.L., Agoston E.S., WakabayashiJ., Kwak M.K., Misra V., Biswal S., Yamamoto M., Kensler T.W.:Regulation of notch1 signaling by nrf2: implications for tissue regeneration.Sci. Signal., 2010; 3: 1-22
  Google Scholar
• 97. Wang L., Chen Y., Sternberg P., Cai J.: Essential roles of the PI3kinase/Akt pathway in regulating Nrf2-dependent antioxidant functionsin the RPE. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci., 2008; 49: 1671-1678
  Google Scholar
• 98. Wang R., An J., Ji F., Jiao H., Sun H., Zhou D.: Hypermethylationof the Keap1 gene in human lung cancer cell lines and lung cancertissues. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2008; 373: 151-154
  Google Scholar
• 99. Wang W., Chan J.Y.: Nrf1 is targeted to the endoplasmic reticulummembrane by an N-terminal transmembrane domain Inhibitionof nuclear translocation and transacting function. J. Biol. Chem.,2006; 281: 19676-19687
  Google Scholar
• 100. Wang X.J., Sun Z., Chen W., Li Y., Villeneuve N.F., Zhang D.D.:Activation of Nrf2 by arsenite and monomethylarsonous acid is independentof Keap1-C151: enhanced Keap1-Cul3 interaction. Toxicol.Appl. Pharmacol., 2008; 230: 383-389
  Google Scholar
• 101. Yang H., Magilnick N., Lee C., Kalmaz D., Ou X., Chan J.Y., LuS.C.: Nrf1 and Nrf2 regulate rat glutamate-cysteine ligase catalyticsubunit transcription indirectly via NF-κB and AP-1. Mol. Cell. Biol.,2005; 25: 5933-5946
  Google Scholar
• 102. Yu R., Chen C., Mo Y.Y., Hebbar V., Owuor E.D., Tan T.H., KongA.N.: Activation of mitogen-activated protein kinase pathways inducesantioxidant response element-mediated gene expression viaa Nrf2-dependent mechanism. J. Biol. Chem., 2000; 275: 39907-39913
  Google Scholar
• 103. Yu S., Khor T.O., Cheung K.L., Li W., Wu T. Y., Huang Y., FosterB.A., Kan Y.W., Kong, A.N.: Nrf2 expression is regulated by epigeneticmechanisms in prostate cancer of TRAMP mice. PLoS One,2010; 5: e8579
  Google Scholar
• 104. Yu X., Kensler T.: Nrf2 as a target for cancer chemoprevention.Mutat. Res./Fundam. Molec. Mech. Mutagen., 2005; 591: 93-102
  Google Scholar
• 105. Zhang P., Singh A., Yegnasubramanian S., Esopi D., KombairajuP., Bodas M., Wu H., Bova S.G., Biswal S.: Loss of Kelch-like ECH-associatedprotein 1 function in prostate cancer cells causes chemoresistanceand radioresistance and promotes tumor growth. Mol.Cancer Ther., 2010; 9: 336-346
  Google Scholar
• 106. Zhang Y., Crouch D.H., Yamamoto M., Hayes J.D.: Negative regulationof the Nrf1 transcription factor by its N-terminal domainis independent of Keap1: Nrf1, but not Nrf2, is targeted to the endoplasmicreticulum. Biochem. J., 2006; 399: 373-385
  Google Scholar
• 107. Zhang Y., Lucocq J.M., Yamamoto M., Hayes J.D.: The NHB1(N-terminal homology box 1) sequence in transcription factor Nrf1is required to anchor it to the endoplasmic reticulum and also toenable its asparagine-glycosylation. Biochem. J., 2007; 408: 161-172
  Google Scholar
• 108. Zhang Y., Sano M., Shinmura K., Tamaki K., Katsumata Y., MatsuhashiT., Morizane S., Ito H., Hishiki T., Endo J., Zhou H., Yuasa S.,Kaneda R., Suematsu M., Fukuda K.: 4-Hydroxy-2-nonenal protectsagainst cardiac ischemia-reperfusion injury via the Nrf2-dependentpathway. J. Mol. Cell. Cardiol., 2010; 49: 576-586
  Google Scholar
• 109. Zhu H., Jia Z., Zhang L., Yamamoto M., Misra H.P., Trush M.A.,Li Y.: Antioxidants and phase 2 enzymes in macrophages: regulationby Nrf2 signaling and protection against oxidative and electrophilicstress. Exp. Biol. Med., 2008; 233: 463-474
  Google Scholar

Pełna treść artykułu