Streszczenie

Poznanie mechanizmów korzystnego działania bakterii probiotycznych z rodzaju Bifidobacterium w przewodzie pokarmowym człowieka, wciąż stanowią interesujący przedmiot badań. Dotychczas potwierdzono aktywność tych drobnoustrojów w pobudzaniu układu immunologicznego gospoda­rza, stymulacji apoptozy komórek nowotworowych, poprawy perystaltyki jelit, łagodzenia objawów nietolerancji laktozy, zdolności obniżania poziomu cholesterolu, zapobieganiu i leczeniu biegunek oraz syndromu jelita drażliwego, łagodzenia alergii czy atopowego zapalenia skóry, utrzymywania homeostazy jelitowej, stymulacji rozwoju prawidłowej mikroflory jelitowej u niemowląt. Mnogość właściwości terapeutycznych skłania badaczy do podejmowania działań mających na celu sprawdze­nie możliwości wykorzystania potencjału tych bakterii w profilaktyce i leczeniu innych schorzeń, takich jak reumatoidalne zapalenie stawów czy depresja. Chociaż wiadomo, że ich dobroczynny wpływ jest wynikiem zasiedlania śluzówki jelit przez te bakterie, nie zidentyfikowano jednoznacznie elementów komórek odpowiedzialnych za kolonizowanie nabłonka jelitowego. Oprócz korzystnych skutków podawania probiotyków, zaobserwowano także skutki negatywne mogące wywołać m.in. sepsę. Z tego względu badania naukowców zostały ukierunkowane na zidentyfikowanie konkretnych elementów komórek bakterii z rodzaju Bifidobacterium odpowiedzialnych za działanie probiotyczne. Obecnie uwaga badaczy skupia się na zidentyfikowaniu, otrzymaniu oraz ocenie właściwości bia­łek powierzchniowych, które prawdopodobnie są zaangażowane w adhezję komórek bakteryjnych do nabłonka jelitowego, sprzyjając jego kolonizacji. W pracy omówiono aktualną wiedzę na temat białek powierzchniowych bakterii z rodzaju Bifidobacterium. Przedstawiono sposoby transportu i ko­twiczenia białek u bakterii Gram-dodatnich, budowę ich ściany warunkującą sposoby transportu i wiązania białek oraz krótką charakterystykę rodzaju Bifidobacterium.

Słowa kluczowe: Bifidobacterium • probiotyk • białka • mikroflora jelitowa • stymulacja immunologiczna

Summary

Beneficial effects due to the presence of probiotic bacteria of the genus Bifidobacterium in the hu­man intestinal tract are still an interesting object of study. So far activities have been confirmed of bifidobacteria in stimulation of the host immune system, stimulation of tumor cell apoptosis, improvement of bowel motility, alleviation of symptoms of lactose intolerance, cholesterol lowe­ring capacity, prevention and treatment of diarrhea and irritable bowel syndrome, alleviation of allergy or atopic dermatitis, maintenance of homeostasis of the intestine, and stimulation of the development of normal intestinal microflora in infants. A multitude of therapeutic properties en­courages researchers to investigate the possibility of using the potential of Bifidobacterium in the prevention and treatment of other conditions such as rheumatoid arthritis and depression. Altho­ugh it is known that the beneficial effects are due to intestinal mucosal colonization by these bac­teria, the cell components responsible for the colonization are still not determined. In addition to the beneficial effects of probiotic administration, there were also negative effects including sepsis. Therefore research has been directed to identify specific components of Bifidobacterium responsible for probiotic effects. Currently researchers are focused on identifying, isolating and evaluating the properties of surface proteins that are probably involved in the adhesion of bacterial cells to the intestinal epithelium, improving colonization. This paper is an overview of current knowledge on Bifidobacterium surface proteins. The ways of transport and anchoring proteins in Gram-positive bacterial cells, the assembly of cell wall, and a description of the genus Bifidobacterium are presented.

Key words:Bifidobacterium • probiotic • proteins • gut microflora • immunological stimulation

Charakterystyka rodzaju Bifidobacterium

Henry Tissier w 1899 roku po raz pierwszy wyizolował bak­terie z rodzaju Bifidobacterium z kału niemowląt, karmio­nych mlekiem matki [50]. Rodzaj Bifidobacterium należy do gromady Actinobacteria, klasy Actinobacteria, podklasy Actino­bacteridae, rzędu Bifidobacteriales, rodziny Bifidobacteriaceae. Do rodzaju Bifidobacterium należy obecnie 29 gatunków: B. adolescentis, B. angulatum, B. animalis (z dwoma podgatunkami: B. animalis subsp. animalis i B. animalis subsp. lactis), B. astero­ides, B. bifidum, B. boum, B. breve, B. catenulatum, B. choerinum, B. coryneforme, B. cuniculi, B. dentium, B. gallicum, B. gallinarum, B. indicum, B. longum, B. magnum, B. merycicum, B. minimum, B. pseudocatenulatum, B. pseudolongum (z dwoma podgatunkami: B. pseudolongum subsp. pseudolongum i B. pseudolongum subsp. globosum), B. psychraerophilum, B. pullorum, B. ruminantium, B. saeculare, B. scardovii, B. subtile, B. thermacidophilum (z dwoma podgatunkami B. thermacidophilum subsp. thermacidophilum i B. thermacidophilum subsp. porcinum) i Bifidobacterium ther­mophilum [21]. Bakterie te są beztlenowe, przyjmują kształty rozgałęzionych lub zagiętych pałeczek o wymiarach 0,5-1,3 x 1,5-8 µm. Mogą one występować w postaci łańcuszków, dwoinek, jednak najczęściej jako pojedyncze komórki. Sto­sując metodę Grama komórki barwią się na fioletowo, co kwalifikuje je do grupy bakterii Gram-dodatnich. Optymalny wzrost tych bakterii następuje w temperaturze 36-43oC [50]. Nie mają zdolności ruchu i nie wytwarzają form przetrwal­nych, są katalazoujemne. Odznaczają się dużą zawartością reszt G + C w DNA (55-67%) [42,84,98]. Wykazują zdolność do fermentacji sacharydów w szlaku metabolicznym z udzia­łem enzymu fruktozo-6-fosfoketolazy. Enzym ten katalizuje reakcję przekształcenia fruktozo-6-fosforanu do erytrozo­-4-fosforanu i acetylofosforanu. W wyniku fermentacji z glu­kozy wytwarzane są kwasy mlekowy i octowy. Wykazują one także zdolność do tworzenia etanolu i kwasu mrówkowego, natomiast nie tworzą CO₂ [50]. Wykazano zdolność bakterii z rodzaju Bifidobacterium do wytwarzania witamin: B. ado­lescentis, B. breve, B. bifidum, B. longum subsp. infantis oraz B. longum subsp. longum wytwarzają: kwas nikotynowy, kwas foliowy, witaminy B₁, B₁₂, B₆ [17]. Bakterie z rodzaju Bifido­bacterium syntetyzują także lantybiotyki, które należą do bakteriocyn o szerokim zakresie działania. Pierwszy z nich został zidentyfikowany u B. longum subsp. longum DJO10A [47]. Głównym środowiskiem bytowania szczepów Bifido­bacterium jest przewód pokarmowy ludzi i zwierząt, gdzie liczebność ich komórek zawiera się w przedziale 10⁸-10¹² komórek w jednym gramie treści jelitowej. W tabeli 1 ze­stawiono podłoża selekcyjne do hodowli bakterii z rodzaju Bifidobacterium.

Tabela 1. Podłoża selekcyjne do hodowli i określania liczebności bakterii z rodzaju Bifidobacterium

U niemowląt, karmionych mlekiem matki bakterie z ro­dzaju Bifidobacterium są mikroflorą dominującą [50]. Uwagę zwraca to, że w chwili przyjścia na świat przewód pokar­mowy noworodka jest jałowy, a jego kolonizacja rozpo­czyna się zaraz po porodzie, a niekiedy już w czasie jego trwania [77]. Jako pierwsze pojawiają się bakterie względ­nie beztlenowe z rodzajów Enterobacter, Streptococcus i Sta­phylococcus. Po tygodniu jelita zasiedlane są przez bakterie z rodzajów Lactobacillus i Bifidobacterium, które stopniowo tworzą mikroflorę dominującą w tym odcinku układu po­karmowego [56]. Do szybkiego rozwoju bakterii probio­tycznych przyczynia się karmienie piersią, zalecane przez pediatrów, ponieważ mleko matki bogate jest w prebiotyki, m.in. GOS (galaktooligosacharydy) i FOS (fruktooligosa­charydy), usprawniające proces kolonizacji [44,67,93]. Bak­terie te zapobiegają namnażaniu się patogenów w wyniku blokowania potencjalnych miejsc receptorowych w na­błonku jelit oraz przez wydzielanie substancji hamujących wiązanie się patogenów do błony śluzowej, a także przez wzmacnianie bariery nabłonkowej [59]. Dane literaturo­we potwierdzają, że dominujący udział bakterii z rodzaju Bifidobacterium oraz Lactobacillus w mikroflorze jelitowej, odgrywa główną rolę w wykształceniu odporności na by­tujące w jelitach patogeny, m.in. szczepy Salmonella, Esche­richia coli czy Campylobacter [25]. Catala i wsp. w badaniach prowadzonych na modelach zwierzęcych ocenili, iż poda­wanie FOS powoduje wzrost populacji bakterii z rodzaju Bifidobacterium w jelitach, a w konsekwencji prowadziło do hamowania patogenów odpowiedzialnych za rozwój NEC (necrotising enterocolitis) u noworodków, zwłaszcza tych urodzonych przedwcześnie, które są bardziej narażone na jej wystąpienie ze względu na późniejsze w stosunku do dzieci urodzonych w terminie, kształtowanie prawidłowej mikroflory jelit [11]. W ludzkim przewodzie pokarmowym występuje 14 gatunków z rodzaju Bifidobacterium, spośród których B. adolescentis i B. longum są najczęściej spotykane u osób dorosłych, a B. breve, B. infantis i B. longum u dzieci. Właściwości probiotyczne, wywołujące korzystny efekt w organizmie gospodarza sprawiają, że bakterie klasy­fikowane jako Bifidobacterium są wykorzystywane w pro­dukcji mlecznych napojów fermentowanych, mieszanek mlecznych przeznaczonych dla dzieci oraz jako składniki szczepionek [50].

Probiotyczne szczepy Bifidobacterium

Według definicji FAO/WHO probiotyki to żywe mikro­organizmy, które podawane w odpowiednich ilościach korzystnie działają na organizm gospodarza [20].W 2009 roku do grupy probiotyków zaliczano osiem gatunków spośród rodzaju Bifidobacterium: B. adolescentis, B. anima­lis, B. bifidum, B. breve, B. infantis, B. lactis, B. longum i B. sub­tilus [101]. Szczepy B. longum BB536 i B. breve M-16V są szeroko wykorzystywane w produktach spożywczych. Pierwszy z nich jest stosowany w Japonii jako składnik żywności funkcjonalnej FOSHU (foods for specified health use) o specjalnym przeznaczeniu [87]. Szczep B. animalis DN173010 został zakwalifikowany jako probiotyk poleca­ny do wykorzystywania w żywieniu ludzi starszych. Z ko­lei gatunek B. bifidum wskazany jest w biegunkach wywo­ływanych przez rotawirusy. Dwa uprzednio wymienione szczepy wraz z B. lactis Bb-12 są często wykorzystywane do utrzymywania homeostazy mikroflory jelitowej, a tak­że w celu skrócenia pasażu jelitowego [51]. Mieszaniny kultur bakterii z rodzajów Bifidobacterium, Lactobacillus, Enterococcus i Streptococcus są wykorzystywane profilak­tycznie w celu zmniejszenia ryzyka występowania bie­gunek podróżnych [55]. W Polsce jednym z dostępnych produktów tego typu jest Trilac^®.

Zainteresowanie możliwościami powszechnego wyko­rzystania bakterii z rodzaju Bifidobacterium w profilakty­ce i leczeniu schorzeń układu jest naukowo uzasadnio­ne. Badania potwierdzają, iż syntetyzowane przez nie metabolity np. fruktany, korzystnie wpływają na zdro­wie gospodarza [35]. Wśród probiotycznych aktywności bakterii z rodzaju Bifidobacterium wyróżnić można ich udział w prewencji procesu kancerogenezy. Sekine i wsp., w przeprowadzonych na myszach doświadczeniach wy­kazali, że wstrzykiwanie w obszar guzów zawiesiny in­aktywowanych termicznie komórek B. infantis lub pre­paratów uzyskanych na bazie ścian komórkowych tych bakterii, zmniejszało częstości występowania guzów oraz zwiększało liczbę wyleczonych zwierząt [86]. Rafter i wsp. w 2007 roku dostarczyli informacji o antynowotworowym działaniu podawanej pacjentom chorującym na raka jelita grubego, mieszaniny B. animalis subsp. lactis, Lactobacillus rhamnosus oraz inuliny. Po przeprowadzonej kuracji zaob­serwowano u nich poprawę funkcjonowania nabłonkowej bariery jelitowej [76]. Udowodniony został także korzyst­ny wpływ bakterii z rodzaju Bifidobacterium na poprawę perystaltyki jelit. Agrawal i wsp. w badaniach klinicznych dowiedli, iż suplementacja mieszanką kultur B. animalis subsp. lactis i bakterii jogurtowych, cierpiącym na zespól jelita drażliwego, powodowała zredukowanie czasu pasażu jelitowego przez poprawę perystaltyki jelit [1]. Ataie-Jafa­ri i wsp. testowali w 2009 roku wpływ spożywania jogur­tów probiotycznych zawierających kultury Lactobacillus acidophilus i B. animalis subsp. lactis, na obniżenie stęże­nia cholesterolu. Grupą kontrolną byli pacjenci, którym podawano zwykły jogurt. W wyniku przeprowadzonych badań stwierdzono, iż spożywanie mlecznych produktów fermentowanych z udziałem wymienionych kultur pro­biotycznych wpływa na obniżenie stężenia cholesterolu we krwi w przypadku pacjentów z hipercholesterolemią [2]. Kiessling i wsp. oceniali wpływ długoterminowego włączenia do codziennej diety jogurtów wzbogacanych w kultury Lactobacillus acidophilus 145 i B. longum 913. Ba­dania przeprowadzono w dwóch grupach kobiet: z hiper­cholesterolemią oraz z poziomem cholesterolu utrzymu­jącym się w normie. Wykazano, iż codzienne spożywanie 300 g jogurtu przez ponad 21 tygodni, powoduje zwięk­szenie poziomu cholesterolu HDL w surowicy, co z kolei prowadzi do pożądanego zmniejszenia stosunku chole­sterolu LDL/HDL [39].

Znane są także doniesienia dotyczące stymulacji układu odpornościowego przez bakterie z rodzaju Bifidobacterium. McCarthy i wsp. badali wpływ podawania fermentowa­nych produktów mlecznych zawierających kultury bakte­rii Lactobacillus salivarius subsp. salivarius 433118 (w liczbie 10⁹ jtk/ml) (jednostek tworzących kolonie) i Bifidobac­terium infantis 35624 (10⁸ jtk/ml) na przebieg zapalenia okrężnicy. Doświadczenie przeprowadzono na myszach z modyfikacją genu, odpowiadającą za wyłączenie genu IL-10. Wyniki badań wykazały znaczne złagodzenie stanu zapalnego okrężnicy, które było związane ze stymulacją układu odpornościowego wywołującą zahamowanie od­powiedzi komórkowej typu Th1. Podawanie Bifidobacte­rium longum subsp. infantis obniżało poziomy prozapal­nych cytokin: IFN-γ, TNF-α i IL-12 [58]. O’Mahony i wsp. w 2005 roku udowodnili immunomodulacyjne działanie probiotyków w łagodzeniu objawów IBS (irritable bo­wel syndrome). Suplementacja słodowanymi napojami mlecznymi wzbogaconymi w kultury Bifidobacterium in­fantis 35624, normalizowała stosunek cytokin przeciwza­palnych IL-10 do prozapalnych IL-12, zaburzonego u pa­cjentów cierpiących na IBS [71]. Jak wykazali Kim i wsp., pobudzanie aktywności układu odpornościowego przez probiotyki związane jest także z ochroną przed alergiami pokarmowymi, czy atopowym zapaleniem skóry. Badania przeprowadzono na myszach, u których wywołano alergię indukowaną owoalbuminą. Podawanie wraz z pokarmem kultur L. acidophilus AD031 i B. lactis AD011 przed wywoła­niem alergii znacząco zmniejszyło wytwarzanie przeciw­ciał związanych z odpowiedzią układu immunologicznego na podawany następnie antygen [40].

Znane są także doniesienia o wpływie bakterii z rodzaju Bifidobacterium, na łagodzenie objawów nietolerancji lak­tozy. Potwierdzają to m.in badania He i wsp. z 2008 roku, w których odnotowano wpływ podawania kultury B. lon­gum w postaci kapsułek oraz jogurtu wzbogaconego w B. animalis na mikroflorę jelitową pacjentów z nietolerancją laktozy. Stwierdzono, że suplementacja powoduje mody­fikację składu i metaboliczną aktywność drobnoustrojów końcowego odcinka układu pokarmowego oraz łagodzi objawy nietolerancji laktozy [31].

Bakterie z rodzaju Bifidobacterium wykazują antagonizm wobec patogenów układu pokarmowego oraz chronią przed biegunkami wywołanymi przez rotawirusy. Po­twierdziły to m.in. badania Qiao i wsp. przeprowadzone na myszach. Uzyskane wyniki ujawniają ochronny efekt, wywołany doustnym podawaniem niemowlętom kultur B. bifidum i B. longum subsp. infantis. Wykazano, iż wymie­nione bakterie mogą działać jako czynnik wspomagający łagodzenie ciężkich biegunek, ze względu na zdolność mo­dulowania wczesnej odpowiedzi śluzówkowej i humoral­nej układu immunologicznego, swoistej dla rotawirusów [75]. Przeprowadzone przez Saavedra i wsp. badania kli­niczne potwierdzają skuteczność stosowania preparatów u niemowląt oraz preparatów następnych z dodatkiem Bifidobacterium lactis i Streptococcus thermophilus w zmniej­szaniu ryzyka występowania biegunki szpitalnej. Poda­wanie testowanej mieszanki o składzie: B. lactis 1,9 x 10⁹ jtk/g preparatu i S. thermophilus 0,14 x 10⁸ jtk/g preparatu zmniejszyło częstość występowania zapalenia jelit oraz biegunek wywołanych przez rotawirusy [78].

Przypuszcza się, że bakterie z rodzaju Bifidobacterium sty­mulują szybki rozwój prawidłowej mikroflory jelitowej u wcześniaków, która odgrywa istotną rolę w ochronie śluzówki oraz zapobieganiu zakażeniom [15]. Na rynku dostępne jest mleko modyfikowane dla niemowląt, zawie­rające kultury probiotyczne. W Polsce dostępne są jedynie takie preparaty, które wzbogacone są w mieszaninę kul­tur Bifidobacterium lactis Bb-12 i Streptococcus thermophilus. Stosowanie ich jest uzasadnione badaniami klinicznymi. W czasie eksperymentu niemowlętom podawano dwa rodzaje mleka następnego, pierwsze z nich z dodatkiem kultury B. lactis Bb-12 w dawce 10⁷ jtk na jeden gram mie­szanki, drugie z dodatkiem Lactobacillus reuteri w takiej samej dawce. Grupą kontrolną były dzieci, którym poda­wano standardowe mleko modyfikowane. Wyniki tych badań potwierdzają skuteczność działania preparatów wzbogacanych kulturami probiotycznymi w zmniejszaniu częstości występowania gorączki i biegunek u zdrowych niemowląt, narażonych na występowanie zakażeń układu pokarmowego i oddechowego, ze względu na uczęszcza­nie do żłobka [45]. Kitajima i wsp. dowiedli, iż podawanie pokarmu wzbogaconego w B. breve (10⁹ jtk/dzień), nie­mowlętom o małej masie urodzeniowej, działa korzyst­nie na układ pokarmowy, poprawia tolerancję karmienia oraz usprawnia przyrost masy ciała [41]. W tabeli 2 ze­stawiono preparaty dla niemowląt zawierające bakterie z rodzaju Bifidobacterium oraz inne źródła tych bakterii dostępne w Polsce.

Tabela 2. Preparaty zawierające w składzie bakterie z rodzaju Bifidobacterium [14,35]

Bakterie z rodzaju Bifidobacterium biorą również udział w trawieniu oligosacharydów, które nie są rozkładane przez enzymy gospodarza [89]. Usprawnianie procesów trawiennych jest możliwe, dzięki ich zdolności do wytwa­rzania enzymów o dużej aktywności. Są to m.in.: dehy­drogenaza mleczanowa, glukozo-6-fosfoizomeraza oraz ksylozo-5-fosfoketolaza [5].

Uważa się, że preparaty skomponowane na bazie Bifido­bacterium powinny być również zalecane do stosowania w ochronie przed ksenobiotykami pochodzącymi z żyw­ności. Uzasadnia się to tym, że mechanizm ich działania jest oparty głównie na oddziaływaniach słabych, m.in. in­terakcjach hydrofobowych oraz elektrostatycznych między komponentami osłon komórkowych mikroorganizmów i elementami obecnymi w środowisku zewnętrznym. Bada­cze podejmują działania mające na celu stosowanie szcze­pów probiotycznych w terapii schorzeń, takich jak: syn­drom jelita drażliwego, reumatoidalne zapalenie stawów, celiakia, depresja, histeria, CMA (cow milk allergy), autyzm, ból, stres. Istotne jest, iż skuteczne działanie probiotyków uzależnione jest nie tylko od składu mieszanin, ale także od wielkości stosowanych dawek [55].

Aktywne biologicznie białka jako składniki osłon komór­kowych będą omówione po krótkim przedstawieniu budo­wy ściany komórkowej bakterii Gram-dodatnich.

Ściana komórkowa bakterii Gram-dodatnich

Ściana komórkowa jest jednym z najbardziej skompliko­wanych pod względem budowy składnikiem komórki pro­kariotycznej. Stanowi zewnętrzną osłonę protoplastu i ma to zasadnicze znaczenie dla komórki. Tworzony przez nią sztywny egzoszkielet nadaje kształt i chroni przed uszko­dzeniami wywoływanymi przez czynniki mechaniczne oraz zmianami ciśnienia, mogącymi prowadzić do szoku osmotycznego, a w konsekwencji do lizy komórki. Budowa ściany komórkowej bakterii stanowi podstawę ich podzia­łu na bakterie Gram-ujemne oraz Gram-dodatnie. Pierwsza grupa charakteryzuje się bardziej złożoną budową ściany komórkowej oprócz błony cytoplazmatycznej, peptydo­glikanu czyli mureiny oraz białek występujących w ścia­nie komórkowej obu grup, wyróżnia się w niej elementy charakterystyczne wyłącznie dla bakterii Gram-ujemnych lub tylko dla Gram-dodatnich. Dla przedstawicieli pierw­szej z nich charakterystyczna jest głównie obecność błony zewnętrznej, w której zakotwiczone są lipopolisacharydy (LPS). Występują w niej również lipoproteiny, a także po­ryny. Bakterie Gram-dodatnie cechuje natomiast znacznie wyższa w porównaniu do Gram-ujemnych, zawartość pep­tydoglikanu oraz obecność kwasów tejchojowych i tejchu­ronowych [79]. W obrębie bakterii Gram-dodatnich struk­tura ściany komórkowej jest zróżnicowana, gdyż niektóre z nich wytwarzają otoczkę polisacharydową, a inne kry­staliczną, białkową warstwę powierzchniową [89]. Z kolei w przypadku gatunków przetrwalnikujących np. Bacillus subtilis wytwarzane są morfologicznie odrębne komórki potomne w wyniku asymetrycznego podziału komórki [54]. U bakterii Gram-dodatnich wyróżnia się także takie, które po podziale komórkowym pozostają złączone ścia­ną komórkową, a efektem jest wzrost w postaci łańcusz­ka sąsiadujących komórek, których ściany komórkowe nie są odseparowane. Dotyczy to np. bakterii z rodzaju Streptococcus lub wzrastających w postaci grona bakterii z rodzaju Staphylococcus [63]. Bakterie Gram-dodatnie od­znaczają się prostą budową ściany komórkowej, o jedno­litej strukturze i grubości w granicach 20-40 nm. Oprócz białek jej najważniejszym składnikiem jest peptydoglikan – heteropolimer składający się z podjednostek disachary­dowych. Są one tworzone przez naprzemiennie połączone wiązaniem β-1,4-glikozydowym, cząsteczki N-acetyloglu­kozaminy i kwasu N-acetylomuraminowego, do którego podłączone są podjednostki tetrapeptydu [26]. Łańcuchy glikanowe są zróżnicowane pod względem długości, mogą zawierać 5-30 podjednostek, w zależności od gatunku [27]. Tetrapeptyd zbudowany jest z połączonych ze sobą kolejno aminokwasów: L-alaniny, D-glutaminy, L-lizyny i D-alani­ny. Tetrapeptydy są krzyżowo połączone z innymi pepty­dami związanymi z sacharydowym łańcuchem, w wyniku czego powstaje otaczająca komórkę trójwymiarowa sieć tworząca egzoszkielet [26]. Dodatkowe elementy ściany komórkowej bakterii Gram-dodatnich to kwasy tejcho­jowe, lipotejchojowe i tejchuronowe, polifosforany oraz węglowodany [30]. Kwasy tejchojowe i tejchuronowe to anionowe polimery. Składają się z cząsteczek fosforanów: poliglicerolu, polirybitolu lub poliglukozy. Mogą być gliko­zylowane i/lub estryfikowane aminokwasami [22]. Kwasy tejchojowe to struktury, w których zakotwiczone są biał­ka enzymatyczne [32]. Kwasy lipotejchojowe są aniono­wymi polimerami, zakotwiczonymi w zewnętrznej war­stwie membrany cytoplazmatycznej poprzez fragment lipidowy. Przechodzą przez mureinę, prezentując się na powierzchni komórek. Ich funkcja nie jest dokładnie znana [22]. U wszystkich bakterii Gram-dodatnich, z wyjątkiem gatunku Streptococcus pneumoniae, struktura chemiczna kwasów lipotejchojowych i tejchojowych jest zawsze róż­na [81]. Na ryc. 1 przedstawiono schemat budowy ściany komórkowej.

Ryc. 1. Budowa ściany komórkowej bakterii; A – Gram-dodatnich, B – Gram-ujemnych (na podstawie [18] zmodyfikowano)

W wielu bakteriach Gram-dodatnich występują mody­fikacje w ich ścianie komórkowej. Mogą dotyczyć m.in. O-acetylacji cząsteczek kwasu N-acetylomuraminowego w pozycji C-6 [94]. Mechanizm tej reakcji nie jest znany, jednak wiadomo, że nadaje oporność komórkom bakterii Gram-dodatnich na lizozym [8].

Ściana komórkowa bakterii z rodzaju Bifidobacterium

Ściana komórkowa Bifidobacterii ma budowę charak­terystyczną dla bakterii Gram-dodatnich, ponieważ jej podstawą jest gruba warstwa peptydoglikanu. Jej struktura zbudowana jest z kwasu muraminowego, N-acetylo-D-glukozaminy, ornityny, kwasu aspara­ginowego, kwasu glutaminowego, alaniny i seryny, które występują w określonym stosunku 1:1:1:1:3:2:1 [48]. Nagaoka i wsp. (1995) wskazują, że dodatkowym komponentem zewnętrznej osłony komórki jest tak­że L-ramnoza [61]. Oceniono, iż ściana komórkowa tych bakterii zawiera znaczące ilości polisacharydów, zbudowanych zwykle z galaktozy i glukozy, często w połączeniu z ramnozą. W badaniach wykazano, iż zakotwiczony w mureinie kwas lipotejchojowy jest powszechnym antygenem występującym u rodza­ju Bifidobacterium. Na powierzchni ściany komórko­wej występują także białkowe ligandy zaangażowane w adhezję komórek [6]. Oprócz nich występują także białkowe czynniki odpowiedzialne za autoagregację komórek [10].

Białka związane z osłonami komórkowymi bakterii Gram-dodatnich oraz ich funkcje

Bakterie Gram-dodatnie syntetyzują różnorodne biał­ka, z których część ulega translokacji przez błonę cyto­plazmatyczną i jest wydzielana poza komórkę. Białka, które w ten sposób opuszczają protoplast są znakowane za pomocą peptydów sygnalnych [7]. Zazwyczaj te pep­tydy składają się z 15-30 aminokwasów hydrofobowych, a terminalna sekwencja ich N-końca jest oznaczona przez reszty naładowane dodatnio [19,88]. Po trans­lokacji przez membranę cytoplazmatyczną, element sygnałowy jest degradowany przez odpowiednie enzy­my – peptydazy sygnałowe [16]. Białka ulegające sekre­cji na zewnątrz komórki są zaangażowane m.in. w ko­munikację międzykomórkową, eliminację szczepów konkurencyjnych, pozyskiwanie składników odżyw­czych, usuwanie związków toksycznych ze środowiska czy determinowanie wirulencji [95]. Pod koniec lat 80 ub.w. wykazano, że bakterie Gram-dodatnie wykształ­ciły unikalne mechanizmy, dzięki którym mogą wią­zać białka na powierzchni osłony zewnętrznej. Białka oddziałują za pośrednictwem wiązań kowalencyjnych, niekowalencyjnych z peptydoglikanem oraz innymi polimerami ściany komórkowej, takimi jak np. kwasy tejchojowe [63].

Białka powierzchniowe są związane na powierzchni mem­brany cytoplazmatycznej lub ściany komórkowej. Za za­kotwiczenie w pierwszej z nich odpowiadają segmenty transmembranowe lub modyfikacje lipidowe katalizo­wane przez transferazę diacyloglicerolową Lgt i jest to tzw. „lipbox”. Inne elementy są odpowiedzialne za ko­twiczenie w ścianie komórkowej. Są to, wykazujące duże powinowactwo do peptydoglikanu, C-końcowe sekwen­cje wiążące [96]. Przykładem jest białko A, występujące u gronkowców, które ma sekwencję sygnałową kierującą białka do ściany komórkowej. Jest zbudowane z peptydu zawierającego 35 reszt aminokwasowych i motyw LPXTG, domenę hydrofobową i dodatnio naładowany łańcuch [85]. Motyw ten jest również charakterystyczny dla bak­terii z rodzaju Bifidobacterium [29,48]. Sekwencje sygna­łowe bakterii Gram-dodatnich mają oprócz wspomnia­nego, także inne motywy różniące się sekwencją (tabela 3) [97]. Białka powierzchniowe mają także N-końcową sekwencję sygnałową, umożliwiającą im transport przez błonę komórkową [3]. Wtórne polimery ściany komórko­wej bakterii Gram-dodatnich, takie jak kwasy tejchojowe, lipotejchojowe i tejchuronowe funkcjonują jako struktury kotwiczące białka w warstwie powierzchniowej, określa­nej jako warstwa S (S-layer) [82,83].

Tabela 3. Przykłady występujących u bakterii Gram-dodatnich sekwencji sygnałowych biorących udział w translokacji białek [97]

Kotwiczenie białek powierzchniowych w osłonach komórkowych

Obecnie znanych jest sześć mechanizmów kotwiczenia białek w osłonach komórkowych bakterii Gram-dodat­nich [12,13]. Pierwszy z nich polega na sortazozależnym wiązaniu białek powierzchniowych z sygnałem sortowa­nia, do osłon komórkowych [85]. Drugi, to mechanizm obserwowany u Streptococcus pneumoniae, polegający na łączeniu białek powierzchniowych z choliną, wchodzącą w skład kwasów tejchojowych [97]. Trzeci, sprowadza się do wiązania białek powierzchniowych do kwasów lipotejchojowych [37]. Czwarty, polega na ulokowaniu białek powierzchniowych w błonie cytoplazmatycznej za pośrednictwem α-helikalnej membranowej struktu­ry kotwiczącej. Dwa ostanie mechanizmy są charakte­rystyczne głównie dla Listeria monocytogenes [43], przy czym piąty sposób występujący też u Staphylococcus aureus, prezentuje umiejscowienie białek powierzch­niowych w błonie plazmatycznej poprzez modyfiko­waną N-terminalną cząsteczkę diacyloglicerolu [64,68], natomiast szósty sposób opisuje reasocjację adhezyn także u Streptococcus pyogenes [72]. Wiedza na temat kotwiczenia białek w osłonach komórkowych u bakte­rii z rodzaju Bifidobacterium jest ograniczona. Badania wskazują na kotwiczenie białek za pomocą sekwencji N- i C-końcowych [99].

Funkcje białek związanych z powierzchnią ściany komór­kowej bakterii Gram-dodatnich są bardzo zróżnicowane. Niektóre z nich są zaangażowane w syntezę i modyfiko­wanie peptydoglikanu podczas wzrostu i podziału komó­rek [33]. Są to m.in. białka wiążące penicylinę, oznacza­ne też jako PBPs. Wiążą one łańcuchy peptydoglikanu, a tym samym uczestniczą w syntezie ściany komórkowej [74]. Białka powierzchniowe patogenów Gram-dodatnich umożliwiają im zasiedlanie organizmu gospodarza [90]. Niektóre należące do grupy bakteryjnych adhezyn biał­ka powierzchniowe mogą oddziaływać ze składnikami macierzy zewnątrzkomórkowej, w tym z lamininą, fibro­nektyną, kolagenem i uczestniczyć w adhezji do komórek gospodarza [73]. Są to występujące u Enterococcus faecium białko Acm, u Enterococcus faecalis białko Ace, u Staphy­lococcus aureus białko Cna [62]. Zidentyfikowane zostały także białka, które przyczyniają się do eliminowania pa­togenów z organizmu gospodarza. Szczep Lactobacillus acidophilus ATCC 4365 syntetyzuje białko, zakotwiczone w warstwie S, które ma zdolność do hamowania infekcji wywołanej przez wirusa JUNV. Białko to ma status GRAS (generally recognized as safe) i jest uznawane za czynnik mogący hamować kilka rodzajów wirusów [57]. Część bia­łek powierzchniowych ściany komórkowej bakterii Gram­-dodatnich pełni funkcje enzymatyczne, m.in. enolaza [9], receptorowe, w tym receptory penicyliny i innych antybiotyków β-laktamowych [50], a także immunomo­dulujące [100].

Białka powierzchniowe występujące u bakterii z rodzaju Bifidobacterium

Komponenty związane z powierzchnią osłon komórko­wych bakterii Gram-dodatnich są w istotny sposób zaan­gażowane w oddziaływania z innymi komórkami, a także ze składnikami środowiska, w którym bytują. Elemen­tem charakterystycznym dla grupy białek zakotwiczo­nych w obrębie ściany komórkowej, mogących wchodzić w takie interakcje, jest motyw LPXTG [97]. Sekwencja ta oraz lipoproteina BopA są zaangażowane w utrzymywa­niu bakterii z rodzaju Bifidobacterium w naturalnym śro­dowisku bytowania [29,48]. Większość białek z motywem LPXTG, zakodowanych w genomach Bifidobacterium, nie została poznana. Zidentyfikowano natomiast w niewiel­kim stopniu konserwatywny homolog białka FimA [47], a także kilka wysoce konserwatywnych genów kodują­cych sortazy oraz analogi genów tadABC, które mogą być zaangażowane w składanie pilusów odpowiadających za adherencję. Odpowiednik genu tadA koduje enzym, który prawdopodobnie bierze udział w sekrecji prepiliny FimA, a geny tadBC systemy jej transportu [38].

Badania przeprowadzone przez Fujiwara i wsp. dostarczy­ły informacji o antydrobnoustrojowych właściwościach zewnątrzkomórkowego białka syntetyzowanego przez Bifidobacterium longum SBT 2928. Zidentyfikowane białko BIF hamuje wiązanie enterotoksycznych bakterii Esche­richia coli Pb176 do komórek linii komórkowej ludzkiego nabłonka jelitowego HCT-8 w sposób zależny od stężenia białka. Mechanizm reakcji sprowadza się do blokowania receptora GA1, ekspresjonowanego na powierzchni ko­mórek pochodzących z badanej linii komórkowej, przez frakcję białek zawierającą czynnik BIF. Dzięki temu na­stępuje inhibicja interakcji między CFA-II (czynnik ko­lonizacji – fimbrie) prezentowanym na powierzchni ba­danego szczepu E. coli z receptorem GA1, co prowadzi do zahamowania wiązania patogenu z komórkami nabłonka jelitowego [23].

Badania w kierunku analizy funkcjonalnej genomu Bifi­dobacterium breve UCC2003, dostarczają dalszych infor­macji. Zlokalizowano białka z C-końcowym motywem LPXTG, który warunkuje biosyntezę pillusów lub sortazo­zależne kotwiczenie białek w warstwach peptydoglikanu. Siedem spośród należących do tej grupy białek, zostało zakwalifikowanych jako potencjalne podjednostki pilin, a dwa inne ApuB oraz GalA jako zewnątrzkomórkowe enzymy o charakterze glikozydaz zaangażowanych w hy­drolizę polisacharydów zawierających glukozę i galak­tozę [69,70]. Zidentyfikowano także serynowy inhibitor proteaz – serpinę, która prawdopodobnie oddziałuje na przewód pokarmowy ssaków [34].

Badania prowadzone przez Gonzalez-Rodriguez i wsp., poszerzają wiedzę na temat występujących u Bifidobacte­rium bifidum cząsteczek powierzchniowych zaangażowa­nych w adhezję do komórek ludzkiego nabłonka jelitowe­go. W eksperymencie przebadano dwanaście szczepów tego gatunku. Cztery spośród nich to jest: B. bifidum A8, LMG13195, DSM20456, DSM20239, wykazywały zdolność do agregacji. Czynnikiem umożliwiającym wystąpienie reakcji była transaldolaza, ulokowana na powierzchni komórek bakteryjnych. Wyniki doświadczenia wskazu­ją, iż związany z osłonami komórkowymi enzym może odgrywać istotną rolę w kolonizacji nabłonka jelit [28].

Candela i wsp. wykazali oddziaływanie między bakteryjną enolazą zakotwiczoną w warstwach powierzchniowych komórek testowanych bifidobakterii, a ludzkim plazmi­nogenem. Stwierdzono, że ten podstawowy enzym szla­ku glikolizy, eksponowany na powierzchni komórek jest także receptorem prekursora plazminy u ludzi. Zaan­gażowane we wspomnianą reakcję były gatunki B. bifi­dum, B. breve, B. lactis i B. longum. Wiązanie plazminogenu przez enolazę na powierzchni komórek bakteryjnych oraz zmienienie go w postać aktywną – plazminę, stanowi mechanizm usprawniający ich migrację w organizmie gospodarza oraz wspomagający kolonizację tkanek [9].

W badaniach prowadzonych przez Wang i wsp. zidenty­fikowano bakteryjny czynnik, który najprawdopodobniej jest zaangażowany w stymulowanie odpowiedzi immuno­logicznej w organizmie gospodarza. Doświadczenia pro­wadzono na linii ludzkich komórek nabłonka jelitowego Caco-2. W czasie eksperymentu oceniano przeciwzapal­ne efekty uzyskiwane po zaaplikowaniu szczepu Bifido­bacterium animalis subsp. lactis BB12. Badania ujawniły obecność czynnika mogącego odpowiadać za tę reakcję, wydzielanego przez testowany szczep. Charakterystycz­nymi cechami tego czynnika są rozpuszczalność, białkowy charakter, masa cząsteczkowa 50 kDa, stabilność w róż­nych warunkach (temperatura i pH) [100].

Garrido i wsp. wykorzystali technikę macierzy, do ziden­tyfikowania u gatunku Bifidobacterium infantis, dziesięciu spośród dwudziestu białek należących do F1SBPs (Fami­ly 1 of solute binding proteins), które są odpowiedzialne za import oligosacharydów. Poznane białka wykazywały powinowactwo do swoistych oligosacharydów występu­jących w ludzkim mleku (HMO- human milk oligosaccha­rides) i jelitach. Wykazano, że F1SBPs indukowane HMO wiązały się do komórek nabłonka jelitowego, warunkując tym samym adhezję bakterii B. infantis [24].

Bakterie z rodzaju Bifidobacterium mają korzystny wpływ na organizm ludzki, znajdują się w jelitach i stanowią na­turalną mikroflorę jelit. Namnażaniu ich sprzyja spoży­wanie mlecznych produktów fermentowanych. Przedsta­wione wyniki badań, które dotyczą wielokierunkowego działania tych bakterii. Mechanizm działania bifidobakte­rii musi być dokładnie zbadany. Wydaje się, że wykorzy­stanie ich stanowi obiecującą perspektywę w profilakty­ce i leczeniu schorzeń układu pokarmowego człowieka.

PIŚMIENNICTWO

1. Agrawal A., Houghton L.A., Morris J., Reilly B., Guyonnet D., Goupil Feuillerat N., Schlumberger A., Jakob S., Whorwell P.J.: Clinical trial: the effects of a fermented milk product containing Bifidobacterium lactis DN-173 010 on abdominal distension and gastrointestinal transit in irritable bowel syndrome with constipation. Aliment. Pharmacol. Ther., 2008; 29: 104-114
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

2. Ataie-Jafari A., Larijani B., Majd H.A., Tahbaz F.: Cholesterol-lowering effect of probiotic yogurt in comparison with ordinary yogurt in mildly to moderately hypercholesterolemic subjects. Ann. Nutr. Metab., 2009; 54: 22-27
[PubMed]  

3. Bae T., Schneewind O.: The YSIRK-G/S motif of staphylococcal protein A and its role in efficiency of signal peptide processing. J. Bacteriol., 2003; 185: 2910-2919
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

4. Beerens H.: Detection of bifidobacteria by using propionic acid as a selective agent. Appl. Environ. Microbiol., 1991; 57: 2418-2419
[PubMed]  [Full Text PDF]  

5. Bezkorovainy A.: Ecology of Bifidobacteria. W: Biochemistry and Physiology of Bifidobacteria, red.: A. Bezkorovainy, R. Miller-Catchpole., CRC Press Inc, Boca Raton, Florida, 1989, 29-72

6. Bivati B., Mattarelli P.: Genus I Bifidobacterium. W: Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology, t.5, red.: W.B. Whitman, M. Goodfellow, P. Kämpfer, H.J. Busse, M.E. Trujillo, W. Ludwig, K. Suzuki, A. Parte. Springer, New York 2009, 171-176

7. Blobel G.: Intracellular protein topogenesis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1980; 77: 1496-1500
[PubMed]  [Full Text PDF]  

8. Brumfitt W., Wardlaw A.C., Park J.T.: Development of lysozyme-resistance in Micrococcus lysodeikticus and its association with increased O-acetyl content of the cell wall. Nature, 1958; 181: 1783-1784
[PubMed]  

9. Candela M., Biagi E., Centanni M., Turroni S., Vici M., Musiani F., Vitali B., Bergmann S., Hammerschmidt S., Brigidi P.: Bifidobacterial enolase, a cell surface receptor for human plasminogen involved in the interaction with the host. Microbiology, 2009; 155: 3294-3303
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

10. Canzi E., Guglielmetti S., Mora D., Tamagnini I., Parini C.: Conditions affecting cell surface properties of human intestinal bifidobacteria. Antonie van Leeuwenhoek, 2005; 88: 207-219
[PubMed]  

11. Catala I., Butel M.J., Bensaada M., Popot F., Tessedre A.C., Rimbault A., Szylit O.: Oligofructose contributes to the protective role of bifidobacteria in experimental necrotising enterocolitis in quails. J. Med. Micriobiol., 1999; 48: 89-94
[PubMed]  [Full Text PDF]  

12. Chhatwal G.S.: Anchorless adhesins and invasins of Gram-positive bacteria: a new class of virulence factors. Trends Microbiol., 2002; 10: 205-208
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

13. Cossart P., Jonquieres R.: Sortase, a universal target for therapeutic agents against gram-positive bacteria? Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2000; 97: 5013-5015
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

14. Czerwionka-Szaflarska M., Romańczuk B.: Probiotyki w profilaktyce i leczeniu wybranych schorzeń przewodu pokarmowego u dzieci. Forum Medycyny Rodzinnej, 2010; 4: 135-140
[Abstract]  [Full Text PDF]  

15. Dai D., Walker W.A.: Protective nutrients and bacterial colonization in the immature human gut. Adv. Pediatr., 1999; 46: 353-382
[PubMed]  

16. Dalbey R.E., Lively M.O., Bron S., van Dijl J.M.: The chemistry and enzymology of the type I signal peptidases. Protein Sci., 1997; 6: 1129-1138
[PubMed]  [Full Text PDF]  

17. Deguchi Y., Morishita T., Mutai M.: Comparative studies on synthesis of water-soluble vitamins among human species of bifidobacteria. Agric. Biol. Chem., 1985; 49: 13-19
[Abstract]  [Full Text PDF]  

18. Drzewiecki A.: Morfologia i fizjologia bakterii. W: Mikrobiologia: podręcznik dla pielęgniarek położnych i ratowników medycznych, red. P.B. Heczko. Wydawnictwo Lekarskie PZWL, Warszawa 2006, 88-90

19. Emr S.D., Hedgpeth J., Clément J.M., Silhavy T.J., Hofnung M.: Sequence analysis of mutations that prevent export of lambda receptor, an Escherichia coli outer membrane protein. Nature, 1980; 285: 82-85
[PubMed]  

20. FAO/WHO: Guidelines for the evaluation of probiotics in food. Raport of a joint FAO/WHO working group on drafting guidelines for the evaluation of probiotics in food. London, (Canada), 2002 (01.09.2012)
http://www.fda.gov/ohrms/dockets/dockets/95s0316/95s-0316-rpt0282-tab-03-ref-19-joint-faowho-vol219.pdf

21. Felis G.E., Dellaglio F.: Taxonomy of Lactobacilli and Bifidobacteria. Curr. Issues Intest. Microbiol., 2007; 8: 44-61
[PubMed]  

22. Fischer W.: Lipoteichoic acids and lipoglycans. W: Bacterial cell wall, red.: J.M. Ghuysen, R. Hakenbeck. Elsevier Science Publishing B.V., Amsterdam 1994, 199-216

23. Fujiwara S., Hashiba H., Hirota T., Forstner J.F.: Inhibition of the binding of enterotoxigenic Escherichia coli Pb176 to human intestinal epithelial cell line HCT-8 by an extracellular protein fraction containing BIF of Bifidobacterium longum SBT2928: suggestive evidence of blocking of the binding receptor gangliotetraosylceramide on the cell surface. Int. J. Food Microbiol., 2001; 67: 97-106
[PubMed]  

24. Garrido D., Kim J.H., German J.B., Raybould H.E., Mills D.A.: Oligosaccharide binding proteins from Bifidobacterium longum subsp. infantis reveal a preference for host glycans. PLoS One, 2011; 6: e17315
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

25. Gibson G.R., Wang X.: Enrichment of bifidobacteria from human gut contents by oligofructose using continuous culture. FEMS Microbiol. Lett., 1994; 118: 121-127
[PubMed]  

26. Giesbrecht P., Kersten T., Maidhof H., Wecke J.: Staphylococcal cell wall: morphogenesis and fatal variations in the presence of penicillin. Microbiol. Mol. Biol. Rev., 1998; 62: 1371-1414
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

27. Glauner B., Höltje J.V., Schwarz U.: The composition of the murein of Escherichia coli. J. Biol. Chem., 1988; 263: 10088-10095
[PubMed]  [Full Text PDF]  

28. González- Rodríguez I., Sánchez B., Ruiz L., Turroni F., Ventura M., Ruas-Madiedo P., Gueimonde M., Margolles A.: Role of extracellular transaldolase from Bifidobacterium bifidum in mucin adhesion and aggregation. Appl. Environ. Microbiol., 2012; 78: 3992-3998
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

29. Guglielmetti S., Tamagnini I., Mora D., Minuzzo M., Scarafoni A., Arioli S., Hellman J., Karp M., Parini C.: Implication of an outer surface lipoprotein in adhesion of Bifidobacterium bifidum to Caco-2 cells. Appl. Environ. Microbiol., 2008; 74: 4695-4702
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

30. Hancock I.C.: Bacterial cell surface carbohydrates: structure and assembly. Biochem. Soc. Trans., 1997; 25: 183-187
[PubMed]  

31. He T., Priebe M.G., Zhong Y., Huang C., Harmsen H.J., Raangs G.C., Antoine J.M., Welling G.W, Vonk R.J.: Effects of yogurt and bifidobacteria supplementation on the colonic microbiota in lactose-intolerant subjects. J. Appl. Microbiol., 2008; 104: 595-604
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

32. Herbold D.R., Glaser L.: Interaction of N-acetylmuramic acid L-alanine amidase with cell wall polymers. J. Biol. Chem., 1975; 250: 7231-7238
[PubMed]  

33. Höltje J.V.: Growth of the stress-bearing and shape-maintaining murein sacculus of Escherichia coli. Microbiol. Mol. Biol. Rev., 1998; 62: 181-203
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

34. Ivanov D., Emonet C., Foata F., Affolter M., Delley M., Fisseha M., Blum-Sperisen S., Kochhar S., Arigoni F.: A serpin from the gut bacterium Bifidobacterium longum inhibits eukaryotic elastase-like serine proteases. J. Biol. Chem., 2006; 281: 17246-17252
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

35. Jędrzejczak-Krzepkowska M., Bielecki S.: Bifidobakterie i stymulujące ich wzrost fruktany typu inuliny. Postępy Bioch., 2011; 57: 1-9
[Abstract]  

36. Ji G.E., Lee S.K., Kim I.H.: Improved selective medium for isolation and enumeration of Bifidobacterium sp. Kor. J. Food Sci. Technol., 1994; 26: 526-531

37. Jonquieres R., Bierne H., Fiedler F., Gounon P., Cossart P.: Interaction between the protein InlB of Listeria monocytogenes and lipoteichoic acid: a novel mechanism of protein association at the surface of gram-positive bacteria. Mol. Microbiol., 1999; 34: 902-914
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

38. Kachlany S.C., Planet P.J., DeSalle R., Fine D.H., Figurski D.H.: Genes for tight adherence of Actinobacillus actinomycetemcomitans: from plaque to plague to pond scum. Trends Microbiol., 2001; 9: 429-437
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

39. Kiessling G., Schneider J., Jahreis G.: Long-term consumption of fermented dairy products over 6 months increases HDL cholesterol. Eur. J. Clin. Nutr., 2002; 56: 843-849
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

40. Kim J.Y., Choi Y.O., Ji G.E.: Effect of oral probiotics (Bifidobacterium lactis AD011 and Lactobacillus acidophilus AD031) administration on ovalbumin-induced food allergy mouse model. J. Microbiol. Biotechnol., 2008; 18: 1393-1400
[PubMed]  [Full Text PDF]  

41. Kitajima H., Sumida Y., Tanaka R., Yuki N., Takayama H., Fujimura M.: Early administration of Bifidobacterium breve to preterm infants: randomised controlled trial. Arch. Dis. Child. Fetal Neonatal Ed., 1997; 76: F101-F107
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

42. Klijn A., Mercenier A., Arigoni F.: Lessons from the genomes of bifidobacteria. FEMS Microbiol. Rev., 2005; 29: 491-509
[PubMed]  

43. Kocks C., Gouin E., Tabouret M., Berche P., Ohayon H., Cossart P.: L. monocytogenes-induced actin assembly requires the actA gene product, a surface protein. Cell, 1992; 68: 521-531
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

44. Kunz C., Rudloff S.: Biological function of oligosaccharides in human milk. Acta Peadiatr., 1993; 82: 903-912
[PubMed]  

45. Kwinta P., Dubiel B.: Ocena skuteczności probiotyków w zapobieganiu chorobom infekcyjnym u dzieci uczęszczających do żłobka (01.08.2012)
http://www.mp.pl/artykuly/?aid=26724

46. Lapierre L., Undeland P., Cox L.J.: Lithium chloride-sodium propionate agar for the enumeration of bifidobacteria in fermented dairy products. J. Dairy Sci., 1992; 75: 1192-1196
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

47. Lee J.H., Karamychev V.N., Kozyavkin S.A., Mills D., Pavlov A.R., Pavlova N.V., Polouchine N.N., Richardson P.M., Shakhova V.V., Slesarev A.I., Weimer B., O’Sullivan D.J.: Comparative genomic analysis of the gut bacterium Bifidobacterium longum reveals loci susceptible to deletion during pure culture growth. BMC Genomics, 2008; 9: 247
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

48. Lee J.H., O’Sullivan D.J.: Genomic insights into bifidobacteria. Microbiol. Mol. Biol. Rev., 2010; 74: 378-416
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

49. Leuschner R.G., Bew J., Simpson P., Ross P.R., Stanton C.: A collaborative study of a method for the enumeration of probiotic bifidobacteria in animal feed. Int. J. Food Microbiol., 2003; 83: 161-170
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

50. Libudzisz Z.: Bakterie fermentacji mlekowej. W: Mikrobiologia techniczna. Mikroorganizmy w biotechnologii, ochronie środowiska i produkcji żywności, t.2, red.: Z. Libudzisz, K. Kowal, Z. Żakowska. Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa 2000, 25-58

51. Libudzisz Z.: Ekosystem jelitowy a probiotyki. Bakterie fermentacji mlekowej. Metabolizm, genetyka, wykorzystanie. W: Materiały Naukowe Sympozjum, 2003: 76

52. Lim K.S., Huh C.S., Baek Y.J., Kim H.U.: A selective enumeration medium for bifidobacteria in fermented dairy products. J. Dairy Sci., 1995; 78: 2108-2112
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

53. Locascio M., Holgado A.P., Perdigón G., Oliver G.: Enteric bifidobacteria: isolation from human infants and challenge studies in mice. Can. J. Microbiol., 2001; 47: 1048-1052
[PubMed]  

54. Losick R., Stragier P.: Crisscross regulation of cell-type-specific gene expression during development in B. subtilis. Nature, 1992; 355: 601-604
[PubMed]  

55. Madsen K.L.: The use of probiotics in gastrointestinal disease. Can. J. Gastroenterol., 2001; 15: 817-822
[PubMed]  

56. Mariat D., Firmesse O., Levenez F., Guimarăes V., Sokol H., Doré J., Corthier G., Furet J.P.: The Firmicutes/Bacteroidetes ratio of the human microbiota changes with age. BMC Microbiol., 2009; 9: 123
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

57. Martínez M.G., Prado Acosta M., Candurra N.A., Ruzal S.M.: S-layer proteins of Lactobacillus acidophilus inhibits JUNV infection. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2012; 422: 590-595
[PubMed]  

58. McCarthy J., O’Mahony L., O’Callaghan L., Sheil B., Vaughan E.E., Fitzsimons N., Fitzgibbon J., O’Sullivan G.C., Kiely B., Collins J.K., Shanahan F.: Double blind, placebo controlled trial of two probiotic strains in interleukin 10 knockout mice and mechanistic link with cytokine balance. Gut, 2003; 52: 975-980
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

59. Moro G., Arslanoglu S.: Reproducing the bifidogenic effect of human milk in formula-fed infants: why and how? Acta Paediatr., 2005; 94 (Suppl. s449): 14-17
[PubMed]  [Full Text PDF]  

60. Munoa F.J., Pares R.: Selective medium for isolation and enumeration of Bifidobacterium spp. Appl. Environ. Microbiol., 1988; 54: 1715-1718
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

61. Nagaoka M., Shibata H., Kimura I., Hashimoto S., Kimura K., Sawada H., Yokokura T.: Structural studies on a cell wall polysaccharide from Bifidobacterium longum YIT4028. Carbohydr. Res., 1995; 274: 245-249
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

62. Nallapareddy S.R., Weinstock G.M., Murray B.E.: Clinical isolates of Enterococcus faecium exhibit strain-specific collagen binding mediated by Acm, a new member of the MSCRAMM family. Mol. Microbiol., 2003; 47: 1733-1747
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

63. Navarre W.W., Daefler S., Schneewind O.: Cell wall sorting of lipoproteins in Staphylococcus aureus. J. Bacteriol., 1996; 178: 441-446
[PubMed]  [Full Text PDF]  

64. Navarre W.W., Schneewind O.: Surface proteins of gram-positive bacteria and mechanisms of their targeting to the cell wall envelope. Microbiol. Mol. Biol. Rev., 1999; 63: 174-229
[PubMed]  

65. Nebra Y., Blanch A.R.: A new selective medium for Bifidobacterium spp. Appl. Environ. Microbiol., 1999; 65: 5173-5176
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

66. Nestlé NAN Pro (01.09.2012)
http://www.mleko-nan.pl

67. Newburg D.S.: Oligosaccharides in human milk and bacterial colonisation. J. Pediatr. Gastroenterol. Nutr., 2000; 30 (Suppl. 2): S8-S17
[PubMed]  [Full Text HTML]  

68. Nielsen J.B., Lampen J.O.: Glyceride-cysteine lipoproteins and secretion by Gram-positive bacteria. J. Bacteriol., 1982; 152: 315-322
[PubMed]  

69. O’Connell Motherway M., Fitzgerald G.F., Neirynck S., Ryan S., Steidler L., van Sinderen D.: Characterization of ApuB, an extracellular type II amylopullulanase from Bifidobacterium breve UCC2003. Appl. Environ. Microbiol., 2008; 74: 6271-6279
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

70. O’Connell Motherway M., Fitzgerald G.F., van Sinderen D.: Metabolism of a plant derived galactose-containing polysaccharide by Bifidobacterium breve UCC2003. Microb. Biotechnol., 2011; 4: 403-416
[PubMed]  

71. O’Mahony L., McCarthy J., Kelly P., Hurley G., Luo F., Chen K., O’Sullivan G.C., Kiely B., Collins J.K., Shanahan F., Quigley E.M.: Lactobacillus and Bifidobacterium in irritable bowel syndrome: symptom responses and relationship to cytokine profiles. Gastroenterology, 2005; 128: 541-551
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

72. Pancholi V., Fischetti V.A.: Regulation of phosphorylation of human pharyngeal cell proteins by group a streptococcal surface dehydrogenase: signal transduction between streptococci and pharyngeal cells. J. Exp. Med., 1997; 186: 1633-1643
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

73. Patti J.M., Allen B.L., McGavin M.J., Höök M.: MSCRAMM-mediated adherence of microorganisms to host tissues. Annu. Rev. Microbiol., 1994; 48: 585-617
[PubMed]  [Full Text PDF]  

74. Popham D.L., Young K.D.: Role of penicillin-binding proteins in bacterial cell morphogenesis. Curr. Opin. Microbiol., 2003; 6: 594-599
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

75. Qiao H., Duffy L.C., Griffiths E., Dryja D., Leavens A., Rossman J., Rich G., Riepenhoff-Talty M., Locniskar M.: Immune responses in rhesus rotavirus-challenged BALB/c mice treated with bifidobacteria and prebiotic supplements. Pediatr. Res., 2002; 51: 750-755
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

76. Rafter J., Bennett M., Caderni G., CluneY., Hughes R., Karlsson P.C., Klinder A., O’Riordan M., O’Sullivan G.C., Pool-Zobel B., Rechkemmer G., Roller M., Rowland I., Salvadori M., Thijs H., Van Loo J., Watzl B., Collins J.K.: Dietary synbiotics reduce cancer risk factors in polypectomized and colon cancer patients. Am. J. Clin. Nutr., 2007; 85: 488-496
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

77. Ramakrishna B.S.: The normal bacterial flora of the human intestine and its regulation. J. Clin. Gastroenterol., 2007; 41 (Suppl. 1): S2-S6
[Abstract]  

78. Saavedra J.M., Bauman N.A., Oung I., Perman J.A., Yolken R.H.: Feeding of Bifidobacterium bifidum and Streptococcus thermophilus to infants in hospital for prevention of diarrhoea and shedding of rotavirus. Lancet, 1994; 344: 1046-1049
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

79. Salton M.R.: The bacterial cell envelope – a historical perspective. W: Bacterial cell wall, red.: J.M. Ghuysen, R. Hakenbeck. Elsevier Science Publishing B.V., Amsterdam 1994, 1-22
[Abstract]  

80. Samona A., Robinson R.K.: Enumeration of bifidobacteria in dairy products. J. Soc. Dairy Technol., 1991; 44: 64-66
[Abstract]  [Full Text PDF]  

81. Sanderson A.R., Strominger J.L., Nathenson S.G.: Chemical structure of teichoic acid from Staphylococcus aureus, strain Copenhagen. J. Biol. Chem., 1962; 237: 3603-3613
[PubMed]  [Full Text PDF]  

82. Sára M.: Conserved anchoring mechanisms between crystalline cell surface S-layer proteins and secondary cell wall polymers in Gram-positive bacteria? Trends Microbiol., 2001; 9: 47-49
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

83. Sára M., Sleytr U.B.: S-layer proteins. J. Bacteriol., 2000; 182: 859-868
[PubMed]  

84. Schneewind O., Fowler A., Faull K.F.: Structure of the cell wall anchor of surface proteins in Staphylococcus aureus. Science, 1995; 268: 103-106
[PubMed]  

85. Schneewind O., Mihaylova-Petkov D., Model P.: Cell wall sorting signals in surface proteins of gram-positive bacteria. EMBO J., 1993; 12: 4803-4811
[PubMed]  [Full Text PDF]  

86. Sekine K., Toida T., Saito M., Kuboyama M., Kawashima T., Hashimoto Y.: A new morphologically characterized cell wall preparation (whole peptidoglycan) from Bifidobacterium infantis with a higher efficacy on the regression of an established tumor in mice. Cancer Res., 1985; 45: 1300-1307
[PubMed]  [Full Text PDF]  

87. Shortt C.: The probiotic century: historical and current perspectives. Trends Food Sci. Technol., 1999; 10: 411-417

88. Silhavy T.J., Benson S.A., Emr S.D.: Mechanisms of protein localization. Microbiol. Rev., 1983; 47: 313-344
[PubMed]  [Full Text PDF]  

89. Sleytr U.B.: Basic and applied s-layer research: an overview. FEMS Microbiol. Rev., 1997; 20: 5-12

90. Sonnenburg J.L., Chen C.T., Gordon J.I.: Genomic and metabolic studies of the impact of probiotics on a model gut symbiont and host. PLoS Biol., 2006; 4: e413
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

91. Sozzi T., Brigidi P., Mignot O., Matteuzzi D.: Use of dicloxacillin for the isolation and counting of Bifidobacteria from dairy products. Lait, 1990; 70: 357-361
[Abstract]  [Full Text PDF]  

92. Teraguchi S., Uehara M., Ogasa K., Mitsuoka T.: Enumeration of bifidobacteria in dairy products. Nihon Saikingaku Zasshi, 1978; 33: 753-761
[PubMed]  

93. Thurl S., Muller-Werner B., Sawatzki G.: Quantification of individual oligosaccharide compounds from human milk using high-pH anion-exchange chromatography. Anal. Biochem., 1996; 235: 202-206
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

94. Tipper D.J., Strominger J.L.: Isolation of 4-O-β-N-acetylmuramyl-N-acetylglucosamine and 4-O-β-N, 6-O-diacetylmuramyl-N-acetylglucosamine and the structure of the cell wall polysaccharide of Staphylococcus aureus. Biochem. Biophys. Res. Commun., 1966; 22: 48-56
[PubMed]  

95. Tjalsma H., Antelmann H., Jongbloed J.D., Braun P.G., Darmon E., Dorenbos R., Dubois J.Y., Westers H., Zanen G., Quax W.J., Kuipers O.P., Bron S., Hecker M., van Dijl J.M.: Proteomics of protein secretion by Bacillus subtilis: separating the „secrets” of the secretome. Microbiol. Mol. Biol. Rev., 2004; 68: 207-233
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

96. Tjalsma H., Bolhuis A., Jongbloed J.D., Bron S., van Dijl J.M.: Signal peptide-dependent protein transport in Bacillus subtilis: a genome-based survey of the secretome. Microbiol. Mol. Biol. Rev., 2000; 64: 515-547
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

97. Ton-That H., Marraffini L.A., Schneewind O.: Protein sorting to the cell wall envelope of Gram-positive bacteria. Biochim. Biophys. Acta, 2004; 1694: 269-278
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

98. Ventura M., van Sinderen D., Fitzgerald G.F., Zink R.: Insights into the taxonomy, genetics and physiology of bifidobacteria. Antonie van Leeuwenhoek, 2004; 86: 205-223
[PubMed]  

99. Wada J., Ando T., Kiyohara M., Ashida H., Kitaoka M., Yamaguchi M., Kumagai H., Katayama T., Yamamoto K.: Bifidobacterium bifidum lacto-N-biosidase, a critical enzyme for the degradation of human milk oligosaccharides with a type 1 structure. Appl. Environ. Microbiol., 2008; 74: 3996-4004
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

100. Wang Z., Wang J., Cheng Y., Liu X., Huang Y.: Secreted factors from Bifidobacterium animalis subsp. lactis inhibit NF-κB-mediated interleukin-8 gene expression in Caco-2 cells. Appl. Environ. Microbiol., 2011: 8171-8174
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

101. Weichselbaum E.: Probiotics and health: a review of the evidence. Nutr. Bull., 2009; 34: 340-373

Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Pełna treść artykułu