Abstrakt

Modyfikacje epigenetyczne, do których zalicza się metylację DNA oraz modyfikacje histonów są włączone w regulację ekspresji genów, a ich zaburzenia mogą się przyczynić do powstawania i progresji nowotworów. Określony wzór metylacji DNA jest wynikiem prawidłowego przebiegu zarówno procesu metylacji jak i demetylacji. Niedawne badania dowodzą, że główną rolę w demetylacji DNA odgrywają białka TET (ten-eleven translocation). Białka TET (TET1, TET2, TET3) są zależnymi od jonów żelaza(II) oraz α–ketoglutaranu dioksygenazami, a ich aktywność enzymatyczna polega na hydroksylacji 5-metylocytozyny do 5-hydroksymetylocytozyny oraz dalej do 5-formylocytozyny i 5-karboksycytozyny. Zmodyfikowane cytozyny są usuwane przez enzymy zaangażowane w naprawę DNA. Wydaje się jednak, że rola TET w regulacji ekspresji genów nie ogranicza się tylko do ich katalitycznej aktywności. Białka TET mogą wchodzić w interakcje z białkami kompleksów uczestniczących w modyfikacjach histonów (np. EZH2, OGT, Sin3a lub HCF1) i wpływając na ich aktywność oraz zdolność do wiązania się z chromatyną przyczyniają się do zmiany w profilu metylacji, acetylacji, czy O-GlcNAcylacji histonów. Liczne doniesienia sugerują, że zmniejszona ekspresja genów TET, jak również mutacje w genach TET są związane z rozwojem i progresją różnych typów nowotworów.

Wstęp

Wszystkie komórki organizmu człowieka zawierają ten sam genom, ale nie wszystkie geny ulegają ekspresji w każdej z nich. W poszczególnych komórkach część genów jest aktywna, inne natomiast są czasowo lub całkowicie inaktywowane. Wzór ekspresji genów zależy od etapu rozwoju komórek, ich rodzaju oraz funkcji i jest utrzymywany dzięki określonym mechanizmom epigenetycznym [90]. Jednym z podstawowych sposobów epigenetycznej regulacji ekspresji genów jest metylacja reszt cytozyny w DNA. Podczas tego procesu swoiste metylotransferazy DNA (DNMT, DNA methyltransferase) przenoszą grupy metylowe z donora, którym jest S-adenozylometionina na piąty atom węgla pierścienia pirymidynowego cytozyny. Metylacja cytozyny w łańcuchu DNA zachodzi, gdy znajduje się w  sąsiedztwie guaniny (dinukleotydy CpG). Dinukleotydy CpG mogą być rozproszone w genomie lub występować w skupiskach w postaci tzw. wysp CpG. Metylacja wysp CpG umiejscowionych w  regionach promotorowych genów jest odpowiedzialna za wyciszanie ekspresji genów. Metylacja DNA jest podstawowym mechanizmem służącym wyciszeniu licznych sekwencji powtórzonych, piętnowaniu rodzicielskiemu oraz inaktywacji jednego z chromosomów X w komórkach osobników żeńskich [77,90].

Wyniki wielu badań wykazały, że komórki nowotworowe charakteryzują się znacznymi zmianami we wzorze metylacji DNA w  porównaniu z  komórkami prawidłowymi. W  komórkach nowotworowych obserwuje się globalną hipometylację genomu przy jednoczesnym zwiększeniu poziomu metylacji (hipermetylacji) wysp CpG w sekwencjach promotorowych określonych genów. Globalna hipometylacja genomu może prowadzić do aktywacji protoonkogenów oraz zmniejszenia stabilności genomu przez wzrost aktywacji transpozonów, które w komórkach prawidłowych są wyciszone przez metylację. Hipermetylacja wysp CpG w  regionach promotorowych genów supresorowych oraz genów naprawy DNA przyczynia się natomiast do nowotworzenia wskutek zahamowania ich ekspresji [16,91,97,113].

Określony wzór metylacji DNA zależy nie tylko od przebiegu samego procesu przyłączania grup metylowych do reszt cytozyny, ale jest również wynikiem procesu pasywnej i  aktywnej demetylacji DNA. Demetylacja pasywna jest wtedy, kiedy metylotransferaza nie metyluje nowo zsyntetyzowanego łańcucha DNA podczas replikacji, czyli zatrzymana jest metylacja zachowawcza, co powoduje utratę metylacji DNA podczas kolejnych podziałów komórek. Demetylacja aktywna zachodzi enzymatycznie i  przebiega niezależnie od replikacji DNA [4,31].

Najnowsze doniesienia sugerują, że bardzo istotną rolę w demetylacji DNA odgrywają białka TET, które katalizują konwersję 5-metylocytozyny (5-mC) do 5-hydroksymetylocytozyny (5-hmC). Obecność 5-hmC w DNA ssaków sugerowano po raz pierwszy już ponad 40 lat temu [82]. Ponieważ jednak w późniejszych pracach nie udało się jednoznacznie potwierdzić występowania tej zmodyfikowanej cytozyny w DNA, nie interesowano się tym zagadnieniem przez następne kilkadziesiąt lat. Sytuacja zmieniła się zdecydowanie po opublikowaniu w 2009 r. przez dwie niezależne grupy badaczy prac, wskazujących, że 5-hmC może powstawać z 5-mC i jest powszechnie obecna w DNA ssaków [51,98]. Przeprowadzono wiele badań, których wyniki potwierdzają udział białek TET w demetylacji DNA oraz ich związek ze zmianami wzoru metylacji DNA w  nowotworach. Białka TET wydają się także zaangażowane w regulację innych modyfikacji epigenetycznych, tj. modyfikacji histonów przez interakcję ze swoistymi białkami odpowiedzialnymi za te modyfikacje i  ich rekrutację do chromatyny. Liczne doniesienia wskazują, że zmniejszona ekspresja genów TET, jak również mutacje w genach TET są związane z rozwojem i progresją różnych typów nowotworów.

Charakterystyka genów i białek TET

W  komórkach człowieka zidentyfikowano trzy białka TET określone jako TET1, TET2 i TET3, kodowane przez trzy różne geny. Gen TET1 jest umiejscowiony w chromosomie 10 (10q21), zawiera dwanaście eksonów i koduje białko zawierające 2136 reszt aminokwasowych [2]. Gen TET2 znajduje się w chromosomie 4 (4q24) i składa się z  11 eksonów. W  procesie alternatywnego składania mRNA powstają trzy izoformy białka TET2, zbudowane z  2002, 1164 lub 1194 reszt aminokwasowych. Tylko najdłuższa izoforma TET2 zawiera C-końcową domenę katalityczną. Wszystkie trzy izoformy TET2 charakteryzują się swoistą tkankowo ekspresją. W  większości typów tkanek najmniejszą ekspresję wykazuje izoforma 3 (1194 aminokwasów), natomiast dwie pozostałe ulegają ekspresji na podobnym poziomie. Szczególnie dużą ekspresję izoform zawierających 2002 i 1164 reszt aminokwasowych obserwuje się w komórkach hematopoetycznych [53]. Gen TET3 umiejscowiony jest w chromosomie 2 (2p13) i podobnie jak w przypadku TET2 zidentyfikowano trzy izoformy białka TET3, zawierające 1660, 1440 lub 728 reszt aminokwasowych [69].

Wszystkie białka TET są dioksygenazami, a ich aktywność katalityczna jest uzależniona od obecności jonów żelaza(II) oraz 2-ketoglutaranu (2-KG). 2-KG, będący substratem białek TET, powstaje podczas cyklu kwasów trikarboksylowych, a  wytwarzany jest przez zależne od NADP+ , homodimeryczne enzymy zwane dehydrogenazami izocytrynianowymi (IDHs, isocitrate dehydrogenases). Zarówno izoforma cytosolowa (IDH1), jak i mitochondrialna (IDH2) biorą udział w przemianie izocytrynianu w 2-KG [13]. Uwzględniając to, że aktywność białek TET jest uzależniona od obecności 2-KG, mutacje w genach IDH1/2 mogą zmniejszać konwersję 5-mC do 5-hmC katalizowanej przez białka TET. Zmutowane warianty IDH wytwarzają 2-hydroksyglutaran (2-HG) zamiast 2-KG. 2-HG ze względu na podobieństwo strukturalne do 2-KG powoduje zahamowanie funkcji (inhibicja kompetycyjna) wszystkich białek TET, jak również innych dioksygenaz [15,108].

Białka TET zawierają trzy miejsca wiążące jony żelaza- (II) oraz jedno miejsce pozwalające na związanie 2-KG (ryc. 1). Region odpowiedzialny za aktywność katalityczną znajduje się na C-końcu białek. Składa się z dwóch domen: bogatej w reszty cysteinowe (Cys-rich domain) oraz domeny DSBH (double-stranded β-helix- 2-KG-Fe(II)-dependent dioxygenase domain), która oprócz właściwości katalitycznych może również wią- zać jony metali. W odróżnieniu od pozostałych członków rodziny TET, w strukturze białka TET1 znajdują się trzy sekwencje lokalizacji jądrowej (NLS, nuclear localization sequence) [98,108]. Na N-końcu białek TET1 i TET3 znajduje się domena CXXC, o strukturze palca cynkowego. Domena jest zdolna do wiązania zarówno niezmodyfikowanych, jak i metylowanych lub hydroksymetylowanych cytozyn, zwłaszcza znajdujących się w obrębie dinukleotydów CpG (ryc. 1) [114].

Na aktywność białek TET korzystnie wpływa kwas askorbinowy, który oddziałuje z  C-końcową domeną katalityczną białek TET, co prawdopodobnie powoduje jej zwinięcie i  umożliwia wiązanie jonów żelaza(II). Nie wykazano, aby inne przeciwutleniacze wywierały podobny wpływ na aktywność białek TET, co wskazuje, że aktywacja TET przez kwas askorbinowy nie wynika tylko z jego funkcji jako czynnika redukującego [68,112]. W komórkach z wyciszoną ekspresją TET1/2 obecność kwasu askorbinowego nie wpływa ani na zwiększenie oksydacji 5-mC, ani na ogólny poziom tej modyfikacji. Natomiast stwierdzono, że zmniejszenie stężenia kwasu askorbinowego przy prawidłowej ekspresji genów TET wpływa znacząco na zmniejszenie stężenia 5-hmC w płucach, wątrobie i mózgu, ale prawdopodobnie również i w innych tkankach [5,112].

Białka TET a demetylacja DNA

Demetylacja DNA może być procesem biernym lub aktywnym. W obu przypadkach białka TET wydają się odgrywać znaczącą rolę. Demetylacja bierna jest podczas replikacji i wynika z braku metylacji przez metylotransferazę DNMT1 nowo syntetyzowanej nici. Przyczyną braku metylacji podczas syntezy DNA może być obecność w nici macierzystej 5-hmC, powstającej z udziałem białek TET. Ponieważ metylotransferaza DNMT1 wykazuje mniejsze powinowactwo do 5-hmC niż do 5-mC jej aktywność jest hamowana i w nici potomnej pojawiają się cytozyny niemodyfikowane [4,35]. Do prawidłowego funkcjonowania DNMT1 niezbędne jest także białko UHRF1 (ubiquitin-like, containing PHD and RING finger domains 1), które wspomaga wiązanie DNMT1 do hemimetylowanych widełek replikacyjnych. Białko to wykazuje ponad 10-krotnie mniejszą zdolność do wiązania hemihydroksymetylowanych nici DNA. W  przypadku dużego stężenia 5-hmC w  DNA ulegającym replikacji oraz braku aktywności metylotransferaz odpowiedzialnych za metylację de novo (DNMT3a, -3b) dochodzi do biernej demetylacji DNA [26,35].

Białka TET biorą również udział w aktywnej demetylacji DNA, która przebiega niezależnie od replikacji (ryc. 2). 5-mC i 5-hmC ulegają deaminacji przez białka z rodziny AID/APOBEC (activation induced deaminase and apolipo-protein B RNA-editing catalytic component) odpowiednio do tyminy i 5-hydroksymetylouracylu (5-hmU). Zwiększone wytwarzanie białka AID/APOBEC nasila proces demetylacji 5-hmC, a to zwiększa poziom 5-hmU. Nie odnotowano wpływu zwiększonej ekspresji tej deaminazy na zmianę poziomu 5-mC. Dopiero po zwiększeniu ekspresji zarówno AID/APOBEC, jak i TET1 odnotowano zauważalne zwiększenie demetylacji 5-mC, co było spowodowane nasiloną przemianą 5-mC do 5-hmC ze względu na nadekspresję TET1. Wskazuje to, że AID/APOBEC swoiście oddziałuje na 5-hmC, a nie na 5-mC [30]. Następnie za sprawą glikozylaz TDG (mismatch specific thymine DNA glycosylase) i SLUG1 (single-strand selective monofunctional uracil DNA glycosylase) dochodzi do usunięcia tyminy i 5-hmU z DNA i zastąpienia ich cytozyną. Jest to tzw. system naprawy DNA przez wycinanie zasad (BER, base excision repair) [36,75]. Istotną rolę w  demetylacji odgrywa również białko MBD4 (methyl-CpG binding domain protein 4), które oprócz domeny wiążącej zmetylowane dinukleotydy CpG, ma także zakonserwowaną ewolucyjnie domenę o aktywności glikozylazy. MBD4 dzięki interakcjom z białkami z rodziny AID/APOBEC usuwa błędnie sparowane pary T:G oraz 5-hmU:G, co prowadzi do powstania w DNA niezmetylowanych cytozyn [36,86]. Wszystkie opisane glikozylazy wykazują większą efektywność w przypadku wycinania 5-hmU, niż tyminy. Istotny jest tu udział bia- łek TET oraz przeprowadzanej przez nie reakcji hydroksylacji reszt 5-mC w procesie demetylacji DNA [14].

Białka TET mogą się przekształcać do 5-hmC, dalej do 5-formylocytozyny (5-fC) i 5-karboksycytozyny (5-caC), aczkolwiek ilość w genomie tak zmodyfikowanych cytozyn jest około 100-krotnie mniejsza niż 5-hmC. Niemniej jednak, zarówno 5-fC, jak i 5-caC, odgrywają ważną rolę w demetylacji DNA będąc swoistymi substratami glikozylazy TDG. Inne glikozylazy nie wykazują zdolności do wycinania tych pochodnych cytozyny [44,64]. Mimo że glikozylaza TDG może wycinać z DNA pochodne 5-hmC (5-hmU, 5-fC i 5-caC), to nie wykazuje aktywności wzglę- dem par 5-hmC:G. Wskazuje to na istotny udział procesu deaminacji, który poprzedza wycinanie błędnie sparowanych zasad, w  systemie naprawy DNA typu BER [37,64].

Niedawne badania wykazały interakcje białek TET z wieloma czynnikami uczestniczącymi w kilku etapach procesu naprawy DNA przez wycięcie zasad. Stwierdzono bezpośrednie interakcje białek TET z glikozylazami DNA, które wycinają uszkodzone lub utlenione zasady, tj. TDG, MBD4, jak również NEIL1, NEIL2, NEIL3 (nei endonuclease VIII-like). Wszystkie trzy białka TET oddziałują również z polimerazą poli-ADP-rybozy (PARP1, poly (ADP-ribose) polymerase 1), która rozpoznaje pęknięcia jednoniciowe i  modyfikuje czynniki uczestniczące w naprawie przez polyADPrybozylację oraz LIG3 (DNA ligase 3) i XRCC1 (X-ray repair cross- -complementing protein 1), biorące udział w  ligacji DNA po insercji cytozyny [71]. Wyniki sugerują, że utlenianie przez TET 5-mC do 5-hmC oraz wycinanie utlenionych pochodnych cytozyny przez system naprawy BER są procesami przeprowadzanymi w sposób skoordynowany w czasie i przestrzeni przez jeden duży kompleks białkowy [71].

Zawartość 5-hmC

Podczas gdy ilość 5-mC jest bardzo podobna w różnych tkankach i dotyczy około 5% wszystkich cytozyn, to zawartość 5-hmC jest zasadniczo różna w zależności od rodzaju tkanki oraz etapu rozwoju organizmu. Największa ilość 5-hmC występuje w embrionalnych komórkach macierzystych (ESCs, embryonic stem cells) oraz w ośrodkowym układzie nerwowym [29,43]. Mniejszą, lecz nadal w miarę dużą zawartość 5-hmC obserwuje się w wątrobie, nerkach, jelicie grubym i odbytnicy. Najmniej 5-hmC znajduje się w płucach, sercu, piersiach i łożysku [54]. Badania z wykorzystaniem embrionalnych komórek macierzystych wykazały, że duża zawartość 5-hmC dotyczy przede wszystkim eksonów oraz wysp CpG znajdujących się wewnątrz genów. Natomiast regiony intronowe oraz wyspy CpG występujące w promotorach genów cechują się niskim poziomem 5-hmC. Co więcej, 5-hmC jest umiejscowiona głównie w luźno upakowanej, aktywnej chromatynie. Sugeruje się, że 5-hmC odgrywa istotną rolę w regulacji ekspresji i aktywności genów związanych z pluripotencją komórek ESC oraz w  zmianach epigenetycznych w nich zachodzących [6,23,109]. W komórkach dojrza- łych tkanek tendencja jest odwrotna, niż w przypadku ESC. 5-Hydroksymetylocytozyny są przeważnie umiejscowione w obrębie regionów promotorowych, aniżeli w samych genach [46]. Po zapłodnieniu zygoty, poziom ekspresji TET1 i  TET2 systematycznie wzrasta wraz z kolejnymi etapami rozwoju embrionalnego, podczas gdy poziom ekspresji TET3, który w komórkach płciowych był stosunkowo wysoki, ulega gwałtownemu spadkowi. Wywołuje to wahania w poziomie 5-hmC, co najprawdopodobniej przyczynia się do regulacji ekspresji określonych genów na danych etapach rozwoju embrionalnego [41,105].

Interakcje TETz innymi białkami

Oprócz udziału w demetylacji DNA, białka TET mogą wpływać na modyfikacje epigenetyczne niezależnie od swojej aktywności enzymatycznej przez interakcje z innymi białkami. Badania Wu i wsp. wykazały, że w mysich komórkach embrionalnych mESC Tet1 uczestniczy w wyciszaniu ekspresji niektórych genów przez ułatwianie rekrutacji kompleksu represyjnego Polycomb 2 (PRC2, Polycomb repressive complex 2) do bogatych w pary CpG promotorów tych genów [107]. Chociaż nie wykazali oni bezpośredniej interakcji między Tet1 i głównym składnikiem kompleksu, metylotransferazą histonową EZH2 (enhancer of zeste homolog 2), która odpowiada za trimetylację reszty lizyny 27 histonu H3 (H3K27), to wyciszenie ekspresji Tet1 zakłócało wiązanie EZH2 do miejsc docelowych PRC2 [107]. Stwierdzono również, że Tet1 wiąże się z kompleksem korepresora Sin3A (Sin3 transcription regulator family member A), który odpowiada za represję transkrypcji przez deacetylację histonów [104]. Analiza miejsc wiązania kompleksów Sin3A i Tet1 do DNA wykazała, że ulegają one w znacznym stopniu kolokalizacji, co może sugerować udział Tet1 w bezpośredniej rekrutacji Sin3A do miejsc docelowych podlegających represji. Badania z wykorzystaniem metody ligacji zbliżeniowej in situ (PLA, proximity ligation assay) potwierdziły interakcje TET1 z EZH2 i Sin3A, jak również pozwoliły na zidentyfikowanie kilku innych białek oddziałujących z TET1, tj. białka wiążącego zmetylowane dinukleotydy CpG (MeCP2, methyl CpG binding protein 2), deacetylaz histonowych 1, 6 i 7 (HDAC, histone deacetylase), jądrowego antygenu komórek proliferujących (PCNA, proliferating cell nuclear antigen) i LSD1 (lysine-specific demethylase 1A) (ryc. 3A) [9].

Wyniki wielu badań wskazują na interakcje między białkami TET a O-GlcNAc transferazą (OGT, O-GlcNAc transferase) [11,20,42,92,100,115]. Oddziaływania mię- dzy tymi białkami są szczególnie interesujące ponieważ mogą wskazywać na udział białek TET w regulacji ekspresji genów w odpowiedzi na zmiany metabolizmu komórek nowotworowych [40]. Zwiększone wychwytywanie i zużycie glukozy przez komórki nowotworowe zwiększa ilość powstającej w szlaku biosyntezy heksozoamin UDP-N-acetyloglukozoaminy, która jest substratem dla O-GlcNAc transferazy [7,33,88]. OGT jest enzymem odpowiadającym za modyfikacje białek komórkowych przez przyłączenie pojedynczych reszt N-acetylogluko zaminy wiązaniem O-glikozydowym do reszt seryny lub treoniny białka. Ta dynamiczna modyfikacja wpływa na aktywność, stabilizację i umiejscowienie wielu białek m.in. enzymów metabolicznych, kinaz, fosfataz, czynników transkrypcyjnych [34,79]. Zwiększona ekspresja OGT i hiper-O-GlcNAcylacja są cechami charakterystycznymi większości nowotworów [17,22,63]. Badania wskazują, że O-GlcNAcylacja może stanowić element kodu histonowego. OGT modyfikuje histony H2A, H2B, H3 i H4 [89] przez co wpływa na transkrypcję genów [28] i progresję cyklu komórkowego [25].

Badania z zastosowaniem metody immunoprecypitacji chromatyny w połączeniu z jednoczesnym sekwencjonowaniem DNA (ChIP-Seq, chromatin immunoprecipitation-sequencing) wykazały kolokalizację TET2, TET3 i OGT w miejscach bogatych w histon 3 trimetylowany na lizynie 4. (H3K4me3) i odpowiadających występowaniu promotorów genów aktywnych transkrypcyjnie [11,20,100]. Chociaż białka TET mogą być O-GlcNAcylowane, modyfikacja nie wpływa na ich aktywność katalityczną [11,20,42]. Interakcje z OGT mogą jednak stabilizować białko Tet1 [92] oraz wpływać na jądrowe umiejscowienie Tet3 [115]. Białka TET odgrywają podstawową rolę w rekrutacji OGT do chromatyny dzięki czemu może ona modyfikować histony (ryc. 3B). Chen i wsp. wykazali, że w mysich komórkach embrionalnych mESC białko Tet2 jest konieczne, aby OGT mogła modyfikować histon H2B na serynie 112 [11]. Modyfikacja na reszcie seryny 112 ułatwia kolejną modyfikację H2B, tj. ubikwitynylację reszty lizyny 120. OGT w kompleksie z białkami TET O-GlcNAcyluje także czynnik transkrypcyjny HCF1 (host cell factor 1) i przyczynia się do stabilizacji kompleksu Set1/COMPASS zawierającego metylotransferazę MLL (mixed-lineage leukemia), który łączy się z H2BK120 i odpowiada za trimetylację H3K4 [18,20,28].

Wydaje się więc, że udział białek TET w regulacji aktywności genów wykracza poza ich rolę w demetylacji. Mogą one wpływać na modyfikacje histonów przez rekrutowanie swoistych białek do chromatyny. Istnieją również doniesienia sugerujące, że 5-hmC jest modyfikacją epigenetyczną per se, pełniącą odrębną rolę od 5-mC, która może być rozpoznawana przez swoiste białka wpływające na strukturę i funkcję genomu. Jednym z bia- łek, które mogą rozpoznawać 5-hmC jest białko MeCP2 [26,67,95].

Ekspresja TETi poziom 5-hmC w nowotworach

Nowotwory układu krwiotwórczego

Pierwsze sugestie dotyczące możliwości udziału białek TET w procesie karcynogenezy pojawiły się po odkryciu białka TET1, jako fuzyjnego partnera białka MLL u  pacjentów z  ostrą białaczką szpikową (AML, acute myeloid leukemia) będących nosicielami translokacji t(10;11)(q22;q23) [62]. Późniejsze badania wykazały jednak, że to nie TET1, ale TET2 jest genem najczęściej ulegającym mutacjom w białaczkach [72]. Wiele mutacji tego genu stwierdzono w nowotworach mieloproliferacyjnych (MPN, myeloproliferative neoplasms), zespołach mielodysplastycznych (MDS, myelodysplastic syndrome) oraz przewlekłej białaczce monocytowej (CMML, chronic myelomonocytic leukemia) i przewlekłej białaczce szpikowej (CML, chronic myeloid leukemia) [2,3,19,45,72,85]. Występowanie mutacji jest szczególnie częste w przypadku CMML (30-50%) oraz w angioimmunoblastycznym chłoniaku z komórek T (50-80%) (AITL, angioimmunoblastic T-cell lymphoma) [72]. Somatyczne delecje i mutacje inaktywujące TET2 zostały również stwierdzone w 4-13% MPN, 20-25 % MDS i 7-23% AML [18].

Przeprowadzono wiele badań dotyczących zależności między poziomem 5-hmC a mutacjami i ekspresją TET w nowotworach układu krwiotwórczego. Figueora i wsp stwierdzili, że u  pacjentów z  AML, u  których wystę- pują mutacje TET2 stężenie 5-hmC w DNA jest obniżone, a 5-mC podwyższone [24]. Podobnie mutacje TET2 obni- żają stężenie 5-hmC i podwyższają 5-mC w CMML [83] oraz u  pacjentów z  MDS [59]. To może wskazywać na decydującą rolę TET2 w utrzymaniu modyfikacji DNA. Ko i wsp. również sugerują udział TET2 w tumorogenezie związanej z układem krwiotwórczym, jednak ich badania wskazują, że małe stężenie 5-hmC nie zawsze jest zwią- zany z mutacjami TET2 i występuje również u pacjentów bez mutacji w genie TET2 [49]. Badania wskazują, że niski poziom 5-hmC może wynikać również z innych przyczyn, np. mutacji w genie IDH1, który koduje dehydrogenazę izocytrynianową, enzym przekształcający izocytrynian do α-ketoglutaranu. Mutacje w genach IDH1 i IDH2 są dość często obserwowane w białaczkach [1,15,24,65,66,81]. Pollyea i wsp. wykazali, że mutacje IDH u pacjentów z AML wiążą się ze wzrostem stężenia 2-hydroksyglutaranu, który hamuje aktywność TET2 i obniża poziom 5-hmC [84]. Również inne czynniki mogą wpływać na poziom 5-hmC. Najnowsze badania wskazują, że WT1, produkt białkowy genu supresorowego WT1 (Wilms tumor suppressor gene 1), wchodzi w interakcje z TET2 i TET3 i bierze udział w regulacji poziomu 5-hmC. Stwierdzono, że nadekspresja WT1 prowadzi do wzrostu poziomu 5-hmC, a wyciszenie ekspresji do spadku [87].

W celu dokładnego określenia roli TET2 w powstawaniu nowotworów układu krwiotwórczego przeprowadzono badania z  wykorzystaniem mutantów mysich z wyłączoną ekspresją genu Tet2 [39,49,55]. Zaobserwowano, że u myszy z defektem genu Tet2 wzrasta proliferacja hematopoetycznych komórek progenitorowych w szpiku kostnym oraz dochodzi do przesunięcia ich różnicowania w kierunku powstawania linii mielomonocytowej. Jednak delecja samego Tet2 okazała się niewystarczająca do rozwoju nowotworów, co wskazuje, że potrzebne są dodatkowe mutacje w innym genie lub kilku genach [39,49,55].

Guzy lite

Spośród wszystkich tkanek i narządów najwyższe stężenie hydroksymetylocytozyny stwierdza się w mózgu [102]. Stwierdzono znaczne obniżenie stężenia 5-hmC w guzach mózgu w porównaniu z tkanką prawidłową [50]. Obniżenie stężenia 5-hmC jest szczególnie wyraźne w glejakach bardziej zaawansowanych o wysokim stopniu złośliwości [78]. U pacjentów ze złośliwymi glejakami stwierdzono zależność między spadkiem stężenia 5-hmC a skróconym czasem przeżycia [78]. Ponieważ mutacje w genie IDH1 są dosyć częste w glejakach [80,110], sprawdzono czy istnieje zależność między tymi mutacjami a poziomem 5-hmC. Wyniki okazały się jednak niejednoznaczne. W wielu pracach stwierdzono, że nie ma róż- nic w poziomie 5-hmC w glejakach charakteryzujących się mutacją IDH1 w porównaniu z glejakami bez mutacji w tym genie [46,70,78]. Również w glejaku wielopostaciowym nie potwierdzono takiej zależności. Stwierdzono natomiast, że taka zależność istnieje w przypadku gwiaź- dziaka rozlanego i anaplastycznego [60]. Badania glejaków sugerują korelację między poziomem 5-hmC a TET1 i jego jądrowym umiejscowieniem. Zaobserwowano, że 70% glejaków niewykazujących obecności 5-hmC charakteryzuje się brakiem wykrywalnego poziomu TET1 lub tylko jego cytoplazmatyczną ekspresją [70].

Obniżenie stężenia 5-hmC jest również charakterystyczne dla wielu innych nowotworów, np. piersi, jelita grubego, wątroby, płuc, stercza, trzustki [21,32,46,58,103,111]. Wyniki wielu badań sugerują, iż spadek ten jest skorelowany ze zmniejszonym poziomem ekspresji genów TET, szczególnie TET1 [21,52,58,103]. W raku żołądka oprócz obniżenia ekspresji TET1, stwierdzono również obniżenie ekspresji TET2, TET3, TDG i IDH2, ale tylko w przypadku TET1, obserwowano pozytywną korelację z poziomem 5-hmC [21]. Obniżona ekspresja genów TET (szczególnie TET2) oraz IDH2 wydaje się głównym mechanizmem odpowiedzialnym za spadek poziomu 5-hmC w czerniaku [56]. Zupełnie odmienne rezultaty uzyskano jednak w  przypadku nowotworu łagodnego macicy – mięśniaka gładkokomórkowego. Ekspresja TET1 i TET3 zarówno na poziomie mRNA, jak i białka była wyższa w tkance zmienionej nowotworowo w porównaniu z tkanką prawidłową. Z podwyższonym poziomem TET korelował wzrost poziomu 5-hmC [73].

Białka TETjako supresory nowotworów

To, że w wielu nowotworach geny TET ulegają mutacjom lub ich ekspresja jest obniżona wskazuje, że mogą one pełnić rolę genów supresorowych (ryc. 4). Wyniki kilku badań wydają się potwierdzać tę hipotezę [56,94,96]. Hsu i wsp wykorzystując przeszczepy ludzkich komórek raka piersi lub stercza implantowane myszom pozbawionym grasicy stwierdzili, że obniżona ekspresja TET1 wiąże się ze wzrostem guza oraz zdolnością komórek do inwazji i  przerzutowania [38]. Analiza materiału klinicznego pacjentów z nowotworem piersi wykazała, że obniżony poziom mRNA TET1 koreluje ze wzrostem zaawansowania nowotworu i  niekorzystnym rokowaniem dla pacjenta [38]. Autorzy wykazali także, że TET1 hamuje inwazyjność komórek nowotworowych wpływając na zwiększenie ekspresji genów kodujących tkankowe inhibitory mataloproteinaz (TIMP, tissue inhibitors of metaloproteinase) przez zmniejszenie metylacji DNA. Białka TIMP zmniejszają aktywność metaloproteinaz, które degradując macierz zewnątrzkomórkową przyczyniają się do inwazji komórek nowotworowych [38]. Neri i wsp. sugerują, że TET1 hamuje rozwój raka jelita grubego przez derepresję inhibitorów szlaku WNT [74]. TET1 wiąże się z promotorem genów DDK (Dickkopf WNT signaling pathway inhibitor), które kodują inhibitory szlaku WNT i powoduje ich hipometylację. Spadek ekspresji TET1, który występuje podczas inicjacji karcynogenezy jelita grubego powoduje represję tych genów przez ich metylację, co prowadzi do konstytutywnej aktywacji szlaku WNT [74].

Zahamowanie demetylacji DNA na skutek utraty ekspresji TET1 to główny element zależnej od onkogenu KRAS (Kirsten rat sarcoma viral oncogene) transformacji komórek nienowotworowych linii NIH3T3 [106]. Ekspresja TET1 jest hamowana przez szlak sygnałowy KRAS/ ERK, dochodzi do obniżenia poziomu 5-hmC oraz wzrostu 5-mC w obrębie niektórych genów, np. genu kodującego kinazę białkowa DAPK (death-associated protein kinase), genu kodującego metylotransferazę metyloguaninową MGMT (O6-methylguanine DNA methyltransferase), genu kodującego dioksygenazę DUOX1 (dual dioxidase 1) [106]. Fu i wsp. stwierdzili, że nadekspresja TET1 w komórkach raka żołądka linii MGC-803 powoduje spadek ekspresji EZH2, onkogenu odpowiedzialnego za progresję procesu nowotworzenia oraz zwiększa wytwarzanie białka p53, pełniącego funkcję supresora nowotworów [27]. Innym genem, na którego ekspresję mają wpływ białka TET jest LZTS1 (leucine zipper, putative tumor suppressor 1) – supresor nowotworzenia, którego represję obserwuje się w wielu typach komórek zmienionych nowotworowo [8,10,47,76,99,103]. Jego brak jest powiązany z przerzutowaniem do węzłów chłonnych oraz skróconym czasem przeżycia chorych na raka piersi [101]. Odnotowano spadek ekspresji LZTS1 u pacjentek z rakiem piersi w porównaniu z osobami zdrowymi, czemu towarzyszyło zmniejszenie ekspresji TET1 oraz niższy poziom 5-hmC w locus genu LZTS1 [103].

Ekspresja genów TET może być regulowana przez działanie mikroRNA (miRNA; miR), które swoiście inaktywują mRNA i tym samym przyczyniają się do zmniejszenia ilości kodowanego przez nie białka. U pacjentów z ostrą białaczką szpikową (AML) i bez mutacji w genie TET2, odnotowano wzrost ekspresji miR-125, miR-101, miR- 29, miR-26 i miR-7 czemu towarzyszył spadek poziomu 5-hmC oraz ekspresji wszystkich genów TET, a zwłaszcza TET2 [12]. Podobną zależność między ekspresją określonych miRNA a ekspresją TET zauważono w innych typach nowotworów. W komórkach czerniaka miR-767 obniża ekspresję TET1 i TET3 [61], a w raku wątrobowokomórkowym miR-29 wpływa negatywnie na ekspresję TET1 [57].

Istnieją również doniesienia, że białka TET mogą regulować ekspresję niektórych miRNA. Do takich miRNA należy miR-200, którego funkcją jest hamowanie ekspreji głównych czynników biorących udział w przejściu epitelialno-mezenchymalnym. MiR-200 jest antagonistą proonkogennego miR-22, którego zwiększoną ekspresję obserwuje się w komórkach białaczkowych [93] i komórkach raka piersi [94]. Wzrost stężenia miR-22 w komórkach raka piersi powoduje spadek ekspresji TET, co prowadzi do wzrostu metylacji regionu promotorowego i obniża ekspresję miR-200. Skutkiem obniżenia ekspresji miR-200 jest zwiększenie zdolności komórek nowotworowych do przerzutowania [93,94].

Na aktywność TET1 w komórkach ma wpływ czynnik remodelujący chromatynę HMGA2 (high mobility group AT-hook2). Czynnik ten cechuje się niewielką ekspresją w komórkach somatycznych, natomiast wysoką w przypadku komórek ESC oraz komórek nowotworowych. HMG2 zmniejsza ekspresję TET1 oraz niektórych genów homeotycznych (HOXA7 i HOXA9), co prowadzi do zwiększenia ekspresji genów zaangażowanych w proces nowotworzenia. Wyciszenie HMGA2 w komórkach raka piersi powoduje wzrost ekspresji TET1 i HOXA7/9, zmniejszając zdolność komórek nowotworowych do wzrostu i przerzutowania [96].

Uwagi końcowe

Badanie mechanizmów związanych z  utrzymaniem prawidłowego wzoru modyfikacji epigenetycznych ma ogromne znaczenie dla pełnego zrozumienia mechanizmu procesu transformacji nowotworowej. Wyniki wielu badań potwierdziły znaczącą rolę białek TET w demetylacji DNA i ich związek ze zmianami wzoru metylacji DNA w nowotworach. Jednak udział TET w regulacji ekspresji genów nie ogranicza się tylko do ich katalitycznej aktywności. Represja lub aktywacja wielu genów może zależeć od interakcji TET z  białkami wchodzą- cymi w skład różnych kompleksów odpowiedzialnych za modyfikacje histonów oraz remodelowanie chromatyny. Biorąc pod uwagę liczne doniesienia sugerujące rolę TET w procesie powstawania i progresji nowotworów poznanie tych interakcji jest bardzo ważne ze względu na moż- liwość stworzenia nowych celów dla epigenetycznych terapii przeciwnowotworowych.

Przypisy

• 1. Abbas S., Lugthart S., Kavelaars F.G., Schelen A., Koenders J.E.,Zeilemaker A., van Putten W.J., Rijneveld A.W., Löwenberg B., ValkP.J.: Acquired mutations in the genes encoding IDH1 and IDH2 bothare recurrent aberrations in acute myeloid leukemia: prevalenceand prognostic value. Blood, 2010; 116: 2122-2126
  Google Scholar
• 2. Abdel-Wahab O., Mullally A, Hedvat C., Garcia-Manero G., PatelJ., Wadleigh M., Malinge S., Yao J, Kilpivaara O., Bhat R., HubermanK., Thomas S., Dolgalev I., Heguy A., Paietta E. i wsp.: Genetic characterizationof TET1, TET2, and TET3 alterations in myeloid malignancies.Blood, 2009; 114: 144-147
  Google Scholar
• 3. Bacher U., Haferlach C., Schnittger S., Kohlmann A., Kern W.,Haferlach T.: Mutations of the TET2 and CBL genes: novel molecularmarkers in myeloid malignancies. Ann. Hematol., 2010; 89: 643-652
  Google Scholar
• 4. Bhutani N., Burns D.M., Blau H.M.: DNA demethylation dynamics.Cell, 2011; 146: 866-872
  Google Scholar
• 5. Blaschke K., Ebata K.T., Karimi M.M., Zepeda-Martínez J.A., GoyalP., Mahapatra S., Tam A., Laird D.J., Hirst M., Rao A., Lorincz M.C., Ramalho-SantosM.: Vitamin C induces Tet-dependent DNA demethylationand a blastocyst-like state in ES cells. Nature, 2013; 500: 222-226
  Google Scholar
• 6. Booth M.J., Branco M.R., Ficz G., Oxley D., Krueger F., Reik W.,Balasubramanian S.: Quantitative sequencing of 5-methylcytosineand 5-hydroxymethylcytosine at single-base resolution. Science,2012; 336: 934-937
  Google Scholar
• 7. Butkinaree C., Park K., Hart G.W.: O-linked β-N-acetylglucosamine(O-GlcNAc): extensive crosstalk with phosphorylation to regulatesignaling and transcription in response to nutrients and stress. Biochim.Biophys. Acta, 2010; 1800: 96-106
  Google Scholar
• 8. Califano D., Pignata S., Pisano C., Greggi S., Laurelli G., Losito N.S.,Ottaiano A., Gallipoli A., Pasquinelli R., De Simone V., Cirombella R.,Fusco A., Chiappetta G.: FEZ1/LZTS1 protein expression in ovariancancer. J. Cell. Physiol., 2010; 222: 382-386
  Google Scholar
• 9. Cartron P.F., Nadaradjane A., Lepape F., Lalier L., Gardie B., ValletteF.M.: Identification of TET1 partners that control its DNA-demethylatingfunction. Genes Cancer, 2013; 4: 235-241
  Google Scholar
• 10. Chen L., Zhu Z., Sun X., Dong X.Y., Wei J., Gu F., Sun Y.L., Zhou J.,Dong J.T., Fu L.: Down-regulation of tumor suppressor gene FEZ1/LZTS1 in breast carcinoma involves promoter methylation and associateswith metastasis. Breast Cancer Res. Treat., 2009; 116: 471-478
  Google Scholar
• 11. Chen Q., Chen Y., Bian C., Fujiki R., Yu X.: TET2 promotes histoneO-GlcNAcylation during gene transcription. Nature, 2013; 493:561-564
  Google Scholar
• 12. Cheng J., Guo S., Chen S., Mastriano S.J., Liu C., D’Alessio A.C., HysolliE., Guo Y., Yao H., Megyola C.M., Li D., Liu J., Pan W., Roden C.A.,Zhou X.L. i wsp.: An extensive network of TET2-targeting microRNAsregulates malignant hematopoiesis. Cell Rep., 2013; 5: 471-481
  Google Scholar
• 13. Chotirat S., Thongnoppakhun W., Wanachiwanawin W., AuewarakulC.U.: Acquired somatic mutations of isocitrate dehydrogenases 1 and 2 (IDH1 and IDH2) in preleukemic disorders. Blood CellsMol. Dis., 2015; 54: 286-291
  Google Scholar
• 14. Cortellino S., Xu J., Sannai M., Moore R., Caretti E., Cigliano A.,Le Coz M., Devarajan K., Wessels A., Soprano D., Abramowitz L.K.,Bartolomei M.S., Rambow F., Bassi M.R., Bruno T. i wsp.: ThymineDNA glycosylase is essential for active DNA demethylation by linkeddeamination-base excision repair. Cell, 2011; 146: 67-79
  Google Scholar
• 15. Dang L., Jin S., Su S.M.: IDH mutations in glioma and acute myeloidleukemia. Trends Mol. Med., 2010; 16: 387-397
  Google Scholar
• 16. Dawson M.A., Kouzarides T.: Cancer epigenetics: from mechanismto therapy. Cell, 2012; 150: 12-27
  Google Scholar
• 17. de Queiroz R.M., Carvalho E., Dias W.B.: O-GlcNAcylation: thesweet side of the cancer. Front. Oncol., 2014; 4: 132
  Google Scholar
• 18. Delatte B., Fuks F.: TET proteins: on the frenetic hunt for newcytosine modifications. Brief. Funct. Genomics, 2013; 12: 191-204
  Google Scholar
• 19. Delhommeau F., Dupont S., Della Valle V., James C., Trannoy S.,Massé A., Kosmider O., Le Couedic J.P., Robert F., Alberdi A., LécluseY., Plo I., Dreyfus F.J., Marzac C., Casadevall N. i wsp.: Mutation in TET2in myeloid cancers. N. Engl. J. Med., 2009; 360: 2289-2301
  Google Scholar
• 20. Deplus R., Delatte B., Schwinn M.K., Defrance M., Méndez J.,Murphy N., Dawson M.A., Volkmar M., Putmans P., Calonne E., ShihA.H., Levine R.L., Bernard O., Mercher T., Solary E. i wsp.: TET2 andTET3 regulate GlcNAcylation and H3K4 methylation through OGTand SET1/COMPASS. EMBO J., 2013; 32: 645-655
  Google Scholar
• 21. Du C., Kurabe N., Matsushima Y., Suzuki M., Kahyo T., OhnishiI., Tanioka F., Tajima S., Goto M., Yamada H., Tao H., Shinmura K.,Konno H., Sugimura H.: Robust quantitative assessments of cytosinemodifications and changes in the expressions of related enzymes ingastric cancer. Gastric Cancer, 2015; 18: 516-525
  Google Scholar
• 22. Fardini Y., Dehennaut V., Lefebvre T., Issad T.: O-GlcNAcylation:a new cancer hallmark? Front. Endocrinol., 2013; 4: 99
  Google Scholar
• 23. Ficz G., Branco M.R., Seisenberger S., Santos F., Krueger F., HoreT.A., Marques C.J., Andrews S., Reik W.: Dynamic regulation of 5-hydroxymethylcytosinein mouse ES cells and during differentiation.Nature, 2011; 473: 398-402
  Google Scholar
• 24. Figueroa M.E., Abdel-Wahab O., Lu C., Ward P.S., Patel J., Shih A.,Li Y., Bhagwat N., Vasanthakumar A., Fernandez H.F., Tallman M.S.,Sun Z., Wolniak K., Peeters J.K., Liu W. i wsp.: Leukemic IDH1 andIDH2 mutations result in a hypermethylation phenotype, disruptTET2 function, and impair hematopoietic differentiation. CancerCell, 2010; 18: 553-567
  Google Scholar
• 25. Fong J.J., Nguyen B.L., Bridger R., Medrano E.E., Wells L., Pan S.,Sifers R.N.: β-N-Acetylglucosamine (O-GlcNAc) is a novel regulatorof mitosis-specific phosphorylations on histone H3. J. Biol. Chem.,2012; 287: 12195-12203
  Google Scholar
• 26. Frauer C., Hoffmann T., Bultmann S., Casa V., Cardoso M.C., Antes I., Leonhardt H.: Recognition of 5-hydroxymethylcytosine by theUhrf1 SRA domain. PLoS One, 2011; 6: e21306
  Google Scholar
• 27. Fu H.L., Ma Y., Lu L.G., Hou P., Li B.J., Jin W.L., Cui D.X.: TET1 exertsits tumor suppressor function by interacting with p53-EZH2 pathwayin gastric cancer. J. Biomed. Nanotechnol., 2014; 10: 1217-1230
  Google Scholar
• 28. Fujiki R., Hashiba W., Sekine H., Yokoyama A., Chikanishi T., ItoS., Imai Y., Kim J., He H.H., Igarashi K., Kanno J., Ohtake F., KitagawaH., Roeder R.G., Brown M. i wsp.: GlcNAcylation of histone H2B facilitatesits monoubiquitination. Nature, 2011; 480: 557-560
  Google Scholar
• 29. Globisch D., Münzel M., Müller M., Michalakis S., Wagner M.,Koch S., Brückl T., Biel M., Carell T.: Tissue distribution of 5-hydroxymethylcytosineand search for active demethylation intermediates.PLoS One, 2010; 5: e15367
  Google Scholar
• 30. Guo J.U., Su Y., Zhong C., Ming G.L., Song H.: Hydroxylation of5-methylcytosine by TET1 promotes active DNA demethylation inthe adult brain. Cell, 2011; 145: 423-434
  Google Scholar
• 31. Gutierrez-Arcelus M., Lappalainen T., Montgomery S.B., Buil A.,Ongen H., Yurovsky A., Bryois J., Giger T., Romano L., Planchon A.,Falconnet E., Bielser D., Gagnebin M., Padioleau I., Borel C. i wsp.:Passive and active DNA methylation and the interplay with geneticvariation in gene regulation. Elife, 2013; 2: e00523
  Google Scholar
• 32. Haffner M.C., Chaux A., Meeker A.K., Esopi D.M., Gerber J., PellakuruL.G., Toubaji A., Argani P., Iacobuzio-Donahue C., Nelson W.G.,Netto G.J., De Marzo A.M., Yegnasubramanian S.: Global 5-hydroxymethylcytosinecontent is significantly reduced in tissue stem/progenitor cell compartments and in human cancers. Oncotarget,2011; 2: 627-637
  Google Scholar
• 33. Hanover J.A., Krause M.W., Love D.C.: The hexosamine signalingpathway: O-GlcNAc cycling in feast or famine. Biochim. Biophys.Acta, 2010; 1800: 80-95
  Google Scholar
• 34. Hart G.W., Slawson C., Ramirez-Correa G., Lagerlof O.: Cross talkbetween O-GlcNAcylation and phosphorylation: roles in signaling,transcription, and chronic disease. Annu. Rev. Biochem., 2011; 80:825-858
  Google Scholar
• 35. Hashimoto H., Liu Y., Upadhyay A.K., Chang Y., Howerton S.B.,Vertino P.M., Zhang X., Cheng X.: Recognition and potential mechanismsfor replication and erasure of cytosine hydroxymethylation.Nucleic Acids Res., 2012; 40: 4841-4849
  Google Scholar
• 36. Hashimoto H., Zhang X., Cheng X.: Excision of thymine and 5-hydroxymethyluracilby the MBD4 DNA glycosylase domain: structuralbasis and implications for active DNA demethylation. Nucleic AcidsRes., 2012; 40: 8276-8284
  Google Scholar
• 37. He Y.F., Li B.Z., Li Z., Liu P., Wang Y., Tang Q., Ding J., Jia Y., ChenZ., Li L., Sun Y., Li X., Dai Q., Song C.X., Zhang K. i wsp.: Tet-mediatedformation of 5-carboxylcytosine and its excision by TDG in mammalianDNA. Science, 2011; 333: 1303-1307
  Google Scholar
• 38. Hsu C.H., Peng K.L., Kang M.L., Chen Y.R., Yang Y.C., Tsai C.H., ChuC.S., Jeng Y.M., Chen Y.T., Lin F.M., Huang H.D., Lu Y.Y., Teng Y.C., LinS.T., Lin R.K. i wsp.: TET1 suppresses cancer invasion by activatingthe tissue inhibitors of metalloproteinases. Cell Rep., 2012; 2: 568-579
  Google Scholar
• 39. Huang Y., Chavez L., Chang X., Wang X., Pastor W.A., Kang J.,Zepeda-Martínez J.A., Pape U.J., Jacobsen S.E., Peters B., Rao A.: Distinctroles of the methylcytosine oxidases Tet1 and Tet2 in mouseembryonic stem cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2014; 111: 1361-1366
  Google Scholar
• 40. Huang Y., Rao A.: Connections between TET proteins and aberrantDNA modification in cancer. Trends Genet., 2014; 30: 464-474
  Google Scholar
• 41. Iqbal K., Jin S.G., Pfeifer G.P., Szabó P.E.: Reprogramming of thepaternal genome upon fertilization involves genome-wide oxidationof 5-methylcytosine. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2011; 108: 3642-3647
  Google Scholar
• 42. Ito R., Katsura S., Shimada H., Tsuchiya H., Hada M., OkumuraT., Sugawara A., Yokoyama A.: TET3-OGT interaction increases thestability and the presence of OGT in chromatin. Genes Cells, 2014;19: 52-65
  Google Scholar
• 43. Ito S., D’Alessio A.C., Taranova O.V., Hong K., Sowers L.C., ZhangY.: Role of Tet proteins in 5mC to 5hmC conversion, ES-cell self-renewaland inner cell mass specification. Nature, 2010; 466: 1129-1133
  Google Scholar
• 44. Ito S., Shen L., Dai Q., Wu S.C., Collins L.B., Swenberg J.A., HeC., Zhang Y.: Tet proteins can convert 5-methylcytosine to 5-formylcytosineand 5-carboxylcytosine. Science, 2011; 333: 1300-1303
  Google Scholar
• 45. Jankowska A.M., Szpurka H., Tiu R.V., Makishima H., Afable M.,Huh J., O’Keefe C.L., Ganetzky R., McDevitt M.A., Maciejewski J.P.: Lossof heterozygosity 4q24 and TET2 mutations associated with myelodysplastic/myeloproliferativeneoplasms. Blood, 2009; 113: 6403-6410
  Google Scholar
• 46. Jin S.G., Jiang Y., Qiu R., Rauch T.A., Wang Y., Schackert G., KrexD., Lu Q., Pfeifer G.P.: 5-Hydroxymethylcytosine is strongly depletedin human cancers but its levels do not correlate with IDH1 mutations.Cancer Res., 2011; 71: 7360-7365
  Google Scholar
• 47. Knowles M.A., Aveyard J.S., Taylor C.F., Harnden P., Bass S.: Mutationanalysis of the 8p candidate tumour suppressor genes DBC2(RHOBTB2) and LZTS1 in bladder cancer. Cancer Lett., 2005; 225:121-130
  Google Scholar
• 48. Ko M., Bandukwala H.S., An J., Lamperti E.D., Thompson E.C.,Hastie R., Tsangaratou A., Rajewsky K., Koralov S.B., Rao A.: Ten–Eleven-Translocation 2 (TET2) negatively regulates homeostasisand differentiation of hematopoietic stem cells in mice. Proc. Natl.Acad. Sci. USA, 2011; 108: 14566-14571
  Google Scholar
• 49. Ko M., Huang Y., Jankowska A.M., Pape U.J., Tahiliani M., BandukwalaH.S., An J., Lamperti E.D., Koh K.P., Ganetzky R., Liu X.S.,Aravind L., Agarwal S., Maciejewski J.P., Rao A.: Impaired hydroxylationof 5-methylcytosine in myeloid cancers with mutant TET2.Nature, 2010; 468: 839-843
  Google Scholar
• 50. Kraus T.F., Globisch D., Wagner M., Eigenbrod S., Widmann D.,Münzel M., Müller M., Pfaffeneder T., Hackner B., Feiden W., SchüllerU., Carell T., Kretzschmar H.A.: Low values of 5-hydroxymethylcytosine(5hmC), the “sixth base,” are associated with anaplasia inhuman brain tumors. Int. J. Cancer, 2012; 131: 1577-1590
  Google Scholar
• 51. Kriaucionis S., Heintz N.: The nuclear DNA base 5-hydroxymethylcytosineis present in Purkinje neurons and the brain. Science,2009; 324: 929-930
  Google Scholar
• 52. Kudo Y., Tateishi K., Yamamoto K., Yamamoto S., Asaoka Y., IjichiH., Nagae G., Yoshida H., Aburatani H., Koike K.: Loss of 5-hydroxymethylcytosineis accompanied with malignant cellular transformation.Cancer Sci., 2012; 103: 670-676
  Google Scholar
• 53. Langemeijer S.M., Aslanyan M.G., Jansen J.H.: TET proteins inmalignant hematopoiesis. Cell Cycle, 2009; 8: 4044-4048
  Google Scholar
• 54. Li W., Liu M.: Distribution of 5-hydroxymethylcytosine in differenthuman tissues. J. Nucleic Acids, 2011; 2011: 870726
  Google Scholar
• 55. Li Z., Cai X., Cai C.L., Wang J., Zhang W., Petersen B.E., Yang F.C.,Xu M.: Deletion of Tet2 in mice leads to dysregulated hematopoieticstem cells and subsequent development of myeloid malignancies.Blood, 2011; 118: 4509-4518
  Google Scholar
• 56. Lian C.G., Xu Y., Ceol C., Wu F., Larson A., Dresser K., Xu W., TanL., Hu Y., Zhan Q., Lee C.W., Hu D., Lian B.Q., Kleffel S., Yang Y. i wsp.:Loss of 5-hydroxymethylcytosine is an epigenetic hallmark of melanoma.Cell, 2012; 150: 1135-1146
  Google Scholar
• 57. Lin L.L., Wang W., Hu Z., Wang L.W., Chang J., Qian H.: Negativefeedback of miR-29 family TET1 involves in hepatocellular cancer.Med. Oncol., 2014; 31: 291
  Google Scholar
• 58. Liu C., Liu L., Chen X., Shen J., Shan J., Xu Y., Yang Z., Wu L., XiaF., Bie P., Cui Y., Bian X.W., Qian C.: Decrease of 5-hydroxymethylcytosineis associated with progression of hepatocellular carcinomathrough downregulation of TET1. PLoS One, 2013; 8: e62828
  Google Scholar
• 59. Liu X., Zhang G., Yi Y., Xiao L., Pei M., Liu S., Luo Y., Zhong H., XuY., Zheng W., Shen J.: Decreased 5-hydroxymethylcytosine levels areassociated with TET2 mutation and unfavorable overall survival inmyelodysplastic syndromes. Leuk. Lymphoma, 2013; 54: 2466-2473
  Google Scholar
• 60. Liu Y., Jiang W., Liu J., Zhao S., Xiong J., Mao Y., Wang Y.: IDH1mutations inhibit multiple α-ketoglutarate-dependent dioxygenaseactivities in astroglioma. J. Neurooncol., 2012; 109: 253-260
  Google Scholar
• 61. Loriot A., Van Tongelen A., Blanco J., Klaessens S., Cannuyer J.,van Baren N., Decottignies A., De Smet C.: A novel cancer-germlinetranscript carrying pro-metastatic miR-105 and TET-targetingmiR-767 induced by DNA hypomethylation in tumors. Epigenetics,2014; 9: 1163-1171
  Google Scholar
• 62. Lorsbach R.B., Moore J., Mathew S., Raimondi S.C., Mukatira S.T.,Downing J.R.: TET1, a member of a novel protein family, is fused toMLL in acute myeloid leukemia containing the t(10;11)(q22;q23).Leukemia, 2003; 17: 637-641
  Google Scholar
• 63. Ma Z., Vosseller K.: O-GlcNAc in cancer biology. Amino Acids,2013; 45: 719-733
  Google Scholar
• 64. Maiti A., Drohat A.C.: Thymine DNA glycosylase can rapidlyexcise 5-formylcytosine and 5-carboxylcytosine: potential implicationsfor active demethylation of CpG sites. J. Biol. Chem., 2011;286: 35334-35338
  Google Scholar
• 65. Marcucci G., Maharry K., Wu Y.Z., Radmacher M.D., Mrózek K.,Margeson D., Holland K.B., Whitman S.P., Becker H., Schwind S., MetzelerK.H., Powell B.L., Carter T.H., Kolitz J.E., Wetzler M. i wsp.: IDH1and IDH2 gene mutations identify novel molecular subsets within denovo cytogenetically normal acute myeloid leukemia: a Cancer andLeukemia Group B study. J. Clin. Oncol., 2010; 28: 2348-2355
  Google Scholar
• 66. McKenney A.S., Levine R.L.: Isocitrate dehydrogenase mutationsin leukemia. J. Clin. Invest., 2013; 123: 3672-3677
  Google Scholar
• 67. Mellén M., Ayata P., Dewell S., Kriaucionis S., Heintz N.: MeCP2binds to 5hmC enriched within active genes and accessible chromatinin the nervous system. Cell, 2012; 151: 1417-1430
  Google Scholar
• 68. Minor E.A., Court B.L., Young J.I., Wang G.: Ascorbate inducesten-eleven translocation (Tet) methylcytosine dioxygenase-mediatedgeneration of 5-hydroxymethylcytosine. J. Biol. Chem., 2013;288: 13669-13674
  Google Scholar
• 69. Mohr F., Döhner K., Buske C., Rawat V.P.: TET genes: new playersin DNA demethylation and important determinants for stemness.Exp. Hematol., 2011; 39: 272-281
  Google Scholar
• 70. Müller T., Gessi M., Waha A., Isselstein L.J., Luxen D., Freihoff D.,Freihoff J., Becker A., Simon M., Hammes J., Denkhaus D., zur MühlenA., Pietsch T., Waha A.: Nuclear exclusion of TET1 is associated withloss of 5-hydroxymethylcytosine in IDH1 wild-type gliomas. Am. J.Pathol., 2012; 181: 675-683
  Google Scholar
• 71. Müller U., Bauer C., Siegl M., Rottach A., Leonhardt H.: TET-mediatedoxidation of methylcytosine causes TDG or NEIL glycosylasedependent gene reactivation. Nucleic Acids Res., 2014; 42: 8592-8604
  Google Scholar
• 72. Nakajima H., Kunimoto H.: TET2 as an epigenetic master regulatorfor normal and malignant hematopoiesis. Cancer Sci., 2014;105: 1093-1099
  Google Scholar
• 73. Navarro A., Yin P., Ono M., Monsivais D., Moravek M.B., CoonJ.S.5th, Dyson M.T., Wei J.J., Bulun S.E.: 5-Hydroxymethylcytosinepromotes proliferation of human uterine leiomyoma: a biologicallink to a new epigenetic modification in benign tumors. J. Clin. Endocrinol.Metab., 2014; 99: E2437-E2445
  Google Scholar
• 74. Neri F., Dettori D., Incarnato D., Krepelova A., Rapelli S., MaldottiM., Parlato C., Paliogiannis P., Oliviero S.: TET1 is a tumour suppressorthat inhibits colon cancer growth by derepressing inhibitors ofthe WNT pathway. Oncogene, 2015; 34: 4168-4176
  Google Scholar
• 75. Niehrs C., Schäfer A.: Active DNA demethylation by Gadd45 andDNA repair. Trends Cell Biol., 2012; 22: 220-227
  Google Scholar
• 76. Nonaka D., Fabbri A., Roz L., Mariani L., Vecchione A., MooreG.W., Tavecchio L., Croce C.M., Sozzi G.: Reduced FEZ1/LZTS1 expressionand outcome prediction in lung cancer. Cancer Res., 2005;65: 1207-1212
  Google Scholar
• 77. Ooi S.K., O’Donnell A.H., Bestor T.H.: Mammalian cytosine methylation at a glance. J. Cell Sci., 2009; 122: 2787-2791
  Google Scholar
• 78. Orr B.A., Haffner M.C., Nelson W.G., Yegnasubramanian S., EberhartC.G.: Decreased 5-hydroxymethylcytosine is associated withneural progenitor phenotype in normal brain and shorter survivalin malignant glioma. PLoS One, 2012; 7: e41036
  Google Scholar
• 79. Ozcan S., Andrali S.S., Cantrell J.E.: Modulation of transcriptionfactor function by O-GlcNAc modification. Biochim. Biophys. Acta,2010; 1799: 353-364
  Google Scholar
• 80. Parsons D.W., Jones S., Zhang X., Lin J.C., Leary R.J., Angenendt P.,Mankoo P., Carter H., Siu I.M., Gallia G.L., Olivi A., McLendon R., RasheedB.A., Keir S., Nikolskaya T. i wsp.: An integrated genomic analysisof human glioblastoma multiforme. Science, 2008; 321: 1807-1812
  Google Scholar
• 81. Paschka P., Schlenk R.F., Gaidzik V.I., Habdank M., Krönke J., BullingerL., Späth D., Kayser S., Zucknick M., Götze K., Horst H.A., GermingU., Döhner H., Döhner K.: IDH1 and IDH2 mutations are frequentgenetic alterations in acute myeloid leukemia and confer adverseprognosis in cytogenetically normal acute myeloid leukemia withNPM1 mutation without FLT3 internal tandem duplication. J. Clin.Oncol., 2010; 28: 3636-3643
  Google Scholar
• 82. Penn N.W., Suwalski R., O’Riley C., Bojanowski K., Yura R.: Thepresence of 5-hydroxymethylcytosine in animal deoxyribonucleicacid. Biochem. J., 1972; 126: 781-790
  Google Scholar
• 83. Pérez C., Martínez-Calle N., Martín-Subero J.I., Segura V., DelabesseE., Fernandez-Mercado M., Garate L., Alvarez S., Rifon J.,Varea S., Boultwood J., Wainscoat J.S., Cruz Cigudosa J., CalasanzM.J., Cross N.C. i wsp.: TET2 mutations are associated with specific5-methylcytosine and 5-hydroxymethylcytosine profiles in patientswith chronic myelomonocytic leukemia. PLoS One, 2012; 7: e31605
  Google Scholar
• 84. Pollyea D.A., Kohrt H.E., Zhang B., Zehnder J., Schenkein D.,Fantin V., Straley K., Vasanthakumar A., Abdel-Wahab O., Levine R.,Godley L.A., Medeiros B.C.: 2-Hydroxyglutarate in IDH mutant acutemyeloid leukemia: predicting patient responses, minimal residualdisease and correlations with methylcytosine and hydroxymethylcytosinelevels. Leuk. Lymphoma, 2013; 54: 408-410
  Google Scholar
• 85. Quivoron C., Couronné L., Della Valle V., Lopez C.K., Plo I., Wagner-BallonO., Do Cruzeiro M., Delhommeau F., Arnulf B., Stern M.H.,Godley L., Opolon P., Tilly H., Solary E., Duffourd Y. i wsp.: TET2 inactivationresults in pleiotropic hematopoietic abnormalities inmouse and is a recurrent event during human lymphomagenesis.Cancer Cell, 2011; 20: 25-38
  Google Scholar
• 86. Rai K., Huggins I.J., James S.R., Karpf A.R., Jones D.A., Cairns B.R.:DNA demethylation in zebrafish involves the coupling of a deaminase,a glycosylase, and gadd45. Cell, 2008; 135: 1201-1212
  Google Scholar
• 87. Rampal R., Alkalin A., Madzo J., Vasanthakumar A., Pronier E.,Patel J., Li Y., Ahn J., Abdel-Wahab O., Shih A., Lu C., Ward P.S., TsaiJ.J., Hricik T., Tosello V. i wsp.: DNA hydroxymethylation profilingreveals that WT1 mutations result in loss of TET2 function in acutemyeloid leukemia. Cell Rep., 2014; 9: 1841-1855
  Google Scholar
• 88. Ruan H.B., Singh J.P., Li M.D., Wu J., Yang X.: Cracking the OGlcNAccode in metabolism. Trends Endocrinol. Metab., 2013; 24:301-309
  Google Scholar
• 89. Sakabe K., Wang Z., Hart G.W.: β-N-acetylglucosamine (OGlcNAc)is part of the histone code. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2010;107: 19915-19920
  Google Scholar
• 90. Sarkies P., Sale J.E.: Cellular epigenetic stability and cancer.Trends Genet., 2012; 28: 118-127
  Google Scholar
• 91. Sharma S., Kelly T.K., Jones P.A.: Epigenetics in cancer. Carcinogenesis,2010; 31: 27-36
  Google Scholar
• 92. Shi F.T., Kim H., Lu W., He Q., Liu D., Goodell M.A., Wan M., SongyangZ.: Ten-eleven translocation 1 (Tet1) is regulated by O-linkedN-acetylglucosamine transferase (Ogt) for target gene repression inmouse embryonic stem cells. J. Biol. Chem., 2013; 288: 20776-20784
  Google Scholar
• 93. Song S.J., Ito K., Ala U., Kats L., Webster K., Sun S.M., JongenLavrencic M., Manova-Todorova K., Teruya-Feldstein J., Avigan D.E.,Delwel R., Pandolfi P.P.: The oncogenic microRNA miR-22 targetsthe TET2 tumor suppressor to promote hematopoietic stem cellself-renewal and transformation. Cell Stem Cell, 2013; 13: 87-101
  Google Scholar
• 94. Song S.J., Poliseno L., Song M.S., Ala U., Webster K., Ng C., BeringerG., Brikbak N.J., Yuan X., Cantley L.C., Richardson A.L., PandolfiP.P.: MicroRNA-antagonism regulates breast cancer stemness andmetastasis via TET family dependent chromatin remodeling. Cell,2013; 154: 311-324
  Google Scholar
• 95. Spruijt C.G., Gnerlich F., Smits A.H., Pfaffeneder T., Jansen P.W.,Bauer C., Münzel M., Wagner M., Müller M., Khan F., Eberl H.C.,Mensinga A., Brinkman A.B., Lephikov K., Müller U. i wsp.: Dynamicreaders for 5-(hydroxy)methylcytosine and its oxidized derivatives.Cell, 2013; 152: 1146-1159
  Google Scholar
• 96. Sun M., Song C.X., Huang H., Frankenberger C.A., SankarasharmaD., Gomes S., Chen P., Chen J., Chada K.K., He C., Rosner M.R.: HMGA2/TET1/HOXA9 signaling pathway regulates breast cancer growth andmetastasis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2013; 110: 9920-9925
  Google Scholar
• 97. Suvà M.L., Riggi N., Bernstein B.E.: Epigenetic reprogrammingin cancer. Science, 2013; 339: 1567-1570
  Google Scholar
• 98. Tahiliani M., Koh K.P., Shen Y., Pastor W.A., Bandukwala H., BrudnoY., Agarwal S., Iyer L.M., Liu D.R., Aravind L., Rao A.: Conversion of5-methylcytosine to 5-hydroxymethylcytosine in mammalian DNAby MLL partner TET1. Science, 2009; 324: 930-935
  Google Scholar
• 99. Vecchione A., Croce C.M., Baldassarre G.: Fez1/Lzts1 a new mitoticregulator implicated in cancer development. Cell Div., 2007; 2: 24
  Google Scholar
• 100. Vella P., Scelfo A., Jammula S., Chiacchiera F., Williams K., CuomoA., Roberto A., Christensen J., Bonaldi T., Helin K., Pasini D.: Tetproteins connect the O-linked N-acetylglucosamine transferase Ogtto chromatin in embryonic stem cells. Mol. Cell, 2013; 49: 645-656
  Google Scholar
• 101. Wang X.X., Zhu Z., Su D., Lei T., Wu X., Fan Y., Li X., Zhao J., FuL., Dong J.T., Fu L.: Down-regulation of leucine zipper putative tumorsuppressor 1 is associated with poor prognosis, increased cell motilityand invasion, and epithelial-to-mesenchymal transition characteristicsin human breast carcinoma. Hum. Pathol., 2011; 42: 1410-1419
  Google Scholar
• 102. Wen L., Tang F.: Genomic distribution and possible functions ofDNA hydroxymethylation in the brain. Genomics, 2014; 104: 341-346
  Google Scholar
• 103. Wielscher M., Liou W., Pulverer W., Singer C.F., Rappaport-FuerhauserC., Kandioler D., Egger G., Weinhäusel A.: Cytosine 5-hydroxymethylationof the LZTS1 gene is reduced in breast cancer.Transl. Oncol., 2013; 6: 715-721
  Google Scholar
• 104. Williams K., Christensen J., Pedersen M.T., Johansen J.V., CloosP.A., Rappsilber J., Helin K.: TET1 and hydroxymethylcytosinein transcription and DNA methylation fidelity. Nature, 2011; 473:343-348
  Google Scholar
• 105. Wossidlo M., Nakamura T., Lepikhov K., Marques C.J., ZakhartchenkoV., Boiani M., Arand J., Nakano T., Reik W., Walter J.: 5-Hydroxymethylcytosinein the mammalian zygote is linked with epigeneticreprogramming. Nat. Commun., 2011; 2: 241
  Google Scholar
• 106. Wu B.K., Brenner C.: Suppression of TET1-dependent DNAdemethylation is essential for KRAS-mediated transformation. CellRep., 2014; 9: 1827-1840
  Google Scholar
• 107. Wu H., D’Alessio A.C., Ito S., Xia K., Wang Z., Cui K., Zhao K., SunY.E., Zhang Y.: Dual functions of Tet1 in transcriptional regulation inmouse embryonic stem cells. Nature, 2011; 473: 389-393
  Google Scholar
• 108. Xu W., Yang H., Liu Y., Yang Y., Wang P., Kim S.H., Ito S., YangC., Wang P., Xiao M.T., Liu L.X., Jiang W.Q., Liu J., Zhang J.Y., WangB. i wsp.: Oncometabolite 2-hydroxyglutarate is a competitive inhibitorof α-ketoglutarate-dependent dioxygenases. Cancer Cell,2011; 19: 17-30
  Google Scholar
• 109. Xu Y., Wu F., Tan L., Kong L., Xiong L., Deng J., Barbera A.J.,Zheng L., Zhang H., Huang S., Min J., Nicholson T., Chen T., Xu G., ShiY. i wsp.: Genome-wide regulation of 5hmC, 5mC, and gene expressionby Tet1 hydroxylase in mouse embryonic stem cells. Mol. Cell,2011; 42: 451-464
  Google Scholar
• 110. Yan H., Parsons D.W., Jin G., McLendon R., Rasheed B.A., YuanW., Kos I., Batinic-Haberle I., Jones S., Riggins G.J., Friedman H., FriedmanA., Reardon D., Herndon J., Kinzler K.W. i wsp.: IDH1 and IDH2mutations in gliomas. N. Engl. J. Med., 2009; 360: 765-773
  Google Scholar
• 111. Yang H., Liu Y., Bai F., Zhang J.Y., Ma S.H., Liu J., Xu Z.D., ZhuH.G., Ling Z.Q., Ye D., Guan K.L., Xiong Y.: Tumor development is associatedwith decrease of TET gene expression and 5-methylcytosinehydroxylation. Oncogene, 2013; 32: 663-669
  Google Scholar
• 112. Yin R., Mao S.Q., Zhao B., Chong Z., Yang Y., Zhao C., ZhangD., Huang H., Gao J., Li Z., Jiao Y., Li C., Liu S., Wu D., Gu W. i wsp.:Ascorbic acid enhances Tet-mediated 5-methylcytosine oxidationand promotes DNA demethylation in mammals. J. Am. Chem. Soc.,2013; 135: 10396-10403
  Google Scholar
• 113. You J.S., Jones P.A.: Cancer genetics and epigenetics: two sidesof the same coin? Cancer Cell, 2012; 22: 9-20
  Google Scholar
• 114. Zhang H., Zhang X., Clark E., Mulcahey M., Huang S., Shi Y.G.:TET1 is a DNA-binding protein that modulates DNA methylationand gene transcription via hydroxylation of 5-methylcytosine. CellRes., 2010; 20: 1390-1393
  Google Scholar
• 115. Zhang Q., Liu X., Gao W., Li P., Hou J., Li J., Wong J.: Differentialregulation of the ten-eleven translocation (TET) family of dioxygenasesby O-linked β-N-acetylglucosamine transferase (OGT). J. Biol.Chem., 2014; 289: 5986-5996
  Google Scholar

Pełna treść artykułu