Abstrakt

Siarkowodór (H2S) jest sygnalizacyjnym gazotransmiterem, który bierze udział w różnych procesach fizjologicznych i patologicznych. H2S reguluje apoptozę, cykl komórkowy i stres oksydacyjny. H2S wywiera silny wpływ na komórki mięśni gładkich, śródbłonka, zapalne, siateczkę śródplazmatyczną, mitochondria i jądrowe czynniki transkrypcyjne. Wiadomo, że H2S może być syntetyzowany z L-cysteiny, D-cysteiny i L-homocysteiny w organizmie. Cztery enzymy: β-syntaza cystationiny (CBS), transferaza siarkowa 3-merkaptopirogronianu (3-MST), γ-liaza cystationiny (CSE) i aminotransferaza cysteinowa (CAT) biorą udział w syntezie H2S. Biosynteza H2S z D-cysteiny obejmuje 3-MST i oksydazę D-aminokwasową (DAO). Medyczne znaczenie H2S jest niejasne. Jednak ostatnie badania wskazują, że H2S działa terapeutycznie w chorobie niedokrwiennej serca i nadciśnieniu tętniczym oraz chroni przed niedokrwieniem mózgu. Przedstawiono negatywne i pozytywne role H2S w różnych układach biologicznych, np. w układzie sercowo-naczyniowym i układzie nerwowym. Omówiono również funkcję klasycznych, terapeutycznych i naturalnych (np. czosnku) donorów H2S w badaniach przedklinicznych i klinicznych.

Wstęp

Od lat wiadomo, że siarkowodór (H2 S), nazwany niedawno cząsteczką o „dwóch twarzach” [5], jest toksycznym, bezbarwnym gazem o charakterystycznym, łatwo wyczuwalnym zapachu zepsutych jaj. Występuje naturalnie w wielu miejscach na Ziemi, z jednej strony zanieczyszczając środowisko, z drugiej zaś decydując m.in. o terapeutycznych właściwościach wód źródlanych. Stosunkowo niedawno stwierdzono, że jest wytwarzany również endogennie w tkankach ssaków. Jego obecność wykryto w mózgu w 1989 r. [40], jednak dopiero w drugiej połowie lat 90 XX w. [1] zasugerowano, iż może to być endogenny przekaźnik nerwowy, kiedy opisano enzymatyczny mechanizm jego wytwarzania oraz biologiczne właściwości w stężeniach fizjologicznych. Najnowsze badania potwierdzają, że siarkowodór, podobnie jak tlenek azotu (NO• ) i tlenek węgla (CO), jest trzecim gazowym mediatorem ssaków. O jego wpływie na organizm decyduje stężenie [26]. W dużych dawkach działa silnie toksycznie, co jest głównie skutkiem blokowania enzymów oddechowych [17], jednak w niskich wykazuje wiele korzystnych działań m.in. w układzie krwionośnym, nerwowym, czy pokarmowym. Gaz ten odgrywa także rolę w wielu fizjologicznych, jak i patologicznych procesach, tj. neurotransmisja, zapalenie czy też neurodegeneracja [6,17,21,25,26,31,41].

Biochemiczne oraz fizyczne właściwości siarkowodoru

Siarkowodór jest bezbarwnym, cięższym od powietrza, łatwopalnym gazem, rozpuszczającym się w wodzie. Z powodu dwustopniowej dysocjacji tego związku, jego wodny roztwór ma lekko kwaśne pH. Dysocjuje na jony H+ , HSoraz S2-. W roztworach wodnych o pH 7,4, przypuszczalnie w płynach ustrojowych oraz homogenatach tkanek, niezdysocjowaną postacią jest mniej niż 1/5 siarkowodoru, a pozostała część to przede wszystkim jony HS- i niewielka ilość S2- [4]. Ma właściwości lipofilne, dzięki czemu może swobodnie dyfundować przez błony komórkowe, jednak z powodu częściowej dysocjacji jego dyfuzja nie jest tak efektywna, jak NO• czy CO [17].

Toksyczność siarkowodoru polega głównie na inhibicji mitochondrialnej oksydazy cytochromu c z powodu tworzenia kompleksów z jonami żelaza (Fe3+) tego enzymu, co prowadzi do zahamowania oddychania komórkowego. H2 S może również wpływać blokująco na anhydrazę węglanową i aminotransferazę tyrozynową [19]. Fizjologiczne stężenie H2 S w mózgu wynosi około 150 µM i jest bliskie stężeniu toksycznemu, podczas gdy w płynach ustrojowych oraz większości tkanek wykrywane stężenie jest trzykrotnie niższe i jest to około 50 µM [17,40]. Zmiany fizjologicznych stężeń wykazano w wielu stanach patologicznych. Jest to m.in. choroba Alzheimera, w której odnotowano zmniejszenie stężenia H2 S, zwiększenie natomiast w zespole Downa, czy wstrząsie septycznym [17]. Okres półtrwania in vivo tego gazu, w przeciwieństwie do tlenku azotu (kilka sekund), jest znacząco dłuższy, ponieważ wynosi kilka minut [17].

Endogenna generacja siarkowodoru

Biosynteza H2 S

Siarkowodór, oprócz bezpośredniego wchłaniania do organizmu ze środowiska zewnętrznego przez układ oddechowy i skórę, czyli pochodzenia egzogennego, jest wytwarzany również endogennie jako uboczny produkt przemian aminokwasów siarkowych. Aminokwasami tymi są cysteina (Cys) i pośrednicząca w jej syntezie homocysteina (Hcy), powszechnie występująca w komórkach organizmów żywych. Cysteina powstaje w wyniku transsulfuracji z metioniny (ryc. 1) [17]. Do niedawna uważano, że jedynym substratem wytwarzania H2 S jest L-cysteina, jednak pojawiły się doniesienia wskazujące na możliwość wykorzystywania także D-cysteiny [28].

Wytwarzanie H2 S z L-cysteiny

Szlak przemian L-cysteiny prowadzący do wytworzenia H2 S polega na nieoksydacyjnym usunięciu atomu siarki z jej struktury z udziałem enzymów zaangażowanych również w transsulfurację Hcy. Są to β-syntaza cystationiny (CBS) oraz γ-liaza cystationiny (CSE). Oba enzymy działają w odmienny sposób, lecz każdy z nich jest zależ- ny od kofaktora – fosforanu pirydoksalu (witamina B6 , PLP) [17,19]. CBS katalizuje kondensację seryny i homocysteiny tworząc cystationinę w czasie pierwszego etapu wspomnianej transsulfuracji Hcy, ale także kondensację cysteiny i homocysteiny, w wyniku której powstaje cystationina i H2 S [6,17]. CSE natomiast katalizuje drugi etap transsulfuracji Hcy – rozkład cystationiny do cysteiny, α-ketomaślanu i amoniaku, jak również katalizuje rozpad cystyny (disiarczek cysteiny) do tiocysteiny, pirogronianu oraz amoniaku. Tiocysteina ulega następnie nieenzymatycznemu rozpadowi tworząc cysteinę i H2 S [6,17,19].

CBS i CSE są uważane za główne enzymy wytwarzające H2 S, ale zidentyfikowano trzeci enzym działający w sposób niezależny od fosforanu pirydoksalu. Jest nim transferaza siarkowa 3-merkaptopirogronianu (3-MST) [12]. 3-MST współdziała z aminotransferazą cysteinową (CAT), która katalizuje reakcję transaminacji między L-cysteiną a α-ketoglutaranem doprowadzając do powstania 3-merkaptopirogronianu (3MP). Następnie 3-merkaptopirogronian pod wpływem 3-MST zostaje przekształcony do tiosiarczanu i pirogronianu. Tiosiarczan natomiast w obecności reduktora, np. glutationu (GSH), ulega redukcji do H2 S [12,37]. Syntezę H2 S z L-cysteiny przedstawiono na ryc. 2.

CBS i CSE są umiejscowione w cytoplazmie komórki, jednak 3-MST występuje głównie w macierzy mitochondrialnej. W cytoplazmie enzym ten również jest obecny, lecz ze względu na niewielką zawartość cysteiny w cytosolu jest go znacznie mniej [12]. Wykazano, że 3-MST ulega ekspresji w neuronach mózgu [30] oraz śródbłonku naczyniowym aorty piersiowej [29], nerce, wątrobie czy miokardium [12,19]. CBS i CSE są wytwarzane w wielu narządach i tkankach, takich jak wątroba, nerka, jelito, macica, łożysko czy mózg, jednak CBS jest uważana za dominujące źródło H2 S w ośrodkowym układzie nerwowym. CSE ponadto wytwarzana jest w aorcie piersiowej oraz żyle wrotnej, natomiast słabo wykrywana w mózgu i jest uznana za główny enzym wytwarzający H2 S w układzie sercowo-naczyniowym [12,17].

Wytwarzanie H2 S z D-cysteiny

Nowym odkryciem, dokonanym w 2013 r. przez Shibuya i wsp. [28], jest wspomniana już ścieżka syntezy H2 S z D- -cysteiny w tkankach ssaków – aminokwasu szeroko stosowanego w eksperymentach jako negatywna kontrola dla L-cysteiny. Biorą w niej udział dwa enzymy, mianowicie oksydaza D-aminokwasowa (DAO/DAAO) oraz omówiona wyżej transferaza siarkowa 3-merkaptopirogronianu. DAO katalizuje przekształcenie D-cysteiny do achiralnego 3MP, który jest substratem 3MST do wytwarzania H2 S (ryc. 3). Wytwarzanie H2 S z L-cysteiny jest optymalne w środowisku o pH 8,4, natomiast z D-cysteiny w środowisku o pH 7,4. Ponadto, enzymy wytwarzające H2 S z L-cysteiny, tj. CBS, CSE i CAT, są zależne od PLP, a enzymy zaangażowane w ścieżkę D-cysteiny nie wykazują tej właściwości. Aktywność ścieżki wytwarzania siarkowodoru z D-cysteiny stwierdzono we frakcji mitochondrialnej zawierającej też m.in. peroksysomy. 3MST jest obecna w mitochondrium, a DAO występuje w peroksysomach. Nie jest to przeszkodą we współpracy enzymów, ponieważ organelle prowadzą między sobą wymianę metabolitów i enzymów, która odbywa się poprzez transport pęcherzykowy. DAO ulega ekspresji w nerkach i mózgu myszy, zwłaszcza w móżdżku. Jednak wytwarzanie H2 S z D-cysteiny jest siedmiokrotnie większe w nerce niż w móżdżku. Ponadto w nerce stężenie tak wytworzonego H2 S jest aż 80 razy wyższe niż z L-cysteiny [12,28].

Regulacja aktywności enzymów

Mimo iż zidentyfikowano kilka ścieżek wytwarzania siarkowodoru, wciąż niewiele wiadomo na temat regulacji aktywności enzymów biorących w nich udział. Czynnikami modulującymi aktywność CBS są stymulacja elektryczna neuronów oraz kwas glutaminowy (przekaźnik nerwowy pobudzający) [7]. W wyniku zwiększonego napływu jonów wapnia (Ca2+) i aktywacji kalmoduliny obserwuje się gwał- towny wzrost aktywności CBS w komórkach nerwowych. Allosterycznym aktywatorem CBS jest S-adenozylometionina (SAM) – produkt pośredni metabolizmu metioniny. Na wytwarzanie i aktywność CBS w tkance nerwowej ma także wpływ hormon płciowy – testosteron. U samców myszy stężenie H2 S jest wyższe niż u samic, ponadto kastracja samców obniża jego wytwarzanie [17]. Hamujący wpływ na aktywność CBS mają natomiast NO• i w większym stopniu CO, które mogą się przyłączać do enzymu [12]. Do nieswoistych inhibitorów CBS należy hydroksylamina [6].

W regulacji aktywności CSE znaczenie mają NO• oraz jego donory, np. nitroprusydek sodu, które w przypadku tego enzymu zwiększają poziom jego ekspresji [47]. NO• dzia- ła również jako modulator wytwarzania H2 S zwiększając aktywność CSE w tkankach naczyniowych. Dzieje się tak prawdopodobnie przez wzrost aktywności kinazy białkowej G [6,17]. Aktywność CSE jest regulowana także przez jony Ca2+ niezależnie od kalmoduliny. CSE wytwarza H2 S w komórce będącej w stanie niepobudzonym (stabilnym) – kiedy stężenie wapnia jest małe. Jednak, gdy wewnątrzkomórkowe stężenie jonów Ca2+ wzrasta, CSE obniża wytwarzanie H2 S do około 50% poziomu maksymalnego osiąganego w prawidłowych warunkach [20]. Farmakologicznymi blokerami tego enzymu są natomiast L-propargylglicyna (PAG) oraz β-cyjano-L-alanina (BCA) [6].

Aktywność CAT również zależy od wewnątrzkomórkowego stężenia jonów Ca2+. A zatem, zgodnie z tym, wytwarzanie H2 S przez szlak 3MST/CAT jest regulowane przez jony Ca2+. Podobnie jak w przypadku enzymu CSE, CAT wykazuje aktywność przy niskim stężeniu jonów Ca2+, natomiast kiedy komórka zostanie pobudzona szlak 3MST/CAT zostaje prawdopodobnie całkowicie zatrzymany [12]. Jako inhibitory enzymu 3MST są stosowane kwas 3- oraz 2-merkaptopropionowy [6].

Katabolizm H2 S

Siarkowodór w organizmie podlega procesom metabolicznym regulującym jego endogenne stężenie. Do najważniejszych zalicza się utlenianie w mitochondriach oraz cytosolowa metylacja. W pierwszym szlaku H2 S utleniany jest początkowo do tiosiarczanu, który ulega dalszej przemianie do siarczynu. Proces zachodzi przy współudziale sulftransferazy tiosiarczan-cyjanek (rodanaza, TST) i polega na przeniesieniu siarki z tiosiarczanu na cyjanek. Produktami reakcji są tiocyjanian oraz siarczyn. Powstały siarczyn pod wpływem oksydazy siarczynowej zostaje utleniony do siarczanu – głównego produktu końcowego metabolizmu H2 S wydalanego wraz z niewielką ilością tiosiarczanu z moczem. Drugi szlak katabolizmu H2 S – metylacja – przebiega w cytoplazmie. Katalizowany jest przez S-metylotransferazę tiolową powodując powstanie metanotiolu, a następnie siarczku dimetylu. H2 S, podobnie jak NO• i CO, wychwytywać może również methemoglobina, tworząc sulfhemoglobinę [34].

Biologiczna rola siarkowodoru

Siarkowodór, razem z NO• i CO, należy do rodziny labilnych mediatorów, zwanych gazotransmiterami, szybko przemieszczających się przez błonę bez użycia żadnych swoistych transporterów czy receptorów. Jako biologiczny mediator, spełnia najważniejsze kryteria charakterystyczne dla substancji przekaźnikowych: jest syntetyzowany endogennie w regulowanych reakcjach enzymatycznych oraz w stężeniach fizjologicznych wykazuje swoiste dzia- łania biologiczne. Wykazuje wiele działań, od cytotoksycznych po cytoprotekcyjne [3,32]; uczestniczy w transdukcji sygnału komórkowego w układach, takich jak nerwowy, krążenia i pokarmowy. Rolę jego jako cząsteczki sygnałowej szczegółowo opisali Tadeusiewicz i Olas [34].

H2 S w układzie nerwowym

Jedną z funkcji jaką spełnia ten gazowy transmiter w układzie nerwowym jest wywoływanie nadmiernej stymulacji receptorów kwasu N-metylo-D-asparaginowego (NMDA) przez wpływ na ścieżkę sygnalizacyjną cykliczny adenozynomonofosforan (cAMP)/kinaza białkowa A (PKA). Wytwarzanie cAMP przez cyklazę adenylową aktywuje PKA, która fosforyluje wiele wewnątrzkomórkowych białek i tym samym reguluje funkcje mózgu. Wśród białek tych znajduje się podjednostka NMDAR1 receptora NMDA, której fosforylacja powoduje wzrost przepuszczalności jonów Ca2+ oraz nasilenie długotrwałego wzmocnienia synaptycznego (LTP). LTP jest inną postacią synaptyczną, w wyniku której następuje wzmocnienie odpowiedzi postsynaptycznej na stymulację presynaptyczną [35]. W badaniach wykazano, że donor H2 S – wodorosiarczek sodu (NaHS) – zwiększa wytwarzanie cAMP w pierwotnych kulturach neuronów, jak i komórkach glejowych. Wskazuje to, że H2 S może modulować receptory NMDA przez zmianę wewnątrzkomórkowego stężenia cAMP i wzmacniać indukcję LTP [11]. Jednak nadmierna aktywacja receptora NMDA powoduje przeładownie komórki jonami wapnia prowadząc do jej śmierci [35].

Stosunkowo niedawno odkryto, że H2 S oddziałuje z białkowymi kinazami aktywowanymi mitogenami (MAPK). Rodzina MAPK reguluje różne komórkowe procesy, tj. apoptozę, różnicowanie, metabolizm, podział, czy przeżycie komórki [35]. Przez inhibicję ścieżki sygnalizacyjnej p38 MAPK, siarkowodór hamuje indukowane lipopolisacharydem (LPS) wytwarzanie NO• w komórkach mikrogleju, sugerując, iż może on mieć zastosowanie w leczeniu niedokrwienia mózgu czy chorób neurozapalnych [10].

H2 S oddziałuje także na homeostazę jonów Ca2+ w neuronach, astrocytach i mikrogleju. Powoduje nie tylko aktywację zależnych od napięcia kanałów wapniowych typu L i T, ale również wzrost wewnątrzkomórkowego stężenia jonów Ca2+, co aktywuje neurony. Ponadto odgrywa też rolę w uwalnianiu przekaźników nerwowych (promowanie komunikacji neuronalnej), plastyczności synaptycznej (długotrwałe wzmocnienie/osłabienie synaptyczne), czy transkrypcji genów [14,35]. Jest również aktywatorem kanałów potasowych zależnych od adenozynotrifosforanu (KATP), jak i jonów Ca2+ (KCa2+)w podwzgórzu i neuronalnych liniach komórkowych [35].

W warunkach in vitro hamuje także stymulowane potasem uwalnianie hormonu kortykotropowego przez podwzgó- rze. Sugeruje to pełnienie funkcji negatywnego regulatora osi podwzgórze – przysadka – nadnercza. Podobnie in vivo w warunkach spoczynkowych nie wykazywał wpływu na funkcję tej osi, lecz hamował wywołany stresem wzrost glukokortykosteroidów [5].

H2 S w układzie krążenia

Wiele eksperymentów przeprowadzonych zarówno in vitro, jak in vivo spowodowało, że siarkowodór rozważany jest obecnie jako modulator funkcji układu krążenia, odgrywający główną rolę w homeostatycznej regulacji ci- śnienia krwi [6,23]. Wykazuje działanie wazorelaksacyjne – rozszerza naczynia krwionośne, głównie przez zwiększanie aktywności kanałów KATP występujących w komórkach mięśni gładkich naczyń krwionośnych. H2 S oddziałując bezpośrednio na kanały KATP zwiększa przepływ jonów K+ , co powoduje hiperpolaryzację komórek mięśni gładkich naczyń chroniąc je przed nadmiernym skurczem. Tym samym przyczynia się to do obniżenia ciśnienia krwi w organizmie [36,46].

Naczyniorozszerzające działanie tego gazu zależy od śródbłonka, tlenku azotu i stężenia samego czynnika, nie zależy natomiast od cyklicznego guanozynomonofosforanu (cGMP). Usunięcie śródbłonka lub zablokowanie syntazy tlenku azotu osłabia zdolności H2 S do relaksacji naczyń krwionośnych. Ponadto, NO• pochodzący ze śródbłonka zwiększa wrażliwość komórek mięśniówki gładkiej naczyń na działanie tego gazu, a także wpływa na zwiększenie aktywności CSE i jego wytwarzania w układzie krążenia. Natomiast wpływ H2 S na naczyniorozszerzające działanie NO• nie jest jednoznaczny, gdyż może je nasilać, ale też osłabiać. Według badań wazorelaksacyjne właściwości występują w wyższych stężeniach tego mediatora – około 100 µM, podczas gdy niższe powodują wazokonstrykcję, czyli zwę- żenie światła naczyń krwionośnych [3,34]. Istnieją doniesienia o bezpośrednim hamowaniu aktywności śródbłonkowej syntazy tlenku azotu (eNOS) przez NaHS, co może być jedną z przyczyn skurczowego wpływu na naczynia na skutek niedostatecznego wytwarzania NO• [13]. Inne źró- dło podaje natomiast, że siarkowodór zwiększa generację NO• przez eNOS w wyniku zależnej od kinazy Akt fosforylacji tego enzymu w miejscu Ser 1177, jednak mechanizm aktywacji tej kinazy przez H2 S jest nieznany [26,27]. W warunkach fizjologicznych H2 S ulega reakcji z NO• tworząc produkt, który nie ma aktywności naczyniowej, lecz zmniejsza jedynie biodostępność obu gazowych transmiterów. Produktem tym jest nitrozotiol. W związku z tym sugeruje się, że główną rolą H2 S w układzie krążenia może być raczej regulowanie lokalnych stężeń i aktywności NO• , niż jak przypuszczano wcześniej – działanie jako bezpo- średni wazorelaksant [42].

Siarkowodór prawdopodobnie może mieć bezpośredni wpływ na ścianę naczyń krwionośnych [23]. Przeprowadzone badania wskazują, iż hamuje proliferację komórek mięśni gładkich aorty przez promowanie procesu apoptozy, a także ogranicza rozwój zmian miażdżycowych. Wykazano, że nadekspresja enzymu CSE, równoznaczna ze zwiększonym wytwarzaniem endogennego H2 S, stymuluje apoptozę komórek mięśni gładkich aorty ludzi in vitro. Zarówno nadekspresja enzymu syntetyzującego H2 S, jak i egzogenne podanie H2 S wywołują te same działania i są związane ze zwiększoną aktywacją białkowych kinaz aktywowanych mitogenami [43]. Zwłaszcza kinazy regulowanej sygnałami zewnątrzkomórkowymi (ERK) w tym przypadku kierującej komórki na drogę apoptozy przez aktywację kaspazy 3.

Warto również zaznaczyć, że siarkowodór wykazuje wła- ściwości przeciwhemostatyczne hamując różne etapy aktywacji płytek krwi, tj. adhezję czy agregację. Płytki krwi, będąc w bliskim kontakcie ze ścianą naczyń krwionośnych, umożliwiają szybkie rozpoznanie uszkodzeń powierzchni komórek śródbłonka spełniając istotną rolę w procesie hemostazy przez hamowanie krwawienia [23]. Badania in vitro wykazały, że inhibicja agregacji płytek jest zależna od stężenia NaHS, przy czym po podaniu NaHS w stężeniu 10 mM następuje całkowite jej zahamowanie. Mimo iż wykluczono związek z syntezą tlenku azotu, zaangażowanie kanałów KATP oraz udział mediatorów, takich jak cAMP, cGMP, molekularny mechanizm tego zjawiska nadal nie jest znany [19,45]. Oprócz antyagregacyjnego działania stwierdzono inhibicję adhezji płytek, zmianę adhezyjnych właściwości kolagenu i fibrynogenu. Przypuszcza się, że jest to zwią- zane z hamowaniem aktywacji szlaku sygnałowego białek G. W związku z powyższym sugeruje się, iż interakcje tych zmodyfikowanych białek mogą być jedną z przyczyn zaburzeń adhezji [22,23].

Najnowsze badania wykazują również wpływ NaHS na proces krzepnięcia krwi i fibrynolizy. Przeprowadzone eksperymenty udowodniły, że NaHS w stężeniu 0,01-100 µM wydłuża czas krzepnięcia, obniża maksymalną prędkość polimeryzacji fibrynogenu, a także stymuluje lizę fibryny w ludzkim osoczu w warunkach in vitro. Mimo iż mechanizm tych zmian nie jest znany, otrzymane wyniki są wyraźnym argumentem wskazującym na przeciwkrzepliwe działanie egzogennego H2 S [24].

H2 S w układzie pokarmowym

Nie udało się jeszcze jednoznacznie określić roli, jaką speł- nia siarkowodór w układzie pokarmowym, jednak wpływ ten nie ulega wątpliwości.

Wiadomo, że gaz wykazuje działanie gastroprotekcyjne; przez wzrost naczyniowego przepływu krwi w żołądku chroni błonę śluzową żołądka u szczurów. Przeprowadzone badania wykazały zredukowanie skutków gastropatii rozwijającej się w wyniku przewlekłego stosowania inhibitorów cyklooksygenaz – niesteroidowych leków przeciwzapalnych (NLPZ). Połączenie donorów siarkowodoru z NLPZ tak, aby w organizmie uwalniany był ten gazowy mediator, powoduje zmniejszenie stopnia powstawania polekowych uszkodzeń w błonie śluzowej żołądka szczura. Ponadto, zaobserwowano szybsze gojenie się przewlekłych wrzodów żołądka [38].

Siarkowodór wpływa na sekrecję jonów wodorowęglanowych (HCO3 – ) w jelicie cienkim. Błona śluzowa jelita pokryta jest tzw. wydzieliną alkaliczną składającą się z ochronnego śluzu oraz jonów HCO3 – i jest jej naturalną barierą ochronną. W warunkach fizjologicznych działa neutralizująco na przedostający się do dwunastnicy zakwaszony w żołądku pokarm. Donor siarkowodoru – NaHS zależnie od dawki zwiększa sekrecję jonów HCO3 – w jelicie cienkim szczura. O mechanizmie tego procesu są sprzeczne informacje podające zależność od kanałów KATP bądź ją wykluczając [18].

Źródłem egzogennego H2 S w organizmie są bakterie jelitowe. Wytwarzany przez nie gaz może wpływać na funkcjonowanie śluzówki przewodu pokarmowego, jednak badania przeprowadzone na liniach komórkowych ludzkich kolonocytów wykazały zależną od dawki donora H2 S (Na2 S) genotoksyczność. Nagromadzenie uszkodzeń materiału genetycznego prowadzi natomiast do chorób nowotworowych [2,18].

Otrzymane eksperymentalnie dane sugerują, iż H2 S hamuje wydzielanie insuliny na skutek oddziaływania z kanałami KATP w komórkach β wysp trzustkowych, odgrywających ważną rolę w regulacji tego procesu. Wzrost stężenia glukozy pobudza do wytwarzania i akumulacji ATP w komórce. Następuje zablokowanie kanałów KATP (co prowadzi do depolaryzacji błony komórkowej), następnie otworzenie zależnych od napięcia kanałów wapniowych i napływ jonów Ca2+, a to powoduje wydzielanie insuliny. H2 S aktywując kanały potasowe uniemożliwia depolaryzację błony i sekrecję insuliny. Dzieje się tak przy wysokim stężeniu tego czynnika, jednak jego stężenie jest regulowane przez stężenie glukozy. Duża zawartość glukozy hamuje wytwarzanie H2 S przez wyspy trzustkowe i powoduje sekrecję insuliny [34,44].

Donory i terapeutyki uwalniającesiarkowodór

Klasyczne donory H2 S

Powszechnie stosowanym w badaniach naukowych źró- dłem siarkowodoru jest wodorosiarczek sodu (NaHS). Jego zaletą jest łatwość dysocjacji na kation sodowy (Na+ ) oraz anion wodorosiarczkowy (HS- ), który w pewnym stopniu wiąże kationy wodoru (H+ ) tworząc niezdysocjowaną, gazową postać siarkowodoru. Jednak NaHS jest donorem szybko uwalniającym H2 S, ale przez to również krótkotrwałym jego źródłem, co nie jest już pożądanym zjawiskiem. Biorąc pod uwagę terapeutyczne zastosowanie, idealny donor siarkowodoru powinien uwalniać go powoli i w umiarkowanych ilościach [17,34]. W literaturze jako źródło H2 S spotyka się także inną sól – siarczek sodu (Na2 S). Jako roztwór do wstrzykiwania został opracowany do klinicznego zastosowania i przechodzi badania w kierunku terapii urazów niedokrwienno-reperfuzyjnych oraz uszkodzeń nerek [23].

Terapeutyki uwalniające H2 S

W ostatnich latach powstała nowa grupa związków bę- dących źródłem H2 S, niesteroidowe leki przeciwzapalne uwalniające siarkowodór (S-NLPZ). Jest to nowa klasa tradycyjnych NLPZ, w których rdzeniowa struktura macierzystego związku została zmodyfikowana przez dodanie ugrupowania uwalniającego cząsteczkę H2 S. Rozwój S- -NLPZ oparty jest na założeniu wykazywania, prócz wła- ściwości przeciwzapalnych, potencjału ochronnego na układ pokarmowy oraz krążenia. Badania nad nimi wykazały typowe działanie NLPZ, jednak nie stwierdzono jeszcze jednoznacznie, czy zmniejszają toksyczne dzia- łanie na układ pokarmowy [9].

Jednym ze związków należących do S-NLPZ jest pochodna diklofenaku uwalniająca H2 S (S-diklofenak), taka jak 2-[(2,6-dichlorophenyl)amino] benzeneacetic acid 4-(3-thioxo-3H-1,2-dithiol-5-yl) phenyl ester (ACS15). S- -diklofenak charakteryzuje się powolnym uwalnianiem H2 S zarówno in vitro, jak i in vivo. Wykazano, że związek ten redukuje wytwarzanie prozapalnych cytokin w zwierzęcym modelu zapalenia stawów przez mechanizm obejmujący wytwarzanie H2 S, hamuje aktywację jądrowego czynnika kappa B (NF-κB) oraz chroni przed uszkodzeniami oksydacyjnymi. Niedawne badania wykazały również hamowanie wytwarzania prostaglandyn i proliferacji komórek raka płuc, a także inhibicję występującej podczas choroby nowotworowej piersi osteoklastogenezy i osteolizy kości [9]. Innym związkiem S-NLPZ jest pochodna mesalazyny – 5-amino-2-hydroxybenzoic acid 4-(5-thioxo-5H-[1,2] dithiol-3yl)- -phenyl ester (ATB-429). Składa się z cząsteczki mesalazyny połączonej wiązaniem estrowym z cząsteczką 5-(p-hydroxyphenyl)-1,2-dithione-3-thione (ADT-OH), pełniącą rolę ugrupowania uwalniającego H2 S. Leczenie mesalazyną jest terapią pierwszego rzutu w chorobach zapalnych jelit, tj. wrzodziejące zapalenie jelita grubego, czy choroba Leśniowskiego-Crohna, jednak skuteczność ich jest tylko umiarkowana. Badania na mysim modelu zapalenia jelit wykazały, że w porównaniu do macierzystego leku, ATB-429 ma znacznie nasilone działanie przeciwzapalne, co może być wynikiem hamującego wpływu H2 S na przyleganie leukocytów do śródbłonka naczyń oraz oddziaływania na kanały KATP [8].

Do grupy zmodyfikowanych związków przeciwzapalnych należy również 2-(6-methoxynapthalen-2-yl)-propionic acid 4-thiocarbamoyl-phenyl ester (ATB-346). Jest to uwalniająca H2 S pochodna stosowanego powszechnie NLPZ – naproksenu. Działa bardziej efektywnie i nie powoduje uszkodzeń błony śluzowej układu pokarmowego. Badania przeprowadzone na myszach wykazały silniejsze zahamowanie aktywności cyklooksygenazy-2 i infiltracji leukocytów przez ATB-346 w porównaniu do macierzystego związku. Ponadto, ATB-346 przyczynił się także do przyspieszenia procesu gojenia wrzodów żołądka [39]. Donorem H2 S o przeciwzapalnych właściwościach, jednak nienależącym stricte do grupy pochodnych NLPZ, jest morpholin-4-ium-4 methoxyphenyl(morpholino) phosphinodithioate (GYY4137) – rozpuszczalny w wodnym roztworze związek, charakteryzujący się powolnym uwalnianiem H2 S zarówno w układzie in vitro, jak in vivo. Jednak zdolność do uwalniania tego gazu zależy od pH roztworu i jest efektywniejsza w niskim pH. GYY4137 wykazuje przeciwzapalne właściwości w szczurzym modelu wstrząsu endotoksycznego przez redukcję generacji mediatorów zapalenia, tj. prostaglandyna-2, czynnik martwicy guza (TNF-α), ale także podwyższa stężenie przeciwzapalnej cytokiny – interleukiny-10 [16]. Wzory powyższych związków przedstawiono na ryc. 4.

Naturalne źródło H2 S

Oprócz syntetycznych donorów H2 S istnieje naturalne i bogate jego źródło, znany od wieków czosnek pospolity (Allium sativum). Pochodząca z Azji Środkowej roślina ma wiele leczniczych właściwości, począwszy od działania antybakteryjnego i przeciwgrzybiczego, poprzez przeciwwirusowe, po ogólnie dobroczynne na układ sercowo-naczyniowy. Czosnek pospolity biochemiczne właściwości zawdzięcza prawdopodobnie obecnym w jego składzie licznym związkom zawierającym siarkę. Należą do nich m.in.: allina (sulfotlenek S-allilocysteiny), allicyna (tiosulfinian dialilu), disiarczek diallilu i trisiarczek diallilu, stanowiąc jednocześnie substraty do wytwarzania H2 S. Stwierdzenie, iż właściwości czosnku to zasługa siarkowodoru potwierdza coraz więcej badań i przemawia za tym nakładanie się ich działań w układzie krążenia. Obniżają ciśnienie krwi, hamują agregację płytek krwi oraz wykazują działanie przeciwmiażdżycowe. Czosnek ponadto obniża poziom cholesterolu, a jego długotrwałe przyjmowanie zmniejsza ryzyko chorób układu krążenia [23,33].

Przypisy

• 1. Abe K., Kimura H.: The possible role of hydrogen sulfide as anendogenous neuromodulator. J. Neurosci., 1996; 16: 1066-1071
  Google Scholar
• 2. Attene-Ramos M.S., Wagner E.D., Plewa M.J., Gaskins H.R.: Evidencethat hydrogen sulfide is a genotoxic agent. Mol. Cancer Res.,2006; 4: 9-14
  Google Scholar
• 3. Bełtowski J.: Siarkowodór jako biologicznie aktywny mediatorw układzie krążenia. Postępy Hig. Med. Dośw., 2004; 58: 285-291
  Google Scholar
• 4. Chwatko G.: Oznaczanie siarkowodoru w próbkach biologicznych.Wiadom. Chem., 2010; 64: 243-262
  Google Scholar
• 5. Dello Russo C., Tringali G., Ragazzoni E., Maggiano N., Menini E.,Vairano M., Preziosi P., Navarra P.: Evidence that hydrogen sulphidecan modulate hypothalamo-pituitary-adrenal axis function: in vitroand in vivo studies in the rat. J. Neuroendocrinol., 2000; 12: 225-233
  Google Scholar
• 6. Di Masi A., Ascenzi P.: H2S: a “double face” molecule in healthand disease. Biofactors, 2013; 39: 186-196
  Google Scholar
• 7. Eto K., Ogasawara M., Umemura K., Nagai Y., Kimura H.: Hydrogensulfide is produced in response to neuronal excitation. J. Neurosci.,2002; 22: 3386-3391
  Google Scholar
• 8. Fiorucci S., Orlandi S., Mencarelli A., Caliendo G., Santagada V.,Distrutti E., Santucci L., Cirino G., Wallace J.L.: Enhanced activity ofa hydrogen sulphide-releasing derivative of mesalamine (ATB-429)in a mouse model of colitis. Br. J. Pharmacol., 2007; 150: 996-1002
  Google Scholar
• 9. Frantzias J., Logan J.G., Mollat P., Sparatore A., Del Soldato P.,Ralston S.H., Idris A.I.: Hydrogen sulphide-releasing diclofenac derivativesinhibit breast cancer-induced osteoclastogenesis in vitroand prevent osteolysis ex vivo. Br. J. Pharmacol., 2012; 165: 1914-1925
  Google Scholar
• 10. Hu L.F., Wong P.T., Moore P.K., Bian J.S.: Hydrogen sulfide attenuateslipopolysaccharide-induced inflammation by inhibition ofp38 mitogen-activated protein kinase in microglia. J. Neurochem.,2007; 100: 1121-1128
  Google Scholar
• 11. Kimura H.: Hydrogen sulfide induces cyclic AMP and modulatesthe NMDA receptor. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2000;267: 129-133
  Google Scholar
• 12. Kimura H.: The physiological role of hydrogen sulfide and beyond.Nitric Oxide, 2014; 41: 4-10
  Google Scholar
• 13. Kubo S., Doe I., Kurokawa Y., Nishikawa H., Kawabata A.: Directinhibition of endothelial nitric oxide synthase by hydrogen sulfide:contribution to dual modulation of vascular tension. Toxicology,2007; 232: 138-146
  Google Scholar
• 14. Lee S.W., Hu Y.S., Hu L.F., Lu Q., Dawe G.S., Moore P.K., WongP.T., Bian J.S.: Hydrogen sulphide regulates calcium homeostasis inmicroglial cells. Glia, 2006; 54: 116-124
  Google Scholar
• 15. Lee Z.W., Zhou J., Chen C.S., Zhao Y., Tan C.H., Li L., Moore P.K.,Deng L.W.: The slow-releasing hydrogen sulfide donor, GYY4137,exhibits novel anti-cancer effects in vitro and in vivo. PLoS One,2011; 6: e21077
  Google Scholar
• 16. Li L., Salto-Tellez M., Tan C.H., Whiteman M., Moore P.K.:GYY4137, a novel hydrogen sulfide-releasing molecule, protectsagainst endotoxic shock in the rat. Free Radic. Biol. Med., 2009; 47:103-113
  Google Scholar
• 17. Łowicka E., Bełtowski J.: Hydrogen sulfide (H2S) – the third gas ofinterest for pharmacologists. Pharmacol. Rep., 2007; 59: 4-24
  Google Scholar
• 18. Magierowski M., Jasnos K., Kwiecień S., Brzozowski T.: Rola siarkowodoruw fizjologii przewodu pokarmowego i w mechanizmiegastroprotekcji. Postępy Hig. Med. Dośw., 2013; 67: 150-156
  Google Scholar
• 19. Malinowska J., Babicz K., Olas B.: Biologiczna aktywność siarkowodoru.Wiad. Chem., 2011; 65: 289-299
  Google Scholar
• 20. Mikami Y., Shibuya N., Ogasawara Y., Kimura H.: Hydrogen sulfideis produced by cystathionine γ-lyase at the steady-state lowintracellular Ca2+ concentrations. Biochem. Biophys. Res. Commun.,2013; 431: 131-135
  Google Scholar
• 21. Morel A., Malinowska J., Olas B.: Antioxidative properties ofhydrogen sulfide may involve in its antiadhesive action on bloodplatelets. Clin. Biochem., 2012; 45: 1678-1682
  Google Scholar
• 22. Morel A., Malinowska J., Olas B.: Hydrogen sulfide changes adhesiveproperties of fibrinogen and collagen in vitro. Platelets, 2014;25: 147-149
  Google Scholar
• 23. Olas B.: Hydrogen sulfide in hemostasis: friend or foe? Chem.Biol. Interact., 2014; 217: 49-56
  Google Scholar
• 24. Olas B., Kontek B.: The possible role of hydrogen sulfide as a modulatorof hemostatic parameters of plasma. Chem. Biol. Interact.,2014; 220: 20-24
  Google Scholar
• 25. Olson K.R., Healy M.J., Qin Z., Skovgaard N., Vulesevic B., DuffD.W., Whitfield N.L., Yang G., Wang R., Perry S.F.: Hydrogen sulfideas an oxygen sensor in trout gill chemoreceptors. Am. J. Physiol.Regul. Integr. Comp. Physiol., 2008; 295: R669-R680
  Google Scholar
• 26. Predmore B.L., Julian D., Cardounel A.J.: Hydrogen sulfide increasesnitric oxide production from endothelial cells by an Akt–dependent mechanism. Front. Physiol., 2011; 2: 104
  Google Scholar
• 27. Predmore B.L., Lefer D.J., Gojon G.: Hydrogen sulfide in biochemistryand medicine. Antioxid. Redox Signal., 2012; 17: 119-140
  Google Scholar
• 28. Shibuya N., Koike S., Tanaka M., Ishigami-Yuasa M., Kimura Y.,Ogasawara Y., Fukui K., Nagahara N., Kimura H.: A novel pathway forthe production of hydrogen sulfide from D-cysteine in mammaliancells. Nat. Commun., 2013; 4: 1366
  Google Scholar
• 29. Shibuya N., Mikami Y., Kimura Y., Nagahara N., Kimura H.: Vascularendothelium expresses 3-mercaptopyruvate sulfurtransferaseand produces hydrogen sulfide. J. Biochem., 2009; 146: 623-626
  Google Scholar
• 30. Shibuya N., Tanaka M., Yoshida M., Ogasawara Y., Togawa T.,Ishii K., Kimura H.: 3-Mercaptopyruvate sulfurtransferase produceshydrogen sulfide and bound sulfane sulfur in the brain. Antioxid.Redox Signal., 2009; 11: 703-714
  Google Scholar
• 31. Stetkiewicz J.: Siarkowodór. Podstawy i Metody Oceny ŚrodowiskaPracy, 2011; 4: 97-117
  Google Scholar
• 32. Szabó C.: Hydrogen sulphide and its therapeutic potential. Nat.Rev. Drug Discov., 2007; 6: 917-935
  Google Scholar
• 33. Tadeusiewicz J., Krysztofiak A., Olas B.: Czosnek – panaceum nachoroby układu krążenia? Kosmos, 2014; 63: 37-44
  Google Scholar
• 34. Tadeusiewicz J., Olas B.: Siarkowodór – gaz nie tylko o właściwościachtoksycznych. Kosmos, 2014; 63: 125-135
  Google Scholar
• 35. Tan B.H., Wong P.T., Bian J.S.: Hydrogen sulfide: a novel signalingmolecule in the central nervous system. Neurochem. Intern.,2010; 56: 3-10
  Google Scholar
• 36. Tang G., Wu L., Liang W., Wang R.: Direct stimulation of KATPchannels by exogenous and endogenous hydrogen sulfide in vascularsmooth muscle cells. Mol. Pharmacol., 2005; 69: 1757-1764
  Google Scholar
• 37. Tanizawa K.: Production of H2S by 3-mercaptopyruvate sulphurtransferase.J. Biochem., 2011; 149: 357-359
  Google Scholar
• 38. Wallace J.L.: Hydrogen sulfide-releasing anti-inflammatorydrugs. Trends Pharmacol. Sci., 2007; 28: 501-505
  Google Scholar
• 39. Wallace J.L., Caliendo G., Santagada V., Cirino G.: Markedly reducedtoxicity of a hydrogen sulphide-releasing derivative of naproxen(ATB-346). Br. J. Pharmacol., 2010; 159: 1236-1246
  Google Scholar
• 40. Warenycia M.W., Goodwin L.R., Benishin C.G., Reiffenstein R.J.,Francom D.M., Taylor J.D., Dieken F.P.: Acute hydrogen sulfide poisoning.Demonstration of selective uptake of sulfide by the brainstem by measurement of brain sulfide levels. Biochem. Pharmacol,1989; 38: 973-981
  Google Scholar
• 41. Whiteman M., Armstrong J., Chu S.H., Jia-Ling S., Wong B.,Cheung N.S., Halliwell B., Moore P.K.: The novel neuromodulatorhydrogen sulfide: an endogenous peroxynitrite scavenger? J. Neurochem.,2004; 90: 765-768
  Google Scholar
• 42. Whiteman M., Li L., Kostetski I., Chu S.H., Siau J.L., Bhatia M.,Moore P.K.: Evidence for the formation of a novel nitrosothiol fromthe gaseous mediators nitric oxide and hydrogen sulphide. Biochem.Biophys. Res. Commun., 2006; 343: 303-310
  Google Scholar
• 43. Yang G., Wu L., Wang R.: Pro-apoptotic effect of endogenousH2S on human aorta smooth muscle cells. FASEB J., 2006; 20: 553-555
  Google Scholar
• 44. Yang W., Yang G., Jia X., Wu L., Wang R.: Activation of KATP channelsby H2S in rat insulin-secreting cells and the underlying mechanisms.J. Physiol., 2005; 569: 519-531
  Google Scholar
• 45. Zagli G., Patacchini R., Trevisani M., Abbate R., Cinotti S., GensiniG.F, Masotti G., Geppetti P.: Hydrogen sulfide inhibits human plateletaggregation. Eur. J. Pharmacol., 2007; 559: 65-68
  Google Scholar
• 46. Zhao W., Wang R.: H2S-induced vasorelaxation and underlyingcellular and molecular mechanisms. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol.,2002; 283: H474-H480
  Google Scholar
• 47. Zhao W., Zhang J., Lu Y., Wang R.: The vasorelaxant effect ofH2S as a novel endogenous gaseous KATP channel opener. EMBO J.,2001; 20: 6008-6016
  Google Scholar

Pełna treść artykułu