Abstrakt

Oksydazy multimiedziowe to grupa białek o aktywności enzymatycznej, które są zdolne do utleniania substratów w reakcjach, którym towarzyszy czteroelektronowa redukcja tlenu cząsteczkowego do dwóch cząsteczek wody. Udowodniono, że niektóre multimiedziowe oksydazy wykazują aktywność ferroksydazową związaną z ich swoistą strukturą charakteryzującą się obecnością centrów miedziowych, a także miejsc wiązania żelaza. Do grupy tej zalicza się: ceruloplazmina, hefajstyna oraz cyklopen. Multimiedziowe ferroksydazy ulegają ekspresji w wielu tkankach. Są zdolne do oksydacji szerokiej gamy substratów. Ceruloplazmina wykazuje również aktywność antyoksydacyjną, bierze też udział w wielu innych procesach biologicznych. Obserwacje dotyczące skutków fenotypowych związanych z brakiem bądź uszkodzeniem genów kodujących multimiedziowe ferroksydazy, pozwalają przypuszczać, że najważniejszą rolą tych białek jest udział w metabolizmie żelaza. Główną funkcją ceruloplazminy w obrocie żelaza w organizmie jest utlenianie jonów Fe2+ do Fe3+, co warunkuje wiązanie żelaza z transferyną (główne białko transportujące żelazo), jak i z ferrytyną (główne białko magazynujące żelazo). Funkcja hefajstyny jako ferroksydazy warunkuje wiązanie żelaza z apotransferyną w blaszce właściwej błony śluzowej jelita, co umożliwia dalszy transport żelaza żyłą wrotną do wątroby. Dostępne dane wskazują, że główna rola cyklopenu polega na udziale w łożyskowym transporcie żelaza. Obecność kilku multimiedziowych oksydaz cechujących się aktywnością ferroksydazową wskazuje na istotność procesu utleniania w metabolizmie żelaza. Dystrybucja tych białek w wielu tkankach umożliwia prawidłowy przebieg obrotu żelaza w organizmie oraz pozwala zapobiec toksycznym następstwom związanym z występowaniem jonów Fe2+. Jony te, uczestnicząc w reakcjach Fentona i Habera-Weissa, przyczyniają się do generowania wolnych rodników z najbardziej reaktywnym biologicznie rodnikiem hydroksylowym włącznie.

Wstęp

Oksydazy miedziowe to nieliczna grupa białek o aktywności enzymatycznej, które są zdolne do utleniania substratów w reakcjach, którym towarzyszy czteroelektronowa redukcja tlenu cząsteczkowego do dwóch cząsteczek wody [38,88].

Wykazano, że niektóre multimiedziowe oksydazy wykazują aktywność ferroksydazową związaną z ich swoistą strukturą charakteryzującą się obecnością ligandów wiążących żelazo. Do 2010 r. znane były dwa białka z tej grupy: ceruloplazmina i hefajstyna [16,69]. Ceruloplazmina została po raz pierwszy opisana w 1948 r. przez Holmberga i Laurella jako białko zawierające w swojej strukturze 8 atomów miedzi (Cu), charakteryzujące się błękitnym zabarwieniem w roztworach (stąd wzięła się nazwa tego białka, która dosłownie oznacza „niebieska substancja osoczowa”).

W publikacji, w której po raz pierwszy opisano i scharakteryzowano ceruloplazminę, wysunięto przypuszczenie, że prawdopodobnie większość miedzi zawartej w surowicy ma postać związaną z tym białkiem [11,39,52]. Hipoteza została potwierdzona w późniejszych badaniach – obecnie uważa się, że ceruloplazmina przenosi około 95% miedzi zawartej we krwi [71]. Inna multimiedziowa proteina została opisana w 1999 r. przez Vulpego; jej nazwa: hefajstyna pochodzi od imienia greckiego boga Hefajstosa zajmującego się obróbką metali [20]. W 2010 r. scharakteryzowany został cyklopen – białko multimiedziowe, którego nazwa ma również związek z mitologią grecką i pochodzi od cyklopów – jednookich olbrzymów, którzy w kuźni Hefajstosa kuli pioruny dla Zeusa [87].

Unikalną cechą multimiedziowych ferroksydaz, wyróżniającą je spośród innych białek miedziozależnych, jest obecność centrów miedziowych typu T1, T2 lub T3, klasyfikowanych w oparciu o cechy spektroskopowe i magnetyczne, które odzwierciedlają strukturę miejsc wiązania miedzi [16,68]. Zarówno ceruloplazmina, jak i dwie pozostałe miedziowe ferroksydazy, mają unikalne centrum aktywne – grupę prostetyczną złożoną z 3 typów centrów miedziowych. Jak wynika z informacji dostępnych w literaturze, centrum T1 służy jako akceptor elektronów, podczas gdy klaster obejmujący centra T2 i T3 jest obszarem, w którym zachodzi wiązanie i redukcja tlenu cząsteczkowego do wody. Za najważniejszą cechę centrów miedziowych T1 jest uważana intensywna absorpcja przy długości fali 610 nm. Jednak wielu badaczy wykazywało nierówności spektroskopowe i kinetyczne między jonami miedzi zlokalizowanymi w centrach T1, np. jeden z podtypów T1a ulega szybkiej reoksydacji, podczas gdy podtyp T1b wykazuje zdolność do reoksydacji trwającej kilka minut. Podtypy te różnią się także położeniem szczytów w widmach spektroskopii elektronowego rezonansu paramagnetycznego oraz wartościami potencjałów redoks. Centrum miedziowe T2 nie wykazuje optycznej absorpcji, ale ma właściwości paramagnetyczne, a zatem charakterystyczne widmo w elektronowym rezonansie paramagnetycznym. Centrum miedziowe T3 jest diamagnetyczne, ma najwyższy potencjał redoks, działa jako dwuelektronowy akceptor lub donor i jest niezbędne do redukcji cząsteczki tlenu. Ligandami wiążącymi jony miedzi w centrach T2 i T3 są cztery pary reszt histydyny, a ligandami miedzi w centrum T1 są: cysteina, dwie histydyny i metionina [10,51,71,82,87,89].

Charakterystyka ogólna multimiedziowych ferroksydaz

Ceruloplazmina

Ceruloplazmina jest uważana za główną miedzioproteinę osocza. Po odkryciu aktywności ceruloplazminy jako katalizatora reakcji utleniania Fe2+ do Fe3+ proponowano zmianę jej nazwy na ferroksydazę (ferroksydazę I, ferro: O2 oksydoreduktazę) [37,40,85].

Gen CPN jest umiejscowiony na długim ramieniu chromosomu 3q23-q24 i składa się z 29 eksonów o długości około 65 par zasad. Ekspresja tego genu występuje głównie w wą- trobie (choć niską ekspresję ceruloplazminy stwierdzono również m.in. w jelicie grubym, w nerkach, nadnerczach, płucach i w mózgu) [1,34,45]. Syntetyzowane białko ma postać nieaktywną (nazywaną apoceruloplazminą, apoCp), która charakteryzuje się krótkim czasem półtrwania wynoszącym około 5 godzin i brakiem aktywności oksydazowej. Wbudowanie 6-8 atomów miedzi do cząsteczki apoCp warunkuje powstanie dojrzałej, w pełni aktywnej, cząsteczki ceruloplazminy (nazywanej holoceruloplazminą, holoCp). Proces odbywa się w aparacie Golgiego i jest uwarunkowany prawidłową aktywnością białka ATP-azy 7B, która pełni funkcję transportera miedzi w komórce. Holoceruloplazmina ma znacznie dłuższy okres półtrwania (5,5 dnia) niż apoceruloplazmina i jest przenoszona do osocza, gdzie pełni wiele różnorakich funkcji, które będą omówione w dalszej części pracy [53,75,89,92].

Ceruloplazmina jest zbudowana z 6 β-beczułkowych domen, rozmieszczonych na kształt trójkąta (rycina 1). Trzy atomy miedzi, wbudowane do cząsteczki tego białka, tworzą grupę w domenie 1, a trzy inne atomy są rozmieszczone w domenach: 2, 4 i 6. Domena 1 zawierająca 3 atomy miedzi oraz domena 6 tworzą klaster przypominający swą aktywnością oksydazę askorbinianową. Klaster jest niezwykle ważny nie tylko dla katalitycznej aktywności ceruloplazminy, ale też dla strukturalnej stabilności białka, ponieważ łączy N-końcową i C-końcową domenę ceruloplazminy nadając temu białku globularny kształt [11,75].

Hefajstyna

Gen hefajstyny jest umiejscowiony na długim ramieniu chromosomu X (Xq12) i składa się z 20 eksonów o długości około 100 pz [4,13,17,34,47,58]. Ekspresja genu HEPH odbywa się głównie w jelicie cienkim, choć jest wykrywana również w łożysku, sercu, mózgu, trzustce. Oksydaza zawiera 1158 reszt aminokwasowych formujących pojedynczy łańcuch polipeptydowy o masie cząsteczkowej 127,8 kDa. Udowodniono, że podobnie, jak to jest w przypadku ceruloplazminy, wbudowanie miedzi do cząsteczki hefajstyny warunkuje powstanie dojrzałego, stabilnego białka (niedojrzałe białko, niezawierające miedzi jest ubikwitynowane i degradowane w proteasomie). Obecność miedzi w strukturze cząsteczki hefajstyny warunkuje również aktywność ferroksydazową tego białka [47,64]. Analiza predykcyjna dotycząca możliwej sekwencji aminokwasowej hefajstyny wskazuje, że sekwencja ta jest w 50% identyczna do sekwencji aminokwasowej ceruloplazminy [2,12,76]. Hefajstyna jest uważana za błonowy homolog ceruloplazminy. Podobnie jak ceruloplazmina, hefajstyna jest zbudowana z sześciu domen ułożonych na kształt trójkąta. Oprócz dużej ektodomeny ceruloplazminopodobnej białko to zawiera na C-końcu 86 aminokwasów wchodzących w skład domeny transmembranowej i krótkiego cytosolowego łańcucha [4,40,65].

Cyklopen

Nie określono jeszcze umiejscowienia genu cyklopenu. Wiadomo, że podobnie jak ceruloplazmina i hefajstyna, cyklopen jest 6-domenową multimiedziową oksydazą. Białko jest wytwarzane w  wielu tkankach, np. w  mózgu, siatkówce oka, nerkach. Jednak głównym miejscem syntezy cyklopenu jest łożysko. Strukturalnie cyklopen wykazuje większą homologię do hefajstyny niż do ceruloplazminy. Podobnie jak hefajstyna, cyklopen zawiera transbłonowy region na C-końcu oraz identyczne miedziowe ligandy [16,68,87].

Funkcje multimiedziowych oksydaz w organizmie człowieka

Ceruloplazmina

Jak wspomniano we wstępie, prawie 95% miedzi zawartej w surowicy ma postać związaną z ceruloplazminą. Miedź jest zaliczana do mikroelementów, niezbędnych do prawidłowego wzrostu, rozwoju oraz funkcjonowania żywych organizmów. Charakteryzuje się łatwością pobierania i oddawania elektronu (występuje na stopniach utlenienia Cu+ i Cu2+), dzięki czemu ma zasadnicze znaczenie w wielu procesach biochemicznych [6,52]. W organizmie człowieka miedź wchodzi w skład centrów aktywnych wielu enzymów o różnorodnej ekspresji tkankowej i zróżnicowanych funkcjach [30]. Do enzymów, których aktywność jest uzależniona od jonów miedzi należą m.in.: miedziowo-cynkowa dysmutaza nadtlenkowa (Cu, Zn-SOD, superoxide dismutase), tyrozynaza, oksydaza lizylowa, beta-hydroksylaza dopaminy, oksydaza cytochromu c. Enzymy te odgrywają ważną rolę w wielu procesach życiowych, takich jak ochrona antyoksydacyjna, synteza melaniny, tworzenie tkanki łącznej, metabolizm dopaminy, oddychanie mitochondrialne [21,52].

Jednak nadmierne stężenie „wolnych” jonów Cu w komórce (termin „wolna” miedź jest używany w odniesieniu do miedzi niezwiązanej z ceruloplazminą [12]) sprzyja wolnorodnikowemu uszkodzeniu białek, lipidów i kwasów nukleinowych. W obecności anionu nadtlenkowego (* O2 -) lub innych czynników redukujących (kwas askorbinowy, glutation), jon Cu2+ może zostać zredukowany do Cu+ , który katalizuje reakcję tworzenia rodników hydroksylowych (OH. ) z nadtlenku wodoru (H2 O2 ) w reakcji Habera-Weissa [21,24]. Miedź może się bezpośrednio wiązać do wolnych grup tiolowych cysteiny, prowadząc do utleniania i wytworzenia wiązań krzyżowych między białkami i w konsekwencji do inaktywacji enzymów czy uszkodzenia białek strukturalnych komórki [25]. Dlatego w komórkach pierwiastek ten pozostaje w postaci związanej z wewnątrzkomórkowymi białkami bogatymi w grupy tiolowe wykazujące duże powinowactwo do jonów Cu (metalotioneiny, glutation). Wewnątrzkomórkowy transport Cu i wbudowywanie tego pierwiastka w cząsteczki enzymów również odbywa się z udziałem wyspecjalizowanych białek [23,80].

Klinicznie zdefiniowane niedobory miedzi występują bardzo rzadko i objawiają się m.in. brakiem apetytu, anemią, parestezjami kończyn, pękaniem naczyń krwionośnych, zaburzeniami metabolizmu glukozy oraz cholesterolu, obniżoną pigmentacją włosów, spadkiem odporności związanym ze zwiększoną podatnością na zakażenia [67]. Znane jest genetycznie uwarunkowane zaburzenie związane z niedoborem miedzi w organizmie. Jest to tak zwany zespół Menkesa [Online‚ Mendelian Inheritance in Man’ (OMIM) # 309400] spowodowany mutacjami genu ATP7A umiejscowionego na chromosomie X (Xq21). Mutacje ATP7A powodują zaburzenia funkcji ATP-azy 7A, enzymu niezbędnego do prawidłowej jelitowej absorpcji miedzi. Objawy kliniczne tego zespołu są następstwem zaburzeń funkcji wielu enzymów, których aktywność jest uzależniona od jonów miedzi. Do charakterystycznych cech fenotypowych zespołu Menkesa należą: kręte włosy, uchyłki pęcherza moczowego, rozrzedzenie struktur kostnych oraz postępujące zmiany w ośrodkowym układzie nerwowym objawiające się obniżonym napięciem mięśniowym, drgawkami, opóźnieniem rozwoju psychoruchowego. Większość chorych umiera przed ukończeniem 4 roku życia [6,7,9,44].

Kliniczne skutki akumulacji miedzi w organizmie najlepiej obrazuje choroba Wilsona (chW) – genetycznie uwarunkowane zaburzenie metabolizmu miedzi spowodowane mutacjami genu ATP7B [OMIM #277900]. Obraz kliniczny chW jest bardzo różnorodny. Pierwsze objawy występują zwykle między 10 a 40 rokiem życia. U prawie 40% chorych ChW objawia się zaburzeniami funkcji wątroby, u 40% zaburzeniami neurologicznymi, u 15% chorych pierwszym objawem są zaburzenia psychiatryczne. U 5% chorych występują zaburzenia kostno-stawowe, niewydolność nerek, spontaniczne poronienia. Spowodowane mutacjami genu ATP7B zaburzenia funkcji ATP-azy 7B powodują, że miedź nie jest wbudowywana do cząsteczki ceruloplazminy, co jest warunkiem powstania dojrzałej cząsteczki tego białka. Ceruloplazmina niezawierająca w cząsteczce miedzi jest nietrwała i nie wykazuje aktywności oksydazowej [22,26]. Mimo że około 95% miedzi w surowicy jest związane z ceruloplazminą wydaje się, że białko to nie pełni funkcji transportera miedzi, ponieważ chorzy z aceruloplazminemią (choroba uwarunkowana genetycznie, spowodowana mutacjami genu CPN; [OMIM #604290]) mają prawidłowe stężenie miedzi w tkankach [32,39].

Ceruloplazmina spełnia wiele funkcji katalitycznych, wykazuje aktywność oksydazy tlenku azotu i peroksydazy glutationu [54]. Jest też zdolna do utleniania dużej grupy substratów organicznych, w tym ksenobiotyków (aminy organiczne), amin biogennych, do których należą hormony (adrenalina, noradrenalina) oraz neuroprzekaźniki (dopamina, serotonina) [55,62,94,95]. Funkcja ceruloplazminy jako oksydazy miedziowej pozwala zapobiegać toksycznym skutkom nadmiaru miedzi w komórce, gdyż utleniona postać Cu2+ jest mniej toksyczna niż zredukowana Cu+ . Wykazano, że ceruloplazmina bierze również udział w oksydacji lipoprotein o niewielkiej gęstości (low -density lipoproteins, LDL) [14,27,58,74].

Shokeir i Shreffler wysunęli hipotezę, że ceruloplazmina odgrywa rolę w enzymatycznym transferze miedzi do kuproprotein (enzymów miedziozależnych), takich jak oksydaza cytochromowa czy dysmutaza ponadtlenkowa. Hipoteza znalazła potwierdzenie w obserwacjach dotyczących spadku aktywności oksydazy cytochromowej u chorych z chW [77]. Udowodniono, że ceruloplazmina pełni też funkcje antyoksydacyjne wobec szerokiej grupy związków (uważa się, że ceruloplazmina odpowiada za około 80% właściwości antyoksydacyjnych osocza) [90]. Ceruloplazmina jest zaliczana do grupy dodatnich białek ostrej fazy, gdyż jej wytwarzanie wzrasta w wyniku infekcji i stanów zapalnych, co jest prawdopodobnie związane z odpowiedzią organizmu na towarzyszący tym procesom stres oksydacyjny [74,87].

Spośród funkcji ceruloplazminy niezwiązanych z jej aktywnością oksydazową, warto wymienić wpływ tego białka na procesy krzepnięcia krwi [16,19] oraz angiogenezę [54]. Jak zostało udowodnione ceruloplazmina transportuje również wapń oraz sód [10].

Na podstawie obserwacji dotyczących chorych z aceruloplazminemią wydaje się, że główną rolą ceruloplazminy jest udział w metabolizmie żelaza. Aceruloplazminemia (numer w bazie OMIM (Online Mendelian Inheritance in Man [http://www.ncbi.nlm.nih.gov/omim]: #604290) to choroba uwarunkowana genetycznie charakteryzująca się defektem genu ceruloplazminy CPN. Większość mutacji tego genu prowadzi do przedwczesnej terminacji translacji, chociaż opisano także mutacje prowadzące do nieprawidłowego przemieszczania się ceruloplazminy w komórce, a także do zaburzeń w procesie wbudowywania miedzi do cząsteczki apoceruloplazminy. Mutacje genu CPN powodują zaburzenia prawidłowej aktywności enzymatycznej ceruloplazminy. U chorych z aceruloplazminemią dochodzi do masywnej akumulacji żelaza w wielu narządach: w mózgu, wątrobie i trzustce. Klinicznie aceruloplazminemia ujawnia się łagodną anemią, uszkodzeniem wątroby, cukrzycą i retinopatią. U chorych obserwuje się również neurodegenerację, która dotyczy głównie pnia mózgu i móżdżku, lecz także jądra ogoniastego i skorupy, a klinicznie ujawnia się w postaci objawów pozapiramidowych, dysartrii, ataksji móżdżkowej czy demencji w wieku 45-50 lat. Dlatego aceruloplazminemię zaliczono do grupy chorób neurodegeneracyjnych związanych z akumulacją żelaza (neurodegeneration with brain iron accumulation, NBIA) [1,20,25,37,38,59,63,82,83].

Hefajstyna

Podobnie jak ceruloplazmina, hefajstyna również peł- ni funkcję oksydazową wobec substratów organicznych. Jednak, w przeciwieństwie do ceruloplazminy, hefajstyna jest niezdolna do utlenienia amin biogennych, takich jak adrenalina i dopamina, co wskazuje na różnice w specyficzności substratowej między tymi dwiema homologicznymi oksydazami [65,72].

Obserwacje dotyczące zwierząt z genetycznie uwarunkowanym niedoborem hefajstyny sugerują, że główna rola tego białka polega na udziale w metabolizmie żelaza. Defekty genu hefajstyny u zwierząt powodują jelitową akumulację żelaza oraz spadek stężenia żelaza w ustroju. U myszy szczepu sla (sex-linked anemia), u których występuje mutacja polegająca na delecji fragmentu mRNA o długości 582 zasad i wytwarzaniu białka o nieprawidłowej długości (skróconego o 194 aminokwasy) [17], proces pobierania żelaza z kosmków jelitowych do dojrzałych komórek nabłonka jelitowego przebiega prawidłowo, natomiast żelazo nie jest transportowane do innych komórek i tkanek. Brak funkcjonalnej hefajstyny skutkuje hipochromatyczną (niedobarwliwą) anemią mikrocytową i akumulacją żelaza w nabłonku jelitowym [25,33,46].

U człowieka mutacje genu HFE, związane z wytwarzaniem nieprawidłowej cząsteczki hefajstyny, wywołują gromadzenie się żelaza w organizmie. Wykazano, że brak funkcjonalnej hefajstyny obniża ekspresję genu hepcydyny (jest to ważne białko uczestniczące w regulacji metabolizmu żelaza). Skutkuje to nadmiernym, niekontrolowanym wchłanianiem żelaza z jelita i progresywną akumulacją tego pierwiastka w wątrobie, w trzustce, w sercu i w innych narządach i wielonarządową patologią, znaną pod nazwą hemochromatozy [OMIM #235200], a wyrażającą się marskością wątroby, rakiem wątroby, cukrzycą, impotencją, kardiomiopatią, uogólnioną artropatią [29]. Wydaje się więc, że w większości tkanek główną funkcją hefajstyny jest funkcja ferroksydazowa pozwalająca zapobiegać toksyczności jonów Fe2+ [12,65].

Cyklopen

Funkcje cyklopenu w organizmie nie zostały w pełni poznane. Dotychczas wiadomo jedynie, że białko to uczestniczy w metabolizmie żelaza. Podsumowując tę część artykułu można stwierdzić, że trzy dotychczas poznane multimiedziowe oksydazy charakteryzują się podobną strukturą, obecnością centrów miedziowych, jak też miejsc wiązania żelaza. Ulegają ekspresji w wielu tkankach. Pełnią rolę oksydazową wobec szerokiej gamy substratów. Ceruloplazmina wykazuje również aktywność antyoksydacyjną, a także pełni wiele innych funkcji w organizmie. Obserwacje dotyczące skutków fenotypowych związanych z brakiem bądź uszkodzeniem genów kodujących multimiedziowe ferroksydazy, pozwalają przypuszczać, że główna rola tych białek polega na udziale w metabolizmie żelaza.

Metabolizm żelaza w organizmie człowieka

Żelazo odgrywa istotną rolę w wielu procesach biologicznych, jest kofaktorem wielu enzymów, w tym hydroksylazy dopaminy i hydroksylazy tryptofanu [7,29,94]. Jest też zasadniczo ważne dla prawidłowego przebiegu procesów biochemicznych zachodzących w mitochondriach: od dostępności żelaza uzależniona jest funkcja akonitazy (główny enzym w cyklu kwasu cytrynowego), jak też funkcje kompleksów I-IV mitochondrialnego łańcucha oddechowego. Jako składnik hemu, żelazo uczestniczy w procesie transportu tlenu przez hemoglobinę [61].

Żelazo jest metalem przejściowym, zdolnym do przyjmowania różnych stopni utlenienia (jony żelaza mogą występować w postaci utlenionej (Fe3+) lub zredukowanej (Fe2+)). Ta cecha predysponuje żelazo do wywoływania działań cytotoksycznych. Jony żelaza mogą uczestniczyć w powstawaniu reaktywnych rodników tlenowych (reactive oxygen species, ROS). W obecności jonów nadtlenkowych (O2 .-) lub innych czynników redukujących jon Fe3+ może zostać zredukowany do Fe2+, który jest zdolny do katalizowania procesów powstawania rodników hydroksylowych (OH. ) z nadtlenku wodoru (H2 O2 ) w reakcjach Fentona i Habera-Weissa [58,91,92]:

Rodnik hydroksylowy jest najsilniej oddziałującym rodnikiem utleniającym w systemach biologicznych [57,59]. Jest zdolny do reagowania z każdą cząsteczką biologiczną. Peroksydacja lipidów zawartych w błonach biologicznych upośledza ich funkcje, zmniejsza płynność, inaktywuje związane z błoną receptory i enzymy, a także zwiększa przepuszczalność dla jonów, w tym jonów Ca2+. Proces ten może dotyczyć błon mitochondrialnych, a następstwem ich uszkodzenia mogą być zaburzenia metabolizmu energetycznego i apoptoza komórek [58]. Dlatego metabolizm żelaza przebiega w taki sposób, by ograniczyć możliwość udziału jonów Fe2+ w procesach wolnorodnikowych. Jest to możliwe dzięki aktywności wielu białek, uczestniczących w poszczególnych etapach obrotu żelaza w organizmie (rycina 2). Ponieważ u ssaków nie istnieją mechanizmy regulujące wydalanie żelaza, procesem podlegającym złożonym mechanizmom regulacyjnym jest absorpcja tego pierwiastka [5,34]. Wchłanianie jonów żelaza odbywa się w enterocytach dwunastnicy i górnego odcinka jelita czczego [55].

Żelazo dostarczane do organizmu z  dietą ma postać związaną bądź niezwiązaną z cząsteczką hemu. U człowieka żelazo związane z hemem (w postaci hemoglobiny czy mioglobiny, zawartych w pokarmie mięsnym) jest absorbowane bardziej efektywnie niż w postaci niezwiązanej. Dlatego, chociaż w diecie przeważa postać żelaza niezwiązana z hemem, postać związana jest źródłem większej puli żelaza. Żelazo niezwiązane z hemem (w postaci soli czy chelatów) ma głównie postać Fe2+, które przy neutralnym pH w warunkach fizjologicznego ciśnienia parcjalnego tlenu może ulegać oksydacji z wytworzeniem jonów Fe3+. Jony te mają tendencję do tworzenia nierozpuszczalnych kompleksów Fe(OH)3 . Żelazo związane z hemem przenika do komórek nabłonka jelit przez błonę komórkową, prawdopodobnie w wyniku endocytozy. Metaboliczną biodostępność żelaza zawartego w hemie zapewnia aktywność oksygenaz hemowych, które katalizują degradację hemu z uwolnieniem żelaza [55,62,76].

Głównym transporterem zaangażowanym w proces absorpcji żelaza jest transporter metali dwuwartościowych DMT1 (Divalent Metal Transporter 1), znany również jako: Nramp2, DCT1 oraz SLC11A2 [3,60]. Jest to białko odpowiedzialne za import żelaza ze światła jelita do wnętrza enterocytów oraz za transport żelaza z endosomów do cytosolu w różnych typach komórek. Aby transport ten był możliwy, żelazo w postaci Fe3+ musi zostać zredukowane do postaci Fe2+, co dzieje się z udziałem białka błonowego reduktazy Dcytb. Proteina ta wykorzystuje askorbinian jako dawcę elektronów używanych do redukcji Fe3+ [5,30].

Przejście żelaza z enterocytów do krążenia jest możliwe dzięki białku błonowemu: ferroportynie. Jest to jedyny poznany eksporter żelaza, którego substratem jest Fe2+. Ferroportyna to duże białko transmembranowe, które poza dwunastnicą występuje również w komórkach wątroby, śledziony, nerek i w komórkach Kupffera [37]. Jeden z podstawowych mechanizmów regulacji metabolizmu żelaza w organizmie dotyczy etapu transferu żelaza z udziałem ferroportyny. W odpowiedzi na nadmiar żelaza komórki wątrobowe wytwarzają białko: hepcydynę, która może się wiązać z ferroportyną i indukować jej internalizację i degradację, przyczyniając się w ten sposób do zablokowania przenoszenia żelaza z enterocytów do krążenia [76,78,79].

Zasadniczą rolę w dalszym transporcie żelaza do komórek odgrywa transferyna – główne białko przenoszące żelazo w krążeniu. Proteina ta składa się z dwóch globularnych płatów, z których każdy łączy się z jedną cząsteczką żelaza. Transferyna niewysycona żelazem ma okres półtrwania 7-10 dni, natomiast dla transferyny z przyłączonym żelazem czas ten wynosi 2 godziny. Warunkiem włączenia żelaza do cząsteczki transferyny jest zmiana stopnia utlenienia z Fe2+ do Fe3+. Za proces odpowiedzialne są dwie opisywane oksydazy multimiedziowe: hefajstyna i ceruloplazmina [13,35,66,87].

Wiązanie żelaza przez transferynę jest zależne od pH, przy czym proces ten przebiega najefektywniej w osoczu o odczynie neutralnym. Transferyna dostarcza żelazo do komórek, wiążąc się na ich powierzchni do receptora transferyny (TfR) [76]. Kompleksy transferyna-TfR są internalizowane do pęcherzyków wewnątrzkomórkowych. W wewnątrzpęcherzykowym środowisku o niskim pH żelazo jest uwalniane z cząsteczki transferyny, redukowane do Fe2+ przez reduktazy (Steap3 w komórkach erytroidalnych i przez nieznane jeszcze reduktazy w innych typach komórek), a następnie transportowane przez błonę endosomalną do cytosolu za pośrednictwem receptora DMT1 [47]. Wewnątrz komórek żelazo może być magazynowane w  postaci związanej z  ferrytyną, która jest głównym białkiem magazynującym żelazo w organizmie. Proces wiązania żelaza z ferrytyną jest uwarunkowany zmianą stopnia utleniania Fe (z Fe2+ na Fe3+), w czym uczestniczy ceruloplazmina [31,51].

Proces metabolizmu żelaza podlega wielu mechanizmom regulacyjnym. Poza opisaną wcześniej regulacją funkcji ferroportyny z udziałem hepcydyny, opisano mechanizmy regulacyjne na poziomie komórkowym, które są związane ze zmianami w wytwarzaniu białek uczestniczących w transporcie żelaza. Mechanizmy te dotyczą zmian w stabilności mRNA, translacji i modyfikacji potranslacyjnych [55]. Jeden z najlepiej opisanych mechanizmów regulujących metabolizm żelaza na poziomie komórkowym, dotyczy syntezy ferrytyny, enzymu mitochondrialnego: akonitazy i ferroportyny. Mechanizm ten polega na wiązaniu się białek nazywanych białkami regulującymi obrót żelaza (iron regulatory proteins, IRP) do sekwencji mRNA nazywanych elementami wiążącymi żelazo (iron-binding elements, IRE). Utworzenie kompleksu IRE/IRP na końcu 5’UTR (untranslated region; region nieulegający translacji) powoduje zahamowanie wczesnych etapów translacji. Związanie IRP na końcu 3’ UTR stabilizuje RNA i nasila translację (mechanizm taki opisano dla jednego z TfR (TfR1) i dla DMT1). Wiązanie IRP jest uwarunkowane wewnątrzkomórkowym stężeniem żelaza [37,86,87,93].

Rola multimiedziowych oksydaz w metabolizmie żelaza u człowieka

Rola ceruloplazminy w metabolizmie żelaza

Na udział ceruloplazminy w metabolizmie żelaza wskazywały obserwacje dotyczące występowania niedokrwistości i akumulacji żelaza w narządach w następstwie spożywania diety bogatej w żelazo, ale ubogiej w miedź. Okazało się, że odpowiednio wysoka podaż miedzi z dietą warunkowała syntezę ceruloplazminy, co zapobiegało wystąpieniu niedokrwistości [82].

Udowodniono, że w cząsteczce ceruloplazminy w pobliżu centrum miedziowego T1 w domenie 4 i 6 są miejsca wiążące żelazo (rycina 3). Oba te miejsca są złożone z dwóch cząsteczek kwasu glutaminowego, jednej cząsteczki kwasu asparaginowego oraz jednej histydyny. Oprócz tego w domenie 2 stwierdzono występowanie obszarów podobnych do ligandów żelazowych w domenach 4 i 6, składających się z dwóch cząsteczek kwasu glutaminowego, jednej cząsteczki kwasu asparaginowego oraz jednej tyrozyny. Jednak wydaje się, że obszar ten nie tworzy miejsca wiązania żelaza, a jego udział w aktywności ferroksydazowej ceruloplazminy nie został potwierdzony [48,71].

Jak to opisano w części prezentującej przebieg metabolizmu żelaza w organizmie człowieka, ceruloplazmina, utleniając Fe2+ do Fe3+, umożliwia wiązania żelaza do transferryny – proces ten jest zasadniczo ważny dla prawidłowego transportu żelaza z krążenia do komórek, odbywającego się za pośrednictwem TfR. Mimo że Fe2+ łatwo ulega utlenieniu pod wpływem tlenu, którego ciśnienie parcjalne we krwi tętniczej wynosi 65-100 mmHg, to jednak reakcja ta nie odgrywa znaczącej roli fizjologicznej, ponieważ 98,5% tlenu zawartego we krwi ma postać związaną z hemoglobiną. Poza tym osocze ma właściwości redukujące, związane m.in. z dużą zawartością askorbinianiu, który hamuje proces nieenzymatycznego utleniania Fe2+. Wolne jony Fe2+ przez udział w reakcjach Fentona i Habera-Weissa mogą uczestniczyć w generowaniu wolnych rodników, w tym bardzo toksycznego rodnika hydroksylowego. Dlatego enzymatyczna reakcja utleniania Fe2+ z udziałem ceruloplazminy zapobiega wolnorodnikowemu uszkodzeniu białek, lipidów i DNA [10,55,56]. Proces enzymatycznego utleniania żelaza jest bardziej korzystny również z tego względu, że reakcji nieenzymatycznej towarzyszy wytwarzanie reaktywnych form tlenu, co naraża komórki na uszkodzenie oksydacyjne [81].

Utleniająca funkcja ceruloplazminy wobec jonów Fe2+ jest też istotna dla procesu wiązania żelaza z ferrytyną – głównym białkiem magazynującym żelazo w komórce, gdyż proces ten jest uwarunkowany zmianą stopnia utlenienia żelaza z Fe2+ do Fe3+ [73].

Udział ceruloplazminy w metabolizmie żelaza w mózgu

Do ośrodkowego układu nerwowego (OUN) żelazo jest dostarczane z krążenia w postaci związanej z transferyną. Wychwyt żelaza w mózgu odbywa się głównie za pośrednictwem TfR umiejscowionych na komórkach śródbłonka naczyń mózgowych (prawdopodobnie istnieje też mechanizm wychwytu żelaza bez udziału TfR) [70]. Po związaniu do TfR, kompleks transferyna-TfR ulega internalizacji do endosomu, gdzie żelazo jest uwalniane z transferyny, redukowane do Fe2+ (przez reduktazę Dctyb), przenoszone do cytosolu przez DMT1 i eksportowane na zewnątrz prawdopodobnie za pośrednictwem ferroportyny.

Po przekroczeniu bariery krew-mózg żelazo jest wiązane do transferyny wytwarzanej przez oligodendrocyty i komórki epitelialne splotu naczyniówkowego. Głównie w tej postaci żelazo krąży w płynie śródmiąższowym dostarczając ten pierwiastek do komórek OUN [38,70].

Ceruloplazmina, wytwarzana przez hepatocyty, znajdująca się w postaci rozpuszczalnej w surowicy, nie przedostaje się przez barierę krew-mózg. Uważa się, że głównym źródłem ceruloplazminy w mózgu są astrocyty, które wytwarzają postać tego białka związaną z glikozylofosfatydyloinozytolem (GPI-Cp). Ta postać ceruloplazminy odgrywa rolę w metabolizmie żelaza w mózgu. W sytuacji, gdy w OUN nie ma prawidłowo funkcjonującej GPI-Cp, proces utleniania żelaza nie zachodzi z wystarczającą efektywnością. Wskutek tego spada ilość jonów Fe3+, które mogą być związane przez transferynę, a wzrasta ilość Fe2+ niezwiązanych z transferyną (jest to tzw. pula NTBI (non-transferin bound iron)). Brak GPI-Cp w obrębie OUN skutkuje również akumulacją jonów Fe2+ w komórkach, gdyż ferrytyna (główne białko magazynujące żelazo w komórkach) potrafi wiązać wyłącznie Fe3+. Wskutek tego dochodzi do wytworzenia warunków stresu oksydacyjnego spowodowanego generowaniem wolnych rodników w reakcjach Fentona i Habera-Weissa, w których uczestniczą jony Fe2+ [20,42,64,68].

W kontekście znaczenia GPI-Cp w mózgowym metabolizmie żelaza istotna wydaje się obserwacja dotycząca intensywnej akumulacji żelaza w astrocytach powodująca utratę 57% tych komórek w 24-miesięcznym okresie obserwacji zwierząt doświadczalnych z aceruloplazminemią. Astrocyty pozostają w bezpośrednim kontakcie z przestrzenią włośniczkową w OUN i są zdolne do wychwytu żelaza za pośrednictwem DMT1 (bez udziału TfR1) oraz z udziałem TfR1. W astrocytach ulegają również ekspresji ferroportyna i GPI-Cp – białka wymagane do transportu żelaza na zewnątrz komórki. Dlatego uważa się, że prawdopodobnie to astrocyty pośredniczą w wychwycie żelaza z krążenia i dostarczaniu go do neuronów [3,8,42,70].

Uszkodzenie astrocytów w przebiegu aceruloplazminemii jest prawdopodobnie spowodowane brakiem ferroportyny – błonowego eksportera żelaza, ulegającego ekspresji w komórkach śródbłonkowych bariery krew-mózg, na neuronach, oligodendrocytach, astrocytach, splocie naczyniówkowym i komórkach ependymalnych. Wykazano, że ceruloplazmina warunkuje stabilizację ferroportyny na powierzchni błony podstawnej. W sytuacji niedoboru ceruloplazminy brak funkcjonalnej ferroportyny powoduje zmniejszone wydalanie żelaza i gromadzenie się tego pierwiastka wewnątrz komórek. To może wywoływać deprywację neuronów w żelazo [43,61].

Wydaje się też prawdopodobne, że wolne rodniki, generowane w obładowanych żelazem astrocytach, mogą powodować uszkodzenie blisko zlokalizowanych neuronów. Jednak to, że w aceruloplazminemii występuje masywna utrata astrocytów, sugeruje, że neurodegeneracja związana z deficytem GPI-Cp w OUN może być wtórna do utraty wsparcia metabolicznego dostarczanego neuronom przez astrocyty. Astrocyty pozwalają na zachowanie równowagi jonowej i odpowiedniego pH w OUN, dostarczają glukozę i inne substraty metaboliczne dla neuronów, a także usuwają neuroprzekaźniki, takie jak glutaminian, uwalniane z synaps oraz inne cząsteczki, które mogą być toksyczne dla komórek nerwowych. Dlatego wydaje się prawdopodobne, że astrocyty giną z powodu toksyczności żelaza akumulującego się w tych komórkach, podczas gdy neurodegeneracja może być wtórna do utraty wsparcia metabolicznego dostarczanego neuronom przez astrocyty [42,45,70].

Rola hefajstyny w metabolizmie żelaza

Podobnie, jak ceruloplazmina, hefajstyna ma miejsca wiążące żelazo w swojej strukturze i wykazuje aktywność ferroksydazową [86,87]. Miejsce wiązania żelaza w cząsteczce hefajstyny, które znajduje się w domenie 6 jest zbudowane z kilku ligandów: kwasu glutaminowego (E960), histydyny (H965) i kwasu asparaginowego(D996), umiejscowionych w domenie 6 tego białka.

Funkcja hefajstyny jako ferroksydazy warunkuje wiązanie żelaza z apotransferyną w blaszce właściwej błony śluzowej jelita, co umożliwia dalszy transport żelaza żyłą wrotną do wątroby. Chociaż głównym miejscem syntezy hefajstyny jest jelito, ekspresja tego białka jest również wykrywalna w splotach nerwowych przewodu pokarmowego, komórkach beta trzustki oraz w oddźwiernikowej części żołądka, w nerkach, śledzionie, płucach, sercu, mózgu oraz łożysku [20]. Dotychczas rola hefajstyny w tych narządach nie została określona. Przypuszcza się jednak, że białko to może pełnić funkcję ochronną zapobiegającą toksycznemu oddziaływaniu reaktywnych form tlenu, wytwarzanych z udziałem jonów Fe2+. Ekspresja hefajstyny w łożysku wskazuje na jej prawdopodobny udział w transporcie żelaza z organizmu matki do płodu [49].

Rola cyklopenu w metabolizmie żelaza

Trzecia poznana dotychczas ludzka oksydaza miedziowa: cyklopen również ma miejsce wiążące żelazo, umiejscowione w domenie 6. Dotychczas ukazała się jedyna praca, w której białko to zostało opisane. Dostępne dane wskazują, że główna funkcja cyklopenu polega na udziale w pobieraniu żelaza przez płód z komórek łożyska [16].

Regulacja ekspresji multimiedziowych ferroksydaz

Ekspresja multimiedziowych ferroksydaz jest regulowana przez stężenie miedzi i/lub żelaza w środowisku. Udowodniono, że transkrypcja genu ceruloplazminy jest nasilana w sytuacji niedoboru żelaza, a także w warunkach związanych ze stresem oksydacyjnym [57,60]. W jelicie ekspresja hefajstyny jest regulowana przez stężenie żelaza [18,48], natomiast stężenie żelaza nie wpływa na nasilenie syntezy hefajstyny w sercu [68]. Ekspresja hefajstyny i cyklopenu jest regulowana przez miedź [15,16,60].

Podsumowanie

Obecność kilku multimiedziowych oksydaz cechujących się aktywnością ferroksydazową podkreśla istotność procesu utleniania w metabolizmie żelaza. Dystrybucja wszystkich trzech multimiedziowych ferroksydaz w wielu tkankach w organizmie zapewnia ich stały nadmiar, co umożliwia prawidłowy przebieg obrotów żelaza w organizmie, a także pozwala zapobiec toksycznym skutkom związanym z występowaniem jonów Fe2+, któ- re uczestnicząc w reakcjach Fentona i Habera-Weissa przyczyniają się do generowania wolnych rodników, z najbardziej reaktywnym biologicznie rodnikiem hydroksylowym włącznie.

Przypisy

• 1. Abdou M., Shaban H., Gohary M.: Changes in serum zinc, copperand ceruloplasmin levels of whole body gamma irradiated rats.Tenth Radiation Physics & Protection Conference. 27-30 November,Nasr City – Cairo, Egypt- Conference Proceedings, 2010; 17-26
  Google Scholar
• 2. Amaravadi R., Glerum D.M., Tzagoloff A.: Isolation of a cDNAencoding the human homolog of COX17, a yeast gene essential formitochondrial copper recruitment. Hum. Genet., 1997; 99: 329-333
  Google Scholar
• 3. Anderson C.P., Shen M., Eisenstein R.S., Leibold E.A.: Mammalianiron metabolism and its control by iron regulatory proteins. Biochim.Biophys. Acta, 2012; 1823: 1468-1483
  Google Scholar
• 4. Anderson G.J., Frazer D., McKie A., Vulpe C.: The ceruloplasminhomolog hephaestin and the control of intestinal iron asorption.Blood Cells Mol. Dis., 2002; 29: 367-375
  Google Scholar
• 5. Andrews N.: Forging a field: the golden age of iron biology. Blood,2008; 112: 219-230
  Google Scholar
• 6. Angelova M., Asenova S., Nedkova V., Kolarova-Koleva R.: Copperin the human organism. TJS, 2011; 9: 88-98
  Google Scholar
• 7. Arredondo M., Martines R., Nunez M., Ruz M., Olivares M.: Inhibitionof iron and copper uptake by iron, copper and zinc. Biol.Res., 2006; 39: 95-102
  Google Scholar
• 8. Banha J., Marques L., Oliveira R., Martins M., Paixao E., Pereira D.,Malho R., Penque D., Costa L.: Ceruloplasmin expression by humanperipheral blood lymphocytes: A new link between immunity andiron metabolism. Free Radic. Biol. Med., 2008; 44: 483-492
  Google Scholar
• 9. Bartee M.Y., Lutsenko S.: Hepatic copper-transporting ATPaseATP7B: function and inactivation at the molecular and cellular level.Biometals, 2007; 20: 627-637
  Google Scholar
• 10. Bento I., Peixoto C., Zaitsev V.N., Lindley P.F.: Ceruloplasminrevisited: structural and functional roles of various metal cationbindingsites. Acta Crystallogr. D Biol. Crystallogr., 2007; 63: 240-248
  Google Scholar
• 11. Bielli P., Calabrese L.: Structure to function relationships inceruloplasmin: a ‘moonlighting’ protein. Cell. Mol. Life Sci., 2002;59: 1413-1427
  Google Scholar
• 12. Brewer G.J.: Iron and copper toxicity in diseases of aging, particularlyatherosclerosis and Alzheimer’s disease. Exp. Biol. Med.,2007; 232: 323-335
  Google Scholar
• 13. Brookes M.J., Hughes S., Turner F.E., Reynolds G., Sharma N.,Ismail T., Berx G., McKie A.T., Hotchin N., Anderson G.J., Iqbal T.,Tselepis C.: Modulation of iron transport proteins in human colorectalcarcinogenesis. Gut, 2006; 55: 1449-1460
  Google Scholar
• 14. Buffone G.J., Brett E.M., Lewis S.A., Iosefsohn M., Hicks J.M.: Limitationsof immunochemical measurement of ceruloplasmin. Clin.Chem., 1979; 25: 749-751
  Google Scholar
• 15. Chen H., Attieh Z.K., Dang T., Huang G., van der Hee R.M., VulpeC.: Decreased hephaestin expression and activity leads to decreasediron efflux from differentiated Caco2 cells. J. Cell. Biochem., 2009;107: 803-808
  Google Scholar
• 16. Chen H., Attieh Z.K., Syed B.A., Kuo Y.M., Stevens V., Fuqua B.K., AndersenH.S., Naylor C.E., Evans W.R., Gambling L., Danzeisen R., HaidarM.B., Usta J., Vylpe C.D., McArdle H.J.: Identification of zyklopen, a newmember of the vertebrate multicopper ferroxidase family, and characterizationin rodents and human cells. J. Nutr., 2010; 140: 1728-1735
  Google Scholar
• 17. Chen H., Huang G., Gao H., Attieh Z., McKie A., Anderson G.,Vulpe C.: Decreased hephaestn activity in the intestine of copper–deficient mice causes systematic iron deficiency. J. Nutr., 2006; 136:1236-1241
  Google Scholar
• 18. Chen H., Su T., Attieh Z., Fox T., McKie A., Anderson G., Vulpe C.:Systematic regulation of hephaestin and Ireg1 revealed in studies ofgenetic and nutritional iron deficiency. Blood, 2013; 102: 1893-1899
  Google Scholar
• 19. Church W.R., Jernigan R.L., Tolle J., Hewick R.M., Knopf J., KnutsonG.J., Nesheim M.E., Mann K.G., Fass D.N.: Coagulation factors Vand VIII and ceruloplasmin constitute a family of structurally relatedproteins. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1984; 81: 6934-6937
  Google Scholar
• 20. Cui R., Duan X.L., Anderson G.J., Qiao Y.P., Yu P., Qian Z.N., YoshidaK., Takeda S., Guo P., Yang Z.L., Chang Y.Z.: Age-dependent expressionof hephaestin in the brain of ceruloplasmin-deficient mice. J.Trace Elem. Med. Biol., 2009; 23: 290-299
  Google Scholar
• 21. Culotta V.C., Klomp L.W,. Strain J., Casareno R.L., Krems B., GitlinJ.D.: The copper chaperone for superoxide dismutase. J. Biol. Chem.,1997; 272: 23469-23472
  Google Scholar
• 22. Członkowska A., Gromadzka G., Szpak G.M., Chabik G.: ChorobaWilsona, Choroba Parkinsona i inne zaburzenia, t.2, red: Sławek J.,Friedman A., Bogucki A., Opali G. Via Medica, Gdańsk 2012, 403-420
  Google Scholar
• 23. Dameron C.T., Harrison M.D.: Mechanisms for protection againstcopper toxicity. Am. J. Clin. Nutr., 1998; 67 (5 Suppl.): 1091S-1097S
  Google Scholar
• 24. de Bie P., van de Sluis B., Klomp L., Wijmenga C.: The many facesof the copper metabolism protein MURR1/COMMD1. J. Hered.,2005; 96: 803-811
  Google Scholar
• 25. Dusek P., Jankovic J., Le W.: Iron dysregulation in movementdisorders. Neurobiol. Dis., 2012; 46: 1-18
  Google Scholar
• 26. Flora S.J., Mittal M., Mehta A.: Heavy metal induced oxidativestress & its possible reversal by chelation therapy. Indian J. Med.Res., 2008; 128: 501-523
  Google Scholar
• 27. Friedan E.: Ceruloplasmin: a multi- functional cupro- protein ofvertebrate plasma. Exp. Biol. Med., 1982; 2: 159-169
  Google Scholar
• 28. Gaetke L.M., Chow C.K.: Copper toxicity, oxidative stress, andantioxidant nutrients. Toxicology, 2003; 189: 147-163
  Google Scholar
• 29. Ganz T.: Hepcidin, a key regulator of iron metabolism and mediatorof anemia of inflammation. Blood, 2003; 102: 783-788
  Google Scholar
• 30. Garrick M.D., Golan K.G., Horbinski C., Ghio A.J., Higgins D., PorubcinM., Moore E.G., Hainsworth L.N., Umbreit J.N., Conrad M.E.,Feng L., Lis A., Roth J., Singleton S., Garrick L.M.: DMT1: A mammaliantransporter for multiple metals. Biometals, 2003; 16: 41-54
  Google Scholar
• 31. Gicquel V., Soriano N., Ferran H., Wojcik F., Palierne E., TamimS., Jovelin T., McKie A., Gall J., David V., Mosser J.: Identification of 96 single nucleotide polymorphisms in eight genes involved in ironmetabolism: efficiency of bioinformatic extraction compared witha systematic sequencing approach.. Hum. Genet., 2001; 109: 393-401
  Google Scholar
• 32. Graf W.D., Noetzel M.J.: Radical reactions from missing ceruloplasmin.The importance of a ferroxidase as a endogous antioxidant.Neurology, 1999; 53: 446-447
  Google Scholar
• 33. Hahn P., Qian Y., Dentchew T., Chen L., Beard J., Harris Z.L., DunaiefJ.L.: Disruption of ceruloplasmin and hephaestin in mice causesretinal iron overload and retinal degeneration with features ofage-related macular degeneration. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2004;101: 13850-13855
  Google Scholar
• 34. Hahn P., Ying G., Beard J., Dunaief J.: Iron levels in human retina:sex difference and increase with age. Neuroreport, 2006; 17:1803-1806
  Google Scholar
• 35. Harris L., Davis-Kaplan S., Gitlin J., Kaplan J.: A fungal multicopperoxidase restores iron homeostasis in aceruloplasminemia.Blood, 2004; 103: 4672-4673
  Google Scholar
• 36. Hasan H.R., Ghadhban J.M., Abudal Kadhum Z.I.: Salivary ceruloplasminferroxidase & oxidase activities in celiac patients. Int. J.Biomed. Sci., 2012; 8: 163-170
  Google Scholar
• 37. He X., Hahn P., Iacovelli J., Wong R., King C., Bhisitkul R., Massaro-GiordanoM., Dunaief J.L.: Iron homesostasis and toxicity in retinaldegeneration. Prog. Retin Eye Res., 2007; 26: 649-673
  Google Scholar
• 38. Hellman N.E., Kono S., Miyajima H., Gitlin J.D.: Biochemical analysisof missense mutation in aceruloplasminemia. J. Biol. Chem.,2002; 277: 1375-1380
  Google Scholar
• 39. Holmberg C.G., Laurel C.B.: Investigations in serum copper. ActaChem. Scand., 1948; 2: 550-556
  Google Scholar
• 40. Hudson D., Curtis S., Smith V., Griffiths T., Wong A., ScudamoreC., Buchan A., MacGillivray T.: Human hephaestin expression isnot limited to enterocytes of the gastrointestinal tract but is alsofound in the antrum, the enteric nervous system, and pancreatic βcells. Am. J. Physiol. Gastrintest. Liver Physiol., 2010; 298: 425-432
  Google Scholar
• 41. Jacob R.A., Skala J.H., Omaye S.T., Turnlund J.R.: Effect of varyingascorbic acid intakes on copper absorption and ceruloplasminlevels of young men. J. Nutr., 1987; 117: 2109-2115
  Google Scholar
• 42. Jeong S.Y., Dvaid S.: Glycosylophopsphatidylinositol- achoredceruloplasmin is required for iron efflux from cells in the centralnervous system. J. Biol. Chem., 2003; 278: 27144-27148
  Google Scholar
• 43. Klomp L.W., Lin S.J., Yuan D.S., Klausner R.D., Culotta V.C., GitlinJ.D.: Identification and functional expression of HAH1, a novelhuman gene involved in copper homeostasis. J. Biol. Chem., 1997;272: 9221-9226
  Google Scholar
• 44. Kochanowska I., Hampel-Osipowicz E., Waloszczyk P.: ChorobaMenkesa – genetyczny defekt metabolizmu miedzi. Neurol. Dziec.,2008; 17: 63-68
  Google Scholar
• 45. Kristinsson J, Snaedal J, Tórsdóttir G, Jóhannesson T.: Ceruloplasminand iron in Alzheimer’s disease and Parkinson’s disease: a synopsisof recent studies. Neuropsychiatr. Dis. Treat., 2012; 8: 515-521
  Google Scholar
• 46. Kuo Y.M., Su T., Chen H., Attieh Z., Syed B.A., McKie A.T., AndersonG.J., Gitschier J., Vulpe C.D.: Mislocalisation of hephaestin,a multicopper ferroxidase involved in basolateral intestinal irontransport, in the sex linked anaemia mouse. Gut, 2004; 53: 201-206
  Google Scholar
• 47. Lee D.A., Goodfellow J.M.: The p-H induced release of iron fromtransferrin investigated with cintinuum electrostatic model. Biophys.J., 1998; 74: 2747-2759
  Google Scholar
• 48. Lee S.M., Attieh Z.K., Son H.S., Chen H., Bacouri-Haidar M., VulpeC.D.: Iron repletion relocalizes hephaestin to a proximal basolateralcompartment in polarized MDCK and Caco2 cells. Biochem. Biophys.Res. Commun., 2012; 421: 449-455
  Google Scholar
• 49. Li Y., Bai B., Cao X., Yan H., Zhuang G.: Ferroportin 1 and hephaestinexpression in BeWo cell line with different iron treatment. Cell.Biochem. Funct., 2012; 30: 249-255
  Google Scholar
• 50. Linder M.C., Hazegh-Azam M.: Copper biochemistry and molecularbiology. Am. J. Clin. Nutr., 1996; 63: 797S-811S
  Google Scholar
• 51. Machonkin T.E., Zhang H.H., Hedman B., Hodgson K.O., SolomonE.I.: Spectroscopic and magnetic studies of human ceruloplasmin:identification of a redox-inactive reduced type 1 copper site. Biochemistry,1998; 37: 9570-9578
  Google Scholar
• 52. Maltais D., Desroches D., Aouffen M., Mateescu M.A., Wang R.,Paquin J.: The blue copper ceruloplasmin induces aggregation ofnewly differentiated neurons: a potential modulator of nervoussystem organization. Neuroscience, 2013; 121: 73-82
  Google Scholar
• 53. Merle U., Tuma S., Herrmann T., Muntean V., Volkmann M.,Gehrke S.G., Stremmel W.: Evidence for a critical role of ceruloplasminoxidase activity in iron metabolism of Wilson disease geneknockout mice. J. Gastroenterol. Hepatol., 2010; 25: 1144-1150
  Google Scholar
• 54. Mordak-Domagała M., Kuliszkiewicz-Janus M.: Angiogenesisin multiple myeloma – clinical implications., Acta Haematol. Pol.,2007; 38: 177-186
  Google Scholar
• 55. Morgan E.H., Oates P.S.: Mechanisms and regulation of intestinaliron absorption. Blood Cells Mol. Dis., 2002; 29: 384-399
  Google Scholar
• 56. Morris C.J., Earl J.R., Trenam C.W., Blake D.R.: Reactive oxygenspecies and iron – a dangerous partnership in inflammation. Int. J.Biochem. Cell Biol., 1995; 27: 109-122
  Google Scholar
• 57. Mukhopadhyay C.K., Mazumder B., Fox P.L.: Role of hypoxia–inducible factor-1 in transcriptional activation of ceruloplasminby iron deficiency. J. Biol. Chem., 2000; 275: 21048-21054
  Google Scholar
• 58. Mukhopadhyay C.K., Mazumder B., Lindley P.F., Fox P.L.: Identificationof the prooxidant site of human ceruloplasmin: a model foroxidative damage by copper bound to protein surfaces. Proc. Natl.Acad. Sci. USA, 1997; 94: 11546-11551
  Google Scholar
• 59. Mzhel’skaya T.I.: Biological functions of ceruloplasmin and theirdeficiency caused by mutation in genes regulating copper and ironmetabolism. Bull. Exp. Biol. Med., 2000; 130: 719-727
  Google Scholar
• 60. Nittis T., Gitlin J.: Role of copper in proteasome-mediated degradationof the multicopper oxidase hephaestin. J. Biol. Chem.,2004; 279: 25696-25702
  Google Scholar
• 61. Oide T., Yoshida K., Kaneko K., Ohta M., Arima K.: Iron overloadand antioxidative role of perivascular astrocytes in aceruloplasminemia.Neuropathol. Appl. Neurobiol., 2006; 32: 170-176
  Google Scholar
• 62. Papanikolau G., Pantopoulos K.: Iron metabolism and toxicity.Toxicol. Appl. Pharmacol., 2005; 202: 199-211
  Google Scholar
• 63. Patel B.N., Dunn R.J., Jeong S.Y., Zhu Q., Julien J.P., David S.: Ceruloplasminregulates iron levels in the CNS and prevents free radicalinjury. J. Neurousci., 2002; 22: 6578-6586
  Google Scholar
• 64. Patel M., Ramavataram D.V.: Non transferris bound iron: nature,manifestations and analytical approaches for estimation. Indian J.Clin. Biochem., 2012; 27: 322-332
  Google Scholar
• 65. Petrak J., Vyoral D.: Hephaestin – a ferroxidase of cellular ironexport. Inst. J. Biochem. Cell Biol., 2005; 37: 1173-1178
  Google Scholar
• 66. Pribyl T.: Serum polyphenol oxidase activity (ceruloplasmin)in conventional laboratory animals and man. Folia Biol., 1978; 24:136-141
  Google Scholar
• 67. Prohaska J.R.: Impact of copper deficiency in humans. Ann. N.Y.Acad. Sci., 2014; 1314: 1-5
  Google Scholar
• 68. Prohaska J.R.: Impact of copper limitation on expression andfunction of multicopper oxidases (ferroxidases). Adv. Nutr., 2011;2: 89-95
  Google Scholar
• 69. Qian M.Z., Chang Z.Y., Leung G., Du R.J., Zhu L., Wang Q., NiuL., Xu Y.J., Yang L., Ho K.P., Ke Y.: Expression of ferroportin hephaestinand ceruloplasmin in rat heart. Biochim. Biophys Acta, 2007;1772: 527-532
  Google Scholar
• 70. Qian Z.M., Shen X.: Brain iron transport and neurodegenration.Trends Mol. Med., 2001; 7: 103-108
  Google Scholar
• 71. Quintanar L., Gebhard M., Wang T.P., Kosman D.J., Solomon E.I.:Ferrous binding to themulticopper oxidases Saccharomyces cerevisiaeFet3p and human ceruloplasmin: contributions to ferroxidase activity.J. Am. Chem. Soc., 2004; 126: 6579-6589
  Google Scholar
• 72. Ranganathan P.N., Lu Y., Fuqua B.K., Collins F.J.: Immunoreactivehephaestin and ferroxidase acticity are present in the cytosolicfraction of rat enterocytes. Biometals, 2012; 25: 687-695
  Google Scholar
• 73. Roeser H.P., Lee G.R., Nacht S., Cartwright G.E.: The role of ceruloplasminin iron metabolism. J. Clin. Invest., 1970; 49: 2408-2417
  Google Scholar
• 74. Salih A.M.: Serum ceruloplasmin, copper and iron levels as a riskfactors for coronary heart diseases (CHD). Bahdad Sci. J., 2010; 7:372-381
  Google Scholar
• 75. Sedlak E., Wittung- Stafshede P.: Discrete roles of copper ionsin chemical unfolding of human ceruloplasmin. Biochemistry, 2007;46: 9638-9644
  Google Scholar
• 76. Sharp P.: The molecular basis of copper and iron metabolism.Proc. Nutr. Soc., 2004; 63: 563-569
  Google Scholar
• 77. Shokeir M.H., Shreffler D.C.: Cytochrome oxidase deficiency inWilson’s disease: a suggested ceruloplasmin function. Proc. Natl.Acad. Sci. USA, 1969; 62: 867-872
  Google Scholar
• 78. Song D., Dunaief J.L.: Retinal iron homeostasis in health anddisease. Front Aging Neurosci., 2013; 5: 24
  Google Scholar
• 79. Song N., Wang J., Jiang H., Xie J.: Ferroportin 1 but not hephaestincontributes to iron accumulation in a cell model of Parkinson’sdisease. Free Radic. Biol. Med., 2010; 48: 332-341
  Google Scholar
• 80. Stern B.R., Solioz M., Krewski D., Aggett P., Aw T.C., Baker S.,Crump K., Dourson M., Haber L., Hertzberg R., Keen C., Meek B., RudenkoL., Schoeny R., Slob W., Starr T.: Copper and human health:biochemistry, genetics and strategies for modeling dose-responserelationships. J. Toxicol. Environ. Health, 2007; 10: 157-222
  Google Scholar
• 81. Suzuki Y., Yoshida K., Aburakawa Y., Kuroda K., Kimura T., TeradaT., Kono S., Miyajima H., Yahara O.: Effectiveness of oral iron chelatortreatment with deferasirox in an aceruloplasminemia patient witha novel ceruloplasmin gene mutation. Intern. Med., 2013; 52: 1527-1530
  Google Scholar
• 82. Syed B., Beamount J., Patel A., Naylor C., Bayele H., Joannou C.,Rowe P., Evans R., Srai K.: Analysis of the human hephaestin geneand protein: comparative modeling of the N-terminus ecto- domeinbased upon ceruloplasmin. Protein Eng., 2002; 15: 205-214
  Google Scholar
• 83. Tapryal N., Mukhopadhyay C., Das D., Fox P.L., MukhopadhyayC.K.: Reactive oxygen species regulate ceruloplasmin by a novelmRNA decay mechanism involving its 3’-untranslated region: implicationsin neurodegenerative diseases. J. Biol. Chem., 2009; 284:1873-1883
  Google Scholar
• 84. Terada K., Schilsky M.L., Miura N., Sugiyama T.: ATP7B (WND)protein. Int. J. Biochem. Cell Biol., 1998; 30: 1063-1067
  Google Scholar
• 85. Texel S., Zhang J., Camandola S., Unger E., Taub D., Koehler R.,Harris Z., Mattson M.: Ceruloplasmin deficiency reduces levels ofiron and BNDF in the cortex and striatum of young mice and increasestheir vulnerability to stroke. PLoS One, 2011; 6: e25077
  Google Scholar
• 86. Umbreit J.: Iron deficiency: a concise review. J. Hematol., 2005;78: 225-231
  Google Scholar
• 87. Vaschenko G., Bleackley M., Grifiths T., MacGillivray R.: Oxidationof organic and biogenic amines by recombinant human hephaestinexpressed in Pichia pastoris. Arch. Biochem. Biophys., 2011;514: 50-56
  Google Scholar
• 88. Vaschenko G., Ross T., MacGillivray A.: Multi-copper oxidasesand human iron metabolism. Nutrients, 2013; 5: 2289-2313
  Google Scholar
• 89. Vassiliev V., Harris Z.L., Zatta P.: Ceruloplasmin in neurodegenerativediseases. Brain Res. Brain Res. Rev., 2005; 49: 633-640
  Google Scholar
• 90. Verma V.K., Ramesh V., Tewari S., Gupta R.K., Sinha N., PandeyC.M.: Role of bilirubin, vitamin C and ceruloplasmin as antioxidantsin coronary artery disease [CAD]. Indian J. Clin. Biochem.,2005; 20: 68-74
  Google Scholar
• 91. Wang J., Pantopolous K.: Regulation of cellular iron metabolism.Biochem. J., 2011; 434: 365-381
  Google Scholar
• 92. Yamaguchi Y., Aoki T., Asashima S., Ooura T., Takada G., KitagawaT., Shigematsu Y., Shimada M., Kobayashi M., Itou M., Endo F.:Mass screening for Wilson’s disease: results and recommendations.Pediatr. Int., 1999; 41: 405-408
  Google Scholar
• 93. Yamamoto K., Yoshida K., Miyagoe Y., Ishikawa A., Hanaoka K.,Nomoto S., Kaneko K., Ikeda S., Takeda S.: Quantitative evaluationof expression of iron-metabolism genes in ceruloplasmin-deficientmice. Biochim. Biophys. Acta, 2002; 1588: 195-202
  Google Scholar
• 94. Young S.N., Curzon G.: A method for obtaining linear reciprocalplots with caeruloplasmin and its application in a study of thekinetic parameters of caeruloplasmin substrates. Biochem. J., 1972;129: 273-283
  Google Scholar
• 95. Zaitsev V.N., Zaitseva I., Papiz M., Lindley P.F.: An X-ray crystallographicstudy of the binding sites of the azide inhibitor andorganic substrates to ceruloplasmin, a multi-copper oxidase in theplasma. J. Biol. Inorg. Chem., 1999; 4: 579-587
  Google Scholar

Pełna treść artykułu