Czy mutacje w genie kodującym czynnik transkrypcyjny EKLF (Erythroid Krüppel-Like Factor) mogą chronić nas przed chorobami zakaźnymi i pasożytniczymi?
Krzysztof Mikołajczyk 1 , Radosław Kaczmarek 1 , Marcin Czerwiński 2Abstrakt
Czynnik transkrypcyjny EKLF (Erythroid Krüppel-Like Factor) należy do grupy czynników Krüppel-podobnych, które regulują proliferację, różnicowanie, rozwój i apoptozę komórek w organizmach ssaków. Czynnik EKLF występuje w komórkach erytroidalnych i bierze udział m.in. w regulacji procesu hematopoezy, ekspresji genów kodujących enzymy szlaku biosyntezy hemu i białka transmembranowe (w tym antygeny grupowe krwi) oraz w procesie obniżania ekspresji γ-globin i aktywacji genu β-globiny. Zbudowany jest z dwóch domen: bogatej w prolinę domeny transaktywacyjnej oraz domeny wiążącej DNA, która zawiera motyw trzech palców cynkowych. EKLF może działać jako aktywator transkrypcji (przykładem jest gen β-globiny) oraz represor transkrypcyjny, co zależy od rodzaju modyfikacji potranslacyjnej jakiej został poddany (fosforylacja, SUMO-ilacja, ubikwitynacja i acetylacja). Mutacje w genie kodującym EKLF mogą powodować m.in. hemoglobinopatie, takie jak wrodzona trwałość hemoglobiny płodowej i β-talasemia intermedia oraz zaburzenie hematopoetyczne, jakim jest wrodzona anemia dyserytropoetyczna typu IV. Zmiany te mogą utrudniać wnikanie zarodźców malarii do wnętrza erytrocytów oraz powodować szybsze usuwanie krwinek zajętych przez merozoity. Ponadto, mutacje w genie KLF1 są odpowiedzialne za obniżenie liczby antygenów grupowych krwi na powierzchni komórek (należących m.in. do układów grupowych: MN, P1PK, Lutheran, Duffy, Diego i Ok). Antygeny te mogą być receptorami dla pierwotniaków (np. zarodźce malarii: Plasmodium falciparum i Plasmodium vivax), bakterii (np. uropatogenne szczepy E.coli, Neisseria meningitidis) i toksyn (np. toksyny Shiga). Patogeny te są przyczyną wielu groźnych dla zdrowia i życia człowieka chorób, takich jak malaria, odmiedniczkowe zapalenie nerek, krwotoczne zapalenie okrężnicy, zespół hemolityczno-mocznicowy (HUS) i zapalenie opon mózgowo-rdzeniowych. W niniejszej pracy przedstawiamy hipotezę na temat możliwych związków między mutacjami w genie kodującym EKLF i opornością na patogeny.
Wstęp
Erythroid Krüppel-like factor (EKLF/KLF1), kodowany przez gen KLF1, należy do grupy Krüppel-podobnych czynników transkrypcyjnych (obecnie wyróżnia się ich 17). Wykazują homologię do białka Krüppel, które opisano w wywilżni karłowatej (Drosophila melanogaster), u której odpowiada za prawidłowy rozwój zarodka [57,75]. U ssaków lokalizacja ekspresji genu kodują- cego czynnik EKLF zmienia się w czasie rozwoju ontogenetycznego: zaczyna się w pęcherzyku żółtkowym zarodka, następnie jej największą aktywność obserwuje się w wątrobie płodu, a po narodzinach jest umiejscowiona w szpiku kostnym oraz miazdze czerwonej śledziony. Białko EKLF składa się z 362 reszt aminokwasowych [56] i zawiera dwie domeny: N-końcową bogatą w prolinę domenę transaktywacyjną oraz C-końcową domenę wiążącą DNA z motywem trzech palców cynkowych typu C2 H2 , która rozpoznaje sekwencję 5’-CCM CRC CCN-3’ (gdzie M: A/C, R: A/G i N: A/C/G/T) [75]. Czynnik ten reguluje ekspresję genów, w skład których wchodzi wymieniona sekwencja, a także takich, które zawierają kasety CACC lub motywy bogate w pary GC (stąd duże podobieństwo swoistości EKLF do czynnika transkrypcyjnego Sp1) [38]. Gen KLF1 ma długość około 3 kpz i składa się z trzech eksonów oraz dwóch intronów (ryc. 1) [8]. EKLF bierze udział w regulacji ekspresji wielu genów, które kodują białka występujące w komórkach erytroidalnych na różnych etapach rozwoju (ryc. 2). Może być aktywatorem transkrypcji m.in. dla ludzkiego genu β-globiny, a także działać jako represor transkrypcyjny przez oddziaływanie z korepresorami, jakimi są Sin3A i HDAC1 [38,76]. Białka kodowane przez geny, któ- rych ekspresja zależy od czynnika EKLF można podzielić na 7 grup: (1) białka transmembranowe, w tym antygeny grupowe krwi, (2) białka regulujące cykl komórkowy i/ lub mitozę, (3) białka cytoszkieletu, (4) białka zaangażowane w przemiany hemu i globin, (5) cytoplazmatyczne cząsteczki sygnałowe (6) czynniki transkrypcyjne i inne białka jądrowe oraz (7) inne białka, niesklasyfikowane do żadnej z sześciu wyżej wymienionych grup [53]. EKLF może podlegać modyfikacjom potranslacyjnym, takim jak fosforylacja, SUMO-ilacja, ubikwitynacja i acetylacja, które zmieniają jego zdolność do oddziaływania z czynnikami remodelującymi chromatynę [79].
Mutacje genu KLF1 i ich wpływ na organizm człowieka
W genie KLF1 znanych jest obecnie 109 mutacji (tab. 1), które mogą powodować zaburzenia, takie jak hemoglobinopatie (zalicza się do nich wrodzoną trwałość hemoglobiny płodowej w skrócie HPFH i β-talasemię intermedia), wrodzoną anemię dyserytropoetyczną typu IV (CDA IV) oraz ciężką wrodzoną anemię hemolityczną (NSHA). W zależności od fenotypu, mutacje można podzielić na cztery klasy, które przedstawiono w tabeli 2. Osoby ze zmutowanym genem KLF1 mogą mieć obniżone wartości dwóch wskaźników opisujących erytrocyty: MCV (średnia objętość krwinki czerwonej) oraz MCH (średnia masa hemoglobiny w krwince czerwonej), jednak w większości przypadków mieszczą się w zakresie prawidłowym [67]. Mutacje w KLF1 mogą również powodować obniżenie liczby antygenów grupowych krwi na powierzchni erytrocytów, czyli pojawienie się fenotypu In(Lu) (Inhibitor of Lutheran). Pojawia się wskutek haploinsuficjencji genu KLF1, czyli sytuacji, kiedy jeden prawidłowy allel KLF1 w komórce diploidalnej nie wystarcza, aby wykazywała prawidłowy fenotyp. U osób z fenotypem In(Lu) zaobserwowano zmniejszenie liczby antygenów grupowych Lutheran, a także innych, należących do układów: MN (glikoforyna A), P1PK, Duffy, Diego, Scianna, Colton, Indian i Ok [23]. Mutacje klasy 1, 2 i 3 powodują fenotyp In(Lu), a za rozwój HPFH (także będący skutkiem haploinsuficjencji genu KLF1) są odpowiedzialne mutacje klasy 2 i 3. U osób z wrodzoną anemią dyserytropoetyczną typu IV wykryto jedną charakterystyczną mutację zmiany sensu, którą zakwalifikowano do klasy 4. Ponadto, mutacje klasy 2 i 3 mogą mieć wpływ na rozwój β-talasemii intermedia, a także wzrost stężenia hemoglobiny HbA2 (α2δ2) [67,68,97]. Za pojawienie się ciężkiej wrodzonej anemii hemolitycznej (NSHA) również odpowiadają mutacje należące do klasy 2 i 3; charakteryzuje się wzmo- żoną hemolizą krwinek, której towarzyszy niski poziom haptoglobiny (białka odpowiedzialnego za wychwyt wolnej hemoglobiny we krwi) oraz wzrost poziomu bilirubiny i dehydrogenazy mleczanowej [90,67]. Ponieważ czynnik EKLF reguluje ekspresję genu kodującego kinazę pirogronianową (PK), mutacje w genie KLF1 mogą powodować jej niedobór w erytrocytach. We krwi pojawiają się wtedy krwinki o nieprawidłowej budowie (schistocyty i mikrocyty), a wewnątrz komórek obecne są wtręty cytoplazmatyczne [67]. Z badań przeprowadzonych na myszach wynika, że mutacje całkowicie znoszące funkcje obu alleli KLF1 są letalne. Jak na razie wykryto jeden taki przypadek u ludzi (określony jako fenotyp KLF1 null); było to dziecko, które urodziło się żywe, jednak wykryto u niego cechy obrzęku uogólnionego płodu (hydrops fetalis), ciężką niedokrwistość, żółtaczkę, porażenie mózgowe oraz podwyższone stężenie hemoglobiny płodowej (HbF, α2γ2). Okazało się, że rodzice byli nosicielami dwóch mutacji w genie KLF1 należących do klasy 3: p.R319EfsX34 i p.W30X. Nie wiadomo dlaczego dziecko prze- żyło; bierze się pod uwagę możliwość „przejęcia” funkcji KLF1 przez inne geny, a także utrzymanie wysokiego stę- żenia HbF [53,67]. Wykazano również, że EKLF reguluje ekspresję genu kodującego białko szaperonowe AHSP (α Hemoglobin Stabilizing Protein), które wiąże wolne łań- cuchy α-globin. Globiny mogą się wytrącać, gdy wystę- pują w komórce w dużym stężeniu, przyczyniając się do wzrostu wytwarzania reaktywnych form tlenu. Przypuszcza się, że podwyższony lub obniżony poziom EKLF może odpowiednio zwiększać lub zmniejszać nasilenie objawów β-talasemii intermedia, ponieważ udowodniono rolę AHSP w łagodzeniu objawów tego typu hemoglobinopatii. Rola ta jest szczególnie widoczna u chorych z pię- cioma kopiami genu kodującego α-globiny, czyli mających genotyp ααα/αα. [48,59]. Chociaż wiele mutacji genu KLF1 opisano u pojedynczych osób lub rodzin, istnieją dwie mutacje, które występują z większym prawdopodobień- stwem w pewnych populacjach. Są to: mutacja powodująca przesunięcie ramki odczytu (c.525_526insCGGCGCC, p.G176RfsX179) opisana u mieszkańców Korei, Wietnamu i Chin oraz mutacja skutkująca skróceniem ramki odczytu (c.809C>A, p.S270X) wykryta u mieszkańców Włoch [97]. Istnieje coraz więcej dowodów na to, że mutacje w KLF1 mogą się pojawiać o wiele częściej niż dotychczas przypuszczano. W południowych Chinach, które są regionem endemicznego występowania hemoglobinopatii, częstość mutacji klasy 2 i 3 jest wyższa (1,3% zbadanej populacji) niż w północnych regionach tego kraju (0,1%). Istnieje więc duże prawdopodobieństwo, że mutacje w genie KLF1 są częstsze także w tych regionach świata, gdzie hemoglobinopatie występują endemicznie (basen Morza Śródziemnego, południowo-wschodnia Azja i Afryka) [67,50].
Można wyróżnić dwa mechanizmy zwiększenia oporności na patogeny przez mutacje genu KLF1: (1) zmiany poziomu ekspresji genów: kodujących podjednostki hemoglobiny, związanych z metabolizmem żelaza oraz genu kodującego kinazę pirogronianową i (2) zmiany poziomu ekspresji genów związanych z syntezą antygenów grupowych krwi. Z pierwszym mechanizmem jest związana dobrze udokumentowana oporność na malarię; drugi nie był do tej pory przedmiotem badań [20,15].
Wrodzona anemia dyserytropoetyczna (CDA) typu IV
Zaburzenie to należy do grupy rzadkich chorób charakteryzujących się wrodzoną anemią, nieefektywną erytropoezą ze zróżnicowanymi cechami morfologicznymi późnych erytroblastów w szpiku kostnym oraz rozwojem wtórnej hemochromatozy [99]. U chorych obserwuje się także żółtaczkę, powiększenie śledziony, obniżoną liczbę retikulocytów oraz zmiany w ekspresji genów kodujących globiny. Wrodzoną anemię dyserytropoetyczną dzieli się na siedem grup (I-VII), różniących się między sobą przede wszystkim morfologią erytroblastów [35,84,100]. Podłoże genetyczne postaci I-III tej choroby jest już dość dobrze poznane, jednak w przypadku kolejnych postaci CDA nie zostały jeszcze scharakteryzowane. Pod uwagę bierze się wpływ mutacji w genach kodujących czynniki transkrypcyjne EKLF i GATA1.
Mutacja w trzecim eksonie KLF1 (c.973G>A), będąca przyczyną wrodzonej anemii dyserytropoetycznej typu IV wywołuje zamianę reszty kwasu glutaminowego w pozycji 325 na resztę lizyny w drugim palcu cynkowym [40,41]. W konsensowym mysim białku EKLF opisana reszta aminokwasowa znajduje się w obrę- bie α-helisy drugiego motywu palca cynkowego, który dopasowuje się do dużego rowka DNA, umożliwiając bezpośrednie oddziaływanie ze środkowym nukleotydem sekwencji 5’-CCM CRC CCN-3’, wiązanej przez EKLF. U niektórych pacjentów zaobserwowano również inne nieprawidłowości, do których należą: wysoki poziom hemoglobiny płodowej (>40%), utrzymanie ekspresji genów kodujących globiny embrionalne, dodatkowe cytoplazmatyczne wtręty w erytroblastach i erytrocytach oraz niedobór charakterystycznych dla erytrocytów cząstek adhezyjnych CD44, BCAM i ICAM4, a także niedobór akwaporyny 1 (AQP1) [40,75,67]. Do tej pory zdiagnozowano sześć przypadków tego typu anemii [67].
Wrodzona trwałość hemoglobiny płodowej (HPFH)
U osób z HPFH obserwuje się trwały, wysoki poziom hemoglobiny płodowej, mikrocytozę oraz podwyższony poziom protoporfiryny cynkowej (ZnPP) [71,73]. Poziom HbF w zależności od mutacji waha się w granicach 3-30,9%, w porównaniu do około 1% u osób zdrowych [86]. Zmniejszenie ekspresji γ-globin, występujących w hemoglobinie płodowej oraz rozpoczęcie ekspresji β-globiny, która wchodzi w skład hemoglobiny HbA (α2β2) jest regulowane przez EKLF; bezpośrednio przez aktywację genu β-globiny i pośrednio przez aktywację białka Bcl11a, które jest represorem γ-globin kodowanym przez gen Bcl11a) (ryc. 3) [75,97]. Dlatego obniżona ilość czynnika EKLF może powodować utrzymywanie się zbyt wysokiej ekspresji łańcuchów γ-globinowych, co wiąże się z podwyż- szonym poziomem HbF.
U członków rodziny z Malty wykryto dwie mutacje (p.K288X) oraz (p.M39L), które były charakterystyczne dla osób z HPFH. Pierwsza z nich powoduje utratę zdolności wiązania DNA przez EKLF, a druga najprawdopodobniej nie powoduje żadnych zmian w funkcjonowaniu tego białka. Inna mutacja (p.K332Q) opisana u członków rodziny z Sardynii, którzy również chorowali na HPFH, zmniejsza wiązanie EKLF do BCL11A, ale nie do genu β-globiny. Ponadto, monoalleliczne występowanie tej mutacji powoduje prawidłowy (czyli niski) poziom hemoglobiny płodowej [75,73]. W przeciwieństwie do rodziny z Malty, u członków rodziny z Sardynii jedynie jednoczesna obecność dwóch mutacji (p.S270X i p.K332Q) powoduje wzrost poziomu HbF (22,1-30,9% w rodzinie z Sardynii, w porównaniu do 3,3-19,5% w rodzinie z Malty), a także protoporfiryny cynkowej (ZnPP). Osoby, u których wykryto tylko mutację p.S270X mają fenotyp In(Lu) oraz prawidłowy poziom hemoglobiny płodowej [78,75]. Innymi objawami HPFH mogą być także: łagodna hemoliza (prawdopodobnie w wyniku destabilizacji błony komórkowej erytrocytów) oraz niewielki wzrost poziomu bilirubiny [73]. Z dwóch niezależnych badań wynika, że częstość występowania mutacji w genie KLF1 u zbadanych osób z HPFH wyniosła odpowiednio 8,4% (11/131) [30] i 3,6% (5/140) [92]. Za pojawienie się HPFH mogą odpowiadać także mutacje w genach bezpośrednio związanych z syntezą łańcuchów globinowych. Ich omówienie wykracza poza zakres tego opracowania, jednak warto wspomnieć, że są to przede wszystkim delecje genu β-globiny (HBB) oraz mutacje punktowe w promotorach HBG1 oraz HBG2, które kodują izoformy łańcuchów γ-globiny [30].
Czy podwyższony poziom HbF może wpływać na oporność na patogeny? Wykazano, że istnieje związek mię- dzy wysokim poziomem HbF, a przebiegiem zarażenia zarodźcem malarii P. falciparum. Wnikanie oraz rozwój pasożyta w erytrocytach z dużą ilością HbF przebiega prawidłowo, jednak dochodzi do zaburzeń w wiązaniu się białka PfEMP-1 do komórek śródbłonka [2]. Białko to, wytwarzane przez merozoity P. falciparum w zajętych erytrocytach, jest włączane do błony komórkowej krwinek, gdzie działa jako receptor dla cząsteczek, takich jak CD36, ICAM1, CR1 i antygenów grupowych A i B, które są obecne m.in. na komórkach śródbłonka, erytrocytach oraz monocytach. Powoduje to sekwestrację zajętych erytrocytów i umożliwia pasożytowi uniknięcie zniszczenia w wątrobie oraz śledzionie, gdzie nieprawidłowe krwinki są usuwane [13,54]. Wykazano również, że niemowlęta, u których dochodzi do zarażenia P. falciparum w pierwszych miesiącach życia, przechodzą zimnicę łagodniej. Wydaje się, że rolę ochronną u niemowląt pełni przede wszystkim wysoki poziom hemoglobiny płodowej, która w chwili urodzenia stanowi 50-95% całkowitej hemoglobiny, a po trzech miesiącach spada do <5% [2].
β-talasemia intermedia
Choroba ta należy do złożonej grupy zaburzeń genetycznych nazywanych ogólnie talasemiami lub niedokrwisto- ściami tarczowatokrwinkowymi [98]. Termin β-talasemia intermedia wskazuje na pośredni stan kliniczny mię- dzy ciężką postacią choroby określanej jako β-talasemia major, a jej łagodną postacią, czyli β-talasemią minor. Charakteryzuje się zmniejszeniem lub całkowitym brakiem ekspresji genów kodujących β-globiny i jest dziedziczona autosomalnie recesywnie [74]. Jednoczesna obecność mutacji w KLF1 oraz innych mutacji powodują- cych β-talasemię intermedia może korzystnie wpływać na obraz choroby; wynika to najprawdopodobniej z częściowego „przejęcia” funkcji hemoglobiny HbA przez hemoglobinę płodową, której stężenie jest wtedy podwyższone (>30% całkowitej hemoglobiny). Ponadto, w β-talasemii intermedia obserwuje się łagodne podwyższenie poziomu hemoglobiny HbA2 (>3,5% całkowitej hemoglobiny, w porównaniu do ~2,5% w organizmie zdrowym), co również może mieć związek z mutacjami w genie KLF1 [97,67]. Wykazano, że pojedyncze mutacje w samych sekwencjach CACC mogą spowodować nawet całkowite zniesienie ekspresji genów β-globin u pacjentów z β-talasemią [64,48]. Niedawno opisano wpływ czynnika EKLF na ekspresję genu kodującego białko HIRA, które wiąże się z histonem H3.3 i jest niezbędne do ekspresji genu β-globin [79]. Częstość mutacji w genie KLF1 zbadana w Chinach u osób mieszkających na terenach endemicznego występowania talasemii jest wyższa w porównaniu do terenów, gdzie talasemia nie występuje (częstość mutacji wyniosła odpowiednio 1,3 i 0,1%). Porównując pacjentów chorują- cych na β-talasemię major z chorującymi na β-talasemię intermedia, ujawniono że mutacje w KLF1 występują tylko u tych drugich (3,4% zbadanych przypadków), a u osób z odmianą major nie wykryto ich wcale [50].
Czy β-talasemia może chronić przed zarodźcami malarii? Wykazano, że osoby z α- i β-talasemią mogą być mniej podatne na malarię, a β-talasemia może dodatkowo obniżać prawdopodobieństwo wystąpienia poważnych komplikacji będących skutkiem zarażenia P. falciparum [27]. Oporność na malarię może być związana z utratą zdolności pasożytów do atakowania kolejnych komórek gospodarza (głównie przez utrudnianie ich adhezji do komórek śródbłonka) lub wynikać ze zmniejszenia zdolności ich namnażania się w erytrocytach [29].
Zaburzenia w metabolizmie żelaza
EKLF reguluje ekspresję genów kodujących enzymy szlaku biosyntezy hemu (np. ALAS2, ALAD) oraz białka biorące udział w przetwarzaniu żelaza (np. TFR2, SLC25A37). U osób mających mutacje klasy 2 i 3 w genie KLF1 proces wbudowywania żelaza do protoporfiryny IX jest nieefektywny, co powoduje zastępowanie go cynkiem i tym samym wzrost poziomu protoporfiryny cynkowej (ZnPP) [67].
Mutacje w genie KLF1 a układy grupowe krwi
Obecnie wyróżnia się 37 układów grupowych krwi, które są reprezentowane przez antygeny grupowe wchodzące w skład białek, glikoprotein lub glikosfingolipidów. Powstają w wyniku mutacji w genach kodujących białka integralne, powierzchniowe lub glikozylotransferazy (enzymy przenoszące zaktywowane reszty cukrowe na akceptory białkowe, lipidowe czy oligosacharydowe). Za antygeny grupowe krwi uważa się cząsteczki rozpoznawane przez alloprzeciwciała, które mogą powstać w wyniku immunizacji po przetoczeniu krwi niezgodnej grupowo lub na skutek kontaktu z antygenami wystę- pującymi w środowisku [21]. Są wykrywane głównie na erytrocytach, ale mogą występować również na innych komórkach, takich jak nabłonek czy śródbłonek oraz w wydzielinach, np. mleku, tak więc powinno się je raczej nazywać antygenami grupowymi krwi i tkanek (histo-blood group antigens) [12]. Uważa się, że antygeny grupowe mogą mieć związek ze zmianami podatno- ści komórek na patogeny, ponieważ są receptorami dla pierwotniaków, bakterii i wirusów [20,15]. Ponadto, ich obecność na powierzchni nabłonka umożliwia oddziaływanie z bakteriami tworzącymi mikrobiom jelitowy, co także może mieć wpływ na wiązanie patogennych bakterii [25]. Antygeny te zajmują więc unikalną pozycję w złożonej sieci genów i mechanizmów patologicznych.
Ekspresja genów kodujących antygeny grupowe nale- żące do układów: MN (glikoforyna A), Rh, RhAG, Kell, Duffy, Kidd, Diego, Scianna, Dombrock, Colton, Landsteiner-Wiener i Kx jest regulowana przez EKLF. Wykazano, że może ona ulec obniżeniu nawet o ponad 90% (porównując komórki mające „wyłączony” gen KLF1, z komórkami z jego postacią konsensową) [53]. Obniżenie liczby antygenów grupowych, należących do układów: MN (glikoforyna A), Lutheran, P1PK, Duffy, Diego, Scianna, Colton, Indian i Ok jest przeważnie powiązane z fenotypem In(Lu) [23]. Przypuszcza się, że czynnik EKLF może również wpływać na ekspresję genu A4GALT, kodującego glikozylotransferazę, która syntezuje antygeny grupowe należące do układu P1PK [16,31,87].
Czynnik EKLF wpływa więc na ekspresję genów kodują- cych antygeny grupowe krwi, które są receptorami dla wielu patogenów (zarodźce malarii: Plasmodium falciparum i P. vivax, uropatogenne szczepy E.coli, Streptococcus suis i Neisseria meningitidis), a także toksyn wytwarzanych przez enterokrwotoczne szczepy E.coli. Można zatem wysunąć przypuszczenie, że obniżenie ich ekspresji będące wynikiem mutacji w genie KLF1 może zmieniać oddziaływanie komórek gospodarza z patogenami i toksynami. Mutacje te można więc uznać za czynnik pośrednio zwiększający lub zmniejszający podatność komórek gospodarza na dane choroby, podobnie jak w przypadku mutacji w genach kodujących antygeny grupowe [20]. Należy zaznaczyć, że antygeny grupowe układu ABO, który jest najważniejszym klinicznie układem grupowym, nie podlegają regulacji przez ten czynnik transkrypcyjny.
Układ Lutheran (005)
Lutheran jest pierwszym układem grupowym krwi, w przypadku którego stwierdzono związek między czynnikiem EKLF i genem kodującym antygeny grupowe. Antygeny tego układu są częścią glikoproteiny Lutheran (CD239), która jest kodowana przez gen LU (ryc. 4). Jak dotąd zidentyfikowano 22 antygeny grupowe, które powstały wskutek mutacji w genie LU. Glikoproteina Lutheran należy do cząsteczek nadrodziny immunoglobulinowej (IgSF) i występuje w dwóch izoformach (o masach cząsteczkowych: 85 i 78 kDa). Jej główną funkcją jest wiązanie lamininy, będącej składnikiem macierzy zewnątrzkomórkowej występującej w śródbłonku naczyniowym [24,65]. Część zewnątrzkomórkowa glikoproteiny CD239 jest zbudowana z pięciu domen białkowych (dwóch określanych jako domeny zmienne V i trzech domen stałych C) [83]. Mutacje w KLF1 mogą być odpowiedzialne za pojawienie się fenotypu In(Lu), którego obecność zawsze świadczy o mutacji w genie KLF1. Fenotyp ten nie powoduje żadnych poważnych konsekwencji zdrowotnych, a jedynie częstsze występowaniem akantocytozy, czyli obecności we krwi erytrocytów o charakterystycznym kształcie (tzw. akantocytów) [24]. Ponadto stwierdzono, że erytrocyty osób z fenotypem In(Lu) mają podwyższony poziom HbF oraz HbA2 [36], co w przypadku hemoglobiny płodowej może dodatkowo chronić przed zarodźcami malarii.
Układ MNS (002)
Antygeny grupowe krwi układu MNS znajdują się na glikoforynach A, B i E (kodowanych odpowiednio przez geny GYPA, GYPB i GYPE), które są białkami bogato glikozylowanymi i usjalowanymi, występującymi tylko na erytrocytach [49]. Glikoforyny C i D (kodowane przez gen GYPC) zawierające antygeny grupowe Gerbich występują również na innych komórkach, poza erytrocytami [23]. Należy podkreślić, że geny GYPB i GYPC nie są regulowane przez czynnik EKLF, a pod jego kontrolą znajdują się jedynie GYPA i GYPE (jednak jak dotąd nie wykryto na erytrocytach kodowanej przez ten gen glikoforyny E) [95]. Glikoforyna A znajdująca się na powierzchni erytrocytów bierze udział w wiązaniu zarodźców malarii P. falciparum. Można więc przypuszczać, że mutacje w genie KLF1 mogą zwiększać oporność na te pasożyty przez zmniejszanie ilości glikoforyny A na krwinkach, co powodowałoby obniżenie liczby oddziaływań receptor-ligand (ligandem w tym wypadku jest cząsteczka na powierzchni zarodźca). Brak glikoforyny A, znany jako fenotyp En(a-), który został opisany tylko w pięciu rodzinach, powoduje około dziesięciokrotnie mniejszą podatność komórek gospodarza na inwazję merozoitów P. falciparum, w porównaniu z krwinkami zawierającymi prawidłową glikoforynę A [66]. Analogicznie, fenotyp S-s-U – (glikoforyna B nieobecna), skutkuje podwyż- szoną opornością na malarię; fenotyp ten spotyka się z częstością 36% u Pigmejów z Konga [28]. Wpływ mutacji w genie KLF1 na ekspresję glikoforyn nie był dotychczas badany.
Układ P1PK (003)
Układ P1PK obejmuje trzy glikosfingolipidowe antygeny: Pk i P1 z terminalną sekwencją cukrową Galα1→4Gal oraz antygen NOR z sekwencją terminalną Galα1→4GalNAc [43]. Antygeny Pk i NOR należą do szeregu globo glikosfingolipidów, a antygen P1 do szeregu neolakto. Antygeny P1 i Pk są syntezowane przez α1,4-galaktozylotransferazę (zwaną też syntazą Pk ), kodowaną przez A4GALT [44]. Dwa najczę- ściej spotykane fenotypy układu P1PK to: P1 , kiedy na erytrocytach są obecne antygeny P1 i Pk oraz P2 , kiedy obecny jest tylko antygen Pk . Wykazano, że ilość transkryptu genu A4GALT u osób z fenotypem P1 jest większa niż u osób z fenotypem P2 , co może być związane z regulacją ekspresji genu A4GALT przez czynnik EKLF lub inne czynniki transkrypcyjne [37]. Antygeny NOR są syntezowane przez α1,4-galaktozylotransferazę, w której w wyniku mutacji punktowej w genie A4GALT (c.631C>G) doszło do zamiany reszty glutaminy na resztę kwasu glutaminowego w pozycji 211 łańcucha polipeptydowego. Fenotyp NOR zidentyfikowano jak na razie tylko u członków dwóch rodzin, w Stanach Zjednoczonych i w Polsce [82].
Wykazano, że u osób z fenotypem In(Lu) częściej występuje fenotyp P2 , w którym antygen P1 jest nieobecny [72]. Jak dotąd nie wyjaśniono przyczyny tego zjawiska, ale prawdopodobnie dzieje się tak wskutek mutacji w genie KLF1, powodujących fenotyp In(Lu), w którym obserwuje się obniżony poziom antygenów układu P1PK, w tym także P1, co może prowadzić do pojawienia się fenotypu P2 .
Antygen Pk jest receptorem dla toksyn Shiga, bakterii Streptococcus suis (powodującej choroby odzwierzęce) [46] i uropatogennych szczepów E. coli (powodujących odmiedniczkowe zapalenie nerek) [102]. Toksyny Shiga są wytwarzane przez bakterie Shigella dysenteriae o serotypie 1 oraz enterokrwotoczne szczepy Escherichia coli (EHEC – enterohaemorrhagic Escherischia coli), które określa się także skrótami STEC (Shiga toxin-producing Escherichia coli) lub VTEC (Verotoxin-producing Escherichia coli). Mogą wywoływać u ludzi krwotoczne zapalenie okrężnicy oraz zespół hemolityczno-mocznicowy (HUS) [42]. Toksyny Shiga po związaniu do antygenu Pk na powierzchni komórki, wnikają do jej wnętrza, gdzie dzia- łają jako N-glikozydazy odcinające adeninę w 28S RNA podjednostki 60S rybosomu, co uniemożliwia wiązanie tRNA w trakcie translacji. Powoduje to zahamowanie syntezy białek i śmierć komórki w wyniku apoptozy [14].
U osób z fenotypem P2 chorujących na robaczyce przewodu pokarmowego zauważono występowanie podwyższonego miana przeciwciał anty-P1 w porównaniu do osób zdrowych (w zarażeniu motylicą o 20-200 razy, a w przypadku 10% przebadanych osób zarażonych tasiemcem bąblowcowym, o 5-20 razy) [7,11]. Wyja- śnienie tego zjawiska może mieć związek z obecnością terminalnych struktur Galα1→4Gal (takich samych jak w antygenach Pk i P1) na mucynach pasożytów nale- żących do następujących rodzin: Echinococcus, Fasciola, Paragonimus i Ascaris, które są rozpoznawane przez przeciwciało anty-P1, wytwarzane najprawdopodobniej w odpowiedzi na kontakt układu odpornościowego z pasożytami [55,69]. Wysokie miano tych przeciwciał może sprzyjać zwalczaniu tych pasożytów [15]. Potwierdzenie związku między czynnikiem EKLF, a ekspresją A4GALT mogłoby pomóc w znalezieniu nowych metod zapobiegania, a także zwalczaniu chorób spowodowanych przez toksyny Shiga, bakterie Streptococcus suis, uropatogenne szczepy E. coli oraz pasożyty odpowiedzialne za robaczyce przewodu pokarmowego.
Układ Duffy (008)
Antygeny układu grupowego Duffy znajdują się na glikoproteinie o tej samej nazwie (kodowanej przez gen DARC), która składa się z 336 reszt aminokwasowych. Jest obecna m.in. na erytrocytach oraz komórkach śródbłonka [52], a jej główną funkcją jest wiązanie nadmiaru chemokin z osocza bez aktywacji szlaków sygnałowych, dlatego nazywa się ją także „cichym” receptorem chemokin lub nietypowym receptorem chemokin (ACR) [94,32]. Oprócz trzech głównych fenotypów, jakimi są Fy(a+b+), Fy(a+b-) i Fy(a-b+) [52], istnieje również fenotyp Duffy-ujemny spotykany głównie w Afryce, w którym białko Duffy jest obecne na śródbłonku, ale nie ma go na erytrocytach. U osób z tym fenotypem zidentyfikowano mutację (c.-46T>C), która powoduje utratę zdolności wiązania czynnika transkrypcyjnego GATA1 do promotora genu DARC, co może chronić przed inwazją zarodź- ców P. vivax, chociaż osoby Duffy-ujemne sporadycznie mogą również być zarażane [33,88,89]. Wykazano, że białko Duffy jest jednym z dwóch receptorów dla merozoitów tego gatunku [34]. Jest to dobry przykład wykazujący związek między czynnikiem transkrypcyjnym, ekspresją genu kodującego antygen grupowy i powstaniem oporności na patogen. Można zatem przypuszczać, że obniżenie ilości białka Duffy w wyniku mutacji w KLF1 również mogłoby hamować wnikanie zarodźców do erytrocytów i rozwój malarii.
Układ Diego (010)
Układ grupowy Diego obejmuje 22 antygeny grupowe znajdujące się na białku pasma 3, które jest główną transmembranową glikoproteiną występującą na erytrocytach, komórkach nabłonka żołądka oraz kanalikach nerkowych [26]. Białko to odpowiada za wymianę anionu HCO – na jon Cl– przez błonę komórkową oraz oddziałuje ze szkieletem komórkowym, tworząc swoiste kompleksy z wieloma biał- kami (m.in. glikoforynami). Wykazano, że białko pasma 3 ulega stopniowej degradacji w czasie życia erytrocytu, co powoduje rozpoznawanie i usuwanie starych erytrocytów w wątrobie i śledzionie [22]. Ostatnio udowodniono także związek między strukturą białka pasma 3, a takimi zaburzeniami, jak dziedziczna anemia hemolityczna i dystalna kwasica kanalików nerkowych [3].
Mutacje w genie SLC4A1, który koduje białko pasma 3, mogą powodować powstanie nieprawidłowo sfałdowanego białka i utratę zdolności przenoszenia anionów. Obecność takich mutacji stwierdzono w południowoazjatyckiej owalocytozie, w której erytrocyty mają podwyższoną sztywność oraz zmieniony kształt [10]. Uważa się, że fenotyp ten może spowodować podwyższenie oporności na malarię, bo prawidłowe białko pasma 3 bierze udział w sekwestracji erytrocytów zajętych przez merozoity P. falciparum [1]. Ponieważ czynnik EKLF może regulować ekspresję genu kodującego białko pasma 3 (w dodatku u osób z fenotypem In(Lu) stwierdzono obni- żoną liczbę antygenów grupowych układu Diego), teoretycznie mutacje w genie KLF1 mogą sprzyjać ochronie tych osób przed mózgową postacią malarii, powodowaną przez ten gatunek zarodźca.
Układ Ok (024)
Antygeny układu Ok znajdują się na basiginie (BSG, CD147), która jest białkiem adhezyjnym obecnym na erytrocytach, leukocytach, komórkach nerwowych, komórkach siatkówki oraz śródbłonku. Basigina oddziałuje z wieloma białkami, do których zalicza się m.in. transportery kwasów monokarboksylowych (MCT), czynnik RdCVF, transporter glukozy GLUT1, cyklofilinę, integryny czy apolipoproteinę D [58]. Wykazano, że basigina bierze udział w wiązaniu patogenów, takich jak bakterie Neisseria meningitidis (przez oddziaływanie z ich pili i umożliwienie adhezji do komórek śródbłonka naczyniowego) i zarodźce P. falciparum (basigina jest ligandem dla receptora PfRH5 wystę- pującego na ich powierzchni) [58]. Zmniejszona liczba cząsteczek basiginy może więc zmniejszać ryzyko zachorowania na choroby spowodowane przez te patogeny (odpowiednio zapalenie opon mózgowo-rdzeniowych i malarię). Wykazano także, że powinowactwo receptora PfRH5 do basiginy występującej u szympansów jest co najmniej dziesięciokrotnie mniejsze niż do jej ludzkiego odpowiednika oraz że w przypadku BSG goryli w ogóle nie dochodzi do powstawania kompleksów PfRH5-basigina. Doniesienia te tłumaczą małą podatność szympansów na P. falciparum, który jest zarodźcem swoistym dla człowieka, i całkowitą oporność goryli na ten gatunek [91]. Erytrocyty osób z fenotypem Ok(a-), u których basigina ma podstawienie p.E92K wykazują obniżone powinowactwo wobec receptora PfRH5 w porównaniu z erytrocytami z konsensową formą basiginy. Fenotyp ten występuje rzadko; jak dotąd znaleziono go jedynie u członków ośmiu japońskich rodzin, ale obecność wariantowych form basiginy w regionach endemicznych dla malarii nie była badana [104,17]. U osób z fenotypem In(Lu) także dochodzi do obniżenia ekspresji genu kodującego BSG, co przypuszczalnie może zwiększać oporność na P. falciparum.
Podsumowanie
Wiadomo, że mutacje genu kodującego czynnik transkrypcyjny EKLF mogą mieć związek z hemoglobinopatiami, do których zalicza się HPFH i β-talasemię intermedia oraz z CDA typu IV, która należy do zaburzeń hematopoetycznych. Zmiany będące skutkiem pojawienia się tych zaburzeń mogą podwyższać oporność na zarodźca malarii. Wysoki poziom hemoglobiny płodowej w zajętych zarodźcem erytrocytach powoduje zmniejszenie powierzchniowej ekspresji białka PfEMP-1 i utrudnia wiązanie krwinek do śródbłonka naczyniowego oraz innych erytrocytów. Sprzyja to rozpoznaniu zarażonych krwinek w wątrobie i śledzionie, a następnie ich degradacji. Podobny mechanizm zaobserwowano u osób z anemią sierpowatokrwinkową mających wariantową hemoglobinę HbS oraz w przypadku obecności hemoglobiny HbC [101]. Niedobór kinazy pirogronianowej w erytrocytach (wywołany zmniejszeniem ilości EKLF) może utrudniać wnikanie merozoitów P. falciparum do krwinek oraz przyspieszać degradację zajętych przez zarodźce erytrocytów. Prawdopodobnie ma to związek ze spadkiem ilości adenozynotrifosforanu (ATP) oraz nagromadzeniem przejściowych produktów glikolizy; dochodzi wtedy do zaburzeń w oddziaływaniach mię- dzy cytoszkieletem i błoną komórkową (co najprawdopodobniej hamuje wnikanie zarodźca do krwinki), a także przyczynia się do zmian w samej błonie, które powodują eliminację erytrocytów zajętych przez zarodźce przez układ odpornościowy [5].
Mutacje w genie KLF1 mogą także powodować obni- żenie ekspresji genów kodujących antygeny grupowe krwi należące do kilkunastu różnych układów grupowych: MN (glikoforyna A), Rh, RhAG, Kell, Duffy, Kidd, Diego, Scianna, Dombrock, Colton, Landsteiner-Wiener i Kx, Indian i Ok. Ponieważ niektóre z tych antygenów są receptorami dla patogenów, zmniejszenie ich liczby na powierzchni komórek może zmieniać podatność na choroby [20,96]. Związek między antygenami grupowymi krwi i opornością na zarodźca malarii udowodniono dla wielu układów grupowych, m.in. ABO. Wykazano, że antygeny tego układu uczestniczą w wiązaniu erytrocytów zajętych przez P. falciparum do komórek śródbłonka i uniemożliwiają w ten sposób ich zniszczenie w śledzionie. Jest to dobry przykład wpływu presji patogenów na wykształcenie takich cech organizmu, które zwiększają zdolność jego przetrwania [6,19].
Analizując ogólny związek między układami grupowymi krwi i chorobami, można wziąć pod uwagę dwie teorie ewolucyjne. Pierwsza z nich sugeruje pozytywny wpływ mutacji na cechy organizmu, co umożliwia lepsze dostosowanie się do warunków środowiskowych [61]. Druga teoria, zwana teorią molekularnej ewolucji, mówi że mutacje mają charakter przypadkowy, a większość zmian ewolucyjnych jest neutralna pod względem selekcyjnym [45]. Jak więc odnieść do tych teorii mutacje w genie KLF1? Uważa się, że istnieje związek między mutacjami w KLF1 i zmniejszeniem podatności na malarię; można więc mówić w tym przypadku o presji selekcyjnej. Istnieją jednak także przesłanki mówiące o neutralności, a nawet szkodliwości mutacji w genie KLF1, szczególnie tych związanych z poważnymi hemoglobinopatiami, które mogą kończyć się śmiercią. Pozytywny wpływ na organizm sugeruje się jedynie w przypadku wzrostu stężenia HbF u osób z łagodnymi postaciami β-hemoglobinopatii [67].
Związek między układami grupowymi krwi i patogenami jest obecnie zagadnieniem szeroko dyskutowanym i nie ogranicza się jedynie do układów przedstawionych w poniższym opracowaniu [20]. Spo- śród 37 układów grupowych można wyróżnić dziewięć, których antygeny mają związek z opornością na pierwotniaki: ABO, MNS, Rh, Lewis, Duffy, Gerbich, Knops, Ok i Sid; siedem układów związanych jest z oporno- ścią na bakterie: ABO, P1PK, Lutheran, Lewis, Cromer, Knops i FORS; pięć układów związanych jest z oporno- ścią na wirusy: P1PK, Lewis, Duffy, Cromer i GLOB [20]. Tak więc 14 układów grupowych krwi może mieć zwią- zek ze zmianami oporności na patogeny, z czego trzy z nich: MN (glikoforyna A), Rh i Duffy są bezpośrednio regulowane przez czynnik EKLF, a antygeny nale- żące do układów: Ok i Lutheran mogą być regulowane pośrednio, ponieważ ich ekspresja spada pod wpływem mutacji powodujących fenotyp In(Lu). W przypadku układu P1PK powiązania z tym czynnikiem pozostają jak na razie w sferze domysłów, m.in. dlatego, że molekularne podstawy tego układu grupowego są w dalszym ciągu nie do końca poznane.
Istnieje zgodność poglądów, że mutacje w genie KLF1 powodujące hemoglobinopatie, niedobór kinazy pirogronianowej i zmiany w metabolizmie żelaza mogą być czynnikiem chroniącym przed malarią. Nieznany jest natomiast związek między czynnikiem EKLF, antygenami grupowymi krwi i podatnością na choroby zakaźne oraz pasożytnicze. Badania te stają się obecnie częścią nurtu medycyny personalizowanej, która kładzie nacisk na powiązanie cech genetycznych pacjenta z metodami leczenia. W przypadku genu KLF1 i grup krwi odkrycie takich powiązań byłoby nowym elementem tej koncepcji. Ostatnio większego znaczenia nabrało prowadzenie na większą skalę badań diagnostycznych u osób z trudnymi do sklasyfikowania zaburzeniami, ale również tych z już zdiagnozowanymi chorobami, ponieważ mutacje w genie KLF1 mogą mieć o wiele poważniejszy wpływ na organizm człowieka niż wcześniej przypuszczano. Dostęp do nowoczesnych metod diagnostycznych, takich jest sekwencjonowanie całych genomów, może ułatwić wykrycie tych zmian [67].
Podziękowania
Autorzy dziękują dr hab. Kazimierze Waśniowskiej za przeczytanie manuskryptu i cenne uwagi, a także mgr Katarzynie Szymczak za pomoc w przygotowaniu rycin do pracy.
Przypisy
- 1. Allen S.J., O’Donnell A., Alexander N.D., Mgone C.S., Peto T.E.,Clegg J.B., Alpers M.P., Weatherall D.J.: Prevention of cerebral malariain children in Papua New Guinea by southeast Asian ovalocytosisband 3. Am. J. Trop. Med. Hyg., 1999; 60: 1056-1060
Google Scholar - 2. Amaratunga C., Lopera-Mesa T.M., Brittain N.J., Cholera R., ArieT., Fujioka H., Keefer J.R., Fairhurst R.M.: A role for fetal hemoglobinand maternal immune IgG in infant resistance to Plasmodium falciparummalaria. PLoS One, 2011; 6: e14798 3 Arakawa T., Kobayashi-Yurugi T., Alguel Y., Iwanari H., Hatae H.,Iwata M., Abe Y., Hino T., Ikeda-Suno C., Kuma H., Kang D., MurataT., Hamakubo T., Cameron A.D., Kobayashi T., Hamasaki N., Iwata S.:Crystal structure of the anion exchanger domain of human erythrocyteband 3. Science, 2015; 350: 680-684
Google Scholar - 3. studied with the monoclonal antibody directed against an epitopeon the cytoplasmic fragment of band 3. Eur. J. Biochem., 1988;174: 647-654
Google Scholar - 4. Arnaud L., Saison C., Helias V., Lucien N., Steschenko D., GiarratanaM.C., Prehu C., Foliguet B., Montout L., de Brevern A.G., FrancinaA., Ripoche P., Fenneteau O., Da Costa L., Peyrard T. i wsp.: A dominantmutation in the gene encoding the erythroid transcriptionfactor KLF1 causes a congenital dyserythropoietic anemia. Am. J.Hum. Genet., 2010; 87: 721-727
Google Scholar - 5. Ayi K., Liles W.C., Gros P., Kain K.C.: Adenosine triphosphate depletionof erythrocytes simulates the phenotype associated with pyruvatekinase deficiency and confers protection against Plasmodiumfalciparum in vitro. J. Infect. Dis., 2009; 200: 1288-1299
Google Scholar - 6. Barragan A., Kremsner P.G., Wahlgren M., Carlson J.: Blood groupA antigen is a coreceptor in Plasmodium falciparum rosetting. Infect.Immun., 2000; 68: 2971-2975
Google Scholar - 7. Ben-Ismail R., Rouger P., Carme B., Gentilini M., Salmon C.: Comparativeautomated assay of anti-P1 antibodies in acute hepatic distomiasis(fascioliasis) and in hydatidosis. Vox Sang., 1980; 38: 165-168
Google Scholar - 8. Bieker J.J.: Isolation, genomic structure, and expression of humanerythroid Krüppel-like factor (EKLF). DNA Cell Biol., 1996; 15: 347-352
Google Scholar - 9. Borg J., Papadopoulos P., Georgitsi M., Gutiérrez L., i wsp: Haploinsufficiencyfor the erythroid transcription factor KLF1 causes hereditarypersistence of fetal hemoglobin. Nat. Genet., 2010; 42: 801-805
Google Scholar - 10. Bruce L.J.: Hereditary stomatocytosis and cation-leaky red cells– recent developments. Blood Cells Mol. Dis., 2009; 42: 216-222
Google Scholar - 11. Cameron G.L., Staveley J.M.: Blood group P substance in hydatidcyst fluids. Nature, 1957; 179: 147-148
Google Scholar - 12. Cartron J.P., Colin Y.: Structural and functional diversity of bloodgroup antigens. Transfus. Clin. Biol., 2001; 8: 163-199
Google Scholar - 13. Cholera R., Brittain N.J., Gillrie M.R., Lopera-Mesa T.M., DiakitéS.A., Arie T., Krause M.A., Guindo A., Tubman A., Fujioka H., DialloD.A., Doumbo O.K., Ho M., Wellems T.E., Fairhurst R.M.: Impaired cytoadherenceof Plasmodium falciparum-infected erythrocytes containingsickle hemoglobin. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2008; 105: 991-996
Google Scholar - 14. Cilmi S.A., Karalius B.J., Choy W., Smith R.N., Butterton J.R.:Fabry disease in mice protects against lethal disease caused by Shigatoxin-expressing enterohemorrhagic Escherichia coli. J. Infect. Dis.,2006; 194: 1135-1140
Google Scholar - 15. Cooling L.: Blood groups in infection and host susceptibility.Clin. Microbiol. Rev., 2015; 28: 801-870
Google Scholar - 16. Crawford M.N., Tippett P., Sanger R.: Antigens Aua, i and P1 ofcells of the dominant type of Lu(a-b-). Vox Sang., 1974; 26: 283-287
Google Scholar - 17. Crosnier C., Bustamante L.Y., Bartholdson S.J., Bei A.K., TheronM., Uchikawa M., Mboup S., Ndir O., Kwiatkowski D.P., DuraisinghM.T., Rayner J.C., Wright G.J.: Basigin is a receptor essential for erythrocyteinvasion by Plasmodium falciparum. Nature, 2011; 480: 534-537
Google Scholar - 18. Crowley J., Vege S., Lukasavage P. i wsp.: Novel mutations inEKLF/KLF1 encoding In(Lu) phenotype. Transfusion, 2010; 50: 47A-48A [Abstract]
Google Scholar - 19. Cserti-Gazdewich C.M.: Plasmodium falciparum malaria and carbohydrateblood group evolution. ISBT Sci. Ser., 2010; 5: 256-266
Google Scholar - 20. Czerwinski M.: Grupy krwi – minusy i plusy. Czy antygeny grupowekrwi chronią nas przed chorobami zakaźnymi? Postępy Hig.Med. Dośw., 2015; 69: 703-722
Google Scholar - 21. Czerwinski M., Kaczmarek R.: Genetyczne podstawy syntezycukrowych antygenów grupowych krwi. Acta Haematol. Pol., 2013;44: 251-259
Google Scholar - 22. Czerwinski M., Waśniowska K., Steuden I., Duk M., Wiedłocha A.,Lisowska E.: Degradation of the human erythrocyte membrane band
Google Scholar - 23. Daniels G.: Human Blood Groups, 3rd. Edition. Wiley-Blackwell,Oxford, UK 2013
Google Scholar - 24. Daniels G.: Lutheran. Immunohematology, 2009; 25: 152-159
Google Scholar - 25. Dotz V., Wuhrer M.: Histo-blood group glycans in the contextof personalized medicine. Biochim. Biophys. Acta, 2016; 1860: 1596-1607
Google Scholar - 26. Figueroa D.: The Diego blood group system: a review. Immunohematology,2013; 29: 73-81
Google Scholar - 27. Flint J., Hill A.V., Bowden D.K., Oppenheimer S.J., Sill P.R., SerjeantsonS.W., Bana-Koiri J., Bhatia K., Alpers M.P., Boyce A.J., WeatherallD.J., Clegg J.B.: High frequencies of α-thalassaemia are the resultof natural selection by malaria. Nature, 1986; 321: 744-750
Google Scholar - 28. Fraser G.R., Giblett E.R., Motulsky A.G.: Population genetic studiesin the Congo. 3. Blood groups (ABO, MNSs, Rh, Jsa). Am. J. Hum.Genet., 1966; 18: 546-552
Google Scholar - 29. Friedman M.J.: Oxidant damage mediates variant red cell resistanceto malaria. Nature, 1979; 280: 245-247
Google Scholar - 30. Gallienne A.E., Dréau H.M., Schuh A., Old J.M., Henderson S.:Ten novel mutations in the erythroid transcription factor KLF1 geneassociated with increased fetal hemoglobin levels in adults. Haematologica,2012; 97: 340-343
Google Scholar - 31. Gibson T.: Two kindred with the rare dominant inhibitor of thelutheran and p1 red cell antigens. Hum. Hered., 1976; 26: 171-174
Google Scholar - 32. Grodecka M., Waśniowska K.: Interceptory – “ciche” receptorychemokin. Postępy Hig. Med. Dośw., 2007; 61: 231-239
Google Scholar - 33. Gruszczyk J., Lim N.T., Arnott A., He W.Q., Nguitragool W., RoobsoongW., Mok Y.F., Murphy J.M., Smith K.R., Lee S., Bahlo M., MuellerI., Barry A.E., Tham W.H.: Structurally conserved erythrocyte-bindingdomain in Plasmodium provides a versatile scaffold for alternatereceptor engagement. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2016; 113: E191-E200
Google Scholar - 34. Hadley T.J., Peiper S.C.: From malaria to chemokine receptor:the emerging physiologic role of the Duffy blood group antigen.Blood, 1997; 89: 3077-3091
Google Scholar - 35. Heimpel H., Wendt F.: Congenital dyserythropoietic anemiawith karyorrhexis and multinuclearity of erythroblasts. Helv. Med.Acta, 1968; 34: 103-115
Google Scholar - 36. Helias V., Saison C., Peyrard T., Vera E., Prehu C., Cartron J.P.,Arnaud L.: Molecular analysis of the rare In(Lu) blood type: towarddecoding the phenotype outcome of haploinsufficiency for the transcriptionfactor KLF1. Hum. Mutat., 2013; 34: 221-228
Google Scholar - 37. Hellberg Å., Westman J.S., Thuresson B., Olsson M.L.: P1PK: Theblood group system that changed its name and expanded. Immunohematology,2013; 29: 25-33
Google Scholar - 38. Hodge D., Coghill E., Keys J., Maguire T., Hartmann B., McDowallA., Weiss M., Grimmond S., Perkins A.: A global role for EKLF indefinitive and primitive erythropoiesis. Blood, 2006; 107: 3359-3370
Google Scholar - 39. Huang J., Zhang X., Liu D., Wei X., Shang X., Xiong F., Yu L., YinX., Xu X.: Compound heterozygosity for KLF1 mutations is associatedwith microcytic hypochromic anemia and increased fetal hemoglobin.Eur. J. Hum. Genet., 2015; 23: 1341-1348
Google Scholar - 40. Iolascon A., Heimpel H., Wahlin A., Tamary H.: Congenital dyserythropoieticanemias: molecular insights and diagnostic approach.Blood, 2013; 122: 2162-2166
Google Scholar - 41. Jaffray J.A., Mitchell W.B., Gnanapragasam M.N., Seshan S.V.,Guo X., Westhoff C.M., Bieker J.J., Manwani D.: Erythroid transcriptionfactor EKLF/KLF1 mutation causing congenital dyserythropoieticanemia type IV in a patient of Taiwanese origin: review of allreported cases and development of a clinical diagnostic paradigm.Blood Cells Mol. Dis., 2013; 51: 71-75
Google Scholar - 42. Johannes L., Römer W.: Shiga toxins – from cell biology to biomedicalapplications. Nat. Rev. Microbiol., 2010; 8: 105-116
Google Scholar - 43. Kaczmarek R., Buczkowska A., Mikolajewicz K., Krotkiewski H.,Czerwinski M.: P1PK, GLOB, and FORS blood group systems and GLOBcollection: biochemical and clinical aspects. Do we understand it allyet? Transfus. Med. Rev, 2014; 28: 126-136
Google Scholar - 44. Kaczmarek R., Duk M., Szymczak K., Korchagina E., TyborowskaJ., Mikolajczyk K., Bovin N., Szewczyk B., Jaskiewicz E., CzerwinskiM.: Human Gb3/CD77 synthase reveals specifity toward two or fourdifferent acceptors depending on amino acid at position 211, creatingPk, P1 and NOR blood group antigens. Biochem. Biophys. Res.Commun., 2016; 470: 168-174
Google Scholar - 45. Kimura M.: The Neutral Theory of Molecular Evolution. CambridgeUniversity Press, Cambridge, UK 1983
Google Scholar - 46. Kouki A., Haataja S., Loimaranta V., Pulliainen A.T., Nilsson U.J.,Finne J.: Identification of a novel streptococcal adhesin P (SadP) proteinrecognizing galactosyl-α1-4-galactose-containing glycoconjugates:convergent evolution of bacterial pathogens to binding of thesame host receptor. J. Biol. Chem., 2011; 286: 38854-38864
Google Scholar - 47. Kulozik A.E., Bellan-Koch A., Kohne E., Kleihauer E.: A deletion/inversion rearrangement of the β-globin gene cluster in a Turkishfamily with δ β zero-thalassemia intermedia. Blood, 1992; 79:2455-2459
Google Scholar - 48. Lai M.I, Jiang J., Silver N., Best S., Menzel S., Mijovic A., Colella S.,Ragoussis J., Garner C., Weiss M.J., Thein S.L.: α-Haemoglobin stabilisingprotein is a quantitative trait gene that modifies the phenotypeof β-thalassaemia. Br. J. Haematol., 2006; 133: 675-682
Google Scholar - 49. Lisowska E.: Antigenic properties of human glycophorins – anupdate. Adv. Exp. Med. Biol., 2001; 491: 155-169
Google Scholar - 50. Liu D., Zhang X., Yu L., Cai R., Ma X., Zheng C., Zhou Y., Liu Q., WeiX., Lin L., Yan T., Huang J., Mohandas N., An X., Xu X.: KLF1 mutationsare relatively more common in a thalassemia endemic region andameliorate the severity of β-thalassemia. Blood, 2014; 124: 803-811
Google Scholar - 51. Lou J.W., Li D.Z., Zhang Y., He Y., Sun M.N., Ye W.L., Liu Y.H.:Delineation of the molecular basis of borderline hemoglobin A2 inChinese individuals. Blood Cells Mol. Dis., 2014; 53: 261-264
Google Scholar - 52. Łukasik E., Waśniowska K.: Duffy blood group antigens: structure,serological properties and function. Postępy Hig. Med. Dośw.,2016; 70: 143-161
Google Scholar - 53. Magor G.W.., Tallack M.R. Gillinder K.R., Bell C.C., McCallum N.,Williams B., Perkins A.C.: KLF1-null neonates display hydrops fetalisand a deranged erythroid transcriptome. Blood, 2015; 125: 2405-2417
Google Scholar - 54. Maier A.G., Cooke B.M., Cowman A.F., Tilley L.: Malaria parasiteproteins that remodel the host erythrocyte. Nat. Rev. Microbiol.,2009; 7: 341-354
Google Scholar - 55. Makni S., Ayed K.H., Dalix A.M., Oriol R.: Immunological localization of blood P1 antigen in tissues of Echinococcus granulosus. Ann.Trop. Med. Parasitol., 1992; 86: 87-88
Google Scholar - 56. Mas C., Lussier-Price M., Soni S., Morse T., Arseneault G., DiLello P., Lafrance-Vanasse J., Bieker J.J., Omichinski J.G.: Structuraland functional characterization of an atypical activation domainin erythroid Krüppel-like factor (EKLF). Proc. Natl. Acad. Sci. USA,2011; 108: 10484-10489
Google Scholar - 57. McConnell B.B., Yang V.W.: Mammalian Krüppel-like factors inhealth and diseases. Physiol. Rev., 2010; 90: 1337-1381
Google Scholar - 58. Muramatsu T.: Basigin (CD147), a multifunctional transmembraneglycoprotein with various binding partners. J. Biochem., 2016;159: 481-490
Google Scholar - 59. Nasimuzzaman M., Khandros E., Wang X., Kong Y., Zhao H., WeissD., Rivella S., Weiss M.J., Persons D.A.: Analysis of α hemoglobinstabilizing protein overexpression in murine β-thalassemia. Am. J.Hematol., 2010; 85: 820-822
Google Scholar - 60. Ngo D., Bae H., Steinberg M.H., Sebastiani P., Solovieff N., BaldwinC.T., Melista E., Safaya S., Farrer L.A., Al-Suliman A.M., AlbualiW.H., Al Bagshi M.H., Naserullah Z., Akinsheye I., Gallagher P. i wsp.:Fetal hemoglobin in sickle cell anemia: genetic studies of the ArabIndianhaplotype. Blood Cells Mol. Dis., 2013; 51: 22-26
Google Scholar - 61. Nielsen R., Hellmann I., Hubisz M., Bustamante C., Clark A.G.:Recent and ongoing selection in the human genome. Nat. Rev. Genet.,2007; 8: 857-868
Google Scholar - 62. Nitta T., Kawano F., Yamashiro Y., Takagi F., Murata T., TanakaT., Ferania M., Adhiyanto C., Hattori Y.: A new Krüppel-like factor 1 mutation (c.947G>A or p.C316Y) in humans causes β-thalassemiaminor. Hemoglobin, 2015; 39: 121-126
Google Scholar - 63. Ogasawara K., Tsuneyama H., Uchikawa M., Okazaki H., TadokoroK.: KLF1 mutations in Japanese individuals with In(Lu) phenotype.Vox Sang., 2012; 103, Suppl. 1: 214 [Abstract]
Google Scholar - 64. Orkin, S.H., Kazazian H.H. Jr, Antonarakis S.E., Goff S.C., BoehmC.D., Sexton J.P., Waber P.G., Giardina P.J.: Linkage of beta-thalassaemiamutations and β-globin gene polymorphisms with DNA polymorphismsin human β-globin gene cluster. Nature, 1982; 296: 627-631
Google Scholar - 65. Parsons S.F., Spring F.A., Chasis J.A., Anstee D.J.: Erythroid celladhesion molecules Lutheran and LW in health and disease. BaillieresBest. Pract. Res. Clin. Haematol., 1999; 12: 729-745
Google Scholar - 66. Pasvol G., Wainscoat J.S., Weatherall D.J.: Erythrocytes deficiencyin glycophorin resist invasion by the malarial parasite Plasmodiumfalciparum. Nature, 1982; 297: 64-66
Google Scholar - 67. Perkins A., Xu X., Higgs D.R., Patrinos G.P., Arnaud L., BiekerJ.J., Philipsen S. and the KLF1 Consensus Workgroup: “Krüppeling”erythropoiesis: an unexpected broad spectrum of human red bloodcell disorders due to KLF1 variants. Blood, 2016; 127: 1856-1862
Google Scholar - 68. Perseu L., Satta S., Moi P., Demartis F.R., Manunza L., SollainoM.C., Barella S., Cao A., Galanello R.: KLF1 gene mutations causeborderline HbA2. Blood, 2011; 118: 4454-4458
Google Scholar - 69. Ponce de León P., Valverde J.: P system antigenic determinersexpression in Ascaris lumbricoides. Rev. Inst. Med. Trop. Sao Paulo,2003; 45: 53-54
Google Scholar - 70. Radmilovic M., Zukic B., Petrovic M.S., Bartsakoulia M., StankovicB., Kotur N., Dokmanovic L., Georgitsi M., Patrinos G.P., PavlovicS.: Functional analysis of a novel KLF1 gene promoter variationassociated with hereditary persistence of fetal hemoglobin. Ann.Hematol., 2013; 92: 53-58
Google Scholar - 71. Rochette J., Craig J.E., Thein S.L.: Fetal hemoglobin levels inadults. Blood Rev., 1994; 8: 213-224
Google Scholar - 72. Rowe G.P., Gale S.A., Daniels G.L., Green C.A., Tippett P.: A studyon Lu-null families in South Wales. Ann. Hum. Genet., 1992; 56: 267-272
Google Scholar - 73. Satta S., Perseu L., Moi P., Asunis I., Cabriolu A., Maccioni L.,Demartis F.R., Manunza L., Cao A., Galanello R.: Compound heterozygosityfor KLF1 mutations associated with remarkable increaseof fetal hemoglobin and red cell protoporphyrin. Haematologica,2011; 96: 767-770
Google Scholar - 74. Shawky R.M., Kamal T.M.: Thalassemia intermedia: An overview.Egyptian J. Med. Human Genetics, 2012; 13: 245-255
Google Scholar - 75. Siatecka M., Bieker J.J.: The multifunctional role of EKLF/KLF1during erythropoiesis. Blood, 2011; 118: 2044-2054
Google Scholar - 76. Siatecka M., Soni S., Planutis A., Bieker J.J.: Transcriptional activityof erythroid Krüppel-like factor (EKLF/KLF1) modulated byPIAS3 (protein inhibitor of activated STAT3). J. Biol. Chem., 2015;290: 9929-9940
Google Scholar - 77. Singleton B.K., Burton N.M., Green C., Brady R.L., Anstee D.J.:Mutations in EKLF/KLF1 form the molecular basis of the rare bloodgroup In(Lu) phenotype. Blood, 2008; 112: 2081-2088
Google Scholar - 78. Singleton B.K., Lau W., Fairweather V.S., Burton N.M., WilsonM.C., Parsons S.F., Richardson B.M., Trakarnsanga K., Brady R.L.,Anstee D.J., Frayne J.: Mutations in the second zinc finger of humanEKLF reduce promoter affinity but give rise to benign and diseasephenotypes. Blood, 2011; 118: 3137-3145
Google Scholar - 79. Soni S., Pchelintsev N., Adams P.D., Bieker J.J.: Transcriptionfactor EKLF (KLF1) recruitment of the histone chaperone HIRA isessential for β-globin gene expression. Proc. Natl. Acad. Sci. USA,2014; 111: 13337-13342
Google Scholar - 80. Special Issue: Abstracts of the 32nd International Congress ofthe International Society of Blood Transfusion in joint cooperationwith the 10th Congress of AMMTAC, Cancun, Mexico, July 7-12, 2012.Vox Sang., 2012; 103, Suppl. 1: 1-289
Google Scholar - 81. Special Issue: Abstract Presentations from the AABB AnnualMeeting and CTTXPO, Baltimore, Maryland, USA, October 9-12, 2010.Transfusion, 2010; 50, Suppl. 2: 1A-231A
Google Scholar - 82. Suchanowska A., Kaczmarek R., Duk M., Lukasiewicz J., SmolarekD., Majorczyk E., Jaskiewicz E., Laskowska A., Wasniowska K.,Grodecka M., Lisowska E., Czerwinski M.: A single point mutationin the gene encoding Gb3/CD77 synthase causes a rare inheritedpolyagglutination syndrome. J. Biol. Chem., 2012; 287: 38220-38230
Google Scholar - 83. Taliano V., Guévin R.M., Tippett P.: The genetics of a dominantinhibitor of the Lutheran antigens. Vox Sang., 1973; 24: 42-47
Google Scholar - 84. Tang W., Cai S.P., Eng B., Poon M.C., Waye J.S., Illum N., Chui D.H.:Expression of embryonic ζ-globin and ε-globin chains in a 10-year–old girl with congenital anemia. Blood, 1993; 81: 1636-1640
Google Scholar - 85. Tepakhan W., Yamsri S., Fucharoen G., Sanchaisuriya K., FucharoenS.: Krüppel-like factor 1 mutations and expression of hemoglobinsF and A2 in homozygous hemoglobin E syndrome. Ann.Hematol., 2015; 94: 1093-1098
Google Scholar - 86. Thein S.L., Menzel S.: Discovering the genetics underlying foetalhaemoglobin production in adults. Br. J. Haematol., 2009; 145:455-467
Google Scholar - 87. Thuresson B., Westman J.S., Olsson M.L.: Identification of a novelA4GALT exon reveals the genetic basis of the P1/P2 histo-bloodgroups. Blood, 2011; 117: 678-687
Google Scholar - 88. Tournamille C., Colin Y., Cartron J.P., Le Van Kim C.: Disruptionof a GATA motif in the Duffy gene promoter abolishes erythroidgene expression in Duffy-negative individuals. Nat. Genet., 1995;10: 224-228
Google Scholar - 89. Tournamille C., Le Van Kim C., Gane P., Cartron J.P., Colin Y.:Molecular basis and PCR-DNA typing of the Fya/fyb blood grouppolymorphism. Hum. Genet., 1995; 95: 407-410
Google Scholar - 90. Viprakasit V., Ekwattanakit S., Riolueang S., Chalaow N., FisherC., Lower K., Kanno H., Tachavanich K., Bejrachandra S., Saipin J., JuntharaniyomM., Sanpakit K., Tanphaichitr V.S., Songdej D., Babbs C.,Gibbons R.J., Philipsen S., Higgs D.R.: Mutations in Krüppel-like factor 1 cause transfusion-dependent hemolytic anemia and persistenceof embryonic globin gene expression. Blood, 2014; 123: 1586-1595
Google Scholar - 91. Wanaguru M., Liu W., Hahn B.H., Rayner J.C., Wright G.J.: RH5–Basigin interaction plays a major role in the host tropism of Plasmodiumfalciparum. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2013; 110: 20735-20740
Google Scholar - 92. Wang T., He Y., Zhou J.Y., Xie X. M., Li J., Liao C., Li D.Z.: KLF1gene mutations in Chinese adults with increased fetal hemoglobin.Hemoglobin, 2013; 37: 501-506
Google Scholar - 93. Wang Z., Luo G., Ji Y.: A novel 519_525dup mutation of KLF1gene identified in a Chinese blood donor with Lu(a-b-) phenotype.Transfusion, 2013; 53: 1619-1620
Google Scholar - 94. Wasniowska K., Czerwinski M., Jachymek W., Lisowska E.: Expressionand binding properties of a soluble chimeric protein containingthe N-terminal domain of Duffy antigen. Biochem. Biophys. Res.Commun., 2000; 273: 705-711
Google Scholar - 95. Wasniowska K., Drzeniek Z., Lisowska E.: The amino acids of Mand N blood group glycopeptides are different. Biochem. Biophys.Res. Commun., 1977; 76: 385-390
Google Scholar - 96. Wassmer S.C., Carlton J.M.: Glycophorins, blood groups, and protectionfrom severe malaria. Trends Parasitol., 2016; 32: 5-7
Google Scholar - 97. Waye J.S., Eng B.: Krüppel-like factor 1: hematologic phenotypesassociated with KLF1 gene mutations. Int. J. Lab. Hematol., 2015;37, Suppl. 1: 78-84
Google Scholar - 98. Weatherall D.: Thalassaemias. Nature Publishing Group, Encyclopediaof Life Sciences, 2001
Google Scholar - 99. Wickramasinghe S.N.: Congenital dyserythropoietic anaemias:clinical features, haematological morphology and new biochemicaldata. Blood Rev., 1998; 12: 178-200
Google Scholar - 100. Wickramasinghe S.N., Wood W.G.: Advances in the understandingof the congenital dyserythropoietic anaemias. Br. J. Haematol.,2005; 131: 431-446
Google Scholar - 101. Williams T.N.: How do hemoglobins S and C result in malariaprotection? J. Infect. Dis., 2011; 204: 1651-1653
Google Scholar - 102. Yosief H.O., Iyer S.S., Weiss A.A.: Binding of Pk-trisaccharideanalogs of globotriaosylceramide to Shiga toxin variants. Infect.Immun., 2013; 81: 2753-2760
Google Scholar - 103. Yu L.H., Liu D., Cai R., Shang X., Zhang X.H., Ma X.X., Yan S.H.,Fang P., Zheng C.G., Wei X.F., Liu Y.H., Zhou T.B., Xu X.M.: Changesin hematological parameters in α-thalassemia individuals co-inheritedwith erythroid Krüppel-like factor mutations. Clin. Genet.,2015; 88: 56-61
Google Scholar - 104. Zenonos Z.A., Dummler S.K., Müller-Sienerth N., Chen J., PreiserP.R., Rayner J.C., Wright G.J.: Basigin is a druggable target forhost oriented antimalarial interventions. J. Exp. Med., 2015; 212:1145-1151
Google Scholar