Abstrakt

W przyrodzie występuje wiele zależności międzygatunkowych, w tym również wśród bakterii. Jednym z nich jest drapieżnictwo prowadzące zawsze do śmierci ofiary. W artykule scharakteryzowano Deltaproteobakterie (Bdellovibrio bacteriovorus) oraz Alfaproteobakterii (Micavibrio aeruginosavorus) należące do grupy bakterii drapieżnych BALOs (Bdellovibrio and like organisms). Oba gatunki to monotrychalnie orzęsione Gram-ujemne bakterie o przecinkowatym kształcie, zdolne do żerowania na innych bakteriach Gram-ujemnych. Pierwszy z nich stosuje peryplazmatyczną strategię żerowania, wykazując nieswoisty wybór ofiary, natomiast drugi (M. aeruginosavorus) jest epibiotem atakującym określone gatunki bakterii. BALOs znalazły zastosowanie zarówno w medycynie do zwalczania drobnoustrojów odpowiedzialnych za zatrucia pokarmowe oraz poza medycyną (rolnictwo i przemysł spożywczy), jako środki ochrony roślin i środki zapobiegające psuciu się żywności. W wyniku poszukiwania skutecznej terapii przeciwko infekcji wywołanej lekoopornymi szczepami, wykazano, iż bakterie drapieżne żerujące na patogennych bakteriach, nie wykazują przy tym immunogenności wobec organizmu człowieka. Bakterie drapieżne są również zdolne do niszczenia wielo- i jednogatunkowych biofilmów. Najnowsze badania wskazały możliwość wykorzystania B. bacteriovorus do niszczenia biofilmu utworzonego przez Staphylococcus aureus. Proponuje się wykorzystanie podwójnej strategii żerowania B. bacteriovorus do zwalczania infekcji in vivo, szczególnie w tych przypadkach, kiedy zawodzą standardowe terapie.

Wykaz skrótów

AP – faza ataku (attack phase), ATP – adenozynotrójfosforan (adenosine triphosphate), BALOs – organizmy należące do bakterii drapieżnych (Bdellovibrio and like organisms), GP – faza wzrostu (growth phase), HD – zależny od gospodarza-ofiary (host dependent), HI – niezależny od gospodarza-ofiary (host independent), OmpA – białko błony zewnętrznej (outer membrane protein A), PCGs – geny kodujące białka (protein-coding genes), RTX – rodzina cytolizyn i cytotoksyn (repeat in the toxin), SEM – elektronowy mikroskop skaningowy (scanning electron microscope).

Wstęp

Naturalnym zjawiskiem występującym w przyrodzie jest eliminacja słabszych osobników w celu umocnienia całej populacji oraz zachowania bioróżnorodności [23]. Jednym z jej elementów jest drapieżnictwo – powszechnie występująca interakcja między drapieżnikiem a jego ofiarą, przy czym tylko drapieżnik odnosi korzyść. W odróżnieniu od pasożytnictwa proces ten prowadzi do śmierci ofiary. W świecie bakterii również dochodzi do drapieżnictwa. Od lat 60 XX w., kiedy odkryto BALOs (Bdellovibrio and like organisms), wśród bakteryjnych drapieżców poza bakteriofagami, protistami znalazły się także niektóre bakterie [20]. Bakterie z grupy BALOs wyizolowano m.in. ze środowiska wodnego (wody powierzchniowe, ścieki, osady denne), z gleby, a także z przewodów pokarmowych zwierząt i człowieka [24].

Bakterie drapieżne o zdolnościach do swoistego ukierunkowania względem swojej ofiary należą głównie do rodzaju Bdellovibrio spp. i Micavibrio spp. [3]. Jak dotąd są to najlepiej poznane bakterie żerujące na Gram-ujemnych bakteriach [19]. W przypadku rodzaju Bdellovibrio zarówno cykl życiowy, jak i biologia komórki zostały stosunkowo dobrze zbadane. Atak na komórkę-ofiarę następuje przez przyczepienie się do powierzchni, penetrację do peryplazmy, namnażanie, a następnie rozerwanie ściany komórkowej ofiary i przedostanie się na zewnątrz w celu rozpoczęcia swojego cyklu od nowa [4,18,20]. Drapieżcy BALOs mogą również żerować na powierzchni ofiary, bez konieczności wnikania do peryplazmy, czego przykładem jest Bdellovibrio exovorus [16]. Do grupy drapieżnych „epibiotów” (epibiotic – żyjący na powierzchni innych żywych organizmów) należą również icavibrio spp. jednak jest to jedyna możliwość oddziaływania z ofiarą [2,3]. Micavibrio spp. przyczepiają się do komórki, w celu pożywienia i namnożenia, co często jest nazywane stylem „vampire-like” [3]. Ponadto Micavibrio spp. w odróżnieniu od Bdelovibrio spp. wykazują dużą swoistność względem gospodarza, żerując przede wszystkim na Pseudomonas aeruginosa, Burkholderia cepacia oraz Klebsiella pneumoniae [3].

Bdellovibrio

Rodzaj Bdellovibrio, jako pierwsze drapieżne bakterie, zostały odkryte i opisane przez niemieckich mikrobiologów Stolpa i Petzolda w 1962 r., podczas próby izolacji bakteriofagów z zawiesiny gleby [5,8,20,21,23]. Zainteresowanie niecodzienną biologią BALOs doprowadziło do przeprowadzenia wielu testów i badań, w celu wykorzystania ich jako „żywych antybiotyków”. W 1973 r. zostały użyte jako czynniki biokontroli zapobiegania zarazie spowodowanej przez Pseudomonas syringae w uprawie soi [23]. Istotnym krokiem w poznaniu grupy BALOs było opisanie całego genomu, co znacznie ułatwiło dalsze odkrycia, jak np. poznanie cyklu życiowego Bdellovibrio spp., czy zastąpienie antybiotyków w terapii zakażeń mikroorganizmami lekoopornymi [4,5,23]. W następnych latach analizowano genomikę, cykl życiowy, fizjologię oraz właściwości biochemiczne BALOs [23].

Ryc. 1. Drzewo filogenetyczne opisywanych bakterii. Dane oparte na podstawie wyszukiwarki taksonomicznej NCIB [15]

Początkowo wszystkie izolowane drapieżne bakterie były klasyfikowane jako rodzaj Bdellovibrio, jednak dokładniejsza analiza genomu ujawniła rozbieżności taksonomiczne, wymuszając podział BALOs do dwóch rodzin: Bdellovibrionaceae oraz Bacteriovaoracea należących do rzędu Bdellovibrionales [21]. Obecna systematyka klasyfikuje bakterie z grupy BALOs do wielu grup taksonomicznych (ryc. 1), np. Bdellovibrio bacteriovorus należy do rodziny Bdellovibrionaceace (Deltaproteobakteria), a drapieżca Micavibrio aeruginosavorus należy do niesklasyfikowanych Alfaproteobakterii [15].

Bdellovibrio bacteriovorus

Bdellovibrio bacteriovorus jest najlepiej poznanym i scharakteryzowanym bakteryjnym, bezwzględnym drapieżcą żerującym na Gram-ujemnych bakteriach [3,4,18,19,20,21]. Ta Gram-ujemna proteobakteria o wielkości 0,25 × 1,0 μm i przecinkowatym kształcie na jednym z biegunów komórki ma rzęskę, dzięki której może się poruszać wykorzystując zjawisko chemotaksji [5,8,20].

Cykl życiowy Bdellovibrio bacteriovorus

Wyróżnia się dwa warianty Bdellovibrio bacteriovorus. Pierwszy – dziko żyjące formy, które można hodować na wzbogaconym podłożu, bez obecności w  nim ofiary, przez co wariant ten został określony jako „HI” (host independent). Bakterie te są zdolne wówczas do wzrostu, jednak nie mogą się dzielić. Zdolność B. bacteriovorus do żerowania jest odwrotnie proporcjonalna do stężenia składników odżywczych w środowisku. Drugi wariant, HD (host-depended), czyli zależny od komórki ofiary, dotyczy bakterii wolno pływających, które przechodzą cykl życiowy . Niektórzy badacze zauważyli, iż warunki środowiska, takie jak dostępność składników pokarmowych czy obecność innych bakterii oraz wciąż słabo poznane cząsteczki sygnałowe, mogą wywoływać przejście z jednego wariantu w drugi, co istotnie wpływa na bilans między postaciami HI i HD [20].

Cykl życia Bdellovibrio (ryc. 2) składa się z dwóch faz: ataku (AP, atack phase) oraz wzrostu (GP, growth phase) [16,20,21]. Faza ataku u  wszystkich gatunków BALOs przebiega w podobny sposób [5,16]. Komórki w tej fazie cechują się zahamowaną replikacją i brakiem podziałów do czasu gdy znajdą swoją ofiarę [16,20,21]. Poruszają się z prędkością około dziesięciu długości komórki na sekundę, co sprawia, że są aż 10 razy szybsze niż E. coli [20]. Napotkanie ofiary przez drapieżcę jest wynikiem przypadkowych kolizji, dlatego bardzo ważna jest duża ruchliwość drapieżcy [21]. Napędzany przez pojedynczą rzęskę łowca szuka ofiary, a następnie przyłącza się do niej [16,23]. Początkowy etap przylegania jest odwracalny i nie angażuje żadnych specjalnych struktur, ani nie wymaga obecności receptorów, przez co drapieżcy BALOs często przylegają też do bakterii Gram-dodatnich lub powierzchni abiotycznych [21]. Penetracja kończy fazę ataku, po której rozpoczyna się faza wzrostu, która przebiega w różny sposób u drapieżców „peryplazmatycznych” oraz „epibiotycznych” [16,20,21]. B. bacteriovorus po nieodwracalnym przytwierdzeniu się do ofiary, przenika do peryplazmy ofiary używając fimbrii typu IV [6]. Komórki drapieżcy znajdujące się w tej fazie charakteryzują się dużo mniejszą ruchliwością. W niszczeniu ściany komórkowej ofiary główną rolę odgrywają wytwarzane przez B. bacteriovorus liczne enzymy, w tym glikanaza, deacetylaza oraz peptydaza. Ich aktywność polega na niszczeniu szczelnej struktury peptydoglikanu, umożliwiając drapieżcy przedostanie się do peryplazmy. Rozpoczynający się w ten sposób kolejny etap rozwoju zwanym bdelloblastem, charakteryzuje się przebudowywaniem przez BALOs struktury komórki ofiary przez deacylację peptydoglikanu, usuwanie kwasu diaminopimelinowego, czy dołączanie kwasów tłuszczowych o długich łańcuchach. Degradacji ulegają również białka OmpA (outer membrane protein A) i lipoproteiny mureiny. Dzięki temu Bdellovibrio zapewnia sobie bezpieczną niszę do wzrostu i namnażania. Wszystkie te reakcje prowadzą do transformacji morfologicznej drapieżcy, procesy oddychania ofiary zostają zatrzymane, a komórka drapieżcy o kształcie przecinkowatym z rzęską przybiera postać kulistą, zwaną bdelloplastem (ryc. 3).

Drapieżca czerpie substancje odżywcze oraz energię niezbędną do wzrostu z cytoplazmy zdobyczy, za pomocą swoistych pomp [5,16,20,21]. Następuje podział komórki w procesie wpuklenia osłon, powodujący wytworzenie przegrody, powstaje ściana komórkowa rozdzielająca komórki potomne. Następnie są wytwarzane rzęski, a komórka potomna indukuje powstanie porów w ścianie komórkowej gospodarza i wydostaje się na zewnątrz, by rozpocząć cykl od nowa (ryc. 3).

Ryc. 2. Cykl życiowy Bdellovibriobacteriovorus

Ryc. 3. Etapy wzrostu B. bacteriovorus w bdelloplaście

Fenton i wsp. [6] badając wzrost i podział Bdellovibrio w  bdelloplaście odkryli ważną zależność. Wiele drapieżców po wniknięciu do ofiary i  uformowaniu bdelloplastu nie rozpoczynało elongacji ani podziałów. Dokładna analiza tego zjawiska w mikroskopie elektronowym wskazała, że komórki rozpoczynają trawienie ofiary, jednak nie otrzymują z tego procesu wystarczającej ilości substancji odżywczych, by rozpocząć replikację całego genomu. Ponadto, dalsze analizy wykazały, że inwaginacja osłon komórkowych pojawia się tylko wtedy, gdy komórka B. bacteriovorus osiągnie maksymalny rozmiar.

Analiza genomu B. bacteriovorus

Genom B. bacteriovorus w pełni zsekwencjonowano w 2004 r. [21,23]. Badania wykazały obecność pojedynczego, kolistego chromosomu, o wielkości średnio 3,8 miliona nukleotydów [21]. Zsekwencjonowanie genomu B. bacteriovorus i innych drapieżców peryplazmatycznych i epibiotycznych ujawniło, że te pierwsze mają ponad 888 więcej genów kodujących białka (PCGs, protein-coding genes) i około 2/3 więcej genów kodujących enzymy o aktywności proteolitycznej. Niemniej jednak wciąż jeszcze nie poznano funkcji około 24% genów Bdellovibrio [16]. Wśród najlepiej poznanych produktów PCG wyróżnia się białka odpowiedzialne m.in. za metabolizm puryn, wewnątrzkomórkowy transport substancji odżywczych, biosyntezę rzęski oraz chemotaksję, syntezę peptydów sygnałowych, białko szoku cieplnego, hemolizyny i inne. Fazie wzrostu (GP) towarzyszy transkrypcja prawie 95,4% genów, których ekspresja nie była widoczna podczas fazy wolno pływającej bakterii [16].

Ryc. 4. Cykl życiowy Micavibrio sp.

Na podkreślenie uwagi zasługuje również to, iż genom B. bacteriovorus koduje nawet do 80% więcej genów antybiotykooporności niż pozostałe bakterie drapieżne. Główną rolę odgrywają systemy pomp, które skutecznie usuwają lek z wnętrza komórki bakteryjnej [16].

U wszystkich bakteryjnych drapieżców odkryto również zestaw genów kodujących proteazy, charakterystyczny dla poszczególnych gatunków. U B. bacteriovorus składa się z 16 genów kodujących enzymy modyfikujące peptydoglikan, m.in. transglikozylazy, aminidazy, DD-endopeptydazy i DD-karboksypeptydazy. Ponadto, odkryto swoiste dla B. bacteriovorus endopeptydazy, które „rzeźbią” struktury peptydoglikanu gospodarza w celu utworzenia stabilnej i bezpiecznej niszy do wzrostu. Genów tych nie znaleziono wśród innych epibiotycznych gatunków BALOs [16,21,23].

Micavibrio aeruginosavorus

Innym przykładem bakterii drapieżnej jest Micavibrio aeruginosavorus, należący do typu Proteobacteria (ryc. 1). Bakterię odkryto na początku lat osiemdziesiątych XX w., kiedy to podczas analizy próbek ścieków, wyizolowano nowy gatunek należący do BALOs, nadając mu nazwę rodzajową Micavibrio [12,22]. Mimo iż początkowo wszystkie bakterie drapieżne klasyfikowano jako jeden, unikalny rodzaj Bdellovibrio, dalsze badania oparte na sekwencji 16S rRNA ujawniły zróżnicowany zbiór drapieżnych mikroorganizmów, w tym należący do klasy α-Proteobacteria rodzaj Micavibrio (ryc. 1) [10,12,22]. Micavibrio spp. podobnie jak Bdellovibrio bacteriovorus jest Gram-ujemnym, bezwzględnym drapieżcą, ale różni się od B. bacteriovorus przede wszystkim sposobem żerowania – jest epibiontem, czyli nie wnika do wnętrza komórki, ale przymocowuje się do ściany komórkowej ofiary i przez cały cykl pozostaje na zewnątrz [4,10,16]. Drapieżca ten cechuje się również dużą swoistością do ofiary. Atakuje głównie P. aeruginosa, B. cepacia, K. pneumoniae, jednak badania prowadzone przez Dashiffa i wsp. wykazały, że M. aeruginosavorus może niszczyć również komórki Escherichia, Shigella oraz w mniejszym stopniu może niszczyć także mieszane kultury bakterii, w skład których wchodziły bakterie z rodzaju Acinetobacter, Enterobacter, Proteus oraz Yersinia [4,12]. Micavibrio to niewielkie rozmiarem komórki o przecinkowym kształcie, długości do 1,5 µm, co sprawia, że jest prawie dwukrotnie większa od B. bacteriovorus [3,4,12]. Drapieżca ma monotrychalne urzęsienie, umożliwiające aktywne poszukiwanie zdobyczy oraz atak i penetrację nawet biofilmu bakteryjnego [3,10,23].

Cykl życiowy M. aeruginosavorus

Na cykl życiowy Micavibrio składają się dwie główne fazy: ataku oraz wzrostu (ryc. 4). W fazie ataku, drapieżca dzięki aktywnemu ruchowi za pomocą rzęski poszukuje „ofiary”. Po znalezieniu zdobyczy Micavibrio przyłącza się do komórki zazwyczaj nieorzęsionym biegunem lub podłużnym bokiem. Możliwe jest przyłączenie się do jednej ofiary wielu drapieżców.

W następnej fazie Micavibrio „wysysa” z komórki ofiary składniki odżywcze, potem zaczyna się wzrost i podział przez rozszczepienie binarne [3,22]. Faza ta kończy się lizą komórki ofiary i uwolnieniem jednej komórki potomnej Micavibrio ssp. [3,12,22]. M. aeruginosavorus jest zdolny do żerowania w temperaturze 25-37°C, ale traci tę zdolność w środowisku anaerobowym i mikroaerofilnym [10].

Analiza genomu i transkryptomu

Analiza genomu Micavibrio spp. umożliwiła nie tylko przyporządkowanie tego rodzaju BALOs do α-Proteobakterii , ale również ujawniła wiele unikatowych cech tego rodzaju [22]. Cały genom Micavibrio aeruginosavorus zawiera prawie 2,5 miliona par zasad, a zawartość par GC (guanina-cytozyna) wynosi 54,7%. Analiza wykazała, że drapieżca ma złożony zestaw genów odpowiedzialnych za cechy komórek wolno pływających (niezbędnych w fazie ataku), np. wiele genów odpowiedzialnych za szlaki metaboliczne (w tym glikolizę i szlak kwasu trikarboksylowego), transport elektronów i system oddychania, wytwarzanie syntetazy adenozynotrójfosforanu (ATP, adenosine triphosphate), co wiąże się ze zdolnością do wytwarzania ATP. Zawiera również komplet genów umożliwiający syntezę nukleotydów de novo. M. aeruginosavorus nie ma natomiast genów odpowiedzialnych za biosyntezę aminokwasów oraz za pobieranie ich ze środowiska, dlatego brak wariantu HI w cyklu rozwojowym tego drobnoustroju [22].

Ważnym odkryciem okazała się obecność genów kodują- cych białka będące pochodnymi hemolizyny. Wiadomo, że drapieżca prowadzi do śmierci swojej zdobyczy, dlatego M. aeruginosavorus koduje aż 6 takich białek, należących do rodziny toksyn RTX (repeat in toxin). Białka wbudowują się w błonę komórkową gospodarza, tworząc w niej pory, a następnie z powodu wypływu substancji komórkowej dochodzi do lizy komórki. Sugeruje się, że białka te mogą również odgrywać ważną rolę w rozpoznawaniu ofiary, jak i w procesie adhezji [22].

W genomie M. aeruginosavorus znalazły się również geny kodujące fimbrie typu IV, które często biorą udział w adhezji, a następnie inwazji do komórek ofiary (jak w przypadku B. bacteriovorus). Wprawdzie Micavibrio spp. są epibiontami to fimbrie prawdopodobnie odgrywają ważną rolę w procesie adhezji. Na podstawie analizy transkryptomu wykazano, które geny odgrywają istotną rolę w poszczególnych fazach cyklu rozwojowego. W fazie ataku nasileniu ekspresji ulegają geny zaangażowane w biosyntezę rzęski czy proces chemotaksji. Natomiast w fazie przyłączania dominują produkty genów odpowiedzialne za replikację DNA, transkrypcję, translację, wytwarzanie energii, a także podział komórki. Dokładna analiza genomu M. aeruginosavorus wykazała obecność genów odpowiedzialnych za biosyntezę 13-aminokwasów niezbędnych do biosyntezy białka. Jednak brak ścieżek metabolicznych do syntezy de novo pozostałych 7-aminokwasów (w tym alaniny, argininy, histydyny, izoleucyny, metioniny, tryptofanu i waliny) oraz braku systemów transportujących aminokwasy ze środowiska zewnętrznego uzasadnia tezę, iż M. aeruginosavorus jest bezwzględnym drapieżcą, zależnym od swej ofiary [22].

Wykorzystanie BALOs

Pozamedyczne

BALOs znalazło potencjalne zastosowanie w wielu dziedzinach życia. B. bacteriovorus przeżywa wiele lat w przesuszonej glebie, a w razie pojawienia się potencjalnej ofiary szybko przystosowuje się do „ponownego” drapieżnictwa. W dużej liczbe występuje w strefie korzeniowej, wśród bakterii ryzosfery. Po raz pierwszy z sukcesem wykorzystano B. bacteriovorus w rolnictwie w 1973 r., do zwalczaniu zarazy wywołanej przez Pseudomonas glycinea., W innych badaniach wykluczono szkodliwe działanie Bdellovibrio na symbionty roślinne [5].

Po ograniczeniu stosowania antybiotyków w hodowlach zwierząt, naukowcy zaczęli badać możliwość wykorzystania bakterii drapieżnych jako potencjalne substytuty dostępnych środków farmaceutycznych. Atterbury i wsp. [1] przeprowadzili badanie na kurczętach, które zainfekowano bakteriami Salmonella enterica, a następnie doustnie podawano B. bacteriovorus. Okazało się, że BALOs skutecznie eliminowało S. enterica, znacznie łagodząc stany zapalne spowodowane zakażeniem [1]. Inni badacze zastosowali Bdellovibrio w zmniejszaniu objawów zapalenia rogówki wywołanej przez Shigella flexneri u królików [5]. Zastosowano również Bdellovibrio w zwalczeniu infekcji oka u krów o etiologii Moraxella bovis [2]. Wykorzystano również BALOs do zwalczania zakażeń bakteryjnych u ryb w stawach hodowlanych [5]. Autorzy powyższych badań wskazują na potencjał BALOs, przez stosowanie ich w eliminowaniu wielu infekcji.

Bdellovibrio bacteriovorus znalazło zastosowanie również w przemyśle spożywczym. Przeprowadzono testy badające zdolność BALOs do lizy 32 szczepów bakteryjnych w obrębie 6 rodzajów patogenów powodujących zatrucia pokarmowe. Badania wykazały skuteczność Bdellovibrio w zwalczeniu drobnoustrojów patogennych i biorących udział w psuciu się żywności, nawet w niskich temperaturach. Inne badania tej samej grupy skupiły się na zdolności B. bacteriovorus do niszczenia mikroorganizmów z powierzchni urządzeń używanych do przetwarzania żywności, w tym eliminacji bakterii E. coli szczep O157: H7 oraz Salmonella sp. obecnych na powierzchni ze stali nierdzewnej [5].

Medyczne zastosowania

Mimo wielu doniesień, najwięcej badań skupia się jednak nad możliwym wykorzystaniem BALOs w  walce z bakteriami antybiotykoopornymi. Jest to spowodowane poszukiwaniami skutecznego zwalczania infekcji spowodowanych lekoopornymi szczepami bakterii [11,17,20]. Istotne jest to, iż bakterie drapieżne wprowadzane do organizmu człowieka w profilaktyce zakażeń wywołanych szczepami lekoopornymi, nie powinny być szkodliwe dla organizmu. W tym kierunku wykonano wiele badań, np. w 1973 r. wykazano brak patogenności Bdellovibrio u myszy, królików i świnek morskich. Wykazano również brak możliwości namnażania się szczepu Bdellovibrio w przewodzie pokarmowym ryb, żab i myszy. W badaniach obserwowano stopniowe zmniejszanie się liczby drapieżców. Dwidar i wsp. [5] wykazali, iż podanie doustne preparatu zawierającego bakterie drapieżne zmieniło naturalną mikrobiotę jelit, jednak zmiana ta nie wpłynęła negatywnie na wzrost i dobre samopoczucia organizmu [kurcząt]. W innych testach odrzucono możliwość wzrostu BALOs na komórkach zwierzęcych. Następnie pojawiły się wyniki badań dotyczących immunogenności bakterii drapieżnych u człowieka. Przede wszystkim ich LPS zamiast grup fosforanowych zawiera reszty α-D-mannozy, co ma mniejsze powinowactwo do receptorów dla lipopolisacharydu oraz mniejszą toksyczność wobec komórek ludzkich [15].

Większość BALOs wykazuje nieswoisty wybór ofiary B. bacteriovorus może atakować Gram-ujemne bakterie ze ściśle spokrewnionych gatunków, jak również oddalonych od siebie filogenetycznie. Mogą atakować bakterie z rodzaju Escherichia, Pseudomonas, Acinetobacter, Aeromonas, Bordetella, Burkholderia, Citrobacter, Enterobacter, Klebsiella, Listonella, Morganella, Proteus, Serratia, Salmonella, Shigella, Vibrio i Yersinia, a także mogą również żerować na Campylobacter jejuni, czy Helicobacter pylori (tabela 1) [3,5]. Ważne okazały się wyniki badań Monnappa i wsp. [13] i Iebba i wsp. [9], którzy użyli B. bacteriovorus do zwalczania biofilmu utworzonego przez Gram-dodatnie ziarniaki S. aureus, w obu przypadkach zakończone sukcesem. W badaniach prowadzonych pod nadzorem Kadouriego i wsp. [12] ekspozycja na B. bacteriovorus wielolekoopornych bakterii wyizolowanych z krwi, moczu, plwociny, oskrzeli i ran (m.in. A. baumannii, E. coli, K. pneumoniae, Pseudomonas spp., opornych na ceftazydym, cefotaksym, tetracyklinę, gentamycynę, imipenem, meropenem, cefepim, amikacynę, trimetoprim, sulfametoksazol) powodowała lizę 93% komórek ofiary.

Jak wynika z danych literaturowych, M. aeruginosavorus atakuje bardzo nieliczne bakterie Gram-ujemne. Wielu badaczy opisało, że może żerować głównie na trzech gatunkach: Pseudomonas aeruginosa (mimo iż jest bakterią oportunistyczną, to jest również jednym z najważniejszych i najgroźniejszych lekoopornych drobnoustrojów powodujących zakażenia szpitalne), Burkholderia cepacia (oporna na wiele antybiotyków bakteria występująca w zakażeniach wewnątrzszpitalnych) oraz Klebsiella pneumoniae (pałeczka o dużej zjadliwości z wrodzoną opornością na antybiotyki) [3,12,16]. Ponadto, o zdolności do żerowania danego gatunku może zadecydować również szczep drapieżcy, np. do badań nad użyciem BALOs w infekcjach oczu Shanks i wsp. [17] użyli dwa szczepy M. aeruginosavorus HD100 oraz 109J, pierwszy (HD100) powodował śmierć 100% komórek klinicznego szczepu P. aeruginosa, a drugi (109J) tylko 70%.

BALOs mogą również degradować biofilm, którego wytwarzanie jest przejawem zjadliwości wielu gatunków bakterii odpowiedzialnych za zakażenia. Biofilm to zwarte skupisko mikroorganizmów przyczepione do powierzchni, wytwarzające zewnątrzkomórkową macierz, która je chroni i zakotwicza w tkance, a także na implantach medycznych oraz sprzęcie medycznym [3,12]. Biofilm bakteryjny wytwarzany jest m.in. przez uropatogenne szczepy E. coli izolowane z zakażeń układu moczowego, P. aeuginosa wywołującego zakażenia ran, obrażeń pooparzeniowych i dróg oddechowych, czy bytujące w płytce nazębnej liczne bakterie Gram-ujemne mogące się przyczyniać do powstawania próchnicy [20].

Tabela 1. Porównanie zakresu gospodarzy (ofiar) B. bacteriovorus oraz M. aeruginosavorus

Kadouri i wsp. [12] oraz Dashiff i wsp. [3] przeprowadzili badania nad zdolnością bakterii drapieżnych (M. aeruginosavorus oraz B. bacteriovorus) do atakowania i niszczenia biofilmu bakteryjnego. W celu zobrazowania tego zjawiska naukowcy przeprowadzili analizę z użyciem skaningowego mikroskopu elektronowego (SEM, scanning electron microscope). Uzyskany na szkiełku podstawowym biofilm poddano ekspozycji bakteriami drapieżnymi. Po inkubacji, szkiełka przepłukano w celu usunięcia uwolnionych z biofilmu komórek. Badania wskazują jednoznacznie na zdolność M. aeruginosavorus do niszczenia biofilmu. Naukowcy odnotowali redukcję biofilmu w 69% po 12 godzinach oraz w 87% po 24 godzinach ekspozycji na drapieżcę w porównaniu z próbą kontrolną. Ponadto, Micavibrio redukował biofilm utworzony ze szczepów klinicznych P. aeruginosa prawie w 82% [12]. Jak wykazali Dashiff i wsp. [3], poza atakowaniem bakterii z rodzaju Burkholderia, Pseudomonas i Klebsiella, M. earuginasavorus jest zdolny do żerowania na bakteriach z rodzaju Escherichia czy Shigella. Odnotowano również zdolność Micavibrio do niszczenia wielogatunkowych biofilmów wytworzonych przez bakterie z rodzaju Acinetobacter, Enterobacter, Proteus oraz Yersinia [3].

Podobne badania wykonano z B. bacteriovorus, który atakuje zarówno komórki wolno pływające (planktoniczne), jak również biofilmy jedno- lub wielogatunkowe. W przypadku tego drapieżcy występowała większa redukcja komórek w biofilmie, co mogło być związane z dużą gęstością komórek ofiary i łatwiejszym napotkaniem swojej zdobyczy. Widoczna była znaczna redukcja biofilmu w każdej próbie użycia B. bacteriovorus w porównaniu do próby kontrolnej. W odróżnieniu od bezkręgowców, pierwotniaków i bakteriofagów, również używanych do redukcji biofilmu, żerowanie BALOs nie ogranicza się tylko do warstwy zewnętrznej biofilmu [3,13]. Monappa i wsp. [13] pierwsi wykazali zdolność B. bacteriovorus do inwazji biofilmu utworzonego przez S. aureus. Zauważyli, że wariant HI B. bacteriovorus wydziela do środowiska wzrostu liczne proteazy. Dalsze badania ujawniły, iż supernatant z B. bacteriovorus ma wystarczającą aktywność lityczną, by uniemożliwić tworzenie się biofilmu S. aureus, jak również powoduje rozluźnienie struktury istniejącego już biofilmu [13].

Ważnymi obserwacjami zakończyły się również badania Iebby i wsp. [9] nad żerowaniem B. bacteriovorus na szczepach klinicznych P. aeruginosa i S. aureus wyizolowanych od chorych na mukowiscydozę. Wśród cierpiących na tę śmiertelną, uwarunkowaną genetycznie chorobę stwierdza się uporczywe przewlekłe i nawracające infekcje dróg oddechowych, często prowadzące do niewydolności oddechowej. W mukowiscydozie za rozwój infekcji są odpowiedzialne zazwyczaj antybiotykooporne bakterie P. aeruginosa i S. aureus zdolne do tworzenia biofilmu. Zauważono, że po 24-godzinnej ekspozycji biofilmu S. aureus na B. bacteriovorus nastą- piła znaczna redukcja biofilmu. Obserwacja pod mikroskopem wskazała nowe zjawisko: komórki drapieżcy żerują na swojej ofierze S. aureus w sposób epibiotyczny. W przypadku P. aeruginosa drapieżca zachował peryplazmatyczną strategię żerowania. Warto zauważyć, że ta podwójna strategia żerowania B. bacteriovorus oraz jego nieszkodliwość wobec komórek ssaków, mogłaby zostać wykorzystana w celu zwalczania infekcji in vivo nie tylko wśród chorych na mukowiscydozę [9].

Podsumowanie

Występujące w środowisku naturalnym zjawisko drapieżnictwa między bakteriami jest niezbędnym procesem warunkującym zachowanie bioróżnorodności. Wykazany w badaniach wysoki potencjał BALOs w walce z patogenami u zwierząt, stwarza ogromne nadzieje na wykorzystanie bakterii drapieżnych, które mogą atakować inne bakterie patogenne dla człowieka, ze szczególnym uwzględnieniem bakterii wielolekoopornych. Nie można zatem wykluczyć, iż w przyszłości bakterie drapieżne będą wykorzystywane w przypadkach klinicznych, gdy zawodzą standardowe schematy leczenia.

Przypisy

• 1. Atterbury R.J., Hobley L., Till R., Lambert C., Capeness M.J., Lerner T.R., Fenton A.K., Barrow P., Sockett R.E.: Effects of orally administered Bdellovibrio bacteriovorus on the well-being and Salmonella colonization of young chicks. Appl. Environ. Microbiol., 2011; 77: 5794-57803
  Google Scholar
• 2. Boileau M.J., Clinkenbeard K.D., Iandolo J.J.: Assessment of Bdellovibrio bacteriovorus 109J killing of Moraxella bovis in an in vitro model of infectious bovine keratoconjunctivitis. Can. J. Vet. Res., 2011; 75: 285-291
  Google Scholar
• 3. Dashiff A., Junka R.A., Libera M., Kadouri D.E.: Predation of human pathogens by the predatory bacteria Micavibrio aeruginosavorus and Bdellovibrio bacteriovorus. J. Appl. Microbiol., 2011; 110: 431-444
  Google Scholar
• 4. Dashiff A., Keeling T.G., Kadouri D.E.: Inhibition of predation by Bdellovibrio bacteriovorus and Micavibrio aeruginosavorus via host cell metabolic activity in the presence of carbohydrates. Appl. Environ. Microbiol., 2011; 77: 2224-2231
  Google Scholar
• 5. Dwidar M., Monnappa A.K., Mitchell R.J.: The dual probiotic and antibiotic nature of Bdellovibrio bacteriovorus. BMB Rep., 2012; 45: 71-78
  Google Scholar
• 6. Fenton A.K., Kanna M., Woods R.D., Aizawa S.I., Sockett R.E.: Shadowing the actions of a predator: backlit fluorescent microscopy reveals synchronous nonbinary septation of predatory Bdellovibrio inside prey and exit through discrete bdelloplast pores. J. Bacteriol., 2010; 192: 6329-6335
  Google Scholar
• 7. Ferguson M.A., Núñez M.E., Kim H.J., Goffredi S., Shamskhou E., Faudree L., Chang E., Landry R.M., Ma A., Choi D.E., Thomas N., Schmitt J., Spain E.M.: Spatially organized films from Bdellovibrio bacteriovorus prey lysates. Appl. Environ. Microbiol., 2014; 80: 7405-7414
  Google Scholar
• 8. Harini K., Ajila V., Hegde S.: Bdellovibrio bacteriovorus: A future antimicrobial agent? J. Indian. Soc. Periodontol., 2013; 17: 823-825
  Google Scholar
• 9. Iebba V., Totino V., Santangelo F., Gagliardi A., Ciotoli L., Virga A., Ambrosi C., Pompili M., De Biase R.V., Selan L., Artini M., Pantanella F., Mura F., Passariello C., Nicoletti M., i wsp.: Bdellovibrio bacteriovorus directly attacks Pseudomonas aeruginosa and Staphylococcus aureus cystic fibrosis isolates. Front. Microbiol., 2014; 5: 280
  Google Scholar
• 10. Jurkievitch E.: Predatory behaviours in bacteria – diversity and transitions. Microbe, 2007; 2: 67-73
  Google Scholar
• 11. Kadouri D.E., To K., Shanks R.M., Doi Y.: Predatory bacteria: A potential ally against multidrug-resistant Gram-negative pathogens. PLoS One, 2013; 8: e63397
  Google Scholar
• 12. Kadouri D., Venzon N.C., O’Toole G.A.: Vulnerability of pathogenic biofilms to Micavibrio aeruginosavorus. Appl. Environ. Microbiol., 2007; 73: 605-614
  Google Scholar
• 13. Loozen G., Boon N., Pauwels M., Slomka V., Rodrigues Herrero E., Quirynen M., Teughels W.: Effect of Bdellovibrio bacteriovorus HD100 on multispecies oral communities. Anaerobe, 2015; 35: 45-53
  Google Scholar
• 14. Monnappa A.K., Dwidar M., Seo J.K., Hur J.H., Mitchell R.J.: Bdellovibrio bacteriovorus inhibits Staphylococcus aureus biofilm formation and invasion into human epithelial cells. Sci. Rep., 2014; 4: 3811
  Google Scholar
• 15. NCBI. Taxonomy Browser. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/Taxonomy/Browser/wwwtax.cgi (27.06.2016)
  Google Scholar
• 16. Pasternak Z., Njagi M., Shani Y., Chanyi R., Rotem O., Lurie-Weinberger M.N., Koval S., Pietrokovski S., Gophna U., Jurkevitch E.: In and out: an analysis of epibiotic vs periplasmic bacterial predators. ISME J., 2014; 8: 625-635
  Google Scholar
• 17. Shanks R.M., Davra V.R., Romanowski E.G., Brothers K.M., Stella N.A., Godboley D., Kadouri D.E.: An eye to a kill: using predatory bacteria to control Gram-negative pathogens associated with ocular infections. PLoS One, 2013; 8: e66723
  Google Scholar
• 18. Shanks R.M., Kadouri D.E.: Predatory prokaryotes wage war against eye infections. Future Microbiol., 2014; 9: 429-432
  Google Scholar
• 19. Shatzkes K., Chae R., Tang C., Ramirez G.C., Mukherjee S., Tsenova L., Connell N.D., Kadouri D.E.: Examining the safety of respiratory and intravenous inoculation of Bdellovibrio bacteriovorus and Micavibrio aeruginosavorus in a mouse model. Sci. Rep., 2015; 5: 12899
  Google Scholar
• 20. Sinha A., Hurakadli M., Ravindra S., Agarwal A.: Bdellovibrio like organisms: the predatory assassin. IOSR J. Dent. Med. Sci., 2014; 13: 32-36
  Google Scholar
• 21. Strauch E., Schwudke D., Linscheid M.: Predatory mechanisms of Bdellovibrio and like organisms. Future Microbiol., 2007; 2: 63-73
  Google Scholar
• 22. Wang Z., Kadouri D.E., Wu M.: Genomic insights into an obligate epibiotic bacterial predator: Micavibrio aeruginosavorus ARL-13. BMC Genomics, 2011; 12: 453
  Google Scholar
• 23. Welsh R.M., Thurber R.V.: Bacterial predators in host microbiomes. Microbe, 2016; 11: 61-67
  Google Scholar
• 24. Williams H.N., Pineiro S.: Ecology of the predatory Bdellovibrio and like organisms. W: Predatory prokaryotes. Biology, Ecology and Evolution. Microbiology Monographs, red.: Jurkevitch E. Springer-Verlag Berlin Heidelberg 2007; 4: 213-248
  Google Scholar

Pełna treść artykułu