Abstrakt

Białkowa kinaza serynowo-treoninowa mTOR (mammalian target of rapamycin) pełni w komórkach OUN wiele funkcji związanych z regulacją ich żywotności i różnicowania, transkrypcji, translacji, degradacji białek, organizacji cytoszkietetu i autofagii. Pojawiające się w ostatnich latach prace doświadczalne i kliniczne dotyczące szlaku sygnalizacji mTOR dowodzą, iż jego dysregulacja może się wywodzić z zaburzeń autystycznych (autism spectrum disorders – ASD). W artykule omówiono dane odnoszące się do zmian w kaskadzie sygnalizacyjnej mTOR, które mogą być przyczyną zaburzeń neurobehawioralnych typowych dla ASD. Przytoczono także wyniki najnowszych badań wskazujących na potencjalne zastosowanie inhibitorów szlaku mTOR w terapii ASD.

Wstęp

Leo Kanner już w 1943 r. opisał 11 dzieci z zaburzeniami, które wtedy nazwał „wczesnym dziecięcym autyzmem” („early infantile autism”) [39]. Przedstawiając autystyczną izolację Kanner pisał, że jest to podstawowe zaburzenie zdolności tworzenia relacji z osobami i sytuacjami, występujące od początku życia. Mamy wówczas do czynienia z ekstremalnie autystyczną samotnością, która sprawia, że dziecko lekceważy, ignoruje i zamyka się na wszystko co pochodzi ze świata zewnętrznego [9]. Jednoczesne prace Hansa Aspergera zapoczątkowały rozwój psychiatrii w kierunku autyzmu dziecięcego. W dwóch pierwszych wydaniach Międzynarodowej Klasyfikacji Chorób i Zaburzeń Psychicznych (DSM-I i DSM-II) Amerykańskiego Towarzystwa Psychiatrycznego autyzm charakteryzowano jako postać schizofrenii dziecięcej. Dopiero w latach 80 ub.w. wprowadzono termin całościowych zaburzeń rozwoju, podkreślając w ten sposób jego rozległy, rozwojowy charakter [26].

Obecnie autyzm jest definiowany jako zaburzenie neurorozwojowe, uwarunkowane biologicznie, zaliczane wraz z zespołem Aspergera, całościowym zaburzeniem rozwoju niezdiagnozowanym inaczej (pervasive developmental disorder not otherwise specified – PDD-NOS) oraz dezintegracyjnym zaburzeniem dziecięcym do zaburzeń ze spektrum autystycznego (autism spectrum disorders, ASD). ASD charakteryzują ograniczone interakcje społeczne, problemy z komunikacją, wyrażaniem emocji i uczuć, ograniczone zainteresowania oraz powtarzalne zachowania. W typowych przypadkach ASD pojawia się w pierwszych trzech latach życia (DSM-IV, ICD-10) [1].

Częstość występowania ASD w populacji wynosi przeważ- nie około 1 na 1000, z czterokrotną przewagą chłopców nad dziewczynkami. W zależności od szerokości geograficznej oraz kryteriów klinicznych częstotliwość waha się w granicach 0,05-0,6%[22]. Spośród schorzeń neuropsychiatrycznych ASD jest zaburzeniem o największym obciążeniu genetycznym. Znane podłoże genetyczne występuje u 10-15% chorych jako autyzm wtórny – najczęściej w stwardnieniu guzowatym (TS) oraz zespole łamliwego chromosomu X [45]. Na podłoże genetyczne wskazuje też to, iż ryzyko urodzenia drugiego dziecka z ASD jest 20-50 razy większe niż w ogólnej populacji [56]. W przypadku bliźniąt monozygotycznych ryzyko to wynosi 60-90%, a bliźniąt dizygotycznych 10%[5].

Pojawiające się w ostatnich latach prace doświadczalne i kliniczne dotyczące szlaku sygnalizacji mTOR dowodzą, iż zaburzenia w jego obrębie mogą być zaangażowane w patogenezę znaczącej liczby przypadków ASD. Ponadto, poznanie miejsc mutacji genów kodujących białka leżące na szlaku sygnalizacyjnym mTOR i ich konsekwencji neurobiologicznych otwierają drogę poszukiwaniom nowych, skuteczniejszych metod leczenia.

Szlak sygnałowy kinazy mTOR

Białkowa kinaza serynowo-treoninowa mTOR (mammalian target of rapamycin) pełni w komórkach OUN wiele funkcji związanych z regulacją ich żywotności i różnicowania, transkrypcji, translacji, degradacji białek, organizacji cytoszkietetu i autofagii [32,44]. Kinaza mTOR jest uważana za członka nadrodziny kinaz zależnych od kinazy 3-fosfatydyloinozytolu (PIKK) ponieważ C-koniec mTOR wykazuje silną homologię do domeny katalitycznej kinazy 3-fosfatydyloinozytolu (PI3K) [40,81]. Aktywność kinazy mTOR jest regulowana przez sygnały, takie jak: czynniki wzrostu, dostępność składników odżywczych, hormony, stan energetyczny komórki oraz czynniki stresogenne (np. niedotlenienie, infekcje wirusowe, szok cieplny, uszkodzenie DNA) [4,61,68].

W komórkach ssaków mTOR występuje w postaci dwóch, funkcjonalnie odrębnych kompleksów białkowych: mTORC1 i mTORC2 [77]. Składnikami obu kompleksów są kinaza mTOR i białko mLST8/GβL (mammalian LST8/G protein β-subunit like protein). Dodatkowo w skład kompleksu mTORC1 wchodzi białko Raptor (regulatory associated protein of mTOR) oraz PRAS40 (proline-rich Akt substrate 40 kDa), a w skład mTORC2 białka Rictor (rapamycin-insensitive companion of mTOR) i mSin1 (mammalian stress-activated protein kinase interacting protein 1) [25,41,62,77]. Kompleks mTORC1 jest bardzo wrażliwy na rapamycynę (sirolimus) i odgrywa główną rolę w regulacji autofagii, wzrostu, proliferacji, przeżycia i ruchliwości komórek przez fosforylację dwóch najlepiej scharakteryzowanych cząsteczek docelowych: kinazy rybosomalnej S6 (S6K1) oraz białka wiążącego eukariotyczny czynnik inicjacji translacji 4E (4E-BP1), co promuje translację mRNA i biogenezę rybosomów [31,41,42].

Rapamycyna, pierwszy zdefiniowany inhibitor mTORC1, przez swoiste i  silne zahamowanie mTOR w  wyniku tworzenia kompleksu z  białkiem FKBP12 (FK506-binding protein) wstrzymuje progresję cyklu komórkowego, wzrost i proliferację komórek [11,33]. Dokładny mechanizm, przez który rapamycyna osłabia sygnalizację mTOR nie jest znany. Uważa się, że kompleks rapamycyna-FKBP12 może hamować funkcje mTOR przez inhibicję oddziaływania Raptor z mTOR i przez to zaburzać połączenia mTORC1 ze swoistymi substratami [58].

Kompleks mTORC2 w zasadzie nie jest hamowany przez rapamycynę i odpowiada za regulację cytoszkieletu aktynowego oraz aktywność kinaz PKCa i Akt [63,65]. Szczególnie istotne wydaje się odkrycie, iż mTORC2 odgrywa krytyczną rolę w aktywacji Akt, jednej z najważniejszych kinaz prożyciowych, przez jej bezpośrednią fosforylację na serynie 473 (S473) [65]. Aktywna Akt reguluje różne procesy komórkowe w tym wzrost, proliferację, cykl komórkowy, apoptozę i metabolizm glukozy [54].

Zakładano, że rapamycyna nie wpływa na aktywność kompleksu mTORC2, dzięki czemu można farmakologicznie rozróżnić aktywność mTORC1 i mTORC2. Jednak szczegółowe badania wykazały, że długotrwale podawana rapamycyna w wielu typach komórek hamuje formowanie kompleksu mTORC2 i redukuje jego stężenie poniżej niezbędnego do utrzymania sygnalizacji Akt/PKB (zob. niżej) [66]. Specyficzność działania kompleksów mTORC1 wobec substratów docelowych S6K i 4E-BP1 oraz mTORC2 wobec Akt zwiększa obecność zawartych w nich białek Raptor i Rictor, odpowiednio dla mTORC1 i mTORC2 [41,65]. Najlepiej poznanym szlakiem prowadzącym do pobudzenia sygnalizacji mTORC1 jest szlak kinazy PI3K stymulowany przez insulinę, czynniki wzrostu, mitogeny, a w przypadku OUN również neuroprzekaźniki [23,60] (ryc. 1).

W odpowiedzi na związanie liganda transbłonowy receptor z aktywnością kinazy tyrozynowej, aktywowany przez autofosforylację na wielu resztach tyrozynowych, fosforyluje białka adaptorowe zawierające domenę SHC (Src homology/collagen homology) oraz małe białko G – Ras [72]. Rekrutacja w tych warunkach podjednostki regulatorowej p85 PI3K powoduje zmiany konformacyjne i aktywacje podjednostki katalitycznej p110, co powoduje pełną aktywację enzymu [72]. Aktywna kinaza PI3K katalizuje konwersję fosfatydyloinozytolo-4,5-difosforanu (PIP2) do fosfatydyloinozytolo-3,4,5-trifosforanu (PIP3). Ten etap jest negatywnie regulowany przez fosfatazę PTEN (phosphatase and tensin homolog on chromosome ten), która może odwrócić skutki działania PI3K katalizując reakcję odłączenia grupy fosforanowej od PIP3 [13]. Wzrost wewnątrzkomórkowego wytwarzania PIP3 przez PI3K wpływa na przemieszczenie się do błony komórkowej kinazy białkowej zależnej od fosfatydyloinozytoli (PDK1) oraz kinazy Akt. Aktywacja tej ostatniej zachodzi za pośrednictwem fosforylacji dwóch aminokwasów – treoniny 308 (Thr308) przez PDK1 i seryny 473 (S473) przez kompleks mTORC2.

Aktywna kinaza Akt hamuje przez fosforylację aktywność kompleksu białek hamartyny (TSC1) i tuberyny (TSC2) (tuberous sclerosis complex, TSC1/TSC2), głównego inhibitora szlaku sygnałowego mTOR, przez bezpośrednią fosforylację TSC2 [17]. Inaktywacja kompleksu TSC1/ TSC2 skutkuje osłabieniem aktywności GTP-azowej małego białka G – Rheb (Ras homolog enriched in brain). Jak wykazały liczne badania in vivo i in vitro, to właśnie białko Rheb związane z GTP jest silnym stymulatorem kinazy mTOR [60]. Ale oprócz szlaku insulinowego, kinaza mTOR może także ulegać aktywacji przez aminokwasy w podobnym mechanizmie polegającym na osłabieniu GTP-azowej aktywności białka Rheb [14].

Ryc. 1. Szlak sygnałowy mTOR; → aktywacja, _I blokowanie

Badania ostatnich lat jednoznacznie wskazują także, iż zahamowanie kompleksu TSC1/TSC2 jest możliwe przez szlak sygnałowy kinaz MAP (mitogen – activated protein) [53]. Aktywne białko Ras pobudzając kaskadę sygnalizacyjną Raf-MEK1/2-Erk1/2, prowadzi do fosforylacji TSC2 przez Erk1/2, a w rezultacie do aktywacji mTOR i nasilenia translacji [53].

Pozytywna regulacja mTOR, zachodząca przez modulację aktywności kompleksu TSC1/TSC2 ostatecznie powoduje wzrost fosforylacji białek S6K1 i 4E-BP1, najlepiej opisanych efektorów mTOR. Aktywowana S6K1 przez fosforylację proteiny S6 zwiększa wydajność translacji populacji mRNA mających na swoim końcu 5’ łańcuch polipirymidynowy (5’ TOP mRNA), zwłaszcza liczbę transkryptów kodujących białka rybosomalne oraz czynniki translacyjne (eEF1A, eIF3, eIF4B) [35,38,66]. Także fosforylacja 4E-BP1 przez mTOR aktywuje translację na skutek uwolnienia białka eIF4E od swoistego inhibitora, jakim jest 4E-BP1, umożliwiając aktywację czynnika translacyjnego eIF4E przez asocjację z eIF4G i eIF4A, i utworzenie kompleksu inicjacyjnego [12].

Odwrotny skutek wobec kinaz Akt i Erk1/2 na aktywność mTOR wywiera kinaza aktywowana AMP (AMPK), której aktywacja hamuje sygnalizację zależną od mTOR (ryc. 1). AMPK reguluje szlaki metaboliczne włączając procesy wytwarzające energię, a wyłączając procesy ją zużywające optymalizując tym samym wewnątrzkomórkowe procesy energetyczne i pozwalając przetrwać okresy stresu komórkowego [70]. Wzrastający komórkowy poziom AMP lub (w mniejszym stopniu) spadek wytwarzania ATP prowadzi do aktywacji AMPK w wyniku fosforylacji treoniny 172 (Thr172) przez kinazy nadrzędne, do których należą serynowo-treoninowa kinaza 11 (LKB1) i kinaza kinaz kalmodulino-zależnych (CaMKK) [70]. Aktywna AMPK hamuje kompleks mTORC1 przez bezpośrednią fosforylację co najmniej dwóch białek: TSC2 na resztach serynowych różnych od miejsc docelowych innych kinaz oraz składowej kompleksu mTORC1 – białka Raptor [52].

Choroby genetyczne z zaburzoną sygnalizacją mTOR a ASD

Do chorób o podłożu genetycznym związanych z deregulacją ścieżki sygnałowej mTOR, w których znacząco zwiększa się ryzyko ASD należą: stwardnienie guzowate (TS), zespół łamliwego chromosomu X, neurofibromatoza (nerwiakowłókniakowatość) typu I (NF1) oraz choroba Lhermitte’a-Duclos [45].

Stwardnienie guzowate to choroba wielonarządowa z grupy fakomatoz, dziedziczona autosomalnie dominująco i uwarunkowana mutacją z utratą funkcji w genach supresorowych TSC1 lub TSC2 [57]. W wyniku mutacji któregoś z genów wyeliminowany zostaje hamujący wpływ kompleksu TSC1/TSC2 na szlak mTOR z powodu braku możliwości inaktywacji kompleksu Rheb-GTP (ryc. 1). Zaburza to podział komórkowy, co sprzyja powstawaniu guzów w mózgu, nerkach, sercu, płucach, gałkach ocznych i skórze [16]. Częstość występowania TS szacuje się na około 1 na 6000 urodzeń [57]. Ryzyko ASD w TS jest natomiast oceniane na 20-60% [24]. W TS obserwowane są także inne zaburzenia neurologiczne, takie jak padaczka czy dysfunkcje poznawcze [3].

Wyniki kilku badań klinicznych dostarczyły dowodów na związek TS z fenotypem autystycznym. Bolton i Griffits wykazali korelację między umiejscowieniem guzów w płacie skroniowym a symptomatologią ASD [8]. Guzy typu hamartoma znaleziono w korowych i podkorowych częściach mózgu chorych na TS i scharakteryzowano jako malformacje rozwojowe [8]. Weber i wsp. opisali związek między guzami w móżdżku a fenotypem ASD w TS [73]. Obserwacje te potwierdziły badania neuroobrazowe z użyciem pozytonowej tomografii emisyjnej (PET), w których stwierdzono, że wzrost metabolizmu glukozy w jądrach głębokich móżdżku oraz nasilenie wychwytu alfa-[11C]metylo-L-tryptofanu w jądrze ogoniastym są skorelowane z zachowaniem stereotypowym i zaburzeniem interakcji społecznych [2].

Przyczyną zespołu łamliwego chromosomu X jest mutacja genu FMR1 i związane z nią zależne od mTOR zaburzenia biosyntezy białek. Białko FMRP, kodowane przez gen FMR1, reguluje procesy translacji wspólnie z S6K1 i 4E-BP1 – końcowymi białkami efektorami szlaku mTOR [36] (ryc. 1). Charakterystyczne dla tej choroby są cechy wyglądu zewnętrznego (m.in. pociągła twarz, wypukłe czoło, odstające małżowiny uszne, duży obwód czaszki, makrochidyzm), liczne schorzenia dodatkowe (zaburzenia rytmu serca, padaczka, przewlekłe zapalenie zatok, zaburzenia nastroju) oraz upośledzenie umysłowe i ASD [59]. Występowanie autyzmu w zespole łamliwego chromosomu X wynosi 15-30% [53].

NF1 jest chorobą jednogenową o zwiększonym ryzyku ASD należącą (podobnie jak TS) do grupy fakomatoz. Jej podłożem jest heterozygotyczna mutacja w genie NF1 kodującym neurofibrominę 1 – białko aktywujące GTP, które mając zdolność osłabiania sygnalizacji Ras/MAPK reguluje szlak mTOR [37]. Na skutek mutacji dochodzi do zniesienia hamującego działania neurofibrominy 1 na szlak sygnałowy Ras/MAPK, co powoduje zahamowanie TSC2 i niekontrolowaną aktywację szlaku mTOR (ryc. 1). Skutkiem klinicznym są liczne nerwiakowłókniaki, guzy wewnątrzczaszkowe i inne nowotwory o umiejscowieniu pozaczaszkowym, a także zmiany w obrębie kości i gałek ocznych [34]. Częstość występowania NF1 szacuje się na około 1 na 3000 urodzeń [50]. Charakterystycznymi objawami w NF1 są także zaburzenia neuropsychiatryczne, w tym ASD, które występuje u około 4% chorych [15,50].

Choroba Lhermitte’a-Duclos (dysplastyczny zwojak móżdżku) jest rzadkim schorzeniem genetycznym zaliczanym obecnie do zespołów guzów hamartomatycznych związanych z mutacjami genu PTEN [48]. Mutacja powoduje ograniczenie aktywności supresorowej białka PTEN wobec kinazy PI3K, co powoduje nadmierną aktywację szlaku mTOR [51]. Objawy chorobowe związane z powolnie rosnącym guzem móżdżku to przede wszystkim upośledzenie umysłowe, ataksja i drżenie [21]. Ocenia się, iż mutacja genu PTEN (w tym w przebiegu choroby Lhermittea’a-Duclosa) może stanowić podłoże genetyczne u około 1% chorych z ASD [10].

Konsekwencje neurobiologiczne zaburzeń sygnalizacji mTOR i ich znaczenie dla ASD

Podstawowym pytaniem pozostaje jak zaburzenia w sygnalizacji szlaku mTOR wpływają na rozwój objawów ze spektrum autystycznego. Wiadomo, iż szlak ten jest zaangażowany w regulację licznych procesów komórkowych zarówno w rozwijającym się, jak i dojrzałym mózgu. Ze względu na udział ścieżki sygnałowej mTOR w proliferacji komórek, synaptogenezie, wzroście dendrytów i aksonów – zmiany w jej obrębie mogą prowadzić do wytworzenia nieprawidłowych połączeń neuronalnych i tym samym do zaburzeń behawioralnych typowych dla ASD [27,46].

Na istotne znaczenie szlaku mTOR dla patogenezy ASD wskazuje występowanie makrocefalii u  10-30% dzieci z tym zaburzeniem. Obwód głowy, prawidłowy przy urodzeniu, powiększa się nieproporcjonalnie w ciągu pierwszych czterech lat życia [49]. Współwystępowanie makrocefalii i autyzmu opisano dla wszystkich wymieniowych w poprzednim rozdziale chorób uwarunkowanych genetycznie [75]. Związek ten potwierdzają także obserwacje u myszy z mutacją w genie PTEN zaburzeń neurologicznych, zmian behawioralnych i makrocefalii podobnych do ASD u ludzi [80]. Makrocefalię i znaczne deficyty neurologiczne obserwowano u myszy z homozygotyczną neuronalnoswoistą delecją Tsc1 [19,20]. Wykazano także, iż delecja genu Tsc1 u myszy prowadzi do hipertrofii neuronów, zmniejszenia gęstości kolców dendrytycznych i powiększenia dendrytów [69].

Delecja Tsc2 przejawia się natomiast obniżeniem plastyczności synaps w obrębie hipokampa, co jest niezwykle istotne ze względu na rolę jaką odgrywa szlak mTOR w zależnej od syntezy białek późnej fazie długotrwałego wzmocnienia synaptycznego (LTP) [69]. Obecnie uważa się, iż w rozwoju ASD u osób z mutacją w genach TSC1/TSC2 lub PTEN ma znaczenie nieprawidłowy kształt i wielkość neuronów oraz zaburzenia synaptyczne, a nie jak wcześniej sądzono guzy OUN [47,69].

Powszechnym objawem klinicznym u chorych z ASD jest padaczka, której przyczyny upatruje się także w zaburzeniu sygnalizacji mTOR. U myszy z homozygotyczną delecją genu Tsc1 w astrocytach obserwowano drgawki i zaburzenia behawioralne w 1-2 miesiącu życia, a śmierć zwierząt następowała między trzecim a szóstym miesiącem [71]. Delecja ta powodowała zaburzenie funkcji astrocytów związane ze zmniejszeniem ekspresji glejowego transportera glutaminianu 1 (Glt-1). Następstwem był znaczny wzrost zewnątrzkomórkowego stężenia glutaminianu przyczyniający się do wystąpienia drgawek [76].

Fenotyp zespołu łamliwego chromosomu X obejmuje m.in. niepełnosprawność intelektualną [30]. Białko FMRP, produkt genu Fmr1, jest zaangażowane w regulację syntezy białek przekazujących sygnał do komórki od metabotropowych receptorów glutaminianergicznych (mGluR). Pośrednio FMRP kontroluje w ten sposób morfologię kolców dendrytycznych i funkcje synaps [6].

W  patofizjologii zespołu łamliwego chromosomu X (w tym zaburzeń poznawczych) podstawową rolę wydaje się odgrywać nasilone przekaźnictwo przez receptory mGluR grupy 1 [7]. Wykazano bowiem, że mutacja zarodkowa mGluR5 u myszy ze znokautowanym genem Fmr1 (KO) zapobiega wielu behawioralnym i fizjologicznym cechom fenotypowym, charakterystycznym dla tej choroby. U zwierząt Fmr1 KO stwierdzono odhamowanie sygnalizacji mTOR w hipokampie będące (przynajmniej w części) skutkiem zwiększonej translacji mRNA kodującego podjednostkę katalityczną p110 kinazy PI3K – regulatora szlaku mTOR [67].

Upośledzenie poznawcze oraz brak zdolności do uczenia się charakterystyczne dla ASD są także częstym problemem u chorych z NF1 [34,50]. Costa i wsp. obserwowali u myszy z heterozygotyczną delecją genu Nf1 (Nf1+ /− ) deficyty pamięci przestrzennej oraz upośledzenie uwagi i funkcji wykonawczych [15]. Autorzy sugerują, iż brak zdolności uczenia się w przebiegu NF1 jest spowodowany nadmierną aktywnością białka Ras, która prowadzi do osłabienia LTP i nasilenia hamowania GABA-ergicznego.

Potencjalne zastosowanie inhibitorów szlaku mTOR w terapii ASD

Wyniki badań przeprowadzonych na zwierzątach transgenicznych wskazują na związek mutacji genów TSC1/2, FMR1, PTEN i NF1, których produkty białkowe są zaangażowane w regulację szlaku mTOR, z fenotypem autystycznym. Wykazano także, iż objawy patologiczne typowe dla ASD mogą zostać złagodzone przez zastosowanie inhibitorów mTOR, nawet jeśli leczenie wdrożono u zwierząt dorosłych. Odkrycia te mogą mieć istotne implikacje praktyczne w leczeniu autyzmu wtórnego, o znanym podłożu genetycznym, spowodowanego zmianami w sygnalizacji mTOR.

Najbardziej znanym inhibitorem szlaku mTOR jest rapamycyna – naturalny antybiotyk makrolidowy syntetyzowany przez Streptomyces hygroscopius. Klinicznie rapamycyna jest stosowana w transplantologii w celu zapobiegania odrzucenia przeszczepów nerek oraz do powlekania stenów używanych w zabiegach angioplastyki tętnic wieńcowych [78].

Jednym z aspektów badań podstawowych i klinicznych nad rapamycyną jest ocena jej wpływu na łagodzenie objawów ASD w chorobach uwarunkowanych genetycznie związanych z zaburzeniem sygnalizacji mTOR. U myszy Tsc1+/− i Tsc2+/- traktowanych rapamycyną obserwowano cofanie się zaburzeń w uczeniu się i zapamiętywaniu, poprawę zachowań społecznych, dłuższe przeżycie oraz zmniejszenie wielkości mózgu [19,20,28]. Także u myszy z mutacją w genie PTEN po podaniu rapamycyny zauwa- żono, że jej podanie we wczesnym okresie życia zapobiega rozwojowi zaburzeń zachowań społecznych i stanów lękowych [15,80]. Ponadto, Kwon i wsp. u myszy z całkowitym knockoutem genu PTEN wykazali, że rapamycyna zapobiega makrocefalii i hipertrofii neuronów, co w efekcie skutkuje osłabieniem zaburzeń behawioralnych typowych dla mutacji genu PTEN [47].

Uwagę zwraca też pośrednie działanie przeciwdrgawkowe rapamycyny wynikające ze zwiększenia poziomu transportera Glt-1 na astrocytach. U myszy z homozygotyczną glejowoswoistą delecją Tsc1 podanie rapamycyny na wczesnym etapie życia wstrzymywało rozwój epilepsji. Natomiast traktowanie lekiem zwierząt dojrzałych zapobiegało drgawkom i wydłużało ich przeżycie [79]. Planowane i przeprowadzane są dalsze badania (w tym kliniczne) nad oceną wpływu rapamycyny na zaburzenia poznawcze, behawioralne i neurologiczne, głównie w TS [18].

Pochodną rapamycyny o podobnym działaniu jest ewerolimus (RAD001), również hamujący kinazę mTOR. Ewerolimus ma korzystniejsze właściwości farmakokinetyczne w porównaniu do rapamycyny: większą biodostępność i krótszy okres półtrwania. Jest stosowany w transplantologii jako lek immunosupresyjny zapobiegający odrzucaniu przeszczepu [43].Obecnie są prowadzone prace nad potencjalnymi, innymi jego zastosowaniami. W styczniu 2011 r. rozpoczęto próby kliniczne w Szpitalu Dziecięcym w Bostonie (Children’s Boston Hospital) oceniające m.in. wpływ ewerolimusa na objawy spektrum autystycznego u chorych na TS. Planowany termin zakończenia badań to czerwiec 2013 r.

Przeprowadzono także pierwsze badanie kliniczne nad ASD w zespole łamliwego chromosomu X mające na celu ocenę czy korekta zaburzeń zachodzących na poziomie molekularnym powoduje poprawę funkcjonalną u ludzi. Testowano wpływ inhibitora receptora mGluR5 – fenobamu – na fenotyp neurologiczny zespołu łamliwego chromosomu X. Wyniki badania w otwartej pilotowej próbie po podaniu pojedynczej dawki fenobamu sugerują zmniejszenie deficytów neurologicznych [29,34]. Istotnymi ograniczeniami w tym badaniu są jednak mała liczebność grup oraz brak grupy kontrolnej z placebo. Mimo to, zachęcające wyniki badań pilotowych stanowiły wystarczającą podstawę do podjęcia kolejnych prób klinicznych w celu określenia czy inhibitory mGluR5 mogą mieć korzystny wpływ na objawy ASD w tej grupie chorych.

Podsumowanie

Przedstawione dane wskazują, że dysregulacja sygnalizacji mTOR może się przyczyniać do rozwoju zaburzeń ze spektrum autystycznego. Dotychczasowe wyniki badań z użyciem inhibitorów szlaku mTOR zapowiadają się obiecująco i dają nadzieję na możliwość leczenia przyczynowego zaburzeń neurobehawioralnych występujących w chorobach związanych z mutacjami genów zaburzającymi prawidłowe jego funkcjonowanie. Niewyjaśnioną kwestią pozostaje czy zaburzenia szlaku mTOR występują również w przypadkach ASD niezwiązanych z mutacjami genetycznymi TSC1/2, PTEN, NF1 czy FMR1.

Przypisy

• 1. American Psychiatric Association. Diagnostic and statistical manualof mental disorders, 4th ed., text revision. Washington, DC:American Psychiatric Association, 2000
  Google Scholar
• 2. Asano E., Chugani D.C., Muzik O., Behen M., Janisse J., RothermelR., Mangner T.J., Chakraborty P.K., Chugani H.T.: Autism in tuberoussclerosis complex is related to both cortical and subcortical dysfunction.Neurology, 2001; 57: 1269-1277
  Google Scholar
• 3. Asato M.R., Hardan A.Y.: Neuropsychiatric problems in tuberoussclerosis complex. J. Child Neurol., 2004; 19: 241-249
  Google Scholar
• 4. Avruch J., Lin Y., Long X., Murthy S., Ortiz-Vega S.: Recent advancesin the regulation of the TOR pathway by insulin and nutrients.Curr. Opin. Clin. Nutr. Metab. Care, 2005; 8: 67-72
  Google Scholar
• 5. Bailey A., Le Couteur A., Gottesman I., Bolton P., Simonoff E.,Yuzda E., Rutter M.: Autism as a strongly genetic disorder: evidencefrom a British twin study. Psychol. Med., 1995; 25: 63-77
  Google Scholar
• 6. Bassell G.J., Warren S.T.: Fragile X syndrome: loss of local mRNAregulation alters synaptic development and function. Neuron, 2008;60: 201-214
  Google Scholar
• 7. Bear M.F., Huber K.M., Warren S.T.: The mGluR theory of fragileX mental retardation. Trends Neurosci., 2004; 27: 370-377
  Google Scholar
• 8. Bolton P.F., Griffiths P.D.: Association of tuberous sclerosis oftemporal lobes with autism and atypical autism. Lancet, 1997; 349:392-395
  Google Scholar
• 9. Bryson S.E., Rogers S.J., Fombonne E.: Autism spectrum disorders:early detection, intervention, education, and psychopharmacologicalmanagement. Can. J. Psychiatry, 2003; 48: 506-516
  Google Scholar
• 10. Butler M.G., Dasouki M.J., Zhou X.P., Talebizadeh Z., Brown M.,Takahashi T.N., Miles J.H., Wang C.H., Stratton R., Pilarski R., Eng C.:Subset of individuals with autism spectrum disorders and extrememacrocephaly associated with germline PTEN tumour suppressorgene mutations. J. Med. Genet., 2005; 42: 318-321
  Google Scholar
• 11. Chen J., Zheng X.F., Brown E.J., Schreiber S.L.: Identification ofan 11-kDa FKBP12-rapamycin-binding domain within the 289-kDaFKBP12-rapamycin-associated protein and characterization of a criticalserine residue. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995; 92: 4947-4951
  Google Scholar
• 12. Choo A.Y., Yoon S.O., Kim S.G., Roux P.P., Blenis J.: Rapamycindifferentially inhibits S6Ks and 4E-BP1 to mediate cell-type-specificrepression of mRNA translation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2008;105: 17414-17419
  Google Scholar
• 13. Chu E.C., Tarnawski A.S.: PTEN regulatory functions in tumorsuppression and cell biology. Med. Sci. Monit., 2004; 10: RA235-RA241
  Google Scholar
• 14. Codogno P., Meijer A.J.: Autophagy and signaling: their rolein cell survival and cell death. Cell Death Differ., 2005; 12 (Suppl.2): 1509-1518
  Google Scholar
• 15. Costa R.M., Federov N.B., Kogan J.H., Murphy G.G., Stern J., Ohno M.,Kucherlapati R., Jacks T., Silva A.J.: Mechanism for the learning deficits ina mouse model of neurofibromatosis type 1. Nature, 2002; 415: 526-530
  Google Scholar
• 16. Crino P.B., Nathanson K.L., Henske E.P.: The tuberous sclerosiscomplex. N. Engl. J. Med., 2006; 355: 1345-1356
  Google Scholar
• 17. Dan H.C., Sun M., Yang L., Feldman R.I., Sui X.M., Ou C.C., NellistM., Yeung R.S., Halley D.J., Nicosia S.V., Pledger W.J., Cheng J.Q.: Phosphatidylinositol3-kinase/Akt pathway regulates tuberous sclerosistumor suppressor complex by phosphorylation of tuberin. J. Biol.Chem., 2002; 277: 35364-35370
  Google Scholar
• 18. de Vries P.J.: Targeted treatments for cognitive and neurodevelopmentaldisorders in tuberous sclerosis complex. Neurotherapeutics,2010; 7: 275-282
  Google Scholar
• 19. Ehninger D., Han S., Shilyansky C., Zhou Y., Li W., KwiatkowskiD.J., Ramesh V., Silva A.J.: Reversal of learning deficits in a Tsc2+/-mouse model of tuberous sclerosis. Nat. Med., 2008; 14: 843-848
  Google Scholar
• 20. Ehninger D., Silva A.J.: Rapamycin for treating tuberous sclerosisand autism spectrum disorders. Trends Mol. Med., 2011; 17: 78-87
  Google Scholar
• 21. Eng C.: Will the real Cowden syndrome please stand up: reviseddiagnostic criteria. J. Med. Genet., 2000; 37: 828-830
  Google Scholar
• 22. Fingar D.C., Blenis J.: Target of rapamycin (TOR): an integratorof nutrient and growth factor signals and coordinator of cell growthand cell cycle progression. Oncogene, 2004; 23: 3151–3171
  Google Scholar
• 23. Fombonne E.: The prevalence of autism. JAMA, 2003; 289: 87-89
  Google Scholar
• 24. Fombonne E.: Epidemiological surveys of autism and other pervasivedevelopmental disorders: an update. J. Autism Dev. Disord.,2003; 33: 365-382
  Google Scholar
• 25. Frias M.A., Thoreen C.C., Jaffe J.D., Schroder W., Sculley T., CarrS.A., Sabatini D.M.: mSin1 is necessary for Akt/PKB phosphorylation,and its isoforms define three distinct mTORC2s. Curr. Biol.,2006; 16: 1865-1870
  Google Scholar
• 26. Gawęda A., Janas Kozik M.: Autyzm w rozumieniu teorii umysłu.Neuroscience Fakty, 2012; 3: 40-47
  Google Scholar
• 27. Geschwind D.H., Levitt P.: Autism spectrum disorders: developmentaldisconnection syndromes. Curr. Opin. Neurobiol., 2007;17: 103-111
  Google Scholar
• 28. Goorden S.M., van Woerden G.M., van der Weerd L., Cheadle J.P.,Elgersma Y.: Cognitive deficits in Tsc1+/- mice in the absence of cerebrallesions and seizures. Ann. Neurol., 2007; 62: 648-655
  Google Scholar
• 29. Gross C., Berry-Kravis E.M., Bassell G.J.: Therapeutic strategiesin fragile X syndrome: dysregulated mGluR signaling and beyond.Neuropsychopharmacology, 2012; 37: 178-195
  Google Scholar
• 30. Hagerman R.J., Hagerman P.J.: The fragile X premutation: intothe phenotypic fold. Curr. Opin. Genet. Dev., 2002; 12: 278-283
  Google Scholar
• 31. Hara K., Maruki Y., Long X., Yoshino K., Oshiro N., Hidayat S., TokunagaC., Avruch J., Yonezawa K.: Raptor, a binding partner of targetof rapamycin (TOR), mediates TOR action. Cell, 2002; 110: 177-189
  Google Scholar
• 32. Harris T.E., Lawrence J.C.Jr.: TOR signaling. Sci STKE, 2003; 2003:re15
  Google Scholar
• 33. Huang S., Bjornsti M.A., Houghton P.J.: Rapamycins: mechanismof action and cellular resistance. Cancer Biol. Ther., 2003; 2: 222-232
  Google Scholar
• 34. Hyman S.L., Shores A., North K.N.: The nature and frequency ofcognitive deficits in children with neurofibromatosis type 1. Neurology,2005; 65: 1037-1044
  Google Scholar
• 35. Jefferies H.B., Reinhard C., Kozma S.C., Thomas G.: Rapamycinselectively represses translation of the “polypyrimidine tract” mRNAfamily. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1994; 91: 4441-4445
  Google Scholar
• 36. Jin P., Warren S.T.: New insights into fragile X syndrome: frommolecules to neurobehaviors. Trends Biochem. Sci., 2003; 28: 152-158
  Google Scholar
• 37. Johannessen C.M., Reczek E.E., James M.F., Brems H., Legius E.,Cichowski K.: The NF1 tumor suppressor critically regulates TSC2and mTOR. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2005; 102: 8573-8578
  Google Scholar
• 38. Jóźwiak P, Lipińska A.: Rola transportera glukozy 1 (GLUT1)w diagnostyce i terapii nowotworów. Postępy Hig. Med. Dośw., 2012;66: 165-174
  Google Scholar
• 39. Kanner L.: Autistic disturbances of affective contact. Nerv. Child,1943; 2: 217-250
  Google Scholar
• 40. Keith C.T., Schreiber S.L.: PIK-related kinases: DNA repair, recombination,and cell cycle checkpoints. Science, 1995; 270: 50-51
  Google Scholar
• 41. Kim D.H., Sarbassov D.D., Ali S.M., King J.E., Latek R.R., Erdjument-BromageH., Tempst P., Sabatini D.M.: mTOR interacts withraptor to form a nutrient-sensitive complex that signals to the cellgrowth machinery. Cell, 2002; 110: 163-175
  Google Scholar
• 42. Kim D.H., Sarbassov D.D., Ali S.M., Latek R.R., Guntur K.V., Erdjument-BromageH., Tempst P., Sabatini D.M.: GβL, a positive regulatorof the rapamycin-sensitive pathway required for the nutrient-sensitiveinteraction between raptor and mTOR. Mol. Cell,2003; 11: 895-904
  Google Scholar
• 43. Kirchner G.I., Meier-Wiedenbach I., Manns M.P.: Clinical pharmacokineticsof everolimus. Clin. Pharmacokinet., 2004; 43: 83-95
  Google Scholar
• 44. Kost A., Kasprowska D., Labuzek K., Wiaderkiewicz R., GabryelB.: Autofagia w niedokrwieniu mózgu. Postępy Hig. Med. Dośw.,2011; 65: 524-533
  Google Scholar
• 45. Kumar R.A., Christian S.L.: Genetics of autism spectrum disorders.Curr. Neurol. Neurosci. Rep., 2009; 9: 188-197
  Google Scholar
• 46. Kumar V., Zhang M.X., Swank M.W., Kunz J., Wu G.Y.: Regulationof dendritic morphogenesis by Ras-PI3K-Akt-mTOR and Ras-MAPKsignaling pathways. J. Neurosci., 2005; 25: 11288-11299
  Google Scholar
• 47. Kwon C.H., Luikart B.W., Powell C.M., Zhou J., Matheny S.A.,Zhang W., Li Y., Baker S.J., Parada L.F.: Pten regulates neuronal arborizationand social interaction in mice. Neuron, 2006; 50: 377-388
  Google Scholar
• 48. Lachlan K.L., Lucassen A.M., Bunyan D., Temple I.K.: Cowdensyndrome and Bannayan-Riley-Ruvalcaba syndrome represent onecondition with variable expression and age-related penetrance: resultsof a clinical study of PTEN mutation carriers. J. Med. Genet.,2007; 44: 579-585
  Google Scholar
• 49. Lainhart J.E., Bigler E.D., Bocian M., Coon H., Dinh E., Dawson G.,Deutsch C.K., Dunn M., Estes A., Tager-Flusberg H., Folstein S., HepburnS., Hyman S., McMahon W., Minshew N. i wsp.: Head circumferenceand height in autism: a study by the Collaborative Programof Excellence in Autism. Am. J. Med. Genet. A, 2006; 140: 2257-2274
  Google Scholar
• 50. Laycock-van Spyk S., Thomas N., Cooper D.N., Upadhyaya M.:Neurofibromatosis type 1-associated tumours: their somatic mutationalspectrum and pathogenesis. Hum. Genomics, 2011; 5: 623-690
  Google Scholar
• 51. Levitt P., Campbell D.B.: The genetic and neurobiologic compasspoints toward common signaling dysfunctions in autism spectrumdisorders. J. Clin. Invest., 2009; 119: 747-754
  Google Scholar
• 52. Li J., McCullough L.D.: Effects of AMP-activated protein kinasein cerebral ischemia. J. Cereb. Blood Flow Metab., 2010; 30: 480-492
  Google Scholar
• 53. Ma L., Chen Z., Erdjument-Bromage H., Tempst P., Pandolfi P.P.: Phosphorylationand functional inactivation of TSC2 by Erk implicationsfor tuberous sclerosis and cancer pathogenesis. Cell, 2005; 121: 179-193
  Google Scholar
• 54. Manning B.D., Cantley L.C.: AKT/PKB signaling: navigating downstream.Cell, 2007; 129: 1261-1274
  Google Scholar
• 55. Muhle R., Trentacoste S.V., Rapin I.: The genetics of autism. Pediatrics,2004; 113: e472-e486
  Google Scholar
• 56. O’Roak B.J., State M.W.: Autism genetics: strategies, challenges,and opportunities. Autism Res., 2008; 1: 4-17
  Google Scholar
• 57. Osborne J.P., Fryer A., Webb D.: Epidemiology of tuberous sclerosis.Ann. N.Y. Acad. Sci., 1991; 615: 125-127
  Google Scholar
• 58. Oshiro N., Yoshino K., Hidayat S., Tokunaga C., Hara K., EguchiS., Avruch J., Yonezawa K.: Dissociation of raptor from mTOR is a mechanism of rapamycin-induced inhibition of mTOR function.Genes Cells, 2004; 9: 359-366
  Google Scholar
• 59. Penagarikano O., Mulle J.G., Warren S.T.: The pathophysiologyof fragile x syndrome. Annu. Rev. Genomics Hum. Genet., 2007; 8:109-129
  Google Scholar
• 60. Perycz M., Świech Ł., Malik A., Jaworski J.: mTOR w fizjologiii patologii układu nerwowego. Postępy Biol. Kom., 2007; 34: 511-525
  Google Scholar
• 61. Reiling J.H., Sabatini D.M.: Stress and mTORture signaling. Oncogene,2006; 25: 6373-6383
  Google Scholar
• 62. Sancak Y., Thoreen C.C., Peterson T.R., Lindquist R.A., Kang S.A.,Spooner E., Carr S.A., Sabatini D.M.: PRAS40 is an insulin-regulatedinhibitor of the mTORC1 protein kinase. Mol. Cell, 2007; 25: 903-915
  Google Scholar
• 63. Sarbassov D.D., Ali S.M., Kim D.H., Guertin D.A., Latek R.R., Erdjument-BromageH., Tempst P., Sabatini D.M.: Rictor, a novel bindingpartner of mTOR, defines a rapamycin-insensitive and raptor–independent pathway that regulates the cytoskeleton. Curr. Biol.,2004; 14: 1296-1302
  Google Scholar
• 64. Sarbassov D.D., Ali S.M., Sengupta S., Sheen J.H., Hsu P.P., BagleyA.F., Markhard A.L., Sabatini D.M.: Prolonged rapamycin treatmentinhibits mTORC2 assembly and Akt/PKB. Mol. Cell, 2006; 22: 159-168
  Google Scholar
• 65. Sarbassov D.D., Guertin D.A., Ali S.M., Sabatini D.M.: Phosphorylationand regulation of Akt/PKB by the rictor-mTOR complex.Science, 2005; 307: 1098-1101
  Google Scholar
• 66. Shahbazian D., Roux P.P., Mieulet V., Cohen M.S., Raught B., TauntonJ., Hershey J.W., Blenis J., Pende M., Sonenberg N.: The mTOR/PI3K and MAPK pathways converge on eIF4B to control its phosphorylationand activity. EMBO J., 2006; 25: 2781-2791
  Google Scholar
• 67. Sharma A., Hoeffer C.A., Takayasu Y., Miyawaki T., McBride S.M.,Klann E., Zukin R.S.: Dysregulation of mTOR signaling in fragile Xsyndrome. J. Neurosci., 2010; 30: 694-702
  Google Scholar
• 68. Swiech L., Perycz M., Malik A., Jaworski J.: Role of mTOR in physiologyand pathology of the nervous system. Biochim. Biophys.Acta, 2008; 1784: 116-132
  Google Scholar
• 69. Tavazoie S.F., Alvarez V.A., Ridenour D.A., Kwiatkowski D.J., SabatiniB.L.: Regulation of neuronal morphology and function by thetumor suppressors Tsc1 and Tsc2. Nat. Neurosci., 2005; 8: 1727-1734
  Google Scholar
• 70. Towler M.C., Hardie D.G.: AMP-activated protein kinase in metaboliccontrol and insulin signaling. Circ. Res., 2007; 100: 328-341
  Google Scholar
• 71. Uhlmann E.J., Wong M., Baldwin R.L., Bajenaru M.L., Onda H.,Kwiatkowski D.J., Yamada K., Gutmann D.H.: Astrocyte-specific TSC1conditional knockout mice exhibit abnormal neuronal organizationand seizures. Ann. Neurol., 2002; 52: 285-296
  Google Scholar
• 72. Valentinis B., Baserga R.: IGF-I receptor signalling in transformationand differentiation. Mol. Pathol., 2001; 54: 133-137
  Google Scholar
• 73. Weber A.M., Egelhoff J.C., McKellop J.M., Franz D.N.: Autism andthe cerebellum: evidence from tuberous sclerosis. J. Autism Dev. Disord.,2000; 30: 511-517
  Google Scholar
• 74. WHO. The ICD-10 classification of mental and behavioral disorders:diagnostic criteria for research. Geneva: World Health Organization,1993
  Google Scholar
• 75. Williams C.A., Dagli A., Battaglia A.: Genetic disorders associatedwith macrocephaly. Am. J. Med. Genet. A, 2008; 146A: 2023-2037
  Google Scholar
• 76. Wong M., Ess K.C., Uhlmann E.J., Jansen L.A., Li W., Crino P.B.,Mennerick S., Yamada K.A., Gutmann D.H.: Impaired glial glutamatetransport in a mouse tuberous sclerosis epilepsy model. Ann. Neurol.,2003; 54: 251-256
  Google Scholar
• 77. Wullschleger S., Loewith R., Hall M.N.: TOR signaling in growthand metabolism. Cell, 2006; 124: 471-484
  Google Scholar
• 78. Yakupoglu Y.K., Kahan B.D.: Sirolimus: a current perspective.Exp. Clin. Transplant., 2003; 1: 8-18
  Google Scholar
• 79. Zeng L.H., Xu L.,. Gutmann D.H., Wong M.: Rapamycin preventsepilepsy in a mouse model of tuberous sclerosis complex. Ann. Neurol.,2008; 63: 444-453
  Google Scholar
• 80. Zhou H., Luo Y., Huang S.: Updates of mTOR inhibitors. AnticancerAgents Med. Chem., 2010; 10: 571-581
  Google Scholar
• 81. Zhou J., Blundell J., Ogawa S., Kwon C.H., Zhang W., Sinton C.,Powell C.M., Parada L.F.: Pharmacological inhibition of mTORC1suppresses anatomical, cellular, and behavioral abnormalities inneural-specific Pten knock-out mice. J. Neurosci., 2009; 29: 1773-1783
  Google Scholar

Pełna treść artykułu