Abstrakt

Epigenetyka to dziedzina nauki opisująca mechanizmy modyfikacji ekspresji DNA bez zmiany samej sekwencji nukleotydów. W przeciwieństwie do zmian genetycznych, modyfikacje epigenetyczne dotyczące DNA czy białek histonowych są odwracalne. Zmiany epigenetyczne występujące w odpowiedzi na czynniki zewnętrzne (np. dieta, stres) dokonują się przez metylację DNA, modyfikację białek histonowych (acetylację, metylację, ubikwitynację, fosforylację), a także posttranslacyjne modyfikacje ekspresji genów z udziałem niekodujących RNA. Proces metylacji DNA dokonuje się z udziałem metylotransferaz DNA oraz działających odwrotnie demetylaz. Modyfikacje histonów odbywają się z udziałem m.in. K-acetylotransferazy, deacetylazy histonowej, K-metylotransferazy i K-demetylazy. Liczne doniesienia potwierdzają, że aktywność tych enzymów może podlegać wpływom środowiskowym prowadząc do rozwoju reumatoidalnego zapalenia stawów (RZS) oraz że ich modyfikacje wpływają na wykładniki aktywacji procesu zapalnego. W artykule omówiono epigenetyczne mechanizmy regulacyjne biorące udział w rozwoju RZS. Przedstawiono wyniki licznych doniesień wykazujące wpływ różnych preparatów na aktywność RZS. Oddziaływanie tych związków na szlaki epigenetyczne może mieć w przyszłości zastosowanie w leczeniu pacjentów ze schorzeniami autoimmunologicznymi.

Wstęp

Epigenetyka to dziedzina nauki opisująca mechanizmy modyfikacji ekspresji DNA bez zmiany samej sekwencji nukleotydów. Zgodnie z klasyczną definicją modyfikacje ekspresji DNA powinny być trwałe i podlegać dziedziczeniu. W nowszym, szerszym podejściu epigenetyka obejmuje liczne mechanizmy regulacji ekspresji genów, które mogą, ale nie muszą, być dziedziczne. Zalicza się do niej także oddziaływania przejściowe, niekiedy bardzo krótkotrwałe i dynamiczne [66]. W przeciwieństwie do zmian genetycznych, modyfikacje epigenetyczne, dotyczące DNA czy białek histonowych są odwracalne. Zwykle są zależne od równowagi, podlegających wpływom środowiska, przeciwstawnie działających grup enzymów. Biologiczne i kliniczne znaczenie tych oddziaływań jest ciągle słabo poznane i podlega intensywnym badaniom, także w kontekście ich użyteczności w terapii różnych chorób, zwłaszcza nowotworowych i autoimmunizacyjnych [76]. Według jeszcze innej definicji epigenetyka obejmuje wszystkie, poza sekwencją DNA, sposoby wpływania na rozwój organizmów [34].

Zaobserwowano liczne przesłanki sugerujące możliwość przenoszenia się wpływów środowiska między kolejnymi pokoleniami, mimo braku zmian w samej sekwencji DNA. Jedną z głośniejszych była obserwacja zachorowalności potomków osób z czasu głodu w Holandii, od listopada 1944 r. do maja 1945 r. Stwierdzono, że u dzieci i wnuków matek niedożywionych w I trymestrze ciąży, częściej występuje otyłość i nadciśnienie tętnicze. Gdy niedożywienie przypadało na II i III trymestr ciąży, obserwowano częstsze zachorowania na cukrzycę oraz pogorszenie się funkcji nerek [5,82]. Sugerowało to możliwość oddziaływania sposobu odżywiania na procesy regulacji ekspresji genów u rozwijających się płodów. Predyspozycje te przenosiły się jednak na kolejne pokolenia, co wskazuje, że odżywianie matki wpływa także na zawiązki komórek rozrodczych rozwijających się płodów. Następne pokolenie dzieci, które rozwinęło się z tych zawiązków, także było obarczone niekorzystnym wpływem głodu. Niedożywienie, jako czynnik środowiskowy, wywołuje następstwa w ekspresji genów, które mają przystosować następne pokolenia do czekających je niekorzystnych warunków środowiskowych. Oznacza to, że zmiany środowiska, zwłaszcza na wczesnych etapach ciąży, mogą się przenosić na kolejne pokolenia.

Innym przykładem wpływu środowiska były badania potomków szwedzkiej osady Överkalix. Zaobserwowano, że obfitość pożywienia w pokoleniu dziadków w okresie przed ich 10-11 r.ż. skutkowała znacznie krótszą długością życia ich wnuków. Wyniki obserwacji były podobne dla obu płci [8,40].

Lepszym dowodem jest eksperyment na ciężarnych myszach Avy z genem agouti. Myszy z tym genem mają żółte futro, są otyłe i chorują na cukrzycę. Jedna grupa myszy karmiona była dietą bogatą w kwas foliowy i witaminę B12 (donory grup metylowych), druga dietą standardową. Konsekwencją było brązowe ubarwienie i brak skłonności do otyłości i cukrzycy u potomstwa myszy z pierwszej grupy, zjawisko to utrzymywało się także w kolejnym pokoleniu. Wyjaśnieniem tego jest unieczynnienie genu aguti, dokonujące się przez metylację DNA w obrębie promotora tego genu [67].

Stres, jako oddziaływanie środowiskowe, może także wpływać na wystąpienie różnych nieprawidłowości u potomstwa, bezpośrednio nienarażonego na jego szkodliwe oddziaływanie. Dowodzi tego zwiększone występowanie skłonności depresyjnych i lękowych u dzieci ojców dotkniętych cierpieniami w czasie ludobójstwa dokonywanego przez Czerwonych Kmerów w Kambodży. Ponadto, u dzieci australijskich weteranów wojny w Wietnamie, stwierdzono zwiększony współczynnik samobójstw. Sugeruje to przenoszenie się na kolejne pokolenia pozagenetycznego oddziaływania stresu na męskie komórki rozrodcze. Proponowany mechanizm tego wpływu to modyfikacja niekodującego RNA w nasieniu narażonych na stres mężczyzn [24].

Zmiany epigenetyczne występujące w odpowiedzi na czynniki zewnętrzne (np. dieta, stres, leki) dokonują się m.in. przez metylację DNA lub modyfikację białek histonowych (acetylację, metylację, ubikwitynację, fosforylację). Po przyłączeniu wspomnianych substancji regulujących do DNA lub histonów stwierdza się, że genom zostaje oznakowany. Choć kolejność nukleotydów nie ulega zmianie, to sposób ich odczytu jest zmieniony. Modyfikacje przenoszą się na komórki potomne podczas mitozy, a także przechodzą na następne pokolenia przez ich transfer w czasie podziału mejotycznego.

Znakowanie genomu może się odbywać w sposób bezpośredni, jak to się dzieje w procesie metylacji, gdzie grupy metylowe łączą się bezpośrednio z zasadą azotową nukleotydu. Jest to jedyny fizjologiczny proces, w którym dochodzi do zmiany budowy DNA. Proces znakowania może się także dokonywać pośrednio, przez acetylację lub inne modyfikacje histonów. Wtedy grupy acetylowe nie łączą się bezpośrednio z DNA, lecz z histonami i modyfikują strukturę chromatyny. Wysoki stopień acetylacji białek histonowych powoduje rozluźnienie chromatyny i powstanie euchromatyny o dużej podatności do transkrypcji genów. Odwrotnie, powstanie stabilnej heterochromatyny wiąże się z małą acetylacją histonów i wzmożoną ich metylacją, zwłaszcza w obrębie histonu 3. To uniemożliwia działanie polimerazy RNA i transkrypcję genów.

Materiał genetyczny – genom, w połączeniu ze związkami modyfikującymi to epigenom. W odróżnieniu od genomu, epigenom podlega stałym modyfikacjom w czasie rozwoju danego organizmu. Jest to proces naturalny i konieczny do prawidłowego funkcjonowania organizmu człowieka.

Oddziaływanie epigenetyczne przez metylację DNA

Metylacja DNA jest procesem niezwykle dynamicznym i zależnym od czynników środowiskowych, przede wszystkim od ilości dostarczanych w diecie donorów grup metylowych [47].

Proces metylacji DNA dokonuje się z udziałem metylotransferaz DNA (DNA methyltransferases – DNMT) i polega na przyłączeniu grupy metylowej do pozycji C5 cytozyny z wytworzeniem 5-metylocytozyny [87,91]. Odbywa się to zwykle w obszarach DNA bogatych w dinukleotyd CG. Najwięcej takich regionów, nazywanych wyspami CpG, znajduje się w okolicach promotorowych genów. 70-80% genów ma bogate w CpG regiony promotorowe, zwykle są odmetylowane [17]. Przyłączenie grupy metylowej do cytozyny obniża ekspresję określonego genu i zmniejsza ilość lub brak kodowanego przez niego białka. Metylacja więc wygasza geny, a demetylacja je aktywuje.

Zbadano trzy rodzaje DNMT: DNMT1 odpowiada za podtrzymanie już zmetylowanego DNA, zwłaszcza w okresach podziałów komórkowych. Umożliwia przeniesienie wzorca metylacji na nowo powstałe DNA. DNMT3a i DNMT3b odpowiadają za metylację de novo, a DNMT2 prawdopodobnie uczestniczy w odpowiedzi komórkowej na stres [12,18,47]. Stopień metylacji podlega także regulacjom z udziałem demetylaz, działających odwrotnie – stymulując odłączanie grup metylowych od DNA (np. ten-eleven translocation protein – TET czy apolipoprotein B mRNA editing enzyme, catalityc polypeptyde-like – APOBEC). Metylacja obniża zdolności chromatyny do wiązania się z czynnikami transkrypcyjnymi oraz napływ i przyłączanie białek wiążących metylowane CpG (methyl-CpG-binding proteins – MBPs) do obszaru promotorowego genu, upośledzając transkrypcję. Skutkiem tego jest wyciszenie aktywności danego genu [6].

Ze względu na możliwość deiminacji 5-metylocytozyny do tyminy, epigenetyczne zmiany mogą się przekształcić w trwałe mutacje [76].

Wzór metylacji jak już wspomniano może się zmieniać. Ważne w tym kontekście wydają się wyniki badania Ai i wsp. z 2015 r., w którym wykazano różnice wzorca metylacji w obrębie synowiocytów błony maziowej we wczesnym reumatoidalnym zapaleniu stawów (RZS) vs. RZS o długim czasie trwania [1]. Powyższe wyniki wymagają dalszych badań i mogą wskazywać na potencjalny mechanizm zastosowania leków modyfikujących metylację na wczesnym etapie RZS.

Potranslacyjna modyfikacja białek histonowych

Inny mechanizm oddziaływań epigenetycznych odbywa się przez modyfikację histonów, dotyczy hipotezy tzw. „kodu histonowego”. Rdzeń z ośmiu białek histonowych (po dwa H2A, H2B, H3 i H4) połączony z 200 nukleotydami, z czego 146 owiniętych jest na oktamerze histonowym tworzy nukleosom. To umożliwia upakowanie materiału genetycznego do chromatyny. W tej postaci DNA jest niedostępne dla polimeraz RNA. Według tej hipotezy, różne potranslacyjne modyfikacje białek histonowych ułatwiają lub utrudniają dostęp do nici DNA, a tym samym do ich transkrypcji. Może się to dokonywać w wyniku acetylacji i metylacji histonów, które są procesami najlepiej zbadanymi. Ale także przez fosforylację, ubikwitynację, izomeryzację proliny, sumoylację lub deiminację białek histonowych. Zidentyfikowano ponad 100 różnych modyfikacji posttranslacyjnych w obrębie histonów. Stwarza to wielkie możliwości regulacyjne zawarte w „kodzie histonowym”, a ich liczba stale rośnie [26].

Wszystkie te procesy zachodzą z udziałem różnego rodzaju białek działających jako substancje zapisujące, czytające lub wymazujące poszczególne zmiany epigenetyczne na histonach, tworząc swoisty, zależny od środowiska i zmienny kod odczytu DNA z chromatyny [32]. Zestawienie białek biorących udział w modyfikacjach epigenetycznych związanych z metylacją DNA i oddziaływaniem na białka histonowe zestawiono w tabeli 1.

Tabela 1. Zestawienie białek biorących udział w modyfikacjach epigenetycznych związanych z metylacją DNA i oddziaływaniem na białka histonowe. KATs – K-acetylotransferazy (K-acetylotransferases), HDACs – deacetylazy histonowe (histone deacetylases), c) KMTs – K-metylotransferazy (K-methylotransferases), KDMs – K-demetylazy (K-demethylases), DNMTs – metylotransferazy DNA (DNA methyltransferases), PRMTs – metylotransferazy argininowe (protein arginine Methyltransferases), BET – rodzina białek odczytujących miejsca acetylacji histonów (bromodomain and extra-terminal motif), MBT – białko złośliwego guza mózgu (malignant brain tumor), PADI – deiminaza peptydyloarginowa (peptidylarginine deiminase)

Do białek tych zalicza się:
• acetylotransferazy lizynowe, inaczej K-acetylotransferazy (K-acetylotransferases – KATs),

• deacetylazy histonowe (histone deacetylases – HDACs),

• K-metylotransferazy (K-methylotransferases – KMTs),

• K-demetylazy ( K-demethylases – KDMs).

Proces acetylacji białek histonowych przez KATs wcześniej nazywane HATs (histone acetylotransferases) prowadzi do przyłączenia reszty acetylowej do lizyny i rozluźnienia struktury chromatyny. To odsłania DNA i umożliwia transkrypcję genów. HDACs, natomiast chronią chromatynę przed nadmierną acetylacją [15,33]. Istnieją cztery klasy HDACs. Klasa I obejmuje HDAC 1-3 i 8, klasa II 4,7,9 i 10, klasa III obejmuje 7 enzymów zaliczonych do grupy grupy sitruin (SIRT 1-7), a klasa IV to HDAC 11 [48]. KATs działają jako zapisywacze, HDACs jako wymazywacze i odpowiednio KMT i KDMs podobnie. Swoistymi „czytnikami” acetylacji histonów są białka zawierające bromodomeny. Białka należące do tej grupy są zbudowane z około 110 aminokwasów i łącząc się w miejscach acetylowanej lizyny do histonów, reorganizują strukturę chromatyny i nasilają rekrutację białek transkrypcyjnych. Zwiększa to transkrypcję genów z obszarów acetylowanej chromatyny. Zidentyfikowano dotychczas 61 bromodomen. Najlepiej poznano należące do rodziny BET (bromodomain and extra-terminal motif), w skład których wchodzą 4 białka – BRDT, BRD2, BRD3 i BRD4. Wykazano, że obecność niektórych BET nasila reakcje zapalne w stawach [22,81].

Zwiększona metylacja w obrębie histonów może prowadzić zarówno do wzmożonej, jak i do obniżonej ekspresji genów [51]. Metylacja zwykle zachodzi z udziałem KMTs lub metylotransferaz argininowych. Natomiast demetylacja argininy z udziałem deiminazy peptydyloargininowej (peptidilarginine deiminase 4 – PADI4) powoduje cytrulinację w obrębie histonu [96]. Obecność cytrulinowanych histonów jest rozważana jako wczesny czynnik wyzwalający wytwarzanie autoprzeciwciał i brany pod uwagę jako istotny element patogenezy RZS [32].

Ekspresja genów może być modyfikowana także przez proces fosforylacji histonów, dotyczy to zwłaszcza histonu 3. Proces odbywa się z udziałem kinaz serynowych i tyreoinowych zaliczanych do kinaz Aurora. Są one dość dobrze poznane w kontekście patogenezy nowotworów [25].

Wpływ mechanizmów epigenetycznych na RZS

W chorobach autoimmunizacyjnych, w tym RZS, stwierdzono istotne znaczenie predyspozycji genetycznych. Jednak częstość wystąpienia tych samych chorób u bliźniąt jednojajowych jest mniejsza niż 50%. W skomplikowanej siatce patogenetycznej RZS opisano udział czynników środowiskowych (palenie papierosów, odżywianie, zanieczyszczenie środowiska, infekcje, leki), lecz patomechanizm ich wpływu pozostaje niejasny lub niejednoznaczny. Sposób ich oddziaływania próbuje się wyjaśniać istnieniem jeszcze niezmapowanych wariantów genów, ich rzadkich wersji lub interakcji międzygenowych. Możliwym wyjaśnieniem może być ich wpływ przez epigenetyczną modyfikację ekspresji genów odpowiedzialnych za indukcję i podtrzymanie procesów zapalnych w stawach. Epigenom z natury jest wrażliwy na wpływy środowiskowe i modyfikuje wszelkie predyspozycje genetyczne w różnych wariantach fenotypowych [2,21,80,97].

Rola metylacji DNA w RZS

Pierwsze doniesienia dotyczące wpływu metylacji DNA w RZS pochodzą z pracy Richardsona i wsp. z 1990 r. W populacji pacjentów chorych na RZS wykazali obniżenie ogólnej metylacji DNA w obrębie komórek T i komó- rek jednojądrzastych krwi obwodowej (peripheral blood mononuclear cells – PBMC) [71,83]. Inne badania potwierdziły ich spostrzeżenia oraz wskazywały na zwiększanie się metylacji w tych komórkach w czasie terapii metotreksatem (MTX) [14,44]. Ogólny poziom metylacji DNA w RZS, ale także w SLE jest obniżony [20,59]. Wykazano także wpływ palenia papierosów, najlepiej udokumentowanego czynnika środowiskowego w patogenezie RZS, w hipometylacji obszarów CpG w obrębie promotora genu IL-6, co predysponuje do nadmiernego wytwarzania tej cytokiny [36,74]. Zaobserwowano także hipometylację w genach IL-10 i IL1R2 wśród pacjentów z rozpoznaniem RZS [58]. Wykryto także dwa skupiska metylacji w obrębie MHC, charakterystyczne dla RZS [60]. Wykazano także zwiększoną aktywność DNMT1 w PBMC w RZS, jednak bez korelacji z aktywnością choroby [59].

Fibroblasty błony maziowej w RZS (rheumathoid arthritis synovial fibroblasts – RASFs), które można uznać za komórki efektorowe, niszczące tkankę chrzęstną i kostną w RZS, wykazują zwiększoną skłonność do rozrostu, naciekania oraz zwiększoną oporność na apoptozę. Zmiana ich właściwości na tak agresywne, może być związana ze zwiększoną metylacją wysp CpG w obrębie promotora genu receptora śmierci 3 (death receptor 3 – DR3) i spadkiem ekspresji tego białka, a także obniżoną metylacją w samych RASFs [41,78,88].

Badaniu został poddany także obszar promotorowy genu hemokiny CXCL12 związanej bezpośrednio ze wzrostem stężenia metaloproteinaz macierzy zewnątrzkomórkowej (matrix metalloproteinase – MMP) w błonie maziowej stawów, której stężenie jest zwiększone w synowiocytach o fenotypie fibroblastów (fibroblast like synoviocytes – FLS) w zmienionych zapalnie stawach. Stwierdzono, że metylacja regionów promotorowych tego genu jest znacząco niższa w RZS niż w chorobie zwyrodnieniowej stawów [42].

Do rejonów bogatych w CpG po ich metylacji przyłączają się MBPs. Pierwszą i najlepiej poznaną wśród nich jest MeCP2. Po jej przyłączeniu dochodzi do blokady transkrypcji różnych genów. W FLS i błonie maziowej stawów w modelu RZS u szczurów aktywność MeCP2 jest zwiększona, a stężenie białka sekrecyjnego podobnego do Frizzled (secreted Frizzled-related protein 4 – SFRP4) jest obniżone. Jedna z hipotez zakłada, że obniżone SFRP4 stwierdzane w błonie maziowej w RZS wiąże się ze wzrostem metylacji DNA. Zastosowanie natomiast 5-aza-2-deoxycytidine (5-azadC, Azacitidine) obniża metylację powodując wzrost stężenia SFRP4 i zahamowanie różnicowania komórek w błonie maziowej na modelu zwierzęcym. Według tej hipotezy MeCP2 i metylacja DNA są ważnymi elementami patogenetycznymi w pobudzeniu kanonicznego szlaku WNT i mogą wraz z 5-azadC stanowić w przyszłości interesujący szlak w leczeniu RZS [50,52,65].

W przypadku stymulowanego in vitro przez IL-1β wzrostu aktywności zapalnej FLS pochodzących od chorych na RZS, stwierdzono gwałtowne obniżanie się aktywności metylotransferaz DNA, DNMT1 i DNMT3a. Proces ten dokonuje się już w 2 do 8 godzin po stymulacji i prowadzi do obniżenia metylacji licznych genów i ich wzmożonej transkrypcji. Następstwem jest wzrost stężenie cytokin prozapalnych. Eliminacja IL-1β zwiększa powoli aktywność DNMT1 i 3a i przywraca ich stężenia do normy dopiero po 14 dniach [68].

W badaniu limfocytów T CD4+ chorych na młodzieńcze idiopatyczne zapalenie stawów wykazano 146 różnic w metylacji obszarów promotorowych różnych genów w porównaniu do zdrowej grupy kontrolnej. Po zastosowaniu MTX liczba spadła do 11. Jednym z obszarów o niskiej metylacji utrzymującej się mimo leczenia MTX był obszar genu IL-32 [20].

Wykazano hipometylację CpG w regionach regulujących ekspresję IL-6 pozostające w korelacji ze zwiększonym stężeniem IL-6 w surowicy [36,74]. Podobną zależność wykazano także dla TNF-α, gdzie stwierdzono związek hipometylacji w regionie promotorowym genu dla TNF-α ze zwiększonym wytwarzaniem TNF-α [62,85].

W innym badaniu stwierdzono wzmożoną ekspresję ligandu CD40 (CD40L) pozostającą w związku z demetylacją regionu promotorowego CD40L [56].

Porównanie metylacji FLS w RZS i chorobie zwyrodnieniowej stawów wykazało 1859 różnic w metylacji loci na 1209 genach [69]. Wskazuje to na znaczny wpływ regulacyjny procesu metylacji DNA.

Rola modyfikacji białek histonowych w RZS

Istnieją liczne dowody wskazujące na możliwość redukcji aktywności zapalnej przez inhibitory HDAC (HDAC inhibitor – HDI) [31]. Zastosowanie HDI obniża stężenie IL-6 i aktywność FLS w błonie maziowej stawów [29].

Zastosowanie FK-228 – związku zaliczanego do HDI na zwierzęcym modelu zapalenia stawów bardzo szybko wygaszało objawy zapalne i obniżało stężenie TNF-α i IL-1β w błonie maziowej [93]. Podobne wyniki otrzymano po zastosowaniu innych HDI, SAHA i MS-275 [57]. Inny HDI to trichostatyna A (TSA), której zastosowanie w zapaleniu błony maziowej u myszy także obniżyło aktywność zapalną w stawach [70,89]. TSA, a także givinostat (ITF2357) wykazały znaczną skuteczność w obniżaniu wydzielania IL-6 w RASF [55].

KMT6 zwiększa metylację histonu 3, a jej zwiększona aktywność została wykazana w RASFs. Natomiast inna KMT, SETD6 jest obniżona w komórkach jednojądrzastych krwi obwodowej chorych na RZS i młodzieńcze idiopatyczne zapalenie stawów [54,90].

Inhibitory demetylaz, takie jak GSK-J1, hamujące demetylację lizyny 27 w obrębie histonu 3 (H3K27), redukują wytwarzanie cytokin prozapalnych przez makrofagi pacjentów chorych na RZS [53]. Proces ten jest regulowany w ramach szlaku NF-κβ przez przeciwstawnie działające enzymy z grupy Polycomb i Trithorax [16]. Także oddziaływanie na metylotransferazę H3K4 może stanowić potencjalny szlak hamujący procesy zapalne [3].

W RZS podwyższona jest także ekspresja metylotransferazy histonowej EZH2 w FLS odpowiedzialnej za aktywację RASFs w tej chorobie [90].

Apoptozę RASFs można modyfikować wpływając na acetylację histonów. Podanie TSA nasila apoptozę w tych komórkach [39]. Zaobserwowano także wzrost HDAC1 mRNA w RASFs i komórkach jednojądrzastych krwi obwodowej u chorych na RZS [27,35]. Wykazano także wyższe stężenie HDACs i ich aktywność w RASFs w porównaniu do błony maziowej stawu w chorobie zwyrodnieniowej [43]. Stężenie klasy III HDACs, tzn. sirtuin jest zwiększone w monocytach i makrofagach w RZS. Zastosowanie inhibitorów SIRT obniża stężenie TNF-α w monocytach w przebiegu RZS [73]. HDAC4 zwiększa wytwarzanie MMP i prostaglandyny E u chorych na RZS [9].

Także proces sumoylacji histonów odgrywa rolę w regulacji aktywności HDACs. Polega on na przyłączaniu do histonów białek modyfikujących podobnych do ubikwityny (small ubiquitin-like modifiers – SUMO). Stwierdzono występowanie takiego oddziaływania w sposób bezpośredni, a także pośrednio przez sumoylację innych białek powiązanych z aktywnością HDACs [45,94]. W RASFs wykazano zwiększoną aktywność SUMO1, a obniżoną proteazy SUMO. Obniżenie aktywności wspomnianej proteazy SUMO nasila acetylację w regionie promotorowym MMP-1 i zwiększa ekspresję genu tego białka. Przywrócenie aktywności proteazy SUMO nasilało aktywność HDAC4 i obniżało acetylację histonów, korygując aktywność promotora genu MMP1 [61,63].

Zaliczany także do mechanizmów epigenetycznych proces ubikwitynacji białek histonowych ma znaczenie regulacyjne w procesach zapalnych. Dotyczy to przede wszystkim szlaku NF-κβ. Ubikwitynacja reguluje poziom i aktywność NF-κβ na co najmniej trzech etapach: wytwarzania jego prekursora, degradacji inhibitora NF-κβ i aktywacji kinazy inhibitorów NF-κβ [11,77].

Inhibitory wspomnianych enzymów z grupy BET (BET inhibitor – I-BET) hamują wytwarzanie cytokin prozapalnych, takich jak IL-1β, IL-6, IL-12α, MMP, chemokin oraz przeciwdziałają zmianom zapalnym w stawach [4,23,64]. Potwierdzono to w badaniu na stymulowanych FLS, stwierdząjc obniżenie stężenia IL-6 i IL-8 przez I-BET151 [46]. Wykazano, że hamowanie BET powoduje spadek stężenia MMP, które jest wynikiem wzmożonej aktywności genu tkankowego inhibitora metaloproteinaz (tissue inhibitor of metalloproteinase – TIMP-1), a to obniża inwazyjność RASF [46,72]. W kolejnym badaniu wykazano, że I-BET151 zmniejsza liczbę osteoklastów w okolicy przynasadowej kości poprzez jego bezpośrednią zdolność do hamowania różnicowania osteoklastów [79].

Próby zastosowania leków epigenetycznych w RZS

W dotychczasowej praktyce klinicznej nie wdrożono jeszcze żadnej substancji z grupy wpływających na mechanizmy epigenetyczne do leczenia RZS. W badaniach wykazano, że liczna grupa związków chemicznych, wpływających na szlaki epigenetyczne, działa korzystnie na hamowanie procesów zapalnych w błonie maziowej i istnieją potencjalne możliwości ich zastosowania w RZS. Wymaga to jednak długotrwałych badań i znajduje się ciągle na bardzo wstępnym etapie. Zestawienie substancji o potencjalnych możliwościach wykorzystania do leczenia RZS przedstawiono w tabeli 2.

W kontekście wspomnianej wcześniej roli PADI4 w cytrulinacji histonów, potencjalnym celem leczenia może się stać PADI4. Wyodrębniono liczną grupę substancji o aktywności blokowania PADI4. Należą do nich Thr-Asp-F-Amidina – TDFA, streptonigrina, F4-amidina, Cl4-amidina czy YW3-56 [7,19,37,49,84,86,95]. Mogą się one stać obiektami do badań oceniających ich skuteczności w leczeniu RZS.

Wyszczególniono bardzo liczną grupę inhibitorów kinaz Aurora, są w trakcie intensywnych badań klinicznych w chorobach nowotworowych. Jedna z nich, nieselektywnie hamująca aktywność kinaz serynowych, tozasertib (VX-680) w modelu RZS na myszach, obniża stopień fosforylacji histonu 3 i indukuje bardzo silne pobudzenie limfocytów B do wchodzenia w proces apoptozy, co znacząco ogranicza objawy zapalne w stawach [28].

Pewne nadzieje wiązane są z grupą HDI. Substancje o aktywności hamowania deacetylaz histonowych w badaniach in vitro oraz na zwierzęcych modelach RZS wykazywały silny potencjał hamowania IL-6, TNFα, makrofagów błony maziowej, proliferacji FLS, a także uczulenie FLS na działanie substancji stymulujących apoptozę [30,39,75]. Na modelu zwierzęcym stwierdzono korzystne działanie givinostatu (ITF2357) – nieswoistego HDI klasy I/II na wytwarzanie czynników prozapalnych w modelu RZS [38]. Wyniki te znalazły potwierdzenie w badaniu II fazy u 17 chorych z młodzieńczym idiopatycznym zapaleniem stawów, u których stosowano givinostat przez 12 tygodni. Stwierdzono znaczące korzyści terapeutyczne, zmniejszenie liczby stawów bolesnych i obrzękniętych, przy doskonałym profilu bezpieczeństwa. Obserwowano tylko osłabienie, łagodne nudności i wymioty [92]. Zastosowanie wybiórczego inhibitora HDAC3 – MI192 obniża wytwarzanie IL-6 u chorych na RZS, nie wpływając na jego wytwarzanie w grupie kontrolnej u osób zdrowych [27]. Może to stwarzać potencjalne możliwości jego zastosowania w leczeniu RZS. Inne HDI, takie jak vorinostat czy entinostat (MS-275) także hamują aktywność FLS [13]. Korzyści w leczeniu RZS może przynosić także blokada demetylaz DNA, hamując wytwarzanie cytokin prozapalnych [10].

Podsumowanie

Badania nad klinicznym zastosowaniem leków epigenetycznych w RZS znajdują się na bardzo wczesnym etapie. Dużo większy rozmach można zaobserwować w badaniach nad ich zastosowaniem w leczeniu chorób rozrostowych. Ze względu jednak na liczne mechanizmy działania korzystne w RZS, jest to obiecująca grupa leków i podejmowane są próby ich zastosowania w chorobach reumatycznych. Pojawiają się ponadto nowe substancje, które wymagają określenia profilu działania, a przede wszystkim wpływu na komórki błony maziowej. Następne lata wykażą, jakie miejsce wśród leków przeciwreumatycznych znajdą preparaty o epigenetycznym mechanizmie działania.

Przypisy

• 1. Ai R., Whitaker J.W., Boyle D.L., Tak P.P., Gerlag D.M.,Wang W., Firestein G.S.: DNA methylome signature in synoviocytes from patients with early rheumatoid arthritis compared to synoviocytes from patients with longstanding rheumatoid arthritis. Arthritis Rheumatol., 2015; 67: 1978-1980
  Google Scholar
• 2. Anway M.D., Cupp A.S., Uzumcu M.,Skinner M.K.: Epigenetic transgenerational actions of endocrine disruptors and male fertility. Science, 2005; 308: 1466-1469
  Google Scholar
• 3. Austenaa L., Barozzi I., Chronowska A., Termanini A., Ostuni R., Prosperini E., Stewart A.F., Testa G., Natoli G.: The histone methyltransferase Wbp7 controls macrophage function through GPI glycolipid anchor synthesis. Immunity, 2012; 36: 572-585
  Google Scholar
• 4. Bandukwala H.S., Gagnon J., Togher S., Greenbaum J.A., Lamperti E.D., Parr N.J., Molesworth A.M., Smithers N., Lee K., Witherington J., Tough D.F., Prinjha R.K., Peters B., Rao A.: Selective inhibition of CD4+ T-cell cytokine production and autoimmunity by BET protein and c-Myc inhibitors. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2012; 109: 14532-14537
  Google Scholar
• 5. Barker D.J., Osmond C., Golding J., Kuh D., Wadsworth M.E.: Growth in utero, blood pressure in childhood and adult life, and mortality from cardiovascular disease. Br. Med. J., 1989; 298: 564-567
  Google Scholar
• 6. Bird A.P., Wolffe A.P.: Methylation-induced repression-belts, braces, and chromatin. Cell, 1999; 99: 451-454
  Google Scholar
• 7. Bozdag M., Dreker T., Henry C., Tosco P., Vallaro M., Fruttero R., Scozzafava A., Carta F., Supuran C.T.: Novel small molecule protein arginine deiminase 4 (PAD4) inhibitors. Bioorg. Med. Chem. Lett., 2013; 23: 715-719
  Google Scholar
• 8. Bygren L.O., Kaati G., Edvinsson S.: Longevity determined by paternal ancestors’ nutrition during their slow growth period. Acta Biotheor., 2001; 49: 53-59
  Google Scholar
• 9. Chabane N., Li X., Fahmi H.: HDAC4 contributes to IL-1-induced mPGES-1 expression in human synovial fibroblasts through up-regulation of Egr-1 transcriptional activity. J. Cell. Biochem., 2009; 106: 453-463
  Google Scholar
• 10. Che K.H.: Development of biochemical tools to characterise human H3K27 histone demethylase JmjD3. University of Oxford; 2013
  Google Scholar
• 11. Chen Z.J.: Ubiquitin signalling in the NF-κB pathway. Nat. Cell Biol., 2005; 7: 758-765
  Google Scholar
• 12. Chiang P.K., Gordon R.K., Tal J., Zeng G.C., Doctor B.P., Pardhasaradhi K., McCann P.P.: S-Adenosylmethionine and methylation. FASEB J., 1996; 10: 471-480
  Google Scholar
• 13. Choo Q.Y., Ho P.C., Tanaka Y., Lin H.S.: Histone deacetylase inhibitors MS-275 and SAHA induced growth arrest and suppressed lipopolysaccharide-stimulated NF-κB p65 nuclear accumulation in human rheumatoid arthritis synovial fibroblastic E11 cells. Rheumatology, 2010; 49: 1447-1460
  Google Scholar
• 14. Corvetta A., Della Bitta R., Luchetti M.M., Pomponio G.: 5-Methylcytosine content of DNA in blood, synovial mononuclear cells and synovial tissue from patients affected by autoimmune rheumatic diseases. J. Chromatogr., 1991; 566: 481-491
  Google Scholar
• 15. de Ruijter A.J., van Gennip A.H., Caron H.N., Kemp S., van Kuilenburg A.B.: Histone deacetylases (HDACs): characterization of the classical HDAC family. Biochem. J., 2003; 370: 737-749
  Google Scholar
• 16. De Santa F., Totaro M.G., Prosperini E., Notarbartolo S., Testa G., Natoli G.: The histone H3 lysine-27 demethylase Jmjd3 links inflammation to inhibition of polycomb-mediated gene silencing. Cell, 2007; 130: 1083-1094
  Google Scholar
• 17. Deaton A.M., Bird A.: CpG islands and the regulation of transcription. Genes Dev., 2011; 25: 1010-1022
  Google Scholar
• 18. Denis H., Ndlovu M.N., Fuks F.: Regulation of mammalian DNA methyltransferases: a route to new mechanisms. EMBO Rep., 2011; 12: 647-656
  Google Scholar
• 19. Dreyton C.J., Jones J.E., Knuckley B.A., Subramanian V., Anderson E.D., Brown S.J., Fernandez-Vega V., Eberhart C., Spicer T., Zuhl A.M., Ferguson J., Speers A.E., Wang C., Boger D.L., Thompson P., Cravatt B.F., Hodder P., Rosen H.: Optimization and characterization of a pan protein arginine deiminase (PAD) inhibitor. Probe Reports from the NIH Molecular Libraries Program, Bethesda (MD) 2010
  Google Scholar
• 20. Ellis J.A., Munro J.E., Chavez R.A.: Genome-scale case-control analysis of CD4+ T-cell DNA methylation in juvenile idiopathic arthritis reveals potential targets involved in disease. Clin. Epigenetics, 2012; 4: 20
  Google Scholar
• 21. Feinberg A.P.: Phenotypic plasticity and the epigenetics of human disease. Nature, 2007; 447: 433-440
  Google Scholar
• 22. Filippakopoulos P., Knapp S.: The bromodomain interaction module. FEBS Lett., 2012; 586: 2692-2704
  Google Scholar
• 23. Filippakopoulos P., Qi J., Picaud S., Shen Y., Smith W.B., Fedorov O., Morse E.M., Keates T., Hickman T.T., Felletar I., Philpott M., Munro S., McKeown M.R., Wang Y., Christie A.L. i wsp.: Selective inhibition of BET bromodomains. Nature, 2010; 468: 1067-1073
  Google Scholar
• 24. Gapp K., Jawaid A., Sarkies P., Bohacek J., Pelczar P., Prados J., Farinelli L., Miska E., Mansuy I.M.: Implication of sperm RNAs in transgenerational inheritance of the effects of early trauma in mice. Nat. Neurosci., 2014; 17: 667-669
  Google Scholar
• 25. Gautschi O., Heighway J., Mack P.C., Purnell P.R., Lara P.N.Jr., Gandara D.R.: Aurora kinases as anticancer drug targets. Clin. Cancer Res., 2008; 14: 1639-1648
  Google Scholar
• 26. Gay S., Wilson A.G.: The emerging role of epigenetics in rheumatic diseases. Rheumatology, 2014; 53: 406-414
  Google Scholar
• 27. Gillespie J., Savic S., Wong C., Hempshall A., Inman M., Emery P., Grigg R., McDermott M.F.: Histone deacetylases are dysregulated in rheumatoid arthritis and a novel histone deacetylase 3-selective inhibitor reduces interleukin-6 production by peripheral blood mononuclear cells from rheumatoid arthritis patients. Arthritis Rheum., 2012; 64: 418-422
  Google Scholar
• 28. Glant T.T., Besenyei T., Kádár A., Kurkó J., Tryniszewska B., Gál J., Soós G., Szekanecz Z., Hoffmann G., Block J.A., Katz R.S., Mikecz K., Rauch T.A.: Differentially expressed epigenome modifiers, including aurora kinases A and B, in immune cells in rheumatoid arthritis in humans and mouse models. Arthritis Rheum., 2013; 65: 1725-1735
  Google Scholar
• 29. Grabiec A.M., Korchynskyi O., Tak P.P., Reedquist K.A.: Histone deacetylase inhibitors suppress rheumatoid arthritis fibroblast-like synoviocyte and macrophage IL-6 production by accelerating mRNA decay. Ann. Rheum. Dis., 2012; 71: 424-431
  Google Scholar
• 30. Grabiec A.M., Krausz S., de Jager W., Burakowski T., Groot D., Sanders M.E., Prakken B.J., Maslinski W., Eldering E., Tak P.P., Reedquist K.A.: Histone deacetylase inhibitors suppress inflammatory activation of rheumatoid arthritis patient synovial macrophages and tissue. J. Immunol., 2010; 184: 2718-2728
  Google Scholar
• 31. Grabiec A.M., Reedquist K.A.: The ascent of acetylation in the epigenetics of rheumatoid arthritis. Nat. Rev. Rheumatol., 2013; 9: 311-318
  Google Scholar
• 32. Gray S.G.: Epigenetic-based immune intervention for rheumatic diseases. Epigenomics, 2014; 6: 253-271
  Google Scholar
• 33. Haberland M., Montgomery R.L., Olson E.N.: The many roles of histone deacetylases in development and physiology: implications for disease and therapy. Nat. Rev. Genet., 2009; 10: 32-42
  Google Scholar
• 34. Holliday R.: DNA methylation and epigenetic inheritance. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B: Biol. Sci., 1990; 326: 329-338
  Google Scholar
• 35. Horiuchi M., Morinobu A., Chin T., Sakai Y., Kurosaka M., Kumagai S.: Expression and function of histone deacetylases in rheumatoid arthritis synovial fibroblasts. J. Rheumatol., 2009; 36: 1580-1589
  Google Scholar
• 36. Ishida K., Kobayashi T., Ito S., Komatsu Y., Yokoyama T., Okada M., Abe A., Murasawa A., Yoshie H.: Interleukin-6 gene promoter methylation in rheumatoid arthritis and chronic periodontitis. J. Periodontol., 2012; 83: 917-925
  Google Scholar
• 37. Jones J.E., Slack J.L., Fang P., Zhang X., Subramanian V., Causey C.P., Coonrod S.A., Guo M., Thompson P.R.: Synthesis and screening of a haloacetamidine containing library to identify PAD4 selective inhibitors. ACS Chem. Biol., 2012; 7: 160-165
  Google Scholar
• 38. Joosten L.A., Leoni F., Meghji S., Mascagni P.: Inhibition of HDAC activity by ITF2357 ameliorates joint inflammation and prevents cartilage and bone destruction in experimental arthritis. Mol. Med., 2011; 17: 391-396
  Google Scholar
• 39. Jüngel A., Baresova V., Ospelt C., Simmen B.R., Michel B.A., Gay R.E., Gay S., Seemayer C.A., Neidhart M.: Trichostatin A sensitises rheumatoid arthritis synovial fibroblasts for TRAIL-induced apoptosis. Ann. Rheum. Dis., 2006; 65: 910-912
  Google Scholar
• 40. Kaati G., Bygren L.O., Edvinsson S.: Cardiovascular and diabetes mortality determined by nutrition during parents› and grandparents› slow growth period. Eur. J. Hum. Genet., 2002; 10: 682-688
  Google Scholar
• 41. Karouzakis E., Gay R.E., Gay S., Neidhart M.: Epigenetic control in rheumatoid arthritis synovial fibroblasts. Nat. Rev. Rheumatol., 2009; 5: 266-272
  Google Scholar
• 42. Karouzakis E., Rengel Y., Jüngel A., Kolling C., Gay R.E., Michel B.A., Tak P.P., Gay S., Neidhart M., Ospelt C.: DNA methylation regulates the expression of CXCL12 in rheumatoid arthritis synovial fibroblasts. Genes Immun., 2011; 12: 643-652
  Google Scholar
• 43. Kawabata T., Nishida K., Takasugi K., Ogawa H., Sada K., Kadota Y., Inagaki J., Hirohata S., Ninomiya Y., Makino H.: Increased activity and expression of histone deacetylase 1 in relation to tumor necrosis factor-alpha in synovial tissue of rheumatoid arthritis. Arthritis Res. Ther., 2010; 12: R133
  Google Scholar
• 44. Kim Y.I., Logan J.W., Mason J.B., Roubenoff R.: DNA hypomethylation in inflammatory arthritis: reversal with methotrexate. J. Lab. Clin. Med., 1996; 128: 165-172
  Google Scholar
• 45. Kirsh O., Seeler J.S., Pichler A., Gast A., Müller S., Miska E., Mathieu M., Harel-Bellan A., Kouzarides T., Melchior F., Dejean A.: The SUMO E3 ligase RanBP2 promotes modification of the HDAC4 deacetylase. EMBO J., 2002; 21: 2682-2691
  Google Scholar
• 46. Klein K., Kabala P.A., Grabiec A.M., Gay R.E., Kolling C., Lin L.L., Gay S., Tak P.P., Prinjha R.K., Ospelt C., Reedquist K.A.: The bromodomain protein inhibitor I-BET151 suppresses expression of inflammatory genes and matrix degrading enzymes in rheumatoid arthritis synovial fibroblasts. Ann. Rheum. Dis., 2016; 75: 422-429
  Google Scholar
• 47. Klose R.J., Bird A.P.: Genomic DNA methylation: the mark and its mediators. Trends Biochem. Sci., 2006; 31: 89-97
  Google Scholar
• 48. Kloster M.M., Naderi E.H., Haaland I., Gjertsen B.T., Blomhoff H.K., Naderi S.: cAMP signalling inhibits p53 acetylation and apoptosis via HDAC and SIRT deacetylases. Int. J. Oncol., 2013; 42: 1815-1821
  Google Scholar
• 49. Knuckley B., Causey C.P., Jones J.E., Bhatia M., Dreyton C.J., Osborne T.C., Takahara H., Thompson P.R.: Substrate specificity and kinetic studies of PADs 1, 3, and 4 identify potent and selective inhibitors of protein arginine deiminase 3. Biochemistry, 2010; 49: 4852-4863
  Google Scholar
• 50. Kooistra S.M., Helin K.: Molecular mechanisms and potential functions of histone demethylases. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 2012; 13: 297-311
  Google Scholar
• 51. Kouzarides T.: Chromatin modifications and their function. Cell, 2007; 128: 693-705
  Google Scholar
• 52. Koziński K., Dobrzyń A.: Wnt signaling pathway – its role in regulation of cell metabolism. Postępy Hig. Med. Dośw., 2013; 67: 1098-1108
  Google Scholar
• 53. Kruidenier L., Chung C.W., Cheng Z., Liddle J., Che K., Joberty G., Bantscheff M., Bountra C., Bridges A., Diallo H., Eberhard D., Hutchinson S., Jones E., Katso R., Leveridge M. i wsp.: A selective jumonji H3K27 demethylase inhibitor modulates the proinflammatory macrophage response. Nature, 2012; 488: 404-408
  Google Scholar
• 54. Levy D., Kuo A.J., Chang Y., Schaefer U., Kitson C., Cheung P., Espejo A., Zee B.M., Liu C.L., Tangsombatvisit S., Tennen R.I., Kuo A.Y., Tanjing S., Cheung R., Chua K.F. i wsp.: Lysine methylation of the NF-κB subunit RelA by SETD6 couples activity of the histone methyltransferase GLP at chromatin to tonic repression of NF-κB signaling. Nat. Immunol., 2011; 12: 29-36
  Google Scholar
• 55. Liang J., Lei T., Song Y., Yanes N., Qi Y., Fu M.: RNA-destabilizing factor tristetraprolin negatively regulates NF-κB signaling. J. Biol. Chem., 2009; 284: 29383-29390
  Google Scholar
• 56. Liao J., Liang G., Xie S., Zhao H., Zuo X., Li F., Chen J., Zhao M., Chan T.M., Lu Q.: CD40L demethylation in CD4+ T cells from women with rheumatoid arthritis. Clin. Immunol., 2012; 145: 13-18
  Google Scholar
• 57. Lin H.S., Hu C.Y., Chan H.Y., Liew Y.Y., Huang H.P., Lepescheux L., Bastianelli E., Baron R., Rawadi G., Clément-Lacroix P.: Anti-rheumatic activities of histone deacetylase (HDAC) inhibitors in vivo in collagen-induced arthritis in rodents. Br. J. Pharmacol., 2007; 150: 862-872
  Google Scholar
• 58. Lin S.Y., Hsieh S.C., Lin Y.C., Lee C.N., Tsai M.H., Lai L.C., Chuang E.Y., Chen P.C., Hung C.C., Chen L.Y., Hsieh W.S., Niu D.M., Su Y.N., Ho H.N.: A whole genome methylation analysis of systemic lupus erythematosus: hypomethylation of the IL10 and IL1R2 promoters is associated with disease activity. Genes Immun., 2012; 13: 214-220
  Google Scholar
• 59. Liu C.C., Fang T.J., Ou T.T., Wu C.C., Li R.N., Lin Y.C., Lin C.H., Tsai W.C., Liu H.W., Yen J.H.: Global DNA methylation, DNMT1, and MBD2 in patients with rheumatoid arthritis. Immunol. Lett., 2011; 135: 96-99
  Google Scholar
• 60. Liu Y., Aryee M.J., Padyukov L., Fallin M.D., Hesselberg E., Runarsson A., Reinius L., Acevedo N., Taub M., Ronninger M., Shchetynsky K., Scheynius A., Kere J., Alfredsson L., Klareskog L. i wsp.: Epigenome-wide association data implicate DNA methylation as an intermediary of genetic risk in rheumatoid arthritis. Nat. Biotechnol., 2013; 31: 142-147
  Google Scholar
• 61. Maciejewska-Rodrigues H., Karouzakis E., Strietholt S., Hemmatazad H., Neidhart M., Ospelt C., Gay R.E., Michel B.A., Pap T., Gay S., Jüngel A.: Epigenetics and rheumatoid arthritis: the role of SENP1 in the regulation of MMP-1 expression. J. Autoimmun., 2010; 35: 15-22
  Google Scholar
• 62. McInnes I.B., Schett G.: Cytokines in the pathogenesis of rheumatoid arthritis. Nat. Rev. Immunol., 2007; 7: 429-442
  Google Scholar
• 63. Meinecke I., Cinski A., Baier A., Peters M.A., Dankbar B., Wille A., Drynda A., Mendoza H., Gay R.E., Hay R.T., Ink B., Gay S., Pap T.: Modification of nuclear PML protein by SUMO-1 regulates Fas-induced apoptosis in rheumatoid arthritis synovial fibroblasts. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2007; 104: 5073-5078
  Google Scholar
• 64. Mele D.A., Salmeron A., Ghosh S., Huang H.R., Bryant B.M., LoraJ.M.: BET bromodomain inhibition suppresses TH17-mediated pathology. J. Exp. Med., 2013; 210: 2181-2190
  Google Scholar
• 65. Miao C.G., Huang C., Huang Y., Yang Y.Y., He X., Zhang L., Lv X.W., Jin Y., Li J.: MeCP2 modulates the canonical Wnt pathway activation by targeting SFRP4 in rheumatoid arthritis fibroblast-like synoviocytes in rats. Cell. Signal., 2013; 25: 598-608
  Google Scholar
• 66. Moore D.S. The developing genome: an introduction to behavioral epigenetics: Oxford University Press, 2015
  Google Scholar
• 67. Morgan H.D., Sutherland H.G., Martin D.I., Whitelaw E.: Epigenetic inheritance at the agouti locus in the mouse. Nat. Genet., 1999; 23: 314-318
  Google Scholar
• 68. Nakano K., Boyle D.L., Firestein G.S.: Regulation of DNA methylation in rheumatoid arthritis synoviocytes. J. Immunol., 2013; 190: 1297-1303
  Google Scholar
• 69. Nakano K., Whitaker J.W., Boyle D.L., Wang W., Firestein G.S.: DNA methylome signature in rheumatoid arthritis. Ann. Rheum. Dis., 2013; 72: 110-117
  Google Scholar
• 70. Nasu Y., Nishida K., Miyazawa S., Komiyama T., Kadota Y., Abe N., Yoshida A., Hirohata S., Ohtsuka A., Ozaki T.: Trichostatin A, a histone deacetylase inhibitor, suppresses synovial inflammation and subsequent cartilage destruction in a collagen antibody-induced arthritis mouse model. Osteoarthritis Cartilage, 2008; 16: 723-732
  Google Scholar
• 71. Neidhart M., Rethage J., Kuchen S., Künzler P., Crowl R.M., Billingham M.E., Gay R.E., Gay S.: Retrotransposable L1 elements expressed in rheumatoid arthritis synovial tissue: Association with genomic DNA hypomethylation and influence on gene expression. Arthritis Rheum., 2000; 43: 2634-2647
  Google Scholar
• 72. Nicodeme E., Jeffrey K.L., Schaefer U., Beinke S., Dewell S., Chung C.W., Chandwani R., Marazzi I., Wilson P., Coste H., White J., Kirilovsky J., Rice C.M., Lora J.M., Prinjha R.K. i wsp.: Suppression of inflammation by a synthetic histone mimic. Nature, 2010; 468: 1119-1123
  Google Scholar
• 73. Niederer F., Ospelt C., Brentano F., Hottiger M.O., Gay R.E., Gay S., Detmar M., Kyburz D.: SIRT1 overexpression in the rheumatoid arthritis synovium contributes to proinflammatory cytokine production and apoptosis resistance. Ann. Rheum. Dis., 2011; 70: 1866-1873
  Google Scholar
• 74. Nile C.J., Read R.C., Akil M., Duff G.W., Wilson A.G.: Methylation status of a single CpG site in the IL6 promoter is related to IL6 messenger RNA levels and rheumatoid arthritis. Arthritis Rheum., 2008; 58: 2686-2693
  Google Scholar
• 75. Nishida K., Komiyama T., Miyazawa S., Shen Z.N., Furumatsu T., Doi H., Yoshida A., Yamana J., Yamamura M., Ninomiya Y., Inoue H., Asahara H.: Histone deacetylase inhibitor suppression of autoantibody-mediated arthritis in mice via regulation of p16INK4a and p21WAF1/ Cip1 expression. Arthritis Rheum., 2004; 50: 3365-3376
  Google Scholar
• 76. Oppermann U.: Why is epigenetics important in understanding the pathogenesis of inflammatory musculoskeletal diseases? Arthritis Res. Ther., 2013; 15: 209
  Google Scholar
• 77. Osley M.A., Fleming A.B., Kao C.F. Histone ubiquitylation and the regulation of transcription. Results Probl. Cell Differ., 2006: 41: 47-75
  Google Scholar
• 78. Ospelt C., Gay S.: The role of resident synovial cells in destructive arthritis. Best Pract. Res. Clin. Rheumatol., 2008; 22: 239-252
  Google Scholar
• 79. Park-Min K.H., Lim E., Lee M.J., Park S.H., Giannopoulou E., Yarilina A., van der Meulen M., Zhao B., Smithers N., Witherington J., Lee K., Tak P.P., Prinjha R.K., Ivashkiv L.B.: Inhibition of osteoclastogenesis and inflammatory bone resorption by targeting BET proteins and epigenetic regulation. Nat. Commun., 2014; 5: 5418
  Google Scholar
• 80. Petronis A.: Epigenetics as a unifying principle in the aetiology of complex traits and diseases. Nature, 2010; 465: 721-727
  Google Scholar
• 81. Prinjha R.K., Witherington J., Lee K.: Place your BETs: the therapeutic potential of bromodomains. Trends Pharmacol. Sci., 2012; 33: 146-153
  Google Scholar
• 82. Ravelli A.C., van der Meulen J.H., Michels R.P., Osmond C., Barker D.J., Hales C.N., Bleker O.P.: Glucose tolerance in adults after prenatal exposure to famine. Lancet, 1998; 351: 173-177
  Google Scholar
• 83. Richardson B., Scheinbart L., Strahler J., Gross L., Hanash S., Johnson M.: Evidence for impaired T cell DNA methylation in systemic lupus erythematosus and rheumatoid arthritis. Arthritis Rheum., 1990; 33: 1665-1673
  Google Scholar
• 84. Slack J.L., Causey C.P., Thompson P.R.: Protein arginine deiminase 4: a target for an epigenetic cancer therapy. Cell. Mol. Life Sci., 2011; 68: 709-720
  Google Scholar
• 85. Sullivan K.E., Reddy A.B., Dietzmann K., Suriano A.R., Kocieda V.P., Stewart M., Bhatia M.: Epigenetic regulation of tumor necrosis factor alpha. Mol. Cell. Biol., 2007; 27: 5147-5160
  Google Scholar
• 86. Suzuki A., Kochi Y., Shoda H., Seri Y., Fujio K., Sawada T., Yamada R., Yamamoto K.: Decreased severity of experimental autoimmune arthritis in peptidylarginine deiminase type 4 knockout mice. BMC Muscoskelet. Disord., 2016; 17: 205
  Google Scholar
• 87. Suzuki M.M., Bird A.: DNA methylation landscapes: provocative insights from epigenomics. Nat. Rev. Genet., 2008; 9: 465-476
  Google Scholar
• 88. Takami N., Osawa K., Miura Y., Komai K., Taniguchi M., Shiraishi M., Sato K., Iguchi T., Shiozawa K., Hashiramoto A., Shiozawa S.: Hypermethylated promoter region of DR3, the death receptor 3 gene, in rheumatoid arthritis synovial cells. Arthritis Rheum., 2006; 54: 779-787
  Google Scholar
• 89. Tough D.F., Prinjha R.K., Tak P.P.: Epigenetic mechanisms and drug discovery in rheumatology. Clin. Med., 2015; 15 (Suppl. 6): s64-s71
  Google Scholar
• 90. Trenkmann M., Brock M., Gay R.E., Kolling C., Speich R., Michel B.A., Gay S., Huber L.C.: Expression and function of EZH2 in synovial fibroblasts: epigenetic repression of the Wnt inhibitor SFRP1 in rheumatoid arthritis. Ann. Rheum. Dis., 2011; 70: 1482-1488
  Google Scholar
• 91. Trenkmann M., Brock M., Ospelt C., Gay S.: Epigenetics in rheumatoid arthritis. Clin. Rev. Allergy Immunol., 2010; 39: 10-19
  Google Scholar
• 92. Vojinovic J., Damjanov N., D’Urzo C., Furlan A., Susic G., Pasic S., Iagaru N., Stefan M., Dinarello C.A.: Safety and efficacy of an oral histone deacetylase inhibitor in systemic‐onset juvenile idiopathic arthritis. Arthritis Rheum., 2011; 63: 1452-1458
  Google Scholar
• 93. Vossenaar E.R., Radstake T.R., van der Heijden A., van Mansum M.A., Dieteren C., de Rooij D.J., Barrera P., Zendman A.J., van Venrooij W.J.: Expression and activity of citrullinating peptidylarginine deiminase enzymes in monocytes and macrophages. Ann. Rheum. Dis., 2004; 63: 373-381
  Google Scholar
• 94. Wang W.L., Lee Y.C., Yang W.M., Chang W.C., Wang J.M.: Sumoylation of LAP1 is involved in the HDAC4-mediated repression of COX-2 transcription. Nucleic Acids Res., 2008; 36: 6066-6079
  Google Scholar
• 95. Wang Y., Li P., Wang S., Hu J., Chen X.A., Wu J., Fisher M., Oshaben K., Zhao N., Gu Y., Wang D., Chen G., Wang Y.: Anticancer peptidylarginine deiminase (PAD) inhibitors regulate the autophagy flux and the mammalian target of rapamycin complex 1 activity. J. Biol. Chem., 2012; 287: 25941-25953
  Google Scholar
• 95. Wang Y., Li P., Wang S., Hu J., Chen X.A., Wu J., Fisher M., Oshaben K., Zhao N., Gu Y., Wang D., Chen G., Wang Y.: Anticancer peptidylarginine deiminase (PAD) inhibitors regulate the autophagy flux and the mammalian target of rapamycin complex 1 activity. J. Biol. Chem., 2012; 287: 25941-25953
  Google Scholar
• 97. Wang Y., Wysocka J., Sayegh J., Lee Y.H., Perlin J.R., Leonelli L., Sonbuchner L.S., McDonald C.H., Cook R.G., Dou Y., Roeder R.G., Clarke S., Stallcup M.R., Allis C.D., Coonrod S.A.: Human PAD4 regulates histone arginine methylation levels via demethylimination. Science, 2004; 306: 279-283
  Google Scholar
• 98. Weaver I.C., Cervoni N., Champagne F.A., D’Alessio A.C., Sharma S., Seckl J.R., Dymov S., Szyf M., Meaney M.J.: Epigenetic programming by maternal behavior. Nat. Neurosci., 2004; 7: 847-854
  Google Scholar

Pełna treść artykułu