Abstrakt

Komórki żeńskiej linii płciowej są źródłem genomu mitochondrialnego dla całego organizmu, zarówno u osobników płci męskiej jak i żeńskiej. W komórkach tych, będących źródłem i nośnikiem mitochondrialnego DNA dla przyszłych pokoleń, mitochondria przechodzą dynamiczne zmiany zarówno ilościowe, jak i jakościowe. Żeńska linia płciowa przechodzi etapy rozwoju, od pierwotnych komórek płciowych poprzez oogonia, oocyty kolejnych rzędów, aby po uzyskaniu odpowiedniej jakości i liczby mitochondriów oraz po zapłodnieniu, stanowić źródło matrycowego mitochondrialnego genomu. Oprócz utrzymywania nienaruszonej matrycy mitochondrialnego genomu z pokolenia na pokolenie, rola mitochondriów w oocycie jest o wiele bardziej złożona i w plejotropowy sposób warunkuje jakość komórek rozrodczych, a także ich zdolność do podziałów mejotycznych, zapłodnienia, aktywacji oocytu po zapłodnieniu, czy podtrzymania rozwoju zarodka. Obecność prawidłowej liczby funkcjonalnych mitochondriów wpływa również na właściwą implantację i utrzymanie ciąży. W artykule omówiono problemy i nowe osiągnięcia w dziedzinie badań nad funkcją i rolą mitochondriów w żeńskich komórkach rozrodczych.

Wprowadzenie

Liczba oocytów zamkniętych w pęcherzykach pierwotnych w jajniku człowieka w okresie pokwitania sięga 300 tys. Pęcherzyki te przez cykliczną stymulację hormonami przysadki mózgowej podlegają owulacji lub atrezji, co wiąże się ze stopniową utratą rezerwy jajnikowej wraz z wiekiem matki [69]. Ograniczona rezerwa jajnikowa, czyli obniżona liczba pęcherzyków jajnikowych, które dają początek komórkom jajowym, to jedna z coraz częściej występujących przyczyn niepłodności Utrzymanie odpowiedniej liczby pęcherzyków jajnikowych zależy nie tylko od hormonów, ale także od czynników egzogennych, takich jak ksenobiotyki i leki antynowotworowe, które mogą bezpośrednio zaburzyć funkcjonowanie jajnika lub jakość samych oocytów. Za utratę rezerwy jajnikowej mogą odpowiadać również czynniki endogenne np.: zespoły metaboliczne, endometrioza, zespół policystycznych jajników (polycystic ovary syndrome – PCOS) [103]. Obecnie przypuszcza się, że wymienione czynniki mogą upośledzać funkcjonowanie mitochondriów, powodując utratę pęcherzyków jajnikowych i jakości samych oocytów. Replikacja mitochondrialnego genomu (mtDNA) w oocycie zachodzi na skalę wielokrotnie większą, niż w jakichkolwiek innych komórkach organizmu. Dlatego defekty w obrębie mtDNA w rosnącym oocycie mogą doprowadzić do klonalnego wzrostu poziomu mutacji mtDNA i problemów metabolicznych w dorosłym wieku. Ponadto, funkcja mitochondriów nierozerwalnie wiąże się ze zjawiskiem powstawania wolnych rodników, które w istotny sposób mogą oddziaływać na jakość genomu zarówno mitochondrialnego, jak i jądrowego.

Rola mitochondriów w komórkach żeńskiej linii płciowej ssaków

Mitochondria odgrywają ważną rolę w wielu procesach komórkowych, włączając w to magazynowanie energii w postaci trójfosforanu adenozyny (ATP), regulację poziomu wapnia w komórce, programowaną śmierć komórki (apoptozę) oraz starzenie się komórek. Ponadto, mitochondria kontrolują różnicowanie się komórek i cykl komórkowy, a także warunkują prawidłowe podziały komórkowe, dlatego też pełnią tak ważną rolę w rozwoju organizmów.

Mitochondria ssaków zawierają dwuniciową, kolistą cząsteczkę DNA o długości około 16 500 par zasad (człowiek 16 569, mysz 16 299). Wewnętrzna nić bogata w cytozyny to tzw. nić lekka (L), natomiast zewnętrzna nić komplementarna, bogata w guaninę jest określana jako nić ciężka (H). Ssaczy genom mitochondrialny koduje 37 genów. Wśród nich znajduje się 13 białek szlaku fosforylacji oksydacyjnej (OXPHOS) [19]. Do białek szlaku, kodowanych przez genom mitochondrialny, zaliczają się podstawowe czynniki niezbędne w procesach komórkowych: siedem podjednostek kompleksu I (dehydrogenaza NADH), jedna podjednostka kompleksu III (oksydoreduktazy koenzyu Q-cytochrom c), trzy podjednostki kompleksu IV (oksydazy cytochromu c), a także dwie podjednostki kompleksu V (F0F1-syntazy ATP). Pozostałe podjednostki i białka szlaku OXPHOS są kodowane przez genom jądrowy. Oprócz białek, genom jądrowy koduje także 22 mitochondrialne tRNA oraz dwie podjednostki mitochondrialnych rybosomów 12S i 16S rRNA. Niekodujący region nazwany pętlą D zawiera zarówno promotor transkrypcji mtDNA, jak i miejsce rozpoczęcia replikacji [19]. Ta ostatnia prowadzona jest przez swoistą dla mtDNA polimerazę POLG (polimeraza-γ) [12]. Jądrowy czynnik oddechowy 1 (nuclear respiratory factor-1 – NRF1) oraz mitochondrialny czynnik transkrypcyjny (mitochondria transcription factor A – TFAM) regulują wspólnie transkrypcję i replikację mitochondrialnego DNA [14]. Oocyty o niskiej ekspresji TFAM i NRF1 mają niewielkie możliwości rozwojowe [78]. Wskazuje to na istotną rolę mechanizmu replikacyjnego mitochondriów w oocytach w utrzymaniu płodności.

Mitochondria oocytów różnią się od mitochondriów komórek somatycznych, są okrągłe lub owalne i mają gęstą macierz mitochondrialną z bardzo małą liczbą grzebieni mitochondrialnych [73]. Podobnie też wzrasta poziom fosforylacji oksydacyjnej [75]. Brak zwiększenia potencjału błony mitochondrialnej w mitochondriach oocytów jest związany z obniżonym stężeniem ATP oraz spadkiem potencjału rozwojowego oocytów [1]. Analogicznie, wraz ze wzrostem potencjału błonowego i poziomu fosforylacji oksydacyjnej w fazie wzrostu oocytu rośnie również stężenie ATP [75], a oocyty o wyższym poziomie ATP wykazują większe zdolności do zapłodnienia i rozwoju embrionalnego [75].

Podczas dojrzewania oocytu mitochondria są relokowane do różnych regionów, prawdopodobnie w odpowiedzi na potrzeby energetyczne komórki [8]. Mitochondria są tworami niezwykle dynamicznymi i podlegającymi fuzji, podziałom oraz degradacji, by zastąpić uszkodzone organelle i zaspokoić ciągłe zmiany zapotrzebowania komórki na energię [79]. Oocyty mogą zmieniać lokalne zagęszczenie mitochondriów w różnych wewnątrzkomórkowych przedziałach, co umożliwia im reagowanie na zmieniające się wewnątrzkomórkowe potrzeby podczas procesu wzrostu i podziałów mejotycznych [118]. Dlatego w oocytach dzielą się na dwie subpopulacje wyróżnione ze względu na potencjał błony mitochondrialnej. Jedna z subpopulacji cechuje się niskim MMP i dominuje w oocycie, zajmując głównie centralną jego część, natomiast druga o wysokim potencjale błony mitochondrialnej tworzy klastry w subplazmatycznej/perykortykalnej cytoplazmie oocytów i wczesnych blastomerów. Utrata mitochondriów o wysokim MMP zaburza podziały, co może się wiązać z nieprawidłową regulacją jonów wapniowych oraz szlaków zaangażowanych w aktywację oocytu i kontrolujących wczesną embriogenezę [107]. Podczas wzrostu oocytu ustalenie wewnątrzcytoplazmatycznych przedziałów o wysokim i niskim potencjale (ΔΨm) wewnętrznej błony mitochondrialnej odzwierciedla funkcjonalną różnorodność mitochondriów wewnątrz oocytu i prawdopodobnie jest regulowana przez obecność i aktywność komórek folikularnych otaczających oocyt [109]. W przedowulacyjnym oocycie jajnikowym zdolnym do podjęcia mejozy, w odpowiedzi na bodziec hormonalny, mitochondria układają się w klastry wokół jądra komórkowego zwanego pęcherzykiem zarodkowym (germinal vesicle – GV). Zapewnia to odpowiednią ilość ATP niezbędną do rozpadu otoczki jądrowej i zapoczątkowania kondensacji chromosomów [118]. Poziom ATP następnie spada, ale wciąż jest podwyższony w stosunku do stanu wyjściowego. W dalszym przebiegu mejozy, wraz z wkroczeniem w metafazę, obserwuje się redystrybucję mitochondriów w pobliżu tworzącego się wrzeciona podziałowego, a także do centrów organizacji mikrotubul [118]. W tej fazie aktywność mitochondriów osiąga kolejny szczyt podczas anafazy pierwszego podziału mejotycznego i wyrzucania ciałka kierunkowego, bezpośrednio poprzedzających wejście oocytu w metafazę drugiego podziału mejotycznego (MII) [118].

Przejawem wzrostu aktywności mitochondriów w oocycie jest także wzrost wytwarzania wolnych form tlenu (radical oxygen species – ROS) głównie O₂ – i H₂ O₂ , które powstają podczas transportu elektronów w procesie fosforylacji oksydacyjnej [28]. ROS są jedną z przyczyn powstawania mutacji i uszkodzeń zasad azotowych zarówno w genomie mitochondrialnym, jak i jądrowym [2,71]. Jednak wolne formy tlenu są również nieodłącznym elementem cyklu komórkowego oocytu. Uważa się, że ROS powstające wskutek zwiększonej aktywności mitochondriów w oocycie po ukończeniu fazy wzrostu mają udział w regulacji przejścia oocytu z fazy, w której pozostają zablokowane w diplotenie do metafazy pozwalając na wyrzucenie pierwszego ciałka kierunkowego [100]. Te same wolne formy tlenu uczestniczą też w naturalnym procesie śmierci oocytu, w procesie tzw. starzenia poowulacyjnego oocytu po zakończeniu jego cyklu komórkowego, gdy nie dojdzie do zapłodnienia [82].

Replikacja mitochondriów nie zachodzi, aż do osiągnięcia przez zarodek etapu blastocysty. Zapłodnienie i wczesne podziały zarodkowe zależą więc od puli mitochondriów nagromadzonych w oocycie do chwili owulacji [31]. Po zapłodnieniu, mitochondria komórek formującego się zarodka stają się bardziej wydłużone o większej liczbie grzebieni mitochondrialnych i mniejszej gęstości macierzy. Jednocześnie mitochondria komórek zarodka zużywają więcej tlenu i glukozy niż mitochondria oocytu [39]. Badania na preimplantacyjnych zarodkach myszy wskazują, że liczba mitochondriów w komórkach węzła zarodkowego (ICM), z których powstanie właściwy zarodek może być mniejsza niż w komórkach trofoektodermy formującej tkanki pozazarodkowe. Dane te wskazują, że mitochondria róż- nią się także strukturalnie i funkcjonalnie między tymi dwiema liniami komórkowymi. Trofoektoderma cechuje się mitochondriami o wysokim potencjale błonowym wewnętrznej błony mitochondrialnej, większym wytwarzaniem ATP i bardziej efektywnym zużyciem tlenu. Morfologicznie mitochondria komórek trofoektodermy są bardziej wydłużone i zawierają większą liczbą grzebieni mitochondrialnych, podczas gdy mitochondria komórek ICM zachowują kulisty kształt i mają niewielką liczbę krist mitochondrialnych, a także są bardziej wyciszone, zużywają mniej tlenu i wytwarzają mniej ATP [104]. Według koncepcji wyciszonego zarodka „Quiet Embryo Hypothesis” utrzymanie wewnętrznej masy komórek zarodka w stanie obniżonego metabolizmu pozwala na ochronę struktur budujących ciało przyszłego organizmu przed uszkodzeniami oksydacyjnymi [7]. Koncepcję tę potwierdzają obserwacje, w których stwierdzono podwyższenie poziomu metabolizmu ICM w stosunku do komórek wchodzących w skład struktur pozazarodkowych. Taki stan rzeczy można uzyskać narażając zarodki na stres oksydacyjny lub zmiany temperatury w środowisku. Wtedy obserwuje się obniżenie kompetencji rozwojowych zarodków oraz podwyższenie liczby komórek apoptotycznych wchodzących w skład zarodka [58].

Mitochondria pełnią także funkcję cytoplazmatycznych buforów wapnia. Zwiększone cytoplazmatyczne stężenie wapnia jest niezbędne do aktywacji oocytu i rozwoju zarodkowego po zapłodnieniu [105]. Podczas zapłodnienia funkcjonujące i nienaruszone mitochondria są niezbędne w szlaku sygnalizacji wapniowej zachodzącej w oocycie po wniknięciu plemnika, koniecznej do aktywacji oocytu. Wzrost stężenia wapnia pośredniczy w aktywacji kinazy II zależnej od kalmoduliny, degradacji inhibitora mejozy EMI2 i aktywacji czynnika promującego anafazę APC/cyklosom. Inicjując anafazę II i wyrzucanie drugiego ciałka kierunkowego [46]. Odpowiednia liczba aktywnych mitochondriów jest również wymagana do tzw. „wybuchu aktywności mitochondriów”, prowadzącego do skokowego wzrostu zawartości ATP w komórkach, co jest niezbędne do podtrzymania rozwoju zarodka do stadium blastocysty [111].

Dziedziczenie mitochondrialnego dna

Oszacowanie liczby kopii mtDNA i mitochondriów w jednej komórce, jest bardzo trudne ze względu na bardzo dużą zmienność tej liczby przypadającej na jeden oocyt. Uważa się jednak, że w oocytach każde mitochondrium zawiera po jednej kopii mtDNA [20]. Większość ssaków dziedziczy tylko ten mitochondrialny DNA, który znajdował się w komórce jajowej podczas zapłodnienia [23]. U ssaków plemnik wnika do wnętrza oocytu wraz z mitochondriami [5]. Mitochondria plemnika są niszczone wewnątrz zarodka w proteasomach, w szlaku zależnym od ubikwityny [84]. Jeśli mitochondria nie zostaną zniszczone może dojść do tzw. zjawiska heteroplazmii, które polega na funkcjonowaniu dwóch haplotypów mitochondriów w jednej komórce, co może zaburzyć jej funkcjonowanie i prowadzić do rozwoju chorób mitochondrialnych u potomstwa [76]. Nawet samice gatunków z podwójnie uniparentnym systemem dziedziczenia mitochondriów dziedziczą mitochondria tylko od samic, podczas gdy samce dziedziczą mitochondria od obu płci [37]. Tak wyewoluowany sposób dziedziczenia może stanowić ochronę przed przekazywaniem wielu uszkodzeń mitochondrialnego DNA, wywołanych działaniem wolnych rodników, które powstają podczas spermatogenezy, przy relatywnie niskim stężeniu białek naprawczych w plemniku [3]. Niektóre badania wskazują jednak, że niewielka liczba mitochondriów pochodzenia ojcowskiego może być dziedziczona i w sposób losowy trafiać do komórek zarodka. W porównaniu z liczbą mitochondriów w oocycie, która nierzadko przekracza 200 000 kopii mtDNA u myszy, czy nawet 700 000 kopii mtDNA u ludzi [64,95], jest to jednak ilość znikoma. Ponieważ warunkiem zachowania potencjału rozwojowego jest utrzymanie jak największej liczby funkcjonalnych mitochondriów, oocyty podczas asymetrycznych podziałów mejotycznych mają aktywny system pozwalający na zachowanie jak największej liczby kopii mtDNA wewnątrz oocytu. Jest to możliwe dzięki aktywnemu ograniczaniu liczby mitochondriów trafiających do ciałka kierunkowego w telofazie pierwszego podziału mejotycznego przez ich sortowanie z udziałem białek motorycznych kinezyn i dynein [25].

Największy wzrost mtDNA w oocycie następuje właśnie od stadium pęcherzyka pierwotnego do stadium pęcherzyka antralnego, a więc w okresie, w którym zachodzi także faza wzrostu. Ekspresja polimerazy γ oraz czynnika transkrypcyjnego A (mitochondrial transcription factor A – Tfam) rośnie podczas wzrostu oocytu i ulega wyciszeniu po osiągnięciu przez oocyt pełnych rozmiarów. Jednocześnie liczba kopii mtDNA w oocycie już nie wzrasta [66]. Wprawdzie ekspresja Tfam wzrasta ponownie w oocytach metafazowych, ale jest to najprawdopodobniej związane ze zwiększoną transkrypcją mtDNA (regulowaną m.in. przez Tfam) ze względu na wzrost zapotrzebowania na energię i nie wiąże się z dalszym wzrostem liczby kopii mtDNA [36]. Jakkolwiek, niektóre badania wskazują na możliwość niewielkiego wzrostu liczby mtDNA, jeszcze w oocytach metafazowych [20], to po zapłodnieniu replikacja mtDNA ustaje, by zostać wznowiona dopiero około fazy implantacji, kiedy to zarodek zaczyna rosnąć [103].

Komórki granulozy regulują funkcje mitochondriów w oocycie

W badaniach dotyczących jakości oocytów istotne jest uwzględnienie roli towarzyszących im komórek somatycznych, czyli komórek folikularnych. Stres genotoksyczny związany np. z radioterapią czy chemioterapią, może doprowadzić do utraty rezerwy jajnikowej, a co za tym idzie bezpłodności i przedwczesnej menopauzy w wyniku gwałtownej atrezji uszkodzonych pęcherzyków jajnikowych [94]. Za taki stan rzeczy mogłyby odpowiadać właśnie komórki folikularne. Wiadomo, że komórki folikularne mogą ochraniać oocyt przed działaniem stresu oksydacyjnego przez zwiększanie stężenia glutationu w oocytach oraz innych enzymów antyoksydacyjnych w oocycie, takich jak dysmutaza ponadtlenkowa (SOD1), czy katalaza [16]. Analiza transkryptomu i proteomu komórek folikularnych jest również uznawana za biomarker pozwalający na nieinwazyjną metodę oceny kompetencji rozwojowych oocytów i zarodków [6]. Okazuje się, że komórki somatyczne mają podstawowe znaczenie w funkcjonowaniu oocytów, a także zawartych w nich mitochondriów. Oocyty wraz z komórkami folikularnymi dwukierunkowo regulują poziom swojego metabolizmu i aktywność mitochondriów. Do dwukierunkowego oddziaływania oocytu i komórek folikularnych można zaliczyć oddziaływanie parakrynne oraz bezpośrednią wymianę metabolitów i cząsteczek sygnałowych między oocytem i komórkami pęcherzykowymi poprzez złącza szczelinowe (gap junctions – GJ). Do głównych czynników zaangażowanych w komunikację parakrynną można zaliczyć swoiste dla oocytu czynniki wzrostu z rodziny TGF-β, np. dziewiąty czynnik wzrostu i różnicowania (GDF9) i białka morfogenetyczne kości (BMPs), które są wydzielane przez oocyt. Czynniki te są odpowiedzialne za powstawanie kontaktujących się z oocytem cytoplazmatycznych wypustek komórek ziarnistych (transzonal projections – TZPs), na końcu których powstają połączenia szczelinowe i połączenia adhezyjne [59]. Jednym z białek z rodziny BMP wydzielanych przez oocyt jest 15 białko morfogenetyczne kości (BMP15), które wpływa na metabolizm energetyczny i wytwarzanie cholesterolu w komórkach folikularnych, a także działa na komórki folikularne antyapoptotycznie [47,59]. Komórka jajowa może także wydzielać interleukinę 7, która funkcjonuje jako czynnik hamujący proces apoptozy w komórkach pęcherzykowych przez regulację szlaku kinaz PIK3/AKT [18]. Szlak PIK3/AKT może również kontrolować poziom wolnych rodników i aktywność mitochondriów w komórce [24,39]. Natomiast komórki folikularne mogą wydzielać wiele czynników wchodzących w skład płynu pęcherzykowego,takich jak neuregulina 1 (NRG1), insulinopodobny czynnik wzrostu (IGF-1), czy epidermalny czynnik wzrostu (EGF). Czynniki te odpowiadają za utrzymanie kompetencji rozwojowych oocytów i zarodków przez modulowane poziomu metabolizmu oraz zwiększanie liczby kopii mitochondrialnego DNA w oocycie [67,86]. Poprzedzające owulację wznowienie procesu mejozy następuje wraz z zamknięciem połączeń szczelinowych łączących oocyt z komórkami folikularnyni, co powoduje spadek wewnątrzkomórkowego stężenia cAMP. Spadek stężenia cAMP jest sygnałem do rozpadu otoczki jądrowej i wejścia oocytu w fazę M cyklu komórkowego, co koreluje ze wzrostem aktywności mitochondriów i wytwarzaniem ATP [118,119].

Określona liczba komórek folikularnych, które nie uległy apoptozie, jest konieczna do utrzymania kompetencji rozwojowych oocytu [41]. Charakterystyczna morfologia mitochondriów w oocytach wskazuje na ich małą aktywność, co może być kompensowane przez dużą liczbę mitochondriów zawartych w każdej komórce [17,85,91]. Mitochondria w komórkach pęcherzykowych bardzo aktywnie prowadzą glikolizę, charakteryzują się obecnością wielu grzebieni mitochondrialnych i jasną macierzą mitochondrialną, podczas gdy mitochondria rosnących oocytów mają niewiele grzebieni, gęstą macierz i wykorzystują głównie substraty energetyczne (pirogronian i mleczan) dostarczane z komórek folikularnych [97]. Wzrostowi poboru pirogronianu towarzyszy zwiększony pobór tlenu podczas dojrzewania oocytu [44]. Badania poziomu ATP w pojedynczych oocytach wykazały znaczące obniżenie zawartości ATP w oocytach pozbawionych komórek towarzyszących. Podobny skutek zaobserwowano w przypadku blokowania rozwoju połączeń szczelinowych między oocytem a komórkami folikularnymi [26]. Poza pirogronianem i mleczanem, do oocytu dostarczany jest również NADPH, który pełni ważną rolę w utrzymaniu homeostazy ROS, bowiem jest głównym kofaktorem enzymów, takich jak reduktaza glutationu (GSR) i transferaza glutationu. Enzymy te pełnią istotną funkcję w redukcji utlenionego glutationu (GSSG) do glutationu (GSH) zaangażowanego w zwalczaniu wolnych rodników [97]. Wiadomo, że komórki folikularne mogą ochraniać oocyt przed działaniem stresu oksydacyjnego przez zwiększanie stężenia glutationu w oocytach [98]. Komórki folikularne utrzymują także wyższy poziom innych enzymów antyoksydacyjnych w oocycie, takich jak dysmutaza ponadtlenkowa czy katalaza [16]. Sugerowano, że jakość komórek folikularnych mogłaby być uznawana za biomarker kompetencji rozwojowych oocytów [6]. Jednak komórki folikularne mogą także indukować starzenie się oocytów i ich śmierć przez oddziaływania parakrynne [115].

Starzenie poowulacyjne objawia się twardnieniem osłonki przejrzystej, spadkiem aktywności głównych elementów kontroli cyklu komórkowego, takich jak czynnik promujący fazę M (MPF), czy kinazy aktywowanej mitogenem (MAPK). Dochodzi także do zaburzeń w sygnalizacji wapniowej w komórce powodujących wzrost ekspresji bcl-2,wyrzucenie z mitochondriów cytochromu c i aktywacji apoptozy oocytów w szlaku mediowanym przez kaspazy [10,63]. Starzenie się owulowanych oocytów może być zapoczątkowane przez apoptozę komórek folikularnych, które w znacznym stopniu mogą regulować dalszy przebieg tego procesu. Dotychczasowe obserwacje wskazują, że obecność komórek folikularnych znacząco przyspiesza tempo poowulacyjnego starzenia się oocytów oraz obniża aktywność MPF zarówno w warunkach in vivo jak i in vitro [72,83]. Dodanie komórek folikularnych do „nagich oocytów” w hodowli in vitro przyspiesza proces utraty ich kompetencji rozwojowych, być może w wyniku wydzielania przez komórki folikularne wolnych sfingolipidów i ceramidów [55,115].

Wiadomo, że główne czynniki wymieniane między oocytem a komórkami folikularnymi przez połączenia szczelinowe w fazie wzrostu oocytu, takie jak: NO, cAMP, cGMP, oprócz kontroli przebiegu mejotycznego cyklu komórkowego oocytów, bezpośrednio regulują poziom ROS w oocycie oraz aktywność samych mitochondriów [71,101]. Redukcja liczby tych cząsteczek sygnalizacyjnych podnosi poziom ROS w oocycie, co może zdestabilizować błony mitochondrialne, zaburzyć poziom wolnego wapnia w oocycie, a przez to zaburzyć równowagę białek BAX/Bcl2, w błonie mitochondrialnej, wyrzucenie cytochromu c i zainicjowanie mediowanej kaspazami apoptozy oocytu (ryc.1) [101]. Uważa się, że oocyt może wydzielać czynniki proapoptotyczne z mitochondriów znajdujących się w ooplazmie do otaczających komórek ziarnistych. Następstwem tego procesu może być utrata homogennego ułożenia mitochondriów w cytoplazmie komórek somatycznych otaczających oocyt, co koreluje ze zwiększeniem aktywności mitochondriów w tych komórkach oraz ich apoptozą [113]. Wiadomo, że nie owulacja, lecz przede wszystkim atrezja odpowiada za ubytek liczby oocytów w czasie starzenia się organizmu [68]. Perez i wsp. w 2007 r. wykazali, że myszy niemające proapoptotycznego genu Bax zachowują płodność do późnej starości [80]. Zwiększona apoptoza komórek folikularnych jest związana także z większą liczbą pęcherzyków pozbawionych oocytu i niską jakością samych oocytów [51]. Komórki folikularne pozbawione receptora androgenów wykazują zaburzenia w funkcjonowaniu mitochondriów, co gwałtownie obniża zdolność oocytów do ukończenia mejozy [114]. Mimo że komórki pęcherzykowe i oocyt wydają się dwukierunkowo regulować homeostazę ROS, aktywność mitochondriów oraz poziom ATP, nie wykazano związku między replikacją genomu mitochondrialnego a obecnością komórek folikularnych. Oocyty pozbawione somatycznych komórek towarzyszących wykazują wzrost ilości mtDNA mimo zatrzymania wzrostu oocytu [66].

Ryc. 1. Schemat interakcji komórek somatycznych (folikularnych) i oocytów ssaków. Komórki granulozy dostarczają przez połączenia szczelinowe do oocytu substraty energetyczne niezbędne do funkcjonowania oocytu (pirogronian i mleczan) oraz czynniki wpływające na poziom ROS w oocycie (NADPH). Przekazują wiele czynników modulujących metabolizm i aktywność mitochondriów oocytu (NO, cAMP i cGMP). Ponadto mogą modulować poziom apoptozy innych komórek ziarnistych przez oddziaływania parakrynowe oraz bezpośrednie oddziaływania za pomocą receptorów śmierci, a także modulować proces apoptozy w samym oocycie; *GP – połączenie szczelinowe, **TZP – połączenie typu „transzonal projections” – wypustka plazmatyczna z połączeniami szczelinowymi

Reasumując, komórki folikularne mogą w istotny sposób wpływać na jakość mitochondriów i samych oocytów. Jakość mitochondriów spada także wraz z wiekiem w samych komórkach folikularnych, co obniża kompetencję i jakość oocytów [9]. Jakość mitochondriów komórek folikularnych może stwarzać poważne ograniczenia w efektywności sztucznego zapłodnienia i stanowić marker jakości oocytów [6,103]. Ponadto sugeruje się, że komórki folikularne mogą umożliwiać eliminację oocytów niosących poważne uszkodzenia genomu po narażeniu na stres genotoksyczny, a pozbawienie oocytów komórek towarzyszących podczas hodowli może znacząco obniżyć efektywność punktów kontrolujących cykl komórkowy i narazić potomstwo na odziedziczenie poważnych wad genetycznych [61].

Miochondria a techniki wspomaganego rozrodu

Od 35 roku życia gwałtownie spada płodność kobiet, co jest spowodowane głównie spadkiem jakości oocytów. Wskazują na to m.in. badania z wykorzystaniem przeszczepów mitochondriów dawców w młodym wieku, które przywracają prawidłowe funkcjonowanie oocytów pacjentek w starszym wieku [10]. Proces ten jest związany ze wzrostem liczby tzw. „starych oocytów”, które nie są zdolne do ukończenia podziału mejotycznego, zapłodnienia i podtrzymania rozwoju zarodka oraz z wyczerpywaniem się rezerwy jajnikowej [29]. Wiadomo, że starzenie się organizmów jest skorelowane z zaburzeniem funkcji mitochondriów, szczególnie w niedzielących się komórkach, takich jak jajnikowe oocyty [30]. W starzejących się jajnikach rośnie poziom stresu oksydacyjnego, co wiąże się ze wzrostem uszkodzeń oksydacyjnych lipidów, białek i DNA. Dotyczy to oocytów, komórek tworzących pęcherzyki jajnikowe, komórek zrębu oraz komórek śródmiąższowych jajnika [60]. Jednocześnie procesowi temu towarzyszy spadek ekspresji enzymów antyoksydacyjnych [60]. Natomiast zmiany w genach związanych z procesem OXPHOS prowadzą do wzrostu stresu oksydacyjnego, obniżenia poziomu ATP w komórkach i mogą spowodować niewydolność jajników oraz utratą ich funkcji [110]. Ponadto, wraz z wiekiem matki spada liczba kopii mtDNA, co dodatkowo może ograniczać poziom ATP i kompetencje rozwojowe oocytów [50,56]. Towarzyszący temu procesowi wzrost liczby mutacji w mtDNA wykazuje odwrotną korelację z poziomem zapłodnienia oraz rozwojem zarodków. Inne badania wskazują na silny związek między zawartością mtDNA w oocycie, a zdolnością oocytu do aktywacji, co przekłada się na liczbę uzyskiwanych zarodków [91,96]. Oocyty Tfam+/−, które wykazują zaburzenia w replikacji genomu mitochondrialnego mogą się rozwijać prawidłowo do stadium blastocysty mimo znacznie zmniejszonej liczby kopii mtDNA, ale próg krytyczny 40 000-50 000 kopii mtDNA jest niezbędny do właściwego rozwoju poimplantacyjnego [111]. Chociaż liczba kopii mtDNA jest często uznawana jako marker jako- ści i kompetencji rozwojowych oocytów nie odzwierciedla jednak ich stanu w komórce. Niektóre badania wskazują na podwyższenie ilości mtDNA w oocytach samic cierpiących na zaburzenia metaboliczne związane z otyłością czy dietą wysokotłuszczową [48,65], dlatego w niektórych przypadkach wzrost liczby mitochondriów może być mechanizmem kompensującym spadek ich jakości. Z tego powodu liczba kopii mtDNA nie zawsze jest dobrym markerem jakości samych oocytów [48].

Zgodnie z omawianą koncepcją, ochrona przed działaniem tego rodzaju czynników stresowych powinna być priorytetem w technikach wspomaganego rozrodu. Jednak w celu zwiększenia liczby owulowanych oocytów w technikach wspomaganego rozrodu stosuje się hormonalną hiperstymulację jajników obniżającą jakość uzyskiwanych komórek. Otrzymane oocyty cechują się wyższym poziomem delecji w obrębie mtDNA w porównaniu z oocytami owulowanymi w sposób naturalny [38]. Prowadzenie hodowli oocytów poza organizmem matki może doprowadzić do zmiany ekspresji niektórych genów mitochondrialnych oraz częstszych mutacji w obrębie genomu mitochondrialnego. Odpowiednia zawartość ATP w oocytach MII w komórce została określona jako warunek konieczny do prawidłowego zapłodnienia oocytu i rozwoju zarodków, a nawet do udanego zabiegu krioprezerwacji oocytów w technikach wspomaganego rozrodu [128]. Zarówno liczba kopii mtDNA jak i związany z nią poziom ATP w oocytach ssaków są uznawane za markery jakości oocytów. Oocyty o mniejszej liczbie kopii mtDNA czy związanym z tym spadkiem poziomu ATP, cechują się mniejszymi kompetencjami rozwojowymi. Wtedy obserwuje się obniżenie liczby zapłodnionych oocytów i uzyskanych zarodków w stadium blastocysty. Uważa się również, że odpowiedni poziom mtDNA i ATP jest konieczny podczas implantacji zarodka i rozwoju łożyska [108,111,112]. Zgodnie z tym mitochondria są organellami szczególnie podatnymi na czynniki stresowe i utratę swoich funkcji na skutek starzenia się organizmu. Jak wiadomo, problem niepłodności dotyczy głównie kobiet w zaawansowanym wieku reprodukcyjnym i w wielu przypadkach może być konsekwencją nieprawidłowości w funkcjonowaniu mitochondriów. Ponadto zawartość tlenu w macicy i jajowodzie wynosi 2-8%, podczas gdy w warunkach in vitro przekracza 20%. Wydłuża to czas osiągania przez zarodek stadium blastocysty i opóźnia czas implantacji, a także drastycznie podnosi wytwarzanie ROS [34,52]. Mutacje w genomie mitochondrialnym zostały określone jako przyczyna wielu schorzeń wieku postnatalnego związanych z zaburzeniami metabolicznymi, nowotworzeniem, czy aberracjami chromosomowymi [10]. Mutacje mitochondrialne, których częstość wzrasta z wiekiem, zostały również określone, jako prawdopodobna przyczyna powstawania zespołu policystycznych jajników, choroby upośledzającej prawidłowe funkcjonowanie jajników i dotykającej ponad 6% kobiet w wieku reprodukcyjnym. Wiadomo, że PCOS jest skorelowany z podwyższonym poziomem wolnych rodników i zaburzeniem homeostazy antyoksydantów w jajniku. Często towarzyszy również typowym dla zaburzeń mitochondrialnych zespołom metabolicznym związanymi z insulinoopornością, hiperinsulinemią, otyłością i cukrzycą typu 2 [116]. Wymienione wyżej nieprawidłowości związane z dietą, wiekiem i otyłością również zostały skorelowane z zaburzeniami mitochondrialnymi w komórkach jajowych, ze wzrostem aneuploidii oraz poronień i nieprawidłowości rozwojowych potomstwa [40].

Źródło mutacji mitochondrialnych

Istnieje koncepcja, według której głównym powodem pojawienia się w toku ewolucji oocytu, jako dużej nieruchliwej komórki jest możliwość utrzymywania obniżonej aktywności mitochondriów będących rezerwuarem matrycowego, mitochondrialnego genomu przechowywanego dla komórek potomnych [26,54]. Koncepcja ta wskazuje na ważną rolę mitochondriów w powstaniu płci, a także stanowi podstawę do rozważań nad kierunkami badań prowadzonych nad biologią rozrodu, stawiających sobie za cel ochronę jakości gamet i walkę z niepłodnością. Zgodnie z tą hipotezą mitochondria oocytów mają słabo rozwinięte grzebienie mitochondrialne [92] oraz niski potencjał błony mitochondrialnej, co zabezpiecza je przed mutacjami w mtDNA, które mogłyby powstawać w wyniku działania wolnych form tlenu [54]. Transport elektronów w mitochondriach wywołuje powstawanie mutagennych wolnych rodników, powodując nagromadzenie mutacji w mitochondrialnym DNA w ciągu życia [27]. Wolne rodniki istnieją bardzo krótko i aktywnie reagują z wieloma składnikami organicznymi komórki włączając w to białka, lipidy i kwasy nukleinowe [60]. Uważa się, że oprócz działania wolnych rodników główną przyczyną powstawania mutacji mitochondrialnych są błędy podczas replikacji mtDNA [120]. Powstałe błędy są następnie powielane klonalnie wraz z kolejnymi replikacjami uszkodzonej cząsteczki [32]. Tworzenie się wolnych rodników i dysfunkcje mitochondriów są również odpowiedzialne za poowulacyjne starzenie się oocytów [63]. Mutacje mtDNA wpływają również na starzenie się jajników, który jest procesem odmiennym i polegającym na utracie rezerwy jajnikowej tworzącej pulę komórek rozrodczych wykorzystywanych przez okres rozrodczy kobiety. Rezerwa jajnikowa nie podlega odnowie w okresie postnatalnym i stopniowo się wyczerpuje w kolejnych cyklach owulacyjnych, na skutek atrezji pęcherzyków jajnikowych oraz utraty oocytów w kolejnych cyklach owulacyjnych. Następstwem tego procesu jest wejście kobiet w okres menopauzy [33]. Wiadomo, że mutacje mtDNA mogą być związane z przedwczesną menopauzą z powodu utraty rezerwy jajnikowej, a najnowsze badania jako przyczynę tego zjawiska wskazują utratę funkcji komórek folikularnych [11,102].

Wiele przykładów dotyczących wpływu uszkodzeń mtDNA na funkcjonowanie organizmu pochodzi z badań tzw. myszy mutatorowej (mtDNA mutator mice), która ma zmutowaną podjednostkę polimerazy γ, odpowiedzialną za syntezę pozajądrowego DNA. W wyniku błędów zmutowanej polimerazy obserwuje się liczne punktowe mutacje w obrębie mtDNA, formowanie się liniowych cząsteczek z dużymi fragmentami ulegają- cymi delecji oraz cząsteczek ze zwielokrotnionym regionem niekodującym, który kontroluje funkcjonowanie genomu mitochondrialnego [4]. Takie myszy wykazują fenotyp przedwczesnego starzenia się z wieloma objawami typowymi dla wieku podeszłego. U myszy takich obserwuje się zmniejszenie żywotności do 42-43 tygodni, utratę masy ciała, masy mięśniowej oraz podskórnej tkanki tłuszczowej. Zaobserwowano również zmniejszenie płodności, zaburzenia słuchu, niedokrwistość oraz anemię [77]. Innym skutkiem obserwowanym u myszy mutatorowych jest niemal zupełny brak rekombinacji w obrębie mtDNA [81] (apomictic pathogens), która jest głównym mechanizmem zapewniającym integralność genomu w oocytach [15]. Myszy heteroplazmatyczne obarczone zdefiniowanym zestawem mutacji nie wykazują rekombinacji w obrębie cząsteczek mtDNA nawet po 50 pokoleniach. Taka obserwacja wskazuje na brak rekombinacyjnych mechanizmów naprawczych, które mogłyby redukować poziom mutacji w komórkach z uszkodzonym genomem mitochondrialnym (mechanizmy napraw przez homologiczną rekombinację stanowią podstawowy mechanizm utrzymujący integralność genomu jądrowego) [43]. Mitochondrialny DNA z powodu pozbawienia białek histonowych jest 10-50 razy bardziej narażony na uszkodzenia niż DNA jądrowy [62]. Ponadto, sam proces transportu elektronów przez błony mitochondrialne jest źródłem wolnych form tlenu, które są przyczyną uszkodzeń DNA i mutacji [74]. Ponieważ mtDNA zawiera wiele genów zaangażowanych w proces fosforylacji oksydacyjnej utrzymanie jego odpowiedniej jakości jest konieczne do zapewnienia odpowiedniego poziomu ATP, powstającego w procesie fosforylacji oksydacyjnej i koniecznego do energochłonnych podziałów komórkowych, takich jak rozpad osłonki jądrowej, formowanie się wrzeciona czy proces zapłodnienia [118]. Tak więc, wytwarzanie wolnych form tlenu przez mitochondria jest zjawiskiem nieodłącznie związanym z wytwarzaniem energii przez te organella. Jednocześnie w procesie wytwarzania ATP jest konieczne utrzymanie odpowiedniej aktywności mitochondriów, a więc takiej, która nie przekracza zdolności mitochondrialnych enzymów antyoksydacyjnych oraz białek naprawczych do usuwania powstałych w wyniku wytwarzania ATP rodników oraz uszkodzeń mtDNA [88]. Należy pamiętać, że ROS mogą mieć także pochodzenie egzogenne, które jest wynikiem oddziaływania środowiska życia, co również może mieć duże znaczenie dla jakości gemonu mitochondrialnego. Jako przykłady egzogennych czynników wpływających na wzrost stresu oksydacyjnego w organizmie można zaliczyć palenie tytoniu, alkohol, zanieczyszczenia środowiska, otyłość, a także niektóre choroby np. cukrzyca typu 2 oraz stany zapalne [10,89,93].

Dotąd opisano wiele (około 150) mutacji mtDNA. Najczęściej są to mutacje punktowe, które w dorosłym organizmie wykazują mozaikowy charakter i występują w różnych proporcjach między komórkami organizmu [10,45]. Najpowszechniejszą delecją w oocytach, obejmującą kilka genów mitochondrialnego genomu (w tym: ATP-azy 6 i 8, oksydazy cytochromu III i kilku podjednostek oksydoreduktazy NADQ-CoQ), jest mutacja o długości 4977bp (ΔmtDNA4977). Mutacja ta dotyczy regionu związanego z 13bp powtórzeniami między pozycjami 8470 i 13,477 genomu mitochondrialnego [113]. Akumulację delecji ΔmtDNA4977 obserwowano w starych i niedzielących się tkankach włączając w to jajniki. Dlatego jest markerem starzenia się i jakości mitochondrialnego genomu w oocytach [53]. Występowanie innej dużej delecji mtDNA (ΔmtDNA5286) również koreluje z jakością oocytów w metodach zapłodnienia pozaustrojowego, jednak w tym przypadku nie wykazano związku z wiekiem matki [117]. Tak więc, stan zgromadzonych w oocycie mitochondriów rzutuje na całe życie zarówno prenatalne, jak i postnatalne. Okazuje się bowiem, że nawet niewiele odziedziczonych po matce mutacji w mtDNA może zaburzać funkcjonowanie mózgu oraz powodować przyspieszone starzenie się potomstwa [87]. Poziom mutacji mtDNA może rosnąć głównie jako skutek braku napraw DNA, działania ROS lub błędów replikacyjnych podczas prawidłowej syntezy mtDNA [57]. Niestety, wydaje się, że mutacje wielu mitochondriów w oocytach w modelach mysich często nie powodują natychmiastowego obniżenia płodności, co sprawia, że heteroplazma i mutacje mogą być przekazywane potomstwu mimo obniżania jego żywotności [49]. Odsetek zmutowanego mtDNA w komórkach, przy którym pojawiają się widoczne objawy chorobowe waha się między 60 a 90%, w zależności od rodzaju i liczby zmutowanych genów oraz typu mutacji (wielkoskalowe delecje lub punktowe mutacje) [90]. Kobiety bez wyraźnych objawów chorobowych i ze średnią zawartością zmutowanego mtDNA mogą wytwarzać oocyty obarczone różnym poziomem mutacji, a więc zdrowe kobiety mogą posiadać chore potomstwo [22]. Mutacje mtDNA mogą być przekazywane z matki na potomstwo powodując choroby związane z dysfunkcjami w mtDNA, dotyka to 1 dziecko na 5000 dzieci [42]. Obecnie znanych jest wiele chorób związanych z zaburzeniami funkcji mitochondriów w komórkach. Należą do nich: mitochondrialna encefalopatia, chroniczna kwasica mleczanowa, miopatia mitochondrialna, encefalopatia, występowanie incydentów podobnych do udarów (MELAS), zespół MNGIE, cukrzyca typu 2, choroby układu krążenia czy nowotwory [70]. Jak dotąd brak jest terapii chorób mitochondrialnych, a niemendlowski charakter dziedziczenia tego rodzaju schorzeń ogranicza możliwości korzystania z wywiadu rodzinnego i diagnostyki przedimplantacyjnej (ryc.2) [13].

Ryc. 2. Schemat mitochondrialnego genomu z uwzględnieniem powszechnie występujących chorób z nim związanych oraz przykładowe mutacje będące przyczynami powstania opisanych chorób; uwzględniono również delecję w pozycji 4977bp, będąca markerem jakości żeńskich komórek rozrodczych

Podsumowanie

W leczeniu niepłodności często stosuje się techniki wspomaganego rozrodu. W przypadku chorób mitochondrialnych wiele z tych technik może pogorszyć jakość mitochondrialnego genomu. Również metody wirtyfikacyjne polegające na przechowywaniu zamrożonych komórek jajowych niekorzystnie wpływają na jakość zgromadzonych w oocycie mitochondriów. Pozyskiwanie komórek jajowych do zabiegów ART często wiąże się z koniecznością stosowania hiperstymulacji jajników, co może prowadzić do owulacji oocytów o obniżonym poziomie ATP oraz nieprawidłowego ułożenia mitochondriów [35]. Zarówno w oocytach, jak i komórkach ziarnistych uzyskiwanych tym sposobem występuje obniżona liczba kopii mtDNA i zaburzenia w ekspresji genów [21]. Wiele metod leczenia niepłodności może więc pogorszyć sytuację w przypadkach zaburzeń mitochondrialnych i spowodować przekazanie chorób i zaburzeń metabolicznych potomstwu. Wiedza na temat metabolizmu oocytów, a także roli mitochondriów w utrzymaniu płodności jest niepełna. Wiele przedstawionych w artykule danych opiera się na badaniach wykorzystujących modele zwierzęce, które – zależnie od zastosowanego modelu – nierzadko wykazują duże różnice w uzyskiwanych wynikach. Dlatego potrzebne są dalsze badania, które uzupełnią wiedzę na temat roli mitochondriów w płodności człowieka i pozwolą na stworzenie nowych terapii w celu polepszenia jakości ludzkich komórek rozrodczych.

Przypisy

• 1. Acton B.M., Jurisicova A., Jurisica I., Casper R.F.: Alterations in mitochondrial membrane potential during preimplantation stages of mouse and human embryo development. Mol. Hum. Reprod., 2004; 10: 23-32
  Google Scholar
• 2. Alexeyev M., Shokolenko I., Wilson G., LeDoux S.: The maintenance of mitochondrial DNA integrity – critical analysis and update. Cold Spring Harb. Perspect. Biol., 2013; 5: a012641
  Google Scholar
• 3. Amaral A., Lourenço B., Marques M., Ramalho-Santos J.: Mitochondria functionality and sperm quality. Reproduction, 2013; 146: R163-R174
  Google Scholar
• 4. Ameur A., Stewart J.B., Freyer C., Hagström E., Ingman M., Larsson N.G., Gyllensten U.: Ultra-deep sequencing of mouse mitochondrial DNA: mutational patterns and their origins. PLoS Genet., 2011; 7: e1002028
  Google Scholar
• 5. Ankel-Simons F., Cummins J.M.: Misconceptions about mitochondria and mammalian fertilization: implications for theories on human evolution. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1996; 93: 13859-13863
  Google Scholar
• 6. Assou S., Haouzi D., De Vos J., Hamamah S.: Human cumulus cells as biomarkers for embryo and pregnancy outcomes. Mol. Hum. Reprod., 2010; 16: 531-538
  Google Scholar
• 7. Baumann C.G., Morris D.G., Sreenan J.M., Leese H.J.: The quiet embryo hypothesis: molecular characteristics favoring viability. Mol. Reprod. Dev., 2007; 74: 1345-1353
  Google Scholar
• 8. Bavister B.D., Squirrell J.M.: Mitochondrial distribution and function in oocytes and early embryos. Hum. Reprod., 2000; 15: 189-198
  Google Scholar
• 9. Ben-Meir A., Yahalomi S., Moshe B., Shufaro Y., Reubinoff B., Saada A.: Coenzyme Q-dependent mitochondrial respiratory chain activity in granulosa cells is reduced with aging. Fertil. Steril., 2015; 104: 724-727
  Google Scholar
• 10. Bentov Y., Casper R.F.: The aging oocyte – can mitochondrial function be improved? Fertil. Steril, 2013; 99: 18-22
  Google Scholar
• 11. Boucret L., Chao de la Barca J.M., Morinière C., Desquiret V., Ferré-L’Hôtellier V., Descamps P., Marcaillou C., Reynier P., Procaccio V., May-Panloup P.: Relationship between diminished ovarian reserve and mitochondrial biogenesis in cumulus cells. Hum Reprod., 2015; 30: 1653-1664
  Google Scholar
• 12. Bratic I., Hench J., Henriksson J., Antebi A., Bürglin T.R., Trifunovic A.: Mitochondrial DNA level, but not active replicase, is essential for Caenorhabditis elegans development. Nucleic Acids Res., 2009; 37: 1817-1828
  Google Scholar
• 13. Brown D.T., Herbert M., Lamb V.K., Chinnery P.F., Taylor R.W., Lightowlers R.N., Craven L., Cree L., Gardner J.L., Turnbull D.M.: Transmission of mitochondrial DNA disorders: possibilities for the future. Lancet, 2006; 368: 87-89
  Google Scholar
• 14. Cam H., Balciunaite E., Blais A., Spektor A., Scarpulla R.C., Young R., Kluger Y., Dynlacht B.D.: A common set of gene regulatory networks links metabolism and growth inhibition. Mol. Cell., 2004; 16: 399-411
  Google Scholar
• 15. Carroll J., Marangos P.: The DNA damage response in mammalian oocytes. Front. Genet., 2013; 4: 117
  Google Scholar
• 16. Cetica P.D., Pintos L.N., Dalvit G.C., Beconi M.T.: Antioxidant enzyme activity and oxidative stress in bovine oocyte in vitro maturation. IUBMB Life, 2001; 51: 57-64
  Google Scholar
• 17. Chen X., Prosser R., Simonetti S., Sadlock J., Jagiello G., Schon E.A.: Rearranged mitochondrial genomes are present in human oocytes. Am. J. Hum. Genet., 1995; 57: 239-247
  Google Scholar
• 18. Cheng Y., Yata A., Klein C., Cho J.H., Deguchi M., Hsueh A.J.: Oocyte-expressed interleukin 7 suppresses granulosa cell apoptosis and promotes oocyte maturation in rats. Biol. Reprod., 2011; 84: 707-714
  Google Scholar
• 19. Chinnery P.F., Hudson G.: Mitochondrial genetics. Br. Med. Bull., 2013; 106: 135-159
  Google Scholar
• 20. Cotterill M., Harris S.E., Collado Fernandez E., Lu J., Huntriss J.D., Campbell B.K., Picton H.M.: The activity and copy number of mitochondrial DNA in ovine oocytes throughout oogenesis in vivo and during oocyte maturation in vitro. Mol. Hum. Reprod., 2013; 19: 444-450
  Google Scholar
• 21. Cree L.M., Hammond E.R., Shelling A.N., Berg M.C., Peek J.C., Green M.P.: Maternal age and ovarian stimulation independently affect oocyte mtDNA copy number and cumulus cell gene expression in bovine clones. Hum. Reprod., 2015; 30: 1410-1420
  Google Scholar
• 22. Cree L.M., Samuels D.C., Chinnery P.F.: The inheritance of pathogenic mitochondrial DNA mutations. Biochim. Biophys. Acta, 2009; 1792: 1097-1102
  Google Scholar
• 23. Cummins J.M.: Mitochondria: potential roles in embryogenesis and nucleocytoplasmic transfer. Hum. Reprod. Update, 2001; 7: 217-228
  Google Scholar
• 24. Dal-Cim T., Molz S., Egea J., Parada E., Romero A., Budni J., Martín de Saavedra M.D., del Barrio L., Tasca C.I., López M.G.: Guanosine protects human neuroblastoma SH-SY5Y cells against mitochondrial oxidative stress by inducing heme oxigenase-1 via PI3K/Akt/GSK-3β pathway. Neurochem. Int., 2012; 61: 397-404
  Google Scholar
• 25. Dalton C.M., Carroll J.: Biased inheritance of mitochondria during asymmetric cell division in the mouse oocyte. J. Cell Sci., 2013; 126: 2955–2964
  Google Scholar
• 26. Dalton C.M., Szabadkai G., Carroll J.: Measurement of ATP in single oocytes: impact of maturation and cumulus cells on levels and consumption. J. Cell. Physiol., 2014; 229: 353–361
  Google Scholar
• 27. de Paula W.B., Agip A.N., Missirlis F., Ashworth R., Vizcay-Barrena G., Lucas C.H., Allen J.F.: Female and male gamete mitochondria are distinct and complementary in transcription, structure, and genome function. Genome Biol. Evol., 2013; 5: 1969-1977
  Google Scholar
• 28. de Paula W.B., Lucas C.H., Agip A.N., Vizcay-Barrena G., Allen J.F.: Energy, ageing, fidelity and sex: oocyte mitochondrial DNA as a protected genetic template. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci., 2013; 368: 20120263
  Google Scholar
• 29. Eiachenlaub-Ritter U.: Oocyte ageing and its cellular basis. Int. J. Dev. Biol., 2012; 56: 841-852
  Google Scholar
• 30. Eichenlaub-Ritter U., Wieczorek M., Lüke S., Seidel T.: Age related changes in mitochondrial function and new approaches to study redox regulation in mammalian oocytes in response to age or maturation conditions. Mitochondrion, 2011; 11: 783-796
  Google Scholar
• 31. El Shourbagy S.H., Spikings E.C., Freitas M., St John J.C.: Mitochondria directly influence fertilisation outcome in the pig. Reproduction, 2006; 131: 233-245
  Google Scholar
• 32. Elson J.L., Samuels D.C., Turnbull D.M., Chinnery P.F.: Random intracellular drift explains the clonal expansion of mitochondrial DNA mutations with age. Am. J. Hum. Genet., 2001; 68: 802-806
  Google Scholar
• 33. Faddy M.J., Gosden R.G., Gougeon A., Richardson S.J., Nelson J.F.: Accelerated disappearance of ovarian follicles in mid-life: implications for forecasting menopause. Hum. Reprod., 1992; 7: 1342-1346
  Google Scholar
• 34. Fischer B., Bavister B.D.: Oxygen tension in the oviduct and uterus of rhesus monkeys, hamsters and rabbits. J. Reprod. Fertil., 1993; 99: 673-679
  Google Scholar
• 35. Ge H.S., Zhang F., Li X.H., Chen H., Xi H.T., Huang J.Y., Zhu C.F., Lü J.Q.: Effects of controlled ovarian hyperstimulation on mitochondria copy number and functions in murine oocytes. Zhonghua Fu Chan Ke Za Zhi, 2013; 48: 858-861
  Google Scholar
• 36. Ghaffari Novin M., Noruzinia M., Allahveisi A., Saremi A., Fadaei Fathabadi F., Mastery Farahani R., Dehghani Fard A., Pooladi A., Mazaherinezhad Fard R., Yousefian E.: Comparison of mitochondrial- -related transcriptional levels of TFAM, NRF1 and MT-CO1 genes in single human oocytes at various stages of the oocyte maturation. Iran. Biomed. J., 2015; 19: 23-28
  Google Scholar
• 37. Ghiselli F., Milani L., Guerra D., Chang P.L., Breton S., Nuzhdin S.V., Passamonti M.: Structure, transcription, and variability of metazoan mitochondrial genome: perspectives from an unusual mitochondrial inheritance system. Genome Biol. Evol., 2013; 5: 1535-1554
  Google Scholar
• 38. Gibson T.C., Kubisch H.M., Brenner C.A.: Mitochondrial DNA deletions in rhesus macaque oocytes and embryos. Mol. Hum. Reprod., 2005; 11: 785-789
  Google Scholar
• 39. Goo C.K., Lim H.Y., Ho Q.S., Too H.P., Clement M.V., Wong K.P.: PTEN/Akt signaling controls mitochondrial respiratory capacity through 4E-BP1. PLoS One, 2012; 7: e45806
  Google Scholar
• 40. Grindler N.M., Moley K.H.: Maternal obesity, infertility and mitochondrial dysfunction: potential mechanisms emerging from mouse model systems. Mol. Hum. Reprod., 2013; 19: 486-494
  Google Scholar
• 41. Grupen C.G., Armstrong D.T.: Relationship between cumulus cell apoptosis, progesterone production and porcine oocyte developmental competence: temporal effects of follicular fluid during IVM. Reprod. Fertil. Dev., 2010; 22: 1100-1109
  Google Scholar
• 42. Haas R.H., Parikh S., Falk M.J., Saneto R.P., Wolf N.I., Darin N., Cohen B.H.: Mitochondrial disease: a practical approach for primary care physicians. Pediatrics, 2007; 120: 1326-1333
  Google Scholar
• 43. Hagström E., Freyer C., Battersby B.J., Stewart J.B., Larsson N.G.: No recombination of mtDNA after heteroplasmy for 50 generations in the mouse maternal germline. Nucleic Acids Res., 2014; 42: 1111- 1116
  Google Scholar
• 44. Harris S.E., Leese H.J., Gosden R.G., Picton H.M.: Pyruvate and oxygen consumption throughout the growth and development of murine oocytes. Mol. Reprod. Dev., 2009; 76: 231-238
  Google Scholar
• 45. Holt I.J., Harding A.E., Morgan-Hughes J.A.: Deletions of muscle mitochondrial DNA in patients with mitochondrial myopathies. Nature, 1988; 331: 717-719
  Google Scholar
• 46. Holt J.E., Jones K.T.: Control of homologous chromosome division in the mammalian oocyte. Mol. Hum. Reprod., 2009; 15: 139-147
  Google Scholar
• 47. Hussein T.S., Froiland D.A., Amato F., Thompson J.G., Gilchrist R.B.: Oocytes prevent cumulus cell apoptosis by maintaining a morphogenic paracrine gradient of bone morphogenetic proteins. J. Cell Sci., 2005; 118: 5257-5268
  Google Scholar
• 48. Igosheva N., Abramov A.Y., Poston L., Eckert J.J., Fleming T.P., Duchen M.R., McConnell J.: Maternal diet-induced obesity alters mitochondrial activity and redox status in mouse oocytes and zygotes. PLoS One, 2010; 5: e10074
  Google Scholar
• 49. Inoue K., Nakada K., Ogura A., Isobe K., Goto Y., Nonaka I., Hayashi J.I.: Generation of mice with mitochondrial dysfunction by introducing mouse mtDNA carrying a deletion into zygotes. Nat. Genet., 2000; 26: 176-181
  Google Scholar
• 50. Iwata H., Goto H., Tanaka H., Sakaguchi Y., Kimura K., Kuwayama T., Monji Y.: Effect of maternal age on mitochondrial DNA copy number, ATP content and IVF outcome of bovine oocytes. Reprod. Fertil. Dev., 2011; 23: 424-432
  Google Scholar
• 51. Kaneko T., Saito H., Takahashi T., Ohta N., Saito T., Hiroi M.: Effects of controlled ovarian hyperstimulation on oocyte quality in terms of the incidence of apoptotic granulosa cells. J. Assist. Reprod. Genet., 2000; 17: 580-585
  Google Scholar
• 52. Kimura N., Tsunoda S., Iuchi Y., Abe H., Totsukawa K., Fujii J.: Intrinsic oxidative stress causes either 2-cell arrest or cell death depending on developmental stage of the embryos from SOD1-deficient mice. Mol. Hum. Reprod., 2010; 16: 441-451
  Google Scholar
• 53. Kitagawa T., Suganuma N., Nawa A., Kikkawa F., Tanaka M., Ozawa T., Tomoda Y.: Rapid accumulation of deleted mitochondrial deoxyribonucleic acid in postmenopausal ovaries. Biol. Reprod., 1993; 49: 730-736
  Google Scholar
• 54. Kogo N., Tazaki A., Kashino Y., Morichika K., Orii H., Mochii M., Watanabe K.: Germ-line mitochondria exhibit suppressed respiratory activity to support their accurate transmission to the next generation. Dev. Biol., 2011; 349: 462-469
  Google Scholar
• 55. Kujjo L.L., Perez G.I.: Ceramide and mitochondrial function in aging oocytes: joggling a new hypothesis and old players. Reproduction, 2012; 143: 1-10
  Google Scholar
• 56. Kushnir V.A., Ludaway T., Russ R.B., Fields E.J., Koczor C., Lewis W.: Reproductive aging is associated with decreased mitochondrial abundance and altered structure in murine oocytes. J. Assist. Reprod. Genet., 2012; 29: 637-642
  Google Scholar
• 57. Larsson N.G.: Somatic mitochondrial DNA mutations in mammalian aging. Annu. Rev. Biochem., 2010; 79: 683-706
  Google Scholar
• 58. Leese H.J., Baumann C.G., Brison D.R., McEvoy T.G., Sturmey R.G.: Metabolism of the viable mammalian embryo: quietness revisited. Mol. Hum. Reprod., 2008; 14: 667-672
  Google Scholar
• 59. Li R., Albertini D.F.: The road to maturation: somatic cell interaction and self-organization of the mammalian oocyte. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 2013; 14: 141-152
  Google Scholar
• 60. Lim J., Luderer U.: Oxidative damage increases and antioxidant gene expression decreases with aging in the mouse ovary. Biol. Reprod., 2011; 84: 775-782
  Google Scholar
• 61. Lin F., Ma X.S., Wang Z.B., Wang Z.W., Luo Y.B., Huang L., Jiang Z.Z., Hu M.W., Schatten H., Sun Q.Y.: Different fates of oocytes with DNA double-strand breaks in vitro and in vivo. Cell Cycle, 2014; 13: 2674-2680
  Google Scholar
• 62. Liu P., Demple B.: DNA repair in mammalian mitochondria: much more than we thought? Environ. Mol. Mutagen., 2010; 51: 417-426
  Google Scholar
• 63. Lord T., Aitken R.J.: Oxidative stress and ageing of the post-ovulatory oocyte. Reproduction, 2013; 146: R217-R227
  Google Scholar
• 64. Luo S.M., Ge Z.J., Wang Z.W., Jiang Z.Z., Wang Z.B., Ouyang Y.C., Hou Y., Schatten H., Sun Q.Y.: Unique insights into maternal mitochondrial inheritance in mice. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2013; 110: 13038-13043
  Google Scholar
• 65. Luzzo K.M., Wang Q., Purcell S.H., Chi M., Jimenez P.T., Grindler N., Schedl T., Moley K.H.: High fat diet induced developmental defects in the mouse: oocyte meiotic aneuploidy and fetal growth retardation/brain defects. PLoS One, 2012; 7: e49217
  Google Scholar
• 66. Mahrous E., Yang Q., Clarke H.J.: Regulation of mitochondrial DNA accumulation during oocyte growth and meiotic maturation in the mouse. Reproduction, 2012; 144: 177-185
  Google Scholar
• 67. Mao J., Whitworth K.M., Spate L.D., Walters E.M., Zhao J., Prather R.S.: Regulation of oocyte mitochondrial DNA copy number by follicular fluid, EGF, and neuregulin 1 during in vitro maturation affects embryo development in pigs. Theriogenology, 2012; 78: 887-897
  Google Scholar
• 68. Matsuda F., Inoue N., Manabe N., Ohkura S.: Follicular growth and atresia in mammalian ovaries: regulation by survival and death of granulosa cells. J. Reprod. Dev., 2012; 58: 44-50
  Google Scholar
• 69. McGinnis L.K., Limback S.D., Albertini D.F.: Signaling modalities during oogenesis in mammals. Curr. Top. Dev. Biol., 2013; 102: 227-242
  Google Scholar
• 70. McInnes J.: Mitochondrial-associated metabolic disorders: foundations, pathologies and recent progress. Nutr. Metab., 2013; 10: 63
  Google Scholar
• 71. Ménézo Y., Dale B., Cohen M.: DNA damage and repair in human oocytes and embryos: a review. Zygote, 2010; 18: 357-365
  Google Scholar
• 72. Miao Y., Liu X., Qiao T.W., Miao D.Q., Luo M.J., Tan J.H.: Cumulus cells accelerate aging of mouse oocytes. Biol. Reprod., 2005; 73: 1025-1031
  Google Scholar
• 73. Motta P.M., Nottola S.A., Makabe S., Heyn R.: Mitochondrial morphology in human fetal and adult female germ cells. Hum. Reprod., 2000; 15: 129-147
  Google Scholar
• 74. Muftuoglu M., Mori M.P., de Souza-Pinto N.C.: Formation and repair of oxidative damage in the mitochondrial DNA. Mitochondrion, 2014; 17: 164-181
  Google Scholar
• 75. Nagano M., Katagiri S., Takahashi Y.: Relationship between bovine oocyte morphology and in vitro developmental potential. Zygote, 2006; 14: 53-61
  Google Scholar
• 76. Nakada K., Hayashi J.I.: Transmitochondrial mice as models for mitochondrial DNA-based diseases. Exp. Anim., 2011; 60: 421-431
  Google Scholar
• 77. Niu X., Trifunovic A., Larsson N.G., Canlon B.: Somatic mtDNA mutations cause progressive hearing loss in the mouse. Exp. Cell Res., 2007; 313:3924-3934
  Google Scholar
• 78. Opiela J., Lipiński D., Słomski R., Katska-Ksiazkiewicz L.: Transcript expression of mitochondria related genes is correlated with bovine oocyte selection by BCB test. Anim. Reprod. Sci., 2010; 118: 188-193
  Google Scholar
• 79. Palmer C.S., Osellame L.D., Stojanovski D., Ryan M.T.: The regulation of mitochondrial morphology: intricate mechanisms and dynamic machinery. Cell. Signal., 2011; 23: 1534-1545
  Google Scholar
• 80. Perez G.I., Jurisicova A., Wise L., Lipina T., Kanisek M., Bechard A., Takai Y., Hunt P., Roder J., Grynpas M., Tilly J.L.: Absence of the proapoptotic Bax protein extends fertility and alleviates age-related health complications in female mice. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2007; 104: 5229-5234
  Google Scholar
• 81. Piganeau G., Gardner M., Eyre-Walker A.: A broad survey of recombination in animal mitochondria. Mol. Biol. Evol., 2004; 21: 2319-2325
  Google Scholar
• 82. Prasad S., Tiwari M., Koch B., Chaube S.K.: Morphological, cellular and molecular changes during postovulatory egg aging in mammals. J. Biomed. Sci., 2015; 22: 36
  Google Scholar
• 83. Qiao T.W., Liu N., Miao D.Q., Zhang X., Han D., Ge L., Tan J.H.: Cumulus cells accelerate aging of mouse oocytes by secreting a soluble factor (s). Mol. Reprod. Dev., 2007; 75: 521-528
  Google Scholar
• 84. Ramalho-Santos J.: A sperm’s tail: the importance of getting it right. Hum. Reprod., 2011; 26: 2590-2591
  Google Scholar
• 85. Reynier P., May-Panloup P., Chrétien M.F., Morgan C.J., Jean M., Savagner F., Barrière P., Malthièry Y.: Mitochondrial DNA content affects the fertilizability of human oocytes. Mol. Hum. Reprod., 2001; 7: 425-429
  Google Scholar
• 86. Rieger D., Luciano A.M., Modina S., Pocar P., Lauria A., Gandolfi F.: The effects of epidermal growth factor and insulin-like growth factor I on the metabolic activity, nuclear maturation and subsequent development of cattle oocytes in vitro. J. Reprod. Fertil, 1998; 112: 123-130
  Google Scholar
• 87. Ross J.M., Coppotelli G., Hoffer B.J., Olson L.: Maternally transmitted mitochondrial DNA mutations can reduce lifespan. Sci. Rep., 2014; 4: 6569
  Google Scholar
• 88. Ruder E.H., Hartman T.J., Goldman M.B.: The role of mitochondria from mature oocyte to viable blastocyst. Curr. Opin. Obstet. Gynecol., 2009; 21: 219-222
  Google Scholar
• 89. Ruder E.H., Hartman T.J., Goldman M.B.: Impact of oxidative stress on female fertility. Curr. Opin. Obstet. Gynecol., 2009; 21: 219- 222
  Google Scholar
• 90. Russell O., Turnbull D.: Mitochondrial DNA disease-molecular insights and potential routes to a cure. Exp. Cell Res., 2014; 325: 38-43
  Google Scholar
• 91. Santos T.A., El Shourbagy S., St John J.C.: Mitochondrial content reflects oocyte variability and fertilization outcome. Fertil. Steril., 2006; 85: 584-591
  Google Scholar
• 92. Sathananthan A.H., Trounson A.O.: Mitochondrial morphology during preimplantational human embryogenesis. Hum. Reprod., 2000; 15: 148-159
  Google Scholar
• 93. Shkolnik K., Tadmor A., Ben-Dor S., Nevo N., Galiani D., Dekel N.: Reactive oxygen species are indispensable in ovulation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2011; 108: 1462-1467
  Google Scholar
• 94. Soleimani R., Heytens E., Darzynkiewicz Z., Oktay K.: Mechanisms of chemotherapy-induced human ovarian aging: double strand DNA breaks and microvascular compromise. Aging, 2011; 3: 782-793
  Google Scholar
• 95. St. John J.C., Facucho-Oliveira J., Jiang Y., Kelly R., Salah R.: Mitochondrial DNA transmission, replication and inheritance: a journey from the gamete through the embryo and into offspring and embryonic stem cells. Hum. Reprod. Update, 2010; 16: 488-509
  Google Scholar
• 96. Stojkovic M., Machado S.A., Stojkovic P., Zakhartchenko V., Hutzler P., Gonçalves P.B., Wolf E.: Mitochondrial distribution and adenosine triphosphate content of bovine oocytes before and after in vitro maturation: correlation with morphological criteria and developmental capacity after in vitro fertilization and culture. Biol. Reprod., 2001; 64: 904-909
  Google Scholar
• 97. Sutton-McDowall M.L., Gilchrist R.B., Thompson J.G.: The pivotal role of glucose metabolism in determining oocyte developmental competence. Reproduction, 2010; 139: 685-695
  Google Scholar
• 98. Tatemoto H., Sakurai N., Muto N.: Protection of porcine oocytes against apoptotic cell death caused by oxidative stress during in vitro maturation: role of cumulus cells. Biol. Reprod., 2000; 63: 805-810
  Google Scholar
• 99. Tatone C., Eichenlaub-Ritter U., Amicarelli F.: Dicarbonyl stress and glyoxalases in ovarian function. Biochem. Soc. Trans., 2014; 42: 433-438
  Google Scholar
• 100. Tiwari M., Chaube S.K.: Moderate increase of reactive oxygen species triggers meiotic resumption in rat follicular oocytes. J. Obstet. Gynaecol. Res., 2016; 42: 536-546
  Google Scholar
• 101. Tiwari M., Prasad S., Tripathi A., Pandey A.N., Ali I., Singh A.K., Shrivastav T.G., Chaube S.K.: Apoptosis in mammalian oocytes: a review. Apoptosis, 2015; 20: 1019-1025
  Google Scholar
• 102. Trifunovic A., Wredenberg A., Falkenberg M., Spelbrink J.N., Rovio A.T., Bruder C.E., Bohlooly-Y. M., Gidlöf S., Oldfors A., Wibom R., Törnell J., Jacobs H.T., Larsson N.G.: Premature ageing in mice expressing defective mitochondrial DNA polymerase. Nature, 2004; 429: 417-423
  Google Scholar
• 103. Tsai H.D., Hsieh Y.Y., Hsieh J.N., Chang C.C., Yang C.Y., Yang J.G., Cheng W.L., Tsai F.J., Liu C.S.: Mitochondria DNA deletion and copy numbers of cumulus cells associated with in vitro fertilization outcomes. J. Reprod. Med., 2010; 55: 491-497
  Google Scholar
• 104. Van Blerkom J.: Mitochondria as regulatory forces in oocytes, preimplantation embryos and stem cells. Reprod. Biomed. Online, 2008; 16: 553-569
  Google Scholar
• 105. Van Blerkom J.: Mitochondria in human oogenesis and preimplantation embryogenesis: engines of metabolism, ionic regulation and developmental competence. Reproduction, 2004; 128: 269-280
  Google Scholar
• 106. Van Blerkom J., Davis P.: Mitochondrial signaling and fertilization. Mol. Hum. Reprod., 2007; 13: 759-770
  Google Scholar
• 107. Van Blerkom J., Davis P., Alexander S.: Inner mitochondrial membrane potential (∆Ψm), cytoplasmic ATP content and free Ca2+ levels in metaphase II mouse oocytes. Hum. Reprod., 2003; 18: 2429- 2440
  Google Scholar
• 108. Van Blerkom J., Davis P.W., Lee J.: ATP content of human oocytes and developmental potential and outcome after in-vitro fertilization and embryo transfer. Hum. Reprod., 1995; 10: 415-424
  Google Scholar
• 109. Van Blerkom J., Davis P., Thalhammer V.: Regulation of mitochondrial polarity in mouse and human oocytes: the influence of cumulus derived nitric oxide. Mol. Hum. Reprod., 2008; 14: 431-444
  Google Scholar
• 110. Venkatesh S., Kumar M., Sharma A., Kriplani A., Ammini A.C., Talwar P., Agarwal A., Dada R.: Oxidative stress and ATPase6 mutation is associated with primary ovarian insufficiency. Arch. Gynecol. Obstet, 2010; 282: 313-318
  Google Scholar
• 111. Wai T., Ao A., Zhang X., Cyr D., Dufort D., Shoubridge E.A.: The role of mitochondrial DNA copy number in mammalian fertility. Biol. Reprod., 2010; 83: 52-62
  Google Scholar
• 112. Wakefield S.L., Lane M., Mitchell M.: Impaired mitochondrial function in the preimplantation embryo perturbs fetal and placental development in the mouse. Biol. Reprod., 2011; 84: 572-580
  Google Scholar
• 113. Wang L.Y., Wang D.H., Zou X.Y., Xu C.M.: Mitochondrial functions on oocytes and preimplantation embryos. J. Zhejiang Univ. Sci. B, 2009; 10: 483-492
  Google Scholar
• 114. Wang R.S., Chang H.Y., Kao S.H., Kao C.H., Wu Y.C., Yeh S., Tzeng C.R., Chang C.: Abnormal mitochondrial function and impaired granulosa cell differentiation in androgen receptor knockout mice. Int. J. Mol. Sci., 2015; 16: 9831-9849
  Google Scholar
• 115. Wu Y., Wang X., Liu J., Bao Z., Tang D., Wu Y., Zeng S.: BIMEL- -mediated apoptosis in cumulus cells contributes to degenerative changes in aged porcine oocytes via a paracrine action. Theriogenology, 2011; 76: 1487-1495
  Google Scholar
• 116. Yeon Lee J., Baw C.K., Gupta S., Aziz N., Agarwal A.: Role of oxidative stress in polycystic ovary syndrome. Curr. Womens. Health Rev., 2010; 6: 96-107
  Google Scholar
• 117. Yesodi V., Yaron Y., Lessing J.B., Amit A., Ben-Yosef D.: The mitochondrial DNA mutation (ΔmtDNA 5286) in human oocytes : correlation with age and IVF outcome. J. Assist. Reprod. Genet., 2002; 19: 60-66
  Google Scholar
• 118. Yu Y., Dumollard R., Rossbach A., Lai F.A., Swann K.: Redistribution of mitochondria leads to bursts of ATP production during spontaneous mouse oocyte maturation. J. Cell. Physiol., 2010; 224: 672-680
  Google Scholar
• 119. Zeng H.T., Richani D., Sutton-McDowall M.L., Ren Z., Smitz J.E., Stokes Y., Gilchrist R.B., Thompson J.G.: Prematuration with cyclic adenosine monophosphate modulators alters cumulus cell and oocyte metabolism and enhances developmental competence of in vitro-matured mouse oocytes. Biol. Reprod., 2014; 91: 47
  Google Scholar
• 120. Zheng W., Khrapko K., Coller H.A., Thilly W.G., Copeland W.C.: Origins of human mitochondrial point mutations as DNA polymerase g-mediated errors. Mutat. Res., 2006; 599: 11-20
  Google Scholar

Pełna treść artykułu