Abstrakt

Ksenobiotyki podlegają w organizmie biotransformacji I i II fazy, której celem jest ich detoksyfikacja i ułatwienie wydalania. UDP-glukuronylotransferazy (UGT) – enzymy należące do II fazy metabolizmu katalizują przyłączenie kwasu glukuronowego do lipofilowego substratu zawierającego nukleofilową grupę funkcyjną. Nadrodzina UGT składa się z izoenzymów o różnej swoistości substratowej oraz odmiennym profilu ekspresji w poszczególnych tkankach. Reakcja glukuronidacji przeważnie prowadzi do dezaktywacji substratu, jednak w niektórych przypadkach (morfina, tamoksyfen) glukuronid, ma niezmienioną bądź wyższą aktywność biologiczną w stosunku do wyjściowego aglikonu. Wśród pacjentów występuje zróżnicowany poziom ekspresji UGT. Zjawisko to jest skutkiem uwarunkowań genetycznych oraz wpływu czynników epigenetycznych. Ponadto, wiele ksenobiotyków ma zdolność modulacji ekspresji genów kodujących UGT zachodzącej za pośrednictwem receptorów jądrowych. Poza tym często obserwuje się niższe stężenie UGT w tkance nowotworowej niż w prawidłowej, co wiąże się z korzystną utratą zdolności do detoksyfikacji i selektywną aktywnością leku w tkance nowotworowej. Jednak aktywność enzymów UGT jest uznana za jedną z przyczyn oporności na chemioterapię. Wydajny metabolizm detoksyfikacyjny leku z udziałem wątrobowych i jelitowych izoenzymów UGT przyczynia się do tzw. „efektu pierwszego przejścia”. Natomiast mechanizm oporności nabytej polega na indukcji ekspresji UGT przez lek lub jego metabolit. Co więcej, indukcja UGT może być skoordynowana z indukcją aktywności transporterów błonowych, głównie białek ABC, usuwających lek poza komórkę. Wymienione efekty oporności potęguje nadekspresja określonych izoenzymów UGT zaobserwowana w niektórych typach nowotworów. W wielu zaawansowanych nowotworach stwierdzono większe niż w tkance prawidłowej stężenie β-glukuronidazy. Enzym ten mógłby być celem molekularnym ukierunkowanej terapii przeciwnowotworowej, gdyż katalizuje hydrolizę β-glukuronidów do ich aktywnych aglikonów.

Wprowadzenie

Zarówno substancje egzogenne, w tym ksenobiotyki, jak i związki pochodzenia endogennego mają często charakter lipofilowy, co utrudnia ich wydalanie i sprzyja akumulacji w tkankach. Dlatego konieczne są systemy enzymatyczne, które mogą przeprowadzać konwersję niepolarnych cząsteczek do pochodnych bardziej hydrofilowych, które mogą być usunięte z organizmu. Reakcje mające na celu detoksyfikację i eliminację związków z komórki podzielono na dwie fazy metabolizmu. Reakcje I fazy obejmują procesy utleniania, redukcji i hydrolizy, a ich zadaniem jest modyfikacja struktury substratu przez wprowadzenie bądź „odsłonięcie” grup funkcyjnych, najczęściej hydroksylowej, karboksylowej lub aminowej. Dzięki temu metabolizowane związki stają się bardziej podatne na dalsze przemiany z udziałem enzymów II fazy, które katalizują reakcje sprzę- gania substratu z glukuronianem, glutationem, siarczanem i aminokwasami. W kolejnym etapie produkty sprzęgania są usuwane z komórek przez transportery błonowe (ryc. 1).

Reakcje katalizowane przez enzymy I i II fazy metabolizmu oraz transportery błonowe mają duże znaczenie z klinicznego punktu widzenia, gdyż wywierają ogromny wpływ na farmakokinetykę, farmakodynamikę, końcowy efekt terapeutyczny oraz toksyczność leków. Dlatego enzymy I i II fazy metabolizmu często określa się mianem enzymów metabolizujących leki – DME (drug-metabolizing enzymes) [56].

UGT jako enzymy II fazy metabolizmu

Jedną z głównych ścieżek metabolizmu II fazy jest glukuronidacja, czyli sprzęganie z glukuronianem. Katalizują ją glukuronylotransferazy urydynodifosforanu – UGT (UDP- -glukuronylotransferazy) biorące udział w reakcji przeniesienia kwasu glukuronowego z jego aktywnej postaci – kwasu urydyno-5’-difosfo-α-D-glukuronowego – UDPGA (UDP-glucuronic acid) na odpowiednią grupę funkcyjną aglikonu. Reakcja przebiega zgodnie z mechanizmem substytucji nukleofilowej typu drugiego SN2 (ryc. 2). Produktem reakcji jest β-D-glukuronid, który przeważnie ma obniżoną w porównaniu do substratu aktywność biologiczną i toksyczność. Obecność grup hydroksylowych reszty cukrowej oraz zdysocjowana w pH fizjologicznym grupa karboksylowa czyni glukuronid związkiem polarnym, który jest szybko usuwany z moczem i żółcią przez systemy transportujące aniony organiczne. Zatem enzymy UGT chronią organizm przed szkodliwymi substancjami powstającymi w ustroju jak i ksenobiotykami na zasadzie ich dezaktywacji i ułatwionego wydalania [27].

Substratami UGT są związki hydrofobowe, zazwyczaj o strukturze pierścieniowej, zawierające nukleofilowe atomy tlenu, azotu lub siarki. Glukuronidacji ulegają przede wszystkim ugrupowania hydroksylowe, karboksylowe, aminowe (pierwszo-, drugo- i trzeciorzędowe), tiolowe, a także kwaśne atomy węgla. Do substratów endogennych UGT należą m.in. bilirubina, kwasy żółciowe, tłuszczowe, hormony steroidowe, hormony tarczycy i witaminy rozpuszczalne w tłuszczach [72]. Glukuronidacja tych związków jest mechanizmem kontrolującym ich właściwe stę- żenie w organizmie, co zapobiega negatywnym skutkom nadmiernej ekspozycji na substancje endogenne np. hiperbilirubinemii [25]. Substraty egzogenne UGT to substancje wprowadzane do organizmu z pożywieniem, zanieczyszczenia powietrza, kancerogeny oraz liczne grupy leków: przeciwbólowe, przeciwwirusowe, przeciwnowotworowe, przeciwpadaczkowe, niesteroidowe leki przeciwzapalne, benzodiazepiny [72]. W związku z tym, UGT chronią organizm przed toksycznymi ksenobiotykami, a także uczestniczą w metabolizmie wielu leków, dzięki czemu są zaliczane do enzymów z grupy DME.

U człowieka, nadrodzina białek UGT stanowi grupę 19 funkcjonalnych izoenzymów, które ze względu na podobieństwo sekwencji nukleotydowej oraz sposób organizacji genów podzielono na rodziny (UGT1 i UGT2) i podrodziny (UGT1A, UGT2A i UGT2B) (ryc. 3) [35]. Zaobserwowano różne stężenie oraz rozmieszczenie izoenzymów UGT w poszczególnych narządach, co wskazuje, że regulacja ich ekspresji jest zależna od tkanki. Wysoką ekspresją UGT charakteryzują się tkanki narządów najbardziej narażonych na kontakt z ksenobiotykami i hormonami, tj. wątroby, nerek, płuc, przewodu pokarmowego, jajników, gruczołów mlekowych i gruczołu krokowego. Prawie wszystkie izoenzymy UGT są obecne w wątrobie, przy czym przedstawiciele podrodziny UGT2B występują tam w wyższych stężeniach niż izoenzymy z podrodziny UGT1A, a główną izoformą wątrobową jest UGT2B4. Profil ekspresji UGT w nabłonku jelita cienkiego i grubego jest zbliżony do wątrobowego, przy czym występują tu także pozawątrobowe izoenzymy: UGT1A7, 1A8 i 1A10 [15,58,62]. Tkanka żołądka charakteryzuje się obecnością przede wszystkim trzech izoenzymów: UGT2B15, 2B17 i 1A6, a tkanka nerek: UGT1A9, 2B7 i 1A6 [15,62]. Izoenzymy z podrodziny UGT2A ulegają ekspresji w nabłonku węchowym, gdzie najprawdopodobniej odgrywają rolę w terminacji sygnału zapachowego [15,50].

Zróżnicowana ekspresja UGT

Wśród pacjentów obserwuje się zróżnicowaną odpowiedź na lek, czyli różny efekt terapeutyczny oraz różne niepożądane objawy terapii. Zjawisko to zależy nie tylko od dawki i sposobu podania leku, wieku, płci i stanu zdrowia pacjenta, ale także wynika z genetycznie uwarunkowanych różnic międzyosobniczych w poziomie DME, w tym UGT, w poszczególnych narządach. Różnice potęgują zdolność do indukcji/inhibicji ekspresji enzymów UGT przez różne ksenobiotyki, w tym leki stosowane w terapii. Z punktu widzenia terapii przeciwnowotworowej istotne są różnice ekspresji tych enzymów w tkance prawidłowej i nowotworowej.

Różnice międzyosobnicze

Polimorfizm

Enzymy metabolizujące leki, w tym również izoenzymy z rodziny UGT, występują w różnych wariantach genetycznych charakteryzujących się odmiennym poziomem ekspresji i/lub aktywności. Zjawisko występowania różnych alleli danego izoenzymu u więcej niż 1% populacji nazywa się polimorfizmem. Najczęściej występującym rodzajem polimorfizmu są mutacje punktowe SNP (single nucleotide polymorphism), stanowiące ponad 90% wszystkich zmian genetycznych w ludzkim genomie. Innym przykładem może być zmienna liczba tandemowych powtórzeń VNTR (variable number of tandem repeats). Powtórzenia tandemowe to sekwencje o długości 0,1-10 kpz (kilo par zasad) składające się z powtórzeń krótkiej sekwencji do 4 nukleotydów [28].

Najlepiej zbadanym izoenzymem UGT, biorąc pod uwagę wpływ wariantów genetycznych na metabolizm substratów endo- i egzogennych, jest UGT1A1. Jest to jeden z głównych izoenzymów wątrobowych, odpowiedzialny za glukuronidację bilirubiny. Obniżona ekspresja UGT1A1 wynikająca z mutacji typu VNTR jest odpowiedzialna za wystąpienie syndromu Gilberta – łagodnej postaci hiperbilirubinemii. Polimorfizm ten wynika z różnej liczby powtó- rzeń dinukleotydowej sekwencji TA w kasecie TATA obecnej w promotorze genu UGT1A1. Najczęściej spotykany wariant zawiera 6 powtórzeń i jest oznaczany jako UGT1A1*1. Gdy liczba powtórzeń wynosi 7 mamy do czynienia z wariantem UGT1A1*28, który charakteryzuje się obniżoną transkrypcją UGT1A1, co obniża zdolność do glukuronidacji [44,57]. Częstotliwość występowania określonych mutacji UGT1A1 jest zróżnicowana w zależności od rasy. Allel UGT1A1*28 występuje głównie u rasy kaukaskiej, natomiast u Azjatów syndrom Gilberta wiąże się z obecnością allelu UGT1A1*6. Wariant ten jest wynikiem SNP w pierwszym eksonie genu. Zmiana ta, w odróżnieniu od wariantu UGT1A1*28 nie wpływa na aktywność transkrypcyjną promotora tylko obniża funkcjonalność białka [1,3]. Obecność allelu UGT1A1*28 jak i UGT1A1*6 to ważne czynniki pozwalające przewidzieć skuteczność glukuronidacji leku u danego pacjenta.

Najwięcej danych na temat roli polimorfizmu UGT1A1 w metabolizmie leków przeciwnowotworowych dotyczy irinotekanu. UGT1A1 jest głównym izoenzymem odpowiedzialnym za glukuronidację aktywnej postaci tego leku – SN-38 [23]. Gdy glukuronidacja jest niewydajna obserwuje się niepożądane działania terapii irinotekanem, takie jak zagrażająca życiu biegunka i neutropenia [44]. Dlatego też prowadzi się badania, które na podstawie genotypu przewidują dawkę leku [75]. Pomocne w tym mogą być testy wykrywające wariant UGT1A1. Pozwoliłoby to na ograniczenie toksyczności irinotekanu u chorych o niewielkiej wydajności glukuronidacji przez podawanie im obniżonej dawki leku [44].

Innym lekiem przeciwnowotworowym podlegającym glukuronidacji katalizowanej głównie przez UGT1A1 jest belinostat. Przeprowadzono doświadczenie polegające na inkubacji belinostatu w obecności ludzkich mikrosomów wątrobowych pozyskanych od osób o różnych profilach genetycznych izoformy UGT1A1. Okazało się, że najlepszą zdolnością glukuronidacji charakteryzowa- ły się osoby homozygotyczne pod względem UGT1A1*1. Natomiast w  przypadku mikrosomów pochodzących od osób heterozygotycznych lub homozygotycznych ze względu na allel UGT1A1*28 stopień glukuronidacji był odpowiednio 1,3- oraz 2,2-krotnie niższy. Wynik ten obrazuje jak ważne jest uwzględnienie farmakogenetyki w celu optymalnego dostosowania terapii do pacjenta tak, aby zapobiec toksyczności wywołanej nadmierną ekspozycją na belinostat [91].

Czynniki epigenetyczne

Oprócz mutacji genów UGT, wpływ na różnice w ich ekspresji mają także czynniki epigenetyczne, takie jak metylacja DNA czy acetylacja histonów. Metylacja jest procesem przyłączania grupy metylowej do węgla C5 cytozyny w obrębie dinukleotydu CpG. Jeśli modyfikacja ta dotyczy wysp CpG w rejonie promotorowym genu, mamy do czynienia z hipermetylacją, która wycisza transkrypcję. Natomiast acetylacja histonów wpływa na strukturę chromatyny powodując jej rozluźnienie, co ułatwia dostęp dla czynników transkrypcyjnych. Zarówno metylacja jak i acetylacja są zaangażowane w regulację ekspresji izoenzymu UGT1A1. Spo- śród 50 przebadanych nowotworów jelita, ponad 82% wykazało bardzo małe lub niewykrywalne stężenie mRNA dla UGT1A1, natomiast w 18% przypadków stwierdzono nadekspresji UGT1A1. Potraktowanie komórek linii HCT116, niewykazującej ekspresji UGT, inhibitorem metylotransferazy DNA oraz inhibitorem deacetylazy histonów przywróciło transkrypcję i aktywność UGT1A1 w stosunku do SN-38. Oba związki działały synergicznie, co potwierdza udział metylacji DNA i pośrednio acetylacji histonów w regulacji ekspresji UGT1A1 [32].

Wpływ wieku

Poziom ekspresji niektórych DME może zależeć od wieku pacjenta. Badania wykazały, że poziom izoformy UGT2B7 oraz jej aktywność jest znacznie niższa u dzieci niż u dorosłych [97]. UGT2B7 jest głównym izoenzymem katalizującym sprzęganie przeciwnowotworowego antybiotyku – epirubicyny [43]. Dlatego należy uwzględnić poziom ekspresji UGT2B7 przy planowaniu schematów dawkowania epirubicyny dla pacjentów należących do różnych grup wiekowych. Dowiedziono m.in., że z wiekiem wzrasta zdolność do glukuronidacji epirubicyny. Jednak po uwzględnieniu zależności allometrycznych nie stwierdzono znaczących statystycznie różnic w poziomie UGT2B7 między dziećmi a dorosłymi [97]. Wykazały to już wcześniejsze badania nad glukuronidacją morfiny, które dowiodły, że w 2-6 miesięcy po urodzeniu, względne stężenie UGT2B7 osiąga wartość jak u dorosłych [24]. Na tej podstawie zasugerowano, że epirubicyna może być stosowana u dzieci powyżej 6 miesiąca życia bez narażania ich na większą toksyczność niż pacjentów dorosłych [97].

Modulacja ekspresji UGT przez związki egzogenne – ligandy receptorów

Jak wspomniano wcześniej, różnice w stężeniu enzymów UGT wynikają również z ekspozycji na związki egzogenne np. leki, które mogą być ligandami receptorów jądrowych. Za pośrednictwem tych receptorów leki mogą indukować ekspresję określonych genów. Receptory jądrowe pełnią funkcje czynników transkrypcyjnych rozpoznających odpowiednią sekwencję w promotorze genów docelowych. Ich przyłączenie do danej sekwencji uruchamia proces transkrypcji. W ten sposób jest regulowana ekspresja genów wielu enzymów metabolicznych, w tym również UGT. Do ligandów receptorów jądrowych, które mogą aktywować ekspresję UGT, należą m.in. flawonoidy, benzo[a] piren, rifampicyna, fenobarbital, a także niektóre leki przeciwnowotworowe. Transkrypcja UGT, w zależności od izoformy, może być uruchamiana przez różne receptory m.in. receptor pregnanu – PXR (pregnane X receptor) oraz receptor węglowodorów aromatycznych – AhR (aryl hydrocarbon receptor) [6]. Lek może oddziaływać na enzym w sposób bezpośredni – przez modulację jego aktywności (aktywację/inhibicję) lub w sposób pośredni – zależny od receptorów jądrowych. Lek będący agonistą receptora ją- drowego aktywuje transkrypcję genów kodujących enzymy zaangażowane w jego metabolizm oraz detoksyfikację (ryc. 4). Jeżeli zjawisko to występuje w komórkach nowotworowych, to obniża ich wrażliwość na cytotoksyczne działanie leku, co jest poważnym ograniczeniem chemioterapii przeciwnowotworowej. Nadekspresja UGT może przekładać się na wzrost glukuronidacji nie tylko leków indukujących, ale także substancji przyjmowanych wraz z nimi, w tym innych terapeutyków. Należy to uwzględnić podczas stosowania terapii wielolekowych.

Porównanie ekspresji PXR w 14 próbkach prawidłowej oraz nowotworowo zmienionej tkanki jelita grubego pozwoliło zaobserwować drobne różnice, jednak bez wyraźnej tendencji do nadekspresji w którejkolwiek z tkanek. Zauwa- żono natomiast istotne różnice międzyosobnicze. W niektórych przypadkach poziom mRNA dla PXR w komórkach jelita był znacznie wyższy niż w komórkach wątroby, które ze względu na wysoką ekspresję PXR użyto w celu porównań [70]. Ponadto zaobserwowano liczne mutacje punktowe wpływające na ekspresję PXR oraz jego zdolność do wiązania ligandów [7]. Zróżnicowane stężenie oraz funkcjonalność PXR wśród pacjentów jest inną przyczyną róż- nic międzyosobniczych objawiających się różną zdolnością do metabolizowania leków. Przykładowo, różnice międzyosobnicze w możliwości glukuronidacji SN-38 mogą być wynikiem modulacji ekspresji UGT za pośrednictwem PXR. Wykazano, że wydajność glukuronidacji SN-38 koreluje z poziomem PXR, dlatego oznaczenie poziomu ekspresji oraz wariantu genetycznego tego receptora może pomóc w przewidywaniu odpowiedzi na terapię irinotekanem u danego pacjenta [70].

Różnice pomiędzy tkanką prawidłową i nowotworową

Ogólnie tkanka nowotworowa charakteryzuje się takim samym bądź mniejszym stężeniem DME niż tkanka prawidłowa. Wykazały to badania ilości i aktywności enzymów I i II fazy w biopsjach tkanki nowotworowej i otaczającej prawidłowej tkanki u pacjentów chorych na nowotwór. Na przykład w przypadku niedrobnokomórkowego raka płuc stwierdzono znacznie mniejsze stężenie CYP1A1 w tkance nowotworowej. Natomiast badanie aktywności UGT i SULT nie wykazało różnic między tkanką prawidłową i nowotworową [88]. Podobne analizy przeprowadzono dla raka piersi. W przypadku UGT zaobserwowano 5-krotnie mniejszą aktywność tego enzymu w tkance nowotworowej. Stwierdzono natomiast 6-krotny wzrost aktywności β-glukuronidazy, enzymu katalizującego hydrolizę glukuronidów. Sugeruje się, że może to korzystnie wpływać na skuteczność chemioterapii, gdyż niewielka wydajność glukuronidacji w połą- czeniu z dużą wydajnością hydrolizy glukuronidów mogą sprzyjać zatrzymywaniu leku w tkance nowotworowej [2].

Badania poziomu ekspresji i aktywności UGT w tkance prawidłowej i nowotworowej mogą pomóc w zrozumieniu przyczyn kancerogenezy oraz zróżnicowanej odpowiedzi na chemioterapię. Często spotykana niższa ekspresja UGT w tkance nowotworowej może mieć wpływ na progresję nowotworu związaną z utratą zdolności do efektywnej glukuronidacji, czyli detoksyfikacji kancerogenów. Przypuszcza się, że poziom ekspresji UGT w tkance gruczołu piersiowego ma wpływ na rozwój raka piersi. Istotną rolę w progresji tego nowotworu odgrywają estrogeny i ich hydroksylowe pochodne [30]. Hormony te podlegają glukuronidacji katalizowanej głównie przez UGT1A10, a także w mniejszym stopniu UGT2B7. Zatem stężenie estrogenów jest regulowane w wyniku sprzęgania z glukuronianem, co jest mechanizmem ochronnym przed kancerogenezą [80,81]. Porównanie ekspresji UGT1A10 i UGT2B7 dla tkanki prawidłowej i zmienionej nowotworowo wykazało 4-krotną i 8-krotną redukcję poziomu mRNA w przypadku tkanki nowotworowej. Podobnie porównanie aktywności UGT względem estradiolu i 4-hydroksyestronu w próbkach białek pozyskanych z tkanki prawidłowej i nowotworowej wykazało 2- i 4-krotną redukcję aktywności enzymatycznej w tkance raka piersi [79]. Stwierdzono również związek między stopniem zaawansowania nowotworu, a ekspresją UGT2B7. Badania wykazały, że jest ona znacznie niższa w nowotworach przerzutujących, w porównaniu ze stadium przedinwazyjnym. Sugeruje się, że poziom ekspresji UGT2B7 może pełnić rolę markera umożliwiającego ocenę stopnia zaawansowania choroby oraz dobór właściwego schematu leczenia [33]. Również w przypadku raka jelita grubego poziom ekspresji i aktywność UGT są na ogół niższe w tkance nowotworowej w porównaniu do prawidłowej. Jedynie w 3 z 9 par biopsji wykazano większe stężenie białka UGT w tkance nowotworowej [17].

Jednak z terapeutycznego punktu widzenia niższa ekspresja UGT w tkance nowotworowej może być zjawiskiem korzystnym, gdyż podwyższa stężenie aktywnego chemioterapeutyku w komórkach nowotworowych zwiększając ich podatność na leki, których detoksyfikacja zachodzi w procesie glukuronidacji. Analizy porównawcze ekspresji i aktywności UGT w tkance prawidłowej i nowotworowej mogą być przydatne w wyborze odpowiedniej chemioterapii dla danego pacjenta. Przykładowo, irinotekan jest wskazany dla osób, u których ekspresja UGT jest wyższa w tkance prawidłowej niż w tkance nowotworowej. W związku z tym glukuronidacja chroni prawidłowe komórki nabłonka jelita przed toksycznym działaniem SN-38, natomiast komórki guza, wykazujące brak wystarczającej ochrony, są bardziej podatne na działanie leku.

Oporność na leki przeciwnowotworowe

Przedstawiona charakterystyka enzymów UGT wskazuje na ich istotną rolę w odpowiedzi na terapię przeciwnowotworową. Poznawane coraz lepiej właściwości tych enzymów pozwalają wyróżnić je jako jedną z przyczyn oporno- ści pacjentów na chemioterapeutyki. Niżej opisano kilka możliwych mechanizmów oporności komórek nowotworowych na leki, związanych z aktywnością enzymów UGT, poziomem ich ekspresji oraz mechanizmem wydalania ich metabolitów poza komórkę.

Wydajny metabolizm z udziałem UGT

Metabolizm z udziałem UGT zachodzi przede wszystkim w wątrobie, która charakteryzuje się wysokim poziomem ekspresji wielu izoenzymów z tej rodziny. Nie bez znaczenia dla metabolizmu leków jest też udział innych narządów, zwłaszcza jelit [84]. Obecne tam izoenzymy przyczyniają się do tzw. efektu pierwszego przejścia, zmniejszając biodostępność leku podanego doustnie. W związku z tym tylko część podanej dawki leku dociera wraz z krążeniem wrotnym do wątroby [76]. Oporność będąca skutkiem efektywnej glukuronidacji może wynikać również z obserwowanej w niektórych przypadkach, wysokiej ekspresji UGT w tkance nowotworowej [17]. Wydajna glukuronidacja chroni komórki nowotworowe przed cytotoksycznym działaniem leku i przyspiesza jego eliminację, uniemożliwiając osią- gnięcie terapeutycznego stężenia leku w komórkach nowotworowych.

Irinotekan

Najlepiej zbadanym lekiem, którego główną ścieżkę detoksyfikacji stanowi glukuronidacja jest irinotekan [4]. Jest to lek pierwszego rzutu w terapii nowotworów jelita grubego [19]. Poza tym jest też stosowany m.in. u chorych w leczeniu raka płuc [49] i żołądka [10]. Irinotekan jest podawany w postaci proleku – CPT-11, który jest przekształcany w procesie hydrolizy wiązania estrowego do aktywnej postaci – SN- 38 (ryc. 5). Metabolit ten jest inhibitorem topoizomerazy I. Przez stabilizację kompleksu DNA-topoizomeraza I, enzym uniemożliwia replikację co prowadzi do śmierci komórki [41]. Detoksyfikacja SN-38 przebiega przez sprzęganie aromatycznej grupy hydroksylowej z kwasem glukuronowym w pozycji 10. Izoenzymy katalizujące ten proces to pozawątrobowy UGT1A7 [12] oraz przede wszystkim UGT1A1 i UGT1A9 [39,45]. Zarówno UGT1A1 jak i UGT1A9 ulegają wydajnej ekspresji w przewodzie pokarmowym oraz w wątrobie [15] – głównym narządzie, w którym zachodzi II faza metabolizmu SN-38 [31]. Następnie glukuronid SN-38 jest usuwany z komórek przez transportery błonowe z rodziny ABC (ATP-binding cassette) i wydalany z moczem i żółcią [55].

Badania przyczyn oporności na terapię nowotworów płuc wskazały m.in., że komórki raka płuc oporne na irinotekan PC-7/CPT wykazują ekspresję genów UGT1A1 oraz UGT1A10, izoenzymów aktywnych względem SN-38. Natomiast komórki wrażliwe na irinotekan PC-7 nie wykazują takiej ekspresji. Ponadto, tkanki nowotworu płuc przebadane pod kątem ekspresji genów obu izoenzymów wskazały na obecność transkryptów dla UGT1A1 i UGT1A10, jednak ich stężenie było bardzo zróżnicowane wśród pacjentów. Wyniki te wskazują na udział izoenzymów z podrodziny UGT1A w mechanizmie oporności na terapię raka płuc irinotekanem [61].

Problem nadekspresji UGT i związana z nią oporność na irinotekan dotyczy również nowotworów jelita. Zaproponowano strategię terapeutyczną pozwalającą na ominięcie tej przeszkody. Wykazano, że zastosowanie selektywnego inhibitora izoformy UGT ulegającej nadekspresji w komórkach nowotworowych może skutecznie zahamować detoksyfikację leku, a tym samym zwiększyć efektywność terapii. Badania takie przeprowadzono dla linii komórkowej raka jelita HT29 z nadekspresją UGT oraz dwóch inhibitorów topoizomerazy I: aktywnej postaci irinotekanu – SN-38 i NU/ICRF 505. Stwierdzono, że głównym izoenzymem odpowiedzialnym za glukuronidację tych leków w komórkach HT29 jest UGT1A9 z możliwością udziału UGT2B7 w glukuronidacji NU/ICRF 505. Ponadto zaobserwowano, że u niektórych pacjentów ilość białek UGT w tkance nowotworu jelita była większa niż w komórkach HT29. Przypuszcza się, że oporność raka jelita na irinotekan może być wynikiem nadekspresji UGT1A9. Stwarza to możliwość opracowania terapii ukierunkowanej polegającej na selektywnej inhibicji tego izoenzymu, co zmniejszyłoby oporność komórek nowotworowych na irinotekan, jednocześnie nie wpływając na jego metabolizm w wątrobie, w której za detoksyfikację SN-38 jest odpowiedzialna w przeważającej części izoforma UGT1A1. Wykazano już, że związki takie jak np. propofol, paraben metylowy czy ester oktylowy kwasu galusowego, wykazujące zdolność selektywnej inhibicji UGT1A9, obniżają wartość stężenia IC50 dla obu inhibitorów topoizomerazy [17].

Belinostat

Belinostat jest stosunkowo nowym lekiem, obecnie badanym pod kątem możliwości stosowania go w leczeniu chorych z nowotworami litymi i hematologicznymi [20,82]. Belinostat należy do inhibitorów deacetylazy histonowej, które zalicza się do cytostatyków nowej generacji o względnie małej toksyczności [90]. Z chemicznego punktu widzenia belinostat należy do klasy kwasów hydroksamowych, czyli pochodnych kwasów karboksylowych, w których grupa hydroksylowa zastąpiona została grupą hydroksyloaminową. Dzięki temu reaktywnemu ugrupowaniu belinostat przekształcany jest przez DME do 5 metabolitów, w tym głównie do glukuronidu. Sprzęganie z glukuronianem zachodzi na atomie tlenu grupy hydroksyloaminowej (ryc. 6). Obserwowana wśród pacjentów leczonych belinostatem wysoka wartość współczynnika oczyszczenia wskazywała na wydajną reakcję glukuronidacji. Średnia ekspozycja na glukuronid belinostatu była ponad 4-krotnie wyższa niż na związek macierzysty. Za metabolizm belinostatu odpowiada prawie wyłącznie izoforma UGT1A1, choć zaobserwowano także nieznaczny udział UGT1A3, 1A8, 2B4 i 2B7 [91]. Izoforma UGT1A1 ulega ekspresji m.in. w przewodzie pokarmowym, gdzie odpowiada za obniżoną absorpcję leku podanego doustnie. Ponadto jest to jeden z głównych izoenzymów wątrobowych, dlatego w przypadku leku podanego drogą pokarmową jest możliwe obniżenie jego skuteczności przeciwnowotworowej [15].

Etopozyd

Etopozyd należy do inhibitorów topoizomerazy II i jest stosowany w leczeniu chorych z ostrą białaczką, drobnokomórkowym rakiem płuc i nowotworami złośliwymi ją- dra [71,59]. Pod względem chemicznym jest glikozydem naturalnego związku – podofilotoksyny [77]. Etopozyd jest wydalany przez nerki głównie w postaci niezmienionej oraz jako glukuronid [37,38]. W strukturze ma trzy miejsca podatne na glukuronidację, tj. grupy hydroksylowe: dwie alkoholowe należące do reszty cukrowej oraz jedną fenolową (ryc. 7). Badania wykazały, że glukuronidacja etopozydu prowadzi do powstania trzech O-glukuronidów. Metabolizm ten jest katalizowany głównie przez izoenzymy UGT1A1, 1A8 i 1A3. Badania wykazały także, że najaktywniejszą izoformą jest UGT1A1, a głównym produktem metabolizmu jest glukuronid fenolowy. Zaobserwowano także, że efektywność sprzęgania leku z glukuronianem była bardzo zróżnicowana wśród ludzkich mikrosomów wątrobowych pozyskanych od różnych pacjentów [95]. Różnice międzyosobnicze w oporności na etopozyd mogą więc wynikać z różnorodności wariantów genetycznych głównego izoenzymu odpowiedzialnego za metabolizm – UGT1A1 [89].

Epirubicyna

Epirubicyna należy do antracyklin II generacji, jest epimerem doksorubicyny. Różnica dotyczy orientacji grupy hydroksylowej w pozycji 4’-aminosacharydu dzięki czemu epirubicyna wykazuje słabszą kardiotoksyczność niż doksorubicyna (ryc. 8). Ta niewielka różnica strukturalna ma ogromny wpływ na farmakokinetykę i metabolizm obu leków [93,94]. W przeciwieństwie do klasycznych antracyklin, epirubicyna oraz produkt jej redukcji – epirubicynol są wydajnie sprzęgane z glukuronianem w wątrobie przez UGT2B7, a następnie wydalane do żółci i krwi [43]. Jest to możliwe dzięki ekwatorialnemu położeniu grupy 4’-OH, co oznacza że znajduje się ona mniej więcej w płaszczyźnie pierścienia aminocukru, a to zmniejsza zawadę przestrzenną i umożliwia połączenie z kwasem glukuronowym. Głównym metabolitem leku obecnym w moczu jest glukuronid epirubicyny [93]. Dlatego przypuszcza się, że wydajna glukuronidacja z udziałem UGT2B7 może być jedną z przyczyn oporności na epirubicynę.

Indukcja ekspresji UGT

Irinotekan

Oprócz oporności wynikającej z wydajnej glukuronidacji zachodzącej w jelitach i wątrobie zwanej efektem pierwszego przejścia, może wystąpić również zjawisko okre- ślane mianem oporności nabytej. Polega ono na indukcji DME w odpowiedzi na lek, co prowadzi do nadekspresji enzymów odpowiedzialnych za detoksyfikację i wydalanie leku. Klasycznym przykładem leku przeciwnowotworowego indukującego mechanizmy oporności nabytej jest irinotekan. Jego aktywna postać – SN-38 ma zdolność aktywacji receptora pregnanu PXR. Zaktywowany receptor przemieszcza się do jądra komórkowego, gdzie tworzy kompleks z receptorem kwasu 9-cis-retinowego RXR (retinoid X receptor). Powstały heterodimer wiąże się do sekwencji docelowych i uruchamia transkrypcję genów kodujących enzymy zaangażowane w detoksyfikację leku (ryc. 9). W ten sposób może przebiegać indukcja enzymów I i II fazy metabolizmu oraz transporterów ABC, co prowadzi do oporności komórek nowotworowych na irinotekan, zwłaszcza jeśli mają zwiększoną ekspresję genu receptora PXR [5]. Badania przeprowadzone na linii komórkowej raka jelita LS174T transfekowanej wektorem zawierającym gen kodujący PXR wykazały, że inkubacja z SN-38 podwyższa stężenie mRNA dla UGT1A1 proporcjonalnie do poziomu ekspresji PXR. Słabszą nadekspresję zaobserwowano też w przypadku UGT1A9 i 1A10, natomiast nie stwierdzono wpływu ekspresji PXR na ilość mRNA dla UGT1A6 [70]. Inne analizy przeprowadzone z użyciem linii komórkowych raka wątroby HepG2 i jelita LS180 wykazały, że potraktowanie komórek SN-38 skutkuje w przypadku HepG2 wzrostem transkrypcji: CYP3A4, CYP3A5, UGT1A1, MDR1, BCRP i MRP1, a w przypadku linii LS180: CYP3A4, CYP3A5, UGT1A1, UGT1A7 i MRP2. Działanie aktywną postacią irinotekanu na komórki HepG2, w których ograniczono ekspresję PXR spowodowa- ło również wzrost poziomu transkryptów dla enzymów detoksyfikujących, lecz w mniejszym stopniu. Pozwala to przypuszczać, że PXR nie jest jedynym receptorem, poprzez który są uruchamiane mechanizmy oporności na irinotekan [5]. Przytoczone wyniki badań sugerują, że PXR wpływa na obniżanie stężenia SN-38 wewnątrz komórek nowotworowych przez indukcję UGT1A1, który jest głównym izoenzymem katalizującym powstawanie glukuronidu SN-38.

Metotreksat

Linie komórkowe raka piersi oporne na metotreksat wykazują nadekspresję kilku izoenzymów UGT: UGT1A1, 1A3, 1A4, 1A5 i 1A6 w stosunku do linii wrażliwych na metotreksat. W przypadku UGT1A6 zaobserwowano największą różnicę w poziomie mRNA między komórkami opornymi i wrażliwymi. Transfekcja komórek wrażliwych genem kodującym UGT1A6 zwiększyła ich przeżywalność po ekspozycji na metotreksat, co wskazuje na udział UGT1A6 w detoksyfikacji leku. Inkubacja komórek wrażliwych z małym stężeniem metotreksatu spowodowała wzrost transkrypcji genów UGT1A6 oraz w mniejszym stopniu UGT1A1 i UGT1A4. Wykazano, że nadekspresja UGT1A6 jest wynikiem indukcji transkrypcji przez metotreksat, a nie amplifikacji genu. Jedną z  proponowanych metod aktywacji transkrypcji jest indukcja za pośrednictwem AhR [21]. Jest to czynnik transkrypcyjny umiejscowiony w cytoplazmie. W wyniku aktywacji przez związanie liganda – metotreksatu, AhR przemieszcza się do jądra komórkowego i tworzy heterodimer z białkiem ARNT (AhR nuclear translocator). Powstały kompleks AhR/ARNT wiąże się do specyficznej sekwencji DNA, zwanej XRE (xenobiotic response element) [13]. Inną sugerowaną ścieżką indukcji UGT1A6 przez metotreksat jest związanie ARNT z HIF-1 (hypoxia-inducible factor 1), który wiąże się z sekwencją (inną od XRE) obecną w promotorze UGT1A6 [52]. Ponadto, badania wykazały, że komórki wrażliwe, traktowane najpierw metotreksatem, a następnie tamoksyfenem lub irinotekanem stawały się bardziej oporne z powodu wzmożonej glukuronidacji tych leków. Metotreksat może więc obniżyć cytotoksyczność tamoksyfenu oraz irinotekanu i ten efekt może odpowiadać za częste niepowodzenia terapii łączonej raka piersi z użyciem tamoksyfenu i metotreksatu. Dlatego zjawisko indukcji oporności przez metotreksat powinno być uwzględniane podczas łączenia tego leku z innymi chemioterapeutykami podatnymi na glukuronidację [21].

Epirubicyna

Najnowsze badania donoszą, że ekspresja UGT może być regulowana także przez p53. Podejrzewa się, że geny enzymów metabolicznych mogą stanowić kolejny zestaw genów, których transkrypcja jest aktywowana za pośrednictwem p53 w odpowiedzi na obecność substancji genotoksycznych w komórkach. Wykazano, że epirubicyna indukuje ekspresję UGT2B7, czyli izoenzymu odpowiedzialnego za jej detoksyfikację. Potraktowanie komórek HepG2 epirubicyną wywołało wzrost poziomu mRNA, białka oraz aktywności katalitycznej UGT2B7. Badanie mechanizmu indukcji wykazało, że epirubicyna stymuluje przyłączanie p53 do sekwencji p53RE obecnej w promotorze genu UGT2B7. Sugeruje się, że indukcja ekspresji UGT2B7 w komórkach nowotworu wątroby jest częściowo odpowiedzialna za mechanizm oporności na epirubicynę [42].

Oporność zależna od glukuronidacji i związana z białkami ABC

Jak już wielokrotnie wspominano, produkty metabolizmu UGT – glukuronidy, są usuwane z komórek. Wydaje się, że lipofilowe związki egzogenne, w tym leki, bardzo często nie są bezpośrednimi substratami transporterów błonowych, lecz są nimi m.in. polarne metabolity powstające z udziałem enzymów UGT. Wiele dowodów wskazuje, że indukcja DME w komórkach nowotworowych jest skoordynowana z indukcją transportera usuwającego metabolity leku z komórki. Mechanizm taki chroni komórki przed toksycznym działaniem leku na zasadzie dezaktywacji i szybkiego pozbywania się jego produktów biotransformacji. Przykładowo, aktywna postać irinotekanu, związek SN-38 indukuje za pośrednictwem PXR ekspresję genów UGT1A1 oraz transportera z rodziny ABC – MRP1 w komórkach HepG2, a w przypadku komórek LS180 – UGT1A1, UGT1A7 i transportera ABC – MRP2 [5].

Transportery błonowe usuwające leki i ich metabolity, to głównie białka z rodziny ABC (ATP-binding cassette). Ulegają ekspresji w tkankach wielu narządów: wątroby, nerek, jelit, mózgu, gdzie są barierą dla wnikania leku. Odpowiadają za zjawisko oporności wielolekowej – MDR (multidrug resistance), która jest jedną z przyczyn niepowodzeń chemioterapii [78].

Inhibitory topoizomerazy I  – NU/ICRF 505 oraz SN-38 podlegają glukuronidacji w komórkach raka jelita HT29 charakteryzujących się wysoką ekspresją UGT [16,17]. Zaobserwowano, że w przypadku NU/ICRF 505, następuje szybkie wnikanie związku do komórek, po czym jego stę- żenie systematycznie spada kosztem glukuronidów wydalanych do pożywki. W odróżnieniu od HT29, komórki raka jelita HCT116, które nie wykazują ekspresji UGT, mają skłonność do akumulacji leku. Dowiedziono, że za transport glukuronidów NU/ICRF 505 na zewnątrz komórek odpowiadają białka z rodziny ABC, prawdopodobnie MRP1 i MRP3. Wyniki te wskazują na nieodzowną rolę białek ABC w mechanizmie oporności związanej z glukuronidacją. NU/ ICRF505 jest silnie hydrofobowym związkiem, co czyni go całkowicie niepodatnym na transport z udziałem białek ABC. Jeśli związek macierzysty nie jest rozpoznawany przez transportery ABC, glukuronidacja jest głównym mechanizmem oporności, umożliwiającym transport leku w postaci glukuronidu na zewnątrz komórki, zapobiegając jego akumulacji. W odróżnieniu od NU/ICRF 505, SN-38 jest lepszym substratem dla białek ABC niż jego glukuronid. Dlatego w przypadku irinotekanu pierwszą linią obrony komórek nowotworowych jest aktywne wyrzucanie leku na zewnątrz, natomiast glukuronidacja odgrywa mniejszą rolę w mechanizmie oporności niż w przypadku NU/ ICRF 505 [18].

Aktywne glukuronidy

Czasami obserwuje się podwyższoną lub niezmienioną aktywność biologiczną glukuronidu w stosunku do aglikonu. Do związków takich należą niesteroidowe leki przeciwzapalne z grupy kwasów karboksylowych [74], retinoidy [63] oraz morfina [65]. Ta ostatnia sprzęgana jest przez izoenzym UGT2B7 w pozycjach 3-OH i 6-OH. W przeciwieństwie do 3-O- -glukuronidu, 6-O-glukuronid morfiny wykazuje silne działanie analgetyczne, szacuje się, że jest 100-krotnie silniejszym agonistą receptorów opioidowych niż morfina (ryc. 10) [65].

Tamoksyfen Glukuronidy wykazujące silną aktywność biologiczną i wzmacniające działanie terapeutyczne spotyka się też wśród leków przeciwnowotworowych. Przykładem może być tamoksyfen – antagonista receptorów estrogenowych α/β stosowany w hormonoterapii oraz prewencji estrogenozależnego raka piersi [46,96]. Pierwszy etap biotransformacji tamoksyfenu zachodzi z udziałem izoenzymów cytochromu P450, co prowadzi do powstania hydroksylowych oraz demetylopochodnych leku [54]. Na szczególną uwagę zasługuje trans-4-hydroksytamoksyfen, który ma silniejsze powinowactwo do receptorów estrogenowych niż związek macierzysty [48] Zarówno tamoksyfen jak i jego hydroksylowe metabolity ulegają glukuronidacji. W przypadku związku macierzystego jest to N-glukuronidacja, natomiast wśród hydroksylowych metabolitów powstają zarówno Njak i O-glukuronidy [85]. O ile O-glukuronidacja powoduje dezaktywację związku, o tyle N-glukuronidacja prowadzi do powstania metabolitów o zachowanej lub podwyższonej aktywności w stosunku do tamoksyfenu (ryc. 11). Reakcję katalizują selektywnie UGT1A4 [60] oraz według innych autorów, również UGT1A3 [86]. Porównanie powinowactwa do receptorów estrogenowych O- i N-glukuronidu trans-4-hydroksytamoksyfenu, wykazało 15-krotnie wyższą aktywność N-glukuronidu. Różnicę tłumaczy się różnym wpływem zmian w strukturze na swoistość oddziaływań z miejscem wiążącym w receptorze. Obecność dużej objętościowo grupy kwasu glukuronowego przyłączonej do atomu tlenu w pozycji 4 uniemożliwia wiązanie z receptorem ze względów sterycznych. Natomiast przyłączenie kwasu glukuronowego do atomu azotu w łańcuchu bocznym nie powoduje przeszkód natury sterycznej i pozwala na utworzenie wiązań wodorowych między ligandem a receptorem [60].

C-1305

W pracach naszego zespołu wykazaliśmy ostatnio, że glukuronid przeciwnowotworowej pochodnej triazoloakrydonu C-1305 może wykazywać większą aktywność cytotoksyczną względem linii komórkowych KB-3 z nadekspresją UGT1A10 niż związek macierzysty [66]. C-1305 charakteryzuje się aktywnością względem nowotworów doświadczalnych u myszy: białaczki oraz raka jelita grubego. Jednym z metabolitów C-1305 jest 8-hydroksyglukuronid, który obserwowano wobec ludzkich mikrosomów wątrobowych i jelitowych oraz izoenzymów rekombinowanych: przede wszystkim UGT1A10 oraz w znacznie mniejszym stopniu UGT1A1, 1A3, 1A7, 1A8 i 1A9 [29]. Wykazano, że w komórkach z nadekspresją UGT1A10 związek C-1305 był bardziej cytotoksyczny niż w tych samych komórkach niewykazujących ekspresji żadnego z izoenzymów UGT [66]. Pozwala to przypuszczać, że glukuronid C-1305 charakteryzuje się cytotoksycznością co najmniej porównywalną ze związkiem wyjściowym.

Glukuronidy jako proleki

Precyzyjne ukierunkowanie leku tak, aby działał wybiórczo na komórki nowotworowe nie jest zadaniem łatwym ze względu na brak wyraźnych różnic między komórką prawidłową, szczególnie proliferującą a nowotworową. Jednak pewne cechy nowotworów np. nadekspresję niektórych enzymów można wykorzystać w terapii ukierunkowanej. Jedną z możliwości jest zaprojektowanie proleku, którego aktywacja przebiegałaby z udziałem enzymu wykazującego podwyższoną aktywność w tkance nowotworowej w porównaniu z prawidłową. Poprawiłoby to działanie terapeutyczne przy jednoczesnym ograniczeniu toksyczności. Interesującą propozycją jest wykorzystanie glukuronidów związków cytotoksycznych jako proleków. Celem molekularnym tej strategii terapeutycznej byłaby β-glukuronidaza, enzym prowadzący hydrolizę β-glukuronidów. W wielu nowotworach zaobserwowano bowiem podwyższone stę- żenie β-glukuronidazy w obrębie tkanki nowotworowej. Przypuszcza się, że przyczyną tego zjawiska nie jest nadekspresja enzymu w komórkach nowotworu, lecz nekroza tkanki nowotworowej, która powoduje uwolnienie enzymu z komórek [8,14,64]. W niektórych przypadkach zaawansowanych guzów nowotworowych stężenie zewnątrzkomórkowej β-glukuronidazy jest wystarczająco wysokie by zapewnić efektywną hydrolizę proleku lub endogennie generowanego glukuronidu do aktywnej postaci, która ze względu na słabszą polarność niż glukuronid może wnikać do komórek nowotworowych [9]. W przypadku mniejszych guzów, niedotkniętych nekrozą, aktywacja glukuronidów nie zachodzi z powodu braku zewnątrzkomórkowej β-glukuronidazy. Dlatego rozważana jest też możliwość modyfikacji komórek nowotworowych tak, aby eksponowały na swojej powierzchni β-glukuronidazę [11]. Sposób realizacji takiej terapii polegałby na wprowadzeniu genu kodującego aktywujący enzym do komórek guza – GDEPT (gene-directed enzyme prodrug therapy). Produkt ekspresji genu – enzym, katalizowałby reakcję przekształcającą prolek do aktywnej postaci. Innym podejściem jest terapia ADEPT (antibody-directed enzyme prodrug therapy) polegająca na połączeniu enzymu aktywującego prolek z przeciwciałem swoiście rozpoznającym komórki nowotworowe [26, 51].

SN-38

W przypadku irinotekanu, modelem do badań proleku były ludzkie komórki nowotworu pęcherza moczowego transfekowane genem mysiej β-glukuronidazy. Białko enzymatyczne będące produktem ekspresji eksponowane było na powierzchni komórek. Stwierdzono, że aktywność cytotoksyczna glukuronidu SN-38 względem komórek zmodyfikowanych była 5-krotnie wyższa niż względem komórek nietransfekowanych. Obiecujące wyniki uzyskano również in vivo u myszy z ksenoprzeszczepami wymienionych wyżej nowotworów. Stężenie SN-38 w tkance nowotworowej było 70-130% wyższe, a glukuronidu 40-50% niższe w przypadku nowotworu z ekspresją zewnątrzkomórkowej β-glukuronidazy. W ten sposób udało się zwiększyć aktywność przeciwnowotworową irinotekanu nie wywo- łując dodatkowej toksyczności systemowej. Jak wspomniano, podwyższone stężenie β-glukuronidazy dotyczy tylko części nowotworów, dlatego dużo uwagi skupia się obecnie na strategiach mających na celu zwiększenie stężenia tego enzymu w tkance nowotworowej (ADEPT, GDEPT) tak, aby endogennie wytwarzany glukuronid SN-38 mógł być aktywowany również w nowotworach niewykazujących nekrozy [68].

9-aminokamptotecyna

9-aminokamptotecyna należy do inhibitorów topoizomerazy I [92] i wykazuje dużą toksyczność względem nowotworowych linii komórkowych [53] oraz modeli ludzkich nowotworów u zwierząt [34]. Jednak wiązanie się 9-aminokamptotecyny z albuminą ludzkiej surowicy sprawia, że lek ten wykazuje słabą skuteczność przeciwnowotworową u pacjentów w badaniach klinicznych [73]. Natomiast glukuronid 9-aminokamptotecyny – 9ACG ma znacznie słabsze powinowactwo do albuminy, jest nietoksycznym, niezdolnym do przechodzenia przez błony komórkowe prolekiem, który ulega selektywnej aktywacji jedynie przez zewnątrzkomórkową β-glukuronidazę występującą w obrębie nowotworu [67,69]. Wykazano dużą aktywność 9ACG względem ludzkich ksenoprzeszczepów nowotworów u myszy BALB/c. Natomiast myszy NOD/ SCID z deficytem makrofagów i neutrofilów wykazywały słabszą odpowiedź na działanie cytotoksyczne leku. Przemawia to za udziałem komórek układu odpornościowego w procesie aktywacji 9ACG w mikrośrodowisku guza nowotworowego, najprawdopodobniej na zasadzie wydzielania β-glukuronidazy. Podanie myszom 9ACG w połączeniu z terapią antyangiogennym przeciwciałem monoklonalnym DC101 skutkowało synergicznym działaniem obu leków. Mechanizm ich współdziałania polega na normalizacji naczyń krwionośnych guza przez DC101, co wspomaga dostarczenie 9ACG do komórek nowotworowych, a także na zwiększonym zatrzymywaniu neutrofilów w obrębie nowotworu, co podwyższa poziom β-glukuronidazy, czego skutkiem jest wydajna hydroliza proleku do aktywnej postaci. Wyniki te przemawiają za tym, że 9ACG może być stosowana w monoterapii nowotworów objętych nekrozą i stanem zapalnym lub w połączeniu z lekiem antyangiogennym, który ułatwia dostarczenie i aktywację 9ACG w nowotworach o zbyt małym stężeniu zewnątrzkomórkowej β-glukuronidazy [47].

Doksorubicyna

Duża lipofilowość doksorubicyny sprawia, że związek ten szybko przenika do wnętrza komórek, przez co jego stę- żenie w zdrowych tkankach jest względnie duże. Dlatego największą przeszkodą w stosowaniu doksorubicyny są poważne działania niepożądane, takie jak kardiotoksyczność, mielosupresja, nudności i wymioty. Problem dużej toksyczności doksorubicyny można rozwiązać przez konstrukcję proleku w formie glukuronidu. Obiecującym kandydatem jest DOX-GA3, w którym kwas glukuronowy został przyłą- czony do grupy aminowej w pozycji 3 aminosacharydu za pośrednictwem aromatycznego łącznika (ryc. 12).

Wykazano, że po podaniu DOX-GA3 myszom z ksenoprzeszczepem raka jajnika stężenie aktywnej postaci doksorubicyny było wyższe w tkance nowotworowej i niższe w tkankach zdrowych niż po podaniu doksorubicyny. Ponadto zdolność DOX-GA3 do zahamowania wzrostu guza nowotworowego zależała od jego wielkości. Lepsze efekty terapii zaobserwowano w przypadku większych nowotworów [40]. Jak już wcześniej wspomniano, tłumaczy się to podwyższonym stężeniem β-glukuronidazy, która jest uwalniana z objętych nekrozą guzów o średnicy przeważnie większej niż 3 mm [8]. Jako rozwiązanie w terapii mniej zaawansowanych nowotworów proponuje się strategię ADEPT. Wykazano, że koniugat przeciwciała monoklonalnego z β-glukuronidazą wiąże się do komórek nowotworowych i efektywnie przeprowadza aktywację proleków antracyklinowych [36].

Mimo wielu korzystnych właściwości DOX-GA3, związek ten, ze względu na wysoką polarność, był szybko wydalany przez nerki [40]. Skłoniło to do dalszych prac nad polepszeniem parametrów farmakokinetycznych i farmakodynamicznych doksorubicyny. Zmodyfikowano strukturę DOX-GA3 poprzez estryfikację grupy karboksylowej kwasu glukuronowego otrzymując ester metylowy DOX-GA3 – DOX-mGA3. Aktywacja DOX-mGA3 przebiega w dwóch etapach. Najpierw związek jest hydrolizowany we krwi przez esterazę, co zapewnia powolne uwalnianie DOX- -GA3, a następnie prolek jest przekształcany do doksorubicyny w reakcji katalizowanej przez β-glukuronidazę (ryc. 12). Dzięki estryfikacji prolek stał się bardziej lipofilowy, przez co jego wydalanie z moczem zachodziło wolniej. Pozwoliło to na uzyskanie większego pola pod krzywą AUC dla aktywnej postaci – doksorubicyny, po podaniu DOX-mGA3 niż po podaniu DOX-GA3. Zaobserwowano również 5-krotny wzrost stężenia doksorubicyny w tkance nowotworowej. Wyniki te wskazują, że DOX- -mGA3 może efektywniej hamować wzrost nowotworu niż DOX-GA3 przy tej samej dawce proleku [22].

Podsumowanie

Rola glukuronidacji w procesach detoksyfikacji lipofilowych związków endogennych, takich jak bilirubina, kwasy żółciowe, kwasy tłuszczowe czy hormony steroidowe i tyroidowe jest ogólnie znana. Uznano ją za mechanizm kontrolujący właściwe stężenie związków endogennych w organizmie, zapobiegający ich nadmiernej akumulacji, czego spektakularnym przykładem są objawy podwyższonego stężenia bilirubiny. Katalityczne przemiany z udzia- łem UGT zaadoptowane też zostały, jako mechanizm regulatorowy, do obniżania stężenia związków egzogennych w organizmie. Glukuronidacja tych związków wzmacnia ich właściwości hydrofilowe i poprawia zdolność do usuwania z organizmu. Najnowsze wyniki badań wskazują, że substratami białek z rodziny ABC, odpowiedzialnych za transport większości leków poza komórkę, są nie tyle ksenobiotyki, a powstające produkty ich glukuronidacji. Obserwacja ta poszerza możliwości wyjaśnienia przyczyn często nieskutecznej terapii różnymi lekami.

Następstwa katalitycznego działania UDP-glukuronylotransferaz są słabo poznane w aspekcie terapii przeciwnowotworowej. Glukuronidacja związków kancerogennych w odpowiednich tkankach może opóźniać proces transformacji komórki prawidłowej do nowotworowej. A także glukuronidacja leków przeciwnowotworowych obniża ich skuteczność. Jeśli doda się do tego różną ekspresję enzymów UGT w tkance zdrowej i nowotworowej, stwierdza się, że oba procesy mogą się okazać korzystne lub niekorzystne, w zależ- ności od różnic w ekspresji tych enzymów w tkance zdrowej i nowotworowej. Natomiast zmiana ekspresji enzymów UGT może być powiązana z ekspresją białek transportujących ABC i modulowana przez inne stosowane leki w terapii wielolekowej. W ten sposób „wąskie okno terapeutyczne” stosowanych i potencjalnych leków przeciwnowotworowych zawęża się jeszcze bardziej i wzmacnia przez UGT-zależną oporność na stosowane leki przeciwnowotworowe. Molekularne mechanizmy oporności z udziałem metabolizmu UGT i oddziaływań lek-UGT-lek opisano najlepiej dla irinotekanu, etopozydu i metotreksatu. Prace te rzuciły nowe światło na wyjaśnienie przyczyn obserwowanej u wielu pacjentów oporności na stosowaną terapię przeciwnowotworową, nie obserwowaną u innych.

Okazało się także, że deaktywacyjna rola enzymów UGT, przypisywana im jako rola podstawowa, może być też wykorzystana do optymalizacji efektów terapii przeciwnowotworowej. Ostatnie prace wskazują na możliwość zaprojektowania proleku, produktu katalizy UGT, którego aktywność „uwalniałaby się” w tkance nowotworowej z udziałem hydrolizującej glukuronidy, β-glukuronidazy. Wykazano bowiem, że podwyższone stężenie tego enzymu występuje w wielu tkankach nowotworowych. Jest to jakby „odwrotne” podejście do roli UGT w terapii, wymaga jeszcze rozwiązania wielu problemów, m.in. optymalizacji stężenia i aktywności β-glukuronidazy w przestrzeni komórek nowotworowych, w co próbuje się włączyć elementy terapii genowej. Podsumowując, można stwierdzić, że przedstawione wyżej wyniki badań dotyczących wzajemnych relacji nowotwór-lek–UGT poszerza możliwości projektowania i wdrażania nowych metod terapii przeciwnowotworowej, które będą mogły być przeznaczone indywidualnie dla wybranego pacjenta obarczonego daną choroba nowotworową.

Przypisy

• 1. Akaba K., Kimura T., Sasaki A., Tanabe S., Ikegami T., HashimotoM., Umeda H., Yoshida H., Umetsu K., Chiba H., Yuasa I., HayasakaK.: Neonatal hyperbilirubinemia and mutation of the bilirubin uridinediphosphate-glucuronosyltransferase gene: a common missensemutation among Japanese, Koreans and Chinese. Biochem.Mol. Biol. Int., 1998; 46: 21-26
  Google Scholar
• 2. Albin N., Massaad L., Toussaint C., Mathieu M.C., Morizet J., PariseO., Gouyette A., Chabot G.G.: Main drug-metabolizing enzymesystems in human breast tumors and peritumoral tissues. CancerRes., 1993; 53: 3541-3546
  Google Scholar
• 3. Araki K., Fujita K., Ando Y., Nagashima F., Yamamoto W., EndoH., Miya T., Kodama K., Narabayashi M., Sasaki Y.: Pharmacogeneticimpact of polymorphisms in the coding region of the UGT1A1gene on SN-38 glucuronidation in Japanese patients with cancer.Cancer Sci., 2006; 97: 1255-1259
  Google Scholar
• 4. Atsumi R., Suzuki W., Hakusui H.: Identification of the metabolitesof irinotecan, a new derivative of camptothecin, in rat bile andits biliary excretion. Xenobiotica, 1991; 21: 1159-1169
  Google Scholar
• 5. Basseville A., Preisser L., de Carné Trécesson S., Boisdron-CelleM., Gamelin E., Coqueret O., Morel A.: Irinotecan induces steroidand xenobiotic receptor (SXR) signaling to detoxification pathwayin colon cancer cells. Mol. Cancer, 2011; 10: 80
  Google Scholar
• 6. Bock K.W.: Functions and transcriptional regulation of adult humanhepatic UDP-glucuronosyl-transferases (UGTs): mechanismsresponsible for interindividual variation of UGT levels. Biochem.Pharmacol, 2010; 80: 771-777
  Google Scholar
• 7. Bosch T.M., Deenen M., Pruntel R., Smits P.H., Schellens J.H.,Beijnen J.H., Meijerman I.: Screening for poymorphisms in thePXR gene in a Dutch population. Eur. J. Clin. Pharmacol., 2006;62: 395-399
  Google Scholar
• 8. Bosslet K., Czech J., Hoffmann D.: A novel one-step tumor-selectiveprodrug activation system. Tumor Target, 1995, 1: 45-50
  Google Scholar
• 9. Bosslet K., Straub R., Blumrich M., Czech J., Gerken M., SperkerB., Kroemer H.K., Gesson J.P., Koch M., Monneret C.: Elucidation ofthe mechanism enabling tumor selective prodrug monotherapy.Cancer Res., 1998; 58: 1195-1201
  Google Scholar
• 10. Bouché O., Raoul J.L., Bonnetain F., Giovannini M., Etienne P.L.,Lledo G., Arsène D., Paitel J.F., Guérin-Meyer V., Mitry E., BuecherB., Kaminsky M.C., Seitz J.F., Rougier P., Bedenne L., Milan C.: Randomizedmulticenter phase II trial of a biweekly regimen of fluorouraciland leucovorin (LV5FU2), LV5FU2 plus cisplatin, or LV5FU2plus irinotecan in patients with previously untreated metastaticgastric cancer: a Federation Francophone de Cancerologie DigestiveGroup Study-FFCD 9803. J. Clin. Oncol., 2004; 22: 4319-4328
  Google Scholar
• 11. Brüsselbach S.: Extracellular β-glucuronidase for gene-directedenzyme-prodrug therapy. Methods Mol. Med., 2004; 90: 303-330
  Google Scholar
• 12. Carlini L.E., Meropol N.J., Bever J., Andria M.L., Hill T., Gold P.,Rogatko A., Wang H., Blanchard R.L.: UGT1A7 and UGT1A9 polymorphismspredict response and toxicity in colorectal patients treatedwith capecitabine/irinotecan. Clin. Cancer Res., 2005; 11: 1226-1236
  Google Scholar
• 13. Carver L.A., LaPres J.J., Jain S., Dunham E.E., Bradfield C.A.:Characterization of the Ah receptor-associated protein, ARA9. J.Biol. Chem., 1998; 273: 33580-33587
  Google Scholar
• 14. Connors T.A., Whisson M.E.: Cure of mice bearing advancedplasma cell tumours with aniline mustard: the relationship betweenglucuronidase activity and tumour sensitivity. Nature, 1966;210: 866-867
  Google Scholar
• 15. Court M.H., Zhang X., Ding X., Yee K.K., Hesse L.M., Finel M.:Quantitative distribution of mRNAs encoding the 19 human UDP–glucuronosyltransferase enzymes in 26 adult and 3 fetal tissues.Xenobiotica, 2012; 42: 266-277
  Google Scholar
• 16. Cummings J., Boyd G., Ethell B.T., Macpherson J.S., BurchellB., Smyth J.F., Jodrell D.I.: Enhanced clearance of topoisomeraseI inhibitors from human colon cancer cells by glucuronidation.Biochem. Pharmacol., 2002; 63: 607-613
  Google Scholar
• 17. Cummings J., Ethell B. T., Jardine L., Boyd G., Macpherson J.S.,Burchell B., Smyth J.F., Jodrell D.I.: Glucuronidation as a mechanismof intrinsic drug resistance in human colon cancer: reversalof resistance by food additives. Cancer Res., 2003; 63: 8443-8450
  Google Scholar
• 18. Cummings J., Zelcer N., Allen J.D., Yao D., Boyd G., MaliepaardM., Friedberg T.H., Smyth J.F., Jodrell D.I.: Glucuronidation asa mechanism of intrinsic drug resistance in colon cancer cells:contribution of drug transport proteins. Biochem. Pharmacol.,2004; 67: 31-39
  Google Scholar
• 19. Cunningham D., Maroun J., Vanhoefer U., Van Cutsem E.: Optimizingthe use of irinotecan in colorectal cancer. Oncologist, 2001;6, Suppl. 4: 17-23
  Google Scholar
• 20. Dai Y., Chen S., Wang L., Pei X.Y., Kramer L.B., Dent P., GrantS.: Bortezomib interacts synergistically with belinostat in humanacute myeloid leukaemia and acute lymphoblastic leukaemia cellsin association with perturbations in NF-κB and Bim. Br. J. Haematol.,2011; 153: 222-235
  Google Scholar
• 21. de Almagro M.C., Selga E., Thibaut R., Porte C., Noé V., CiudadC.J.: UDP-glucuronosyltransferase 1A6 overexpression in breastcancer cells resistant to methotrexate. Biochem. Pharmacol.,2011; 81: 60-70
  Google Scholar
• 22. de Graaf M., Nevalainen T.J., Scheeren H.W., Pinedo H.M., HaismaH.J., Boven E.: A methylester of the glucuronide prodrug DOX–GA3 for improvement of tumor-selective chemotherapy. Biochem.Pharmacol., 2004; 68: 2273-2281
  Google Scholar
• 23. de Jong F.A., de Jonge M.J., Verweij J., Mathijssen R.H.: Roleof pharmacogenetics in irinotecan therapy. Cancer Lett., 2006;234: 90-106
  Google Scholar
• 24. de Wildt S.N., Kearns G.L., Leeder J.S., van den Anker J.N.:Glucuronidation in humans. Pharmacogenetic and developmentalaspects. Clin. Pharmacokinet., 1999; 36: 439-452
  Google Scholar
• 25. Debinski H.S., Lee C.S., Dhillon A.P., Mackenzie P., Rhode J., DesmondP.V.: UDP-glucuronosyltransferase in Gilbert’s syndrome.Pathology, 1996; 28: 238-241
  Google Scholar
• 26. Dubowchik G.M., Walker M.A.: Receptor-mediated and enzyme-dependenttargeting of cytotoxic anticancer drugs. Pharmacol.Ther., 1999; 83: 67-123
  Google Scholar
• 27. Dutton G.J.: Glucuronidation of drugs and other compounds.CRC Press: Boca Raton, FL, 1980
  Google Scholar
• 28. Efferth T., Volm M.: Pharmacogenetics for individualized cancerchemotherapy. Pharmacol. Ther., 2005; 107: 155-176
  Google Scholar
• 29. Fedejko-Kap B., Bratton S. M., Finel M., Radominska-Pandya A.,Mazerska Z.: Role of human UDP-glucuronosyltransferases in thebiotransformation of the triazoloacridinone and imidazoacridinoneantitumor agents C-1305 and C-1311: highly selective substratesfor UGT1A10. Drug Metab. Dispos., 2012; 40: 1736-1743
  Google Scholar
• 30. Feigelson H.S., Henderson B.E.: Estrogens and breast cancer.Carcinogenesis, 1996; 17: 2279-2284
  Google Scholar
• 31. Gagné J.F., Montminy V., Belanger P., Journault K., Gaucher G.,Guillemette C.: Common human UGT1A polymorphisms and thealtered metabolism of irinotecan active metabolite 7-ethyl-10-hydroxycamptothecin(SN-38). Mol. Pharmacol., 2002; 62: 608-617
  Google Scholar
• 32. Gagnon J.F., Bernard O., Villeneuve L., Têtu B., GuillemetteC.: Irinotecan inactivation is modulated by epigenetic silencingof UGT1A1 in colon cancer. Clin. Cancer Res., 2006; 12: 1850-1858
  Google Scholar
• 33. Gestl S.A., Green M.D., Shearer D.A., Frauenhoffer E., TephlyT.R., Weisz J.: Expression of UGT2B7, a UDP-glucuronosyltransferaseimplicated in the metabolism of 4-hydroxyestrone and all-transretinoic acid, in normal human breast parenchyma and in invasiveand in situ breast cancers. Am. J. Pathol., 2002; 160: 1467-1479
  Google Scholar
• 34. Giovanella B.C., Hinz H.R., Kozielski A.J., Stehlin J.S. Jr., SilberR., Potmesil M.: Complete growth inhibition of human cancerxenografts in nude mice by treatment with 20-(S)-camptothecin.Cancer Res., 1991; 51: 3052-3055
  Google Scholar
• 35. Guillemette C., Lévesque E., Harvey M., Bellemare J., MenardV.: UGT genomic diversity: beyond gene duplication. Drug Metab.Rev., 2010; 42: 22-42
  Google Scholar
• 36. Haisma H.J., Boven E., van Muijen M., de Jong J., van der VijghW.J., Pinedo H.M.: A monoclonal antibody-β-glucuronidase conjugateas activator of the prodrug epirubicin-glucuronide for specifictreatment of cancer. Br. J. Cancer, 1992; 66: 474-478
  Google Scholar
• 37. Hande K., Anthony L., Hamilton R., Bennett R., SweetmanB., Branch R.: Identification of etoposide glucuronide as a majormetabolite of etoposide in the rat and rabbit. Cancer Res., 1988;48: 1829-1834
  Google Scholar
• 38. Hande K.R., Wedlund P.J., Noone R.M., Wilkinson G.R., GrecoF.A., Wolff S.N.: Pharmacokinetics of high-dose etoposide (VP-16-213) administrated to cancer patients. Cancer Res., 1984; 44:379-382
  Google Scholar
• 39. Hanioka N., Ozawa S., Jinno H., Ando M., Saito Y., Sawada J.:Human liver UDP-glucuronosyltransferase isoforms involved inthe glucuronidation of 7-ethyl-10-hydroxycamptothecin. Xenobiotica,2001; 31: 687-699
  Google Scholar
• 39. Hanioka N., Ozawa S., Jinno H., Ando M., Saito Y., Sawada J.:Human liver UDP-glucuronosyltransferase isoforms involved inthe glucuronidation of 7-ethyl-10-hydroxycamptothecin. Xenobiotica,2001; 31: 687-699
  Google Scholar
• 40. Houba P.H., Boven E.,.van der Meulen-Muileman I.H., LeendersR.G., Scheeren J.W., Pinedo H.M., Haisma H.J.: A novel doxorubicin–glucuronide prodrug DOX-GA3 for tumour-selective chemotherapy:distribution and efficacy in experimental human ovariancancer. Br. J. Cancer, 2001; 84: 550-557
  Google Scholar
• 40. Houba P.H., Boven E.,.van der Meulen-Muileman I.H., LeendersR.G., Scheeren J.W., Pinedo H.M., Haisma H.J.: A novel doxorubicin–glucuronide prodrug DOX-GA3 for tumour-selective chemotherapy:distribution and efficacy in experimental human ovariancancer. Br. J. Cancer, 2001; 84: 550-557
  Google Scholar
• 41. Hsiang Y.H., Liu L.F., Wall M.E., Wani M.C., Nicholas A.W., ManikumarG., Kirschenbaum S., Silber R., Potmesil M.: DNA topoisomeraseI-mediated DNA cleavage and cytotoxicity of camptothecinanalogues. Cancer Res., 1989; 49: 4385-4389
  Google Scholar
• 41. Hsiang Y.H., Liu L.F., Wall M.E., Wani M.C., Nicholas A.W., ManikumarG., Kirschenbaum S., Silber R., Potmesil M.: DNA topoisomeraseI-mediated DNA cleavage and cytotoxicity of camptothecinanalogues. Cancer Res., 1989; 49: 4385-4389
  Google Scholar
• 42. Hu D.G., Rogers A., Mackenzie P.I.: Epirubicin upregulates UDPglucuronosyltransferase 2B7 expression in liver cancer cells via thep53 pathway. Mol. Pharmacol., 2014; 85: 887-897
  Google Scholar
• 42. Hu D.G., Rogers A., Mackenzie P.I.: Epirubicin upregulates UDPglucuronosyltransferase 2B7 expression in liver cancer cells via thep53 pathway. Mol. Pharmacol., 2014; 85: 887-897
  Google Scholar
• 43. Innocenti F., Iyer L., Ramírez J., Green M.D., Ratain M.J.: Epirubicinglucuronidation is catalyzed by human UDP-glucuronosyltransferase2B7. Drug Metab. Dispos., 2001; 29: 686-692
  Google Scholar
• 43. Innocenti F., Iyer L., Ramírez J., Green M.D., Ratain M.J.: Epirubicinglucuronidation is catalyzed by human UDP-glucuronosyltransferase2B7. Drug Metab. Dispos., 2001; 29: 686-692
  Google Scholar
• 44. Innocenti F., Vokes E.E., Ratain M.J.: Irinogenetics: what is theright star?. J. Clin. Oncol., 2006; 24: 2221-2224
  Google Scholar
• 44. Innocenti F., Vokes E.E., Ratain M.J.: Irinogenetics: what is theright star?. J. Clin. Oncol., 2006; 24: 2221-2224
  Google Scholar
• 45. Iyer L., King C.D., Whitington P.F., Green M.D., Roy S.K., TephlyT.R., Coffman B.L., Ratain M.J.: Genetic predisposition to themetabolism of irinotecan (CPT-11). Role of uridine diphosphateglucuronosyltransferase isoform 1A1 in the glucuronidation ofits active metabolite (SN-38) in human liver microsomes. J. Clin.Invest., 1998; 101: 847-854
  Google Scholar
• 45. Iyer L., King C.D., Whitington P.F., Green M.D., Roy S.K., TephlyT.R., Coffman B.L., Ratain M.J.: Genetic predisposition to themetabolism of irinotecan (CPT-11). Role of uridine diphosphateglucuronosyltransferase isoform 1A1 in the glucuronidation ofits active metabolite (SN-38) in human liver microsomes. J. Clin.Invest., 1998; 101: 847-854
  Google Scholar
• 46. Jordan V.C.: Third annual William L. McGuire Memorial Lecture.„Studies on the estrogen receptor in breast cancer“ – 20 years asa target for the treatment and prevention of cancer. Breast CancerRes. Treat., 1995; 36: 267-285
  Google Scholar
• 46. Jordan V.C.: Third annual William L. McGuire Memorial Lecture.„Studies on the estrogen receptor in breast cancer“ – 20 years asa target for the treatment and prevention of cancer. Breast CancerRes. Treat., 1995; 36: 267-285
  Google Scholar
• 47. Juan T.Y., Roffler S.R., Hou H.S., Huang S.M., Chen K.C., Leu Y.L.,Prijovich Z.M., Yu C.P., Wu C.C., Sun G.H., Cha T.L.: Antiangiogenesistargeting tumor microenvironment synergizes glucuronideprodrug antitumor activity. Clin. Cancer Res., 2009; 15: 4600-4611
  Google Scholar
• 47. Juan T.Y., Roffler S.R., Hou H.S., Huang S.M., Chen K.C., Leu Y.L.,Prijovich Z.M., Yu C.P., Wu C.C., Sun G.H., Cha T.L.: Antiangiogenesistargeting tumor microenvironment synergizes glucuronideprodrug antitumor activity. Clin. Cancer Res., 2009; 15: 4600-4611
  Google Scholar
• 48. Katzenellenbogen B.S., Norman M.J., Eckert R.L., Peltz S.W.,Mangel W.F.: Bioactivities, estrogen receptor interactions, and plasminogenactivator-inducing activities of tamoxifen and hydroxy–tamoxifen isomers in MCF-7 human breast cancer cells. CancerRes., 1984; 44: 112-119
  Google Scholar
• 48. Katzenellenbogen B.S., Norman M.J., Eckert R.L., Peltz S.W.,Mangel W.F.: Bioactivities, estrogen receptor interactions, and plasminogenactivator-inducing activities of tamoxifen and hydroxy–tamoxifen isomers in MCF-7 human breast cancer cells. CancerRes., 1984; 44: 112-119
  Google Scholar
• 49. Langer C.J.: The global role of irinotecan in the treatment oflung cancer: 2003 update. Oncology, 2003; 17: 30-40
  Google Scholar
• 49. Langer C.J.: The global role of irinotecan in the treatment oflung cancer: 2003 update. Oncology, 2003; 17: 30-40
  Google Scholar
• 50. Lazard D., Zupko K., Poria Y., Nef P., Lazarovits J., Horn S., KhenM., Lancet D.: Odorant signal termination by olfactory UDP glucuronosyltransferase. Nature, 1991; 349: 790-793
  Google Scholar
• 50. Lazard D., Zupko K., Poria Y., Nef P., Lazarovits J., Horn S., KhenM., Lancet D.: Odorant signal termination by olfactory UDP glucuronosyltransferase. Nature, 1991; 349: 790-793
  Google Scholar
• 51. Leu Y.L., Roffler S.R., Chern J.W.: Design and synthesis of water-solubleglucuronide derivatives of camptothecin for cancerprodrug monotherapy and antibody-directed enzyme prodrugtherapy (ADEPT). J. Med. Chem., 1999; 42: 3623-3628
  Google Scholar
• 51. Leu Y.L., Roffler S.R., Chern J.W.: Design and synthesis of water-solubleglucuronide derivatives of camptothecin for cancerprodrug monotherapy and antibody-directed enzyme prodrugtherapy (ADEPT). J. Med. Chem., 1999; 42: 3623-3628
  Google Scholar
• 52. Li J., Shi M., Cao Y., Yuan W., Pang T., Li B., Sun Z., Chen L., ZhaoR.C.: Knockdown of hypoxia-inducible factor-1α in breast carcinomaMCF-7 cells results in reduced tumor growth and increasedsensitivity to methotrexate. Biochem. Biophys. Res. Commun.,2006; 342: 1341-1351
  Google Scholar
• 52. Li J., Shi M., Cao Y., Yuan W., Pang T., Li B., Sun Z., Chen L., ZhaoR.C.: Knockdown of hypoxia-inducible factor-1α in breast carcinomaMCF-7 cells results in reduced tumor growth and increasedsensitivity to methotrexate. Biochem. Biophys. Res. Commun.,2006; 342: 1341-1351
  Google Scholar
• 53. Li M.L., Horn L., Firby P.S., Moore M.J.: Pharmacological determinantsof 9-aminocamptothecin cytotoxicity. Clin. Cancer Res.,2001; 7: 168-174
  Google Scholar
• 53. Li M.L., Horn L., Firby P.S., Moore M.J.: Pharmacological determinantsof 9-aminocamptothecin cytotoxicity. Clin. Cancer Res.,2001; 7: 168-174
  Google Scholar
• 54. Lim Y.C., Desta Z., Flockhart D.A., Skaar T.C.: Endoxifen (4-hydroxy-N-desmethyl-tamoxifen)has anti-estrogenic effects in breastcancer cells with potency similar to 4-hydroxy-tamoxifen. CancerChemother. Pharmacol., 2005; 55: 471-478
  Google Scholar
• 54. Lim Y.C., Desta Z., Flockhart D.A., Skaar T.C.: Endoxifen (4-hydroxy-N-desmethyl-tamoxifen)has anti-estrogenic effects in breastcancer cells with potency similar to 4-hydroxy-tamoxifen. CancerChemother. Pharmacol., 2005; 55: 471-478
  Google Scholar
• 55. Mathijssen R.H., van Alphen R.J., Verweij J., Loos W.J., NooterK., Stoter G., Sparreboom A.: Clinical pharmacokinetics and metabolism of irinotecan (CPT-11). Clin. Cancer Res., 2001; 8: 2182-2194
  Google Scholar
• 55. Mathijssen R.H., van Alphen R.J., Verweij J., Loos W.J., NooterK., Stoter G., Sparreboom A.: Clinical pharmacokinetics and metabolism of irinotecan (CPT-11). Clin. Cancer Res., 2001; 8: 2182-2194
  Google Scholar
• 56. Michael M., Doherty M.M.: Tumoral drug metabolism: overviewand its implications for cancer therapy. J. Clin. Oncol., 2005;23: 205-229
  Google Scholar
• 56. Michael M., Doherty M.M.: Tumoral drug metabolism: overviewand its implications for cancer therapy. J. Clin. Oncol., 2005;23: 205-229
  Google Scholar
• 57. Nagar S., Blanchard R.L.: Pharmacogenetics of uridine diphosphoglucuronosyltransferase(UGT) 1A family members and itsrole in patient response to irinotecan. Drug Metab. Rev., 2006;38: 393-409
  Google Scholar
• 57. Nagar S., Blanchard R.L.: Pharmacogenetics of uridine diphosphoglucuronosyltransferase(UGT) 1A family members and itsrole in patient response to irinotecan. Drug Metab. Rev., 2006;38: 393-409
  Google Scholar
• 58. Nakamura A., Nakajima M., Yamanaka H., Fujiwara R., Yokoi T.:Expression of UGT1A and UGT2B mRNA in human normal tissuesand various cell lines. Drug Metab. Dispos., 2008; 36: 1461-1464
  Google Scholar
• 58. Nakamura A., Nakajima M., Yamanaka H., Fujiwara R., Yokoi T.:Expression of UGT1A and UGT2B mRNA in human normal tissuesand various cell lines. Drug Metab. Dispos., 2008; 36: 1461-1464
  Google Scholar
• 59. O’Dwyer P.J., Leyland-Jones B., Alonso M.T., Marsoni S., WittesR.E.: Etoposide (VP-16-213): current status of an active anticancerdrug. N. Engl. J. Med., 1985; 312: 692-700
  Google Scholar
• 59. O’Dwyer P.J., Leyland-Jones B., Alonso M.T., Marsoni S., WittesR.E.: Etoposide (VP-16-213): current status of an active anticancerdrug. N. Engl. J. Med., 1985; 312: 692-700
  Google Scholar
• 60. Ogura K., Ishikawa Y., Kaku T., Nishiyama T., Ohnuma T., MuroK., Hiratsuka A.: Quaternary ammonium-linked glucuronidationof trans-4-hydroxytamoxifen, an active metabolite of tamoxifen,by human liver microsomes and UDP-glucuronosyltransferase 1A4.Biochem. Pharmacol., 2006; 71: 1358-1369
  Google Scholar
• 60. Ogura K., Ishikawa Y., Kaku T., Nishiyama T., Ohnuma T., MuroK., Hiratsuka A.: Quaternary ammonium-linked glucuronidationof trans-4-hydroxytamoxifen, an active metabolite of tamoxifen,by human liver microsomes and UDP-glucuronosyltransferase 1A4.Biochem. Pharmacol., 2006; 71: 1358-1369
  Google Scholar
• 61. Oguri T., Takahashi T., Miyazaki M., Isobe T., Kohno N., MackenzieP.I., Fujiwara Y.: UGT1A10 is responsible for SN-38 glucuronidationand its expression in human lung cancers. AnticancerRes., 2004; 24: 2893-2896
  Google Scholar
• 61. Oguri T., Takahashi T., Miyazaki M., Isobe T., Kohno N., MackenzieP.I., Fujiwara Y.: UGT1A10 is responsible for SN-38 glucuronidationand its expression in human lung cancers. AnticancerRes., 2004; 24: 2893-2896
  Google Scholar
• 62. Ohno S., Nakajin S.: Determination of mRNA expression ofhuman UDP-glucuronosyltransferases and application for localizationin various human tissues by real-time reverse transcriptase-polymerasechain reaction. Drug Metab. Dispos., 2009; 37: 32-40
  Google Scholar
• 62. Ohno S., Nakajin S.: Determination of mRNA expression ofhuman UDP-glucuronosyltransferases and application for localizationin various human tissues by real-time reverse transcriptase-polymerasechain reaction. Drug Metab. Dispos., 2009; 37: 32-40
  Google Scholar
• 63. Olson J.A., Moon R.C., Anders M.W., Fenselau C., Shane B.: Enhancementof biological activity by conjugation reactions. J. Nutr.,1992; 122: 615-624
  Google Scholar
• 63. Olson J.A., Moon R.C., Anders M.W., Fenselau C., Shane B.: Enhancementof biological activity by conjugation reactions. J. Nutr.,1992; 122: 615-624
  Google Scholar
• 64. Paigen K.: Mammalian β-glucuronidase: genetics, molecularbiology, and cell biology. Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol., 1989;37: 155-205
  Google Scholar
• 64. Paigen K.: Mammalian β-glucuronidase: genetics, molecularbiology, and cell biology. Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol., 1989;37: 155-205
  Google Scholar
• 65. Paul D., Standifer K.M., Inturrisi C.E., Pasternak G.W.: Pharmacologicalcharacterization of morphine-6 β-glucuronide, a verypotent morphine metabolite. J. Pharmacol. Exp. Ther., 1989; 251:477-483
  Google Scholar
• 65. Paul D., Standifer K.M., Inturrisi C.E., Pasternak G.W.: Pharmacologicalcharacterization of morphine-6 β-glucuronide, a verypotent morphine metabolite. J. Pharmacol. Exp. Ther., 1989; 251:477-483
  Google Scholar
• 66. Pawlowska M., Chu R., Fedejko-Kap B., Augustin E., MazerskaZ., Radominska-Pandya A., Chambers T.C.: Metabolic transformationof antitumor acridinone C-1305 but not C-1311 via selectivecellular expression of UGT1A10 increases cytotoxic response: implicationsfor clinical use. Drug Metab. Dispos., 2013; 41: 414-421
  Google Scholar
• 66. Pawlowska M., Chu R., Fedejko-Kap B., Augustin E., MazerskaZ., Radominska-Pandya A., Chambers T.C.: Metabolic transformationof antitumor acridinone C-1305 but not C-1311 via selectivecellular expression of UGT1A10 increases cytotoxic response: implicationsfor clinical use. Drug Metab. Dispos., 2013; 41: 414-421
  Google Scholar
• 67. Prijovich Z.M., Chen B.M., Leu Y.L., Chern J.W., Roffler S.R.: Anti-tumouractivity and toxicity of the new prodrug 9-aminocamptothecinglucuronide (9ACG) in mice. Br. J. Cancer, 2002; 86: 1634-1638
  Google Scholar
• 67. Prijovich Z.M., Chen B.M., Leu Y.L., Chern J.W., Roffler S.R.: Anti-tumouractivity and toxicity of the new prodrug 9-aminocamptothecinglucuronide (9ACG) in mice. Br. J. Cancer, 2002; 86: 1634-1638
  Google Scholar
• 68. Prijovich Z.M., Chen K.C., Roffler S.R.: Local enzymatic hydrolysisof an endogenously generated metabolite can enhance CPT-11anticancer efficacy. Mol. Cancer Ther., 2009; 8: 940-946
  Google Scholar
• 68. Prijovich Z.M., Chen K.C., Roffler S.R.: Local enzymatic hydrolysisof an endogenously generated metabolite can enhance CPT-11anticancer efficacy. Mol. Cancer Ther., 2009; 8: 940-946
  Google Scholar
• 69. Prijovich Z.M., Leu Y.L., Roffler S.R.: Effect of pH and human serumalbumin on the cytotoxicity of a glucuronide prodrug of 9-aminocamptothecin.Cancer Chemother. Pharmacol., 2007; 60: 7-17
  Google Scholar
• 69. Prijovich Z.M., Leu Y.L., Roffler S.R.: Effect of pH and human serumalbumin on the cytotoxicity of a glucuronide prodrug of 9-aminocamptothecin.Cancer Chemother. Pharmacol., 2007; 60: 7-17
  Google Scholar
• 70. Raynal C., Pascussi J.M., Leguelinel G., Breuker C., Kantar J., LallemantB., Poujol S., Bonnans C., Joubert D., Hollande F., LumbrosoS., Brouillet J.P., Evrard A.: Pregnane X Receptor (PXR) expressionin colorectal cancer cells restricts irinotecan chemosensitivitythrough enhanced SN-38 glucuronidation. Mol. Cancer, 2010; 9: 46
  Google Scholar
• 70. Raynal C., Pascussi J.M., Leguelinel G., Breuker C., Kantar J., LallemantB., Poujol S., Bonnans C., Joubert D., Hollande F., LumbrosoS., Brouillet J.P., Evrard A.: Pregnane X Receptor (PXR) expressionin colorectal cancer cells restricts irinotecan chemosensitivitythrough enhanced SN-38 glucuronidation. Mol. Cancer, 2010; 9: 46
  Google Scholar
• 71. Ross W., Rowe T., Glisson B., Yalowich J., Liu L.: Role of topoisomeraseII in mediating epipodophyllotoxin-induced DNA cleavage.Cancer Res., 1984; 44: 5857-5860
  Google Scholar
• 71. Ross W., Rowe T., Glisson B., Yalowich J., Liu L.: Role of topoisomeraseII in mediating epipodophyllotoxin-induced DNA cleavage.Cancer Res., 1984; 44: 5857-5860
  Google Scholar
• 72. Rowland A., Miners J.O., Mackenzie P.I.: The UDP-glucuronosyltransferases:their role in drug metabolism and detoxification.Int. J. Biochem. Cell Biol., 2013; 45: 1121-1132
  Google Scholar
• 72. Rowland A., Miners J.O., Mackenzie P.I.: The UDP-glucuronosyltransferases:their role in drug metabolism and detoxification.Int. J. Biochem. Cell Biol., 2013; 45: 1121-1132
  Google Scholar
• 73. Rubin E., Wood V., Bharti A., Trites D., Lynch C., Hurwitz S.,Bartel S., Levy S., Rosowsky A., Toppmeyer D., Kufe D.: A phaseI and pharmacokinetic study of a new camptothecin derivative,9-aminocamptothecin. Clin. Cancer Res., 1995; 1: 269-276
  Google Scholar
• 74. Sallustio B.C., Harkin L.A., Mann M.C., Krivickas S.J., BurchamP.C.: Genotoxicity of acyl glucuronide metabolites formed fromclofibric acid and gemfibrozil: a novel role for phase-II-mediatedbioactivation in the hepatocarcinogenicity of the parent aglycones?.Toxicol. Appl. Pharmacol., 1997; 147: 459-464
  Google Scholar
• 76. Sfakianos J., Coward L., Kirk M., Barnes S.: Intestinal uptakeand biliary excretion of the isoflavone genistein in rats. J. Nutr.,1997; 127: 1260-1268
  Google Scholar
• 77. Stahelin H.F., von Wartburg A.: The chemical and biologicalroute from podophyllotoxin glucoside to etoposide: ninth Cainmemorial Award lecture. Cancer Res., 1991; 51: 5-15
  Google Scholar
• 78. Starlard-Davenport A., Lyn-Cook B., Beland F.A., Pogribny I.P.:The role of UDP-glucuronosyltransferases and drug transportersin breast cancer drug resistance. Exp. Oncol., 2010; 32: 172-180
  Google Scholar
• 79. Starlard-Davenport A., Lyn-Cook B., Radominska-Pandya A.:Identification of UDP-glucuronosyltransferase 1A10 in non-malignantand malignant human breast tissues. Steroids, 2008; 73:611-620
  Google Scholar
• 80. Starlard-Davenport A., Lyn-Cook B., Radominska-Pandya A.:Novel identification of UDP-glucuronosyltransferase 1A10 as anestrogen-regulated target gene. Steroids, 2008; 73: 139-147
  Google Scholar
• 81. Starlard-Davenport A., Xiong Y., Bratton S., Gallus-Zawada A.,Finel M., Radominska-Pandya A.: Phenylalanine90 and phenylalanine93are crucial amino acids within the estrogen binding site of thehuman UDP-glucuronosyltransferase 1A10. Steroids, 2007; 72: 85-94
  Google Scholar
• 82. Steele N.L., Plumb J.A., Vidal L., Tjornelund J., Knoblauch P.,Rasmussen A., Ooi C.E., Buhl-Jensen P., Brown R., Evans T.R., DeBonoJ.S.: A phase I pharmacokinetic and pharmacodynamic study of thehistone deacetylase inhibitor belinostat in patients with advancedsolid tumors. Clin. Cancer Res., 2008; 14: 804-810
  Google Scholar
• 83. Stone A.N., Mackenzie P.I., Galetin A., Houston J.B., MinersJ.O.: Isoform selectivity and kinetics of morphine 3- and 6-glucuronidationby huaman UDP-glucuronosyltransferases: evidencefor atypical glucuronidation kinetics by UGT2B7. Drug Metab. Dispos.,2003; 31: 1086-1089
  Google Scholar
• 84. Strassburg C.P., Nguyen N., Manns M.P., Tukey R.H.: UDP-glucuronosyltransferaseactivity in human liver and colon. Gastroenterology,1999; 116: 149-160
  Google Scholar
• 85. Sun D., Chen G., Dellinger R.W., Duncan K., Fang J.L., Lazarus P.:Characterization of tamoxifen and 4-hydroxytamoxifen glucuronidationby human UGT1A4 variants. Breast Cancer Res., 2006; 8: R50
  Google Scholar
• 86. Sun D., Sharma A.K., Dellinger R.W., Blevins-Primeau A.S., BallietR.M., Chen G., Boyiri T., Amin S., Lazarus P.: Glucuronidationof active tamoxifen metabolites by the human UDP glucuronosyltransferases.Drug Metab. Dispos., 2007; 35: 2006-2014
  Google Scholar
• 87. Tolson A.H., Wang H.: Regulation of drug-metabolizing enzymesby xenobiotic receptors: PXR and CAR. Adv. Drug Deliv. Rev.,2010; 62: 1238-1249
  Google Scholar
• 88. Toussaint C., Albin N., Massaad L., Grunenwald D., Parise O.Jr., Morizet J., Gouyette A., Chabot G.G.: Main drug- and carcinogen-metabolizingenzyme systems in human non-small cell lungcancer and peritumoral tissues. Cancer Res., 1993; 53: 4608-4612
  Google Scholar
• 89. Tukey R.H., Strassburg C.P.: Human UDP-glucuronosyltransferases:metabolism, expression and disease. Annu. Rev. Pharmacol.
  Google Scholar
• 90. Vigushin D.M., Coombes R.C.: Histone deacetylase inhibitorsin cancer treatment. Anticancer Drugs, 2002; 13: 1-13
  Google Scholar
• 91. Wang L.Z., Ramirez J., Yeo W., Chan M.Y., Thuya W.L., Lau J.Y.,Wan S.C., Wong A.L., Zee Y.K., Lim R., Lee S.C., Ho P.C., Lee H.S., ChanA., Ansher S., Ratain M. J., Goh B.C.: Glucuronidation by UGT1A1 isthe dominant pathway of the metabolic disposition of belinostatin liver cancer patients. PloS One, 2013; 8: e54522
  Google Scholar
• 92. Wani M.C., Nicholas A.W., Manikumar G., Wall M.E.: Plant antitumoragents. 25. Total synthesis and antileukemic activity ofring A substituted camptothecin analogues. Structure-activitycorrelations. J. Med. Chem., 1987; 30: 1774-1779
  Google Scholar
• 93. Weenen H., Lankelma J., Penders P.G., McVie J.G., ten BokkelHuinink W.W., de Planque M.M., Pinedo H.M.: Pharmacokineticsof 4’-epi-doxorubicin in man. Invest. New Drugs, 1983; 1: 59-64
  Google Scholar
• 94. Weenen H., van Maanen J.M., de Planque M.M., McVie J.G., PinedoH.M.: Metabolism of 4’-modified analogs of doxorubicin. Uniqueglucuronidation pathway for 4’-epidoxorubicin. Eur. J. CancerClin. Oncol., 1984; 20: 919-926
  Google Scholar
• 95. Wen Z., Tallman M.N., Ali S.Y., Smith P.C.: UDP-glucuronosyltransferase1A1 is the principal enzyme responsible for etoposideglucuronidation in human liver and intestinal microsomes: structuralcharacterization of phenolic and alcoholic glucuronides ofetoposide and estimation of enzyme kinetics. Drug Metab. Dispos.,2007; 35: 371-380
  Google Scholar
• 96. White I.N.: Tamoxifen: is it safe? Comparison of activation anddetoxication mechanisms in rodents and in humans. Curr. DrugMetab., 2003; 4: 223-239
  Google Scholar
• 97. Zaya M.J., Hines R.N., Stevens J.C.: Epirubicin glucuronidationand UGT2B7 developmental expression. Drug Metab. Dispos.,2006; 34: 2097-2101
  Google Scholar

Pełna treść artykułu