Abstrakt

Podział krwi na grupy jest metodą klasyfikacji krwi na podstawie obecności lub nieobecności dziedzicznych erytrocytarnych antygenów powierzchniowych, które mogą wywołać odpowiedź układu odpornościowego. Według Międzynarodowego Towarzystwa Transfuzji Krwi wyróżnia się 341 antygenów grupowych krwi sklasyfikowanych w 35 układach grupowych. Antygeny te mogą wchodzić w skład białek, glikoprotein lub glikosfingolipidów, które pełnią funkcję transporterów transmembranowych, kanałów jonowych, cząsteczek adhezyjnych, enzymów, białek strukturalnych lub receptorów dla innych białek. Większość antygenów grupowych jest obecna również na komórkach innych niż erytrocyty. Ze względu na lokalizację na powierzchni komórek, antygeny grupowe mogą być receptorami dla patogenów lub ich toksyn, takich jak pierwotniaki (zarodziec malarii), bakterie (Helicobacter pylori, Vibrio cholerae i Shigella dysenteriae) oraz wirusy (norowirusy, parwowirusy, HIV). Jeżeli obecność antygenu grupowego lub jego wariantu, który powstał w wyniku mutacji jest korzystna dla organizmu (np. przez uniemożliwienie wiązania patogenu do komórek organizmu gospodarza), to grupa krwi może się stać cechą selekcyjną, czego następstwem jest jej rozpowszechnienie się w populacji narażonej na dany patogen. Wśród układów grupowych krwi można wskazać trzynaście, których antygeny mają związek z opornością na patogeny, przy czym szczególnie duży wpływ na zróżnicowanie antygenowe wywarły zarodźce malarii. Uważa się, że bardzo częste występowanie takich grup krwi, jak O w Amazonii, Fy(a-b-) w Afryce czy Ge(-) w Papui-Nowej Gwinei jest wynikiem presji ze strony zarodźca malarii. W opracowaniu przedstawiono związki grup krwi z opornością na patogeny.

Wprowadzenie

Podział krwi na grupy jest metodą klasyfikacji krwi na podstawie obecności lub nieobecności dziedzicznych erytrocytarnych antygenów powierzchniowych, które mogą wywołać odpowiedź układu odpornościowego. Grupy A, B i O zostały odkryte w 1900 r. przez Karla Landsteinera [82], a dziesięć lat później Emil von Dungern i Ludwik Hirszfeld wykazali, że grupy krwi są dziedziczne [140]. Antygeny grupowe krwi są rozpoznawane przez alloprzeciwciała, które mogą powstać w wyniku immunizacji po przetoczeniu krwi niezgodnej grupowo lub na skutek kontaktu z antygenami występującymi w środowisku. Antygeny grupowe, które mogą wchodzić w skład białek, glikoprotein lub glikosfingolipidów, powstają w wyniku mutacji w genach kodujących białka integralne, powierzchniowe lub glikozylotransferazy, czyli enzymy przenoszące zaktywowane reszty cukrowe na akceptory białkowe lub lipidowe [34]. Obecnie za antygen grupowy uważa się każdy polimorfizm (aminokwasowy lub oligosacharydowy), który jest rozpoznawany przez swoiste przeciwciało. Przyczyną zróżnicowania antygenowego mogą być jednonukleotydowe polimorfizmy (SNP, Single Nucleotide Polymorphism), inwersje, insercje albo delecje całych genów lub ich fragmentów [38].

Pierwszym opisanym układem grupowym był układ ABO [82], ale liczba odkrytych antygenów grupowych systematycznie rosła i obecnie według Międzynarodowego Towarzystwa Przetaczania Krwi (International Society of Blood Transfusion, ISBT) wyróżnia się 341 antygenów erytrocytarnych, z czego 310 należy do 35 odrębnych układów grup krwi [36,120]. Do danego układu grupowego krwi zalicza się antygeny kodowane przez jedno locus genowe lub kilka sprzężonych ze sobą loci. Należy tu zauważyć, że nazwa „antygeny grupowe krwi” jest trochę myląca, ponieważ większość tych antygenów (które należą do 30 układów grupowych) występuje również na komórkach innych tkanek, a erytrocyty są tylko komórkami, na których najłatwiej je wykryć. Dlatego też bardziej odpowiednia nazwa to „antygeny grupowe krwi i tkanek” (histo-blood group antigens). Białka, na których znajdują się te antygeny mogą pełnić funkcję transporterów transmembranowych lub kanałów jonowych, cząstek adhezyjnych, enzymów, białek strukturalnych lub receptorów dla innych białek, np. dopełniacza [24]. Układy grupowe krwi oraz najważniejsze cechy należących do nich antygenów są przedstawione w tabeli 1.

Istnienie tak zróżnicowanych cech w populacji ludzkiej może mieć negatywne konsekwencje: przetoczenie krwi niedobranej pod względem antygenów grupowych może spowodować wstrząs hemolityczny (Hemolytic Transfusion Reaction, HTR) [137], a w przypadku ciąży, w której płód wytwarza nieobecne u matki antygeny rozpoznawane przez układ odpornościowy matki, może dojść do choroby hemolitycznej płodu i noworodka (Hemolytic Disease of the Fetus and Newborn, HDFN) [42] lub poronienia [118]. Grupy krwi mogą mieć związek z zachorowalnością na choroby niezakaźne: wiadomo, że stężenie czynnika von Willebranda w osoczu u osób z grupą O jest wyższe, niż u osób o grupach A i B, co wiąże się z większą podatnością na zakrzepicę [134] i chorobę wieńcową [88]. Istnieje również obszerna literatura na temat związków między grupami krwi A/B/O i zachorowalnością na niektóre choroby nowotworowe, takie jak rak trzustki [71]. Ponadto, mutacje w genach kodujących antygeny grupowe mogą powodować deformacje kształtu erytrocytów [152].

Nasuwa się pytanie, czy zróżnicowanie antygenowe, którego konsekwencją jest istnienie grup krwi, powstało w wyniku przypadkowych genetycznych zmian w małych populacjach, które następnie uległy utrwaleniu, czy też jest to skutek naturalnej selekcji, będącej wynikiem presji ze strony patogenów? Wiadomo, że niektóre antygeny grupowe mogą być receptorami dla różnego rodzaju patogenów: pierwotniaków, bakterii i wirusów. Zróżnicowanie tych receptorów może spowodować podwyższenie oporności na te patogeny, co z kolei może dać określonym fenotypom przewagę ewolucyjną [4]. W pracy przedstawiono krótką charakterystykę trzynastu układów grupowych, których antygeny mogą powodować zmiany oporności na choroby oraz opis relacji między układami grupowymi krwi i opornością na pierwotniaki, bakterie i wirusy.

Układy grupowe krwi, które mają związek z opornością na choroby

Układy grupowe ABO (001), Lewis (007) i H (018)

Antygeny należące do tych układów są oligosacharydami, powstającymi w wyniku działania swoistych glikozylotransferaz. Układ ABO (obok układu Rh) stanowi najważniejszy pod względem klinicznym układ grupowy krwi, a jego związek z opornością na patogeny został dobrze udokumentowany [32,33]. W skład układu grupowego ABO wchodzą antygeny A i B, które są oligosacharydami występującymi na glikoproteinach i glikosfingolipidach, przy czym ok. 90% z nich znajduje się na glikoproteinach. Antygeny te, różniące się terminalnym cukrem (N-acetylogalaktozamina w antygenie A i galaktoza w antygenie B), powstają w aparacie Golgiego w wyniku działania swoistych glikozylotransferaz A i B, które przenoszą odpowiednie cukry z ich nukleotydowych pochodnych na akceptor oligosacharydowy, nazywany antygenem H, któ ry jest jedynym antygenem układu grupowego H (ryc. 1) [119]. Charakterystyczną cechą antygenu H jest obecność reszty fukozy przyłączonej do terminalnej galaktozy wią- zaniem α1→2; jest to warunek konieczny, aby galaktoza lub N-acetylogalaktozamina mogła zostać przyłączona. Transferazy A i B są kodowane przez gen ABO. Sekwencje aminokwasowe glikozylotransferaz A i B różnią się czterema resztami, z czego tylko dwie decydują o zmianie swoistości enzymu. Są to aminokwasy w pozycji 266 (leucyna w A, metionina w B) oraz 268 (glicyna w A, alanina w B). Badania strukturalne wykazały, że obecność reszt metioniny i alaniny w centrum aktywnym transferazy B powoduje, że enzym może związać tylko galaktozę, a nie N-acetylogalaktozaminę, ponieważ większe łańcuchy boczne tych aminokwasów stanowią steryczną przeszkodę dla nukleotydo-GalNAc, który jest substratem (donorem) w reakcji katalizowanej przez glikozylotransferazę [151]. Fenotyp O, który jest cechą recesywną, charakteryzuje się brakiem determinant antygenowych A i B; przyczyną jego powstania jest kodowanie przez gen ABO nieaktywnego enzymu, w którym brakuje domeny katalitycznej. Najczęstszą przyczyną jest delecja jednego nukleotydu, co powoduje zmianę ramy odczytu [119]. Osoby z fenotypem O mają na powierzchni komórek jedynie antygen H.

Antygen H, jedyny w układzie grupowym H, powstaje w wyniku działania α1,2-fukozylotransferazy 1, kodowanej przez gen FUT1, który ulega ekspresji w tkankach pochodzenia mezodermalnego, w tym na erytrocytach. Jeżeli enzym ten jest nieaktywny w wyniku podstawień lub delecji w genie FUT1, powstaje fenotyp Bombay, w któ-rym fukoza przyłączona wiązaniem α1→2 do galaktozy jest nieobecna. Z powodu braku prekursora (antygenu H), erytrocyty o takim fenotypie nie mają na powierzchni również antygenów grupowych A i B. Gen FUT2 (Se), który koduje α1,2-fukozylotransferazę 2, ulega ekspresji w tkankach pochodzenia ektodermalnego. Osoby, które mają co najmniej jeden gen FUT2 kodujący prawidłowy enzym, mają na komórkach nabłonka antygeny układów ABO oraz H, i są nazywane wydzielaczami. Osoby homozygotyczne pod względem allela se, który koduje nieaktywny enzym, nie mają na powierzchni komórek nabłonka antygenów tych układów grupowych i są nazywane niewydzielaczami. W populacji europejskiej ok. 20% osób stanowią niewydzielacze, u których zaistniała inaktywacja genu FUT2 w wyniku mutacji nonsensownych. W populacji azjatyckiej dominują mutacje typu zmiany sensu, które powodują obniżenie ekspresji genu FUT2, ale niewielka ilość antygenów ABH na powierzchni nabłonka jest obecna [64].

Układ grupowy Lewis zawiera 6 antygenów, które nie są syntezowane w komórkach szpiku będących prekursorami erytrocytów, a ich obecność na powierzchni czerwonych krwinek jest wynikiem adsorpcji z osocza [28]. W skład tych antygenów wchodzi fukoza, która w wyniku działania α1,3/4-fukozylotransferazy, kodowanej przez gen FUT3, zostaje przyłączona wiązaniem α1→3 lub α1→4 (zależnie od typu łańcucha oligosacharydowego). Enzym ten katalizuje syntezę antygenów Lea u niewydzielaczy i Leb u wydzielaczy, co powoduje powstanie fenotypów odpowiednio Le(a+b-) i Le(a-b+) (ryc. 2). Osoby o fenotypie Le(a-b-), czyli Lewis-ujemne (u których gen FUT3 koduje nieaktywny enzym) nie mają żadnego z tych antygenów [74]. W Europie częstość fenotypu Le(a-b+) wynosi 70%, w Afryce i Azji ok. 50-60%. Fenotyp Le(a+b-) występuje z podobną częstością w Europie i Afryce (19-23%), ale nie w Azji (0%). Fenotyp Le(a+b+) jest bardzo rzadki w Europie, ale częsty w Południowo-Wschodniej Azji (do 30%), co jest związane z rzadkim występowaniem allela se w Azji. Częstość fenotypu Le(a-b-) to 4-11% w Europie, 22-30% w Afryce i 11% w Azji [36].

Układy grupowe ABO i H były pierwszymi układami, dla których opisano zróżnicowaną częstość występowania grup krwi w  różnych populacjach etnicznych. Po raz pierwszy zrobili to Ludwik i Hanna Hirszfeldowie, którzy w czasie I Wojny Światowej przebywali w Salonikach jako lekarze Sojuszniczych Armii Wschodu (Armées Alliées en Orient). Armie te, skierowane do Grecji w 1916 roku przez Ententę (pomysłodawcą był premier III Republiki, Aristide Briand) jako wsparcie dla Serbii walczącej z państwami centralnymi, składały się z żołnierzy różnych narodowości i stanowiły tym samym doskonałą grupę badawczą. Po przebadaniu ok. 8000 żołnierzy autorzy ci wykazali, że grupa A występuje częściej u Europejczyków (Anglicy: 46% A, 10% B), a grupa B u Azjatów (Hindusi: 27% A, 48% B) [65]. Ze współczesnych badań wynika, że częstość występowania grupy O jest najniższa w Indiach (20%), w Europie wynosi ok. 45-55%, w Afryce powyżej 55%, a wśród rdzennych mieszkańców Ameryki i Australii 90% [32,36]. Częstość występowania grupy A jest wysoka w Europie, szczególnie w Skandynawii i Europie Południowo-Zachodniej (do 55%), podczas gdy grupa B jest częsta w Azji Południowo-Zachodniej (do 30%). Częstość tej grupy w Europie waha się od 15% w Europie Wschodniej do 5% w Hiszpanii i Portugalii [36].

Glikoforyny: układy grupowe MNS (002) i Gerbich (020)

Glikoforyny są bogato glikozylowanymi i usjalowanymi białkami występującymi tylko na erytrocytach [87]. U człowieka wyróżnia się 4 rodzaje glikoforyn: A i B (kodowane przez geny GYPA, GYPB) oraz C i D (kodowane przez gen GYPC). W genomie obecny jest również gen GYPE, kodujący hipotetyczną glikoforynę E, ale jej obecności w erytrocytach nie udało się potwierdzić. Różnica między genem GYPA a genami GYPB i GYPE polega na nieobecności eksonów 2 i 3 kodujących odpowiednio reszty aminokwasowe 27-39 i 40-71: gen GYPB nie ma eksonu 2, gen GYPE eksonów 2 i 3. Różnica między glikoforyną C i D polega na tym, że glikoforyna C jest produktem translacji rozpoczynającej się od pierwszego kodonu metioniny w transkrypcie, a glikoforyna D – od drugiego. Glikoforyna C jest w związku z tym dłuższa od glikoforyny D o 21 reszt aminokwasowych. Na glikoforynie A i B znajdują się antygeny grupowe należące do układu MNS, a na glikoforynach C i D antygeny grupowe układu Gerbich. Powszechnie występujące antygeny M i N różnią się dwiema resztami aminokwasowymi w pozycji 1 i 5 łańcucha polipeptydowego glikoforyny A, są to: seryna i glicyna w antygenie M, albo leucyna i kwas glutaminowy w antygenie N [144]; sekwencja aminokwasowa N-końcowego fragmentu glikoforyn B i E obejmującego 26 reszt aminokwasowych jest taka sama, jak sekwencja glikoforyny A typu N. Glikoforyna B jest nosicielem antygenów S i s, które powstają w wyniku polimorfizmu w pozycji 29 jej łańcucha polipeptydowego: metioniny w antygenie S lub treoniny w antygenie s [79]. Uważa się, że glikoforyny A i B nie mają żadnej swoistej funkcji, natomiast ze względu na liczne łańcuchy cukrowe tworzą ochronną otoczkę dla erytrocytów [77]. Układ grupowy MNS obejmuje 46 antygenów, w tym rzadkie glikoforyny z pojedynczymi podstawieniami reszt aminokwasowych (na przykład Mc lub Mg ) [14] oraz hybrydowe formy glikoforyn, takie jak Dantu (hybryda glikoforyny A i glikoforyny B) [69] czy Sta (hybryda glikoforyny B i glikoforyny A) [125].

Częstość antygenu M waha się w granicach 50 – 60%, przy czym antygen ten spotyka się nieco częściej w krajach bałtyckich, południowej Azji i Indonezji. Antygen N spotyka się z częstością 40 – 50%; najrzadszy jest wśród mieszkańców Papui-Nowej Gwinei. Antygen S, który wykazuje sprzężenie z antygenami MN, jest częstszy w Europie niż Azji; częstości haplotypów w Europie są następujące: MS, 25%; Ms, 29%; NS, 7% i Ns, 39% [36].

Układ grupowy P1PK (003)

Układ grupowy P1PK obejmuje trzy glikosfingolipidowe antygeny: Pk i P1 z terminalną sekwencją Galα1→4Gal oraz antygen NOR z terminalną sekwencją Galα1→4GalNAc [75]. Antygeny Pk i NOR należą do szeregu globo, natomiast antygen P1 należy do szeregu neolakto (ryc. 1) [40]. Biosynteza antygenów P1PK przebiega w dwóch osobnych szlakach, a substratem wyjściowym jest laktozyloceramid. Antygeny P1 i Pk syntezowane są z udziałem syntazy P1/ Pk (α1,4-galaktozylotransferazy), kodowanej przez gen A4GALT. Enzym ten katalizuje syntezę wiązania α-1,4-glikozydowego pomiędzy resztą galaktozy pochodzącą z donorowego nukleotydocukru (UDP-galaktoza), a terminalną resztą galaktozy laktozyloceramidu (antygen Pk ) lub paraglobozydu (antygen P1) [124]. U osób o fenotypie GLOB:1, antygen Pk jest wydłużany przez syntazę P, w wyniku czego powstaje antygen P [75]. Antygen NOR powstaje w wyniku mutacji 631C > G w genie A4GALT, która powoduje zastąpienie reszty glutaminy w pozycji 211 łań- cucha polipeptydowego syntazy P1/ Pk resztą kwasu glutaminowego (podstawienie 211Gln > Glu). Zmiana ta rozszerza swoistość akceptorową enzymu, w wyniku czego ma on zdolność przyłączania reszty galaktozy zarówno do terminalnej galaktozy laktozyloceramidu lub paraglobozydu (tak jak konsensowa syntaza P1/ Pk ), jak i do terminalnej N-acetylogalaktozaminy globozydu. Jest to pierwszy opisany przypadek zmiany swoistości akceptorowej glikozylotransferazy wskutek mutacji punktowej [124]. Erytrocyty, które mają na powierzchni antygen NOR, są aglutynowane przez większość ludzkich surowic, ponieważ w surowicy większości ludzi występują naturalne przeciwciała rozpoznające glikotop Galα-1,4-GalNAc [41]. Istnieje też rzadki fenotyp p, w którym antygeny Pk ani P1 nie są syntezowane w wyniku mutacji w genie A4GALT.

Antygeny Pk i P1 występują na erytrocytach, a także na komórkach nabłonka i śródbłonka, z tym, że antygen P1 znajdowany jest tylko u części osób. W zależności od obecności antygenu P1 mamy do czynienia z grupą krwi P1 (antygen P1 jest obecny) lub P2 (brak antygenu P1). Molekularne podstawy zróżnicowania antygenowego pozostają nie do końca wyjaśnione: wiadomo, że w przypadku fenotypu P1 poziom transkryptu dla α-1,4-galaktozylotransferazy jest wyższy, niż u osób z grupą P2 [81]. W intronie 1 genu A4GALT znaleziono jednonukleotydowe polimorfizmy, które wydają się mieć związek ze statusem P1 /P2 , prawdopodobnie w wyniku podwyższenia aktywności promotora [81,131]. Może to spowodować wzrost stężenia a1,4-galaktozylotransferazy, co z kolei może prowadzić do syntezy antygenu P1, który przy niskim poziomie enzymu jest wytwarzany w ilościach niewykrywalnych przez przeciwciała anty-P1. Mechanizm tego zjawiska jest jednak niewyjaśniony. Grupa P1występuje w Europie z częstością 80%, ale w populacjach azjatyckich jej częstość jest znacznie niższa (30% w Japonii) [36]. Antygen NOR występuje bardzo rzadko (obecnie znane są tylko dwie rodziny, których członkowie mają ten fenotyp).

Układ grupowy Rh (004)

W skład tego układu wchodzą 54 antygeny kodowane przez dwa homologiczne geny: RHD, kodujący białko D, oraz RHCE, który koduje białka Cc i Ee [47]. Antygeny te są białkami transmembranowymi przebijającymi błonę komórkową 12 razy i nie są glikozylowane, a występują jedynie na erytrocytach. Białka te tworzą makrokompleksy z białkiem pasma 3, ale ich rola pozostaje nieznana, chociaż białko RhAG wykazujące wysoką homologię z białkami Cc/D/Ee jest transporterem NH4 + lub CO2 [22]. Fenotyp Rh- jest wynikiem delecji genu RHD i spowodowanej przez nią nieobecności białka D na powierzchni erytrocytów (genotyp dd). Fenotyp ten spotyka się dość często w Europie (15 – 30%), przy czym najczęściej występuje on w Kraju Basków (35%). Poza Europą, fenotyp ten spotyka się w Azji Środkowej i Afryce Południowej (16- 20%), ale jest niezwykle rzadki w Azji Wschodniej i wśród rdzennych mieszkańców Ameryki [36]. Fenotyp Rh- jest najczęstszą przyczyną choroby hemolitycznej płodu i noworodka (HDFN), która jest spowodowana obecnością przeciwciał anty-Rh w osoczu Rh-ujemnej matki, kiedy płód jest Rh-dodatni. Jeszcze w latach 70. dwudziestego wieku występowała u jednego dziecka na 170 urodzeń, powodując w USA śmierć 10 000 dzieci rocznie [136]. Obecnie, po wprowadzeniu profilaktyki, HDFN występuje z częstością 0,02 na 1000 urodzeń, i w większości nie są to przypadki związane z układem grupowym Rh, chociaż i takie się zdarzają [80].

Układ grupowy Duffy (008)

Antygeny układu grupowego Duffy, kodowane przez gen DARC, znajdują się na glikoproteinie, która siedmiokrotnie przenika przez błonę komórkową, i oprócz erytrocytów obecna jest również na komórkach śródbłonka [95]. Białko to zawiera 3 związane N-glikozydowo łańcuchy oligosacharydowe typu złożonego z terminalnymi resztami kwasu sjalowego [34,54,55]. Dwa główne antygeny, Fya i Fyb (kodowane przez allele FY*A i FY*B) różnią się jedną resztą aminokwasową w pozycji 42 łańcucha polipeptydowego we fragmencie N-końcowym, który znajduje się na zewnątrz komórki (glicyna w Fya , kwas asparaginowy w Fyb ) [132]. Na podstawie reaktywności z przeciwciałami anty-Fya i anty-Fyb wyróżniono fenotypy Fy(a+b+), Fy(a- +b-) i Fy(a-b+). Ponadto istnieje fenotyp Duffy-ujemny, Fy(a-b-), w którym na powierzchni erytrocytów (ale nie komórek śródbłonka) białko Duffy jest nieobecne; przyczyną jest polimorfizm pojedynczego nukleotydu w regionie promotorowym genu kodującego białko Duffy, co powoduje deaktywację miejsca wiążącego dla erytroidalnego czynnika transkrypcyjnego [133]. Fenotyp ten jest wynikiem homozygotyczności wobec allela FY*BES (erythroid silent). Uważa się, że główna funkcja białka Duffy to wiązanie nadmiaru chemokin z osocza bez aktywacji szlaków sygnałowych, w związku z tym nazywa się je „cichym” receptorem dla chemokin [56]. Do związania chemokin niezbędna jest obecność zarówno fragmentu N-końcowego, jak i pętli transmembranowych [143].

Układ grupowy Diego (010)

Układ grupowy Diego obejmuje 22 antygeny grupowe znajdujące się na białku pasma 3 (białko przenoszące aniony), które jest główną transmembranową glikoproteiną erytrocytów, występującą też w komórkach nabłonka żołądka oraz komórkach kanalików nerek [45]. Białko to przenosi aniony HCO3 – przez błonę komórkową oraz oddziałuje ze szkieletem komórkowym, tworząc kompleksy z białkami RhAG, glikoforynami A, B i C oraz białkiem 4.1 [147].

Układ grupowy Cromer (021)

Układ grupowy Cromer zawiera 18 antygenów znajdujących się na białku CD55 (Decay Accelerating Factor, DAF) [121]. Białko to reguluje aktywność dopełniacza poprzez wiązanie się z fragmentem C4b, co hamuje aktywację zarówno klasycznej, jak i alternatywnej drogi dopełniacza [18]. CD55 jest związane z błoną komórkową za pośrednictwem kotwicy glikozylofosfatydyloinozytolowej (GPI). Białko DAF chroni komórki przed lizą wywołaną przez dopełniacz poprzez hamowanie jego aktywacji, dlatego jego brak powoduje napadową nocną hemoglobinurię. Choroba ta jest najczęściej spowodowana mutacją w genie PIGA (znajdującym się w chromosomie X), który koduje podjednostkę enzymu odpowiedzialnego za syntezę kotwicy glikozylofosfatydyloinozytolowej. Erytrocyty, w których liczba białka CD55 jest zbyt niska, są podatne na lizę przez dopełniacz aktywowany na drodze alternatywnej, co nasila się szczególnie w nocy, w wyniku niewielkiego spadku pH osocza [19].

Układ grupowy Knops (022)

Antygeny układu Knops znajdują się na białku CR1 (CD35), które jest receptorem dla dopełniacza, obecnym na powierzchni erytrocytów i leukocytów. Białko to wiąże kompleksy immunologiczne opłaszczone fragmentami dopełniacza C3b/C4b, i takie erytrocyty są transportowane do śledziony, gdzie zostają przechwycone przez makrofagi [98]. Znanych jest siedem antygenów Knops, które powstają w wyniku punktowych mutacji prowadzących do zmian w sekwencji łańcucha polipeptydowego.

Układ grupowy Ok (024)

Antygeny układu grupowego Ok znajdują się na basiginie (BSG, CD147), białku z rodziny cząstek adhezyjnych, obecnym na powierzchni erytrocytów i leukocytów [146]. Basigina indukuje wytwarzanie kolagenazy i innych metaloproteinaz oraz oddziałuje z integrynami i transporterami kwasów monokarboksylowych.

Układ grupowy GLOB (028)

Układ grupowy GLOB zawiera tylko jeden antygen, glikosfingolipid z terminalną N-acetylogalaktozaminą, nazywany globozydem (GLOB) lub antygenem P (ryc. 1). Jego obecność jest zależna od ekspresji genu B3GALNT1, kodującego β1,3-N-acetylogalaktozaminylotransferazę. Enzym ten przenosi resztę N-acetylogalaktozaminy na antygen Pk z utworzeniem antygenu P (Gb4) (ryc. 1) [74]. Jeżeli enzym ten jest nieaktywny, brak antygenu Gb4 powoduje powstanie rzadkiego fenotypu GLOB:-1. Przyczyną braku aktywności są mutacje punktowe w genie B3GALNT1 [74].

Układ grupowy Forssman (031)

Antygen FORS, jedyny antygen w  układzie grupowym FORS, jest wynikiem działania α1,3-N-acetylogalaktozami nylotransferazy znanej też jako transferaza Forssman, któ- ra przyłącza N-acetylogalaktozaminę do N-acetylogalaktozaminy wiązaniem α1→3 (ryc. 1). Enzym ten, kodowany przez gen GBGT1, jest aktywny u większości gatunków zwierząt, ale u ludzi był uważany za nieaktywny z powodu kilku punktowych mutacji w tym genie [76]. Znaleziona u członków trzech rodzin dodatkowa mutacja powoduje zmianę reszty aminokwasowej 296Arg>Glu, dzięki czemu nieaktywne białko odzyskuje aktywność enzymatyczną [126].

Antygen Sid

Antygen Sid, którego związki z opornością na malarię również wykazywano, nie został zakwalifikowany do żadnego układu grupowego, ponieważ genetyczne podstawy tego polimorfizmu nie są znane. Antygen ten ma strukturę GalNAcβ1→4(Neu5Acα2→3)Gal i powstaje w wyniku przyłączenia N-acetylogalatozaminy do reszty galaktozy w O-glikanach glikoforyny A lub glikosfingolipidach, katalizowanego przez b1,4-galaktozylotransferazę [23]. Znajduje się go u osób Sd(a+)-dodatnich (90% populacji europejskiej), natomiast u osób z rzadkim fenotypem Sd(a++), nazywanym również fenotypem Cad, liczba terminalnych reszt N-acetylogalaktozaminy jest znacznie zwiększona, być może w wyniku podwyższonej aktywności tego enzymu [13,52].

Zarażenia przez pierwotniaki

Pierwotniaki, a zwłaszcza zarodziec malarii, stanowią duże zagrożenie dla populacji ludzkiej. Malaria (zimnica) jest zakaźną chorobą spowodowaną przez zarodźce malarii należące do pięciu gatunków, z czego największe znaczenie mają: Plasmodium falciparum i Plasmodium vivax. Rocznie zapada na nią ok. 220 milionów osób, a umierają 1-3 miliony (głównie dzieci). Zarażenie zarodźcem malarii następuje w wyniku ukłucia przez zarażoną samicę komara widliszka (Anopheles spp.), która w czasie penetracji skóry człowieka w poszukiwaniu krwi uwalnia ślinę zawierającą zarodźce w postaci sporozoitów. Trafiają one do hepatocytów, w których przekształcają się w schizonty. W wyniku rozpadu zarażonych komórek wątroby następuje uwolnienie do krwiobiegu merozoitów, które następnie wnikają do erytrocytów, będących miejscem ich dalszego rozwoju [30,72]. Gorączka i dreszcze, które są typowymi objawami malarii, są spowodowane jednoczesnym rozpadem zarażonych erytrocytów i uwalnianiem kolejnych pokoleń merozoitów. Około 10% merozoitów daje następnie początek gametocytom, które są prekursorami gamet, i po ukłuciu przez kolejnego komara przedostają się do jego przewodu pokarmowego, inicjując kolejny cykl rozwoju zarodźca [30].

Uważa się, że zarodziec malarii spowodował większe zmiany w ludzkim genomie niż jakikolwiek inny patogen [33]. Wśród zmian, które powstały w genomie człowieka w wyniku oddziaływań z zarodźcami malarii, można wymienić hemoglobinopatie (anemia sierpowatokrwinkowa, talasemie) [145], zmiany w metabolizmie (niedobór dehydrogenazy glukozo-6-fosforanowej) [91], zmiany w strukturze błony komórkowej (eliptocytoza, sferocytoza) [51] oraz zmiany w antygenach powierzchniowych, takich jak adhezyjna cząstka ICAM-1 [145]. Antygeny grupowe krwi, będące przedmiotem niniejszego opracowania, odgrywają również ważną rolę w oddziaływaniach zarodźca z komórkami gospodarza. Można wskazać osiem układów grupowych zawierających takie antygeny: ABO, MNSs, Duffy, Diego, Gerbich, Knops, Ok i Sid. Poniżej krótko przedstawiono charakterystykę związków tych układów z podatnością na choroby wywołane przez pierwotniaki.

Układy grupowe ABO (001), Lewis (007) i H (018)

Antygeny układu ABO nie uczestniczą bezpośrednio w procesie wnikania zarodźców malarii do komórek, ale są one wiązane przez receptor występujący na powierzchni erytrocytów zarażonych przez merozoity P. falciparum, nazywany PfEMP-1 (P. falciparum erythrocyte membrane protein-1). Białko to jest produkowane przez merozoity zarodźca i pojawia się na powierzchni zarażonych erytrocytów [96]. Receptor ten rozpoznaje antygeny A i B na powierzchni komórek śródbłonka, co powoduje wychwytywanie z krwiobiegu zarażonych erytrocytów, które unikają w ten sposób zniszczenia w śledzionie [8]. Ponadto, erytrocyty osób o grupie O zarażone merozoitami P. falciparum są lepiej fagocytowane przez monocyty, niż erytrocyty osób o grupie A lub B. Mechanizm tego zjawiska nie jest znany, ale sugeruje się, że brak antygenów A lub B na powierzchni erytrocytów zmienia przestrzenne ułożenie białek, w wyniku czego są one lepiej rozpoznawane przez receptory makrofagów [148]. Osoby o grupie O mają więc większe szanse wyzdrowienia, niż osoby o grupie A lub B.

Antygeny grupowe układu ABO są przykładem cech, które w znaczący sposób wpływają na zdolność do przetrwania w warunkach presji ze strony patogenów [3,32].

Glikoforyny: układy grupowe MNS (002) i Gerbich (020)

Na powierzchni erytrocytów znajdują się dwa typy receptorów dla merozoitów P. falciparum: zależne od kwasu sjalowego, takie jak glikoforyny, i niezależne od kwasu sjalowego, które obejmują białko pasma 3 oraz receptor CR1 i basigina. Kwas sjalowy jest więc bardzo ważnym elementem jednego z receptorów dla merozoitów, przy czym należy zaznaczyć, że kwas sjalowy u człowieka i innych kręgowców różni się budową: u człowieka jest to kwas N-acetyloneuraminowy, a u innych kręgowców kwas N-glikoliloneuraminowy. Różnica wynika z braku u człowieka aktywnej hydroksylazy kwasu CMP-neuraminowego, która dodaje grupę hydroksylową do kwasu N-acetyloneuraminowego. Mutacja w genie kodują- cym ten enzym pojawiła się około 2 miliony lat temu, co dało przodkom człowieka podwyższoną oporność na malarię aż do czasów, kiedy ludzie nauczyli się uprawiać ziemię (ok. 10 000 lat temu). Rozwój rolnictwa spowodował pojawienie się nowych niszy ekologicznych dla komarów (np. na polach uprawnych), co z kolei umożliwiło zarodźcom dynamiczny rozwój. Wtedy też prawdopodobnie w genomie zarodźca powstała mutacja w genie rozpoznającym receptor zależny od kwasu sjalowego, dzięki której merozoity uzyskały zdolność rozpoznawania kwasu N-acetyloneuraminowego [138].

Można podejrzewać, że głównym receptorem zależnym od kwasu sjalowego jest glikoforyna A, ponieważ występuje na erytrocytach w największej liczbie kopii. Najczęściej występujące polimorfizmy glikoforyny A (M i N) oraz niektóre rzadko spotykane (He, Mc ) nie powodują zmian powinowactwa merozoitów wobec erytrocytów. Cechy takie wykazują natomiast niektóre hybrydowe glikoforyny, takie jak Dantu; fenotyp ten spotyka się w Afryce z częstością 0,5%, podczas gdy u ludzi pochodzenia europejskiego jest on niezwykle rzadki [44]. Istnieje wiele podobnych form hybrydowych glikoforyn A i B, a obecność wielu z nich na powierzchni erytrocytów powoduje podwyższoną oporność na malarię [63]. W środkowej Afryce obserwuje się ponadto często fenotyp (U-S-s-) (36% u Pigmejów z Konga), w którym glikoforyna B jest nieobecna, co daje również podwyższoną oporność na malarię [50]. Brak glikoforyny A, znany jako fenotyp En(a-), zdarza się jednak bardzo rzadko (obecnie znanych jest pięć takich rodzin), chociaż erytrocyty takich osób są około dziesięciokrotnie mniej podatne na inwazję przez merozoity w porównaniu z erytrocytami, które zawierają prawidłową glikoforynę A. Fenotyp En(a-) powstaje w wyniku delecji eksonów kodujących większą część glikofoyny A; erytrocyty o takim fenotypie mają prawidłową budowę [109]. Pozostaje zagadką, dlaczego w tym przypadku ewolucja nie spowodowała powstania populacji o fenotypie En(a-), której członkowie mieliby zwiększoną oporność na malarię, tak jak się to stało w przypadku osób Duffy-ujemnych.

Z glikoforynami C i D związany jest układ grupowy Gerbich (020), zawierający 7 antygenów zlokalizowanych na glikoforynach C i D lub ich wariantach powstałych wskutek delecji poszczególnych eksonów [141]. Glikoforyny C i D stanowią ważny element szkieletu komórkowego erytrocytów, wiążąc białko pasma 4.1 ze spektryną. Glikoforyna C jest jednym z receptorów dla zarodźca P. falciparum [114]. Brak glikoforyn C i D powoduje zmiany w kształcie erytrocytów i jest spotykany bardzo rzadko, ale fenotyp Gerbich-ujemny, który powstaje w wyniku delecji eksonu trzeciego w genie kodującym glikoforynę C jest częsty wśród mieszkańców Nowej Gwinei. Uważa się, że ma to związek z presją ewolucyjną ze strony zarodźca malarii: osoby o fenotypie Ge- są mniej podatne na zarażenie, ponieważ taka glikoforyna C nie jest rozpoznawana przez merozoity [92]. Uważa się, że obecność reszt aminokwasowych 36-63 glikoforyny C oraz jej łańcucha oligosacharydowego związanego N-glikozydowo do Asn-8 jest niezbędna do wiązania merozoitów [5,94,113].

Układ grupowy Rh (004)

Bardzo częste występowanie fenotypu Rh- (do 50% w niektórych populacjach) nakazuje zastanowić się, dlaczego cecha o negatywnym znaczeniu dla populacji tak się rozpowszechniła. Istnieją dwie hipotezy wyjaśniające to zjawisko. Jedna z nich postuluje obecność fenotypu Rhu dawnych mieszkańców Azji Środkowej, którzy w okresie paleolitu osiedlili się w Europie Zachodniej [117]. Druga hipoteza sugeruje obecność presji selekcyjnej, która mogłaby prowadzić do upowszechnienia się tej cechy, jednak przekonujących danych przemawiających za taką hipotezą jak dotąd nie przedstawiono. Istnieją jedynie wyniki badań populacyjnych, które wydają się wskazywać na pewien związek między fenotypem Rh- i długotrwałymi skutkami zarażenia przez pierwotniaki z gatunku Toxoplasma gondii. Wiadomo, że zarażenia tymi pierwotniakami są związane ze zmianami neurologicznymi w ośrodkowym układzie nerwowym, które mogą być przyczyną poważnych zaburzeń neurologicznych, w tym zaburzeń osobowości, mogących prowadzić do samobójstw [48]. W pracy Novotnej i wsp. [105] wykazano, że zarażenie tym pierwotniakiem powoduje wydłużenie czasu reakcji na bodziec u osób homozygotycznych pod względem alleli D i d, ale nie u heterozygot Dd, ponieważ w tym przypadku skraca się czas reakcji. Takie wydłużenie czasu reakcji mogłoby m.in. skutkować zwiększoną liczbą wypadków samochodowych, powodowanych przez Rh-dodatnie osoby zarażone T. gondii, w porównaniu z osobami Rh-ujemnymi [49]. Jednak ze względu na to, że białko D nie występuje w mózgu, związek taki jest jednak trudny do wytłumaczenia, a publikacje zespołu Jaroslava Flegra spotykają się z niedowierzaniem, zwłaszcza że objawy kliniczne neurotoksoplazmozy mogą być bardzo poważne [3].

Układ grupowy Duffy (008)

Białko Duffy jest jednym z dwóch receptorów dla merozoitów P. vivax [57], dlatego też brak tego białka na powierzchni erytrocytów powoduje oporność na malarię spowodowaną przez ten gatunek zarodźca [97]. Częstość allela FY*A jest wyższa w Ameryce i Azji (do 60%), a częstość allela FY*B w Europie (40%); w Afryce spotyka się przede wszystkim allel FY*BES, który w przypadku homozygotyczności powoduje powstanie fenotypu Duffy- -ujemnego [36]. Można w związku z tym postawić tezę, że przewaga osób o fenotypie Duffy-ujemnym wśród mieszkańców Afryki ma związek właśnie z tym zjawiskiem, które można uznać za silną cechę selekcyjną [59].

Układ grupowy Diego (010)

Delecja reszt aminokwasowych 400-408 białka pasma 3 powoduje powstanie odmiany postaci białka pasma 3, które w wyniku nieprawidłowego sfałdowania nie może przenosić anionów. Takie białko pasma 3 jest charakterystyczną cechą południowoazjatyckiej owalocytozy (SouthEast Asia Ovalocytosis), w której erytrocyty mają podwyższoną sztywność i zmieniony kształt [21]. Uważa się, że cecha ta daje oporność na mózgową postać malarii, co ma prawdopodobnie związek z obniżeniem pH osocza, spowodowanym nieprawidłowym transportem anionów w kanalikach nerek i wynikającym z tego zjawiska obniżonym wiązaniem erytrocytów zakażonych merozoitami do śródbłonka [2].

Układ grupowy Knops (022)

Konsensowa sekwencja białka CR1 zawiera resztę argininy w pozycji 1601; w wyniku jej podstawienia przez resztę glicyny powstaje antygen Sl2. Takie białko CR1 wykazuje obniżone powinowactwo wobec adhezyny PfRH4 z zarodźca P. falciparum w porównaniu z formami konsensowymi [122]. Fenotyp ten jest obecny u 70% mieszkańców zachodniej Afryki, ale tylko u 2% białych Amerykanów [111]. Wykazano, że może być on związany z obniżeniem ryzyka mózgowej malarii u dzieci [130]. W badaniach mieszkańców Ghany nie wykazano różnic w częstości zarażenia P. falciparum u nosicieli różnych alleli Knops [60]. Nie stwierdzono również różnic w wiązaniu fragmentu dopełniacza C3b i C4b do odmian białka CR1 [129]. Tak więc rola antygenów układu Knops w kreowaniu oporności na malarię pozostaje przedmiotem kontrowersji. Autorzy publikacji nie biorą jednak pod uwagę możliwości istnienia oddziaływań między merozoitami opłaszczonymi fragmentami dopełniacza, a cząsteczkami białka CR1 na erytrocytach, tak jak to się dzieje w przypadku Gram-ujemnych bakterii (zjawisko omówione w rozdziale „Bakterie”).

Układ grupowy Ok (024)

Wykazano, że obecność basiginy na powierzchni erytrocytów jest niezbędna, aby merozoity należące do wszystkich znanych szczepów P. falciparum mogły wnikać do erytrocytów [150]. Ligandem dla basiginy w merozoitach jest receptor PfRH5; wykazano, że erytrocyty osób o fenotypie Ok(a-), które mają na powierzchni basiginę ze zmienioną sekwencją aminokwasową (podstawienie 92Glu>Lys) wykazują obniżone powinowactwo wobec receptora PfRH5 w porównaniu z formami konsensowymi [31]. Fenotyp Ok(a-) jest jednak bardzo rzadki i jak dotąd znaleziono go jedynie u członków ośmiu japońskich rodzin. Nie można jednak wykluczyć, że istnieją nieopisane dotąd odmiany basiginy, w szczególności wśród mieszkańców regionów, gdzie malaria występuje endemicznie, a badań antygenów grupowych się nie przeprowadza [31].

Antygen Sid

Udowodniono, że erytrocyty o fenotypie Sd(a++) wykazują podwyższoną oporność na inwazję przez merozoity P. falciparum. Jest to prawdopodobnie spowodowane trudną dostępnością reszt kwasu sjalowego na O-glikanach, które w takich erytrocytach są przesłonięte przez dodatkowe terminalne reszty N-acetylogalaktozaminy. Fenotyp Sd(a++) jest bardzo rzadki w Europie, ale wydaje się występować częściej na Dalekim Wschodzie, co może mieć związek z opornością na malarię [25].

Zakażenia przez bakterie

Układ grupowy ABO (001) i Lewis (007)

Bakterie, podobnie jak pierwotniaki, również mogą oddziaływać z komórkami osób o różnych grupach krwi, a oddziaływania te mogą dotyczyć zarówno bakterii, jak też wytwarzanych przez nie toksyn. Należy tu jeszcze raz podkreślić, że większość antygenów grupowych krwi występuje na wielu rodzajach komórek, w tym na komórkach nabłonka i śródbłonka, które są najbardziej narażone na kontakt z bakteriami lub ich toksynami. Wśród patogennych bakterii, które wiążą się z antygenami grupowymi krwi, można wymienić Escherichia coli, Haemophilus influenzae, Neisseria meningitis, Streptococcus pneumoniae i Vibrio cholerae. Uważa się, że czynnikiem podwyższającym oporność wobec bakterii było zniknięcie epitopu Galα1→3, które się zdarzyło u przodków człowieka ok. 28 miliony lat temu, a którego przyczyną była punktowa mutacja w genie kodującym α1,3-galaktozylotransferazę, powodująca pojawienie się przedwczesnego kodonu stop. Mutacje takie znajdują się u człowieka i małp wąskonosych, i uważa się, że ma to związek z występowaniem epitopu Galα1→3 u bakterii patogennych szczepów, takich jak Escherichia, Neisseria czy Klebsiella. Nieobecność tego epitopu u przodków człowieka mogła ułatwić uzyskanie odpowiedzi odpornościowej przeciw wymienionym patogenom [123].

Przy analizie oporności na bakterie należy wyróżnić dwa zjawiska: wiązanie się bakterii do komórek nabłonka lub śródbłonka za pośrednictwem swoistych adhezyn oraz wiązanie się toksyn wytwarzanych przez te bakterie. Swoistości adhezyn i swoistość toksyn mogą być różne, czego wynikiem może być przeciwstawny wpływ danego antygenu grupowego na wiązanie się bakterii i toksyn.

Cholera, która jest chorobą zakaźną powodowaną przez przecinkowce Vibrio cholerae, stanowi rosnące zagrożenie dla ludzkości, między innymi ze względu na ocieplanie się klimatu, które powoduje częstsze powodzie i huragany, co z kolei zwiększa jej zasięg terytorialny [68]. Zależność zachorowalności na cholerę od grupy krwi jest znana od kilkudziesięciu lat, ale mechanizm tego zjawiska dalej nie jest w pełni zrozumiały [115]. Wiadomo, że osoby o grupie O mają podobną szansę na zakażenie V. cholerae, co osoby o grupach A, B i AB, ale przebieg choroby jest u nich cięższy [53]. Pierwszy etap zakażenia, który jest wynikiem adhezji bakterii do komórek nabłonka jelitowego, nie zależy od statusu grupowego [61]. Dlatego też uważa się, że decydującym czynnikiem jest wiązanie toksyny bakteryjnej (cholera toxin, CT), która w różny sposób wiąże się do komórek o różnych antygenach grupowych [7]. Toksyna cholery należy do grupy toksyn bakteryjnych typu AB5 , które składają się z katalitycznej podjednostki A i pentameru podjednostek B, rozpoznających swoisty receptor [9]. Toksyna cholery wnika do komórek w wyniku związania podjednostki B z receptorem i katalizuje ADP-rybozylację podjednostki α białka G, co powoduje nadprodukcję cAMP i zaburzenie równowagi elektrolitycznej w wyniku utraty jonów chlorkowych, co prowadzi do silnej biegunki często kończącej się śmiercią z powodu odwodnienia [10]. Głównym receptorem dla tej toksyny jest gangliozyd GM1, ale toksyny produkowane przez niektóre szczepy V. cholerae mają dodatkowo zdolność rozpoznawania antygenów grupowych A i B za pośrednictwem innego miejsca wiążącego [67]. Wykazano, że toksyna wytwarzana przez szczep El Tor (serogrupa O1) V. cholerae ma nieco wyższe powinowactwo wobec antygenu A, niż wobec antygenu B [93]. Postuluje się w związku z tym, że zależność zachorowalności na cholerę od grupy krwi wynika z wiązania toksyn przez antygeny grupowe A i B: antygeny te, obecne w przeważającej większości na glikoproteinach, wiążą takie toksyny, co uniemożliwia im związanie się z gangliozydem GM1 i wniknięcie do komórek. Skutkiem mogą być lżejsze objawy cholery u osób o grupie A, B i AB [93]. Można w związku z tym postawić hipotezę, że rzadsze występowanie grupy O w Bangladeszu na obszarze delty Gangesu, która jest historycznym rezerwuarem i współczesnym epicentrum cholery, jest wynikiem presji ze strony przecinkowca cholery [12].

Nie przedstawiono jednak przekonujących dowodów na ochronne działanie antygenu B, toteż bardzo częste występowanie tego antygenu w Azji Południowo-Wschodniej, opisana już przez Hirszfeldów, pozostaje zagadką. Wiadomo, że aktywność transferazy B jest niższa niż aktywność transferazy A, w związku z czym liczba antygenów A na komórce przewyższa liczbę antygenów B [108]. Jeżeli rzeczywiście toksyna cholery wiąże się do antygenów A i B z równym powinowactwem (lub z lekką preferencją dla antygenu A), to osoby o grupie A powinny mieć lepszą ochronę przed toksyną, niż osoby o grupie B, tymczasem bardzo częste występowanie grupy B w Indiach sugeruje coś przeciwnego. Nie można jednak wykluczyć, że toksyny V. cholerae wytwarzane przez inne szczepy w przeszłości wiązały się lepiej do antygenów B, i częstsza grupa B jest wynikiem tego zjawiska. Bakterie E. coli serotypu O157:H7 mogą produkować ciepłochwiejne toksyny należące do tej samej rodziny toksyn AB5 , co toksyny V. cholerae. Mechanizm ich działania jest zbliżony do mechanizmu działania toksyn V. cholerae, ale ich receptorami są antygeny grupowe A i B. Nie wykazano róż- nicy w powinowactwie w stosunku do obu antygenów [66].

Związek między grupą krwi O a podwyższoną zachorowalnością na wrzody żołądka wykazano już w latach 50 ubiegłego wieku [1]. Uważa się, że przewlekłe zapalenie błony śluzowej żołądka, a także wrzody żołądka i dwunastnicy są wynikiem obecności Helicobacter pylori. Wykazano, że receptorem dla tych bakterii w komórkach śluzówki żołądka jest antygen grupowy Leb [15]. Za wiązanie bakterii do receptorów odpowiadają adhezyny bakteryjne (blood group antigen-binding adhesins, BabA), które wiążą antygeny Leb , Aleb i BLeb . Wykazano, że bakterie szczepów wyizolowanych od pacjentów z wrzodami żołądka w Ameryce Południowej wiążą Oleb ok. 5 razy silniej niż ALeb , co może sugerować, że jest to wynikiem adaptacji do populacji, w której większość ludzi ma grupę O [6]. Mamy więc w tym przypadku do czynienia z adaptacją drobnoustroju do fenotypu gospodarza, który dominuje w danym regionie, co jest przykładem koewolucji patogenu i gospodarza [149]. Bakterie H. pylori mają również na powierzchni adhezyny wiążące reszty kwasu sjalowego, w tym antygeny sjalo-Lex , rzadko obecne na komórkach prawidłowego nabłonka [70]. Podobne adhezyny są produkowane przez bakterie należące do innych gatunków, w związku z czym uważa się, że niewydzielacze są bardziej wrażliwi na infekcje Haemophilus influenzae, Neisseria meningitis, Streptococcus pneumoniae i uropatogennymi szczepami Escherichia coli [3].

Układ grupowy P1PK (003)

Antygen Pk może być jest receptorem dla bakterii, takich jak uropatogenne szczepy E. coli, które wykorzystują w tym celu adhezyny bakteryjne PapG [153], czy zoonotyczne szczepy Streptococcus suis [78]. Uropatogenne szczepy E. coli mogą powodować między innymi odmiedniczkowe zapalenie nerek; wykazano, że podatność na zakażenia układu moczowego jest większa u osób o fenotypie P1 niż P2 [154].

Antygen Pk jest również receptorem dla toksyn Shiga, produkowanych przez bakterie Shigella dysenteriae o serotypie 1 i enterokrwotoczne szczepy Escherichia coli (EHEC – enterohaemorrhagic Escherichia coli). Szczepy E. coli produkujące toksyny Shiga określane są jako STEC (Shiga toxin- -producing Escherichia coli) lub VTEC (Verotoxin-producing Escherichia coli). Podobnie jak bakterie Shigella dysenteriae o serotypie 1, mogą one wywoływać u ludzi krwotoczne zapalenie okrężnicy oraz zespół hemolityczno-mocznicowy [73,128]. Czynnikiem wirulencji patogennych szczepów jest toksyna Shiga, należąca do tej samej rodziny AB5 , co toksyny V. cholereae i E. coli, ale różnią się od nich mechanizmem działania. Toksyna Shiga wiąże się do antygenu Pk na powierzchni komórek nabłonka jelitowego i wnika do wnętrza komórki, gdzie działa jako N-glikozydaza odcinając adeninę w 28S RNA podjednostki 60S, co uniemożliwia wiązanie tRNA w trakcie syntezy białka. Powoduje to zahamowanie syntezy białka i śmierć komórki w wyniku apoptozy. Wiadomo, że myszy z defektywną α-galaktozydazą, które mają wysoki poziom antygenu Pk na powierzchni komórek, są odporne na działanie toksyn. Można spekulować, że jeżeli antygeny Pk występują na powierzchni komórek w dużej ilości, to mogą działać jako zbiornik dla toksyn [27]. Rola antygenu P1 w wiązaniu toksyny Shiga nie jest jednoznacznie określona; sugerowano podwyższone wiązanie toksyny Shiga do erytrocytów osób o fenotypie P1 [11].

Układ grupowy Cromer (021)

Białko CD55 jest ligandem dla adhezyn bakteryjnych Dr, obecnych na powierzchni bakterii E. coli szczepu O75X, które powodują infekcje układu moczowego i biegunkę [107]. Jeżeli w pozycji 199 sekwencji aminokwasowej zamiast konsensowej reszty seryny jest obecna leucyna, skutkuje to powstaniem antygenu Dra , który nie jest rozpoznawany przez adhezyny Dr [106]. Uważa się, że powoduje to brak wiązania i internalizacji bakterii E. coli do komórek nabłonka układu moczowego [116]. Antygen ten występuje rzadko, a większość takich przypadków opisano u Żydów z Uzbekistanu [99].

Układ grupowy Knops (022)

Białko CR1, nośnik antygenów układu grupowego Knops, jest receptorem dla niektórych patogennych bakterii, takich jak Mycobacterium tuberculosis, M. leprae i Legionella pneumophilia, co umożliwia bakteriom wniknięcie do fagocytów [29]. Około 85% białek CR1 w organizmie znajduje się na erytrocytach. Większość bakterii Gram-ujemnych po wniknięciu do organizmu ulega opsonizacji przez dopełniacz i zostaje związana przez cząsteczki CR1 na erytrocytach, które przenoszą je do śledziony i wątroby, gdzie bakterie te ulegają zniszczeniu przez makrofagi. Badania związków między antygenami grupowymi Knops i zachorowalnością na gruźlicę w Mali wykazały, że obecność niektórych antygenów (McCb i Sl2, odpowiednio 1590Lys>Glu i 1601Arg>Gly) jest skorelowana z podwyższoną oporno- ścią na infekcję M. tuberculosis [104]. Podobne badania prowadzone w Malawi wykazały, że wśród zarażonych M. leprae było więcej nosicieli antygenu McCb , niż w całej populacji, co może sugerować, że osoby takie mają podwyższoną oporność na trąd [46]. Zjawisko to może być wynikiem podwyższonego wiązania bakterii do erytrocytów u takich osób z wymienionymi antygenami, co prowadzi do lepszego usuwania bakterii w wątrobie i śledzionie [17]. Podwyższona częstość występowania antygenów McCb i Sl2 w Afryce (odpowiednio 21% i 70%) w porównaniu z  Europą (ok. 0,01%), wydaje się sugerować selekcyjny charakter mutacji, które spowodowały powstanie tych antygenów [36].

Układ grupowy Forssman (031)

Antygen FORS jest obecny u niewielkiej liczby ludzi, a jego występowanie na komórkach innych niż erytrocyty nie zostało dotąd potwierdzone, ale można spekulować, że obecność tego antygenu na komórkach nabłonka podwyższa wrażliwość na zakażenie uropatogennymi szczepami E. coli, które mają na powierzchni adhezyny PrsG, wykazujące dużą preferencję wobec struktury GalNAc α1→3GalNAc [126]. Jednak obecność antygenu FORS na powierzchni komórek śródbłonka może mieć działanie ochronne wobec toksyn Shiga, ponieważ obecność aktywnej syntazy FORS może powodować obniżenie ilości antygenu Pk na powierzchni komórek [43].

Zakażenia wirusami

Układ grupowy ABO (001) i Lewis (007)

Norowirusy, które są najczęstszą przyczyną zakażeń przewodu pokarmowego (określanych jako „grypa żołądkowa”), rozpoznają antygeny A, B, H [26]. Antygeny te są obecne na powierzchni komórek nabłonka jelitowego wy- łącznie u wydzielaczy (nosicieli genu Se). Norowirus G-I- 1 (Norwalk virus) wiąże się do antygenu H, podczas gdy norowirusy G-II-3 i G-II-4 preferują antygen A [127] lub B [102]. Osoby o fenotypie Se-ujemnym (se/se) są oporne na zakażenia norowirusami należącymi do większości szczepów [85]. Taki typ oporności może być nazwany opornością populacyjną (herd innate protection, herd immunity), ponieważ oporność na wirusa jest odpowiednikiem immunizacji [84]. W ramach ewolucji wirusów pojawiają się jednak szczepy, które mogą zakażać ludzi niezależnie od ich statusu ABO i Se, ponieważ rozpoznają inne antygeny. Nowe warianty wirusa są więc w stanie uniknąć presji selekcyjnej powstającej w wyniku oporności populacyjnej [58]. Szczep G-II-4, który pierwotnie był swoisty wobec antygenów A i B u wydzielaczy, obecnie charakteryzuje się znacznie podwyższonym powinowactwem wobec antygenu A, może też wiązać antygeny Lewis u niewydzielaczy [112].

Układ grupowy P1PK (003)

Wirus HIV wiąże się do białka CD4 na powierzchni komó- rek za pośrednictwem glikoproteiny GP120. Glikoproteina ta ulega następnie zmianie konformacyjnej, która umożliwia związanie receptora CCR5 lub CXCR4; związanie obu rodzajów receptorów (lub tylko jednego z nich) pozwala na fuzję kapsydu wirusa z błoną komókową [37]. Glikoproteina GP120 zawiera miejsce wiążące glikosfingolipid o dużym powinowactwie do antygenu Pk , tak więc antygen ten może zablokować oddziaływania wirionu z receptorami CCR5 lub CXCR4 [90]. Wykazano, że antygen Pk może blokować wiązanie koreceptora chemokin z białkiem kapsydowym gp120, co może uniemożliwić fuzję HIV z błoną komórki gospodarza. W związku z tym wysoka ekspresja antygenu Pk może spowolnić namnażanie wirusa, tak jak u osób z chorobą Fabry’ego, gdzie antygenu Pk jest dużo w wyniku niedoboru α-galaktozydazy [89]. Wykazano również, że komórki jednojądrzaste od osób z fenotypem p, które nie mają antygenu Pk , są bardziej podatne na zarażenie wirusem, niż komórki osób z fenotypem P1 /P2 [16]. Rola antygenu P1 w wiązaniu wirusa nie została określona [86]

Układ grupowy Duffy (008)

Białko Duffy jest koreceptorem dla HIV-1; istnieje teoria, że wiązanie się tego wirusa do białka Duffy na powierzchni erytrocytów udogadnia transfer wirusa do limfocytów T, tym samym ułatwiając zakażenie wirusem. Wykazano, że osoby o fenotypie Fy(a-b-) mają o ok. 40% większą szansę na zakażenie HIV-1, niż osoby o fenotypie Duffy-dodatnim, choroba ma jednak wolniejszy przebieg. Zjawisko to mogłoby być wynikiem konkurencji o wiązanie wirusa, która występuje między białkiem Duffy na erytrocytach i receptorem dla chemokin CCR5 w osoczu [62,110]. Wyniki te nie znalazły jednak potwierdzenia w badaniach przeprowadzonych na innej grupie osób i są przedmiotem kontrowersji [142].

Układ grupowy Cromer (021)

Białko DAF (CD55) jest receptorem dla pikornawirusów, które mogą powodować biegunkę, zapalenie opon mózgowych i choroby układu oddechowego u noworodków. Każda z czterech domen CD55 jest miejscem wiązania innego wirusa [83]. Nie ma informacji na temat związku polimorfizmów grupowych Cromer z podatnością na choroby spowodowane przez pikornawirusy.

Układ grupowy GLOB (028)

Antygen Gb4 jest jednym z receptorów dla parwowirusa B19, który namnaża się w erytroidalnych komórkach progenitorowych w szpiku kostnym. Wirus ten wywołuje u dzieci rumień zakaźny (zwany „piątą chorobą”), a u dorosłych między innymi zapalenie stawów [103]. Osoby o fenotypie p (które nie mają antygenu Pk ani P) nie są podatne na zakażenie parwowirusem B19 [20]. Fenotyp ten jest jednak bardzo rzadki (z częstością około 5 przypadków na milion), z wyjątkiem północnej Szwecji, gdzie częstość wynosi 140 na milion [36].

Podsumowanie

Analizując związki między grupami krwi a  chorobami, musimy brać pod uwagę dwie teorie ewolucyjne. Pierwsza z nich sugeruje, że siłą sprawczą ewolucji są mutacje wpływające pozytywnie na te cechy organizmu, które umożliwiają lepsze dostosowanie do warunków środowiskowych [101]. Druga teoria, sformułowana przez Kimurę [76], przewiduje, że mutacje mają charakter przypadkowy, a większość zmian genetycznych jest neutralna pod względem selekcyjnym [39]. Teoria ta, zwana neutralną teorią molekularnej ewolucji (NTME) jest obecnie akceptowana przez autorytety w dziedzinie ewolucjonizmu jako ogólnie słuszna [100]. Jaka jest w świetle tej teorii rola grup krwi? Wśród 35 układów grupowych krwi można wskazać osiem, których antygeny mają związek z opornością na pierwotniaki (przede wszystkim zarodźca malarii): ABO, MNS, Rh, Lewis, Duffy, Gerbich, Knops i Ok. Do grupy tej można też zaliczyć również antygen Sid, z tym że podstawy molekularne tego polimorfizmu nie są znane. W przypadku bakterii takich układów jest siedem: ABO, P1PK, Lutheran, Lewis, Cromer, Knops oraz FORS. Związek z opornością na wirusy można wykazać w przypadku pięciu układów: P1PK, Lewis, Duffy, Cromer i GLOB. W sumie znamy więc 13 układów grupowych, których antygeny mogą powodować zmianę oporności na zarażenie pierwotniakami, bakteriami lub wirusami; liczba ta stanowi więcej niż jedną trzecią opisanych układów grupowych krwi. Czy to dużo, czy mało? Odpowiedź na to pytanie jak zwykle jest złożona. Z jednej strony są antygeny, których zróż- nicowanie bezwzględnie powoduje uzyskanie oporności na zakażenie patogenami. Przykładem może być białko Duffy, które musi być obecne na powierzchni erytrocytów, aby mogło dojść do zarażenia P. vivax, lub antygeny A i B, dzięki którym erytrocyty zarażone merozoitami P. falciparum mogą uniknąć zniszczenia przez makrofagi w śledzionie i wątrobie. Z drugiej strony, wiemy o antygenach, których rola w selekcji jest zagadkowa lub co najmniej wątpliwa (np. Rh) lub takich, które występują bardzo rzadko (FORS, Ok). Częstość występowania odmian antygenów grupowych ma bowiem duże znaczenie: te, które występują bardzo rzadko (jak mutacja powodująca brak glikoforyny A, czy zmiany w sekwencji basiginy, powodujące obniżenie wiązania merozoitów P. falciparum) najwyraźniej z jakichś przyczyn nie miały wpływu na selekcję.

Zdaniem autora opracowania, większość mutacji w genach kodujących antygeny grupowe krwi powstała w wyniku przypadku, i zgodnie z teorią neutralizmu, ich znaczenie dla organizmu było i jest niewielkie. Niemniej, wśród tych mutacji znalazły się i takie, które były w stanie wpłynąć na oddziaływania patogenów z komórkami. Jeżeli takie zmiany były korzystne dla organizmu (np. w wyniku zniesienia wiązania patogenów do komórek), to miały szansę stać się cechami selekcyjnymi, których obecność lub brak powoduje podwyższenie odporności na chorobę powodowaną przez dany patogen. Selekcji antygenów grupowych sprzyjała ich wyjątkowa cecha, jaką jest lokalizacja na powierzchni komórek. Powierzchnia komórek (nie tylko erytrocytów) jest bowiem miejscem szczególnym: każdy patogen, którego celem jest skorzystanie z zasobów metabolicznych gospodarza, musi się z nią zetknąć. Można zatem stwierdzić, że zróżnicowanie antygenów powierzchniowych uzyskuje większe znaczenie, niż by to miało wynikać z neutralnej teorii molekularnej ewolucji. Jeżeli neutralna dla organizmu mutacja powoduje obniżenie zdolności wiązania patogenu, to staje się cechą selekcyjną, która może (chociaż nie musi) się rozprzestrzenić. Tak właśnie mogło być w przypadku antygenów grupowych ABO, Duffy, Gerbich czy Lewis, których wariantowe formy spotyka się częściej w populacjach narażonych na częsty kontakt z patogenami, które używają tych antygenów jako receptorów. Przedstawiona w tej pracy analiza oddziaływań patogenów z antygenami grupowymi sugeruje jeszcze jeden wniosek: związki między strukturą antygenu i podatnością na patogeny są największe w przypadku antygenów oligosacharydowych, takich jak A, B, H czy Lewis. W przypadku białek, najczęstszą przyczyną oporności na patogeny jest brak ekspresji białka będącego receptorem (np. fenotyp Duffy-ujemny) lub powstanie hybrydowego białka, takiego jak np. glikoforyna Dantu. Zmiany w sekwencji aminokwasowej powodujące obniżone wiązanie patogenów, tak jak ma to miejsce w przypadku antygenu Dra (układ grupowy Cromer) czy antygenu McCb, zdarzają się stosunkowo rzadko i dotyczą izolowanych populacji. Szczególna rola antygenów oligosacharydowych w kształtowaniu oporności na patogeny może być skutkiem tego, że glikany są bardzo pojemnym nośnikiem informacji: dwie cząsteczki monosacharydów można po- łączyć na 11 sposobów, a dwa aminokwasy tylko na dwa sposoby. Duża liczba możliwych połączeń cukrowych oraz glikozylotransferaz, a także chronologia regulacji aktywności glikozylotransferaz powodują, że komórka może wytworzyć bardzo dużą liczbę wariantów łańcuchów oligosacharydowych [135].

Pozostaje zagadką, dlaczego największą rolę w selekcji grup krwi odegrały zarodźce malarii (a w każdym razie najwięcej przypadków związków między zróżnicowaniem antygenowym a odpornością na zakażenia dotyczy właśnie tego patogenu). Być może zarodziec malarii jest dla człowieka najbardziej przebiegłym wrogiem? Opisane w pracy oddziaływania między antygenami grupowymi krwi i patogenami lub produkowanymi przez nie toksynami mogą prowadzić do praktycznych zastosowań. Poznanie struktur receptorów dla patogenów oraz mechanizmów, dzięki którym wnikają do komórek może umożliwić w przyszłości terapeutyczne zablokowanie tych oddziaływań. Może mieć to szczególne znaczenie w przypadku zarodźców malarii, ponieważ w chwili obecnej nie dysponujemy wydajną szczepionką przeciw malarii, a także toksyn Shiga, ponieważ antybiotykoterapia powoduje zwiększenie liczby uwalnianych toksyn.

Podziękowania

Autor dziękuje prof. Elwirze Lisowskiej, dr hab. Kazimierze Waśniowskiej, dr hab. Ewie Jaśkiewicz, mgr. Radosławowi Kaczmarkowi, Katarzynie Szymczak i Aleksandrze Ptak za przeczytanie manuskryptu i cenne uwagi, a mgr. Radosławowi Kaczmarkowi ponadto za przygotowanie rycin. Prof. Januszowi Boratyńskiemu, który był inicjatorem Roku Ludwika Hirszfelda we Wrocławiu, dziękuję za zaproszenie do wygłoszenia wykładu na obchodach i propozycję tytułu.

Przypisy

• 1. Aird I.: Discussion on the ABO blood groups and disease. Proc. R.Soc. Med., 1955; 48: 139-140
  Google Scholar
• 2. Allen S.J., O’Donnell A., Alexander N.D., Mgone C.S., Peto T.E., CleggJ.B., Alpers M.P., Weatherall D.J.: Prevention of cerebral malaria inchildren in Papua New Guinea by southeast Asian ovalocytosis band 3 Am. J. Trop. Med. Hyg., 1999; 60: 1056-1060
  Google Scholar
• 3. Anstee D.J.: The relationship between blood groups and disease.Blood, 2010; 115: 4635-4643
  Google Scholar
• 4. Anstee D.J.: The functional importance of blood group-active moleculesin human red blood cells. Vox Sang., 2011; 100: 140-149
  Google Scholar
• 5. Ashline D.J., Duk M., Lukasiewicz J., Reinhold V.N., Lisowska E.,Jaskiewicz E.: The structures of glycophorin C N-glycans, a putativecomponent of the GPC receptor site for Plasmodium falciparum EBA- 140 ligand. Glycobiology, 2015; 25: 570-581
  Google Scholar
• 6. Aspholm-Hurtig M., Dailide G., Lahmann M., Kalia A., Ilver D., RocheN., Vikström S., Sjöström R., Lindén S., Bäckström A., Lundberg C.,Arnqvist A., Mahdavi J., Nilsson U.J., Velapatiño B. i wsp.: Functionaladaptation of BabA, the H. pylori ABO blood group antigen bindingadhesin. Science, 2004; 305: 519-522
  Google Scholar
• 7. Barra J.L., Monferran C.G., Balanzino L.E., Cumar F.A.: Escherichiacoli heat-labile enterotoxin preferentially interacts with blood groupA-active glycolipids from pig intestinal mucosa and A- and B-activeglycolipids from human red cells compared to H-active glycolipids.Mol. Cell. Biochem., 1992; 115: 63-70
  Google Scholar
• 8. Barragan A., Kremsner P.G., Wahlgren M., Carlson J.: Blood groupA antigen is a coreceptor in Plasmodium falciparum rosetting. Infect.Immun., 2000; 68: 2971-2975
  Google Scholar
• 9. Beddoe T., Paton A.W., Le Nours J., Rossjohn J., Paton J.C.: Structure,biological functions and applications of the AB5 toxins. TrendsBiochem. Sci., 2010; 35: 411-418
  Google Scholar
• 10. Bharati K., Ganguly N.K.: Cholera toxin: a paradigm of a multifunctionalprotein. Indian J. Med. Res., 2011; 133: 179-187
  Google Scholar
• 11. Bitzan M., Richardson S., Huang C., Boyd B., Petric M., KarmaliM.A.: Evidence that verotoxins (Shiga-like toxins) from Escherichia colibind to P blood group antigens of human erythrocytes in vitro. Infect.Immun., 1994; 62: 3337-3347
  Google Scholar
• 12. Black R.E., Levine M.M., Clements M.L., Hughes T., O’Donnell S.:Association between O blood group and occurrence and severity ofdiarrhoea due to Escherichia coli. Trans. R. Soc. Trop. Med. Hyg., 1987;81: 120-123
  Google Scholar
• 13. Blanchard D., Capon C., Leroy Y., Cartron J.P., Fournet B.: Comparativestudy of glycophorin A derived O-glycans from human Cad, Sd(a+)and Sd(a-) erythrocytes. Biochem. J., 1985; 232: 813-818
  Google Scholar
• 14. Blumenfeld O.O., Adamany A.M., Puglia K.V.: Amino acid andcarbohydrate structural variants of glycoprotein products (M-N glycoproteins)of the M-N allelic locus. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1981;78: 747-751
  Google Scholar
• 15. Borén T., Falk P., Roth K.A., Larson G., Normark S.: Attachmentof Helicobacter pylori to human gastric epithelium mediated by bloodgroup antigens. Science, 1993, 262: 1892-1895
  Google Scholar
• 16. Branch D.R.: Blood groups and susceptibility to virus infection:new developments. Curr. Opin. Hematol., 2010; 17: 558-564
  Google Scholar
• 17. Brekke O.L., Hellerud B.C., Christiansen D., Fure H., Castellheim A.,Nielsen E.W., Pharo A., Lindstad J.K., Bergseth G., Leslie G., Lambris J.D.,Brandtzaeg P., Mollnes T.E.: Neisseria meningitidis and Escherichia coli areprotected from leukocyte phagocytosis by binding to erythrocyte complementreceptor 1 in human blood. Mol. Immunol., 2011; 48: 2159-2169
  Google Scholar
• 18. Brodbeck W.G., Liu D., Sperry J., Mold C., Medof M.E.: Localizationof classical and alternative pathway regulatory activity within the decay-acceleratingfactor. J. Immunol., 1996; 156: 2528-2533
  Google Scholar
• 19. Brodsky R.A.: Paroxysmal nocturnal hemoglobinuria. Blood, 2014;124: 2804-2811
  Google Scholar
• 20. Brown K.E., Hibbs J.R., Gallinella G., Anderson S.M., Lehman E.D.,McCarthy P., Young N.S.: Resistance to parvovirus B19 infection due to lack of virus receptor (erythrocyte P antigen). N. Engl. J. Med.,1994; 330: 1192-1196
  Google Scholar
• 21. Bruce L.J.: Hereditary stomatocytosis and cation-leaky red cells -recent developments. Blood Cells Mol. Dis., 2009; 42: 216-222
  Google Scholar
• 22. Burton N.M., Anstee D.J.: Structure, function and significance ofRh proteins in red cells. Curr. Opin. Hematol., 2008; 15: 625-630
  Google Scholar
• 23. Cartron J.P., Blanchard D.: Association of human erythrocytemembrane glycoproteins with blood-group Cad specificity. Biochem.J., 1982; 207: 497-504 24 Cartron J.P., Colin Y.: Structural and functional diversity of bloodgroup antigens. Transfus. Clin. Biol., 2001; 8: 163-199
  Google Scholar
• 24. (Suppl.1): S70-S75
  Google Scholar
• 25. Cartron J.P., Prou O., Luilier M., Soulier J.P.: Susceptibility to invasionby Plasmodium falciparum of some human erythrocytes carryingrare blood group antigens. Br. J. Haematol., 1983; 55: 639-647
  Google Scholar
• 26. Chen Y., Tan M., Xia M., Hao N., Zhang X.C., Huang P., Jiang X., LiX., Rao Z.: Crystallography of a Lewis-binding norovirus, elucidationof strain-specificity to the polymorphic human histo-blood groupantigens. PLoS Pathog., 2011; 7: e1002152
  Google Scholar
• 27. Cilmi S.A., Karalius B.J., Choy W., Smith R.N., Butterton J.R.: Fabrydisease in mice protects against lethal disease caused by Shigatoxin-expressing enterohemorrhagic Escherichia coli. J. Infect. Dis.,2006; 194: 1135-1140
  Google Scholar
• 28. Combs M.R.: Lewis blood group system review. Immunohematology,2009; 25: 112-118
  Google Scholar
• 29. Cooper N.R.: Complement evasion strategies of microorganisms.Immunol. Today, 1991; 12: 327-331
  Google Scholar
• 30. Cowman A.F., Crabb B.S.: Invasion of red blood cells by malariaparasites. Cell, 2006; 124: 755–766
  Google Scholar
• 31. Crosnier C., Bustamante L.Y., Bartholdson S.J., Bei A.K., Theron M.,Uchikawa M., Mboup S., Ndir O., Kwiatkowski D.P., Duraisingh M.T.,Rayner J.C., Wright G.J.: Basigin is a receptor essential for erythrocyteinvasion by Plasmodium falciparum. Nature, 2011; 480: 534-537
  Google Scholar
• 32. Cserti C.M., Dzik W.H.: The ABO blood group system and Plasmodiumfalciparum malaria. Blood, 2007; 110: 2250-2258
  Google Scholar
• 33. Cserti-Gazdewich C.M.: Plasmodium falciparum malaria and carbohydrateblood group evolution. ISBT Sci. Ser., 2010; 5: 255-266
  Google Scholar
• 34. Czerwinski M., Kaczmarek R.: Genetyczne podstawy syntezy cukrowychantygenów grupowych krwi. Acta Haematol. Pol., 2013; 44:251-259
  Google Scholar
• 35. Czerwinski M., Kern J., Grodecka M., Paprocka M., Krop-WatorekA., Wasniowska K.: Mutational analysis of the N-glycosylation sitesof Duffy antigen/receptor for chemokines. Biochem. Biophys. Res.Commun., 2007; 356: 816-821
  Google Scholar
• 36. Daniels G.: Human Blood Groups, 3rd. Edition. Wiley-Blackwell,Oxford, UK 2013
  Google Scholar
• 37. Delézay O., Hammache D., Fantini J., Yahi N.: SPC3, a V3 loop-derivedsynthetic peptide inhibitor of HIV-1 infection, binds to cell surfaceglycosphingolipids. Biochemistry, 1996; 35: 15663-15671
  Google Scholar
• 38. Denomme G.A.: Molecular basis of blood group expression. Transfus.Apher. Sci., 2011; 44: 53-63
  Google Scholar
• 39. Dudley J.T., Kim Y., Liu L., Markov G.J., Gerold K., Chen R., ButteA.J., Kumar S.: Human genomic disease variants: a neutral evolutionaryexplanation. Genome Res., 2012; 22: 1383-1394
  Google Scholar
• 40. Duk M., Reinhold B.B., Reinhold V.N., Kusnierz-Alejska G., LisowskaE.: Structure of a neutral glycosphingolipid recognized by humanantibodies in polyagglutinable erythrocytes from the rare NOR phenotype.J. Biol. Chem., 2001; 276: 40574-40582
  Google Scholar
• 41. Duk M., Westerlind U., Norberg T., Pazynina G., Bovin N.N., LisowskaE.: Specificity of human anti-NOR antibodies, a distinct species of“natural” anti-α-galactosyl antibodies. Glycobiology, 2003; 13: 279-284
  Google Scholar
• 42. Eder A.F.: Update on HDFN: new information on long-standingcontroversies. Immunohematology, 2006; 22: 188-195
  Google Scholar
• 43. Elliott S.P., Yu M., Xu H., Haslam D.B.: Forssman synthetase expressionresults in diminished shiga toxin susceptibility: a role for glycolipidsin determining host-microbe interactions. Infect. Immun.2003; 71: 6543-6552
  Google Scholar
• 44. Field S.P., Hempelmann E., Mendelow B.V., Fleming A.F.: Glycophorinvariants and Plasmodium falciparum: protective effect of the Dantuphenotype in vitro. Hum. Genet., 1994; 93: 148-150
  Google Scholar
• 45. Figueroa D.: The Diego blood group system: a review. Immunohematology,2013; 29: 73-81
  Google Scholar
• 46. Fitness J., Floyd S., Warndorff D.K., Sichali L., Mwaungulu L., CrampinA.C., Fine P.E., Hill A.V.: Large-scale candidate gene study of leprosysusceptibility in the Karonga district of northern Malawi. Am. J. Trop.Med. Hyg., 2004; 71: 330-340
  Google Scholar
• 47. Flegel W.A.: Molecular genetics and clinical applications for Rh.Transfus. Apher. Sci., 2011; 44: 81-91
  Google Scholar
• 48. Flegr J.: How and why Toxoplasma makes us crazy. Trends Parasitol.,2013; 29: 156-163
  Google Scholar
• 49. Flegr J., Klose J., Novotná M., Berenreitterová M., Havlícek J.: Increasedincidence of traffic accidents in Toxoplasma-infected militarydrivers and protective effect RhD molecule revealed by a large-scaleprospective cohort study. BMC Infect. Dis., 2009; 9: 72
  Google Scholar
• 50. Fraser G.R., Giblett E.R., Motulsky A.G.: Population genetic studiesin the Congo. 3. Blood groups (ABO, MNSs, Rh, Jsa). Am. J. Hum.Genet., 1966; 18: 546-552
  Google Scholar
• 51. Gallagher P.G.: Abnormalities of the erythrocyte membrane. Pediatr.Clin. North Am., 2013; 60: 1349-1362
  Google Scholar
• 52. Gillard B.K., Blanchard D., Bouhours J.F., Cartron J.P., van Kuik J.A.,Kamerling J.P., Vliegenthart J.F., Marcus D.M.: Structure of a gangliosidewith Cad blood group antigen activity. Biochemistry, 1988; 27: 4601-4606
  Google Scholar
• 53. Glass R.I., Holmgren J., Haley C.E., Khan M.R., Svennerholm A.M.,Stoll B.J., Belayet Hossain K.M., Black R.E., Yunus M., Barua D.: Predispositionfor cholera of individuals with O blood group. Possible evolutionarysignificance. Am. J. Epidemiol., 1985; 121: 791-796
  Google Scholar
• 54. Grodecka M., Bertrand O., Karolak E., Lisowski M., Waśniowska K.:One-step immunopurification and lectinochemical characterizationof the Duffy atypical chemokine receptor from human erythrocytes.Glycoconj. J., 2012; 29: 93-105
  Google Scholar
• 55. Grodecka M., Czerwinski M., Duk M., Lisowska E., Waśniowska K.:Analysis of recombinant Duffy protein-linked N-glycans using lectinsand glycosidases. Acta Biochim. Pol., 2010; 57: 49-53
  Google Scholar
• 56. Grodecka M., Waśniowska K.: Interceptory – “ciche” receptorychemokin. Postępy Hig. Med. Dośw., 2007; 61: 231-239
  Google Scholar
• 57. Hadley T.J., Peiper S.C.: From malaria to chemokine receptor: theemerging physiologic role of the Duffy blood group antigen. Blood,1997; 89: 3077-3091
  Google Scholar
• 58. Halperin T., Vennema H., Koopmans M., Kahila Bar-Gal G., KayoufR., Sela T., Ambar R., Klement E.: No association between histo-bloodgroup antigens and susceptibility to clinical infections with genogroupII norovirus. J. Infect. Dis., 2008; 197: 63-65
  Google Scholar
• 59. Hamblin M.T., Di Rienzo A.: Detection of the signature of naturalselection in humans: evidence from the Duffy blood group locus. Am.J. Hum. Genet., 2000; 66: 1669-1679
  Google Scholar
• 60. Hansson H.H., Kurtzhals J.A., Goka B.Q., Rodriques O.P., NkrumahF.N., Theander T.G., Bygbjerg I.C., Alifrangis M.: Human genetic polymorphismsin the Knops blood group are not associated with a protectiveadvantage against Plasmodium falciparum malaria in SouthernGhana. Malar. J., 2013; 12: 400
  Google Scholar
• 61. Harris J.B., Khan A.I., LaRocque R.C., Dorer D.J., Chowdhury F.,Faruque A.S., Sack D.A., Ryan E.T., Qadri F., Calderwood S.B.: Blood group, immunity, and risk of infection with Vibrio cholerae in an areaof endemicity. Infect. Immun., 2005; 73: 7422-7427
  Google Scholar
• 62. He W., Neil S., Kulkarni H., Wright E., Agan B.K., Marconi V.C.,Dolan M.J., Weiss R.A., Ahuja S.K.: Duffy antigen receptor for chemokinesmediates trans-infection of HIV-1 from red blood cells totarget cells and affects HIV-AIDS susceptibility. Cell Host Microbe,2008; 4: 52-62
  Google Scholar
• 63. Heathcote D.J., Carroll T.E., Flower R.L.: Sixty years of antibodiesto MNS system hybrid glycophorins: what have we learned? Transfus.Med. Rev., 2011; 25: 111-124
  Google Scholar
• 64. Henry S., Oriol R., Samuelsson B.: Lewis histo-blood group systemand associated secretory phenotypes. Vox Sang., 1995; 69: 166-182
  Google Scholar
• 65. Hirschfeld L., Hirschfeld H.: Serological differences between theblood of different races. Lancet, 1919; 2: 675-679
  Google Scholar
• 66. Holmner A., Askarieh G., Okvist M., Krengel U.: Blood group antigenrecognition by Escherichia coli heat-labile enterotoxin. J. Mol.Biol., 2007; 371: 754-764
  Google Scholar
• 67. Holmner A., Lebens M., Teneberg S,. Angström J., Okvist M.,Krengel U.: Novel binding site identified in a hybrid between choleratoxin and heat-labile enterotoxin: 1.9 A crystal structure reveals thedetails. Structure, 2004; 12: 1655-1667
  Google Scholar
• 68. Holmner A., Mackenzie A., Krengel U.: Molecular basis of cholerablood-group dependence and implications for a world characterizedby climate change. FEBS Lett., 2010; 584: 2548-2555
  Google Scholar
• 69. Huang C.H., Blumenfeld O.O.: Characterization of a genomic hybridspecifying the human erythrocyte antigen Dantu: Dantu gene isduplicated and linked to a δ glycophorin gene deletion. Proc. Natl.Acad. Sci. USA, 1988; 85: 9640-9644
  Google Scholar
• 70. Ilver D., Arnqvist A., Ogren J., Frick I.M., Kersulyte D., IncecikE.T., Berg D.E., Covacci A., Engstrand L., Borén T.: Helicobacter pyloriadhesin binding fucosylated histo-blood group antigens revealedby retagging. Science, 1998; 279: 373-377
  Google Scholar
• 71. Iodice S., Maisonneuve P., Botteri E., Sandri M.T., LowenfelsA.B.: ABO blood group and cancer. Eur. J. Cancer, 2010; 46: 3345-3350
  Google Scholar
• 72. Jaśkiewicz E.: Glikoforyny ludzkich erytrocytów jako receptorydla zarodźca sierpowego malarii (Plasmodium falciparum). PostępyHig. Med. Dośw., 2007; 61: 718-724
  Google Scholar
• 73. Johannes L., Römer W.: Shiga toxins – from cell biology to biomedicalapplications. Nat. Rev. Microbiol., 2010; 8: 105-116
  Google Scholar
• 74. Kaczmarek R.: Zmiany ekspresji antygenów grupowych układuLewis w komórkach nowotworowych. Postępy Hig. Med. Dośw.,2010; 64: 87-99
  Google Scholar
• 75. Kaczmarek R., Buczkowska A., Mikołajewicz K., Krotkiewski H.,Czerwinski M.: P1PK, GLOB, and FORS blood group systems and GLOBcollection: biochemic and clinical aspects. Do we understand it allyet? Transfus. Med. Rev., 2014; 28: 126-136
  Google Scholar
• 76. Kimura M.: The Neutral Theory of Molecular Evolution. CambridgeUniversity Press, Cambridge, UK 1983
  Google Scholar
• 77. Kościelak J.: The hypothesis on function of glycosphingolipidsand ABO blood groups revisited. Neurochem. Res., 2012; 37: 1170-1184
  Google Scholar
• 78. Kouki A., Haataja S., Loimaranta V., Pulliainen A.T., Nilsson U.J.,Finne J.: Identification of a novel streptococcal adhesin P (SadP) proteinrecognizing galactosyl-α1-4-galactose-containing glycoconjugates:convergent evolution of bacterial pathogens to binding of thesame host receptor. J. Biol. Chem., 2011; 286: 38854-38864
  Google Scholar
• 79. Kudo S., Fukuda M.: Structural organization of glycophorinA and B genes: glycophorin B gene evolved by homologous recombinationat Alu repeat sequences. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1989;86: 4619-4623
  Google Scholar
• 80. Kwiatkowska M., Krajewski P., Pokrzywnicka M.: Choroba hemolitycznaRh noworodków jako nadal aktualny problem w perinatologii– wybrane aspekty zagadnienia, ilustrowane opisem przypadkukonfliktu serologicznego Rh o ciężkim przebiegu klinicznym u noworodka.Perinatol. Neonatol. Ginek., 2009; 2: 17-22
  Google Scholar
• 81. Lai Y.J., Wu W.Y., Yang C.M., Yang L.R., Chu C.C., Chan Y.S., LinM., Yu L.C.: A systematic study of single-nucleotide polymorphismsin the A4GALT gene suggests a molecular genetic basis for the P1/P2blood groups. Transfusion, 2014; 54: 3222-3231
  Google Scholar
• 82. Landsteiner K.: Zur Kenntnis des antifermentativen, lytischenund agglutinierenden Wirkungen des Blutserums und der Lymphe.Zentralbl. Bakteriol., 1900; 27: 357–362
  Google Scholar
• 83. Lea S.: Interactions of CD55 with non-complement ligands. Biochem.Soc. Trans., 2002; 30: 1014-1019
  Google Scholar
• 84. Le Pendu J., Nyström K., Ruvoën-Clouet N.: Host-pathogen co–evolution and glycan interactions. Curr. Opin. Virol., 2014; 7: 88-94
  Google Scholar
• 85. Lindesmith L., Moe C., Marionneau S., Ruvoen N., Jiang X., LindbladL., Stewart P., LePendu J., Baric R.: Human susceptibility andresistance to Norwalk virus infection. Nat. Med., 2003; 9: 548-553
  Google Scholar
• 86. Lingwood C.A., Branch D.R.: The role of glycosphingolipids inHIV/AIDS. Discov. Med., 2011; 11: 303-313
  Google Scholar
• 87. Lisowska E.: Antigenic properties of human glycophorins–anupdate. Adv. Exp. Med. Biol., 2001; 491: 155-169
  Google Scholar
• 88. Liumbruno G.M., Franchini M.: Beyond immunohaematology:The role of the ABO blood group in human diseases. Blood Transfus.,2013; 11: 491-499
  Google Scholar
• 89. Lund N., Branch D.R., Sakac D., Lingwood C.A., Siatskas C., RobinsonC.J. Brady R.O, Medin J.A.: Lack of susceptibility of cells frompatients with Fabry disease to productive infection with R5 humanimmunodeficiency virus. AIDS, 2005; 19: 1543-1546
  Google Scholar
• 90. Lund N., Olsson M.L., Ramkumar S., Sakac D., Yahalom V., LeveneC, Hellber A., Ma X.Z., Binnington B., Jung D., Lingwood C.A., BranchD.R.: The human Pk histo-blood group antigen provides protectionagainst HIV-1 infection. Blood, 2009; 113: 4980-4991
  Google Scholar
• 91. Luzzatto L., Seneca E.: G6PD deficiency: a classic example ofpharmacogenetics with on-going clinical implications. Br. J. Haematol.,2014; 164: 469-480
  Google Scholar
• 92. Maier A.G., Duraisingh M.T., Reeder J.C., Patel S.S., Kazura J.W.,Zimmerman P.A., Cowman A.F.: Plasmodium falciparum erythrocyteinvasion through glycophorin C and selection for Gerbich negativityin human populations. Nat. Med., 2003; 9: 87-92
  Google Scholar
• 93. Mandal P.K., Branson T.R., Hayes E.D., Ross J.F., Gavín J.A., DaranasA.H., Turnbull W.B.: Towards a structural basis for the relationshipbetween blood group and the severity of El Tor cholera. Angew.Chem. Int. Ed. Engl., 2012; 51: 5143-5146
  Google Scholar
• 94. Mayer D.C., Jiang L., Achur R.N., Kakizaki I., Gowda D.C., MillerL.H.: The glycophorin C N-linked glycan is a critical component ofthe ligand for the Plasmodium falciparum erythrocyte receptor BAEBL.Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2006; 103: 2358-2362
  Google Scholar
• 95. Meny G.M.: The Duffy blood group system: a review. Immunohematology,2010; 26: 51-56
  Google Scholar
• 96. Miller L.H., Baruch D.I., Marsh K., Doumbo O.K.: The pathogenicbasis of malaria. Nature, 2002; 415: 673-679
  Google Scholar
• 97. Miller L.H., Mason S.J., Clyde D.F., McGinniss M.H.: The resistancefactor to Plasmodium vivax in blacks. The Duffy-blood-groupgenotype, FyFy. N. Engl. J. Med., 1976; 295: 302-304
  Google Scholar
• 98. Moulds J.M.: The Knops blood-group system: a review. Immunohematology,2010; 26: 2-7
  Google Scholar
• 99. Nakache R., Levene C., Sela R., Kaufman S., Shapira Z.: Dra (Cromer-relatedblood group antigen)-incompatible renal transplantation.Vox Sang., 1998; 74: 106-108
  Google Scholar
• 100. Nei M., Suzuki Y., Nozawa M.: The neutral theory of molecularevolution in the genomic era. Annu. Rev. Genomics Hum. Genet.,2010; 11: 265-289
  Google Scholar
• 101. Nielsen R., Hellmann I., Hubisz M., Bustamante C., Clark A.G.:Recent and ongoing selection in the human genome. Nat. Rev. Genet.,2007; 8: 857-868
  Google Scholar
• 102. Nordgren J., Kindberg E., Lindgren P.E., Matussek A., SvenssonL.: Norovirus gastroenteritis outbreak with a secretor-independentsusceptibility pattern, Sweden. Emerg. Infect. Dis., 2010; 16: 81-87
  Google Scholar
• 103. Norja P., Lassila R., Makris M.: Parvovirus transmission by bloodproducts – a cause for concern? Br. J. Haematol., 2012; 159: 385-393
  Google Scholar
• 104. Noumsi G.T., Tounkara A., Diallo H., Billingsley K., Moulds J.J.,Moulds J.M.: Knops blood group polymorphism and susceptibility toMycobacterium tuberculosis infection. Transfusion, 2011; 51: 2462-2469
  Google Scholar
• 105. Novotná M., Havlícek J., Smith A.P., Kolbeková P., Skallová A.,Klose J., Gasová Z., Písacka M., Sechovská M., Flegr J.: Toxoplasma andreaction time: role of toxoplasmosis in the origin, preservation andgeographical distribution of Rh blood group polymorphism. Parasitology,2008; 135: 1253-1261
  Google Scholar
• 106. Nowicki B., Hart A., Coyne K.E., Lublin D.M., Nowicki S.: Shortconsensus repeat-3 domain of recombinant decay-accelerating factoris recognized by Escherichia coli recombinant Dr adhesin in a model ofa cell-cell interaction. J. Exp. Med., 1993; 178: 2115-2121
  Google Scholar
• 107. Nowicki B., Moulds J., Hull R., Hull S.: A hemagglutinin of uropathogenicEscherichia coli recognizes the Dr blood group antigen. Infect.Immun., 1988; 56: 1057-1060
  Google Scholar
• 108. Olsson M.L., Chester M.A.: Polymorphism and recombinationevents at the ABO locus: a major challenge for genomic ABO bloodgrouping strategies. Transfus. Med.. 2001; 11: 295-313
  Google Scholar
• 109. Pasvol G., Wainscoat J.S., Weatherall D.J.: Erythrocytes deficiencyin glycophorin resist invasion by the malarial parasite Plasmodiumfalciparum. Nature, 1982; 297: 64-66
  Google Scholar
• 110. Ramsuran V., Kulkarni H., He W., Mlisana K., Wright E.J., WernerL., Castiblanco J., Dhanda R., Le T., Dolan M.J., Guan W., Weiss R.A.,Clark R.A., Karim S.S., Ahuja S.K., Ndung’u T.: Duffy-null-associated lowneutrophil counts influence HIV-1 susceptibility in high-risk SouthAfrican black women. Clin. Infect. Dis., 2011; 52: 1248-1256
  Google Scholar
• 111. Rowe J.A., Moulds J.M., Newbold C.I., Miller L.H.: P. falciparum rosettingmediated by a parasite-variant erythrocyte membrane proteinand complement-receptor 1. Nature, 1997; 388: 292-295
  Google Scholar
• 112. Ruvoën-Clouet N., Belliot G., Le Pendu J.: Noroviruses and histo–blood groups: the impact of common host genetic polymorphisms onvirus transmission and evolution. Rev. Med. Virol., 2013; 23: 355-366
  Google Scholar
• 113. Rydzak J., Kaczmarek R., Czerwinski M., Lukasiewicz J., TyborowskaJ., Szewczyk B., Jaskiewicz E.: The baculovirus-expressed bindingregion of Plasmodium falciparum EBA-140 ligand and its glycophorinC binding specificity. PLoS One, 2015; 10: e0115437
  Google Scholar
• 114. Rydzak J., Kmiecik A.M., Jaśkiewicz E.: Glikoforyna C erytrocytówludzkich jako receptor dla liganda EBA-140 merozoitów Plasmodiumfalciparum. Postępy Hig. Med. Dośw., 2013; 67: 1331-1339
  Google Scholar
• 115. Sack D.A., Sack R.B., Nair G.B., Siddique A.K.: Cholera. Lancet,2004; 363: 223-233
  Google Scholar
• 116. Selvarangan R., Goluszko P., Popov V., Singhal J., Pham T., LublinD.M., Nowicki S., Nowicki B.: Role of decay-accelerating factor domainsand anchorage in internalization of Dr-fimbriated Escherichia coli.Infect. Immun., 2000; 68: 1391-1399
  Google Scholar
• 117. Semino O., Passarino G., Oefner P.J., Lin A.A., Arbuzova S., BeckmanL.E., De Benedictis G., Francalacci P., Kouvatsi A., LimborskaS., Marcikiae M., Mika A., Mika B., Primorac D., Santachiara-BenerecettiA.S. i wsp.: The genetic legacy of Paleolithic Homo sapiensin extant Europeans: a Y chromosome perspective. Science, 2000;290: 1155-1159
  Google Scholar
• 118. Shirey R.S., Ness P.M., Kickler T.S., Rock J.A., Callan N.A., SchlaffW.D, Niebyl J.: The association of anti-P and early abortion. Transfusion,1987; 27: 189-191
  Google Scholar
• 119. Smolarek D., Krop-Wątorek A., Waśniowska K., Czerwinski M.:Molekularne podstawy układu grupowego ABO. Postępy Hig. Med.Dośw., 2008; 62: 4-17
  Google Scholar
• 120. Storry J.R.: Five new blood group systems – what next? ISBT Sci.Ser., 2014; 9: 136-140
  Google Scholar
• 121. Storry J.R., Reid M.E., Yazer M.H.: The Cromer blood group system:a review. Immunohematology, 2010; 26: 109-118
  Google Scholar
• 122. Stoute J.A.: Complement receptor 1 and malaria. Cell. Microbiol.,2011; 13: 1441-1450
  Google Scholar
• 123. Suchanowska A., Czerwiński M.: Dlaczego u człowieka i małpwąskonosych nie ma epitopu Galα1-3Gal, którego obecność u zwierzątjest związana z odrzucaniem ksenoprzeszczepów u ludzi? Postępy Hig.Med. Dośw. 2009; 63: 250-257
  Google Scholar
• 124. Suchanowska A., Kaczmarek R., Duk M., Lukasiewicz J., SmolarekD., Majorczyk E., Jaskiewicz E., Laskowska A., Wasniowska K., GrodeckaM., Lisowska E., Czerwinski M.: A single point mutation in the geneencoding Gb3/CD77 synthase causes a rare inherited polyagglutinationsyndrome. J. Biol. Chem., 2012; 287: 38220-38230
  Google Scholar
• 125. Suchanowska A., Smolarek D., Czerwinski M.: A new isoform ofSta gene found in a family with NOR polyagglutination. Transfusion,2010; 50: 514-515
  Google Scholar
• 126. Svensson L., Hult A.K., Stamps R., Ångström J., Teneberg S.,Storry J.R., Jørgensen R., Rydberg L., Henry S.M., Olsson M.L.: Forssmanexpression on human erythrocytes: biochemical and geneticevidence of a new histo-blood group system. Blood, 2013; 121:1459-1468
  Google Scholar
• 127. Tan M., Jin M., Xie H., Duan Z., Jiang X., Fang Z.: Outbreak studiesof a GII-3 and a GII-4 norovirus revealed an association between HBGAphenotypes and viral infection. J. Med. Virol., 2008; 80: 1296-1301
  Google Scholar
• 128. Tarr P.I., Gordon C.A., Chandler W.L.: Shiga-toxin-producingEscherichia coli and haemolytic uraemic syndrome. Lancet, 2005; 365:1073-1086
  Google Scholar
• 129. Tetteh-Quarcoo P.B., Schmidt C.Q., Tham W.H., Hauhart R., MertensH.D., Rowe A., Atkinson J.P., Cowman A.F., Rowe J.A., Barlow P.N.:Lack of evidence from studies of soluble protein fragments that Knopsblood group polymorphisms in complement receptor-type 1 are drivenby malaria. PLoS One, 2012; 7: e34820
  Google Scholar
• 130. Thathy V., Moulds J.M., Guyah B., Otieno W., Stoute J.A.: Complementreceptor 1 polymorphisms associated with resistance to severemalaria in Kenya. Malar. J., 2005; 4: 54
  Google Scholar
• 131. Thuresson B., Westman J.S., Olsson M.L.: Identification of a novelA4GALT exon reveals the genetic basis of the P1/P2 histo-blood groups.Blood, 2011; 117: 678-687
  Google Scholar
• 132. Tournamille C., Colin Y., Cartron J.P., Le Van Kim C.: Disruptionof a GATA motif in the Duffy gene promoter abolishes erythroid geneexpression in Duffy-negative individuals. Nat. Genet., 1995; 10: 224-228
  Google Scholar
• 133. Tournamille C., Le Van Kim C., Gane P., Cartron J.P., Colin Y.:Molecular basis and PCR-DNA typing of the Fya/fyb blood group polymorphism.Hum. Genet., 1995; 95: 407-410
  Google Scholar
• 134. Trégouët D.A., Heath S., Saut N., Biron-Andreani C., Schved J.F.,Pernod G., Galan P., Drouet L., Zelenika D., Juhan-Vague I., Alessi M.C.,Tiret L., Lathrop M., Emmerich J., Morange P.E.: Common susceptibilityalleles are unlikely to contribute as strongly as the FV and ABO loci toVTE risk: results from a GWAS approach. Blood, 2009; 113: 5298-5303
  Google Scholar
• 135. Turnbull J.E., Field RA.: Emerging glycomics technologies. Nat.Chem. Biol., 2007; 3: 74-77
  Google Scholar
• 136. Urbaniak S.J., Greiss M.A.: RhD haemolytic disease of the fetusand the newborn. Blood Rev., 2000; 14: 44-61
  Google Scholar
• 137. Vamvakas E.C., Blajchman M.A.: Transfusion-related mortality:the ongoing risks of allogeneic blood transfusion and the availablestrategies for their prevention. Blood, 2009; 113: 3406-3417
  Google Scholar
• 138. Varki A.: Colloquium paper: uniquely human evolution of sialicacid genetics and biology. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2010; 107 (Suppl.2): 8939-8946
  Google Scholar
• 139. Varki A., Sharon N.: Historical background and overview. W: Essentialsof glycobiology. 2nd edition, red.: Varki A., Cummings R.D.,Esko J.D., Freeze H.H., Stanley P., Bertozzi C.R., Hart G.W., Etzler M.E..Cold Spring Harbor Laboratory Press, NY 2009
  Google Scholar
• 140. von Dungern E., Hirszfeld L.: Uber Vererbung gruppenspezifischerStrukturen des Blutes. Z. Immun. Forsch. Exper. Ther., 1910; 6: 284–292
  Google Scholar
• 141. Walker P.S., Reid M.E.: The Gerbich blood group system: a review.Immunohematology, 2010; 26: 60-65
  Google Scholar
• 142. Walley N.M., Julg B., Dickson S.P., Fellay J., Ge D., Walker B.D.,Carrington M., Cohen M.S., de Bakker P.I., Goldstein D.B., Shianna K.V.,Haynes B.F., Letvin N.L., McMichael A.J., Michael N.L., Weintrob A.C.:The Duffy antigen receptor for chemokines null promoter variantdoes not influence HIV-1 acquisition or disease progression. Cell HostMicrobe, 2009; 5: 408-410
  Google Scholar
• 143. Waśniowska K., Czerwinski M., Jachymek W., Lisowska E.: Expressionand binding properties of a soluble chimeric protein containingthe N-terminal domain of the Duffy antigen. Biochem. Biophys. Res.Commun., 2000; 273: 705-711
  Google Scholar
• 144. Waśniowska K., Drzeniek Z., Lisowska E.: The amino acids of Mand N blood group glycopeptides are different. Biochem. Biophys.Res. Commun., 1977; 76: 385-390
  Google Scholar
• 145. Weatherall D.J.: Genetic variation and susceptibility to infection:the red cell and malaria. Br. J. Haematol., 2008; 141: 276-286
  Google Scholar
• 146. Williams B.P., Daniels G.L., Pym B., Sheer D., Povey S., OkuboY., Andrews P.W., Goodfellow P.N.: Biochemical and genetic analysisof the Oka blood group antigen. Immunogenetics, 1988; 27: 322-329
  Google Scholar
• 147. Williamson R.C., Toye A.M.: Glycophorin A: Band 3 aid. BloodCells Mol. Dis., 2008; 41: 35-43
  Google Scholar
• 148. Wolofsky K.T., Ayi K., Branch D.R., Hult A.K., Olsson M.L., LilesW.C., Cserti-Gazdewich C.M., Kain K.C.: ABO blood groups influencemacrophage-mediated phagocytosis of Plasmodium falciparum-infectederythrocytes. PLoS Pathog., 2012; 8: e1002942
  Google Scholar
• 149. Woolhouse M.E., Webster J.P., Domingo E., Charlesworth B., LevinB.R.: Biological and biomedical implications of the co-evolution ofpathogens and their hosts. Nat. Genet., 2002; 32: 569-577
  Google Scholar
• 150. Wright K.E., Hjerrild K.A., Bartlett J., Douglas A.D., Jin J., BrownR.E., Illingworth J.J., Ashfield R., Clemmensen S.B., de Jongh W.A.,Draper S.J., Higgins M.K.: Structure of malaria invasion protein RH5with erythrocyte basigin and blocking antibodies. Nature, 2014; 515:427-430
  Google Scholar
• 151. Yamamoto F., Cid E., Yamamoto M., Saitou N., Bertranpetit J.,Blancher A.: An integrative evolution theory of histo-blood groupABO and related genes. Sci. Rep., 2014; 4: 6601
  Google Scholar
• 152. Yazdanbakhsh K., Lomas-Francis C., Reid M.E.: Blood groups anddiseases associated with inherited abnormalities of the red blood cellmembrane. Transfus. Med. Rev., 2000; 14: 364-374
  Google Scholar
• 153. Yosief H.O., Iyer S.S., Weiss A.A.: Binding of Pk-trisaccharideanalogs of globotriaosylceramide to Shiga toxin variants. Infect. Immun.,2013; 81: 2753-2760
  Google Scholar
• 154. Ziegler T., Jacobsohn N., Fünfstück R.: Correlation between bloodgroup phenotype and virulence properties of Escherichia coli in patientswith chronic urinary tract infection. Int. J. Antimicrob. Agents, 2004;
  Google Scholar

Pełna treść artykułu