Abstrakt

Kofiliny to zachowane w toku ewolucji białka obecne we wszystkich komórkach eukariotycznych. Ich podstawową funkcją jest dynamiczna reorganizacja cytoszkieletu aktynowego. Znane są dwie izoformy kofiliny – kofilina 1, występująca we wszystkich badanych komórkach niemięśniowych i w embrionalnych komórkach mięśniowych oraz kofilina 2, dominująca w dojrzałych mięśniach szkieletowych i sercowym. Łańcuchy polipeptydowe obu izoform zwijają się w strukturę homologiczną do zachowanej w ewolucji domeny ADF (actin depolymerizing factor) charakterystycznej dla czynnika depolimeryzującego aktynę. W cząsteczce kofiliny znaleziono dwa miejsca wiążące aktynę. Jedno jest odpowiedzialne za wiązanie z aktyną monomeryczną i filamentową, drugie oddziałuje tylko z filamentem. Wiązanie kofiliny do filamentowej aktyny powoduje zmianę w orientacji podjednostek aktynowych i doprowadza do pękania filamentów. Tym samym zwiększa się liczba końców, które w zależności od warunków mogą ulegać wydłużaniu lub skracaniu. Oddziaływania kofiliny z aktyną monomeryczną ograniczają dostępność podjednostek dla rosnącego filamentu aktynowego. Aktywność kofiliny jest kontrolowana przez fosforylację i wiązanie fosfolipidów błonowych, pH środowiska i stres oksydacyjny. W stanie stresu oksydacyjnego utlenienie reszt cysteiny powoduje tworzenie dimerów kofiliny, które mogą sieciować aktynę. Stabilne pałeczki aktynowo-kofilinowe oszczędzają komórkowy ATP, który nie jest zużywany w procesie polimeryzacji. Dzięki temu komórka szybciej wychodzi ze stanu stresu. Końcowa reakcja komórki na różne czynniki środowiskowe jest wypadkową aktywności kofiliny oraz aktywności różnych białek wiążących aktynę, które działają synergistycznie bądź antagonistycznie w stosunku do kofiliny. Ze względu na jej podstawową rolę w regulacji dynamiki filamentów aktynowych, kofilina jest uwikłana w rozwój patologii, takich jak choroby neurodegeneracyjne, nowotworowe, wrodzone miopatie i kardiomiopatie.

Wykaz skrótów

ADF – czynnik depolimeryzujący aktynę (actin depolymerizing factor), ADF-H – homologiczna domena czynnika depolimeryzującego aktynę (action depolymerizing factor homology domain), ADP – adenozyno-5’-difosforan, Aip1 – białko1 oddziałujące z aktyną (actin-interacting protein 1), Arp 2/3 – kompleks białek bocznie wiążących się do filamentów aktynowych (actin related proteins Arp2 and Arp3), ATP – adenozyno-5’-trifosforan, CAP – białko aktywujące cyklazę (cyclase associated protein), cc – stężenie krytyczne (critical concentration), Cof1 – kofilina niemięśniowa, Cof2 – kofilina mięśniowa, CP – białko zakrywające koniec kolczasty mikrofilamentu (capping protein), F-aktyna – aktyna filamentowa, G-aktyna – aktyna monomeryczna, NHE1 – antyporter sodowo-potasowy 1 (sodium-hydrogen antiporter 1), NLS – sekwencja kierująca białko do jądra komórkowego (nuclear localization signal), NMR – jądrowy rezonans magnetyczny (nuclear magnetic resonance), PIP₂ – fosfatydyloinozytolo-4,5-bisfosforan (phosphatidylinositol 4,5-bisphosphate), PIP₃ – fosfatydyloinozytolo-3,4,5-trifosforan (phosphatidylinositol (3,4,5)-trisphosphate), S1 – subfragment 1 miozyny, SD(1-4) – subdomeny aktyny monomerycznej.

Wprowadzenie

Kofiliny są białkami wywierającymi wpływ na dynamikę polimeryzacji filamentów aktynowych. Zostały wykryte ponad 30 lat temu w tkance nerwowej. Wykazano wówczas, że działają jako czynniki wiążące monomeryczną aktynę i depolimeryzujące filamenty [7,39,40]. W toku dalszych badań stwierdzono, że kofiliny należą do dużej rodziny homologicznych białek zawierających zachowaną w ewolucji domenę ADF-H (actin-depolymerizing factor homology domain), rozpowszechnionych we wszystkich komórkach eukariotycznych [27,52].

Podstawowa funkcja kofiliny to reorganizacja filamentów aktynowych, proces podlegający ścisłej i skomplikowanej kontroli przez systemy sygnalizacji komórkowej. Dynamiczna polimeryzacja i depolimeryzacja filamentów aktynowych jest siłą napędową migracji komórkowej, cytokinezy, egzo- i endocytozy, a kofilina okazała się głównym regulatorem dynamiki filamentów. Liczne badania prowadzone w ostatnich latach pozwoliły na lepsze zrozumienie mechanizmów umożliwiających kofilinie nadzorowanie polimeryzacji aktyny w odpowiedzi na specyficzne potrzeby komórek [10,14,51,62]. Aby w pełni oddać zróżnicowanie mechanizmów, dzięki któ- rym kofilina reguluje procesy komórkowe, należy wspomnieć, że białko to pełni w komórkach również funkcje, które nie zawsze są bezpośrednio związane z dynamiką filamentów aktynowych. Stwierdzono bowiem, że kofilina może być przenoszona do mitochondrium, gdzie bierze udział we wczesnej fazie apoptozy polegającej na uwalnianiu cytochromu c. Wiele doniesień wskazuje też na udział kofiliny w transporcie aktyny do jądra komórkowego, gdzie uczestniczy w procesie przebudowy chromatyny. Sama kofilina może mieć wpływ na regulację ekspresji genów. Inna zaskakująca funkcja kofiliny to aktywacja fosfolipazy D1, dzięki której kofilina reguluje metabolizm lipidów błonowych, a przez to wpływa na aktywność wewnątrzkomórkowych szlaków przekazywania sygnałów. Te niekonwencjonalne funkcje kofiliny nie są do końca zrozumiane i nie będą szerzej omawiane. Zainteresowanych czytelników odsyłamy do artykułów przeglądowych przedstawiających ADF/kofilinę jako „funkcjonalny węzeł biologii komórki” [10,14,22,56].

Celem artykułu jest omówienie molekularnych mechanizmów wykorzystywanych przez kofilinę w sprawowaniu kontroli nad stanem spolimeryzowania aktyny oraz przedstawienie patologicznych zmian, które są wywołane zaburzeniami w strukturze i funkcji tego ważnego białka. W pierwszej części pracy omówiono strukturę aktyny i proces spontanicznej polimeryzacji tego białka, co ułatwi wyjaśnienie mechanizmów regulacji dynamiki filamentów aktynowych przez kofilinę.

Struktura monomerycznej i filamentowej aktyny

Monomeryczna aktyna (G-aktyna) jest globularną czą- steczką, której wymiary zewnętrzne pozwalają na wpisanie jej w prostopadłościan o bokach 5-6 nm i grubości 3,5 nm (ryc. 1A). Głęboka szczelina dzieli cząsteczkę aktyny na dwie domeny: zewnętrzną i wewnętrzną. Nazwy domen utworzono w oparciu o orientację podjednostek monomerycznej aktyny po ich wbudowaniu do filamentu. Domena zewnętrzna jest odsunięta od centralnej osi i wyeksponowana na zewnątrz filamentu, natomiast domena wewnętrzna jest skierowana do środka filamentu i położona bliżej centralnej osi. Każda z domen jest wyraźnie podzielona na dwie subdomeny – 1 i 2 (SD1 i SD2), które tworzą domenę zewnętrzną, a subdomeny 3 i 4 (SD3 i SD4) są częścią domeny wewnętrznej. W szczelinie międzydomenowej znajduje się miejsce wiązania nukleotydu adeninowego – ATP bądź ADP oraz kationów dwuwartościowych, którymi w warunkach fizjologicznych są Mg²⁺ [25].

Filamentowa aktyna (F-aktyna) jest strukturą zbudowaną z dwóch helikalnie, prawoskrętnie zwiniętych łańcuchów o średnicy 9-10 nm (ryc. 1B). Według najnowszego modelu filamentu, który uzyskano z rozdzielczo- ścią bliską atomowej, skok helisy i rotacja azymutalna na podjednostkę wynoszą odpowiednio 27,5 i 166,4 Å [64]. Podjednostki aktyny wbudowane do filamentu są tak zorientowane, że ich subdomeny 1 i 3 są skierowane w stronę jednego końca, zwanego końcem kolczastym, natomiast subdomeny 2 i 4 w stronę przeciwnego końca, zwanego zaostrzonym. Nazwy końców utworzono w oparciu o obrazy mikroskopowe filamentów udekorowane subfragmentami zawierającymi części główkowe miozyny (S1). Po hydrolizie wolnego ATP przez aktomiozynę, główki miozyny silnie wiążą się do aktyny i układają pod ostrym kątem w stosunku do osi filamentu nadając mu charakterystyczny kształt połączonych równolegle i zwróconych w tę samą stronę grotów strzał. Każdy protomer aktyny jest w ścisłym kontakcie z dwiema podjednostkami tego samego łańcucha oraz z dwiema podjednostkami należącymi do sąsiedniego łańcucha. Stabilizujące filament kontakty w obrębie jednego łańcucha zachodzą między SD2 i SD4 jednej podjednostki oraz SD1 i SD3 sąsiedniej podjednostki [25,28].

Ryc. 1.

(A) Struktura monomerycznej aktyny. Kolorem żółtym zaznaczono pozycję dwuwartościowego kationu, niebieskim – nukleotydu. (B) Struktura filamentowej aktyny. Struktury zobrazowano w programie PyMol na podstawie współrzędnych zdeponowanych w bazie PDB, monomer– PDB 3U9D, polimer 3J8A

Mechanizm polimeryzacji aktyny

Szczególną cechą G-aktyny jest zdolność do spontanicznej polimeryzacji pod wpływem fizjologicznych stężeń soli jedno- i dwuwartościowych. Polimeryzacja rozpoczyna się, gdy stężenie monomerycznej aktyny przekroczy stężenie krytyczne (c_c). Badania in vitro przeprowadzone na wyizolowanej i oczyszczonej aktynie wykazały, że proces polimeryzacji jest wieloetapowy. Początkowy etap to aktywacja monomeru i nukleacja związana z tworzeniem się zarodzi polimeryzacji w formie trimerów. W następnym etapie, zwanym elongacją,dochodzi do wydłużania polimeru. Elongacja trwa do czasu osiągnięcia stanu równowagi, w którym szybkość wydłużania filamentu aktynowego jest równoważona szybkością dysocjacji podjednostek na jego przeciwległych końcach (ryc. 2) [17,50].

Ryc. 2. Schemat polimeryzacji aktyny i hydrolizy ATP na filamencie

Po inkorporacji podjednostek ATP-G-aktyny do filamentu, dochodzi do hydrolizy γ-fosforanu. Uwalnianie reszty fosforanowej jest procesem wolniejszym od hydrolizy, zatem jeszcze przez pewien czas podjednostki wiążą oba produkty hydrolizy – ADP i Pi (ryc. 2). Gdy podjednostki są przesuwane w kierunku końca zaostrzonego, następuje dysocjacja fosforanu nieorganicznego, natomiast ADP pozostaje związany aż do odłączenia podjednostki ADP-G-aktyny na końcu (–) filamentu. Hydroliza ATP sprawia zatem, że wraz z przepływem podjednostek od końca kolczastego do zaostrzonego następuje zmiana w rodzaju wiązanego nukleotydu z ATP przez ADP-Pi, na ADP [19,50].

W komórkach końce kolczaste filamentów aktynowych są skierowane w stronę błony komórkowej. Naturalna właściwość aktyny, którą jest wydłużanie filamentów na końcach kolczastych i skracanie na końcach zaostrzonych mogłaby być doskonałym mechanizmem umożliwiającym ukierunkowany ruch, taki jak wysuwanie krawędzi wiodącej lamellipodium i wypustek filopodiów. Badania kinetyczne wykazały jednak, że w roztworze „treadmilling” zachodzi z prędkością o rząd wielkości wolniejszą niż w komórce [50]. Zatem w środowisku naturalnym muszą istnieć czynniki przyspieszające ten proces. Okazało się, że są nimi białka wiążące aktynę monomeryczą i filamentową, wśród których naczelne miejsce zajmuje kofilina

Tkankowa swoistość i wewnątrzkomórkowe umiejscowienie białek z rodziny adf/kofiliny

Ryc. 3.

(A) Porównanie sekwencji aminokwasowej ludzkiej kofiliny niemięśniowej (Cof1) i mięśniowej (Cof2) z kurzą izoformą mięśniową. Sekwencje pobrano z bazy UniProt, kody dostępu: P23528, Q9Y281, P21566. Na żółto zaznaczono reszty aminokwasowe, które różnią ludzką i kurzą Cof2. (B) Zwinięcie łańcucha polipeptydowego ludzkiej kofiliny niemięśniowej (Cof1, PDB 1Q8G) oraz kurzej kofiliny mięśniowej (Cof2, PDB 1TVJ). Elipsami zaznaczono miejsca wiązania kofiliny z aktyną monomeryczną i filamentową (miejsce G/F) oraz drugie miejsce wiązania z filamentem (miejsce F). Strukturę białek przedstawiono w programie PyMol

Kofiliny oraz homologiczne białko ADF są szeroko rozpowszechnione zarówno w komórkach zwierzęcych, jak i roślinnych. U ssaków znaleziono jedną izoformę ADF i dwie izoformy kofiliny – niemięśniową kofilinę 1 (Cof1) oraz mięśniową kofilinę 2 (Cof2). Porównanie sekwencji ludzkiej kofiliny niemięśniowej i mięśniowej oraz tych samych izoform występujących u myszy wykazało podobieństwo 99%, co świadczy o wysokim stopniu homologii międzygatunkowej tego białka wśród ssaków. Spore różnice dzielą natomiast obie izoformy Cof1 i Cof2 tego samego organizmu. Ich sekwencja aminokwasowa jest identyczna w około 80% (ryc. 3A) [63].

Badania przeprowadzone na mysich embrionach wykazały, że Cof1 jest izoformą dominującą we wszystkich fazach rozwojowych. Cof2 pojawia się w fazie postembrionalnej, a jej występowanie jest ograniczone do komórek rozwijających się mięśni. Natomiast syntezę ADF obserwowano w komórkach nerwowych i nabłonkowych jelita i skóry. W większości badanych tkanek dojrzałych narządów myszy syntezie ulega Cof1. Uderzające jest jednak to, że Cof1 nie jest syntetyzowana w mięśniach szkieletowych, gdzie jest całkowicie zastąpiona przez swoistą mię- śniowo Cof2 [43,63]. Obie izoformy kofiliny występują w dojrzałym mięśniu sercowym, w którym Cof2 jest postacią dominującą [36,38,63]. ADF natomiast jest syntetyzowana w postnatalnych komórkach nabłonkowych i śródbłonka naczyń [43,63]. Różnice w syntezie izoform kofiliny w niektórych komórkach ssaków przedstawiono w tabeli 1.

Tabela 1. Miejsce ekspresji genów kodujących kofilinę 1 i 2 w komórkach ssaków

Według [8,9,31,38,57,66,67].

Struktura kofiliny

U kręgowców obie izoformy kofiliny, niemięśniowa Cof1 i mięśniowa Cof2, mają długość 166 aminokwasów (ryc. 3A). Analiza sekwencji aminokwasowych zdeponowanych w bazie UniProt wskazuje, że ludzkie kofiliny są dłuższe od odpowiedników występujących u niższych organizmów o 23-42 reszty aminokwasowe. Pomimo tych różnic, trzeciorzędowe struktury kofilin są bardzo podobne i odpowiadają domenie ADF-H [52].

Atomowa struktura ludzkiej niemięśniowej kofiliny została wyznaczona metodą jądrowego rezonansu magnetycznego (NMR) [52] oraz metodą krystalograficzną [29]. Rdzeniowa część cząsteczki jest zbudowana z sześciołańcuchowej skręconej harmonijki β typu mieszanego, charakteryzującej się zarówno przeciwrównoległym, jak i równoległym przebiegiem łańcuchów. Rdzeń jest otoczony z dwóch stron przez odcinki zwinięte α-helikalnie (ryc. 3B). Helisa α5 charakteryzuje się zgięciem przy Ser120, które odgrywa ważną rolę w wią- zaniu kofiliny do G-aktyny. W pętli 1, poprzedzającej helisę α2, wykryto obecność sekwencji NLS (nuclear localization signal), która umożliwia translokację kofiliny do jądra komórkowego przez pory jądrowe.

Różnice w sekwencji aminokwasowej między Cof1 i Cof2 wynoszą prawie 20%, co niewątpliwie wpływa na ostateczną strukturę trójwymiarową obu izoform białka. Atomowa struktura ludzkiej mięśniowej Cof2 nie została jeszcze ujawniona metodą krystalografii, zatem bezpo- średnie porównanie struktur ludzkich izoform kofiliny nie jest możliwe. Natomiast znana jest struktura kurzej mięśniowej kofiliny otrzymana metodą jądrowego rezonansu magnetycznego (NMR, nuclear magnetic resonance). Kurza Cof2 jest analogiem ludzkiej kofiliny niemięśniowej i różni się od niej jedynie trzema podstawieniami aminokwasowymi. Z porównania struktur Cof1 i Cof2 przedstawionego na ryc. 3B wynika, że różnice między kofilinami dotyczą długości i orientacji helis α oraz harmonijek β. Te różnice strukturalne determinują specyficzne funkcje izoform.

Wiązanie kofiliny do aktyny i jej wpływ na strukturę filamentu aktynowego

Kofilina zawiera dwa specyficzne miejsca oddziaływania z aktyną (ryc. 4). Pierwsze zwane miejscem G, pozwala na wiązanie kofiliny zarówno do aktyny monomerycznej, jak i filamentowej. Drugie to miejsce F, które znajduje się po przeciwnej do miejsca G stronie cząsteczki i oddziałuje tylko z aktyną filamentową [32].

Ryc. 4.

Model wiązania kofiliny do filamentu aktynowego. (A) F-aktyna (zielony) wysycona kofiliną (amarantowy). (B) Dimer aktyny w kompleksie z kofiliną. Zobrazowano w programie PyMol, kod dostępu PDB 3J0S

Miejsce G zdefiniowano w oparciu o krystaliczną strukturę kompleksu G-aktyny z fragmentem twinfiliny, homologicznego białka z rodziny ADF-H [47]. Badania nad wiązaniem kofiliny do filamentowej aktyny wykazały duże podobieństwo między wiązaniem twinfiliny i kofiliny poprzez miejsce G [26]. Miejsce G jest wykorzystywane w wiązaniu kofiliny do aktyny monomerycznej oraz do podjednostki aktyny wbudowanej do filamentu, stąd często jest nazywane miejscem G/F. Głównym elementem wiążącym aktynę jest helisa α5, która umiejscawia się w szczelinie między subdomenami SD1 i SD3 aktyny. W wiązanie do aktyny włączony jest N-końcowy odcinek kofiliny wraz z pętlą łączącą harmonijki β1 i β2 (ryc. 3B) [26,29]. Koniec N jest elastyczny i dzięki temu łatwo przybiera konformację optymalną do oddziaływania z aktyną. Jest to szczególnie ważne ze względu na regulację oddziaływań kofiliny z aktyną przez fosforylację Ser3, co będzie bardziej szczegółowo omówione w dalszej części artykułu.

Miejsce F wiąże się do podjednostki sąsiadującej wzdłuż tego samego łańcucha filamentu aktynowego, położonej niżej podjednostki wiązanej przez miejsce G kofiliny (ryc. 4). Miejsce to jest utworzone z dwóch rejonów. Leżąca blisko końca C pętla łącząca helisę α6 i harmonijkę β6 oddziałuje z resztami położonymi w górnej części SD4 aktyny, natomiast N-końcowy odcinek harmonijki β4 tworzy kontakt z SD1 (ryc. 3B) [26,27,29].

Powinowactwo z jakim kofilina wiąże się do aktyny zależy od rodzaju nukleotydu związanego w międzydomenowej szczelinie aktyny. Najsilniej wiąże ADP-aktynę, a najsłabiej ATP-aktynę, co powoduje akumulację kofiliny w starszych rejonach filamentów, w których nastą- piła hydroliza i uwolnienie fosforanu (ryc. 5). Kofilina wpływa na „dojrzewanie” filamentów, przyspieszając dysocjację fosforanu z podjednostek ADP-Pi-aktyny [12,27].

Zaawansowane techniki mikroskopowe i rekonstrukcja trójwymiarowych obrazów filamentów aktynowych w kompleksie z kofiliną pozwoliły na zrozumienie podstaw strukturalnych zależnej od kofiliny fragmentacji filamentów. Stwierdzono, że pod wpływem kofiliny następuje dodatkowe skręcenie filamentu, wynikające ze skręcenia podjednostki aktyny związanej z kofiliną o 4-5o [33]. Zewnętrzna domena podjednostki aktyny ulega rotacji w kierunku sąsiedniego łańcucha, a pętla znajdującej się na szczycie subdomeny 2 staje się nieuporządkowana. To powoduje zerwanie kontaktu między SD2 i końcem C w rejonie SD1 sąsiedniej podjednostki poło- żonej wzdłuż tego samego łańcucha i znaczne zwiększenie elastyczności filamentu. Indukowane przez kofilinę zmiany konformacyjne są przekazywane do odległych, niezwiązanych z kofiliną podjednostek aktyny [13,26].

Wiązanie kofiliny do filamentu aktynowego ma charakter kooperatywny, co prowadzi do powstania klastrów kofilinowych na filamencie (ryc. 5). Fragmentacja filamentu zachodzi preferencyjnie na granicy między klastrami i segmentami aktyny wolnej od kofiliny. W obrębie segmentów udekorowanych kofiliną dochodzi do zmiany konformacyjnej destabilizującej filament. Jednak strony cząsteczki kofiliny działają jak mostki utrzymujące kontakty między sąsiednimi podjednostkami aktyny. W przeciwieństwie do segmentów wiążących kofilinę, segmenty niezwiązane z kofiliną są zdestabilizowane, co ułatwia ich fragmentację [60]. To sprawia, że fragmentacja filamentu aktynowego zachodzi z największą efektywnością przy jego niskim wysyceniu kofiliną, gdyż jego wyższe stężenia mają wpływ stabilizujący [2].

Ryc. 5.

Model dynamiki filamentowej aktyny z udziałem kofiliny. (A) Wiązanie kofiliny do podjednostek ADP-aktyny, (B) rotacja podjednostek i rozerwanie filamentu na granicy pomiędzy segmentami udekorowanymi przez kofilinę i nieudekorowanymi, (C) wzrost filamentu na nowo powstałych końcach, (D) depolimeryzacja filamentu

Mechanizmy kontroli dynamiki filamentów aktynowych z udziałem kofiliny

Końcowy skutek działania kofiliny na F-aktynę jest uzależniony od stosunku stężeń kofiliny do aktyny, stężenia ATP-G-aktyny oraz aktywności innych białek wiążących aktynę. O tym, czy w danym miejscu zajdzie polimeryzacja filamentów, czy raczej ich depolimeryzacja, decyduje stan równowagi między tymi czynnikami.

Wiązanie niewielkich ilości kofiliny (stężenia submikromolowe) powoduje fragmentację filamentów aktynowych i wzrostu liczby wolnych końców. W zależności od warunków prowadzi to do wydłużania bądź też skracania filamentów. Wyniki analiz biochemicznych sugerowały, że dominującą funkcją kofiliny jest depolimeryzacja F-aktyny, która zachodzi w wyniku zwiększania szybko- ści tego procesu na końcach zaostrzonych [16,18]. Jednak badania, w których zastosowano techniki mikroskopowe wskazują, że interpretacja wyników biochemicznych była błędna, gdyż kofilina nie wzmaga depolimeryzacji na końcach zaostrzonych, natomiast przecinając filamenty aktynowe generuje dużą liczbę depolimeryzują- cych końców, co przyspiesza depolimeryzację pewnej populacji filamentów [2,23,48]. Nowo powstałe szybko rosnące końce kolczaste mogą służyć jako miejsca nukleacji i wydłużania filamentów. W stężeniach mikromolowych kofilina powoduje nukleację de novo, czym przyczynia się do wzrostu aktywności polimeryzacyjnej aktyny [2]. Należy jednak zwrócić uwagę na konieczność utrzymania równowagi między polimeryzacją i depolimeryzacją. Wzrost filamentów jest możliwy, gdy stężenie monomerycznej aktyny przekracza stężenie krytyczne. Ponieważ w komórce szybko rosnące końce filamentów aktynowych są skierowane w stronę błony komórkowej, w komórkach charakteryzujących się dużą ruchliwością (np. komórki embrionalne, nabłonkowe, czy nowotworowe) działanie kofiliny sprzyja wysuwaniu krawędzi wiodącej lamellipodium i tworzeniu wypustek koniecznych do ukierunkowanego ruchu. Stymulowana przez kofilinę szybka polimeryzacja pod błoną komórkową wymaga ciągłego dostarczania monomerycznej aktyny, zatem depolimeryzacja na końcach zaostrzonych, skierowanych do wnętrza komórki, zasila proces polimeryzacji. W konsekwencji, wzrost filamentu aktynowego w jednym regionie komórkowym jest zasilany przez jego skracanie w innym.

Stężenie aktyny G, dostępnej dla procesu polimeryzacji, jest pod kontrolą białek wiążących monomery aktynowe, do których należy również kofilina. Wiązanie przez kofilinę ADP-G-aktyny hamuje spontaniczną wymianę nukleotydu na ATP i obniża stężenie cząsteczek ATP-G-aktyny, co wydatnie zmniejsza szybkość wydłużania filamentów [12,27]. ADP-G-aktyna podlega również wiązaniu przez konkurencyjne w stosunku do kofiliny białko twinfilinę, która zawiera dwie domeny ADF-H połączone elastycznym odcinkiem. C-końcowa domena ADF-H twinfiliny wykazuje bardzo duże powinowactwo do ADP-G-aktyny (K_d = 50 nM) i podobnie jak kofilina hamuje wymianę nukleotydu na aktynie. Obecność dwóch domen ADF-H nadaje twinfilinie dodatkowe właściwości. Pierwsza z nich to bezpośrednie wiązanie do końca kolczastego filamentowej aktyny i zabezpieczanie go przed wydłużaniem. Ponadto, twinfilina wiąże białko CP (capping protein) zakrywające koniec kolczasty. Oddziaływania między twinfiliną i CP są podstawowe dla komórkowego umiejscowienia twinfiliny w pobliżu szybko rosnącego końca mikrofilamentu [27,53].

Odmienną funkcję pełni małe białko profilina, które wiąże G-aktynę i katalizuje wymianę ADP na ATP w cząsteczce monomerycznej aktyny. Profilina konkuruje z kofiliną o miejsca wiązania na aktynie i jest głównym czynnikiem odpowiedzialnym za utrzymanie odpowiedniego poziomu ATP-G-aktyny w komórce. Ponadto, przyspiesza polimeryzację dostarczając ATP-G- -aktynę do szybko rosnących końców filamentów [46].

Drugim białkiem wzmagającym recykling kofiliny i aktyny jest CAP (cyclase asociated protein). CAP jest wielodomenowym białkiem, które uwalnia aktynę monomeryczną z kompleksu z kofiliną i stymuluje wymianę nukleotydu na monomerze aktynowym. CAP wspomaga aktywność fragmentującą kofiliny, przez co zwiększa dynamikę filamentów [53].

Interesujący mechanizm regulacji dynamiki aktyny zależnej od kofiliny zachodzi z udziałem białka Aip1 (actin interacting protein), które wiąże się do filamentów aktynowych udekorowanych przez kofilinę i wspomaga ich fragmentację. Jednocześnie Aip1 zakrywa nowo powstałe kolczaste końce i w ten sposób przesuwa równowagę filamentu w stronę depolimeryzacji. Dzięki temu, Aip1 przyczynia się do utrzymywania odpowiedniej puli monomerycznej aktyny w komórce [53].

Bezpośrednie oddziaływania kofiliny z filamentową aktyną są kontrolowane przez tropomiozyny, dwułańcuchowe superhelikalne białka, które polimeryzują wzdłuż filamentu. Tropomiozyny stabilizują filamenty aktynowe, a w komórce są obecne w tych rejonach komórek, w których jest konieczne tworzenie długich, nierozgałęzionych filamentów. Wcześniejsze badania nad współwystępowaniem tropomiozyny i kofiliny w komórkach wskazywały, że kofilina i tropomiozyny nie wiążą się do tych samych filamentów [30]. Wyjątkiem była mózgowa izoforma tropomiozyny TMBr3, która zwiększała wią- zanie kofiliny do filamentu [15]. Najnowsze badania biochemiczne prowadzone w naszym laboratorium na filamentach aktynowych zrekonstruowanych za pomocą oczyszczonych białek wskazują, że mięśniowe i niemięśniowe izoformy tropomiozyny są wypierane z filamentu przez kofilinę. Jednak skuteczność z jaką kofilina usuwa tropomiozynę jest uzależniona zarówno od izoformy tropomiozyny jak i kofiliny [45,55]. Stąd wniosek, że izoformy tropomiozyny mogą w zróżnicowany sposób regulować aktywność izoform kofiliny.

Oprócz bezpośredniej regulacji dynamiki aktyny, kofilina moduluje także aktywność kompleksu białkowego Arp2/3, który wiąże się bocznie do istniejących filamentów aktynowych inicjując ich rozgałęzienia. Wpływ kofiliny na nukleację rozgałęzień ma dwojaki charakter. Kompleks Arp2/3, przyłączony do segmentów nowo utworzonej ATP-F-aktyny, jest bardziej stabilny niż związany z segmentami F-aktyny zawierającymi podjednostki ADP-aktyny. Zatem zwiększanie liczby szybko rosnących końców, do których przyłączają się podjednostki ATP- -aktyny, wzmaga wiązanie Arp2/3 i inicjowanie rozgałęzień filamentów aktynowych. Jednak wiązanie kofiliny do podjednostek ADP-aktyny powoduje wypieranie kompleksu Arp2/3 z filamentu i likwidację rozgałęzień. Mechanizm wypierania nie jest poznany. Wyniki wskazują, że kofilina albo bezpośrednio konkuruje z Arp 2/3 o miejsca wiązania na aktynie, albo wpływa pośrednio na wiązanie Arp2/3 przez zmiany konformacyjne filamentu [14,21].

Regulacja aktywności kofiliny

Czynniki regulujące podstawowe funkcje kofiliny są bardzo różnorodne. Zdolność wiązania aktyny jest skutecznie hamowana przez fosforylację, wiązanie błonowych fosfatydyloinozytoli oraz tworzenie kompleksu z kortaktyną – białkiem funkcjonującym w rejonie korteksu aktynowego na peryferiach komórek, np. w lamellipodiach i inwadopodiach. W warunkach stresu oksydacyjnego cząsteczka kofiliny ulega utlenieniu, co powoduje inaktywację funkcji tnącej kofiliny przy zachowaniu zdolności do wiązania aktyny.

Fosforylacja reszty Ser3 hamuje wiązanie kofiliny z G-aktyną i depolimeryzację filamentu. N-końcowy segment kofiliny bezpośrednio oddziałuje z subdomeną 1 aktyny, zatem zwiększenie ujemnego ładunku tego rejonu przez przyłączenie ujemnie naładowanej reszty fosforanowej silnie osłabia wiązanie [12,47]. Ufosforylowana kofilina jest rozproszona w cytoplazmie i występuje głównie w mało ruchliwych komórkach. Stymulowana przez wiele czynników ruchliwość komórek wiąże się z defosforylacją i uaktywnieniem cząsteczek kofiliny, której największe stężenie zaobserwowano przy krawędzi wiodącej migrujących komórek i w wypustkach wyspecjalizowanych komórek [3,37,42].

Poziom ufosforylowania komórkowej kofiliny jest pod kontrolą enzymów aktywowanych przez wewnątrzkomórkowe kaskady przekaźników. Fosforylacja jest katalizowana przez kinazy LIMK (LIM kinases) oraz kinazy jądrowe TESK (testicular kinases). Główne fosfatazy, które usuwają resztę fosforanową, a tym samym uaktywniają kofilinę to fosfatazy SSH1 należące do rodziny białek zawierających domenę o strukturze procy (SSH, slingshot homology) oraz fosfataza CIN (chronophin phosphatase). Udział kinaz i fosfataz w regulacji aktywności kofiliny jest uwarunkowany przez swoiste tkankowo enzymy, ich dystrybucję w określonych rejonach komórkowych oraz modulację aktywności w odpowiedzi na czynniki stymulujące komórkę. Kinazy LIM są głównymi regulatorami reorganizacji cytoszkieletu kontrolowanymi przez szlaki transdukcji sygnałów zależne od GTPaz Rac, Rho i Cdc-42 powiązane z błonowym receptorem kinazy tyrozynowej oraz integrynami. Fosforylacja kinazy LIM przez kinazy ROCK1, 2 i PAK1, 2 prowadzi do jej aktywacji. Natomiast jedyne znane fosfatazy defosforylujące i dezaktywujące LIMK to fosfatazy SSH, które defosforylują również kofilinę, a tym samym dodatkowo wzmacniają sygnał aktywujący kofilinę. Wzajemne powiązania między elementami różnych szlaków sygnalizacji są bardzo zawiłe i dokładne ich omówienie przekraczałoby zakres opracowania. Zainteresowanym czytelnikom polecamy świetne artykuły przeglądowe [10,14,44,62].

Przy omawianiu fosforylacji, jako mechanizmu regulacji aktywności kofiliny, należy wspomnieć fosforylację reszty Tyr68, która działa w zupełnie inny sposób niż fosforylacja Ser3. Fosforylacja Tyr68 nie wpływa zasadniczo na wiązanie kofiliny do aktyny, ale stymuluje jej ubikwitynację na proteosomach, co obniża stężenie tego białka w komórce [4,35]. Ponieważ o aktywności kofiliny decyduje jej względne stężenie w stosunku do aktyny, to regulacja ilości kofiliny dostępnej w komórce może działać jak przełącznik aktywujący różne funkcje tego białka.

Dezaktywacja i wiązanie w pobliżu błony komórkowej nieufosforylowanej kofiliny zachodzi za pośrednictwem wiązania przez kofilinę błonowych fosfatydyloinozytoli, a zwłaszcza fosfatydyloinozytolo-4,5-bisfosforanu (PIP₂) oraz fosfatydyloinozytolo-3,4,5-trifosforanu (PIP₃). Fosfolipidy inozytolowe współzawodniczą z F-aktyną o miejsce wiązania w cząsteczce kofiliny, co prowadzi do jej dezaktywacji. Stymulowana przez ligand (np. epidermalny czynnik wzrostu) aktywacja fosfolipazy C indukuje hydrolizę PIP₂, uwalnia i aktywuje kofilinę, a przez to przyczynia się do generowania szybko rosnących końców filamentów, które polimeryzują i wzmagają ruchliwość komórki. Wiązanie z lipidami błonowymi koncentruje kofilinę w rejonie krawędzi wiodącej komórki, gdzie polimeryzacja i depolimeryzacja aktyny jest najbardziej dynamiczna. Zmiany w stężeniu fosfolipidów błonowych mogą skutecznie regulować stężenie kofiliny znajdującej się w rejonie korowym komórki [14,53,62].

Ważnym czynnikiem wpływającym na oddziaływanie kofiliny z lipidami błonowymi jest jej wrażliwość na lokalne zmiany pH. W fizjologicznym zakresie pH (6,8- 7,2) His133 przybiera postać uprotonowaną. Działanie wymieniacza Na⁺ -H⁺ (NHE1) obniża podbłonowe stę- żenie H+ , a w konsekwencji powoduje przejście His133 w postać nieuprotonowaną, co pociąga za sobą zmiany konformacyjne białka, zmniejszenie powinowactwa do PIP₂ i aktywację. Wzrost pH zwiększa również aktywność fosfolipazy C, co dodatkowo wzmacnia uwalnianie kofiliny z kompleksu z PIP₂ [14].

Inny zależny od pH mechanizm regulacji aktywności kofiliny wymaga udziału kortaktyny. Kortaktyna tworzy kompleks z kofiliną, który rozpada się przy niskim stężeniu H⁺. Pod wpływem ligandów stymulujących komórkę kortaktyna ulega fosforylacji i wiąże się z NHE1, co powoduje rekrutację błonowego wymieniacza NHE1 w miejscu stymulacji. Wzrost pH uwalnia kofilinę z kompleksu, dzięki czemu następuje lokalne zwiększenie dynamiki aktyny w rejonie wypustki komórkowej [10,14].

W warunkach stresu oksydacyjnego kofilina ulega utlenieniu, czego skutkiem jest tworzenie wewnętrznych mostków disiarczkowych lub dimerów. W sekwencji niemięśniowej izoformy Cof1 znajdują się cztery reszty Cys w pozycjach: 39, 80, 139 i 147. Wykazano, że w obecności czynników utleniających Cys39 i Cys80 tworzą mostek disiarczkowy, natomiast Cys139 ulega utlenieniu do Cys- -SO3 H lub tworzy mostek z Cys147. Skutkiem tych oksydacyjnych zmian jest utrata zdolności do fragmentacji aktyny. Utleniona kofilina wiąże aktynę i stabilizuje filamenty, zaburzając dynamikę aktyny i zdolności migracyjne komórek [56]. Tworzenie mostków między Cys39 i Cys147 dwóch różnych cząsteczek zachodzi natomiast w obecności utlenionego glutationu i prowadzi do dimeryzacji kofiliny. Dimery zachowują zdolność do wiązania filamentowej aktyny, co przy dużych stężeniach kofiliny powoduje sieciowanie filamentów i powstawanie pałeczek w komórkach poddanych stresowi oksydacyjnemu [11]. Tworzenie stabilnych pałeczek aktynowych kofilinowo jest uważane za reakcję komórki na uszkodzenie mitochondriów i obniżenie poziomu ATP. Ponieważ polimeryzacja aktyny zużywa znaczną część puli komórkowego ATP, to zahamowanie tego procesu jest elementem homeostazy energii, która stwarza możliwość dojścia do równowagi po ustąpieniu czynników stresowych [10].

Kofilina a patologie

Kofilina jest zaangażowana w regulację wielu procesów komórkowych, zatem można się spodziewać, że modyfikacje w strukturze tego białka, zmiany w poziomie jego syntezy oraz wadliwa modulacja aktywności białka są odpowiedzialne za rozwój różnych stanów patologicznych.

Badania wykazały silny związek między tworzeniem pałeczek aktynowo-kofilinowych i chorobami neurodegeneracyjnymi, takimi jak choroby Alzheimera, Parkinsona i Huntingtona. Jak już wspomniano, pałeczki powstają w odpowiedzi na stres i chronią komórki przed zużywaniem energii przez aktynę. W pierwszej fazie tworzenia są niestabilne, natomiast w komórkach poddawanych długotrwałemu stresowi pałeczki stabilizują się i w niektórych przypadkach przechodzą w postać nieregularnych agregatów lub cytoplazmatycznych krystalicznych sieci (ciał Hirano), które są charakterystyczną cechą patologicznych komórek w chorobach neurodegeneracyjnych. W neuronach takie inkluzje akumulują się w neurytach, gdzie blokują transport pęcherzykowy i prawdopodobnie są przyczyną wczesnej demencji spowodowanej zniszczeniem funkcji synaptycznych [5,6,58].

Inny mechanizm odpowiedzialny za utratę pamięci i funkcji poznawczych pacjentów z chorobą Alzheimera jest związany z bezpośrednim udziałem kofiliny w kształtowaniu dynamiki kolców dendrytycznych – postsynaptycznych wypustek wielu neuronów. Plastyczność kolców jest stymulowana przez neuroprzekaźniki i bezpośrednio zależy od intensywności „treadmilingu” filamentów aktynowych, procesu który jest kontrolowany przez kofilinę i inne białka wiążące aktynę konkurujące z kofiliną. Obniżenie aktywności modulatorów fosforylacji kofiliny, obserwowane w komórkach pacjentów, powoduje wzrost aktywności kofiliny i utratę prawidłowych funkcji synapsy [6].

Związek kofiliny z procesami ruchliwości komórkowej sprawia, że poziom syntezy i aktywacji tego białka wpływa na szybkość podziałów komórkowych i zdolność do tworzenia przerzutów nowotworowych. W komórkach inwazyjnych obserwowano zmiany w poziomie syntezy i aktywności kofiliny oraz białek regulujących jej fosforylację – LIMK i SSH1. Jednak nie ma prostej korelacji między aktywnością białek regulujących kofilinę, a szybkością podziałów komórek i powstawaniem przerzutów. W zależności od typu nowotworu zwiększona synteza i aktywacja LIMK1 działa stymulująco bądź hamująco na inwazyjność komórek rakowych [35]. Analizy materiału biopsyjnego pobranego od pacjentek z nowotworem jajników wykazały, że stężenie kofiliny w komórkach wykazujących pełnoobjawowe stadium choroby było bardzo wysokie w stosunku do grupy kontrolnej [68]. Poziom syntezy kofiliny jest wykorzystywany w prognozowaniu niedrobnokomórkowego raka płuc. Wykazano, że wysokie stężenie Cof1 koreluje z opornością na leczenie i skraca czas życia pacjentów. Zwrócono również uwagę, że kofilina może służyć jako wskaźnik odpowiedzi na leczenie chemioterapeutyczne gruczolakoraka płuc [20,49].

Mutacje w genie CFL2, kodującym mięśniową izoformę kofiliny, wykryto u pacjentów cierpiących z powodu wrodzonych chorób mięśni – miopatii nemalinowej i miopatii miotubularnej. Wrodzone miopatie są heterogennymi chorobami prowadzącymi do osłabienia i utraty napięcia w różnych partiach mięśni szkieletowych, którym towarzyszą poważne zaburzenia struktury komórek mięśniowych. W miopatii nemalinowej, w obrazie histologicznym obserwowana jest agregacja cienkich filamentów w postaci pałeczkowatych wtrętów zwanych ciałami nemalinowymi [54]. Natomiast cechą miopatii miotubularnej jest rozpad miofibryli, co powoduje akumulację w sarkoplazmie białek związanych z linią Z [24]. Mutacje w CFL2 są bardzo rzadką przyczyną miopatii. Dotąd wykryto dwie substytucje, które prowadzą do zamiany Ala35Thr [1] oraz Val7Met [41] w cząsteczce Cof2. Kofilina z substytucją Ala35Thr syntetyzowana w komórkach bakterii wykazywała tendencję do precypitacji, co wskazywało na nieprawidłowe zwinięcie cząsteczki białka, jego agregację i wytrącanie. Podobny mechanizm może powodować utratę funkcji zmutowanej kofiliny wytwarzanej w komórkach mięśni pacjentów [1]. Przypuszcza się, że niefunkcjonalne białko powstaje również w przypadku mutacji Val7Met, która może powodować nieprawidłowe odczytanie kodonu startowej metioniny podczas procesu translacji i wytwarzanie skróconej wersji białka. Inny przypuszczalny negatywny wpływ mutacji Val7Met na funkcje kofiliny to zakłócenie fosforylacji położonej w pobliżu reszty Ser3 [41]. Na ogromną rolę kofiliny w rozwoju i utrzymaniu prawidłowej struktury mięśni wskazują doświadczenia przeprowadzone na komórkach kurzych. Badania te wykazały, że obniżenie stężenia kofiliny prowadzi do powstawania agregatów aktynowych i nieprawidłowego rozwoju miofibryli [34].

Najnowsze badania również wykazały związek Cof2 z kardiomiopatią rozstrzeniową. W komórkach mięśnia sercowego pacjentów wykryto agregaty białkowe wzbogacone w nieaktywną, ufosforylowaną kofilinę [61]. Ponieważ wykazano, że eksperymentalne obniżenie poziomu syntezy kofiliny w szczurzych kardiomiocytach dezorganizuje architekturę sarkomerycznych filamentów aktynowych [59], zwiększenie poziomu nieaktywnej kofiliny może być również przyczyną dysfunkcji ludzkiego mięśnia sercowego.

---

Autorki deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Przypisy

• 1. Agrawal P.B., Greenleaf R.S., Tomczak K.K., Lehtokari V.L., Wallgren-PetterssonC., Wallefeld W., Laing N.G., Darras B.T., MaciverS.K., Dormitzer P.R., Beggs A.H.: Nemaline myopathy with minicorescaused by mutation of the CFL2 gene encoding the skeletal muscleactin-binding protein, cofilin-2. Am. J. Hum. Genet., 2007; 80: 162-167
  Google Scholar
• 2. Andrianantoandro E., Pollard T.D.: Mechanism of actin filamentturnover by severing and nucleation at different concentrations ofADF/cofilin. Mol. Cell, 2006; 24: 13-23
  Google Scholar
• 3. Arai H., Atomi Y.: Suppression of cofilin phosphorylation in insulin-stimulatedruffling membrane formation in KB cells. Cell Struct.Funct., 2003; 28: 41-48
  Google Scholar
• 4. Bamburg J.R., Bernstein B.W.: Roles of ADF/cofilin in actin polymerizationand beyond. F1000 Biol. Rep., 2010; 2: 62
  Google Scholar
• 5. Bamburg J.R., Bernstein B.W., Davis R.C., Flynn K.C., GoldsburyC., Jensen J.R., Maloney M.T., Marsden I.T., Minamide L.S., PakC.W., Shaw A.E., Whiteman I., Wiggan O.: ADF/Cofilin-actin rods inneurodegenerative diseases. Curr. Alzheimer Res., 2010; 7: 241-250
  Google Scholar
• 6. Bamburg J.R., Bloom G.S.: Cytoskeletal pathologies of Alzheimerdisease. Cell Motil. Cytoskeleton, 2009; 66: 635-649
  Google Scholar
• 7. Bamburg J.R., Harris H.E., Weeds A.G.: Partial purification andcharacterization of an actin depolymerizing factor from brain. FEBSLett., 1980; 121: 178-182
  Google Scholar
• 8. Bellenchi G.C., Gurniak C.B., Perlas E., Middei S., Ammassari–Teule M., Witke W.: N-cofilin is associated with neuronal migrationdisorders and cell cycle control in the cerebral cortex. Genes Dev.,2007; 21: 2347-2357
  Google Scholar
• 9. Bender M., Eckly A., Hartwig J.H., Elvers M., Pleines I., Gupta S.,Krohne G., Jeanclos E., Gohla A., Gurniak C., Gachet C., Witke W.,Nieswandt B.: ADF/n-cofilin-dependent actin turnover determinesplatelet formation and sizing. Blood, 2010; 116: 1767-1775
  Google Scholar
• 10. Bernstein B.W., Bamburg J.R.: ADF/cofilin: a functional node incell biology. Trends Cell. Biol., 2010; 20: 187-195
  Google Scholar
• 11. Bernstein B.W., Shaw A.E., Minamide L.S., Pak C.W., Bamburg J.R.:Incorporation of cofilin into rods depends on disulfide intermolecularbonds: implications for actin regulation and neurodegenerativedisease. J. Neurosci., 2012; 32: 6670-6681
  Google Scholar
• 12. Blanchoin L., Pollard T.D.: Mechanism of interaction of Acanthamoeba actophorin (ADF/Cofilin) with actin filaments. J. Biol. Chem.,1999; 274: 15538-15546
  Google Scholar
• 13. Bobkov A.A., Muhlrad A., Pavlov D.A., Kokabi K., Yilmaz A., ReislerE.: Cooperative effects of cofilin (ADF) on actin structure suggestallosteric mechanism of cofilin function. J. Mol. Biol., 2006;356: 325-334
  Google Scholar
• 14. Bravo-Cordero J.J., Magalhaes M.A., Eddy R.J., Hodgson L., CondeelisJ.: Functions of cofilin in cell locomotion and invasion. Nat.Rev. Mol. Cell Biol., 2013; 14: 405-415
  Google Scholar
• 15. Bryce N.S., Schevzov G., Ferguson V., Percival J.M., Lin J.J., MatsumuraF., Bamburg J.R., Jeffrey P.L., Hardeman E.C., Gunning P.,Weinberger R.P.: Specification of actin filament function and molecularcomposition by tropomyosin isoforms. Mol. Biol. Cell, 2003;14: 1002-1016
  Google Scholar
• 16. Carlier M.F., Laurent V., Santolini J., Melki R., Didry D., Xia G.X.,Hong Y., Chua N.H., Pantaloni D.: Actin depolymerizing factor (ADF/cofilin) enhances the rate of filament turnover: implication in actin–based motility. J. Cell Biol., 1997; 136: 1307-1322
  Google Scholar
• 17. Carlier M.F., Le Clainche C., Wiesner S., Pantaloni D.: Actin-basedmotility: from molecules to movement. Bioessays, 2003; 25: 336-345
  Google Scholar
• 18. Carlier M.F., Pantaloni D.: Control of actin dynamics in cell motility.J. Mol. Biol., 1997; 269: 459-467
  Google Scholar
• 19. Carlier M.F., Pantaloni D.: Direct evidence for ADP-Pi-F-actin asthe major intermediate in ATP-actin polymerization. Rate of dissociationof Pi from actin filaments. Biochemistry, 1986; 25: 7789-7792
  Google Scholar
• 20. Castro M.A., Dal-Pizzol F., Zdanov S., Soares M., Muller C.B., LopesF.M., Zanotto-Filho A., da Cruz Fernandes M., Moreira J.C., Shacter E.,Klamt F.: CFL1 expression levels as a prognostic and drug resistancemarker in nonsmall cell lung cancer. Cancer, 2010; 116: 3645-3655
  Google Scholar
• 21. Chan C., Beltzner C.C., Pollard T.D.: Cofilin dissociates Arp2/3 complexand branches from actin filaments. Curr. Biol., 2009; 19: 537-545
  Google Scholar
• 22. Chang C.Y., Leu J.D., Lee Y.J.: The actin depolymerizing factor(ADF)/cofilin signaling pathway and DNA damage responses in cancer.Int. J. Mol. Sci., 2015; 16: 4095-4120
  Google Scholar
• 23. Chen Q., Pollard T.D.: Actin filament severing by cofilin is moreimportant for assembly than constriction of the cytokinetic contractilering. J. Cell Biol., 2011; 195: 485-498
  Google Scholar
• 24. Claeys K.G., Fardeau M.: Myofibrillar myopathies. Handb. Clin.Neurol., 2013; 113: 1337-1342
  Google Scholar
• 25. Dominguez R., Holmes K.C.: Actin structure and function. Annu.Rev. Biophys., 2011; 40: 169-186
  Google Scholar
• 26. Galkin V.E., Orlova A., Kudryashov D.S., Solodukhin A., Reisler E.,Schroder G.F., Egelman E.H.: Remodeling of actin filaments by ADF/cofilin proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2011; 108: 20568-20572
  Google Scholar
• 27. Hild G., Kalmár L., Kardos R., Nyitrai M., Bugyi B.: The other sideof the coin: functional and structural versatility of ADF/cofilins. Eur.J. Cell Biol., 2014; 93: 238-251
  Google Scholar
• 28. Holmes K.C., Popp D., Gebhard W., Kabsch W.: Atomic model ofthe actin filament. Nature, 1990; 347: 44-49
  Google Scholar
• 29. Klejnot M., Gabrielsen M., Cameron J., Mleczak A., TalapatraS.K., Kozielski F., Pannifer A., Olson M.F.: Analysis of the human cofilin 1 structure reveals conformational changes required for actinbinding. Acta Crystallogr. D Biol. Crystallogr., 2013; 69: 1780-1788
  Google Scholar
• 30. Kuhn T.B., Bamburg J.R.: Tropomyosin and ADF/cofilin as collaboratorsand competitors. Adv. Exp. Med. Biol., 2008; 644: 232-249
  Google Scholar
• 31. Kuure S., Cebrian C., Machingo Q., Lu B.C., Chi X., Hyink D., D’AgatiV., Gurniak C., Witke W., Costantini F.: Actin depolymerizingfactors cofilin1 and destrin are required for ureteric bud branchingmorphogenesis. PLoS. Genet., 2010; 6: e1001176
  Google Scholar
• 32. Lappalainen P., Fedorov E.V., Fedorov A.A., Almo S.C., DrubinD.G.: Essential functions and actin-binding surfaces of yeast cofilinrevealed by systematic mutagenesis. EMBO J., 1997; 16: 5520-5530
  Google Scholar
• 33. McGough A., Pope B., Chiu W., Weeds A.: Cofilin changes thetwist of F-actin: implications for actin filament dynamics and cellularfunction. J. Cell Biol., 1997; 138: 771-781
  Google Scholar
• 34. Miyauchi-Nomura S., Obinata T., Sato N.: Cofilin is required fororganization of sarcomeric actin filaments in chicken skeletal musclecells. Cytoskeleton, 2012; 69: 290-302
  Google Scholar
• 35. Mizuno K.: Signaling mechanisms and functional roles of cofilinphosphorylation and dephosphorylation. Cell Signal., 2013; 25: 457-469
  Google Scholar
• 36. Mohri K., Takano-Ohmuro H., Nakashima H., Hayakawa K., EndoT., Hanaoka K., Obinata T.: Expression of cofilin isoforms duringdevelopment of mouse striated muscles. J. Muscle Res. Cell Motil.,2000; 21: 49-57
  Google Scholar
• 37. Moriyama K., Iida K., Yahara I.: Phosphorylation of Ser-3 of cofilinregulates its essential function on actin. Genes Cells, 1996; 1: 73-86
  Google Scholar
• 38. Nakashima K., Sato N., Nakagaki T., Abe H., Ono S., Obinata T.:Two mouse cofilin isoforms, muscle-type (MCF) and non-muscletype (NMCF), interact with F-actin with different efficiencies. J.Biochem., 2005; 138: 519-526
  Google Scholar
• 39. Nishida E., Kuwaki T., Maekawa S., Sakai H.: A new regulatoryprotein that affects the state of actin polymerization. J. Biochem.,1981; 89: 1655-1658
  Google Scholar
• 40. Nishida E., Maekawa S., Sakai H.: Cofilin, a protein in porcinebrain that binds to actin filaments and inhibits their interactionswith myosin and tropomyosin. Biochemistry, 1984; 23: 5307-5313
  Google Scholar
• 41. Ockeloen C.W., Gilhuis H.J., Pfundt R., Kamsteeg E.J., Agrawal P.B.,Beggs A.H., Dara Hama-Amin A., Diekstra A., Knoers N.V., LammensM., van Alfen N.: Congenital myopathy caused by a novel missensemutation in the CFL2 gene. Neuromuscul. Disord., 2012; 22: 632-639
  Google Scholar
• 42. Okada K., Takano-Ohmuro H., Obinata T., Abe H.: Dephosphorylationof cofilin in polymorphonuclear leukocytes derived from peripheralblood. Exp. Cell Res., 1996; 227: 116-122.
  Google Scholar
• 43. Ono S., Minami N., Abe H., Obinata T.: Characterization of a novelcofilin isoform that is predominantly expressed in mammalian skeletalmuscle. J. Biol. Chem., 1994; 269: 15280-15286
  Google Scholar
• 44. Oser M., Condeelis J.: The cofilin activity cycle in lamellipodiaand invadopodia. J. Cell. Biochem., 2009; 108: 1252-1262
  Google Scholar
• 45. Ostrowska Z., Robaszkiewicz K., Moraczewska J.: Regulation ofactin filament turnover by cofilin-1 and cytoplasmic tropomyosinisoforms. Biochim. Biophys. Acta, 2016; 1865: 88-98
  Google Scholar
• 46. Paavilainen V.O., Bertling E., Falck S., Lappalainen P.: Regulationof cytoskeletal dynamics by actin-monomer-binding proteins.Trends Cell Biol., 2004; 14: 386-394
  Google Scholar
• 47. Paavilainen V.O., Oksanen E., Goldman A., Lappalainen P.: Structureof the actin-depolymerizing factor homology domain in complexwith actin. J. Cell Biol., 2008; 182: 51-59
  Google Scholar
• 48. Pavlov D., Muhlrad A., Cooper J., Wear M., Reisler E.: Actin filamentsevering by cofilin. J. Mol. Biol., 2007; 365: 1350-1358
  Google Scholar
• 49. Peng X.C., Gong F.M., Zhao Y.W., Zhou L.X., Xie Y.W., Liao H.L.,Lin H.J., Li Z.Y., Tang M.H., Tong A.P.: Comparative proteomic approachidentifies PKM2 and cofilin-1 as potential diagnostic, prognosticand therapeutic targets for pulmonary adenocarcinoma. PLoSOne, 2011; 6: e27309
  Google Scholar
• 50. Pollard T.D., Borisy G.G.: Cellular motility driven by assemblyand disassembly of actin filaments. Cell, 2003; 112: 453-465
  Google Scholar
• 51. Pollard T.D., Cooper J.A.: Actin, a central player in cell shapeand movement. Science, 2009; 326: 1208-1212
  Google Scholar
• 52. Pope B.J., Zierler-Gould K.M., Kühne R., Weeds A.G., Ball L.J.:Solution structure of human cofilin: actin binding, pH sensitivity,and relationship to actin-depolymerizing factor. J. Biol. Chem., 2004;279: 4840-4848
  Google Scholar
• 53. Poukkula M., Kremneva E., Serlachius M., Lappalainen P.: Actindepolymerizingfactor homology domain: a conserved fold performingdiverse roles in cytoskeletal dynamics. Cytoskeleton, 2011; 68:471-490
  Google Scholar
• 54. Robaszkiewicz K., Moraczewska J.: Congenital myopathies – skeletalmuscle diseases related to disorder of actin filament structureand functions. Postępy Hig. Med. Dośw., 2011; 65: 347-356
  Google Scholar
• 55. Robaszkiewicz K., Ostrowska Z., Marchlewicz K., MoraczewskaJ.: Tropomyosin isoforms differentially modulate the regulation ofactin filament polymerization and depolymerization by cofilins.FEBS J., 2016; 283: 723-737
  Google Scholar
• 56. Samstag Y., John I., Wabnitz G.H.: Cofilin: a redox sensitive mediatorof actin dynamics during T-cell activation and migration.Immunol. Rev., 2013; 256: 30-47
  Google Scholar
• 57. San Martin A., Lee M.Y., Williams H.C., Mizuno K., Lassegue B.,Griendling K.K.: Dual regulation of cofilin activity by LIM kinase andSlingshot-1L phosphatase controls platelet-derived growth factorinducedmigration of human aortic smooth muscle cells. Circ. Res.,2008; 102: 432-438
  Google Scholar
• 58. Schönhofen P., de Medeiros L.M., Chatain C.P., Bristot I.J., KlamtF.: Cofilin/actin rod formation by dysregulation of cofilin-1 activityas a central initial step in neurodegeneration. Mini Rev. Med.Chem., 2014; 14: 393-400
  Google Scholar
• 59. Skwarek-Maruszewska A., Hotulainen P., Mattila P.K., LappalainenP.: Contractility-dependent actin dynamics in cardiomyocytesarcomeres. J. Cell Sci., 2009; 122: 2119-2126
  Google Scholar
• 60. Suarez C., Roland J., Boujemaa-Paterski R., Kang H., McCulloughB.R., Reymann A.C., Guérin C., Martiel J.L., De la Cruz E.M., BlanchoinL.: Cofilin tunes the nucleotide state of actin filaments and severs atbare and decorated segment boundaries. Curr. Biol., 2011; 21: 862-868
  Google Scholar
• 61. Subramanian K., Gianni D., Balla C., Assenza G.E., Joshi M., SemigranM.J., Macgillivray T.E., Van Eyk J.E., Agnetti G., Paolocci N.,Bamburg J.R., Agrawal P.B., Del Monte F.: Cofilin-2 phosphorylationand sequestration in myocardial aggregates: novel pathogeneticmechanisms for idiopathic dilated cardiomyopathy. J. Am. Coll. Cardiol.,2015; 65: 1199-1214
  Google Scholar
• 62. Van Troys M., Huyck L., Leyman S., Dhaese S., Vandekerkhove J., Ampe C.: Ins and outs of ADF/cofilin activity and regulation. Eur.J. Cell Biol., 2008; 87: 649-667
  Google Scholar
• 63. Vartiainen M.K., Mustonen T., Mattila P.K., Ojala P.J., Thesleff I.,Partanen J., Lappalainen P.: The three mouse actin-depolymerizingfactor/cofilins evolved to fulfill cell-type-specific requirements foractin dynamics. Mol. Biol. Cell, 2002; 13: 183-194
  Google Scholar
• 64. von der Ecken J., Müller M., Lehman W., Manstein D.J., PenczekP.A., Raunser S.: Structure of the F-actin-tropomyosin complex. Nature,2015; 519, 114-117
  Google Scholar
• 65. Wegner A.: Head to tail polymerization of actin. J. Mol. Biol.,1976; 108: 139-150
  Google Scholar
• 66. Won K.J., Park S.H., Park T., Lee C.K., Lee H.M., Choi W.S., Kim S.J., Park P.J., Jang H.K., Kim S.H., Kim B.: Cofilin phosphorylation mediatesproliferation in response to platelet-derived growth factor-BB inrat aortic smooth muscle cells. J. Pharmacol. Sci., 2008; 108: 372-379
  Google Scholar
• 67. Zhao R., Du L., Huang Y., Wu Y., Gunst S.J.: Actin depolymerizationfactor/cofilin activation regulates actin polymerization and tensiondevelopment in canine tracheal smooth muscle. J. Biol. Chem.,2008; 283: 36522-36531
  Google Scholar
• 68. Zhou J., Wang Y., Fei J., Zhang W.: Expression of cofilin 1 is positivelycorrelated with the differentiation of human epithelial ovariancancer. Oncol. Lett., 2012; 4: 1187-1190
  Google Scholar

Pełna treść artykułu