Abstrakt

Przebieg wielu procesów jądrowych determinują interakcje swoistych czynników trans i cis, w których uczestniczy struktura szkieletowa jądra komórkowego tzw. macierz jądrowa (NM). Struktura jest opisywana jako pozachromatynowy, rybonukleoproteinowy zrąb jądrowy, odporny na działanie roztworów o dużej sile jonowej, detergentów niejonowych oraz enzymów nukleolitycznych. W komórce pełni funkcję strukturalną odpowiadając za utrzymanie kształtu jądra komórkowego oraz przestrzenną organizację chromatyny. Wskazuje się na zaangażowanie NM w przebieg wielu procesów komórkowych, takich jak replikacja i naprawa DNA, ekspresja genów, transport RNA, przekazywanie sygnałów, regulacja cyklu komórkowego, różnicowanie komórek, a także apoptoza i nowotworzenie. Głównym elementem cis umożliwiającym wypełnianie opisywanych funkcji są krótkie sekwencje nukleotydowe tzw. S/MAR, będące miejscami przyczepu pętli chromatynowych do białek macierzy jądrowej (NMP). Dynamika składu polipeptydowego NM uwarunkowana rodzajem i stopniem zróżnicowania tkanki/komórki oraz zachodzącymi procesami fizjologicznymi wpływa na zróżnicowaną ekspresję genów i koreluje ze zmianami miejsc kotwiczenia sekwencji S/MAR.W pracy usystematyzowano wiadomości na temat struktury szkieletowej jądra komórkowego, ze szczególnym uwzględnieniem funkcjonujących w literaturze modeli organizacji NM oraz roli jaką pełni w wybranych procesach komórkowych. Omówiono również choroby wywołane zaburzeniami prawidłowego funkcjonowania NM lub poszczególnych jej składników.

Wstęp

Jądro komórkowe jest wyspecjalizowaną strukturą, która dzięki obecności funkcjonalnych domen tworzy środowisko dla wielu głównych procesów, takich jak replikacja i naprawa DNA, transkrypcja oraz alternatywne składanie RNA (splicing). Mimo znacznego rozwoju technik badawczych wciąż nie udało się wyjaśnić zależności istniejących między organizacją jądra komórkowego, a realizacją informacji genetycznej zawartej w DNA. Szeroko dyskutowaną kwestią prowadzonej w ostatnim półwieczu debaty jest udział w tym procesie struktury szkieletowej jądra komórkowego.

Jednym z istotnych osiągnięć wieloletnich badań nad organizacją jądra komórkowego było uzyskanie przez Berezneya i Coffeya w warunkach in vitro szkieletu jądrowego szczurzych hepatocytów, izolowanego 2M roztworem NaCl z jednoczesnym wytrawieniem chromatyny. Wprowadzony przez autorów termin macierzy jądrowej (NM) odnosił się do resztkowej struktury jądra komórkowego, o charakterze rybonukleoproteinowym (RNP), pozostałej po działaniu roztworów soli, detergentów oraz nukleaz [8]. Analiza biochemiczna wykazała, że NM ma charakter polipeptydowy i jest zbudowana głównie (>97%) z białek niehistonowych o kwaśnym odczynie. Ponadto w jej skład wchodzą śladowe ilości RNA, fosfolipidów i DNA, a uzupełnieniem struktury są cukry w postaci glukozy oraz niewielkiej domieszki galaktozy i mannozy [9]. Badania prowadzone początkowo na zwierzęcych i ludzkich liniach komórkowych rozszerzono wkrótce o niższe Eucaryota oraz organizmy roślinne, uzyskując strukturę określaną przez poszczególnych badaczy mianem: rusztowania jądrowego, karioszkieletu, nukleoszkieletu czy endoszkieletu jądrowego [92,124]. Wyniki tych eksperymentów potwierdzały obecność zrębu jądrowego, którego skład biochemiczny pozostawał w związku z filo- i ontogenetycznym stopniem rozwoju organizmu, pochodzeniem tkankowym, fazą cyklu komórkowego czy rodzajem bodźca zakłócającego homeostazę organizmu [79].

Macierz jądrowa

Charakterystyka wybranych składników macierzy jądrowej

Białka macierzy jądrowej

Białka NM (NMP) wchodzą w skład resztkowej otoczki jądrowej, budującej macierz peryferyczną, fibrylarno- -granularnej struktury macierzy wewnętrznej oraz resztkowego jąderka. Skład polipeptydowy NM charakteryzuje się znaczną dynamiką w zależności od rodzaju stopnia zróżnicowania tkanki/komórki, fazy cyklu komórkowego lub rodzaju zachodzącego procesu, włą- czając apoptozę i nowotworzenie [52,79]. Stosując zróż- nicowane kryteria klasyfikacji, NMP można podzielić ze względu na ich budowę, funkcję oraz umiejscowienie jądrowe. Badania proteomu NM mysiej linii komórkowej PD36 wykazały obecność białek z domenami strukturalnymi typu RNP-1, DEAD/DEAH, Brix, D111/G-patch, α/β, coiled coil, obszarami bogatymi w prolinę oraz powtó- rzeniami WD40 [43]. Analiza funkcjonalna NMP ujawniła ich zróżnicowaną rolę i zaangażowanie w przebieg wielu procesów komórkowych. Wśród zidentyfikowanych polipeptydów znalazły się białka o charakterze strukturalnym, białka szoku cieplnego, enzymy, składniki kompleksów replikacyjnych, transkrypcyjnych, translacyjnych, remodelujących chromatynę, a także uczestniczące w dojrzewaniu i transporcie RNA, procesie różnicowania czy transdukcji sygnału [43,59].

Strukturalna rola NMP została potwierdzona m.in. w badaniach Ma i wsp. [84], którzy wykazali, że usunięcie 90% histonów i rozpuszczalnych białek frakcji jądrowej nie zaburza terytoriów chromosomowych (CT). Jedna z pierwszych analiz składu peptydowego NM ujawniła obecność trzech frakcji polipeptydów, zidentyfikowanych jako składniki blaszki laminowej [8,50]. Znaczenie lamin w organizacji i stabilizacji otoczki jądrowej oraz CT i chromatyny wykazano wielokrotnie, także w trakcie funkcjonalnych interakcji z innymi polipeptydami. Wśród polipeptydów tych zidentyfikowano m.in. składniki kompleksu LINC łączącego nukleo- i cytoszkielet, białka LAP1, LAP2α, LCO1, LEM2, emerynę czy NUP153 zaangażowane w organizację jądrową oraz kotwiczenie chromatyny i kompleksów porowych [27,77,118]. Oprócz typowo peryferyjnego umiejscowienia lamin ich obecność stwierdzono również wewnątrz jądra komórkowego w elektronowo gęstych ziarnistościach, filamentach i wpukleniach wewnętrznej błony otoczki jądrowej tworzących wewnątrzjądrowe kanały [3,50,77]. Na podstawie wyników uzyskanych za pomocą mikroskopii świetlnej, konwencjonalnej mikroskopii elektronowej oraz wielu metod biochemicznych wykazano, że wśród białek strukturalnych NM znajduje się także wimentyna, NuMA, β-aktyna, tubulina, miozyna IC, aktynina α, fibrylaryna, matryna 3, spektryna, tytyna czy białko p27BBP/ eIF6 [21,43,59,101]. Mimo że dane literaturowe potwierdzają zdolność większości z nich do tworzenia polimerów, jak dotąd nie udało się ustalić głównego składnika strukturalnego trójwymiarowej sieci rozgałęzionych filamentów NM.

Obecność w puli NMP polimeraz RNA, topoizomerazy I, deacetylazy histonów 1 (HDAC1) oraz wielu czynników transkrypcyjnych sprawia, że NM reguluje proces transkrypcji i ekspresji genów [43,54,95,125,126]. Identyfikacja licznych elementów spliceosomu jako rezydentów NM pozwala na powiązanie szkieletu jądrowego z procesem dojrzewania RNA. Wśród rozpoznanych macierzowych czynników splicingowych znajdują się polipeptydy z rodziny Sm, białka pomocnicze wchodzące w skład kompleksów snRNP, niektóre czynniki splicingowe SR oraz inne elementy trans, tj. PUF60, Prp6, Prp8 i Syf1 [12,43,109,136]. Polimerazy DNA α, β i γ, topoizomeraza II, prymaza, RNaza H, metylaza DNA, egzonukleaza 3’-5’ i jądrowy antygen komórek proliferujących (PCNA) stanowią główne składniki NM odpowiedzialne za proces replikacji DNA [62,95,119]. Ze strukturą NM asocjują komponenty szlaków sygnalizacyjnych, do których należą fosfolipazy A2 i D, sfingomielinaza oraz kinazy białkowe C, CK2 i PI4KA [59,119]. Ponadto do funkcjonalnych składników NM są zaliczane elementy systemu naprawy DNA [5,59], niehistonowe białka HMG [23], składniki kompleksów SWI/SNF remodelujących chromatynę [111], niektóre białka szoku cieplnego [51], białka rybosomowe [59] czy składniki systemu proteasomowego [43,64].

Rosnąca liczba doniesień jednoznacznie wskazuje na powiązanie strukturalnej i funkcjonalnej roli macierzy jądrowej przez poszczególne NMP. Takim przykładem są laminy, które odpowiadając za utrzymanie architektury jądra komórkowego uczestniczą jednocześnie w procesie regulacji ekspresji genów i naprawy DNA [76,77]. Dzięki kompleksowemu charakterowi NM jest swoistą „platformą” umożliwiającą przebieg najważniejszych procesów jądrowych, a w konsekwencji, i komórkowych.

RNA

W czasie badań ultrastrukturalnych NM ludzkiej linii komórkowej HeLa, He i wsp. zaobserwowali, że około 70% całkowitego jądrowego RNA jest oporne na ekstrakcję 2M roztworem NaCl pozostając związane z tą strukturą [58]. Zastosowanie metod mikroskopowych i biochemicznych wykazało, że cząsteczki syntetyzowanych transkryptów asocjują z macierzą jądrową wchodząc w interakcje z NMP. Wynikiem tych oddziaływań jest ich obecność w elementach fibrylarnych oraz granulach zawieszonych w przestrzeni jądrowej [58,60,66,131]. Część puli RNA związanego z NM stanowi nieoczapeczkowany hnRNA lub cząsteczki pozbawione ogona poliA na 3’ końcu [46,58]. Obecność hnRNA w NM potwierdza analiza składu biochemicznego NM embrionów D. melanogaster, która ujawniła obecność mRNA oraz niekodujących sekwencji transkrybowanych z obu nici DNA, zawierają- cych w większości powtórzenia mikrosatelitarne AAGAG [105]. W strukturze szkieletowej jądra komórkowego stwierdzono również obecność snRNA i rRNA [60,136].

Trawienie preparatów NM enzymami rybonukleolitycznymi powoduje, oprócz spadku zawartości RNA, uwalnianie zasocjowanych białek [3,46,58,64]. Wiąże się to z zanikiem filamentów jądrowych i elementów granularnych oraz zaburzeniami organizacji CT wywołanymi zapadaniem się tej struktury i agregacją chromatyny [3,46,58,84,98]. Wyniki jednoznacznie wskazują, że przynajmniej część RNA jest składnikiem strukturalnym powiązanym z białkami NM [3,46,55,57,58,84,98,105,120].

Obecnie duże zainteresowanie wzbudza rola niekodującego RNA jako składnika NM. Liczne doniesienia wskazują zarówno na strukturalne, jak i funkcjonalne znaczenie długiego niekodującego RNA (lncRNA) w tej strukturze. Przykładowo:

• lncRNA Hotair – swoiście oddziałuje z kompleksami PRC2 i CoREST/REST remodelującymi chromatynę, które hamują proces transkrypcji przez metylację histonów w obrębie docelowych obszarów chromatyny [36,112],

• lncRNA Firre – kolokalizuje z miejscami transkrypcji. Wykazano, że za właściwą lokalizację Firre odpowiada jego zdolność do interakcji z białkiem NM hnRNPU/ SAF-A/Sp120, sugerując jednocześnie udział Firre w regulacji ekspresji genów [55],

• Malat1/Neat2 – oddziałuje z czynnikami splicingowymi z rodziny SR uczestnicząc w regulacji procesu dojrzewania RNA [10,123]. Ponadto wskazuje się na udział Malat1/ Neat2 w utrzymaniu prawidłowego przebiegu cyklu komórkowego, ruchliwości komórek oraz procesie ekspresji genów czy apoptozy [10],

• Xist – bierze udział w inaktywacji chromosomu X. Badania na liniach komórkowych wykazały bezpo- średnie interakcje Xist z białkiem NMP1/YY1, odpowiedzialnym za tworzenie tzw. centrum nukleacji na chromosomie X [69]. Właściwe umiejscowienie Xist oraz promowany proces transkrypcyjnego wyciszania genów wymaga dodatkowo obecności macierzowych czynników hnRNPU/SAF-A/Sp120, SATB1 i SATB2 [1,56,69]. Oddziaływanie Xist z kompleksem PRC2 wywołuje reakcję trimetylacji lizyny 27 histonu 3 (H3K27me3) wzdłuż inaktywowanego chromosomu X, począwszy od centrum nukleacji [10],

• lncRNA Gomafu – wpływa na proces ekspresji genów. Wykazano, że nadekspresja genu Gomafu w komórkach neuronalnych wiąże się z obniżoną ekspresją powiązanych ze schizofrenią genów DISC1 i ERBB4 oraz ich alternatywnych wariantów splicingowych [7]. Wykazano również interakcje lncRNA Gomafu z czynnikami splicingowymi SF1 i QKI [7]. Dyskutowana jest także rola tego lncRNA w procesie piętnowania rodzicielskiego [120].

DNA

Obecnie funkcjonujący model organizacji chromatyny zakłada przestrzenną izolację chromosomów w wydzielonych CT [33,80]. Wykorzystanie metod mikroskopowych oraz biochemicznych doprowadziło do wniosku, że ułożenie chromosomów w obrębie jądra komórkowego nie jest przypadkowe i wykazuje swoistość tkankową i komórkową [33,103]. Doniesienia te są zgodne z wcze- śniejszymi wynikami badań wskazującymi na peryferyjne położenie w jądrze komórkowym chromosomów o wyższym stopniu kondensacji, uznawanych za późno replikujące [19,45]. Zaproponowany przez zespół Cremera model przestrzennej organizacji CT został potwierdzony metodą Hi-C, ujawniającą wzajemne interakcje małych, bogatych w geny chromosomów [80].

Jednym z poziomów organizacji materiału genetycznego są pętle chromatynowe [73,90,117]. Ich powstanie jest możliwe dzięki wzajemnym interakcjom NM z sekwencjami kotwiczącymi, które zmapowano w obrębie telomerów, centromerów oraz chromatynie rozdzielającej te obszary [2,37,44,81,90]. Elementy te w zależności od metody izolacji określono mianem MAR (Matrix Associated Region) bądź SAR (Scaffold Attachment Region) [81]. Jak opisują Linneman i wsp. sekwencje MAR wydają się usytuowane w rejonach intergenowych, podczas gdy SAR są skupione w obrębie genów [81]. Jednocześnie ci sami autorzy wykazali, że mimo różnic w stosowanych metodach izolacji NM, położenie części sekwencji kotwiczących jest niezmienne, dlatego w literaturze często przyjmuje się nazwę S/MAR na określenie miejsc przyczepu do NM. Zgodnie z definicją S/MAR tworzy swoisty 100-1000 pz fragment DNA zasocjowany z NM po trawieniu endonukleazami [29,49,87]. Wśród motywów charakterystycznych dla S/MAR znajdują się sekwencje:

• bogate w pary AT i TG

• podatne na zakrzywienie/zagięcie oraz skręcenie,

• tworzące struktury spinki do włosów,

• rozpoznawane przez topoizomerazę II lub

• będące przypuszczalnymi miejscami startu replikacji (ori).

W obrębie S/MAR stwierdzono większe nagromadzenie sekwencji rozpoznawanych przez liczne białka regulatorowe w porównaniu do średniej wartości dla całego genomu [13,15]. Kotwiczenie S/MAR do NM jest uwarunkowane wieloma czynnikami począwszy od składu nukleotydowego sekwencji kotwiczącej, poziomu jej metylacji, profilu NMP, a skończywszy na statusie transkrypcyjnym komórki [13,23,42,72]. Na opisywane interakcje wpływa również poziom zróżnicowania i typ komórki, rodzaj bodźca zaburzającego jej homeostazę czy faza cyklu komórkowego [6,23,26,49,73,81,117]. Z tego powodu dokładna liczba S/MAR jest trudna do określenia. Przyjmuje się, że w genomie ssaków może się znajdować 60-64 tys. sekwencji tego typu [13,81]. Pod względem roli peł- nionej w komórce S/MAR podzielono na strukturalne i funkcjonalne [13]. Pierwsza z funkcji wynika ze zdolno- ści S/MAR, obecnych w podstawach pętli chromatynowych, do interakcji z NMP i tworzenia funkcjonalnych domen [13,28,64,73,81]. Sekwencje te pełnią wówczas rolę elementów granicznych zdolnych do utrzymania zróżnicowanego statusu transkrypcyjnego w obrębie zdefiniowanych, izolowanych domen. Może to wynikać m.in. z kolokalizacji S/MAR z miejscami rozpoznawanymi przez białka wiążące insulatory [23,99,121]. Jednoznacznie wykazano, że wielkość tworzonych pętli koreluje z utrzymaniem otwartej struktury chromatyny lub jej kondensacją, a więc wyciszeniem genów w poszczególnych obszarach chromosomu [74]. Badania dotyczące położenia S/MAR w jednostkach transkrypcyjnych wykazały, że znajdują się one na ich 5’ i 3’ końcach, jak również wewnątrzgenowo [23,28,29,73,74,81,90,99].

Funkcjonalna rola S/MAR wiąże się z ich zdolnością do oddziaływań z regulatorowymi NMP. Rodzaj wiązanego czynnika trans określa właściwości S/MAR jako elementu regulatorowego cis w selektywnej ekspresji genów, per se bądź w złożeniu z innymi sekwencjami determinującymi ten proces. Wykazano również udział S/MAR w procesie replikacji i integracji wirusów, ich kolokalizację z ruchomymi elementami genomu oraz niesparowanymi fragmentami DNA. Rozplecenie S/MAR w obrębie miejsc kotwiczenia do NM może spowodować ich nadwrażliwość na działanie nukleaz [2,13,74,87]. Doniesienia z ostatnich lat wskazują na możliwość nakładania się roli strukturalnej i funkcjonalnej S/MAR [23].

Ultrastruktura macierzy jądrowej – modele organizacji NM

Zróżnicowanie poglądów dotyczących budowy NM oraz przestrzennej organizacji chromatyny znalazło odzwierciedlenie w licznych modelach prezentowanych przez wiele grup badawczych. Analiza większości z nich pozwala na wyłonienie kilku wspólnych elementów NM, do których należy blaszka laminowa z wyraźnie zaznaczonym kompleksem porowym, struktura wypełniająca wnętrze jądra komórkowego oraz znajdujące się w jej obrębie szczątkowe jąderko. Ponadto większość badaczy wskazuje na znaczenie NM zarówno w utrzymaniu sferycznego kształtu jądra komórkowego, jak i w licznych procesach komórkowych [9,58,67].

Pod względem organizacji przestrzennej modele NM można pogrupować na dwa zasadnicze typy, tj. fibrylarny oraz oparty na strukturze kanałowej. W myśl koncepcji fibrylarnej NM tworzy trójwymiarową sieć ograniczoną przez szczątkową otoczkę jądrową, złożoną z lamin oraz pozostałości kompleksów porowych jądra komórkowego [9,58]. Warstwa laminy tworzy barierę jądrową pozostając jednocześnie w bezpośrednim kontakcie zarówno z filamentami pośrednimi cytoplazmy, jak i filamentami wewnątrzjądrowymi [58]. Ponieważ w genomach roślinnych nie stwierdzono obecno- ści genów kodujących laminy oraz ortologów białek wiążących laminy, prowadzone badania mają na celu ustalenie składnika strukturalnego resztkowej otoczki jądrowej w komórkach roślinnych. Najprawdopodobniej są to białka z rodziny NMCP/LINC/CRWN uwa- żane za roślinne analogi lamin [27]. Rozpościerająca się od blaszki laminowej ku wnętrzu jądra komórkowego macierz wewnętrzna (INM) jest zbudowana z gęsto uło- żonych, polimorficznych włókien, z którymi wiążą się elektronowo gęste ziarnistości oraz macierz jąderkowa [3,9,18,46,58,67,92]. Sieć filamentów INM ma charakter rybonukleoproteinowy o zróżnicowanym składzie biochemicznym [3,58]. Model jest zgodny z wcześniejszymi doniesieniami zespołu Buscha, który na poziomie mikroskopii elektronowej dowodził obecności rybonukleoproteinowej sieci w wolnej od chromatyny przestrzeni jądra komórkowego komórek nowotworowych raka piersi oraz szczurzych hepatocytów [8,33]. Intensywne ekstrakcje NM buforami o wysokich stężeniach soli powodują usunięcie większości białek wchodzą- cych w skład włókien, ujawniając rdzeniowy charakter filamentów. Te cienkie, regularne struktury wykazują wyższy poziom uporządkowania przestrzennego w porównaniu z grubszymi włóknami obserwowanymi po ekstrakcji NM solami o niskich stężeniach. Dzieje się tak ponieważ grube włókna NM budują wiązki złożone z kilku filamentów rdzeniowych [58]. Istnienie ultracienkich filamentów wykazali również Barboro i wsp. na podstawie obserwacji jąder komórkowych szczurzych hepatocytów [3]. Miały one średnicę 4,1-4,8 nm i wykazywały podobieństwo do oktamerów protofibryli wchodzących w skład filamentów pośrednich. Także w trakcie elektroelucji trawionego DNA z jąder komó- rek zatopionych w mikrokapsułkach agarozowych ujawniono obecność rozgałęzionych struktur włóknistych, pozostających w kontakcie ze szczątkowymi skupiskami chromatyny. Tak otrzymane nukleofilamenty ultrastrukturalnie przypominały filamenty pośrednie [67]. Mimo znacznych różnic w technikach izolacji NM, filamenty uzyskiwane przez zespoły Berezneya, Penmana i Cooka miały zbliżoną grubość 7-15 nm oraz podobną morfologię, co pozwala sądzić, że są to struktury analogiczne.

Podobnych informacji dostarczyły zdjęcia ultrastruktury NM pochodzenia roślinnego, na których INM jest widoczna w postaci sieci filamentów udekorowanych elektronowo gęstymi ziarnistościami [18,92]. W odróż- nieniu od preparatów NM izolowanych z komórek zwierzęcych, ziarnistości te nie tworzą dużych skupisk i są wyłącznie w obrębie INM. Ponadto rozmieszczenie komponentu granularnego nie jest homogenne, co może wskazywać na istnienie domen o odmiennej strukturze i składzie polipeptydowym. Liczne doniesienia potwierdzają, że roślinna NM jest bardziej stabilna niż zwierzęca, a jednym z proponowanych wyjaśnień jest zróżnicowany skład NMP. Roślinna macierz jąderkowa inaczej niż w swoim odpowiedniku u zwierząt ma zło- żoną strukturę fibrylarną, w obrębie której nie zaobserwowano zarówno składnika granularnego, jak również gęstego składnika fibrylarnego [92].

Nieco odmienny pogląd na organizację NM przedstawił zespół Razina, opisując macierz wewnętrzną nie jako sieć filamentów, lecz połączone z porami jądrowymi kanały umożliwiające transport między jądrem komórkowym a cytoplazmą. Tworzą one rozgałęzioną sieć, która lokalnie może formować tzw. kawerny – miejsca przestrzennej organizacji kompleksów enzymatycznych. Pojawiające się w czasie izolacji NM filamenty zdaniem autorów są wynikiem zapadania się kanałów i agregacji znajdujących się w nich komponentów [110]. Struktury tego typu obserwowano w mikroskopie świetlnym oraz elektronowym, zarówno w komórkach pochodzenia roślinnego, jak i zwierzęcego. Miały postać wpukleń otoczki jądrowej, nazwanych nucleoplasmic reticulum i stanowiły przedłużenie siateczki śródplazmatycznej [86]. Wśród innych opisywanych struktur znajdują się utworzone przez filamenty białkowe kanały będące przedłużeniem porów jądrowych, które mogą umożliwiać transport między cyto- a nukleoplazmą [118].

Inny model organizacji jądra komórkowego zaproponowali Cremer i wsp. [34]. W myśl tej koncepcji trójwymiarowa przestrzeń jądra komórkowego podzielona jest na dwa kompartmenty – CT, odpowiedzialny za organizację chromatyny oraz domenę interchromatynową (IC), wykazującą znaczne zróżnicowanie na poziomie strukturalnym i funkcjonalnym. IC rozciąga się od porów jądrowych, otaczając CT i wnikając częściowo do ich wnętrza. Do interakcji białek i niewielkich kompleksów białkowych o właściwościach regulatorowych dochodziłoby zdaniem autorów na powierzchni CT naładowanej ujemnie [33]. W założeniu modelu CT-IC biofizyczne właściwości IC mogą sprzyjać formowaniu w jej obrę- bie filamentów o charakterze rybonukleoproteinowym, co upodabnia ten model do fibrylarnej koncepcji NM [33,34]. Zakładając jednak, że IC jest odpowiednikiem systemu kanałów przenikających CT, nie można także nie zauważyć podobieństw tego modelu do organizacji jądra komórkowego opisanego przez Razina. Wydaje się więc, że model CT-IC organizacji jądra komórkowego łączy w sobie wiele cech fibrylarnej oraz kanałowej organizacji NM.

Rola macierzy jądrowej w procesach komórkowych

Ekspresja genów

Szczegółowa analiza na poziomie ultrastrukturalnym wskazuje, że miejscem przebiegu procesu transkrypcji w NM są struktury o granularno-fibrylarnym charakterze [122,127]. Wykazano, że nowo powstały, znakowany RNA tworzy hybrydy z matrycowym DNA w obrębie tzw. włókien okołochromatynowych, położonych na peryferiach skupisk skondensowanej chromatyny oraz gęstego składnika fibrylarnego i składnika granularnego jąderka [61,122]. Obecnie funkcjonujący model zakłada organizację elementów maszynerii transkrypcyjnej w postaci tzw. fabryk transkrypcyjnych [41,68]. Badania Jacksona i wsp. [68], którzy uwidocznili miejsca transkrypcji za pomocą technik mikroskopii świetlnej poparto metodami biochemicznymi, umożliwiającymi izolację kompleksów białkowych wchodzących w skład fabryk transkrypcyjnych [88]. Wśród zidentyfikowanych białek znajdowały się m.in. czynniki transkrypcyjne SATB1, AML-1, NMP1/YY1, PIT- 1, hnRNPU/SAF-A/Sp120, Sp1-Sp4, ATF, OCT-1 i 2, Fos, Jun, C/EBPβ, c-myc, CREB1 i Nfx1, polimerazy RNA I, II i III oraz pozostałe elementy regulatorowe kompleksu transkrypcyjnego [43,54,95,125,126]. Wielokrotnie wykazano, że składniki fabryk transkrypcyjnych, podobnie jak nowo powstający transkrypt, pozostają zasocjowane ze strukturą NM i są wystarczające do zainicjowania oraz przeprowadzenia tego procesu [9,66,68,88,93,127].

Liczne doniesienia literaturowe wskazują na korelację między aktywnością transkrypcyjną genów, a wiązaniem ich chromatyny przez S/MAR do NM [26,42,102]. Miejsca S/MAR oskrzydlające sekwencję genu wraz z jego elementami regulatorowymi mogą stanowić granice funkcjonalnej jednostki transkrypcyjnej. Po utworzeniu pętli chromatynowych regulatorowe działanie S/MAR może się rozciągać na znaczne odległości obejmując skupiska jednostek transkrypcyjnych, jak w przypadku genów globinowych człowieka regulowanych przez powiązany z NM region LCR (Locus Control Region) [102]. W obrę- bie ukonstytuowanych domen następuje wiązanie swoistych bądź powszechnie występujących regulatorów transkrypcji, rekrutacja acetylotransferaz histonowych oraz kompleksów remodelujących [23]. Doświadczenia, w których wykorzystano izoschizomery endonukleaz różniące się wrażliwością na metylację dinukleotydu CpG ujawniły, że mniej niż połowa genów rDNA w szczurzych fibroblastach była oporna na trawienie nukleolityczne. Geny rDNA niezwiązane z NM charakteryzowały się wyższym poziomem metylacji sekwencji [117]. Obecnie obowiązujący model przebiegu transkrypcji zakłada, że składniki kompleksu transkrypcyjnego pozostają zasocjowane z NM, podczas gdy DNA jest elementem ruchomym [61,66,89]. Funkcjonalnym następstwem unieruchomienia fabryk transkrypcyjnych jest moż- liwość jednoczesnej ekspresji wielu genów w oparciu o jeden kompleks białkowy.

Syntetyzowany hnRNA oraz pośrednie i końcowe produkty jego splicingu pozostają zasocjowane z NM [66,131,136]. Miejsca transkrypcji, w których występuje polimeraza II RNA są czasowo i przestrzennie powiązane z kompleksami splicingowymi [35,93,122,127]. Istotne znaczenie odgrywają tu wzajemne interakcje białek SR i kompleksu snRNP U1 z polimerazą II RNA. Dowiedziono, że zachodzące podczas transkrypcji przyłączanie składników spliceosomu wpływa zarówno na efektywność splicingu, jak i reguluje etap elongacji transkrypcji [35,123]. Uwidocznione za pomocą mikroskopu elektronowego kompleksy splicingowe mają postać ziarnistości otoczonych przez elementy fibrylarne tworzone przez nowo powstałe transkrypty [12]. Wśród czynników splicingowych główną rolę odgrywają białka SR oraz snRNA U [11,12,136]. Macierzowy czynnik hnRNP U/SAF-A/Sp120 jest powiązany z niezbędnymi elementami maszynerii splicingowej ssaków wchodząc jednocześnie w interakcje z hnRNA, w tym ze wszystkimi znanymi klasami lncRNA [130]. Dojrzewanie RNA pozostaje skorelowane z transportem końcowych produktów tego procesu. Wykazano, że obecny w kompleksie splicingowym czynnik SRm160 oprócz funkcji koaktywatora splicingu uczestniczy również w transporcie jądrowym [126].

Replikacja i naprawa DNA

W fazie S cyklu komórkowego procesy transkrypcji i replikacji zachodzą w odrębnych domenach funkcjonalnych [68,127]. Składniki kompleksu replikacyjnego tworzące fabryki replikacyjne, jak i nowo powstałe produkty procesu replikacji, pozostają w ścisłym kontakcie ze strukturą szkieletu jądrowego [62,65,128]. Fabryki replikacyjne zostały uwidocznione w postaci skupisk na poziomie mikroskopii świetlnej oraz w postaci elektronowo gęstych ziarnistości na poziomie ultrastrukturalnym [62,96]. Ziarnistości charakteryzują się różną wielkością oraz położeniem w zależności od fazy cyklu komórkowego. Na przełomie faz G1 /S dochodzi do wzrostu ich liczby, a struktury te są widoczne w postaci niewielkich skupisk rozproszonych w przestrzeni jądrowej. Po aktywacji kompleksów wraz z upływem fazy S nastę- puje ich agregacja i nagromadzenie wokół jąderka oraz na peryferiach jądra komórkowego. Późną fazę S cechuje obecność nielicznych skupisk replikacyjnych o dużych rozmiarach, które są umiejscowione w centralnej części jądra komórkowego [63]. Obserwacje są zgodne z danymi literaturowymi opisującymi jądrową dystrybucję obszarów wcześnie i późno replikujących [96,128].

W obrębie fabryk replikacyjnych zlokalizowano m.in. polimerazę DNA α, PCNA, jak również stwierdzono obecność zależnego od fazy cyklu komórkowego białka ORC1. Funkcją ORC1 jest rekrutacja komponentów kompleksu replikacyjnego w miejscu ori i skierowanie go do NM [62,128]. Podobnie jak w przypadku procesu transkrypcji ustalono, że asocjacja fabryk replikacyjnych z NM wymusza przewijanie matrycowego DNA przez immobilizowany kompleks białkowy [62,65]. Potwierdziły to wyniki reakcji PCR, w których za pomocą swoistych starterów namnażano fragmenty domeny genów albuminowych na matrycach DNA związanych z NM szczurzych hepatocytów, regenerujących po częściowej hepatektomii [113]. Ponadto, wykazano kolokalizację miejsc ori i sekwencji S/MAR w promotorze genu c-myc komórek embrionalnych X. laevis i komórkach raka zarodkowego myszy [53]. Stwierdzono, że w zależności od fazy cyklu komórkowego wielkość domen ulega znacznym wahaniom i koreluje z postępem procesu replikacji. Wykazano, że wejście komórki w fazę S powoduje skrócenie długości pętli DNA w porównaniu z rozmiarami osiąganymi w fazach G1 i G2 [32]. Ujawniono ponadto, że w regenerującej wątrobie szczura podczas replikacji dochodziło do zmiany wzorca kotwiczenia chromatyny, który był odtwarzany po zakoń- czeniu tego procesu [113].

Zmiana struktury macierzy jądrowej a procesy nowotworzenia

Towarzyszące transformacji nowotworowej zmiany w strukturze jądra komórkowego zaburzają prawidłowe funkcjonowanie komórki [78]. Wielokrotnie udowadniano, że procesowi nowotworzenia towarzyszą zmiany składu polipeptydowego NM. Charakter zmian zależy od rodzaju nowotworu, jego położenia w organizmie oraz stopnia zróżnicowania komórek guza [4,5,6,23,40,78,119,133]. Analiza technikami Western blot i spektroskopii masowej ujawniła w profilu NMP komó- rek raka pęcherza moczowego oraz zdrowego nabłonka dróg moczowych obecność białek o zróżnicowanym znaczeniu funkcjonalnym. Wśród polipeptydów zidentyfikowano białka występujące zarówno w komórkach zdrowych i nowotworowych, typowe dla komórek zdrowych, charakterystyczne dla komórek nowotworowych niezależnie od stadium oraz spotykanych tylko w najbardziej zaawansowanej postaci raka [6]. Analogiczne wyniki uzyskano dla innych typów nowotworów m.in. wczesnego stadium raka wątrobowokomórkowego, raka stercza czy raka piersi [4,5,40,133]. Skład NMP zmieniał się nie tylko w zależności od stopnia zróżnicowania komórek nowotworowych, ale również w obrębie organu oraz podtypu nowotworu [52].

Obserwacje dotyczące zmiany profilu NMP w procesie nowotworzenia mogą posłużyć do wyłonienia markerów molekularnych i opracowania odpowiednich testów diagnostycznych. W diagnostyce raka pęcherza moczowego zastosowanie znajduje białko NMP22, którego stę- żenie rośnie w komórkach nowotworowych nabłonka dróg moczowych [132]. Jak podaje Xylinas i wsp. opracowano dwa testy diagnostyczne oparte na pomiarze stę- żenia NMP22 w moczu [132]. Natomiast Barboro i wsp. wskazują jako biomarker polipeptyd p54nrb, którego nadekspresja koreluje ze wskaźnikiem śmiertelności pacjentów po cystektomii [6]. Badania immunohistochemiczne pozwoliły także na identyfikację innego białka NM, SATB2, jako potencjalnego markera raka jelita grubego. W komórkach tego nowotworu ekspresja SATB2 znacząco rośnie w odróżnieniu od innych przebadanych nowotworów, takich jak rak stercza, piersi, żołądka, trzustki, jajnika czy płuc. Wykazano, że swoistość badań diagnostycznych raka jelita grubego z udziałem przeciwciał anty-SATB2 wynosi 85% i wzrasta do 97% po zastosowaniu markerów SATB2 i cytokeratyny 20 (CK20) [85]. Ponadto SATB2 może być markerem pomocniczym w badaniach diagnostycznych nowotworów pochodzenia osteoblastycznego [31]. W diagnostyce raka piersi mogą to być białka p114 i NMP66. Analiza metodą Southwestern ujawniła obecność p114 w badanych odmianach raka piersi, czego nie obserwowano w zdrowej tkance oraz zmianach o charakterze łagodnym [83,133]. NMP66 wykrywano w próbkach krwi pacjentek z nowotworem piersi na etapie stadium wczesnego, późnego oraz raka z przerzutami [83], co zaowocowało stworzeniem przez firmę Matritech GmbH testu diagnostycznego wykrywającego białko NMP66.

Patogeneza laminopatii

Analiza składu polipeptydowego NM wskazuje, że stanom patofizjologicznym towarzyszą oscylacje wewnątrzjądrowej puli NMP [4,5,6,23,40,52,78,119,133]. Coraz częściej zaburzenia ekspresji NMP są identyfikowane jako bezpośrednia lub pośrednia przyczyna schorzeń. Doskonałym przykładem są laminopatie pierwotne, heterogenna grupa chorób powstałych na skutek mutacji genów laminowych (LMNA, LMNB1, LMNB2). Jak dotąd scharakteryzowano ponad 400 mutacji sekwencji, z których większość została powiązana z genem LMNA [16]. Jeden z funkcjonujących obecnie systemów klasyfikacji laminopatii pierwotnych obejmuje cztery kategorie schorzeń wyszczególnione na podstawie typu tkanki którego dotyczą. Wśród nich znajdują się:

• choroby mięśni poprzecznie prążkowanych,

• lipodystrofie,

• neuropatie obwodowe oraz

• zaburzenia związane z przyspieszonymi procesami starzenia [129].

Najlepiej opisaną chorobą związaną z tkanką mięśniową poprzecznie prążkowaną jest dystrofia mięśniowa Emery’ego-Dreifussa (EDMD) obejmująca trzy typy schorzeń, pierwszy powiązany z chromosomem X i powstający na skutek mutacji genów emeryny (EMD) lub FHL1 oraz dwa kolejne będące wynikiem mutacji LMNA – postać autosomalna dominująca (AD-EDMD) oraz autosomalna recesywna (AR-EDMD). AR-EDMD jest najrzadziej spotykanym typem z zaledwie kilkoma odnotowanymi przypadkami klinicznymi [14,108]. Jak opisuje Jimenez-Escrig i wsp. [70] jednym z wariantów mutacji LMNA odpowiedzialnym za recesywną postać EDMD jest substytucja zachowywanej ewolucyjnie reszty argininy (Arg225Gln) w łańcuchu aminokwasowym laminy. Mutacje LMNA związane z EDMD mogą występować na całej długości genu zarówno wewnątrz eksonów, jak również na granicy ekson/intron. Najczęściej mają charakter zmiany sensu z przewagą substytucji 1357C>T, skutkującej podstawieniem Arg453Trp w łańcuchu aminokwasowym, a w mniejszym stopniu wykazują cechy mutacji nonsensownych lub innych warunkujących haploinsuficjencję lamin typu A [14,108,114,129]. Objawy kliniczne towarzyszące EDMD charakteryzującą się dużą zmiennością fenotypową [14,108,114]. Typowy przebieg choroby wiąże się z występowaniem przykurczy ścięgien, postępującym osłabieniem i zanikiem mięśni oraz zaburzeniami pracy serca w tym m.in. zaburzeniami przewodzenia czy kardiomiopatią rozstrzeniową. Ostatnie z wymienionych dolegliwości mogą doprowadzić do nagłej śmierci na skutek zatrzymania akcji bądź postępującej niewydolności serca. Obserwowany w AD-EDMD zanik mięśni nasila się po trzeciej dekadzie życia doprowadzając do całkowitej lub czę- ściowej utraty zdolności chodzenia oraz kardiomiopatii rozstrzeniowej [14]. W AR-EDMD fenotyp jest podobny do AD-EDMD jednak zaburzenia pracy serca nie występują lub są wyraźnie opóźnione [14,108].

Mutacje LMNA powiązano również z innymi chorobami mięśni poprzecznie prążkowanych, dziedziczonymi w sposób autosomalny dominujący. Należą do nich dystrofia obręczowo-kończynowa typu 1B (LGMD1B) oraz kardiomiopatia rozstrzeniowa typu 1A (DCM1A) [14]. LGMD1B charakteryzuje się powolnym, postępują- cym osłabieniem mięśni początkowo w obrębie obręczy miednicowej, a następnie barkowej, jednak bez typowych dla EDMD wczesnych przykurczów [94]. W DCM1A obserwuje się zaburzenia sercowe charakteryzujące się poszerzeniem komór serca powiązanym z zakłóceniami przewodzenia przedsionkowo-komorowego, które mogą także towarzyszyć LGMD1B [14].

Wśród lipodystrofii oraz neuropatii obwodowych na uwagę zasługują odpowiednio rodzinna dystrofia Dunningana (FPLD2) oraz choroba Charcota-Mariego-Tootha typu 2B1 (CMT2B1). Za główną przyczynę FPLD2 uznaje się substytucje, umiejscowione w obrębie całego genu LMNA [75]. Choroba ma charakter autosomalny dominujący z typowymi objawami obejmującymi postępującą utratę podskórnej tkanki tłuszczowej kończyn z jednoczesnym odkładaniem jej w okolicach karku i twarzy. Pacjentów charakteryzuje wiele zaburzeń metabolicznych w postaci hiperlipidemii, insulinooporności oraz cukrzycy typu 2 [14,75]. Natomiast CMT2B1 jest aksonalnym podtypem neuropatii, który podlega dziedziczeniu w sposób autosomalny recesywny [14,39]. Przyczyną CMT2B1 jest substytucja nukleotydowa w eksonie 5 LMNA prowadząca do podstawienia zachowywanej w toku ewolucji reszty argininy przez cysteinę (Arg298Cys). Obraz badania elektrofizjologicznego pacjentów wskazuje na aksonalne uszkodzenie nerwów obwodowych, natomiast typowe objawy kliniczne obejmują arefleksję, osłabienie i zanik mięśni odsiebnych oraz deformacje stóp. Badania dotyczące człowieka potwierdzono na modelach zwierzęcych wykorzystując homozygotyczne myszy z nokautem genu LMNA. Osobniki charakteryzowały się zaburzeniami motorycznymi oraz zmianami histopatologicznymi objawiającymi się m.in. demielinizacją nerwów kulszowych [39].

Ostatnim typem laminopatii są progerie, fenotypowo przypominające proces starzenia obserwowany przedwcześnie o znacznej intensywności przebiegu [20]. Wśród najczęściej opisywanych chorób znajduje się progeria Hutchinsona-Gilforda (HGPS), dermopatia restryktywna (RD) czy dysplazja żuchwowo-obojczykowa typu A (MADA). W 2003 r. zidentyfikowano mutację 1824 nukleotydu C>T w genie LMNA jako odpowiedzialną za wystę- powanie HGPS [38]. Ta pojawiająca się de novo w eksonie 11 mutacja powoduje aktywację kryptycznego miejsca splicingowego i powstanie tzw. progeryny, charakteryzującej się utratą 50 reszt aminokwasowych obejmujących miejsce cięcia metaloproteinazy FACE1/ZMPSTE24. Molekularnym następstwem delecji jest pozostanie farnezylowanej reszty Cys na C-końcu prelaminy, co zaburza proces dojrzewania laminy A i powoduje akumulację progeryny w jądrze komórkowym [20,38]. Fenotypowo HGPS ujawnia się opóźnieniem wzrostu, któremu towarzyszą m.in. osteoliza, osteoporoza, zanik tkanki mięśniowej i tłuszczowej, atrofia skóry czy łysienie. Śmierć następuje średnio w wieku 13,5 lat [20].

Badania Navarro i wsp. [97] ujawniły, że mutacja w obrę- bie miejsca donorowego intronu 11 LMNA wywołująca delecję 90 reszt aminokwasowych (G567_Q656del) wiąże się także z dermopatią restryktywną. Ta śmiertelna choroba charakteryzuje się artrogrypozą, zaburzeniami dermatologicznymi, obniżoną gęstością kości oraz dysmorfią twarzy [20,97].

Mutacja zmiany sensu w obrębie genu LMNA powodująca zmianę reszty argininy w pozycji 527 na histydynę została wykazana przez Novelli i wsp. [100] jako genetyczne pod- łoże MADA. Schorzenie jest dziedziczone w sposób autosomalny recesywny, natomiast objawy kliniczne obejmują m.in. opóźnienie wzrostu, hipoplazję żuchwy, osteolizę obojczyków, lipodystrofię czy atrofię skóry połączoną ze zmianami pigmentacji. U pacjentów mogą również wystą- pić zaburzenia metaboliczne w postaci insulinooporności oraz cukrzycy [typu 1 czy 2] [14].

Za główną przyczynę rzadkich schorzeń związanych z mutacjami genów LMNB1 i 2 w ogólnej puli laminopatii uważa się brak funkcjonalnych lamin typu B [16,135]. Letalność tego efektu potwierdzają badania prowadzone na myszach, w których homozygoty Lmnb2 – /– umierały w przeciągu godziny po urodzeniu. Jak wykazano w czasie ich rozwoju embrionalnego stwierdzono zaburzenia migracji neuronów ze strefy komory do płytki korowej, skutkujące nieprawidłowym wykształceniem się mózgu [30]. Jedną z chorób dziedzicznych związanych z patologią genu LMNB1 jest autosomalna dominująca leukodystrofia (ADLD), fenotypowo przypominająca stwardnienie rozsiane. U pacjentów z ADLD występuje dodatkowa kopia genu, co podwyższa ekspresję laminy typu B1. Natomiast mutacje LMNB2 powiązano ze stopniową utratą podskórnej tkanki tłuszczowej w górnych partiach ciała towarzyszącą syndromowi Barraquera-Simonsa (APL) [104,135].

Mimo znacznego postępu w badaniach molekularne podłoże laminopatii jak dotąd nie zostało w pełni scharakteryzowane. Jednym z pytań pozostających bez odpowiedzi jest to w jaki sposób mutacje jednego genu, jakim jest LMNA, wywołują tak wiele chorób i towarzyszących im objawów. Podejmując próbę rozwikłania tej zagadki należy wziąć pod uwagę rosnącą liczbę doniesień dokumentujących udział lamin w różnych procesach komórkowych [76,77]. Przyjmuje się, że mutacje w genach kodujących laminy zaburzają interakcje między NMP oraz innymi składnikami otoczki jądrowej, zmieniając kształt jądra komórkowego, powodując niewłaściwe umiejscowienie rezydentów białkowych kompleksów jądrowych, zaburzając organizację chromatyny, funkcjonowanie szlaków sygnałowych czy transport między nukleo- a cytoplazmą [20].

Obecnie nie ma jeszcze skutecznego leku przeciwko laminopatiom, a stosowane terapie mają charakter prewencyjny lub objawowy [14,16]. Wśród opracowywanych metod leczenia obiecujących wyników dostarczają badania nad inhibitorami transferazy farnezylowej oraz statynami, które u pacjentów z HGPS zwiększają gęstość tkanki kostnej, tempo jej wzrostu oraz poprawiają funkcjonowanie naczyń krwionośnych. Należy jednak pamiętać, że zastosowanie inhibitorów nie prowadzi do całkowitego wyleczenia, lecz jedynie opóźnia postęp choroby. Nierozwiązanym wciąż pozostaje problem wpływu tych substancji na inne białka, a przez to procesy komórkowe [16]. Doniesienia Gabriel i wsp. [47] wskazują na korzystny wpływ sulforafanu, naturalnego izotiocyjanianu o właściwościach antyoksydacyjnych, który w komórkach fibroblastów pacjentów z HGPS redukuje stężenie progeryny, jak i obniża poziom uszkodzeń DNA na skutek zwiększenia aktywności proteasomowej komórek oraz procesu autofagii [47]. Wcześniejsze doniesienia Liu i wsp. [82] dokumentują również możliwość zastosowania naprawy uszkodzonych genów za pośrednictwem rekombinacji homologicznej z wykorzystaniem wektorów wirusowych niosących poprawne sekwencje DNA. Opisywane badania wskazują, że efektywny proces rekombinacji zachodzi zarówno w indukowanych pluripotencjalnych oraz mezenchymalnych komórkach macierzystych człowieka i skutkuje zanikiem ekspresji progeryny na rzecz funkcjonalnej postaci laminy A [82]. Innym obiecującym kierunkiem w terapii laminopatii jest opisane przez Scharnera i wsp. [115] zastosowanie antysensownych oligonukleotydów (AONs). AONs mogą maskować miejsca splicingowe, kryptyczne oraz rejony wzmacniające splicing, doprowadzając do pominięcia eksonu lub przywrócenia prawidłowego procesu składania transkryptów. Wyniki badań prowadzonych na mysich fibroblastach z nokautem genu LMNA ujawniły, że skrócone postaci ludzkich lamin z delecją eksonu niosącego mutacje nonsensowne mogą niwelować nieprawidłowości związane z laminopatiami [115].

Mimo że laminopatie są najbardziej znaną grupą chorób wywołanych zaburzeniami struktury i funkcji NM dane literaturowe wskazują na istnienie innych schorzeń powiązanych ze szkieletem jądrowym. Na przykład zmiany w łańcuchu aminokwasowym Ser85Cys oraz Phe- 115Cys matryny (MATR3) zostały zidentyfikowane jako przyczyna rzadkiej rodzinnej postaci stwardnienia zanikowego bocznego (ALS) objawiającego się degeneracją neuronów motorycznych w mózgu i rdzeniu kręgowym, prowadzącą do śmierci na skutek niewydolności oddechowej [71,116]. Innym schorzeniem wywołanym zmianą miejsca przyczepu sekwencji S/MAR do NM w obrębie locus 4q35 jest dystrofia twarzowo-łopatkowo-ramieniowa (FSHD). Fenotypowo FSHD objawia się postępują- cym osłabieniem oraz zanikiem mięśni twarzy i obręczy barkowej. Molekularne podłoże choroby jest związane z częściową delecją tandemowo powtórzonego elementu D4Z4, w obrębie którego zlokalizowano element enhancerowy. Delecja D4Z4 wiąże się z dysocjacją sekwencji S/ MAR (tzw. FRR-MAR) i zmianą przestrzennej organizacji chromatyny w domenie. Badania prowadzone na liniach komórkowych ujawniły, że FRR-MAR jest elementem strukturalnym oddzielającym powtórzenia D4Z4 od sąsiadujących z nimi genów FRG2, FRG1 i SLC25A4. Uzyskane wyniki pozwoliły autorom na zaproponowanie modelu, w którym utrata miejsca przyczepu powoduje aktywację transkrypcyjną FRG2, FRG1 i SLC25A4, co może pełnić główną rolę w powstawaniu FSHD [106,107].

Odpowiedź immunologiczna

Nadrzędną funkcją łączącą NM i układ immunologiczny jest utrzymanie homeostazy organizmu. Właściwe działanie systemu odpornościowego jest związane z odpowiednim składem polipeptydowym szkieletu jądrowego wpływają- cym modulująco na odpowiedź immunologiczną. Jednym z głównych składników NM biorących udział w tym procesie jest białko SATB1, czynnik transkrypcyjny odpowiedzialny za epigenetyczną regulację ekspresji genów [24]. Wyciszenie ekspresji SATB1 ujawniło istotną funkcję tego białka w organizacji chromatyny locus genów klasy I głównego układu zgodności tkankowej (MHC-I) człowieka. Ponadto wykazano, że ukonstytuowanie pętli chromatynowych w locus MHC-I ma charakter swoisty komórkowo i zależy od odpowiedniego poziomu ekspresji SATB1. Zróż- nicowanej organizacji domen chromatynowych towarzyszy selektywna zmiana aktywności transkrypcyjnej genów MHC, co potwierdzają doświadczenia in vivo z użyciem shRNA wyciszającym ekspresję SATB1 [48].

Białko SATB1 jest zaangażowane również w procesy róż- nicowania hematopoetycznych komórek macierzystych (HSC) począwszy od hamowania spontanicznej polaryzacji HSC po regulację wczesnych i końcowych etapów dojrzewania poszczególnych subpopulacji limfocytów. Regulacja odbywa się na poziomie przestrzennej i czasowej kontroli ekspresji genów docelowych kodujących m.in. cytokiny i czynniki transkrypcyjne, których produkty odgrywają główną rolę w kształtowaniu fenotypu komórek. Stwierdzono, że ponad 300 genów regulowanych przez SATB1 jest włączonych w różnicowanie ludzkich limfocytów T CD4+ w kierunku subpopulacji komórek Th1 i Th2. Udowodniono również, że białko to w wyniku interakcji z β-kateniną odgrywa istotną rolę w procesie dojrzewania limfocytów Th2 zależnym od szlaku sygna- łowego Wnt. Wspomniane oddziaływania stanowią element kontroli ekspresji genu GATA-3, kodującego główny regulator transkrypcji linii Th2 [17]. SATB1 jest również negatywnym regulatorem różnicowania i utrzymania subpopulacji limfocytów T regulatorowych (Treg). Nadrzędną rolę w tym procesie odgrywa czynnik FoxP3, który hamuje ekspresję SATB1 w sposób bezpośredni wiążąc się z promotorem lub aktywując miR-155 oddziałujący z 3’ UTR transkryptu SATB1. Wykazano jednocześnie, że ektopowa ekspresja SATB1 w limfocytach Treg powoduje utratę ich funkcji supresorowych oraz nabywanie fenotypu komórek efektorowych [17,134].

W 2000 r. Chattopadhyay i wsp., w oparciu o badania prowadzone na tymocytach myszy, opisali inne białko NM, SMAR1 oddziałujące z miejscem S/MAR w obrębie locus genu receptora β limfocytów T (TCR) [22]. SMAR1 pełni rolę immunomodulatora rekrutującego czynniki remodelujące chromatynę, takie jak mSin3A czy HDAC1 oraz zaangażowanego w epigenetyczną regulację procesu rekombinacji genów VDJ [24,121]. Wykazano, że SMAR1 może funkcjonować jako wewnątrzkomórkowy przełącznik molekularny zaangażowany w proces różnicowania limfocytów T. Potwierdzają to wyniki badań z wykorzystaniem transgenicznych myszy z nokautem genu SMAR1, u których zaobserwowano obniżoną reakcję immunologiczną zależną od komórek Th2 w odpowiedzi na indukowaną alergiczną chorobę dróg oddechowych. Stwierdzono, że różnicowanie limfocytów dziewiczych izolowanych od tych osobników było zahamowane w warunkach in vitro i korelowało ze wzrostem poziomu mRNA genów IFN- γ, T-bet oraz IL-17. Analizując molekularny mechanizm zjawiska ujawniono w obrębie promotorów T-bet i IL-17 obecność sekwencji S/MAR wchodzących w interakcje z białkiem SMAR1 oraz dodatkowymi czynnikami, tj. SMRT i HDAC1. Wiązanie tych białek z docelowymi elementami cis promotorów w komórkach Th2 powodowało hamowanie aktywacji genów T-bet i IL-17, a w konsekwencji negatywną regulację procesu różnicowania subpopulacji limfocytów Th1 i Th17 oraz utrzymanie fenotypu Th2 [25]. Udział SMAR1 w różnicowaniu limfocytów T potwierdzono również w warunkach in vivo podczas indukowanego chemicznie nieswoistego zapalenia jelit u myszy. Wykazano także, że SMAR1 odgrywa istotną rolę w utrzymaniu równowagi między subpopulacjami limfocytów regulatorowych (Treg) i Th17. U transgenicznych myszy z nokautem genu SMAR1 następowała utrata funkcji supresorowej limfocytów Treg oraz wzrost ekspresji genów kodujących cytokiny prozapalne TNF-α, IL-17 i IFN-γ. Wydaje się, że ważną rolę w utrzymaniu fenotypu komórek Treg odgrywają wzajemne interakcje mię- dzy SMAR1 a czynnikami FoxP3 i STAT3, jednak obecne rozumienie tych oddziaływań jest fragmentaryczne [91].

Liczne doniesienia literaturowe wskazują również na udział innych NMP zarówno w proces różnicowania, jak i funkcjonowania elementów układu odpornościowego. Znajdują się wśród nich zarówno pojedyncze polipeptydy bądź złożone kompleksy białkowe np. YY1, Bright, Gfi-1, SWi/SNF, MeCP2, PARP, HMG czy HP1 [24]. Tak szeroki udział NMP w sposób bezsprzeczny dowodzi roli NM w kreowaniu odpowiedzi immunologicznej organizmu, chociaż wskazanie bezpośrednich zależności między poszczególnymi elementami tej skomplikowanej sieci wymaga dodatkowych badań.

Podsumowanie

Na podstawie licznych doniesień literaturowych istnienie struktury szkieletowej jądra komórkowego nie powinno obecnie budzić wątpliwości. Wielokrotnie wykazano, że NM jest zaangażowana w wiele procesów komórkowych, ważnych z punktu widzenia utrzymania homeostazy całego organizmu. Niewątpliwie duże znaczenie odgrywa tu charakter omawianej struktury powiązany z dynamiką składu komponentu rybonukleoproteinowego i ściśle dopasowany do przeprowadzanego procesu. Ponadto jednoznacznie wykazano, że niefizjologiczne zmiany kompozycji NMP powodują występowanie różnorodnych stanów patologicznych, które są prawdziwym wyzwaniem współczesnej medycy.

Chociaż w ciągu ostatnich 40 lat odnotowano znaczny postęp w poznaniu NM wiele kwestii w dalszym ciągu pozostaje przedmiotem dyskusji środowiska naukowego. Wśród nich można wymienić chociażby opisywane w pracy modele organizacji struktury szkieletowej jądra komórkowego. Prawdziwym wyzwaniem stawianym obecnie przed badaczami jest również identyfikacja pełnej listy czynników wchodzących w skład NM, w tym głównego składnika strukturalnego, co stanowi- łoby przełom w badaniach nad tą strukturą i umożliwiło pełne zrozumienie roli jaką pełni w komórce.

Przypisy

• 1. Agrelo R., Souabni A., Novatchkova M., Haslinger C., Leeb M.,Komnenovic V., Kishimoto H., Gresh L., Kohwi-Shigematsu T., KennerL., Wutz A.: SATB1 defines the developmental context for genesilencing by Xist in lymphoma and embryonic cells. Dev. Cell, 2009;16: 507-516
  Google Scholar
• 2. Amati B., Gasser S.M.: Drosophila scaffold-attached regions bindnuclear scaffolds and can function as ARS elements in both buddingand fission yeasts. Mol. Cell. Biol., 1990; 10: 5442-5454
  Google Scholar
• 3. Barboro P., D’Arrigo C., Diaspro A., Mormino M., Alberti I., ParodiS., Patrone E., Balbi C.: Unraveling the organization of the internalnuclear matrix: RNA-dependent anchoring of NuMA to a lamin scaffold.Exp. Cell Res., 2002; 279: 202-218
  Google Scholar
• 4. Barboro P., D’Arrigo C., Repaci E., Bagnasco L., Orecchia P., CarnemollaB., Patrone E., Balbi C.: Proteomic analysis of the nuclearmatrix in the early stages of rat liver carcinogenesis: identificationof differentially expressed and MAR-binding proteins. Exp. Cell Res.,2009; 315: 226-239
  Google Scholar
• 5. Barboro P., Repaci E., D’Arrigo C., Balbi C.: The role of nuclearmatrix proteins binding to matrix attachment regions (MARs) inprostate cancer cell differentiation. PLoS One, 2012; 7: e40617
  Google Scholar
• 6. Barboro P., Rubagotti A., Orecchia P., Spina B., Truini M., RepaciE., Carmignani G., Romagnoli A., Introini C., Boccardo F., CarnemollaB., Balbi C.: Differential proteomic analysis of nuclear matrix inmuscle-invasive bladder cancer: potential to improve diagnosis andprognosis. Cell. Oncol., 2008; 30: 13-26
  Google Scholar
• 7. Barry G., Briggs J.A., Vanichkina D.P., Poth E.M., Beveridge N.J.,Ratnu V.S., Nayler S.P., Nones K., Hu J., Bredy T.W., Nakagawa S.,Rigo F., Taft R.J., Cairns M.J., Blackshaw S.: The long non-codingRNA Gomafu is acutely regulated in response to neuronal activationand involved in schizophrenia-associated alternative splicing. Mol.Psychiatry, 2014; 19: 486-494
  Google Scholar
• 8. Berezney R., Coffey D.S.: Identification of a nuclear protein matrix.Biochem. Biophys. Res. Commun., 1974; 60: 1410-1417
  Google Scholar
• 9. Berezney R., Coffey D.S.: Nuclear matrix. Isolation and characterizationof a framework structure from rat liver nuclei. J. Cell Biol.,1977; 73: 616-637
  Google Scholar
• 10. Bergmann J.H., Spector D.L.: Long non-coding RNAs: modulatorsof nuclear structure and function. Curr. Opin. Cell Biol., 2014;26: 10-18
  Google Scholar
• 11. Blencowe B.J., Issner R., Nickerson J.A., Sharp P.A.: A coactivatorof pre-mRNA splicing. Genes Dev., 1998; 12: 996-1009
  Google Scholar
• 12. Blencowe B.J., Nickerson J.A., Issner R., Penman S., Sharp P.A.:Association of nuclear matrix antigens with exon-containing splicingcomplexes. J. Cell Biol., 1994; 127: 593-607
  Google Scholar
• 13. Bode J., Goetze S., Heng H., Krawetz S.A., Benham C.: From DNAstructure to gene expression: mediators of nuclear compartmentalizationand dynamics. Chromosome Res., 2003; 11: 435-445
  Google Scholar
• 14. Bonne G., Quijano-Roy S.: Emery-Dreifuss muscular dystrophy,laminopathies, and other nuclear envelopathies. Handb. Clin. Neurol.2013; 113: 1367-1376
  Google Scholar
• 15. Boulikas T.: Chromatin domains and prediction of MAR sequences.Int. Rev. Cytol., 1995; 162A: 279-388
  Google Scholar
• 16. Burke B., Stewart C.L.: Functional architecture of the cell’s nucleusin development, aging, and disease. Curr. Top. Dev. Biol., 2014; 109: 1-52
  Google Scholar
• 17. Burute M., Gottimukkala K., Galande S.: Chromatin organizerSATB1 is an important determinant of T-cell differentiation. Immunol.Cell Biol., 2012; 90: 852-859
  Google Scholar
• 18. Calikowski T.T., Meulia T., Meier I.: A proteomic study of the arabidopsisnuclear matrix. J. Cell. Biochem. 2003; 90: 361-378
  Google Scholar
• 19. Carvalho C., Pereira H.M., Ferreira J., Pina C., Mendonça D., RosaA.C., Carmo-Fonseca M.: Chromosomal G-dark bands determine thespatial organization of centromeric heterochromatin in the nucleus.Mol. Biol. Cell, 2001; 12: 3563-3572
  Google Scholar
• 20. Cau P., Navarro C., Harhouri K., Roll P., Sigaudy S., Kaspi E., PerrinS., De Sandre-Giovannoli A., Lévy N.: Nuclear matrix, nuclear envelopeand premature aging syndromes in a translational researchperspective. Semin. Cell Dev. Biol. 2014; 29: 125-147
  Google Scholar
• 21. Ceci M., Offenhäuser N., Marchisio P.C., Biffo S.: Formation ofnuclear matrix filaments by p27BBP/eIF6. Biochem. Biophys. Res.Commun., 2002; 295: 295-299
  Google Scholar
• 22. Chattopadhyay S., Kaul R., Charest A., Housman D., Chen J.:SMAR1, a novel, alternatively spliced gene product, binds the Scaffold/Matrix-associatedregion at the T cell receptor beta locus. Genomics,2000; 68: 93-96
  Google Scholar
• 23. Chavali P.L., Funa K., Chavali S.: Cis-regulation of microRNAexpression by scaffold/matrix-attachment regions. Nucleic AcidsRes., 2011; 39: 6908-6918
  Google Scholar
• 24. Chemmannur S., Chattopadhyay S.: Role of nuclear matrix associatedregion (MAR) binding proteins in the regulation of T helpercell differentiation. Proc. Indian Natn. Sci. Acad., 2014; 80: 269-288
  Google Scholar
• 25. Chemmannur S.V., Badhwar A.J., Mirlekar B., Malonia S.K., GuptaM., Wadhwa N., Bopanna R., Mabalirajan U., Majumdar S., Ghosh B.,Chattopadhyay S.: Nuclear matrix binding protein SMAR1 regulatesT-cell differentiation and allergic airway disease. Mucosal Immunol.,2015; 8: 1201-1211
  Google Scholar
• 26. Ciejek E.M., Tsai M.J., O’Malley B.W.: Actively transcribed genesare associated with the nuclear matrix. Nature, 1983; 306: 607-609
  Google Scholar
• 27. Ciska M., Moreno Diaz de la Espina S.: The intriguing plantnuclear lamina. Front. Plant Sci., 2014; 5: 166
  Google Scholar
• 28. Cockerill P.N.: Nuclear matrix attachment occurs in several regionsof the IgH locus. Nucleic Acids Res., 1990; 18: 2643-2648
  Google Scholar
• 29. Cockerill P.N., Garrard W.T.: Chromosomal loop anchorage ofthe kappa immunoglobulin gene occurs next to the enhancer ina region containing topoisomerase II sites. Cell, 1986; 44: 273-282
  Google Scholar
• 30. Coffinier C., Chang S.Y., Nobumori C., Tu Y., Farber E.A., TothJ.I., Fong L.G., Young S.G.: Abnormal development of the cerebralcortex and cerebellum in the setting of lamin B2 deficiency. Proc.Natl. Acad. Sci. USA, 2010; 107: 5076-5081
  Google Scholar
• 31. Conner J.R., Hornick J.L.: SATB2 is a novel marker of osteoblasticdifferentiation in bone and soft tissue tumours. Histopathology,2013; 63: 36-49
  Google Scholar
• 32. Courbet S., Gay S., Arnoult N., Wronka G., Anglana M., Brison O.,Debatisse M.: Replication fork movement sets chromatin loop sizeand origin choice in mammalian cells. Nature, 2008; 455: 557-560
  Google Scholar
• 33. Cremer T., Cremer C.: Chromosome territories, nuclear architectureand gene regulation in mammalian cells. Nat. Rev. Genet.,2001; 2: 292-301
  Google Scholar
• 34. Cremer T., Dietzel S., Eils R., Lichter P., Cremer C.: Chromosometerritories, nuclear matrix filaments and inter-chromatin channels:a topological view on nuclear architecture and function. W: KewChromosome Conference IV, red.: P.E. Brandharn, M.D. Bennett.Royal Botanic Gardens, Kew 1995, 63-81
  Google Scholar
• 35. Das R., Yu J., Zhang Z., Gygi M.P., Krainer A.R., Gygi S.P., Reed R.:SR proteins function in coupling RNAP II transcription to pre-mRNAsplicing. Mol. Cell, 2007; 26: 867-881
  Google Scholar
• 36. Davidovich C., Zheng L., Goodrich K.J., Cech T.R.: PromiscuousRNA binding by Polycomb repressive complex 2. Nat. Struct. Mol.Biol., 2013; 20: 1250-1257
  Google Scholar
• 37. de Lange T.: Human telomeres are attached to the nuclear matrix.EMBO J., 1992; 11: 717-724
  Google Scholar
• 38. De Sandre-Giovannoli A., Bernard R., Cau P., Navarro C., AmielJ., Boccaccio I., Lyonnet S., Stewart C.L., Munnich A., Le Merrer M.,Lévy N.: Lamin a truncation in Hutchinson-Gilford progeria. Science,2003; 300: 2055
  Google Scholar
• 39. De Sandre-Giovannoli A., Chaouch M., Kozlov S., Vallat J.M., TazirM., Kassouri N., Szepetowski P., Hammadouche T., Vandenberghe A.,Stewart C.L., Grid D., Lévy N.: Homozygous defects in LMNA, encodinglamin A/C nuclear-envelope proteins, cause autosomal recessiveaxonal neuropathy in human (Charcot-Marie-Tooth disordertype 2) and mouse. Am. J. Hum. Genet.. 2002; 70: 726-736
  Google Scholar
• 40. Debald M., Franken S., Heukamp L.C., Linke A., Wolfgarten M.,Walgenbach K.J., Braun M., Rudlowski C., Gieselmann V., Kuhn W.,Hartmann G., Walgenbach-Brünagel G.: Identification of specificnuclear structural protein alterations in human breast cancer. J.Cell. Biochem., 2011; 112: 3176-3184
  Google Scholar
• 41. Edelman L.B., Fraser P.: Transcription factories: genetic programmingin three dimensions. Curr. Opin. Genet. Dev., 2012; 22:110-114
  Google Scholar
• 42. Eivazova E.R., Markov S.A., Pirozhkova I., Lipinski M., VassetzkyY.S.: Recruitment of RNA polymerase II in the Ifng gene promotercorrelates with the nuclear matrix association in activated T helpercells. J. Mol. Biol., 2007; 371: 317-322
  Google Scholar
• 43. Engelke R., Riede J., Hegermann J., Wuerch A., Eimer S., DengjelJ., Mittler G.: The quantitative nuclear matrix proteome as a biochemicalsnapshot of nuclear organization. J. Proteome Res., 2014;13: 3940-3956
  Google Scholar
• 44. Enukashvily N.I., Lobov I.B., Kukalev A., Podgornaya O.I.: A nuclearmatrix protein related to intermediate filaments proteins isa member of the complex binding alphoid DNA in vitro. Cell Biol.Int., 2000; 24: 483-492
  Google Scholar
• 45. Ferreira J., Paolella G., Ramos C., Lamond A.I.: Spatial organizationof large-scale chromatin domains in the nucleus: a magnifiedview of single chromosome territories. J. Cell Biol., 1997; 139:1597-1610
  Google Scholar
• 46. Fey E.G., Krochmalnic G., Penman S.: The nonchromatin substructuresof the nucleus: the ribonucleoprotein (RNP)-containingand RNP-depleted matrices analyzed by sequential fractionationand resinless section electron microscopy. J. Cell Biol., 1986; 102:1654-1665
  Google Scholar
• 47. Gabriel D., Roedl D., Gordon L.B., Djabali K.: Sulforaphane enhancesprogerin clearance in Hutchinson-Gilford progeria fibroblasts.Aging Cell, 2015; 14: 78-91
  Google Scholar
• 48. Galande S., Purbey P.K., Notani D., Kumar P.P.: The third dimensionof gene regulation: organization of dynamic chromatin loopscapeby SATB1. Curr. Opin. Genet. Dev., 2007; 17: 408-414
  Google Scholar
• 49. Gasser S.M., Laemmli U.K.: The organisation of chromatin loops:characterization of a scaffold attachment site. EMBO J., 1986;5: 511-518
  Google Scholar
• 50. Gerace L., Blum A., Blobel G.: Immunocytochemical localizationof the major polypeptides of the nuclear pore complex-laminafraction. Interphase and mitotic distribution. J. Cell Biol., 1978;79: 546-566
  Google Scholar
• 51. Gerner C., Holzmann K., Meissner M., Gotzmann J., Grimm R.,Sauermann G.: Reassembling proteins and chaperones in humannuclear matrix protein fractions. J. Cell. Biochem., 1999; 74: 145-151
  Google Scholar
• 52. Getzenberg R.H.: Nuclear matrix and the regulation of geneexpression: tissue specificity. J. Cell. Biochem., 1994; 55: 22-31
  Google Scholar
• 53. Girard-Reydet C., Grégoire D., Vassetzky Y., Méchali M.: DNAreplication initiates at domains overlapping with nuclear matrixattachment regions in the xenopus and mouse c-myc promoter.Gene, 2004; 332: 129-138
  Google Scholar
• 54. Guo B., Odgren P.R., van Wijnen A.J., Last T.J., Nickerson J., PenmanS., Lian J.B., Stein J.L., Stein G.S.: The nuclear matrix proteinNMP-1 is the transcription factor YY1. Proc. Natl. Acad. Sci. USA,1995; 92: 10526-10530
  Google Scholar
• 55. Hacisuleyman E., Goff L.A., Trapnell C., Williams A., Henao-MejiaJ., Sun L., McClanahan P., Hendrickson D.G., Sauvageau M., Kelley D.R.,Morse M., Engreitz J., Lander E.S., Guttman M., Lodish H.F. i wsp.: Topologicalorganization of multichromosomal regions by the long intergenicnoncoding RNA Firre. Nat. Struct. Mol. Biol., 2014; 21: 198-206
  Google Scholar
• 56. Hasegawa Y., Brockdorff N., Kawano S., Tsutui K., Tsutui K., NakagawaS.: The matrix protein hnRNP U is required for chromosomallocalization of Xist RNA. Dev. Cell, 2010; 19: 469-476
  Google Scholar
• 57. He D.C., Martin T., Penman S.: Localization of heterogeneousnuclear ribonucleoprotein in the interphase nuclear matrix corefilaments and on perichromosomal filaments at mitosis. Proc. Natl.Acad. Sci. USA, 1991; 88: 7469-7473
  Google Scholar
• 58. He D.C., Nickerson J.A., Penman S.: Core filaments of the nuclearmatrix. J. Cell Biol., 1990; 110: 569-580
  Google Scholar
• 59. Hirano Y., Ishii K., Kumeta M., Furukawa K., Takeyasu K., HorigomeT.: Proteomic and targeted analytical identification of BXDC1and EBNA1BP2 as dynamic scaffold proteins in the nucleolus. GenesCells, 2009; 14: 155-166
  Google Scholar
• 60. Hozák P.: The nucleoskeleton and attached activities. Exp. CellRes., 1996; 229: 267-271
  Google Scholar
• 61. Hozák P., Cook P.R., Schöfer C., Mosgöller W., Wachtler F.: Siteof transcription of ribosomal RNA and intranucleolar structure inHeLa cells. J. Cell Sci., 1994; 107: 639-648
  Google Scholar
• 62. Hozák P., Hassan A.B., Jackson D.A., Cook P.R.: Visualization of replicationfactories attached to nucleoskeleton. Cell, 1993; 73: 361-373
  Google Scholar
• 63. Hozák P., Jackson D.A., Cook P.R.: Replication factories and nuclearbodies: the ultrastructural characterization of replication sitesduring the cell cycle. J. Cell Sci., 1994; 107: 2191-2202
  Google Scholar
• 64. Ioudinkova E., Razin S.V., Borunova V., de Conto F., Rynditch A.,Scherrer K.: RNA-dependent nuclear matrix contains a 33 kb globinfull domain transcript as well as prosomes but no 26S proteasomes.J. Cell. Biochem., 2005; 94: 529-539
  Google Scholar
• 65. Jackson D.A., Cook P.R.: Replication occurs at a nucleoskeleton.EMBO J., 1986; 5: 1403-1410
  Google Scholar
• 66. Jackson D.A., Cook P.R.: Transcription occurs at a nucleoskeleton.EMBO J., 1985; 4: 919-925
  Google Scholar
• 67. Jackson DA, Cook P.R.: Visualization of a filamentous nucleoskeletonwith a 23 nm axial repeat. EMBO J., 1988; 7: 3667-3677
  Google Scholar
• 68. Jackson D.A., Hassan A.B., Errington R.J., Cook P.R.: Visualizationof focal sites of transcription within human nuclei. EMBO J.,1993; 12: 1059-1065
  Google Scholar
• 69. Jeon Y., Lee J.T.: YY1 tethers Xist RNA to the inactive X nucleationcenter. Cell, 2011; 146: 119-133
  Google Scholar
• 70. Jimenez-Escrig A., Gobernado I., Garcia-Villanueva M., Sanchez–Herranz A.: Autosomal recessive Emery-Dreifuss muscular dystrophycaused by a novel mutation (R225Q) in the lamin A/C geneidentified by exome sequencing. Muscle Nerve, 2012; 45: 605-610
  Google Scholar
• 71. Johnson J.O., Pioro E.P., Boehringer A., Chia R., Feit H., RentonA.E., Pliner H.A., Abramzon Y., Marangi G., Winborn B.J., Gibbs J.R.,Nalls M.A., Morgan S., Shoai M., Hardy J.: Mutations in the Matrin 3 gene cause familial amyotrophic lateral sclerosis. Nat. Neurosci.,2014; 17: 664-666
  Google Scholar
• 72. Kisseljova N.P., Dmitriev P., Katargin A., Kim E., Ezerina D., MarkozashviliD., Malysheva D., Planche E., Lemmers R.J., van der MaarelS.M., Laoudj-Chenivesse D., Lipinski M., Vassetzky Y.S.: DNA polymorphismand epigenetic marks modulate the affinity of a scaffold/matrix attachment region to the nuclear matrix. Eur. J. Hum. Genet.,2014; 22: 1117-1123
  Google Scholar
• 73. Kramer J.A., Krawetz S.A.: Matrix-associated regions in haploidexpressed domains. Mamm. Genome, 1995; 6: 677-679
  Google Scholar
• 74. Kulkarni A., Pavithra L., Rampalli S., Mogare D., Babu K., ShiekhG., Ghosh S., Chattopadhyay S.: HIV-1 integration sites are flanked bypotential MARs that alone can act as promoters. Biochem. Biophys.Res. Commun., 2004; 322: 672-677
  Google Scholar
• 75. Lanktree M., Cao H., Rabkin S.W., Hanna A., Hegele R.A.: NovelLMNA mutations seen in patients with familial partial lipodystrophysubtype 2 (FPLD2; MIM 151660). Clin. Genet., 2007; 71: 183-186
  Google Scholar
• 76. Lee D.C., Welton K.L., Smith E.D., Kennedy B.K.: A-type nuclearlamins act as transcriptional repressors when targeted to promoters.Exp. Cell Res., 2009; 315: 996-1007
  Google Scholar
• 77. Legartová S., Stixová L., Laur O., Kozubek S., Sehnalová P., BártováE.: Nuclear structures surrounding internal lamin invaginations.J. Cell. Biochem., 2014; 115: 476-487
  Google Scholar
• 78. Leman E.S., Madigan M.C., Brünagel G., Takaha N., Coffey D.S.,Getzenberg R.H.: Nuclear matrix localization of high mobility groupprotein I(Y) in a transgenic mouse model for prostate cancer. J. Cell.Biochem., 2003; 88: 599-608
  Google Scholar
• 79. Lenartowski R., Goc A.: Rola macierzy jądrowej w przestrzennejorganizacji procesów jądrowych. Post. Biochem., 2002; 48: 252-261
  Google Scholar
• 80. Lieberman-Aiden E., van Berkum N.L., Williams L., ImakaevM., Ragoczy T., Telling A., Amit I., Lajoie B.R., Sabo P.J., DorschnerM.O., Sandstrom R., Bernstein B., Bender M.A., Groudine M., GnirkeA. i wsp.: Comprehensive mapping of long-range interactions revealsfolding principles of the human genome. Science, 2009; 326:289-293
  Google Scholar
• 81. Linnemann A.K., Platts A.E., Krawetz S.A.: Differential nuclearscaffold/matrix attachment marks expressed genes. Hum. Mol.Genet., 2009; 18: 645-654
  Google Scholar
• 82. Liu G.H., Suzuki K., Qu J., Sancho-Martinez I., Yi F., Li M., KumarS., Nivet E., Kim J., Soligalla R.D., Dubova I., Goebl A., PlongthongkumN., Fung H.L., Zhang K. i wsp.: Targeted gene correction oflaminopathy-associated LMNA mutations in patient-specific iPSCs.Cell Stem Cell., 2011; 8: 688-694
  Google Scholar
• 83. Lüftner D., Possinger K.: Nuclear matrix proteins as biomarkersfor breast cancer. Expert. Rev. Mol. Diagn., 2002; 2: 23-31
  Google Scholar
• 84. Ma H., Siegel A.J., Berezney R.: Association of chromosome territorieswith the nuclear matrix. Disruption of human chromosometerritories correlates with the release of a subset of nuclear matrixproteins. J. Cell Biol., 1999; 146: 531-542
  Google Scholar
• 85. Magnusson K., de Wit M., Brennan D.J., Johnson L.B., McGee S.F.,Lundberg E., Naicker K., Klinger R., Kampf C., Asplund A., WesterK., Gry M., Bjartell A., Gallagher W.M., Rexhepaj E. i wsp.: SATB2 incombination with cytokeratin 20 identifies over 95% of all colorectalcarcinomas. Am. J. Surg. Pathol., 2011; 35: 937-948
  Google Scholar
• 86. Malhas A., Goulbourne C., Vaux D.J.: The nucleoplasmic reticulum:form and function. Trends Cell Biol., 2011; 21: 362-373
  Google Scholar
• 87. Mamillapalli A., Pathak R.U., Garapati H.S., Mishra R.K.: Transposableelement ‘roo’ attaches to nuclear matrix of the Drosophilamelanogaster. J. Insect Sci., 2013; 13: 111
  Google Scholar
• 88. Melnik S., Deng B., Papantonis A., Baboo S., Carr I.M., Cook P.R.:The proteomes of transcription factories containing RNA polymerasesI, II or III. Nat. Methods, 2011; 8: 963-968
  Google Scholar
• 89. Mercer T.R., Mattick J.S.: Understanding the regulatory andtranscriptional complexity of the genome through structure. GenomeRes., 2013; 23: 1081-1088
  Google Scholar
• 90. Mirkovitch J., Mirault M.E., Laemmli U.K.: Organization of thehigher-order chromatin loop: specific DNA attachment sites on nuclearscaffold. Cell, 1984; 39: 223-232
  Google Scholar
• 91. Mirlekar B., Ghorai S., Khetmalas M., Bopanna R., ChattopadhyayS.: Nuclear matrix protein SMAR1 control regulatory T-cell fate during inflammatory bowel disease (IBD). Mucosal Immunol.,2015; 8: 1184-1200
  Google Scholar
• 92. Moreno Díaz de la Espina S.M.: Nuclear matrix isolated fromplant cells. Int. Rev. Cytol. 1995; 162B: 75-139
  Google Scholar
• 93. Mortillaro M.J., Blencowe B.J., Wei X., Nakayasu H., Du L., WarrenS.L., Sharp P.A., Berezney R.: A hyperphosphorylated form ofthe large subunit of RNA polymerase II is associated with splicingcomplexes and the nuclear matrix. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1996;93: 8253-8257
  Google Scholar
• 94. Muchir A., Bonne G., van der Kooi A.J., van Meegen M., Baas F.,Bolhuis P.A., de Visser M., Schwartz K.: Identification of mutationsin the gene encoding lamins A/C in autosomal dominant limb girdlemuscular dystrophy with atrioventricular conduction disturbances(LGMD1B). Hum. Mol. Genet., 2000; 9: 1453-1459
  Google Scholar
• 95. Nakagawa S., Prasanth K.V.: eXIST with matrix-associated proteins.Trends Cell Biol., 2011; 21: 321-327
  Google Scholar
• 96. Nakayasu H., Berezney R.: Mapping replicational sites in theeucaryotic cell nucleus. J. Cell Biol., 1989; 108: 1-11
  Google Scholar
• 97. Navarro C.L., De Sandre-Giovannoli A., Bernard R., BoccaccioI., Boyer A., Geneviève D., Hadj-Rabia S., Gaudy-Marqueste C., SmittH.S., Vabres P., Faivre L., Verloes A., Van Essen T., Flori E., HennekamR. i wsp.: Lamin A and ZMPSTE24 (FACE-1) defects cause nuclear disorganizationand identify restrictive dermopathy as a lethal neonatallaminopathy. Hum. Mol. Genet., 2004; 13: 2493-2503
  Google Scholar
• 98. Nickerson J.A., Krochmalnic G., Wan K.M., Penman S.: Chromatinarchitecture and nuclear RNA. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1989;86: 177-181
  Google Scholar
• 99. Niu Y., Li J.S., Luo X.R.: Enhancement of expression of survivinpromoter-driven CD/TK double suicide genes by the nuclearmatrix attachment region in transgenic gastric cancer cells. Gene,2014; 534: 177-182
  Google Scholar
• 100. Novelli G., Muchir A., Sangiuolo F., Helbling-Leclerc A., D’ApiceM.R., Massart C., Capon F., Sbraccia P., Federici M., Lauro R., TudiscoC., Pallotta R., Scarano G., Dallapiccola B., Merlini L. i wsp.: Mandibuloacraldysplasia is caused by a mutation in LMNA-encoding laminA/C. Am. J. Hum. Genet. 2002; 71: 426-431
  Google Scholar
• 101. Ocampo J., Mondragón R., Roa-Espitia A.L., Chiquete-Félix N.,Salgado Z.O., Mújica A.: Actin, myosin, cytokeratins and spectrinare components of the guinea pig sperm nuclear matrix. TissueCell, 2005; 37: 293-308
  Google Scholar
• 102. Ostermeier G.C., Liu Z., Martins R.P., Bharadwaj R.R., Ellis J.,Draghici S., Krawetz S.A.: Nuclear matrix association of the humanbeta-globin locus utilizing a novel approach to quantitative real-timePCR. Nucleic Acids Res., 2003; 31: 3257-3266
  Google Scholar
• 103. Parada L.A., McQueen P.G., Misteli T.: Tissue-specific spatialorganization of genomes. Genome Biol., 2004; 5: R44
  Google Scholar
• 104. Parnaik V.K., Chaturvedi P., Muralikrishna B.: Lamins, laminopathiesand disease mechanisms: possible role for proteasomaldegradation of key regulatory proteins. J. Biosci., 2011; 36: 471-479
  Google Scholar
• 105. Pathak R.U., Mamillapalli A., Rangaraj N., Kumar R.P., VasanthiD., Mishra K., Mishra R.K.: AAGAG repeat RNA is an essential componentof nuclear matrix in Drosophila. RNA Biol., 2013; 10: 564-571
  Google Scholar
• 106. Petrov A., Allinne J., Pirozhkova I., Laoudj D., Lipinski M., VassetzkyY.S.: A nuclear matrix attachment site in the 4q35 locus hasan enhancer-blocking activity in vivo: implications for the facio-scapulo-humeraldystrophy. Genome Res., 2008; 18: 39-45
  Google Scholar
• 107. Petrov A., Pirozhkova I., Carnac G., Laoudj D., Lipinski M., VassetzkyY.S.: Chromatin loop domain organization within the 4q35locus in facioscapulohumeral dystrophy patients versus normalhuman myoblasts. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2006; 103: 6982-6987
  Google Scholar
• 108. Raffaele Di Barletta M., Ricci E., Galluzzi G., Tonali P., Mora M.,Morandi L., Romorini A., Voit T., Orstavik K.H., Merlini L., Trevisan C., Biancalana V., Hausmanowa-Petrusewicz I., Bione S., Ricotti R. i wsp.:Different mutations in the LMNA gene cause autosomal dominantand autosomal recessive Emery-Dreifuss muscular dystrophy. Am.J. Hum. Genet., 2000; 66: 1407-1412
  Google Scholar
• 109. Rappsilber J., Ryder U., Lamond A.I., Mann M.: Large-scaleproteomic analysis of the human spliceosome. Genome Res., 2002;12: 1231-1245
  Google Scholar
• 110. Razin S.V., Gromova I.I.: The channels model of nuclear matrixstructure. Bioessays, 1995; 17: 443-450
  Google Scholar
• 111. Reyes J.C., Muchardt C., Yaniv M.: Components of the humanSWI/SNF complex are enriched in active chromatin and are associatedwith the nuclear matrix. J. Cell Biol., 1997; 137: 263-274
  Google Scholar
• 112. Rinn J.L., Kertesz M., Wang J.K., Squazzo S.L., Xu X., BrugmannS.A., Goodnough L.H., Helms J.A., Farnham P.J., Segal E., Chang H.Y.:Functional demarcation of active and silent chromatin domainsin human HOX loci by noncoding RNAs. Cell, 2007; 129: 1311-1323
  Google Scholar
• 113. Rivera-Mulia J.C., Hernández-Muñoz R., Martínez F., ArandaAnzaldoA.: DNA moves sequentially towards the nuclear matrixduring DNA replication in vivo. BMC Cell Biol., 2011; 12: 3
  Google Scholar
• 114. Scharner J., Brown C.A., Bower M., Iannaccone S.T., Khatri I.A.,Escolar D., Gordon E., Felice K., Crowe C.A., Grosmann C., MeriggioliM.N., Asamoah A., Gordon O., Gnocchi V.F., Ellis J.A. i wsp.: NovelLMNA mutations in patients with Emery-Dreifuss muscular dystrophyand functional characterization of four LMNA mutations. Hum.Mutat., 2011; 32: 152-167
  Google Scholar
• 115. Scharner J., Figeac N., Ellis J.A., Zammit P.S.: Amelioratingpathogenesis by removing an exon containing a missense mutation:a potential exon-skipping therapy for laminopathies. GeneTher., 2015; 22: 503-515
  Google Scholar
• 116. Senderek J., Garvey S.M., Krieger M., Guergueltcheva V., UrtizbereaA., Roos A., Elbracht M., Stendel C., Tournev I., MihailovaV., Feit H., Tramonte J., Hedera P., Crooks K., Bergmann C. i wsp.:Autosomal-dominant distal myopathy associated with a recurrentmissense mutation in the gene encoding the nuclear matrix protein,matrin 3. Am. J. Hum. Genet., 2009; 84: 511-518
  Google Scholar
• 117. Shiue C.N., Nematollahi-Mahani A., Wright A.P.: Myc-inducedanchorage of the rDNA IGS region to nucleolar matrix modulatesgrowth-stimulated changes in higher-order rDNA architecture. NucleicAcids Res., 2014; 42: 5505-5517
  Google Scholar
• 118. Simon D.N., Wilson K.L.: The nucleoskeleton as a genomeassociateddynamic ‘network of networks’. Nat. Rev. Mol. Cell Biol.,2011; 12: 695-708
  Google Scholar
• 119. Sjakste N.I., Sjakste T.G.: Enzyme activities of nuclear matrix.Biochemistry, 1994; 59: 1239-1246
  Google Scholar
• 120. Sone M., Hayashi T., Tarui H., Agata K., Takeichi M., NakagawaS.: The mRNA-like noncoding RNA Gomafu constitutes a novel nucleardomain in a subset of neurons. J. Cell Sci., 2007; 120: 2498-2506
  Google Scholar
• 121. Sreenath K., Pavithra L., Singh S., Sinha S., Dash P.K., SiddappaN.B., Ranga U., Mitra D., Chattopadhyay S.: Nuclear matrix proteinSMAR1 represses HIV-1 LTR mediated transcription through chromatinremodeling. Virology, 2010; 400: 76-85
  Google Scholar
• 122. Trentani A., Testillano P.S., Risueño M.C., Biggiogera M.: Visualizationof transcription sites at the electron microscope. Eur. J.Histochem., 2003; 47: 195-200
  Google Scholar
• 123. Tripathi V., Song D.Y., Zong X., Shevtsov S.P., Hearn S., FuX.D., Dundr M., Prasanth K.V.: SRSF1 regulates the assembly of premRNAprocessing factors in nuclear speckles. Mol. Biol. Cell, 2012;23: 3694-3706
  Google Scholar
• 124. Tsutsui K.M., Sano K., Tsutsui K.: Dynamic view of the nuclearmatrix. Acta Med. Okayama, 2005; 59: 113-120
  Google Scholar
• 125. van Wijnen A.J., Bidwell J.P., Fey E.G., Penman S., Lian J.B., SteinJ.L., Stein G.S.: Nuclear matrix association of multiple sequencespecificDNA binding activities related to SP-1, ATF, CCAAT, C/EBP,OCT-1, and AP-1. Biochemistry, 1993; 32: 8397-8402
  Google Scholar
• 126. Wagner S., Chiosea S., Nickerson J.A.: The spatial targetingand nuclear matrix binding domains of SRm160. Proc. Natl. AcadSci. USA, 2003; 100: 3269-3274
  Google Scholar
• 127. Wei X., Somanathan S., Samarabandu J., Berezney R.: Three-dimensionalvisualization of transcription sites and their associationwith splicing factor-rich nuclear speckles. J. Cell Biol., 1999; 146: 543-558
  Google Scholar
• 128. Wilson R.H., Coverley D.: Relationship between DNA replicationand the nuclear matrix. Genes Cells, 2013; 18: 17-31
  Google Scholar
• 129. Worman H.J., Bonne G.: “Laminopathies”: a wide spectrum ofhuman diseases. Exp. Cell Res., 2007; 313: 2121-2133
  Google Scholar
• 130. Xiao R., Tang P., Yang B, Huang J., Zhou Y., Shao C., Li H., SunH., Zhang Y., Fu X.D.: Nuclear matrix factor hnRNP U/SAF-A exertsa global control of alternative splicing by regulating U2 snRNP maturation.Mol. Cell, 2012; 45: 656-668
  Google Scholar
• 131. Xing Y.G., Lawrence J.B.: Preservation of specific RNA distributionwithin the chromatin-depleted nuclear substructure demonstratedby in situ hybridization coupled with biochemical fractionation.J. Cell Biol., 1991; 112: 1055-1063
  Google Scholar
• 132. Xylinas E., Kluth L.A., Rieken M., Karakiewicz P.I., Lotan Y.,Shariat S.F.: Urine markers for detection and surveillance of bladdercancer. Urol. Oncol., 2014; 32: 222-229
  Google Scholar
• 133. Yanagisawa J., Ando J., Nakayama J., Kohwi Y., Kohwi-ShigematsuT.: A matrix attachment region (MAR)-binding activity dueto a p114 kilodalton protein is found only in human breast carcinomasand not in normal and benign breast disease tissues. CancerRes., 1996; 56: 457-462
  Google Scholar
• 134. Yokota T., Kanakura Y.: Role of tissue-specific AT-rich DNAsequence-binding proteins in lymphocyte differentiation. Int. J.Hematol., 2014; 100: 238-245
  Google Scholar
• 135. Zaremba-Czogalla M., Dubińska-Magiera M., Rzepecki R.: Nowefunkcje lamin – starzy znajomi w nowym świetle. Postępy Biol. Kom.,2010; 37: 507-524
  Google Scholar
• 136. Zeitlin S., Parent A., Silverstein S., Efstratiadis A.: Pre-mRNAsplicing and the nuclear matrix. Mol. Cell. Biol., 1987; 7: 111-120
  Google Scholar

Pełna treść artykułu