Streszczenie

Zapłodnienie, czyli połączenie gamety męskiej i żeńskiej, to proces skomplikowany i wieloetapo­wy. Złożoność procesu zapłodnienia, mnogość czynników, które mają nań wpływ, jak i warunki w jakich zachodzi powodują, że pozostaje on zjawiskiem nie w pełni zbadanym i zrozumianym. Zapłodnienie jest procesem precyzyjnie regulowanym i swoistym gatunkowo, jednak pewne me­chanizmy zachodzące w komórkach są zbieżne u wielu gatunków ssaków. Poznanie mechanizmów tworzenia się gamet w gonadach męskich i żeńskich pozwala na zrozumienie zagadnień doty­czących zapłodnienia. Te z kolei umożliwiają analizę przyczyn niepłodności. Niepłodność jest obecnie coraz powszechniejszym zjawiskiem i dotyczyć może zarówno kobiet, jak i mężczyzn. Postęp medycyny laboratoryjnej, dzięki znajomości molekularnego podłoża interakcji gamet, umożliwia diagnozowanie większości przyczyn niepłodności oraz wyznacza kierunek dalszego postępowania w ich leczeniu. Procesowi zapłodnienia towarzyszy wiele reakcji biochemicznych, w których istotną rolę odgrywają glikoproteiny obecne w ludzkim nasieniu. Obecność glikanów umożliwia glikoproteinom uczestnictwo w oddziaływaniach międzykomórkowych, w tym także pomiędzy gametami. Analiza profilu i stopnia glikozylacji glikoprotein obecnych w nasieniu nie tylko przyczynia się do lepszego poznania mechanizmów towarzyszących procesowi zapłodnie­nia, ale także może stanowić dodatkowy marker diagnostyczny męskiej bezpłodności.
Praca ma na celu przybliżenie wybranych mechanizmów molekularnych zachodzących w obrębie męskich narządów rozrodczych związanych z procesem zapłodnienia, a także analizę ich wpły­wu na męską płodność.

Słowa kluczowe:molekularne mechanizmy zapłodnienia • płodność męska • bezpłodność

Summary

Fertilization, the fusion of male and female gametes, is an incompletely known, multistep, com­plex process, in which many factors participate. Fertilization is a precisely regulated, species-spe­cific process, but some cellular mechanisms are similar for many mammal species. The studies of mechanisms of male and female gamete production enable understanding of fertilization issu­es and, as a result, make the analysis of the causes of infertility possible. Male and female infer­tility is a progressive phenomenon. The development of laboratory medicine enables the analy­sis of molecular aspects of the reactions between gametes, which may result in better diagnosis of many infertility cases and indicate the direction of therapeutic management. The fertilization process is accompanied by many biochemical reactions, in which glycoproteins present in human ejaculate play a very important role. Glycan structures enable glycoproteins to participate in the interactions between cells, including those between gametes. The analysis of the glycosylation profile and degree of ejaculate glycoproteins not only contributes to deepening the knowledge about mechanisms accompanying the fertilization process, but also may be useful as an additio­nal diagnostic marker of male infertility.
The aim of the present review is to approach selected molecular mechanisms occurring in the male genital tract, related to the fertilization process, as well as to analyze their influence on male fertility.

Key words:molecular mechanisms of fertilization • male fertility • infertility

Fizjologia procesu zapłodnienia

Proces zapłodnienia jest złożony z kilku następujących po sobie faz, tj. kapacytacji, rozpoznania gamet, reakcji akro­somalnej, przenikania przez osłonkę przejrzystą, fuzji gamet oraz reakcji niedopuszczających do polispermii. Po uprzednim przygotowaniu, gamety przystępujące do zapłodnienia reagują ze sobą dzięki systemowi gatunkowo swoistych receptorów.

Kapacytacja

W drogach rodnych kobiety plemniki ulegają procesowi ka­pacytacji (uzdatnianiu), podczas którego zostają przygoto­wane do zapłodnienia komórki jajowej [50,69]. Na prze­bieg kapacytacji mają wpływ substancje zawarte w płynie, w którym zawieszone są plemniki. Płyn ten zawiera wy­dzieliny tkanek jądrowych i najądrzy, męskich gruczołów dodatkowych: pęcherzyków nasiennych, prostaty oraz gru­czołów opuszkowo-cewkowych, a także wydzielinę maci­cy oraz płyn pęcherzykowy [122].

Jedną z zachodzących podczas kapacytacji zmian w struk­turze błon komórkowych plemnika, jest zwiększenie ich płynności na skutek oddziaływania albumin, które powo­dują usunięcie z błon komórki cholesterolu oraz innych steroli, a także niekowalencyjnie związanych glikoprote­in [30,50,118]. Obecność albumin powoduje także obni­żenie ilości kwasu sjalowego, gangliozydów oraz trigli­cerydów obecnych w błonie komórkowej plemnika [43]. Dodatkowym czynnikiem inicjującym reakcję kapacytacji in vitro jest metylo-β-cyklodekstryna (MBCD), której dzia­łanie polega na obniżeniu zawartości cholesterolu w błonie komórkowej plemnika oraz zaburzeniu działania tratw li­pidowych. Jednakże stężenie krytyczne MBCD nie zostało jeszcze określone [55]. Obecne w błonie komórkowej tra­twy lipidowe są małymi (10-200 nm), heterogennymi do­menami (tzw. mikrodomeny), o wysokiej dynamice, wzbo­gaconymi w sterole i inne lipidy (sfingolipidy, glikolipidy), a także w białka zakotwiczone w błonie za pomocą gliko­zylofosfatydyloinozytolu. Tratwy mogą być stabilizowane tworząc większe struktury poprzez interakcje lipid-białko oraz białko-białko [56,84], dzięki czemu mogą stanowićstabilne platformy umożliwiające agregację białek uczest­niczących w oddziaływaniach pomiędzy plemnikiem a ko­mórką jajową [87]. Ze wzgledu na to, że tratwy lipidowe błon komórkowych gamet zawierają białka sygnałowe re­gulujące funkcje wewnątrzkomórkowe oraz przekazywanie sygnałów między komórkami, domeny te uznano za ważne dla procesu dojrzewania plemników, zapłodnienia i wcze­snej embriogenezy [66]. W ludzkim najądrzu uwidocznio­nych jest sześć genów, znanych jako HE1-HE6. Mutacje HE1 prowadzą do rozwoju śmiertelnej lizosomalnej cho­roby spichrzeniowej Niemanna-Picka typu 2 (NPC2), po­legającej na kumulacji cholesterolu w lizosomach. HE1 to mała rozpuszczalna glikoproteina zbudowana ze 132 ami­nokwasów, która wiąże się z cholesterolem, lecz nie z jego pochodnymi, które mają hydrofilowy podstawnik na izook­tylowym łańcuchu bocznym [51]. HE1 wiąże się z chole­sterolem in vitro i może regulować zawartość cholesterolu w plemnikach podczas ich przemieszczania się przez obszar najądrza. Jednakże w niektórych doniesieniach wykazano, że podczas wędrówki plemników przez najądrze stosunek całkowitej ilości fosfolipidów do całkowitej ilości choleste­rolu nie zmienia się [88]. Kawano i wsp. [56] sugerują, że HE1 reguluje liczbę lub położenie plemnikowych tratw li­pidowych w najądrzach, w których magazynowane są doj­rzałe plemniki. Uważane za jeden z rodzajów tratw lipido­wych kaweole, to niewielkie wgłębienia błony komórkowej, powstające na skutek polimeryzacji białek nazywanych ka­weolinami, będącymi palmitoilowanymi integralnymi biał­kami błonowymi, mającymi duże powinowactwo do chole­sterolu [56,99]. Ze względu na to, że kaweoliny „znikają” po zakończeniu reakcji akrosomalnej, uważane są za białka regulujące przebieg reakcji akrosomalnej [95]. Hydrolazy, znajdujące się w drogach rodnych kobiety, powodują usu­nięcie sulfoglicerolipidów i sjaloglikoprotein. W wyniku tych przemian odsłonięte zostają enzymy, znajdujące się w błonie osłaniającej akrosom [67]. Zmianie ulega stosu­nek ilości kwasów tłuszczowych nasyconych do poliniena­syconych (głównie arachidonowego, dokozapentaenowego oraz dokozaheksaenowego), na korzyść tych drugich [88].

Podczas reakcji kapacytacji dochodzi do hiperaktywacji plemnika, która polega na zwiększeniu jego ruchliwości na skutek wzrostu częstotliwości uderzenia i siły pchania witki, co prowadzi do zmiany toru ruchu gamety męskiej. Hiperaktywne plemniki poruszają się po torze zakrzywio­nym, dzięki czemu mogą przenikać do osłonki przejrzystej i zapłodnionej komórki jajowej. Plemniki przemieszczają­ce się prostoliniowo w płynie nasiennym, nie mają zdol­ności zapłodnienia oocytu [103].

U prawie wszystkich gatunków ssaków składniki plazmy nasienia uważane są za jedne z najważniejszych czynni­ków biorących udział w kapacytacji. Plazma nasienia za­wiera m.in. płyn z pęcherzyków nasiennych, bogaty w ak­tywatory ruchu plemników, takie jak fruktoza czy kwas cytrynowy, będące głównym źródłem energii gamety mę­skiej, prostaglandyny tłumiące odpowiedź żeńskiego ukła­du immunologicznego oraz czynnik koagulacji nasienia [65]. Płyn pęcherzyków nasiennych zapewnia plemnikom odpowiednie środowisko do ich przemieszczania się do bańki jajowodu [122]. Znane jest także zjawisko dekapa­cytacji, na które mają wpływ substancje zawarte w płynie nasiennym. Znanymi czynnikami dekapacytacji są białka odkryte u myszy: autoantygen pęcherzyków nasiennych (SVA – seminal vesicle autoantigen) [48] oraz białko se­krecyjne 2 pęcherzyków nasiennych (SVS2 – seminal ve­sicle secretion 2) będące homologiem ludzkiej semeno­geliny, w naturalny sposób regulujące płodność [57]. Po ejakulacji SVS2 (u myszy) lub semenogelina (u człowie­ka) wytrąca się w macicy i reaguje z główkami plemników oraz redukuje ich zdolność do zapłodnienia [48]. Ponadto obecność semenogeliny zapobiega fosforylacji białkowej tyrozyny w plemniku, indukcji reakcji akrosomalnej i ka­pacytacji [27].

Spośród wielu czynników wpływających na przebieg reak­cji kapacytacji, najważniejszym jest utrzymanie na odpo­wiednim poziomie wewnątrzkomórkowego stężenia jonów wapniowych, za co odpowiedzialne są trzy mechanizmy:
1) pompa sodowo-wapniowa, która wydala Na⁺ z komórki i jednocześnie umożliwia napływ Ca²⁺ do jej wnętrza,
2) kanały wapniowe, którymi jony Ca²⁺ dostają się do cy­toplazmy oraz
3) Ca²⁺-ATP-aza, która stymuluje usuwanie jonów wapnia z komórki na zewnątrz.

Aktywność tych mechanizmów nie jest jednoczesna. W za­leżności od etapu procesu zapłodnienia aktywacji ulegają inne mechanizmy. W czasie reakcji akrosomalnej aktyw­ne są kanały wapniowe, a w czasie kapacytacji najpraw­dopodobniej Ca²⁺-ATP-aza [75].

Istnieje wiele mechanizmów zapobiegających przedwcze­snej kapacytacji. Czynnik dekapacytacji (DF – decapaci­tation factor), jeden z czynników obecnych w plazmie na­sienia, mających wpływ na przebieg procesu zapłodnienia, jest glikoproteiną o masie 40 kDa, która wiąże się z gliko­zylofosfatydyloinozytolem, receptorem błonowym, zako­twiczonym na plemniku, w regionie za akrosomem [33]. Czynnik dekapacytacji jest uważany za pozytywny regu­lator aktywności Ca²⁺-ATP-azy błonowej [1]. Innym biał­kiem, biorącym udział w procesie dekapacytacji jest inhibi­tor kinazy Raf-1 (RKIP-1 – Raf kinase inhibitor protein-1), występujący na powierzchni plemnika [79], pełniący także rolę receptora czynnika dekapacytacji [39]. U ssaków na­czelnych, także u człowieka, podczas inkubacji plemników in vitro wydzielany jest czynnik aktywujący płytki (PAF – platelet-activating factor), który dzięki wiązaniu z recepto­rem błonowym powoduje wzrost ruchliwości plemników, stymulując przebieg reakcji akrosomalnej i procesu zapłod­nienia [91]. Bi i wsp. [6] zbadali czynnik dekapacytacji NYD-SP27, będący izoformą fosfolipazy C Zeta1, obecnej w akrosomie plemników ludzkich i mysich. Wykazano, że NYD-SP27 zostaje uwolniony z plemników podczas kapa­cytacji i reakcji akrosomalnej. Brak jonów HCO₃^–, główne­go czynnika aktywującego proces kapacytacji, zapobiega uwalnianiu NYD-SP27 z plemników. Również zastosowa­nie przeciwciał anty-NYD-SP27 zapobiega uwalnianiu tego czynnika z plemników, redukuje liczbę plemników, które zakończyły kapacytację, a także hamuje reakcję akroso­malną indukowaną przez ATP i progesteron oraz hamuje sprzężoną z fosfolipazą C agonistycznie indukowaną mobi­lizację Ca²⁺ w plemniku. Na podstawie przeprowadzonych badań autorzy sugerują, że NYD-SP27 jest fizjologicznym inhibitorem fosfolipazy C, działającym jako wewnętrz­ny czynnik przeciwdziałający przedwczesnej kapacytacji plemników [6]. Kolejnym czynnikiem dekapacytacji jest białko SERPINE2, jeden z potencjalnych inhibitorów pro­teazy serynowej, modulator aktywności aktywatora plazmi­nogenu i trombiny. Czynnik SERPINE2 jest obecny głów­nie w pęcherzykach nasiennych gryzoni, ale może także występować w wydzielinie pęcherzyków nasiennych i na­błonku śluzowym pęcherzyka nasiennego, najądrzach i na­sieniowodach. W jądrach SERPINE2 jest obecny w sper­matogoniach, spermatocytach, spermatydach, komórkach Leydiga i plemnikach. SERPINE2 wykryto także w cza­peczce akrosomalnej plemników obecnych w jądrach i na­jądrzach i został uznany za istotne białko powierzchniowe plemników. Oczyszczona postać SERPINE2 może wiązać się z plemnikami obecnymi w najądrzach, a znaczną ilość SERPINE2 wykryto na plemnikach tuż po ejakulacji oraz obecnych w jajowodach. Jednakże SERPINE2 jest obec­ny głównie na plemnikach, które jeszcze nie uległy kapa­cytacji, co wskazuje, że SERPINE2 jest uwalniany przed zainicjowaniem procesu kapacytacji. Ponadto SERPINE2 może hamować in vitro reakcję kapacytacji inicjowaną przez albuminę wołową, zapobiegając połączeniu plem­nika z komórką jajową, tym samym zapobiegając zapłod­nieniu. Działanie SERPINE2 polega na przeciwdziałaniu wypływowi cholesterolu, jednego z czynników inicjują­cych proces kapacytacji [63].

Ważną rolę w przebiegu procesu zapłodnienia odgrywa re­akcja fosforylacji aminokwasów, takich jak: seryna, treonina i tyrozyna. Największe znaczenie ma fosforylacja tyrozyny, co może być głównym, a nawet wyłącznym, wskaźnikiem przekazywania sygnałów w komórce [76]. Fosforylacja ty­rozyny, wchodzącej w skład białek gamety męskiej, uwa­żana jest za najważniejszą reakcję zachodzącą podczas pro­cesu kapacytacji [32] oraz wiązania się plemnika z osłonką przejrzystą [92]. Jednym z fosforylowanych białek, o ma­sie 51±5 kDa, jest antygen zapłodnienia 1 (FA-1 – fertiliza­tion antygen-1), który pełni ważną rolę zarówno w proce­sie wiązania się błony plemnika z osłonką przejrzystą, jak i w procesie kapacytacji [77]. Inkubacja plemników z prze­ciwciałem monoklonalnym anty-FA-1 redukuje fosforyla­cję tyrozyny podczas kapacytacji [77]. Zarówno rodzaj, jak i lokalizacja białek, które ulegają reakcji fosforylacji, mają wpływ na funkcje plemnika. W przypadku ludzkiej game­ty męskiej w czasie kapacytacji znaczny wzrost fosforylacji białek następuje w rejonie witki, w głównej jej części, co ma znaczenie dla nabycia przez plemnik zdolności do ru­chu hiperaktywnego [74]. Najważniejszymi białkami, któ­re uczestniczą w reakcji fosforylacji tyrozyny, są białka ko­twiczące kinazę A (AKAP – A-kinase anchoring proteins), a fosforylacji tyrozyny może ulegać białko wiążące wapń (CABYR – calcium-binding tyrosine phosphorylation-regu­lated protein), umiejscowione w głównej części witki [61,73].

Zależne od cAMP (cykliczny adenozynomonofosforan) ki­nazy białkowe typu A (PKA – protein kinase A) fosforylują grupy hydroksylowe w łańcuchach bocznych seryny i tre­oniny wybranych białek błon komórkowych. Swoistość sub­stratowa PKA nie jest zbyt duża, więc regulacja aktywności tych enzymów odbywa się m.in. za pomocą białek kotwi­czących PKA. AKAP mają zdolność wiązania się z PKA bez zmiany jej aktywności. Wobec powyższego fosforylacji najprawdopodobniej będą ulegały przede wszystkim białka znajdujące się w bezpośrednim sąsiedztwie AKAP, a tym samym i PKA [15,64]. Białka kotwiczące kinazę A od­grywają ważną rolę w funkcjonowaniu plemników, gdyż uczestniczą w regulacji ich ruchu, kapacytacji i reakcji akro­somalnej. Ponadto wzrost stężenia cAMP w plemniku po­woduje wzrost ilości ATP, co z kolei dodatkowo wpływa na większą ruchliwość męskiej gamety [32]. Wśród plemniko­wych białek kotwiczących PKA można wyróżnić AKAP84 (AKAP1), AKAP110 (AKAP3), AKAP82 (AKAP4), AKAP95 (AKAP8), AKAP220 (AKAP11), WAVE-1 oraz MAP2 [16]. Oprócz wiązania z PKA, AKAP mogą tak­że wiązać się z czterema grupami białek, homologiczny­mi do domeny dimeryzacji/dokowania RII (R2D2). Białka R2D2 w dużej ilości obecne są w jądrach. Uczestnictwo tych białek w funkcjonowaniu wici i rzęsek nie zależy od aktywności PKA oraz, w odróżnieniu od RII, nie wiążą one cAMP [29]. Nokaut genu AKAP4 u samców myszy skut­kuje bezpłodnością spowodowaną brakiem ruchu plemni­ków. Białko AKAP4, zwane także komponentą 1 osłony włóknistej, jest swoiste dla plemnika i występuje w osłonie włóknistej głównej części wici plemnika [15]. Fosforylacja białek, zachodząca w czasie kapacytacji, także może „akty­wować” niektóre białka. Przykładem są kinazy aktywowa­ne sygnałem zewnątrzkomórkowym ERK-1 i ERK-2 (ERK – extracellular signal-regulated kinases) [28].

Rozpoznanie gamet

Receptory komórki jajowej

Receptory oocytu, rozpoznające domeny na powierzch­ni plemnika, znajdują się na osłonce przejrzystej. Po roz­poznaniu osłonka wiąże plemnik, inicjuje reakcję akro­somalną, a po zapłodnieniu komórki jajowej zapobiega polispermii [67]. Osłonkę przejrzystą (ZP – zona pellu­cida) budują glikoproteiny, z których najlepiej poznane to ZP1 (o masie 200 kDa), ZP2 (120 kDa) i ZP3 (83 kDa). Plemniki, które nie uległy reakcji akrosomalnej wiązane są przez receptor ZP3, natomiast po zajściu reakcji akro­somalnej wiązanie stabilizowane jest przez glikoproteinę ZP2 [50,67]. Glikoproteiny zbudowane są z polipeptydów, z którymi wiązaniem N- i O-glikozydowym połączone są oligosacharydy. Glikoproteiny osłonki przejrzystej są synte­tyzowane przez oocyt w czasie fazy wzrostu (w pierwszych 2-3 tygodniach cyklu miesiączkowego u kobiet). W cza­sie owulacji ich wytwarzanie zostaje zatrzymane. Dimery budujące ZP2 i ZP3 polimeryzują, tworząc długie filamen­ty, które budują osłonkę i są wiązane krzyżowo przez gli­koproteinę ZP1 [114]. W badaniach na zwierzętach wyka­zano, że szczególną rolę w wiązaniu plemnika z osłonką przejrzystą odgrywają obecne na ZP3 N-glikany, zwłasz­cza struktury wysokomannozowe oraz rozgałęzione łańcu­chy typu złożonego [98,121]. Wygląda na to, że wszystkie cukry znajdujące się w pozycji końcowej, lub niereduku­jącej, w łańcuchach oligosacharydowych ZP3, uczestniczą w wiązaniu plemnika. Zaobserwowano, że plemnik wią­że się ze strukturami laktozaminowymi glikanów przyłą­czonych za pomocą wiązania O-glikozydowego, jednakże N-związane glikany mają także liczne łańcuchy laktoza­minowe, które uczestniczą w wiązaniu plemników u ssa­ków. Niektóre N- i O-związane łańcuchy cukrowe zawie­rają epitop GalNAcβ1,4Gal, który może być ograniczony do wewnętrznej części ZP i uczestniczyć w kolejnych fa­zach wiązania plemnika i/lub penetracji [98].

Receptory plemnika

W przypadku człowieka udział w rozpoznawaniu gamet bierze co najmniej 9 białek, o masie 11-25 kDa. Białko plemnika SP56 (sperm protein 56) jest receptorem, rozpo­znającym glikoproteinę ZP3 osłonki przejrzystej i należy do grupy białek regulujących układu dopełniacza [21,68]. Białko 1 wiążące osłonkę przejrzystą (ZPBP1 – zona pel­lucida binding protein 1) jest słabiej wiązane przez osłonkę w obecności proakrozyny, co może sugerować ich współza­wodnictwo na początkowym etapie zapłodnienia. Badania wykazały, że myszy pozbawione genu kodującego ZPBP1 są bezpłodne [13]. U człowieka wykryto także geny kodu­jące zonadhezynę, wielodomenowe białko błonowe, które w specyficzny sposób wiąże się z osłonką przejrzystą oocy­tu [105]. Zonadhezyna jest umiejscowiona w zewnętrznej błonie akrosomu, nie zaś w błonie komórkowej, w związku z czym początkowo uważano, że jej funkcja jest raczej ogra­niczona do reakcji akrosomalnej, niż do rozpoznania pomię­dzy plemnikiem a komórką jajową. Jednakże wykazano, że reakcja wiązania pomiędzy plemnikiem a komórką jajową lub penetracji komórki jajowej przez plemnik była znacząco obniżona, gdy mysie plemniki podczas reakcji kapacytacji inkubowano z przeciwciałami antyzonadhezyny [105,106]. Białko 10 plemnika (SP-10 – sperm protein 10) jest biał­kiem swoistym jądrowo, pojawiającym się na spermatydach, uczestniczącym w oddziaływaniach pomiędzy plemnikiem i osłonką przejrzystą. Jednak SP-10 przypuszczalnie może także odgrywać rolę w oddziaływaniach plemnik-oolem­ma [42]. Badania in vitro hamowania procesu zapłodnienia za pomocą mono- i poliklonalnych przeciwciał anty-SP10 wykazały znaczne obniżenie zdolności plemników do po­łączenia z oocytem, czego powodem było obniżenie zdol­ności wiązania plemnika z ZP2 osłonki przejrzystej [23].

Uważa się, że tratwy lipidowe odgrywają rolę w agregacji białek o określonych receptorach, lecz budowa struktur mul­timetrycznych, takich jak np. multimetrycznego kompleksu rozpoznającego osłonkę przejrzystą (MZRC – multimeric zona recognition complex), sugeruje istnienie większej licz­by cząsteczek o właściwościach agregacyjnych. W związku z powyższym, wydaje się oczywistym, że wiele cząsteczek białek opiekuńczych (chaperons) jest umiejscowionych we­wnątrz tratw lipidowych [78,87]. Cząsteczki opiekuńcze, zwane też białkami szoku cieplnego (HSPs – heat shock proteins), odgrywają dobrze poznaną rolę pośredników w procesie fałdowania białka i kierowaniu go do miejsca przeznaczenia, gromadzeniu multimetrycznych struktur białkowych oraz transporcie białek przez błony [72]. Na powierzchni plemników ssaków obecnych jest wiele białek opiekuńczych, wśród których są też białka wykrywane we­wnątrz błon (np. HSP90B1, HSPA8, HSPD1) [72]. Białka te, jako markery tratw lipidowych, nie tylko są umiejsco­wione w tym samym obszarze błony komórkowej plemni­ka, ale wykazano także, że HSP90B1 i HSPD1 podlegają fosforylacji tyrozyny związanej z kapacytacją, tj. modyfika­cji potranslacyjnej niezbędnej do zajścia tego procesu [4].

Na powierzchni ludzkich plemników jest obecnych wie­le białek złożonych, o dużej masie cząsteczkowej, spo­śród których są też takie, które wykazują powinowactwo do osłonki przejrzystej [86]. Redgrove i wsp. [86] zidenty­fikowali niektóre ze składników multimetrycznego prote­asomu 20S oraz zawierający chaperoniny kompleks TCP-1 (CCT). Autorzy potwierdzili hipotezę, że reakcja kapa­cytacji prowadzi do gromadzenia się i/lub uaktywnienia złożonych białek multimetrycznych odpowiedzialnych za pośredniczenie w reakcji pomiędzy plemnikiem a osłon­ką przejrzystą [86]. Kompleks TCP-1 jest odpowiedzialny za prezentację, stabilizację i/lub gromadzenie się cząste­czek oddziałujących z osłonką przejrzystą, a także może regulować tworzenie się wielocząsteczkowych komplek­sów białkowych [41]. Proteasom 20S, to duży kompleks proteazowy odpowiedzialny za selektywną degradację ubikwitynowanych białek [86], czyli takich, które w pro­cesie ubikwitynacji zostały „oznakowane” i przeznaczone do degradacji [12]. W ten sposób degradowane są w cy­toplazmie białka nieprawidłowo zsyntetyzowane, źle roz­mieszczone w strukturach subkomórkowych lub starzejące się [80]. Kompleksy proteasomowe mogą być różnorod­nie aktywowane podczas dojrzewania plemników i w ten sposób przygotowywane do funkcjonalnej roli w oddzia­ływaniu plemnik-komórka jajowa [86].

Reakcja akrosomalna

Reakcja akrosomalna, ostatni etap aktywacji gamety mę­skiej, jest niezbędna do późniejszej penetracji osłonki przejrzystej przez plemnik i może zachodzić dzięki enzy­mom akrosomalnym, uwalnianym w czasie tego procesu. Reakcja akrosomalna przygotowuje również plemnik do fuzji z oolemmą i może być indukowana przez płyn pęche­rzykowy, progesteron, oocyty oraz związki chemiczne, ta­kie jak jonofor Ca²⁺ [107]. Reakcję akrosomalną podzielić można na trzy główne etapy:
• fuzję plazmalemmy z zewnętrzną błoną akrosomu i for­mowanie pęcherzyków akrosomalnych;
• uwalnianie enzymów akrosomu;
• ekspozycję wewnętrznej błony akrosomalnej wraz z przy­łączonymi do niej enzymami, głównie hialuronidazą i akrozyną [32].

Plemnik, który przeszedł przez proces kapacytacji, może wejść w interakcję z komórkami wzgórka jajonośnego lub osłonką przejrzystą komórki jajowej [32]. Receptory plemnika, takie jak białko SP56, receptor dla ZP3 obecny w akrosomie, czy p95 (protein 95) [68,90,113], po połą­czeniu z ligandem ZP3 powodują aktywację fosfataz, ki­naz tyrozynowych [5] oraz heterotrimerycznych białek G, które mają wpływ na wzrost pH wewnątrz plemnika [89]. Aktywacja powyższych enzymów oraz białek powoduje na­pływ jonów Ca²⁺ na skutek otwarcia kanałów wapniowych [83]. Dyfuzja Ca²⁺ do wnętrza komórki jest przyczyną inak­tywacji Na₊-K⁺-ATP-azy i w efekcie gwałtownego napływu jonów Na⁺ do wnętrza komórki. Dokomórkowy przypływ Na⁺ wywołuje, za pośrednictwem nośnika Na⁺/H⁺, wypływ jonów H⁺ i wzrost pH. Istnieje hipoteza, że oprócz nośni­ka Na⁺/H⁺ na migrację jonów H⁺ ma wpływ także proge­steron. Hormon ten powoduje również aktywację kanałów Cl^– gamety męskiej. Napływ jonów Cl^– do komórki pobu­dza nośnik Cl^–/HCO₃-, który usuwa z komórki Cl^– i pompu­je jony HCO₃^– do jej wnętrza [82]. Wzrastające pH, przez napływ HCO₃– i wypływ H⁺, aktywuje cyklazę adenylową, która wytwarza cAMP. Cykliczny adenozynomonofosfo­ran także oddziałuje na wymiennik Na⁺/H⁺ przez pośred­nią lub bezpośrednią jego aktywację. Wzrost pH wewnątrz komórki plemnika powoduje aktywację kanałów CatSper (cation channel of sperm) i napływ jonów Ca²⁺. Zmiana pH aktywuje także kanały KSper (K⁺ channel of sperm), wypompowujące jony K⁺ na zewnątrz komórki. Powstająca przez to hiperpolaryzacja błony komórkowej również dzia­ła na kanały CatSper i napływające nimi jony Ca²⁺. Jony wapnia, które przemieszczają się do wnętrza gamety, po­wodują aktywację kalmoduliny i kinazy kalmodulinowej, czego efektem jest wzrost wytwarzania adenozynotrifos­foranu (ATP), fosforylacja białek witki oraz zwiększenie wytrzymałości plemnika i amplitudy uderzeń witki, czyli nabycie przez gametę zdolności do ruchu hiperaktywne­go (ryc. 1) [14]. Jony Ca²⁺, z udziałem lub bez kalmodu­liny, wpływają od wewnątrz na błonę plazmatyczną oraz od zewnątrz na zewnętrzną błonę akrosomu. Efektem jest neutralizacja ładunku obu błon, co ułatwia ich fuzję, któ­ra zachodzi dzięki wiązaniu fosfolipidów i ich rozdziało­wi fazowemu. Aktywowane jonami Ca²⁺ białkowe fosfo­lipazy, np. fosfolipaza A2, powodują hydrolizę sąsiednich fosfolipidów do lizofosfolipidów i kwasu arachidonowe­go [40]. Po przebudowie błon komórkowych jony Ca²⁺ gromadzą się, a jony H+ opuszczają wnętrze akrosomu. Zachodzi przemiana nieaktywnej proakrozyny do enzy­matycznie aktywnej akrozyny oraz uwolnienie enzymów akrosomalnych [68]. Akrozyna ma zdolność modyfikacji innych białek akrosomalnych, a także została opisana jako białko wiążące osłonkę przejrzystą [47].

Ryc. 1. Model aktywacji kanałów jonowych plemnika. Jony HCO₃^– napływając do wnętrza komórki aktywują rozpuszczalną cyklazę adenylową (sAC – soluble adenylyl cyclase). W efekcie wzrasta synteza cAMP, który pośrednio lub bezpośrednio aktywuje wymieniacz jonowy Na⁺/H⁺ (NHX – Na⁺/H⁺ exchange). W ten sposób wzrasta pH, aktywowane zostają kanały CatSper i KSper. Dzięki kanałom KSper następuje depolaryzacja błony komórkowej, a jony Ca²⁺, napływające przez kanały CatSper, aktywują kalmodulinę (CaCaM – calmodulin) i kinazę kalmodulinową. Powoduje to fosforylację białek witki, wzrost amplitudy jej uderzeń i stymuluje wytwarzanie ATP. W ten sposób zwiększa się wytrzymałość plemnika, który staje się hiperaktywny (na podstawie [75] zmodyfikowano)

Kontrolowany wypływ przez kanały jonowe magazyno­wanego w akrosomie Ca²⁺, jest także regulowany przez substancje pośredniczące, takie jak np. 1,4,5-trifosforan inozytolu (IP3) [24,111]. U ssaków receptory dla IP3 są obecne na zewnętrznej błonie akrosomu, a IP3 jest syn­tetyzowany w odpowiedzi na kontakt z osłonką przejrzy­stą lub progesteronem, po hydrolizie polifosfoinozytydów i fosfatydylocholiny przez fosfolipazę C [82]. Zależna od IP3 mobilizacja Ca²⁺ bezpośrednio aktywuje fuzję jąder pęcherzyków in vitro, a uwolnienie wapnia z akrosomu może ponadto odgrywać ważną rolę sprzyjając wydarze­niom związanym z fuzją błon, a w rezultacie akrosomal­nej egzocytozie [24,111].

Penetracja osłonki przejrzystej

Plemnik, zanim zapłodni komórkę jajową, musi być zdol­ny do związania się z jej osłonką przejrzystą i jej penetracji oraz ukończyć reakcję akrosomalną przed fuzją z oolemmą[31]. Rolę w wiązaniu obu gamet odgrywają glikoproteiny osłonki: ZP3, która indukuje reakcję akrosomalną oraz ZP2 utrzymująca powstałe już wiązanie [50,67]. Ganguly i wsp. [36] wykazali, że u człowieka glikoproteina ZP1 uczestni­czy w wiązaniu plemników, które zakończyły proces kapa­cytacji oraz indukuje akrosomalną egzocytozę. U niektórych gatunków, w tym także u człowieka, zidentyfikowano ZP4, lecz jej rola ciągle pozostaje do wyjaśnienia [60]. Yauger i wsp. [119] w badaniach na myszach wykazali, że obec­ność ZP4 niewystarczająco wspomaga reakcję oddziały­wania plemnika z osłonką przejrzystą, w związku z czym do rozpoznania gamet są potrzebne także inne glikoprote­iny. Na penetrację osłonki przez gametę męską mają wpływ także ruchomość witki, która zwiększa się w czasie kapa­cytacji oraz obecność akrozyny aktywowanej w czasie re­akcji akrosomalnej [2]. Przez wiele lat sądzono, że enzym ten niezbędny jest do penetracji osłonki przejrzystej, jed­nak udowodniono, że nawet plemniki pozbawione akrozy­ny zdolne są do zapłodnienia oocytu [117], aczkolwiek brak akrozyny sprawia, że penetracja osłonki jest utrudniona [2]. Istnieją także inne enzymy, które mogą brać udział w pene­tracji osłonki: jądrowa proteaza serynowa 5 (TESP5 – testi­cular serine protease 5), zakotwiczona w błonie plemnika [45], oraz składający się z wielu podjednostek proteolitycz­ny holoenzym proteasomowy, znajdujący się w akrosomie [104]. W czasie penetracji macierz akrosomu jest stopnio­wo rozpraszana, a ruch plemnika pozbawia go białek, znaj­dujących się na jego powierzchni (ryc. 2). Odsłaniają się wówczas „nowe” białka akrosomu, przylegające do kolej­nych, głębszych powierzchni osłonki. Plemnik tworzy so­bie drogę, dosięgając kolejnych części osłonki przejrzy­stej, jednocześnie „pozbywając się” białek akrosomu [38].

Ryc. 2. Schemat przebiegu reakcji akrosomalnej. W reakcji akrosomalnej następuje fuzja błony komórkowej i zewnętrznej akrosomu (I). W drugim etapie reakcja akrosomalna jest zakończona. Macierz akrosomu jest rozpraszana, a ruch plemnika pozbawia go białek powierzchniowych (II). W kolejnym etapie główka plemnika jest otoczona tylko wewnętrzną błoną akrosomalną. Tak przygotowany plemnik jest gotowy do połączenia się z komórką jajową (III); a – pory; b – wydostająca się zawartość akrosomu; c – wewnętrzna błona akrosomu; d – zawartość akrosomu (enzymy); e – zewnętrzna błona akrosomu; f – błona komórkowa; g – białka akrosomu, odrywające się podczas penetracji; h – region postakrosomalny; 1 – główka; 2 – szyjka; 3 – wstawka [38]

Fuzja plemnika i komórki jajowej

Adhezja i fuzja gamet dotyczą różnych regionów błon ko­mórkowych. Fuzja wizualnie przypomina fagocytozę [94] i zachodzi w równikowej części główki plemnika, pod­czas gdy wierzchołek, ograniczony przez wewnętrzną bło­nę akrosomalną, włączany jest w pęcherzyk pochodzący z oolemmy [9]. Dochodzi do elongacji mikrokosmków z oolemmy poza wierzchołek główki plemnika i ich po­łączenia z wewnętrzną błoną akrosomalną [9]. Następnie plemnik zostaje wchłonięty, a uderzenia witki ustają wraz z fuzją błon komórkowych, ponieważ nie są niezbędne do wchłonięcia główki plemnika przez oocyt [8].

Połączenie gamet zachodzi bezpośrednio po penetracji ZP i uczestniczy w niej plemnik, który uległ reakcji akroso­malnej [100]. To, że jedynie plemnik, który zakończył re­akcję akrosomalną jest zdolny do fuzji z komórką jajową wskazuje na to, że plemnikowe antygeny są ekspresjono­wane lub aktywowane wyłącznie po zakończeniu reakcji akrosomalnej. Wiele antygenów plemnikowych, jak np. Mn9, CD46 i glikoproteina Izumo, ulega aktywacji dopie­ro po zakończeniu reakcji akrosomalnej [50].

Do grupy związków uczestniczących w fuzji plemnika z oolemmą należą integryny oraz ich receptory gliko­proteinowe, znajdujące się na powierzchni komórek or­ganizmu, biorące udział w oddziaływaniach między nimi. Zmiany właściwości adhezji komórek wiążą się bezpośred­nio ze zmianami ekspresji integryn na ich powierzchni, a receptory dla integryn odgrywają również rolę w pro­cesach związanych z zapłodnieniem. Pod względem che­micznym integryny są glikoproteinowymi heterodimera­mi, zbudowanymi z podjednostek α i β. Na N-końcu obu podjednostek znajduje się region łączący integrynę z li­gandem, a pojedyncza integryna może wiązać więcej niż jeden ligand. Najwcześniej opisanym wiązaniem było po­łączenie integryny z sekwencją aminokwasową RGD (Arg-Gly-Asp), która obecna jest w fibronektynie i witronekty­nie [8]. Adhezja z udziałem integryn nie jest wyłącznie działaniem mechanicznym. Ma znaczenie w przekazy­waniu sygnału z komórki na zewnątrz oraz z otoczenia do komórki. Przykładami przekazu sygnału dokomórko­wego jest działanie antyportera Na⁺/H⁺, napływ jonów Ca²⁺ [14] i fosforylacja tyrozyny w grupie białek cyto­plazmatycznych [32,76]. Funkcją integryn w procesie za­płodnienia jest umożliwienie wzajemnej adhezji gamet.

Błona komórkowa oocytu zawiera receptory integrynowe, rozpoznające fibronektynę i witronektynę, które obecne są na błonie komórkowej plemnika. Fibronektyna ulega ekspresji na powierzchni plemnika w czasie kapacytacji [35], natomiast witronektyna syntetyzowana jest pod­czas spermatogenezy i obecna jest na wewnętrznej błonie akrosomalnej [11]. Antagonistycznie do integryn działa­ją dezintegryny, peptydy izolowane z jadu gadów, mają­ce wysokie powinowactwo do integryn. Jedną z nich jest echistatyna, która blokując funkcję adhezyjną integryn RGD-zależnych, hamuje adhezję plemników do oocytu, lecz nie wpływa na penetrację gamet już związanych [8].

Integryny nie są jedynymi czynnikami, które mają wpływ na interakcję między gametami. W oolemmie ssaków odnale­ziono także receptor Fcg, rozpoznający fragment Fc immu­noglobuliny G (IgG) [10], receptor C1q dla białek układu do­pełniacza [34] oraz receptor CR3 [3]. Na plemniku po zajściu reakcji akrosomalnej, na wewnętrznej błonie akrosomalnej, prezentowany jest natomiast antygen CD46 [17]. Sugeruje się także rolę składnika dopełniacza C3b jako białka łączą­cego antygen CD46 plemnika z receptorem CR3 oolemmy [3]. Adhezja i fuzja gamet ma także związek z ekspresją na powierzchni plemnika fertyliny, heterodimerycznej gliko­proteiny należącej do grupy białek transportowych ADAM (a disintegrin and metalloproteinase domain) zawierających domenę dezintegryny i metaloproteinazy [7]. Kolejnym czynnikiem uczestniczącym w fuzji gamet jest tetraspanina CD9, białko obecne na powierzchni komórki jajowej, nie­zbędne w procesie zapłodnienia [70]. Wykazano, że u my­szy pozbawionych CD9 fuzja gamet nie jest możliwa [50].

Blokada polispermii

Pierwszy z kolejno następujących po sobie mechanizmów zapobiegających polispermii, zachodzący w jajowodach, polega na zatrzymywaniu plemników poprzez ich wiąza­nie przez komórki nabłonkowe znajdujące się w końco­wym regionie cieśni, co prowadzi do obniżenia ich zdol­ności do poruszania się oraz skrócenia czasu ich przeżycia [25,102]. Mechanizm ten pozwala na uniknięcie masywne­go, jednoczesnego napływu plemników w pobliże oocytu [25]. Po pierwszym kontakcie z plemnikiem, komórka ja­jowa ssaków uruchamia dwa różne typy reakcji zapobie­gających polispermii. Pierwszy z nich, najszybszy, bloku­je polispermię przez depolaryzację błony oocytu, ale nie jest obserwowany u ssaków. U ssaków następuje wolniej­sza i słabsza, ale dobrze scharakteryzowana reakcja, naj­prawdopodobniej wzmacniająca sygnalizację poprzez Ca²⁺ [37] oraz reakcja osłonki przejrzystej, proces tzw. powolne­go bloku polispermii, potęgująca egzocytozę ziaren koro­wych umieszczonych w cytoplazmie komórki jajowej [25]. Egzocytoza ziaren korowych jest wywołana przez wahania oscylacji Ca²⁺ indukowane przez połączone z komórką ja­jową plemniki i jak dotąd uważana jest za najważniejszy mechanizm zależny od komórki jajowej odpowiedzialny za blokadę polispermii u większości ssaków domowych [25]. Otwierane są kanały wapniowe i jony Ca²⁺ wnikają do ko­mórki jajowej z przestrzeni pozakomórkowej oraz uwal­niane są z części gładkiej retikulum endoplazmatycznego [67]. Jeden lub więcej receptorów na powierzchni oocy­tu połączonych jest z białkami G lub kinazą tyrozynową [71], a rozpuszczalny czynnik plemnikowy (SSF – solu­ble sperm factor) po iniekcji do cytoplazmy oocytu powo­duje ich aktywację [26]. Wzrost ilości jonów wapnia we­wnątrzkomórkowego warunkuje dezaktywację czynnika cytostatycznego (CSF – cytostatic factor), utrzymujące­go oocyt w stadium metafazy II, oraz czynnika promują­cego fazę M (MPF – maturation/mitosis promoting fac­tor). Aktywacja oocytu wskutek napływu jonów wapnia powoduje także zajście reakcji korowej. W czasie tej re­akcji następuje fuzja ziarnistości korowych z błoną ko­mórki jajowej i uwolnienie z nich proteaz do przestrzeni okołożółtkowej. Uwolnienie proteaz przebiega jako egzo­cytoza, której skutkiem jest zmiana fizycznych i chemicz­nych właściwości osłonki przejrzystej, dzięki czemu sta­je się ona nieprzepuszczalna dla innych plemników [67]. Kolejne etapy procesu zapłodnienia przedstawia ryc. 3.

Ryc. 3. Główne etapy procesu zapłodnienia. Akrosom gamety męskiej zawiera wiele enzymów hydrolitycznych. W drogach rodnych kobiety plemniki ulegają kapacytacji, która umożliwia zajście reakcji akrosomalnej. W pobliżu komórki jajowej, najprawdopodobniej na skutek stymulacji przez komórki wieńca promienistego oraz osłonkę przejrzystą, plemnik uwalnia zawartość akrosomu w procesie egzocytozy i dochodzi do penetracji osłonki przejrzystej. Z osłonką przejrzystą łączą się wyłącznie plemniki, które uległy reakcji akrosomalnej, a ich zdolność do penetracji nie trwa zbyt długo. Komórki wieńca promienistego zawierają kwas hialuronowy, który zostaje uwolniony podczas zapłodnienia (na podstawie [50] zmodyfikowano)

Rola glikoprotein w procesie zapłodnienia

Procesowi zapłodnienia towarzyszy wiele reakcji bio­chemicznych, w których niebagatelną rolę odgrywają glikoproteiny obecne w nasieniu. Obecność glikanów umoż­liwia glikoproteinom uczestnictwo w oddziaływaniach mię­dzykomórkowych, w tym także między gametami [18].

Znaną i ważną glikoproteiną jest fibronektyna (FN), która bierze udział w wielu oddziaływaniach międzykomórko­wych, pełniąca funkcje adhezyjne [116], będąca ważnym składnikiem tkanki łącznej oraz wielu płynów ludzkiego organizmu, w tym również plazmy nasienia [115]. Dzięki obecności wielu domen fibronektyna jest zdolna do wią­zania heparyny, fibryny, fibrynogenu, kolagenu, IgG oraz białka dopełniacza C1q [81]. Fibronektyna występująca w plazmie nasienia jest wytwarzana przez gruczoły dodat­kowe i wydzielana do kanalików najądrza, skąd później do­staje się do płynu nasiennego [115]. Obecna na powierzch­ni plemnika fibronektyna, w chwili uszkodzenia gamety zostaje uwalniana, co objawia się wzrostem jej stężenia w plazmie nasienia. Tuż po ejakulacji dimery fibronekty­ny wraz z semenogeliną tworzą w plazmie nasienia struk­turę żelu [46]. Podczas upłynniania nasienia fibronekty­na jest fragmentowana przez antygen swoisty dla prostaty (PSA – prostate specific antygen) [62], a oznaczanie stęże­nia fibronektyny przed lizą jest dodatkowym wskaźnikiem płodności męskiej [46]. Obecność fragmentów FN w pla­zmie nasienia ludzkiego wykazały także badania Kątnik-Prastowskiej i wsp. [54], niezależnie od wyników standar­dowego badania nasienia, przy jednoczesnym całkowitym braku postaci natywnej FN. Zaobserwowano, że w patolo­gicznych plazmach nasienia obecne były fragmenty o ma­sach cząsteczkowych mieszczących się w granicach 60-120 kDa, w przeciwieństwie do normozoospermicznych plazm nasienia, w których dodatkowo obecne były frag­menty FN o masach 125-200 kDa [54].

Badania Kątnik-Prastowskiej i wsp. [53] dotyczące stop­nia i profilu glikozylacji fibronektyny obecnej w plazmie nasienia ludzkiego, wykazały istnienie zależności pomię­dzy wzrostem stężenia FN a spadkiem ekspresji końcowe­go kwasu sjalowego przyłączonego zarówno wiązaniem α2,3, jak i α2,6. Usjalowane glikokoniugaty mają zdolność ochraniania części polipeptydowej przed działaniem enzy­mów proteolitycznych, szczególnie miejsc o znaczeniu funk­cjonalnym. Odsjalowane glikoproteiny z odsłoniętą resztą galaktozy lub N-acetylogalaktozoaminy, są szybko usuwa­ne z organizmu przez receptory swoiste dla asjaloglikopro­tein, obecne m.in. na plemnikach [52]. Niebagatelną rolę w procesach biochemicznych zachodzących w ludzkim or­ganizmie odgrywa także stopień i profil fukozylacji gliko­protein. Fukozylowane struktury cukrowe typu Lewis^x i/lub Lewis^y biorą udział w interakcji i wiązaniu gamet, tym sa­mym przyczyniając się do zapłodnienia [18]. Kratz i wsp. [59] wykazali po raz pierwszy dla FN plazmy nasienia eks­presję UEA-reaktywnej fukozy na jej glikanach, co może su­gerować obecność struktur cukrowych typu Lewis^y. Analiza stopnia i profilu glikozylacji FN obecnej w plazmie nasienia ludzkiego wykazała charakterystyczny dla grupy pacjentów z leukocytospermią spadek stopnia fukozylacji rdzeniowej (fukoza α1,6) oraz dystalnej (fukoza α1,2 i α1,3) z jedno­czesnym wzrostem ekspresji końcowego kwasu sjalowego przyłączonego zarówno wiązaniem α2,3, jak i α2,6 [59]. W przypadku podwyższonego stężenia FN, obserwowano nieprawidłowości w parametrach nasienia, np. niewielką ruchliwość plemników [46]. Jednakże oprócz fibronekty­ny, na nieprawidłowe wyniki standardowej oceny nasienia mają wpływ również inne czynniki, takie jak np. stany za­palne, a rola fibronektyny w procesie zapłodnienia nie zo­stała jeszcze do końca poznana [115].

Semenogelina (Sg), główne białko odpowiedzialne za ko­agulację nasienia, jest syntetyzowana w pęcherzykach na­siennych, a następnie na skutek działania antygenu swo­istego dla prostaty ulega fragmentacji podczas procesu upłynniania nasienia. Powstałe fragmenty o różnych funk­cjach fizjologicznych, takich jak np. transportowanie jonów cynku, aktywność antybakteryjna, czy też aktywowanie hia­luronidazy, odgrywają ważną rolę w regulacji nabywania przez plemniki zdolności do procesu kapacytacji oraz do ruchu postępowego [27,101]. Natywna semenogelina naj­prawdopodobniej jest odpowiedzialna za spowolnienie ruchu plemników poprzez ich aglutynację. Mechanizm działania semenogeliny nie jest w pełni poznany, jednak niewłaści­wa jej degradacja wpływa na obniżenie męskiej płodności. Semenogelina oraz jej fragmenty blokują proces kapacy­tacji oraz towarzyszących mu mechanizmów w stężeniach znacznie niższych, niż te obserwowane w plazmie nasienia i mogą odgrywać ważną rolę w zapobieganiu przedwczesnej kapacytacji. Efekt działania Sg zależy od czasu i stopnia proteolizy przez PSA, a każda zmiana może wpłynąć na fizjologię nasienia i męską płodność [27].

Kolejną ważną glikoproteiną plazmy nasienia jest a1-kwa­śna glikoproteina (AGP), jedno z białek ostrej fazy. Poland i wsp. [85] wykazali, że AGP plazmy nasienia ma więk­szą masę cząsteczkową niż AGP osocza krwi (odpowied­nio: 47 i 43 kDa), co wynika z jej odmiennej struktury oligosacharydowej. Ponadto wykazano istnienie zależno­ści pomiędzy stopniem glikozylacji AGP a jej stężeniem w plazmie nasienia ludzkiego [85]. W plazmach nasie­nia o fizjologicznych stężeniach AGP dominowały glika­ny dwuantenowe, z fukozą przyłączoną wiązaniem α1,3 do GlcNAc i końcowym kwasem sjalowym przyłączonym zarówno wiązaniem α2,3, jak i α2,6 [58]. Plazmy nasie­nia o ekstremalnie wysokich stężeniach AGP charaktery­zowały się przewagą glikanów trój- i czteroantenowych, o niskiej zawartości fukozy wchodzącej w skład struktur Lewis^x oraz słabej reaktywności ze sjaloswoistymi lekty­nami, szczególnie z lektyną z Maackia amurensis swoistą wobec kwasu sjalowego przyłączonego wiązaniem α2,3 [58]. Wykazano także istnienie związanych ze stężeniem różnic w typie fukozylacji. Zaobserwowano, że wraz ze wzrostem stężenia AGP spada ekspresja fukozylowanych struktur oligosacharydowych typu Lewis^x, natomiast poja­wiają się fukozylowane struktury typu Lewis^a, nieobecne w plazmach nasienia o niskich stężeniach AGP [85]. Kratz i wsp. [59] wykazali także, że glikany AGP plazmy nasie­nia oprócz ekspresji fukozy charakterystycznej dla struktur typu Lewis^x i Lewis^a, charakteryzują się obecnością fukozy UEA-reaktywnej, co może świadczyć o obecności struktur cukrowych typu Lewis^y [59]. Analiza profilu i stopnia gli­kozylacji AGP w plazmach nasienia pochodzących od pa­cjentów z leukocytospermią wykazała wzrost ekspresji koń­cowego kwasu sjalowego przyłączonego wiązaniem α2,3, z jednoczesnym wzrostem ekspresji LTA-reaktywnej fuko­zy struktur oligosacharydowych typu Lewis^x, w porówna­niu z pacjentami normozoospermicznymi [59].

Glikoproteiną modulującą funkcje plemników w drogach rodnych kobiety jest glikodelina, która dzięki obecności na jej powierzchni glikanów typu złożonego uczestniczy w pro­cesach biologicznych związanych z reprodukcją człowieka oraz w reakcjach immunologicznych [96,120]. W plazmie nasienia ludzkiego obecna jest jedna z czterech glikoform glikodeliny – glikodelina S, której wysokie stężenie oraz duża kinetyka wiązania umożliwia jej szybkie oddziaływa­nie na plemniki [19]. Rola glikodeliny S polega na hamowa­niu indukowanego przez albuminę wypływu cholesterolu z plemników [19,120]. Z uwolnieniem cholesterolu z bło­ny komórkowej plemników związany jest proces kapacy­tacji [110], a hamujące działanie glikodeliny S na wypływ cholesterolu najprawdopodobniej zapobiega przedwczesnej kapacytacji, przed wniknięciem plemnika do jamy maci­cy. Ma to duże znaczenie, gdyż zdolność ludzkich plem­ników do zapłodnienia ulega obniżeniu w ciągu kilku go­dzin od kapacytacji, przez co tracą one zdolność do reakcji akrosomalnej indukowanej przez osłonkę przejrzystą [22]. Związana z plemnikami glikodelina S jest usuwana pod­czas przechodzenia plemników przez śluz szyjkowy [19]. Jakkolwiek plazma nasienia nie zawiera albuminy, to płyn macicy zawiera jej dużo. Usuwanie glikodeliny S umożli­wia albuminie obecnej w jamie macicy inicjację kapacytacji plemników wnikających do macicy [120]. Deglikozylowana glikodelina S nie ma właściwości hamujących reakcję ka­pacytacji, a wręcz przeciwnie, stymuluje go, co potwier­dza znaczenie glikozylacji w tym procesie [96].

Innymi glikoproteinami uczestniczącymi w procesach zwią­zanych z zapłodnieniem są immunoglobuliny i tak np. im­munoglobulina G (IgG) oraz immunoglobulina A (IgA), skierowane przeciw Chlamydia trachomatis, mogą wpły­wać niekorzystnie na jakość spermy [49]. Jedną z przyczyn autoagresji jest niedrożność dróg wyprowadzających nasie­nie. Przykładem mogą być mężczyźni poddani zabiegowi wazektomii – aż u 70% pacjentów obecne były przeciwciała przeciwplemnikowe [20]. Najczęściej wykrywanymi w su­rowicy przeciwciałami przeciwplemnikowymi są IgG, mogą jednak pojawiać się także IgA [123]. Immunoglobuliny kla­sy A i G obecne w nasieniu skierowane mogą być m.in. przeciw antygenowi zapłodnienia (FA-1 – fertilization an­tigen 1). Przeciwciała te opłaszczając powierzchnię plem­ników mogą powodować ich aglutynację lub inhibicję ka­pacytacji czy też reakcji akrosomalnej [93]. Przykładem może być przeciwciało monoklonalne AcrC5F10, należące do immunoglobulin klasy G, które może hamować akty­wację proakrozyny, jej wiązanie z ZP2 osłonki przejrzystej oraz reakcję akrosomalną [109]. Przeciwciała wytwarzane w drogach rodnych kobiety mogą unieruchamiać plemni­ki, zakłócać procesy zapłodnienia, a także hamować prze­bieg reakcji następujących po zapłodnieniu [97]. Wysokie stężenia IgG i IgA uczestniczących w aglutynacji plemni­ków, nieprawidłowości w budowie główki plemnika oraz znacznie niższe stężenie białek akrosomalnych, częściej ob­serwuje się u pacjentów z nieprawidłowymi parametrami nasienia, niż u pacjentów normozoospermicznych [108].

Ekspresja niektórych glikoprotein, jak np. Izumo, niezbędna jest do fuzji gamet [44,50]. Izumo, to powszechnie wystę­pująca, specyficzna glikoproteina błonowa, zlokalizowana w rejonie akrosomu. Zawiera ona jedną domenę zewną­trzkomórkową, która sekwencją aminokwasową przypo­mina immunoglobuliny oraz przypuszczalnie jedno miej­sce glikozylacji. Przeciwciała skierowane przeciw jednemu z segmentów białka Izumo, mimo że nie mają wpływu na ruchliwość plemnika, utrudniają zespolenie gamet, a sto­pień zahamowania fuzji plemnika z oolemmą jest propor­cjonalny do ich stężenia. Ponadto wyżej wspomniany seg­ment białka Izumo ma zdolność zmniejszania reaktywności skierowanych przeciw niemu przeciwciał. Ze względu na swoistość ekspresji białek Izumo na błonie plemników i ich istotnej roli w procesie fuzji plemnika do komórki jajowej, białka te mogą się stać nowym antygenem wykorzystywa­nym w immunoantykoncepcji [112].

Podsumowanie

Oddziaływanie gamet jest skomplikowaną reakcją, w któ­rą zaangażowanych jest wiele czynników i mechanizmów, a ich poznanie ma wartość nie tylko merytoryczną, ale również praktyczną. W rzeczywistości rolę odgrywają zarówno czynniki makro- jak i mikroskopowe. Stwarza to ogromne możliwości diagnostyczne, co jest tym cen­niejsze, że idiopatyczne przyczyny niepłodności stanowią wciąż spory odsetek spośród pozostałych, znanych przy­czyn. Na każdym etapie zapłodnienia, tj. podczas kapacy­tacji plemników, rozpoznania gamet, reakcji akrosomalnej, penetracji osłonki przejrzystej, fuzji gamet czy blokady po­lispermii, może się zdarzyć reakcja niefizjologiczna, która może stać się przyczyną niemożności poczęcia dziecka.

W rzeczywistości na niepłodność składa się wiele bardzo złożonych procesów, które niejednokrotnie trudno w peł­ni zdiagnozować.

PIŚMIENNICTWO

[1] Adeoya-Osiguwa S.A., Fraser L.R.: Evidence for Ca²⁺-dependent ATPase activity, stimulated by decapacitation factor and calmodulin, in mouse sperm. Mol. Reprod. Dev., 1996; 44: 111-120
[PubMed]  

[2] Adham I.M., Nayernia K., Engel W.: Spermatozoa lacking acrosin protein show delayed fertilization. Mol. Reprod. Dev., 1997; 46: 370-376
[PubMed]  

[3] Anderson D.J., Abbott A.F., Jack R.M.: The role of complement component C3b and its receptors in sperm-oocyte interaction. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1993; 90: 10051-10055
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[4] Asquith K.L., Baleato R.M., McLaughlin E.A., Nixon B., Aitken R.J.: Tyrosine phosphorylation activates surface chaperones facilitating sperm-zona recognition. J. Cell Sci., 2004; 117: 3645-3657
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[5] Bailey J.L.: Factors regulating sperm capacitation. Syst. Biol. Reprod. Med., 2010; 56: 334-348
[PubMed]  

[6] Bi Y., Xu W.M., Wong H.Y., Zhu H., Zhou Z.M., Chan H.C., Sha J.H.: NYD-SP27, a novel intrinsic decapacitation factor in sperm. Asian J. Androl., 2009; 11: 229-239
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[7] Blobel C.P.: Functional processing of fertilin: evidence for a critical role of proteolysis in sperm maturation and activation. Rev. Reprod., 2000; 5: 75-83
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[8] Bronson R.A., Fusi F.M.: Integrins and human reproduction. Mol. Hum. Reprod., 1996; 2: 153-168
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[9] Bronson R.A., Fusi F., Cooper G.W., Phillips D.M.: Antisperm antibodies induce polyspermy by promoting adherence of human sperm to zona-free hamster eggs. Hum. Reprod., 1990; 5: 690-696
[PubMed]  

[10] Bronson R.A., Fusi F.M., Fleit H.B.: Monoclonal antibodies identify Fc gamma receptors on unfertilized human oocytes but not spermatozoa. J. Reprod. Immunol., 1992; 21: 293-307
[PubMed]  

[11] Bronson R., Peresleni T., Golightly M., Preissner K.: Vitronectin is sequestered within human spermatozoa and liberated following the acrosome reaction. Mol. Hum. Reprod., 2000; 6: 977-982
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[12] Bubko I., Gruber B.M., Anuszewska E.L.: Rola proteasomu w terapii chorób nieuleczalnych. Postępy Hig. Med. Dośw., 2010; 64: 314-325
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[13] Buffone M.G., Foster J.A., Gerton G.L.: The role of the acrosomal matrix in fertilization. Int. J. Dev. Biol., 2008; 52: 511-522
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[14] Carlson A.E., Quill T.A., Westenbroek R.E., Schuh S.M., Hille B., Babcock D.F.: Identical phenotypes of CatSper1 and CatSper2 null sperm. J. Biol. Chem., 2005; 280: 32238-32244
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[15] Carnegie G.K., Means C.K., Scott J.D.: A-kinase anchoring proteins: from protein complexes to physiology and disease. IUBMB Life, 2009; 61: 394-406
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[16] Carr D.W., Newell A.E.: The role of A-kinase anchoring proteins (AKaps) in regulating sperm function. Soc. Reprod. Fertil. Suppl., 2007; 63: 135-141
[PubMed]  

[17] Cervoni F., Oglesby T.J., Adams E.M., Milesifluet C., Nickells M., Fenichel P., Atkinson J.P., Hsi B.L.: Identification and characterization of membrane cofactor protein of human spermatozoa. J. Immunol., 1992; 148: 1431-1437
[PubMed]  

[18] Chalabi S., Easton R.L., Patankar M.S., Lattanzio F.A., Morrison J.C., Panico M., Morris H.R., Dell A., Clark G.F.: The expression of free oligosaccharides in human seminal plasma. J. Biol. Chem., 2002; 277: 32562-32570
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[19] Chiu P.C., Chung M.K., Tsang H.Y., Koistinen R., Koistinen H., Seppälä M., Lee K.F., Yeung W.S.: Glycodelin-S in human seminal plasma reduces cholesterol efflux and inhibits capacitation of spermatozoa. J. Biol. Chem., 2005; 280: 25580-25589
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[20] Clayton R., Moore H.: Experimental models to investigate the pathology of antisperm antibodies: approaches and problems. Hum. Reprod. Update, 2001; 7: 457-459
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[21] Cohen N., Wassarman P.M.: Association of egg zona pellucida glycoprotein mZP3 with sperm protein sp56 during fertilization in mice. Int. J. Dev. Biol., 2001; 45: 569-576
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[22] Cohen-Dayag A., Tur-Kaspa I., Dor J., Mashiach S., Eisenbach M.: Sperm capacitation in humans is transient and correlates with chemotactic responsiveness to follicular factors. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995; 92: 11039-11043
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[23] Coonrod S.A., Herr J.C., Westhusin M.E.: Inhibition of bovine fertilization in vitro by antibodies to SP-10. J. Reprod. Fertil., 1996; 107: 287-297
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[24] Costello S., Michelangeli F., Nash K., Lefievre L., Morris J., Machado-Oliveira G., Barratt C., Kirkman-Brown J., Publicover S.: Ca²⁺-stores in sperm: their identities and functions. Reproduction, 2009; 138: 425-437
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[25] Coy P., Avilés M.: What controls polyspermy in mammals, the oviduct or the oocyte? Biol. Rev. Camb. Philos. Soc., 2010; 85: 593-605
[PubMed]  

[26] Dale B., DeFelice L.J., Ehrenstein G.: Injection of a soluble sperm fraction into sea-urchin eggs triggers the cortical reaction. Experientia, 1985; 41: 1068-1070
[PubMed]  

[27] de Lamirande E.: Semenogelin, the main protein of the human semen coagulum, regulates sperm function. Semin. Thromb. Hemost., 2007; 33: 60-68
[PubMed]  

[28] de Lamirande E., Gagnon C.: The extracellular signal-regulated kinase (ERK) pathway is involved in human sperm function and modulated by the superoxide anion. Mol. Hum. Reprod., 2002; 8: 124-135
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[29] Fiedler S.E., Bajpai M., Carr D.W.: Identification and characterization of RHOA-interacting proteins in bovine spermatozoa. Biol. Reprod., 2008; 78: 184-192
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[30] Flesch F.M., Brouwers J.F., Nievelstein P.F., Verkleij A.J., van Golde L.M., Colenbrander B., Gadella B.M.: Bicarbonate stimulated phospholipid scrambling induces cholesterol redistribution and enables cholesterol depletion in the sperm plasma membrane. J. Cell Sci., 2001; 114: 3543-3555
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[31] Florman H.M., Ducibella T.: Fertilization in mammals. W: The Knobil and Neill’s Physiology of Reproduction, red.: J. D. Neill. Elsevier, New York 2006, 55-112

[32] Frączek M., Kurpisz M.: System redoks w nasieniu męskim i peroksydacyjne uszkodzenia plemników. Postępy Hig. Med. Dośw., 2005; 59: 523-534
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[33] Fraser L.R.: Interactions between a decapacitation factor and mouse spermatozoa appear to involve fucose residues and a GPI-anchored receptor. Mol. Reprod. Dev., 1998; 51: 193-202
[PubMed]  

[34] Fusi F., Bronson R.A., Hong Y., Ghebrehiwet B.: Complement component C1q and its receptor are involved in the interaction of human sperm with zona-free hamster eggs. Mol. Reprod. Dev., 1991; 29: 180-188
[PubMed]  

[35] Fusi F.M., Lorenzetti I., Vignali M., Bronson R.A.: Sperm surface proteins after capacitation. Expression of vitronectin on the spermatozoan head and laminin on the sperm tail. J. Androl., 1992; 13: 488-497
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[36] Ganguly A., Bukovsky A., Sharma R.K., Bansal P., Bhandari B., Gupta S.K.: In humans, zona pellucida glycoprotein-1 binds to spermatozoa and induces acrosomal exocytosis. Hum. Reprod., 2010; 25: 1643-1656
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[37] Gardner A.J., Evans J.P.: Mammalian membrane block to polyspermy: new insights into how mammalian eggs prevent fertilisation by multiple sperm. Reprod. Fertil. Dev., 2006; 18: 53-61
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[38] Gerton G.L.: Function of the sperm acrosome. W: Fertilization, red.: D.M. Hardy. Academic Press, San Diego 2002, 265-302
[Abstract]  

[39] Gibbons R., Adeoya-Osiguwa S.A., Fraser L.R.: A mouse sperm decapacitation factor receptor is phosphatidylethanolamine-binding protein 1. Reproduction, 2005; 130: 497-508
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[40] Goldman R., Ferber E., Zort U.: Reactive oxygen species are involved in the activation of cellular phospholipase A2. FEBS Lett., 1992; 309: 190-192
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[41] Guenther M.G., Yu J., Kao G.D., Yen T.J., Lazar M.A.: Assembly of the SMRT-histone deacetylase 3 repression complex requires the TCP-1 ring complex. Genes Dev., 2002; 16: 3130-3135
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[42] Hamatani T., Tanabe K., Kamei K., Sakai N., Yamamoto Y., Yoshimura Y.: A monoclonal antibody to human SP-10 inhibits in vitro the binding of human sperm to hamster oolemma but not to human Zona pellucida. Biol. Reprod., 2000; 62: 1201-1208
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[43] Harrison R.A., Gadella B.M.: Bicarbonate-induced membrane processing in sperm capacitation. Theriogenology, 2005; 63: 342-351
[PubMed]  

[44] Hayasaka S., Terada Y., Inoue N., Okabe M., Yaegashi N., Okamura K.: Positive expression of the immunoglobulin superfamily protein IZUMO on human sperm of severely infertile male patients. Fertil. Steril., 2007; 88: 214-216
[PubMed]  

[45] Honda A., Yamagata K., Sugiura S., Watanabe K., Baba T.: A mouse serine protease TESP5 is selectively included into lipid rafts of sperm membrane presumably as a glycosylphosphatidylinositol-anchored protein. J. Biol. Chem., 2002; 277: 16976-16984
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[46] Hoshi K., Sasaki H., Yanagida K., Sato A., Tsuiki A.: Localization of fibronectin on the surface of human spermatozoa and relation to the sperm-egg interaction. Fertil. Steril., 1994; 61: 542-547
[PubMed]  

[47] Howes L., Jones R.: Interactions between zona pellucida glycoproteins and sperm proacrosin/acrosin during fertilization. J. Reprod. Immunol., 2002; 53: 181-192
[PubMed]  

[48] Huang Y.H., Kuo S.P., Lin M.H., Shih C.M., Chu S.T., Wei C.C., Wu T.J., Chen Y.H.: Signals of seminal vesicle autoantigen suppresses bovine serum albumin-induced capacitation in mouse sperm. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2005; 338: 1564-1571
[PubMed]  

[49] Idahl A., Abramsson L., Kumlin U., Liljeqvist J.A., Olofsson J.I.: Male serum Chlamydia trachomatis IgA and IgG, but not heat shock protein 60 IgG, correlates with negatively affected semen characteristics and lower pregnancy rates in the infertile couple. Int. J. Androl., 2007; 30: 99-107
[PubMed]  

[50] Ikawa M., Inoue N., Benham A.M., Okabe M.: Fertilization: a sperm’s journey to and interaction with the oocyte. J. Clin. Invest., 2010; 120: 984-994
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[51] Infante R.E., Wang M.L., Radhakrishnan A., Kwon H.J., Brown M.S., Goldstein J.L.: NPC2 facilitates bidirectional transfer of cholesterol between NPC1 and lipid bilayers, a step in cholesterol egress from lysosomes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2008; 105: 15287-15292
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[52] Kątnik-Prastowska I.: Struktura i biologia kwasów sjalowych. Adv. Clin. Exp. Med., 2003; 12: 653-663
[Full Text PDF]  

[53] Kątnik-Prastowska I., Kratz E.M., Faundez R., Chełmońska-Soyta A.: Lower expression of the α2,3-sialylated fibronectin glycoform and appearance of the asialo-fibronectin glycoform are associated with high concentrations of fibronectin in human seminal plasma with abnormal semen parameters. Clin. Chem. Lab. Med., 2006; 44: 1119-1125
[PubMed]  

[54] Kątnik-Prastowska I., Przybysz M., Chełmońska-Soyta A.: Fibronectin fragments in human seminal plasma. Acta Biochim. Pol., 2005; 52: 557-560
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[55] Kato Y., Shoei S., Nagao Y.: Capacitation status of activated bovine sperm cultured in media containing methyl-β-cyclodextrin affects the acrosome reaction and fertility. Zygote, 2011; 19: 21-30
[PubMed]  

[56] Kawano N., Yoshida K., Miyado K., Yoshida M.: Lipid rafts: keys to sperm maturation, fertilization, and early embryogenesis. J. Lipids, 2011; 2011: 264706
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[57] Kawano N., Yoshida M.: Semen-coagulating protein, SVS2, in mouse seminal plasma controls sperm fertility. Biol. Reprod., 2007; 76: 353-361
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[58] Kratz E., Poland D.C., van Dijk W., Kątnik-Prastowska I.: Alterations of branching and differential expression of sialic acid on alpha-1-acid glycoprotein in human seminal plasma. Clin. Chim. Acta, 2003; 331: 87-95
[PubMed]  

[59] Kratz E.M., Faundez R., Kątnik-Prastowska I.: Fucose and sialic acid expressions in human seminal fibronectin and α₁-acid glycoprotein associated with leukocytospermia of infertile men. Dis. Markers, 2011; 31: 317-325
[Abstract]  

[60] Lefievre L., Conner S.J., Salpekar A., Olufowobi O., Ashton P., Pavlovic B., Lenton W., Afnan M., Brewis I.A., Monk M., Hughes D.C., Barratt C.L.: Four zona pellucida glycoproteins are expressed in the human. Hum. Reprod., 2004; 19: 1580-1586
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[61] Li Y.F., He W., Mandal A., Kim Y.H., Digilio L., Klotz K., Flickinger C.J., Herr J.C., Herr J.C.: CABYR binds to AKAP3 and Ropporin in the human sperm fibrous sheath. Asian J. Androl., 2011; 13: 266-274
[PubMed]  

[62] Lilja H., Oldbring J., Rannevik G., Laurell C.B.: Seminal vesicle-secreted proteins and their reactions during gelation and liquefaction of human semen. J. Clin. Invest., 1987; 80: 281-285
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[63] Lu C.H., Lee R.K., Hwu Y.M., Chu S.L., Chen Y.J., Chang W.C., Lin S.P., Li S.H.: SERPINE2, a serine protease inhibitor extensively expressed in adult male mouse reproductive tissues, may serve as a murine sperm decapacitation factor. Biol. Reprod., 2011; 84: 514-525
[PubMed]  

[64] Luconi M., Cantini G., Baldi E., Forti G.: Role of a-kinase anchoring proteins (AKAPs) in reproduction. Front. Biosci., 2011; 16: 1315-1330
[PubMed]  

[65] Luo C.W., Lin H.J., Chen Y.H.: A novel heat-labile phospholipid-binding protein, SVS VII, in mouse seminal vesicle as a sperm motility enhancer. J. Biol. Chem., 2001; 276: 6913-6921
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[66] Maehashi E., Sato C., Ohta K., Harada Y., Matsuda T., Hirohashi N., Lennarz W.J., Kitajima K.: Identification of the sea urchin 350-kDa sperm-binding protein as a new sialic acid-binding lectin that belongs to the heat shock protein 110 family: implication of its binding to gangliosides in sperm lipid rafts in fertilization. J. Biol. Chem., 2003; 278: 42050-42057
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[67] Marianowski P.: Molekularne aspekty procesu zapłodnienia. Nowa Medycyna-Ginekologia VII, 1999; 6: 5-6 (25.07.2011)
http://www.czytelniamedyczna.pl/1201,molekularne-aspekty-procesu-zaplodnienia.html

[68] Miller D.J., Shi X., Burkin H.: Molecular basis of mammalian gamete binding. Recent Prog. Horm. Res., 2002; 57: 37-73
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[69] Mitchell L.A., Nixon B., Aitken R.J.: Analysis of chaperone proteins associated with human spermatozoa during capacitation. Mol. Hum. Reprod., 2007; 13: 605-613
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[70] Miyado K., Yamada G., Yamada S., Hasuwa H., Nakamura Y., Ryu F., Suzuki K., Kosai K., Inoue K., Ogura A., Okabe M., Mekada E.: Requirement of CD9 on the egg plasma membrane for fertilization. Science, 2000; 287: 321-324
[PubMed]  

[71] Moore G.D., Kopf G.S., Schultz R.M.: Complete mouse egg activation in the absence of sperm by stimulation of an exogenous G protein-coupled receptor. Dev. Biol., 1993; 159: 669-678
[PubMed]  

[72] Naaby-Hansen S., Herr J.C.: Heat shock proteins on the human sperm surface. J. Reprod. Immunol., 2010; 84: 32-40
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[73] Naaby-Hansen S., Mandal A., Wolkowicz M.J., Sen B., Westbrook V.A., Shetty J., Coonrod S.A., Klotz K.L., Kim Y.H., Bush L.A., Flickinger C.J., Herr J.C.: CABYR, a novel calcium-binding tyrosine phosphorylation-regulated fibrous sheath protein involved in capacitation. Dev. Biol., 2002; 242: 236-254
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[74] Nassar A., Mahony M., Morshedi M., Lin M.H., Srisombut C., Oehninger S.: Modulation of sperm tail protein tyrosine phosphorylation by pentoxifylline and its correlation with hyperactivated motility. Fertil. Steril., 1999; 71: 919-923
[PubMed]  

[75] Navarro B., Kirichok Y., Chung J.J., Clapham D.E.: Ion channels that control fertility in mammalian spermatozoa. Int. J. Dev. Biol., 2008; 52: 607-613
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[76] Naz R.K., Rajesh P.B.: Role of tyrosine phosphorylation in sperm capacitation/acrosome reaction. Reprod. Biol. Endocrinol., 2004; 2: 75
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[77] Naz R.K., Zhu X.: Molecular cloning and sequencing of cDNA encoding for human FA-1 antigen. Mol. Reprod. Dev., 2002; 63: 256-268
[PubMed]  

[78] Nixon B., Bielanowicz A., McLaughlin E.A., Tanphaichitr N., Ensslin M.A., Aitken R.J.: Composition and significance of detergent resistant membranes in mouse spermatozoa. J. Cell. Physiol., 2009; 218: 122-134
[PubMed]  

[79] Nixon B., MacIntyre D.A., Mitchell L.A., Gibbs G.M., O’Bryan M., Aitken R.J.: The identification of mouse sperm-surface-associated proteins and characterization of their ability to act as decapacitation factors. Biol. Reprod., 2006; 74: 275-287
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[80] Pandey U.B., Nie Z., Batlevi Y., McCray B.A., Ritson G.P., Nedelsky N.B., Schwartz S.L., DiProspero N.A., Knight M.A., Schuldiner O., Padmanabhan R., Hild M., Berry D.L., Garza D., Hubbert C.C., Yao T.P., Baehrecke E.H., Taylor J.P.: HDAC6 rescues neurodegeneration and provides an essential link between autophagy and the UPS. Nature, 2007; 447: 859-863
[PubMed]  

[81] Pankov R., Yamada K.M.: Fibronectin at a glance. J. Cell Sci., 2002; 115: 3861-3863
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[82] Patrat C., Serres C., Jouannet P.: Induction of a sodium ion influx by progesterone in human spermatozoa. Biol. Reprod., 2000; 62: 1380-1386
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[83] Perez-Reyes E.: Molecular physiology of low-voltage-activated t-type calcium channels. Physiol. Rev., 2003; 83: 117-161
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[84] Pike L.J.: Rafts defined: a report on the Keystone Symposium on Lipid Rafts and Cell Function. J. Lipid Res., 2006; 47: 1597-1598
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[85] Poland D.C., Kratz E., Vermeiden J.P., De Groot S.M., Bruyneel B., De Vries T., Van Dijk W.: High level of α₁-acid glycoprotein in human seminal plasma is associated with high branching and expression of Lewis(a) groups on its glycans: supporting evidence for a prostatic origin. Prostate, 2002; 52: 34-42
[PubMed]  

[86] Redgrove K.A., Anderson A.L., Dun M.D., McLaughlin E.A., O’Bryan M.K., Aitken R.J., Nixon B.: Involvement of multimeric protein complexes in mediating the capacitation-dependent binding of human spermatozoa to homologous zonae pellucidae. Dev. Biol., 2011; 356: 460-474
[PubMed]  

[87] Reid A.T., Redgrove K., Aitken R.J., Nixon B.: Cellular mechanisms regulating sperm-zona pellucida interaction. Asian J. Androl., 2011; 13: 88-96
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[88] Rejraji H., Sion B., Prensier G., Carreras M., Motta C., Frenoux J.M., Vericel E., Grizard G., Vernet P., Drevet J.R.: Lipid remodeling of murine epididymosomes and spermatozoa during epididymal maturation. Biol. Reprod., 2006; 74: 1104-1113
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[89] Rockwell P.L., Storey BT.: Kinetics of onset of mouse sperm acrosome reaction induced by solubilized zona pellucida: fluorimetric determination of loss of pH gradient between acrosomal lumen and medium monitored by dapoxyl (2-aminoethyl) sulfonamide and of intracellular Ca²⁺ changes monitored by fluo-3. Mol. Reprod. Dev., 2000; 55: 335-349
[PubMed]  

[90] Roldan E.R., Shi Q.X.: Sperm phospholipases and acrosomal exocytosis. Front. Biosci., 2007; 12: 89-104
[PubMed]  

[91] Roudebush W.E., Massey J.B., Elsner C.W., Shapiro D.B., Mitchell-Leef D., Kort H.I.: The significance of platelet-activating factor and fertility in the male primate: a review. J. Med. Primatol., 2005; 34: 20-24
[PubMed]  

[92] Sakkas D., Leppens-Luisier G., Lucas H., Chardonnens D., Campana A., Franken D.R., Urner F.: Localization of tyrosine phosphorylated proteins in human sperm and relation to capacitation and zona pellucida binding. Biol. Reprod., 2003; 68: 1463-1469
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[93] Samuel A.S., Naz R.K.: Isolation of human single chain variable fragment antibodies against specific sperm antigens for immunocontraceptive development. Hum. Reprod., 2008; 23: 1324-1337
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[94] Sathananthan A.H., Chen C.: Sperm-oocyte membrane fusion in the human during monospermic fertilization. Gamete Res., 1986; 15: 177-186
[Abstract]  

[95] Selvaraj V., Asano A., Buttke D.E., McElwee J.L., Nelson J.L., Wolff C.A., Merdiushev T., Fornés M.W., Cohen A.W., Lisanti M.P., Rothblat G.H., Kopf G.S., Travis A.J.: Segregation of micron-scale membrane sub-domains in live murine sperm. J. Cell. Physiol., 2006; 206: 636-646
[PubMed]  

[96] Seppälä M., Koistinen H., Koistinen R., Chiu P.C., Yeung W.S.: Glycosylation related actions of glycodelin: gamete, cumulus cell, immune cell and clinical associations. Hum. Reprod. Update, 2007; 13: 275-287
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[97] Shibahara H., Koriyama J., Shiraishi Y., Hirano Y., Suzuki M., Koyama K.: Diagnosis and treatment of immunologically infertile women with sperm-immobilizing antibodies in their sera. J. Reprod. Immunol., 2009; 83: 139-144
[PubMed]  

[98] Shur B.D.: Reassessing the role of protein-carbohydrate complementarity during sperm-egg interactions in the mouse. Int. J. Dev. Biol., 2008; 52: 703-715
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[99] Smart E.J., Graf G.A., McNiven M.A., Sessa W.C., Engelman J.A., Scherer P.E., Okamoto T., Lisanti M.P.: Caveolins, liquid-ordered domains, and signal transduction. Mol. Cell. Biol., 1999; 19: 7289-7304
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[100] Stein K.K., Primakoff P., Myles D.: Sperm-egg fusion: events at the plasma membrane. J. Cell Sci., 2004; 117: 6269-6274
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[101] Su S.F., Wang Z.J.: Advances in the study of Semenogelin I from human seminal vesicles. Zhonghua Nan Ke Xue, 2009; 15: 364-366
[PubMed]  

[102] Suarez S.S.: Regulation of sperm storage and movement in the mammalian oviduct. Int. J. Dev. Biol., 2008; 52: 455-462
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[103] Suarez S.S., Ho H.C.: Hyperactivation of mammalian sperm. Cell. Mol. Biol., 2003; 49: 351-356
[PubMed]  

[104] Sutovsky P., Manandhar G., Mccauley T.C., Caamano J.N., Sutovsky M., Thompson W.E., Day B.N.: Proteasomal interference prevents zona pellucida penetration and fertilization in mammals. Biol. Reprod., 2004; 71: 1625-1637
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[105] Tardif S., Cormier N.: Role of zonadhesin during sperm-egg interaction: a species-specific acrosomal molecule with multiple functions. Mol. Hum. Reprod., 2011; 17: 661-668
[PubMed]  

[106] Tardif S., Wilson M.D., Wagner R., Hunt P., Gertsenstein M., Nagy A., Lobe C., Koop B.F., Hardy D.M.: Zonadhesin is essential for species specificity of sperm adhesion to the egg zona pellucida. J. Biol. Chem., 2010; 285: 24863-24870
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[107] Tesarik J.: Comparison of acrosome reaction inducing activities of human cumulus oophorus, follicular fluid and ionophore A23187 in human sperm populations of propen fertilizing ability in vitro. J. Reprod. Fertil., 1985; 74: 383-388
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[108] Ulcova-Gallova Z., Gruberova J., Vrzalova J., Bibkova K., Peknicova J., Micanova Z., Topolcan O.: Sperm antibodies, intra-acrosomal sperm proteins, and cytokines in semen in men from infertile couples. Am. J. Reprod. Immunol., 2009; 61: 236-245
[PubMed]  

[109] Veaute C., Liu de Y., Furlong L.I., Biancotti J.C., Baker H.W., Vazquez-Levin M.H.: Anti-human proacrosin antibody inhibits the zona pellucida (ZP)-induced acrosome reaction of ZP-bound spermatozoa. Fertil. Steril., 2010; 93: 2456-2459
[PubMed]  

[110] Visconti P.E., Westbrook V.A., Chertihin O., Demarco I., Sleight S., Diekman A.B.: Novel signaling pathways involved in sperm acquisition of fertilizing capacity. J. Reprod. Immunol., 2002; 53: 133-150
[PubMed]  

[111] Walensky L.D., Snyder S.H.: Inositol 1,4,5-trisphosphate receptors selectively localized to the acrosomes of mammalian sperm. J. Cell Biol., 1995; 130: 857-869
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[112] Wang M., Lv Z., Shi J., Hu Y., Xu C.: Immunocontraceptive potential of the Ig-like domain of Izumo. Mol. Reprod. Dev., 2009; 76: 794-801
[PubMed]  

[113] Wassarman P.M.: Mammalian fertilization: the strange case of sperm protein 56. Bioessays, 2009; 31: 153-158
[PubMed]  

[114] Wassarman P.M., Litscher E.S.: Towards the molecular basis of sperm and egg interaction during mammalian fertilization. Cells Tissues Organs, 2001; 168: 36-45
[PubMed]  

[115] Wennemuth G., Meinhardt A., Mallidis C., Albrecht M., Krause W., Renneberg H., Aumüller G.: Assessment of fibronectin as a potential new clinical tool in andrology. Andrologia, 2001; 33: 43-46
[PubMed]  

[116] Wierzbicka-Patynowski I., Schwarzbauer J.E.: The ins and outs of fibronectin matrix assembly. J. Cell Sci., 2003; 116: 3269-3276
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[117] Yamagata K., Murayama K., Okabe M., Toshimori K., Nakanishi T., Kashiwabara S., Baba T.: Acrosin accelerates the dispersal of sperm acrosomal proteins during acrosome reaction. J. Biol. Chem., 1998; 273: 10470-10474
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[118] Yano R., Matsuyama T., Kaneko T., Kurio H., Murayama E., Toshimori K., Iida H.: Bactericidal/permeability-increasing protein is associated with the acrosome region of rodent epididymal spermatozoa. J. Androl., 2010; 31: 201-214
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[119] Yauger B., Boggs N.A., Dean J.: Human ZP4 is not sufficient for taxon-specific sperm recognition of the zona pellucida in transgenic mice. Reproduction, 2011; 141: 313-319
[PubMed]  

[120] Yeung W.S., Lee K.F., Koistinen R., Koistinen H., Seppälä M., Chiu P.C.: Effects of glycodelins on functional competence of spermatozoa. J. Reprod. Immunol., 2009; 83: 26-30
[PubMed]  

[121] Yonezawa N., Kanai S., Nakano M.: Structural significance of N-glycans of the zona pellucida on species-selective recognition of spermatozoa between pig and cattle. Soc. Reprod. Fertil. Suppl., 2007; 63: 217-228
[PubMed]  

[122] Yoshida M., Kawano N., Yoshida K.: Control of sperm motility and fertility: diverse factors and common mechanisms. Cell. Mol. Life Sci., 2008; 65: 3446-3457
[PubMed]  

[123] Zini A., Phillips S., Lefebvre J., Baazeem A., Bissonnette F., Kadoch I.J., Gabriel M.S.: Anti-sperm antibodies are not associated with sperm DNA damage: a prospective study of infertile men. J. Reprod. Immunol., 2010; 85: 205-208
[PubMed]  

Autorki deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Pełna treść artykułu