Metylacja DNA a otyłość prosta
Małgorzata Pokrywka 1 , Beata Kieć-Wilk 2 , Anna Polus 3 , Iwona Wybrańska 4Abstrakt
W alarmującym tempie rośnie na świecie (zwłaszcza w krajach rozwiniętych i rozwijających się) liczba osób z nadwagą i otyłością. Otyłość jest ważnym czynnikiem ryzyka cukrzycy, chorób układu krążenia, nowotworów i w konsekwencji przedwczesnej śmierci. Na rozwój otyłości wpływają zarówno uwarunkowania genetyczne, jak i czynniki środowiskowe, do których zaliczają się zmniejszona aktywność fizyczna i nieprawidłowe nawyki żywieniowe. W ciągu kilku ostatnich lat opisano wiele epigenetycznych, czyli wpływających na ekspresję genów, ale niezwiązanych z modyfikacją pierwszorzędowej sekwencji DNA zmian towarzyszących np. starzeniu się organizmu, chorobom czy otyłości. Do procesów epigenetycznych należą m.in.: metylacja DNA, modyfikacje histonów, tj. acetylacja, metylacja, fosforylacja, ubikwitynacja i sumoilacja oraz synteza niekodującego mikroRNA (miRNA). W pracy przedstawiono poznane dotychczas, związane z rozwojem i powikłaniami otyłości, zmiany w profilu metylacji DNA.
Mechanizm metylacji DNA
Termin epigenetyka odnosi się do procesów zmieniających ekspresję genów, niezwiązanych z modyfikacją pierwszorzędowej sekwencji DNA (polimorfizmy, mutacje itp.) [78]. Zmiany epigenetyczne obejmują: metylację DNA, modyfikacje histonów, tj. acetylację, metylację, fosforylację, ubikwitynację i sumoilację oraz syntezę niekodującego mikroRNA (miRNA) [27]. W pracy przedstawiono jedną z najczęściej opisywanych, w związku z otyłością, epigenetycznych modyfikacji – metylację DNA.
Metylacja DNA polega na przeniesieniu grupy metylowej z donora (najczęściej S-adenozynometioniny, SAM) na atom węgla znajdujący się w pozycji 5 pierścienia pirymidynowego cytozyny, w reakcji katalizowanej przez DNA metylotransferazy (DNMT) [85]. DNMT po związaniu DNA prowadzą do „wywinięcia” cytozyny poza helisę DNA (base flipping), co ułatwia przyłączenie grupy metylowej [14]. U ssaków metylacji podlegają prawie wyłącznie cytozyny znajdujące się w układzie dinukleotydu CpG (cytozyna-fosforan-guanina) [13] (ryc. 1).
W przypadku komórek embrionalnych, a także indukowanych pluripotentnych komórek macierzystych – iPS (induced pluripotent stem cell) obserwuje się też metylację cytozyn niesąsiadujących z guaniną [52,86]. Metylacja w obrębie CpG sprawia, że modyfikacji ulegają symetrycznie obydwie przeciwrównoległe nici DNA. U ssaków około 70% CpG podlega metylacji [59]. Obecność tej modyfikacji DNA wiąże się jednak z częstszymi mutacjami w genomie, 5-metylocytozyna (5mC) ulega bowiem łatwo spontanicznej deaminacji do tyminy. Jeśli zmiana nie zostanie w porę rozpoznana i naprawiona przez tzw. system naprawy źle sparowanych nukleotydów (mismach repair), może doprowadzić do utrwalenia tranzycji C-G w T-A. Przypuszcza się, że kumulacja takich punktowych mutacji w czasie ewolucji jest częściowo odpowiedzialna za zjawisko rzadszego, niż wynikałoby to z szacunków, występowania dinukleotydów CpG w genomie [45,59]. W DNA pojawiają się jednak miejsca, w których doszło do nagromadzenia CpG, są to tzw. wysepki CpG (CpG islands) [16], które są bardzo często umiejscowione w obrębie promotorów genów. W przybliżeniu 70% opisanych promotorów genów (właściwie wszystkich genów aktywnych konstytutywnie – housekeeping genes, a także części genów swoistych tkankowo, jak i genów regulujących rozwój organizmu) zawiera w swojej sekwencji wysepki CpG [16,66]. Wysepki CpG przeważnie nie są metylowane, niezależnie od aktywności genów, chociaż występują wyjątki [8,33]. Analiza metylacji DNA 16 000 promotorów ludzkich genów w komórkach somatycznych metodą immunoprecypitacji zmetylowanego DNA (MeDIP) w połączeniu z mikromacierzą DNA o wysokiej rozdzielczości wykazała, że duża liczba wysepek CpG znajdujących się w obrębie promotorów jest niezmetylowana (mówi się wtedy o tzw. hipometylowanym DNA; w przeciwieństwie do silnie metylowanego tzw. hipermetylowanego DNA), nawet kiedy gen jest transkrypcyjnie nieaktywny [77].
S-adenozynometionina jako donor grup metylowych w procesie metylacji DNA
Donorem grup metylowych w komórce jest głównie S-adenozylometionina (SAM). Związek ten powstaje za pośrednictwem bezpośredniej aktywacji metioniny dostarczanej z pożywieniem lub w wyniku przekształceń homocysteiny z udziałem folianów [70]. W organizmie człowieka foliany ulegają przekształceniu w biologicznie aktywną postać – kwas tetrahydrofoliowy (THF) w dwustopniowej reakcji katalizowanej przez reduktazę dihydrofolianową. THF z pomocą witaminy B6 jest konwertowany do 5,10 – metylotetrahydrofolianu (MTHF), a następnie przez reduktazę MTHF z udziałem witaminy B2 do 5-metyloTHF [61]. 5-metyloTHF jest donorem grupy metylowej w reakcji konwersji homocysteiny do metioniny, katalizowanej przez syntazę metioniny w obecności witaminy B12 [3,24]. Metionina ulega dalszej aktywacji do S-adenozylometioniny z udziałem adenozylotransferazy metioninowej. SAM – donor grupy metylowej w reakcji katalizowanej przez metylotransferazy przekształca się do S-adenozylohomocysteiny (SAH), zwią- zek ten może być dalej hydrolizowany do homocysteiny przez hydrolazę SAH. SAH jest potencjalnym kompetycyjnym inhibitorem metylacji (w tym metylacji DNA), dlatego ważne jest sprawne usuwanie tego związku ze środowiska reakcji [22,54].
Aktywność metylotransferaz DNA
W komórkach ssaków opisano trzy aktywne enzymatycznie DNA metylotransferazy: DNMT1, DNMT3A oraz DNMT3B. Metylotransferazy odpowiadają za metylację de novo oraz za metylację zachowawczą, związaną z przekazywaniem informacji epigenetycznej do komórek potomnych, powstających po podziale mitotycznym [42] (ryc. 2).
DNMT3A i DNMT3B odpowiadają przede wszystkim za metylację de novo. Istnieją jednak doniesienia świadczące, że mogą brać udział również w metylacji zachowawczej [37,56]. Wspomagane są przez homologiczne, lecz niemające aktywności katalitycznej białko DNMT3L, które ułatwia wiązanie enzymów do DNA i stymuluje ich aktywność [71]. DNMT3A i DNMT3B pełnią różne funkcje w czasie rozwoju organizmu, o czym świadczą wyniki badań prowadzonych na myszach z nokautem konkretnego enzymu [12,28]. Myszy wykazywały zróżnicowane defekty i ginęły na różnych stadiach rozwoju w zależności od tego, której z dwu DNA metylotransferaz nie wytwarzały [13]. DNMT3A oraz nieaktywne katalitycznie białko DNMT3L są głównymi czynnikami odpowiedzialnymi za ustanowienie piętna rodzicielskiego [43,58]. DNMT1 odpowiada z kolei za metylację zachowawczą, ale ma również zdolność do metylacji de novo [6,41]. Demetylaza ta wykazuje około 15-40 razy większe powinowactwo do hemimetylowanego DNA w porównaniu z DNA niezmetylowanym [36]. O hemimetylowanym DNA mówi się najczęściej, kiedy po procesie replikacji DNA, „stara” nić matrycowa jest zmetylowana, natomiast komplementarna – nowo zsyntetyzowana nić, jeszcze nie [37]. W proces rozpoznawania przez DNMT1 miejsc hemimetylowanych jest zaangażowane białko UHRF1 [2]. Jak wykazano homozygotyczna delecja genu Dnmt1 u myszy jest letalna już na etapie rozwoju zarodkowego i powoduje 80% redukcję globalnej metylacji DNA w komórkach zarodka, w tym w embrionalnych komórkach macierzystych (ESC). Wyizolowane mysie ESC z nokautem Dnmt1 charakteryzują się prawidłowym wzrostem, ale zamierają po indukcji różnicowania. Mysie fibroblasty z wyciszonym genem Dnmt1 giną natomiast po kilku podziałach [50,51].
Wpływ metylacji DNA na wyciszenie ekspresji genów
Metylacja DNA jest ważnym mechanizmem wyciszają- cym ekspresję genów. Ważną jej rolą jest ochrona przed ekspresją transpozonów. Odpowiada również za piętno rodzicielskie (genomic imprinting) i inaktywację chromosomu X [52,83]. Wykazano, że na wyciszenie ekspresji genu wpływa głównie metylacja jego miejsc promotorowych i enhancerowych. Natomiast metylacja samego genu (gene body) wpływa pozytywnie na jego transkrypcję [44].
Są co najmniej dwa mechanizmy, dzięki którym metylacja może zablokować ekspresję genów. Metylacja prowadzi do represji transkrypcji genów bezpośrednio, blokując czynnikom transkrypcyjnym dostęp do docelowej sekwencji DNA lub pośrednio, w wyniku oddziaływania z białkami MBD (methyl-CpG binding proteins), do których należą m.in.: MBD1, MBD2, MBD3, MBD4, MeCP₂ i Keiso. Białka MBD rekrutują białka modyfikujące histony, w tym deacetylazy histonów (HDAC), które promują kondensację chromatyny i dalszą represję genu [47,60]. Proces metylacji DNA jest, jak się okazuje, skorelowany z modyfikacjami histonów, konkretnie z brakiem metylacji histonu H3K4 a obecnością metylacji histonu H3K9. Uważa się, że metylacja lizyny 4 histonu H3 chroni promotory genów przed metylacją de novo w komórkach somatycznych. Demetylacja H3K4 wydaje się krytyczna dla nałożenia imprintingu w czasie oogenezy. Niedawno odkryto, że DNMT3L rozpoznaje niemetylowaną lizynę 4 histonu H3 i indukuje metylację de novo przez rekrutację lub aktywację DNMT3A [39,43,58].
Demetylacja jako proces istotny w utrzymaniu prawidłowego wzrostu metylacji genów
Badania ostatnich dziesięciu lat wykazały, że metylacja DNA jest procesem bardziej dynamicznym niż dotychczas przypuszczano [80]. W utrzymaniu prawidłowego wzoru metylacji DNA ważną rolę odgrywa proces demetylacji, niezbędny w czasie reaktywacji wyciszonych genów lub błędnie zmetylowanych zasad. Demetylacja może zachodzić pasywnie lub aktywnie. Do demetylacji pasywnej dochodzi w chwili, kiedy replikacji DNA nie towarzyszy metylacja zachowawcza, w związku z czym w drugiej rundzie replikacyjnej powstaje całkowicie niezmetylowane DNA [80].
Aktywna demetylacja zachodzi enzymatycznie, niezależ- nie od przebiegu cyklu komórkowego. Proces ten, jak wykazano, opiera się na systemie naprawy DNA–BER (Base Excision Repair) z udziałem DNA glikozylaz i jest obecnie intensywnie badany [67]. Glikozylazy są niewielkimi cząsteczkami zdolnymi do detekcji i wycięcia chemicznie zmodyfikowanych zasad w DNA, indukującymi proces naprawczy BER prowadzący do zamiany zmodyfikowanej zasady DNA zasadą niemodyfikowaną [26]. U roślin 5mC jest usuwana z udziałem specyficznych dla niej glikozydaz (np. u Arabidopsis thaliana występują takie 5mC DNA glikozydazy jak: ROS1, DME, DML2 i DML3). Dotąd nie udało się odnaleźć homologicznych enzymów w komórkach ssaków [25,85]. Badania wskazują, że w przypadku komórek ssaczych w procesie demetylacji DNA biorą udział glikozydazy MBD4 i TDG. Wykazują jednak znikomą aktywność w stosunku do 5mC, natomiast są bardzo aktywne w stosunku do tyminy sparowanej nieprawidłowo z guaniną (T:G mismach) [35,67]. Powyższe obserwacje wskazują, że u ssaków aktywna demetylacja może zachodzić w wyniku dwustopniowego procesu. Wydaje się, że pierwszym jego etapem jest deaminacja 5mC do tyminy z udziałem białek AID (activation induced cytosine deaminase) i APOBEC1 (apolipoprotein B mRNA editing enzyme, catalitic peptide 1), w wyniku czego pojawia się miejsce z błędnie sparowanymi zasadami (T:G). Zmianę rozpoznają następnie glikozydazy TDG i MBD4, które wycinając tyminę prowadzą do powstania miejsca apirymidynowego i aktywacji systemu naprawczego BER, odpowiadającego za uzupełnienie luki prawidłową niezmetylowaną cytozyną [7]. Odkrycia dotyczące 5-hydroksymetylocytozyny (5hmC) sugerują istnienie dodatkowego mechanizmu aktywnej demetylacji w komórkach ssaków. 5hmC nazywana często szóstą zasadą DNA powstaje w wyniku utlenienia 5mC przez białka TET (ten-eleven translocatio 1) [55].
Niedawne doświadczenia na komórkach móżdżku mysiego i na mysich komórkach embrionalnych pozwoliły na postawienie hipotezy, że 5hmC może być pośrednikiem w procesie usuwania 5mC. Badając macierzyste komórki embrionalne zaobserwowano, że nadekspresja TET1 prowadzi do zmniejszenia poziomu 5mC i niewielkiego wzrostu ilości niezmodyfikowanej cytozyny. Zahamowanie aktywności TET1 działa odwrotnie i powoduje globalną akumulację 5mC [72,81]. Utrata 5mC w ojcowskim materiale genetycznym zapłodnionego oocytu koreluje ze wzrostem 5hmC w samczym przedjądrzu, podczas gdy zmetylowane przedjądrze żeńskie zawiera niski poziom 5hmC [29,40,79].
Wydaje się, że 5hmC może być usuwana podobnie jak 5mC przez deaminację z udziałem białek AID/APOBEC. Potwierdzają to badania na komórkach neuronalnych, w których nadekspresja białek TET i AID prowadziła do globalnej akumulacji 5-hydroksymetylouracylu (5hmU), produktu deaminacji 5hmC [31]. W proces usuwania 5hmC są zaangażowane prawdopodobnie glikozydazy SMUG1 (single-strand selective monofunctional uracil DNA glycosylase1) i TDG mające silne powinowactwo do nieprawidłowo sparowanych zasad 5hmU:G [15,31]. Bardzo prawdopodobne, że ten szlak demetylacji obejmuje również dalsze modyfikacje 5hmC do 5-formylocytozyny (5fC) i 5-karboksycytozyny (5caC). Obie modyfikacje zidentyfikowano w genomie [9]. Przyjęto możliwość, że 5fC i 5caC ulegają bezpośredniej konwersji do cytozyny, jednak dotychczas nie udało się zidentyfikować żadnego enzymu mogącego powodować taką reakcję. Wykazano, że glikozydaza TDG może wykazywać aktywność również w stosunku do 5fC i 5caC, jest więc prawdopodobne, że i w tym przypadku dochodzi do aktywacji systemu BER [34,53].
Ogólne zmiany w profilu metylacji DN
U ssaków w ciągu całego życia dochodzi dwukrotnie do globalnego przeprogramowania wzorca metylacji DNA. Odbywa się to w komórkach prapłciowych (primordial germ cells, PGCs). DNA komórek PGC wędrujących do zawiązków gonad ulega całkowitej demetylacji, zostaje wymazany również tzw. wzór genomowego piętna rodzicielskiego polegającego na zróżnicowanej metylacji pewnych genów, w zależności od tego czy pochodzą od matki czy od ojca i wiążącego się z monoalleliczną ekspresją tych genów [63,84]. Wyjątek stanowią jednak niektóre retrotranspozony, które pozostają zmetylowane, co najprawdopodobniej zabezpiecza przed ich aktywacją i możliwością wbudowania się w nowe miejsce w genomie. Oporność na demetylację wykazują również subtelomerowe sekwencje DNA, co może mieć związek z rolą jaką pełnią w utrzymaniu stabilności chromosomów [30]. Podczas dalszego rozwoju gamet jest nakładany nowy wzór metylacji oraz nowy wzór piętna rodzicielskiego – zależny od płci. U samców nowy profil metylacji pojawia się już kilka dni od rozpoczęcia demetylacji, u samic nanoszenie nowego wzoru metylacji zostaje zakończone po urodzeniu [65].
Do kolejnej globalnej demetylacji dochodzi tuż po zapłodnieniu, z tym, że procesowi temu nie podlegają miejsca imprintowane i niektóre retrotranspozony. Zaobserwowano, że materiał genetyczny pochodzący od ojca jest bardziej zmetylowany w porównaniu z DNA matczynym. Utrata 5mC w przedjądrzu męskim zachodzi gwałtownie i jest niezależna od podziałów zygoty – stanowi klasyczny przykład procesu aktywnej demetylacji. Matczyne DNA ulega natomiast stopniowej pasywnej demetylacji w ciągu kilku pierwszych podziałów zygoty. Nowy wzór metylacji jest nanoszony tuż przed implantacją zarodka [63,69].
Metylacja DNA a otyłość
Badania epidemiologiczne wykazały, że otyłość jest ważnym czynnikiem ryzyka cukrzycy, chorób układu krążenia, nowotworów i w konsekwencji przedwczesnej śmierci [46]. Wysiłki zmierzające do ograniczenia otyłości przez dietę, ćwiczenia, edukację czy zastosowanie nielicznych leków nie są w stanie, jak dotąd, skutecznie i długofalowo rozwiązać problemu [38].
Etiologia otyłości jest złożona i wieloczynnikowa, wpływają na nią uwarunkowania genetyczne i czynniki środowiskowe obejmujące nieprawidłowe nawyki żywieniowe czy np. siedzący tryb życia. Wykazano, że u ludzi masa ciała matki koreluje z masą ciała potomstwa. Wysunięto w związku z tym hipotezę, że matczyna otyłość w czasie ciąży jest przyczyną rozwojowych adaptacji promujących otyłość u dzieci [76]. Najnowsze badania potwierdzają powyższą hipotezę. Wykazano, że dzieci urodzone po operacji bariatrycznej matki są mniej podatne na otyłość w porównaniu z rodzeństwem urodzonym przed zabiegiem [48]. Badania kliniczne i epidemiologiczne wskazują, że u podstaw interakcji między środowiskiem a genami leżą mechanizmy epigenetyczne [84].
Początkowa próba połączenia epigenetyki, a konkretnie zmian we wzorze metylacji DNA, z otyłością wynikała z obserwacji symptomów rzadkiej choroby dziedzicznej – zespołu Pradera-Willego (PWS). Zespół Pradera- -Willego był pierwszym opisanym u człowieka przykładem choroby związanej z imprintingiem, mechanizmem wpływającym na zróżnicowany poziom metylacji wybranych genów w zależności od tego czy pochodzą od ojca, czy od matki i wiążącym się z ich monoalleliczną ekspresją. Do rozwoju PWS prowadzi najczęściej utrata fragmentu długiego ramienia chromosomu 15 (15q11.2- -q13) pochodzącego od ojca (70%), matczyna disomia uniparentalna (25-30%) oraz nieprawidłowe nałożenie piętna rodzicielskiego (1%). W obrazie klinicznym choroby obserwuje się: niski wzrost, upośledzenie umysłowe, niedorozwój narządów płciowych (hipogonadyzm) oraz otyłość, związaną z tzw. hiperfagią, czyli nadmiernym zwiększeniem łaknienia. Uważa się, że Zespół Pradera- -Willego jest najczęstszą genetycznie uwarunkowaną przyczyną otyłości [11]. Z otyłością u osób z PWS wiąże się przypuszczalnie nieprawidłowe funkcjonowanie białka NRF-1 regulującego homeostazę glukozy oraz zaburzona ekspresja genu MEGEL2 we wczesnych etapach rozwoju układu nerwowego [57].
Zakrojony na szeroką skalę projekt badawczy GWAS (genome-wide association study), którego celem jest identyfikacja genetycznych czynników ryzyka powszechnie występujących chorób, przyczynił się do wykazania związku między otyłością a obecnością mononukleotydowych polimorfizmów (single nucleotide polimorphisms, SNPs) w genie FTO (Fat Mass and Obesity) [17,23,68]. Gen FTO ulega szerokiej ekspresji, obserwowanej najsilniej w mózgu, a zwłaszcza w podwzgórzu [21]. Białko kodowane przez gen FTO jest dioksygenazą i bierze udział w naprawie alkilowanego DNA i RNA przez oksydatywną demetylację. Wykazuje ono największe powinowactwo do 3-metylouracylu w jednoniciowym RNA, a następnie do 3-metylotyminy w jednoniciowym DNA, nie wykazuje natomiast obserwowalnej aktywności w stosunku do dwuniciowego DNA [32]. Produkt genu FTO wpływa na proces pobierania pokarmu (co próbuje się powiązać z jego silną ekspresją w strukturach podwzgórza, stanowiących ośrodek głodu i sytości), preferencje w stosunku do pokarmu oraz homeostazę energetyczną, co wiąże się z regulacją akumulacji tłuszczów w organizmie i regulacją masy ciała. Jaki jednak jest dokładny mechanizm działania białka dotąd nie wiadomo [49,82]. Bell i wsp. wykazali, że w przypadku jednego z czynników ryzyka otyłości, allelu genu FTO (rs8050136) SNP prowadzi do powstania dodatkowego miejsca metylacji, co sugeruje współdziałanie czynników genetycznych i epigenetycznych w przypadku aktywności tego allelu [4]. Almén i wsp. wykazali, że obecność czynnika ryzyka otyłości, allelu genu FTO (rs9939609) powoduje zmianę profilu metylacji pięciu genów: KARS/TERF2IP, DEXI, MSI1, STON1 i BCAS3. Nie jest jednak pewne czy obserwowane zmiany metylacji są związane z bezpośrednią aktywnością produktu genu FTO, ponieważ jak wiadomo, białko to nie wykazuje aktywności w stosunku do 5mC występującej w dwuniciowym DNA, czy też wynikają z po- średnich mechanizmów [1].
Doskonałym modelem wykorzystywanym do badań związanych z wpływem czynników środowiskowych, w tym odżywiania, na procesy epigenetyczne są myszy wykazujące ekspresję allelu Avy genu agouti (viable yellow agouti (Avy) mouse). Gen agouti typu dzikiego koduje cząsteczkę sygnałową, która odpowiada za przejście od wytwarzania czarnej eumelaniny do żółtej feomelaniny w mieszkach włosowych. W zależności od poziomu ekspresji genu agouti umaszczenie poszczególnych myszy waha się od żółtego do brązowego aż po czarne. Umaszczenie jest więc przydatnym fenotypowym wyznacznikiem aktywności genu agouti. Metastabilny epiallel Avy jest wynikiem insercji intracistronowej cząsteczki P (IAP) mysiego retrotranspozonu, powyżej miejsca startu transkrypcji genu agouti [18]. Kiedy sekwencja IAP występuje w postaci niezmetylowanej, gen agouti Avy ulega ekspresji, a myszy mają żółte umaszczenie. Allel Avy działa plejotropowo, wpływając dodatkowo na rozwój otyłości i cukrzycy u zwierząt [10,62]. Dolinoy i wsp. wykazali, że u myszy Agouti, suplementacja diety matczynej genisteiną – izoflawonoidem obecnym w soi, prowadzi do zmiany umaszczenia z żółtego na brązowe, a także do zmniejszenia częstotliwości występowania otyłości wśród potomstwa. Zmiany te były spowodowane zwiększoną metylacją sekwencji retrotranspozonowej IAP i w konsekwencji obniżoną ekspresją allelu Avy [20].
Wykazano również, że potomstwo samic szczurów pojonych od 6 dnia ciąży i w okresie laktacji wodą z toksycznym estrogenopodobnym czynnikiem hipometylującym – bisfenolem A, używanym często do produkcji plastiku, charakteryzuje się zwiększoną masą ciała [64]. Potwierdzono to w badaniach na myszach Agouti. Potomstwo myszy, którym podawano jedzenie z dodatkiem bisfenolu A, charakteryzowało się spadkiem poziomu metylacji allelu Avy, żółtym umaszczeniem, otyłością i cukrzycą. Działanie bisfenolu A związane ze spadkiem poziomu metylacji DNA uległo jednak zahamowaniu przez suplementację ciężarnych samic donorami grup metylowych, tj. kwasem foliowym czy genisteiną [19].
Pobieranie pokarmu jest ściśle kontrolowane przez znajdujący się w podwzgórzu ośrodek głodu i sytości, a także przez struktury nerwowe związane z układem nagrody (pole brzuszne nakrywki, jądro półleżące, kora przedczołowa) [5]. Uwalniana w czasie jedzenia w strukturach układu nagrody dopamina, daje poczucie zadowolenia. Dieta wysokotłuszczowa prowadzi do redukcji syntezy dopaminy w układzie nagrody, co wiąże się z koniecznością pobierania coraz większej ilości pokarmu w celu uzyskania dobrego samopoczucia, a to może prowadzić do rozwoju otyłości [75]. Vucetic i wsp. wykazali, że u myszy DIO (diet-induced obesity) będących na diecie wysokotłuszczowej dochodzi do zmian w metylacji DNA promotorów genów hydroksylazy tyrozynowej – pełniącej rolę w biosyntezie dopaminy oraz transportera dopaminy – biorącego udział w wychwycie zwrotnym tego neuroprzekaźnika. U myszy DIO w strukturach nerwowych związanych z układem nagrody zaobserwowano wzrost poziomu metylacji promotorów wyżej wymienionych genów i obniżenie ich ekspresji [73]. Ta sama grupa naukowców wykazała również, że wysokotłuszczowa dieta prowadzi u myszy do hipermetylacji w promotorze genu dla mikroopioidowego receptora – MOR i tym samym do obniżenia ekspresji genu w układzie nagrody [74].
Zaobserwowano ponadto, że restrykcje białkowe u kobiet w ciąży prowadzą do zmian w epigenetycznym profilu niektórych genów u nowo narodzonego potomstwa. Zmiany te obejmują m.in. receptor glukokortykoidowy, który ulega hipometylacji oraz czynnik transkrypcyjny PPARα (peroxisome proliferator-activated receptor alpha), receptor zaangażowany w metabolizm węglowodanów i tłuszczów [10].
Podsumowanie
Pojawia się coraz więcej prac, w których są prezentowane wyniki świadczące jednoznacznie o udziale procesów epigenetycznych w etiologii otyłości. Wciąż są poznawane nowe geny związane z tym schorzeniem, których ekspresja jest epigenetycznie regulowana. Na podstawie badań wiadomo również, że epigenetyczne modyfikacje związane z czynnikami środowiskowymi są bardziej plastyczne w porównaniu do tych związanych z globalną metylacją i demeytylacją. Prawdopodobnie w przyszłości będzie można wykorzystać i ten mechanizm regulacji ekspresji genów w prewencji i do opracowywania skutecznych terapii otyłości. Coraz bardziej jest również oczywiste, że dieta przez mechanizmy epigenetyczne może wpływać na poziom ekspresji wielu genów i prowadzić do rozwoju wielu schorzeń. Nowa gałąź nauki – nutrigenomika, badając wpływ diety na zmiany epigenetyczne, przyczynia się do poznania i zrozumienia zależności między tym co jemy a naszym zdrowiem.
Przypisy
- 1. Almén M.S., Jacobsson J.A., Moschonis G., Benedict C., ChrousosG.P., Fredriksson R., Schiöth H.B.: Genome wide analysis reveals associationof a FTO gene variant with epigenetic changes. Genomics,2012; 99: 132-137
Google Scholar - 2. Arita K., Ariyoshi M., Tochio H., Nakamura Y., Shirakawa M.:Recognition of hemi-methylated DNA by the SRA protein UHRF1 bya base-flipping mechanism. Nature, 2008; 455: 818-821
Google Scholar - 3. Austin R.C., Lentz S.R., Werstuck G.H.: Role of hyperhomocysteinemiain endothelial dysfunction and atherothrombotic disease.Cell Death Differ., 2004; 11: S56-S64
Google Scholar - 4. Bell C.G., Finer S., Lindgren C.M., Wilson G.A., Rakyan V.K., TeschendorffA.E., Akan P., Stupka E., Down T.A., Prokopenko I., MorisonI.M., Mill J., Pidsley R., International Type 2 Diabetes 1q Consortium,Deloukas P. i wsp.: Integrated genetic and epigenetic analysis identifieshaplotype-specific methylation in the FTO type 2 diabetes andobesity susceptibility locus. PLoS One, 2010; 5: e14040
Google Scholar - 5. Berthoud H.R., Morrison C.: The brain, appetite, and obesity.Annu. Rev. Psychol., 2008; 59: 55-92
Google Scholar - 6. Bestor T.H.: The DNA methyltransferases of mammals. Hum. Mol.Genet., 2000; 9: 2395-2402
Google Scholar - 7. Bhutani N., Burns D.M., Blau H.M.: DNA demethylation dynamics.Cell, 2011; 146: 866-872
Google Scholar - 8. Bird A.: DNA methylation patterns and epigenetic memory. GenesDev., 2002; 16: 6-21
Google Scholar - 9. Branco M.R., Ficz G., Reik W.: Uncovering the role of 5 hydroxymethylcytosinein the epigenome. Nat. Rev. Genet., 2011; 13: 7-13
Google Scholar - 10. Campión J., Milagro F.I., Martínez J.A.: Individuality and epigeneticsin obesity. Obes. Rev., 2009; 10: 383-392
Google Scholar - 11. Chen C., Visootsak J., Dills S., Graham J.M.Jr.: Prader-Willi syndrome:an update and review for the primary pediatrician. Clin.Pediatr. Phila., 2007; 46: 580-591
Google Scholar - 12. Chen T., Li E.: Structure and function of eukaryotic DNA methyltransferases.Curr. Top Dev. Biol., 2004; 60: 55-89
Google Scholar - 13. Chen Z., Riggs A.D.: DNA methylation and demethylation inmammals. J. Biol. Chem., 2011; 286: 18347-18353
Google Scholar - 14. Cheng X., Roberts R.J.: AdoMet-dependent methylation, DNAmethyltransferase and base flipping. Nucleic Acids Res., 2001; 29:3784-3795
Google Scholar - 15. Cortellino S., Xu J., Sannai M., Moore R., Caretti E., Cigliano A.,Le Coz M., Devarajan K., Wessels A., Soprano D., Abramowitz L.K.,Bartolomei M.S., Rambow F, Bassi M.R, Bruno T. i wsp.: ThymineDNA glycosylase is essential for active DNA demethylation by linkeddeamination-base excision repair. Cell, 2011; 146: 67-79
Google Scholar - 16. Deaton A.M, Bird A.: CpG islands and the regulation of transcription.Genes Dev., 2011; 25: 1010-1022
Google Scholar - 17. Dina C., Meyre D., Gallina S., Durand E., Körner A., Jacobson P.,Carlsson L.M., Kiess W., Vatin V., Lecoeur C., Delplanque J., Vaillant E.,Pattou F., Ruiz J., Weill J. i wsp.: Variation in FTO contributes to childhoodobesity and severe adult obesity. Nat. Genet., 2007; 39: 724-726
Google Scholar - 18. Dolinoy D.C.: The agouti mouse model: an epigenetic biosensorfor nutritional and environmental alterations on the fetal epigenome.Nutr. Rev., 2008; 66: S7-S11
Google Scholar - 19. Dolinoy D.C., Huang D., Jirtle R.L.: Maternal nutrient supplementationcounteracts bisphenol A-induced DNA hypomethylation inearly development. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2007; 104: 13056-13061
Google Scholar - 20. Dolinoy D.C., Weidman J.R., Waterland R.A., Jirtle R.L.: Maternalgenistein alters coat color and protects Avy mouse offspring fromobesity by modifying the fetal epigenome. Environ. Health Perspect.,2006; 114: 567-572
Google Scholar - 21. Fawcett K.A., Barroso I.: The genetics of obesity: FTO leads theway. Trends Genet., 2010, 26: 226-274
Google Scholar - 22. Finkelstein J.D.: Methionine metabolism in mammals. J. Nutr.Biochem., 1990; 1: 228-237
Google Scholar - 23. Frayling T.M., Timpson N.J., Weedon M.N., Zeggini E., FreathyR.M., Lindgren C.M., Perry J.R., Elliott K.S., Lango H., RaynerN.W., Shields B., Harries L.W., Barrett J.C., Ellard S., Groves C.J. i wsp.:A common variant in the FTO gene is associated with body mass indexand predisposes to childhood and adult obesity. Science, 2007;316: 889-894
Google Scholar - 24. Gąsiorowska D., Korzeniowska K., Jabłecka A.: Homocysteina.Farmacja współczesna, 2008; 1: 169-175
Google Scholar - 25. Gehring M., Reik W., Henikoff S.: DNA demethylation by DNArepair. Trends Genet., 2009; 25: 82-90
Google Scholar - 26. Germann M.W., Johnson C.N., Spring A.M.: Recognition of damagedDNA: Structure and Dynamic Markers. Med. Res. Rev., 2012;32: 659-683
Google Scholar - 27. Goldberg A.D., Allis C.D., Bernstein E.: Epigenetics: a landscapetakes shape. Cell, 2007; 128: 635-638
Google Scholar - 28. Gopalakrishnan S., Van Emburgh B.O., Robertson K.D.: DNAmethylation in development and human disease. Mutat. Res., 2008;647: 30-38
Google Scholar - 29. Gu T.P., Guo F, Yang H., Wu H.P., Xu G.F., Liu W., Xie Z.G., Shi L.,He X., Jin S., Iqbal K., Shi Y.G., Deng Z., Szabó P.E., Pfeifer G.P., Li J.,Xu G.L.: The role of Tet3 DNA dioxygenase in epigenetic reprogrammingby oocytes. Nature, 2011; 477: 606-610
Google Scholar - 30. Guibert S., Forné T., Weber M.: Global profiling of DNA methylationerasure in mouse primordial germ cells. Genome Res., 2012;22: 633-641
Google Scholar - 31. Guo J., Su Y., Zhong C., Ming G.L., Song H.: Hydroxylation of 5methylcytosine by TET1 promotes active DNA demethylation in theadult brain. Cell, 2011; 145: 423-434
Google Scholar - 32. Han Z., Niu T., Chang J., Lei X., Zhao M., Wang Q., Cheng W., WangJ., Feng Y., Chai J.: Crystal structure of the FTO protein reveals basisfor its substrate specificity. Nature. 2010; 464: 1205-1209
Google Scholar - 33. Hattori N., Abe T., Hattori N., Suzuki M., Matsuyama T., YoshidaS., Li E., Shiota K.: Preference of DNA methyltransferases for CpG islands in mouse embryonic stem cells. Genome Res., 2004; 14:1733-1740
Google Scholar - 34. He Y.F., Li B.Z., Li Z., Liu P., Wang Y., Tang Q., Ding J., Jia Y., ChenZ., Li L., Sun Y., Li X., Dai Q., Song C.X., Zhang K., He C., Hu G.L.: Tetmediatedformation of 5-carboxylcytosine and its excision by TDGin mammalian DNA. Science, 2011; 333: 1303-1307
Google Scholar - 35. Hendrich B., Hardeland U., Ng H.H., Jiricny J., Bird A.: The thymineglycosylase MBD4 can bind to the product of deamination atmethylated CpG sites. Nature, 1999; 401: 301-304
Google Scholar - 36. Hermann A., Gowher H., Jeltsch A.: Biochemistry and biologyof mammalian DNA methyltransferases. Cell. Mol. Life Sci., 2004;61: 2571-2587
Google Scholar - 37. Hermann A., Goyal R., Jeltsch A.: The Dnmt1 DNA-(cytosineC5)-methyltransferasemethylates DNA processively with high preferencefor hemimethylated target sites. J. Biol. Chem., 2004; 279:48350-48359
Google Scholar - 38. Herrera B.M., Keildson S., Lindgren C.M.: Genetics and epigeneticsof obesity. Maturitas, 2011; 69: 41-49
Google Scholar - 39. Hu J.L., Zhou B.O., Zhang R.R., Zhang K.L., Zhou J.Q., Xu G.L.: TheN-terminus of histone H3 is required for de novo DNA methylationin chromatin. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2009; 106: 22187-22192
Google Scholar - 40. Iqbal K., Jin S.G., Pfeifer G.P., Szabó P.E.: Reprogramming of thepaternal genome upon fertilization involves genome-wide oxidationof 5 methylcytosine. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2011; 108: 3642-3647
Google Scholar - 41. Jair K.W., Bachman K.E., Suzuki H., Ting A.H., Rhee I., Yen R.W.,Baylin S.B., Schuebel K.E.: De novo CpG island methylation in humancancer cells. Cancer Res., 2006; 66: 682-692
Google Scholar - 42. Jeltsch A.: Molecular enzymology of mammalian DNA methyltransferases.Curr. Top. Microbiol. Immunol., 2006; 301: 203-225
Google Scholar - 43. Jia D., Jurkowska R.Z., Zhang X., Jeltsch A., Cheng X.: Structureof Dnmt3a bound to Dnmt3L suggests a model for de novo DNAmethylation. Nature, 2007; 449: 248-251
Google Scholar - 44. Jones P.A.: Functions of DNA methylation: islands, start sites,gene bodies and beyond. Nat. Rev. Genet., 2012; 13: 484-492
Google Scholar - 45. Karlin S., Burge C.: Dinucleotide relative abundance extremes:A genomic signature. Trends Genet., 1995; 11: 283-290
Google Scholar - 46. Kelly T., Yang W., Chen C.S., Reynolds K., He J.: Global burdenof obesity in 2005 and projections to 2030. Int. J. Obesity, 2008; 32:1431-1437
Google Scholar - 47. Klose R.J., Bird A.P.: Genomic DNA methylation: the mark andits mediators. Trends Biochem. Sci., 2006; 31: 89-97
Google Scholar - 48. Kral J.G., Biron S., Simard S., Hould F.S., Lebel S., Marceau S.,Marceau P.: Large maternal weight loss from obesity surgery preventstransmission of obesity to children who were followed for 2to 18 years. Pediatrics, 2006; 118: 1644-1649
Google Scholar - 49. Larder R., Cheung M.K., Tung Y.C., Yeo G.S., Coll A.P.: Where togo with FTO? Trends. Endocrinol. Metab. 2011; 22: 53-59
Google Scholar - 50. Lei H., Oh S.P., Okano M., Jüttermann R., Goss K.A., Jaenisch R.,Li E.: De novo DNA cytosine methyltransferase activities in mouseembryonic stem cells. Development, 1996; 122: 3195-3205
Google Scholar - 51. Li E., Bestor T.H., Jaenisch R.: Targeted mutation of the DNAmethyltransferase gene results in embryonic lethality. Cell, 1992;69: 915-926
Google Scholar - 52. Lister R., Pelizzola M., Dowen R.H., Hawkins R.D., Hon G., TontiFilippiniJ., Nery J.R., Lee L., Ye Z., Ngo Q.M., Edsall L., AntosiewiczBourgetJ., Stewart R., Ruotti V., Millar A.H., Thomson J.A., Ren B.,Ecker J.R.: Human DNA methylomes at base resolution show widespreadepigenomic differences. Nature, 2009; 462: 315-322
Google Scholar - 53. Maiti A., Drohat A.C.: Thymine DNA glycosylase can rapidlyexcise 5 formylcytosine and 5 carboxylcytosine: potential implicationsfor active demethylation of CpG sites. J. Biol. Chem., 2011;286: 35334-35338
Google Scholar - 54. Mato J.M., Alvarez L., Ortiz P., Pajares M.A.: S-adenosylmethioninesynthesis: molecular mechanisms and clinical implications.Pharmacol. Ther., 1997; 73: 265-280
Google Scholar - 55. Münzel M., Globisch D., Carell T.: 5-Hydroxymethylcytosine,the sixth base of the genome. Angew. Chem. Int. Ed. Engl., 2011;50: 6460-6468
Google Scholar - 56. Okano M., Li E.: Genetic analyses of DNA methyltransferasegenes in mouse model system. J. Nutr., 2002; 132: 2462S-2465S
Google Scholar - 57. Olszewska M., Kurpisz M.: Metylacja i jej rola regulacyjna wobecrodzicielskiego piętna genomowego. Postępy Hig. Med. Dośw.,2010; 64: 642-649
Google Scholar - 58. Ooi S.K., Qiu C., Bernstein E., Li K., Jia D., Yang Z., ErdjumentBromageH., Tempst P., Lin S.P., Allis C.D., Cheng X., Bestor T.H.:DNMT3L connects unmethylated lysine 4 of histone H3 to de novomethylation of DNA. Nature, 2007; 448: 714-717
Google Scholar - 59. Pennings S., Allan J., Davey C.S.: DNA methylation, nucleosomeformation and positioning. Brief. Funct. Genomic. Proteomic., 2005;3: 351-361
Google Scholar - 60. Portela A., Esteller M.: Epigenetic modifications and humandisease. Nat. Biotechnol., 2010; 28: 1057-1068
Google Scholar - 61. Qiu A., Jansen M., Sakaris A., Min S.H., Chattopadhyay S., Tsai E.,Sandoval C., Zhao R., Akabas M.H., Goldman I.D.: Identification of anintestinal folate transporter and the molecular basis for hereditaryfolate malabsorption. Cell, 2006; 127: 917-928
Google Scholar - 62. Rakyan V.K., Blewitt M.E., Druker R., Preis J.I., Whitelaw E.: Metastableepialleles in mammals. Trends Genet., 2002; 18: 348-351
Google Scholar - 63. Rivera R.M., Ross J.W. Epigenetics in fertilization and preimplantationembryo development. Prog. Biophys. Mol. Biol., 2013;113: 423-32
Google Scholar - 64. Rubin B.S., Murray M.K., Damassa D.A., King J.C., Soto A.M.:Perinatal exposure to low doses of bisphenol A affects body weight,patterns of estrous cyclicity, and plasma LH levels. Environ. HealthPerspect., 2001; 109: 675-680
Google Scholar - 65. Sasaki H., Matsui Y.: Epigenetic events in mammalian germcelldevelopment: reprogramming and beyond. Nat. Rev. Genet.,2008; 9: 129-140
Google Scholar - 66. Saxonov S., Berg P., Brutlag DL.: A genome-wide analysis ofCpG dinucleotides in the human genome distinguishes two distinctclasses of promoters. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2006; 103: 1412-1417
Google Scholar - 67. Schär P., Fritsch O.: DNA repair and the control of DNA methylation.Prog. Drug Res., 2011; 67: 51-68
Google Scholar - 68. Scuteri A., Sanna S., Chen W.M., Uda M., Albai G., Strait J., NajjarS., Nagaraja R., Orrú M., Usala G., Dei M., Lai S., Maschio A., BusoneroF., Mulas A. i wsp.: Genome-wide association scan shows geneticvariants in the FTO gene are associated with obesity-related traits.PLoS Genet., 2007; 3: e115
Google Scholar - 69. Smith Z.D., Meissner A.: DNA methylation: roles in mammaliandevelopment. Nat. Rev. Genet., 2013; 14: 204-220
Google Scholar - 70. Stanger O.: Physiology of folic acid in health and disease. Curr.Drug Metab., 2002; 3: 211-223
Google Scholar - 71. Suetake I., Shinozaki F., Miyagawa J., Takeshima H., Tajima S.:DNMT3L stimulates the DNA methylation activity of Dnmt3a andDnmt3b through a direct interaction. J. Biol. Chem., 2004; 279: 27816-27823
Google Scholar - 72. Tahiliani M., Koh K.P., Shen Y., Pastor W.A., Bandukwala H.,Brudno Y., Agarwal S., Iyer L.M., Liu D.R., Aravind L., Rao A.: Conversionof 5 methylcytosine to 5 hydroxymethylcytosine in mammalianDNA by MLL partner TET1. Science, 2009; 324: 930-935
Google Scholar - 73. Vucetic Z., Carlin J.L., Totoki K., Reyes T.M.: Epigenetic dysregulationof the dopamine system in diet-induced obesity. J. Neurochem.,2012; 120: 891-898
Google Scholar - 74. Vucetic Z., Kimmel J., Reyes T.M.: Chronic high-fat diet drivespostnatal epigenetic regulation of μ-opioid receptor in the brain.Neuropsychopharmacology, 2011; 36: 1199-1206
Google Scholar - 75. Vucetic Z., Reyes T.M.: Central dopaminergic circuitry controllingfood intake and reward: implcations for the regulation of obesity.Wiley Interdiscip. Rev. Syst. Biol. Med., 2010; 2: 577-593
Google Scholar - 76. Waterland R.A., Travisano M., Tahiliani K.G., Rached M.T., MirzaS.: Methyl donor supplementation prevents transgenerational amplificationof obesity. Int. J. Obes., 2008; 32: 1373-1379
Google Scholar - 77. Weber M., Hellmann I., Stadler M.B., Ramos L., Pääbo S., RebhanM., Schübeler D.: Distribution, silencing potential and evolutionaryimpact of promoter DNA methylation in the human genome. Nat.Genet., 2007; 39: 457-466
Google Scholar - 78. Weinhold B.: Epigenetics: the science of change. Environ. HealthPerspect., 2006; 114: 160-167
Google Scholar - 79. Wossidlo, M., Nakamura T., Lepikhov K., Marques C.J., ZakhartchenkoV., Boiani M., Arand J., Nakano T., Reik W., Walter J.: 5-Hydroxymethylcytosinein the mammalian zygote is linked with epigeneticreprogramming. Nat. Commun., 2011; 2: 241
Google Scholar - 80. Wu S.C., Zhang Y.: Active DNA demethylation: many roads leadto Rome. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 2010; 11: 607-620
Google Scholar - 81. Xu Y., Wu F., Tan L., Xiong L., Deng J., Barbera A.J., Zheng L., ZhangH., Huang S., Min J., Nicholson T., Chen T., Xu G., Shi Y., Zhang K., Shi Y.G.:Genome-wide regulation of 5hmC, 5mC, and gene expression by Tet1hydroxylase in mouse embryonic stem cells. Mol. Cell, 2011; 42: 451-464
Google Scholar - 82. Yeo G.S., O’Rahilly S.: Uncovering the biology of FTO. Mol.Metab., 2012; 1: 32-36
Google Scholar - 83. Yoder J.A., Walsh C.P., Bestor T.H.: Cytosine methylation and theecology of intragenomic parasites. Trends Genet., 1997; 13: 335-340
Google Scholar - 84. Youngson N.A., Morris M.J.: What obesity research tells us aboutepigenetic mechanisms. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci.2013; 368: 20110337
Google Scholar - 85. Zhu J.K.: Active DNA demethylation mediated by DNA glycosylases.Annu. Rev. Genet., 2009; 43: 143-166
Google Scholar - 86. Ziller M.J., Müller F., Liao J., Zhang Y., Gu H., Bock C., Boyle P.,Epstein C.B., Bernstein B.E., Lengauer T., Gnirke A., Meissner A.:Genomic distribution and inter-sample variation of non-CpG methylationacross human cell types. PLoS Genet., 2011; 7: e1002389
Google Scholar