Streszczenie

Niedawne badania ujawniły, że fenotyp „kruchych kości” we wrodzonej łamliwości kości (osteoge­nesis imperfecta – OI) jest spowodowany nie tylko przez dominujące mutacje genów kodujących kolagen typu I, ale również recesywne mutacje genów odpowiedzialnych za procesy potransla­cyjne prokolagenu typu I i tworzenie kości. Fenotyp większości pacjentów z mutacjami w genach niekolagenowych podobny jest do najcięższych typów OI (III i II) uwarunkowanych mutacjami genów kolagenowych. Mutacje w genach kodujących białka kompleksu P3H1/CRTAP/CyPB, biorącego udział w 3-hydroksylacji kolagenu, eliminują hydroksylację Pro986 w kolagenie typu I i powodują zwiększenie modyfikacji kolagenu z udziałem hydroksylazy 4-prolilowej i lizylowej, jednak znaczenie tych zaburzeń w patomechanizmie choroby nie jest dokładnie znane. Brak funk­cji białek kompleksu, pełniących także rolę białek opiekuńczych kolagenu, może stanowić domi­nujący patomechanizm choroby. Ostatnie odkrycia dodają do różnorodnych czynników powodu­jących OI i działających na kolagen inne białka opiekuńcze (HSP47 i FKBP65) i białko BMP-1, co podkreśla złożoność procesów dotyczących fałdowania kolagenu i jego sekrecji, jak również ich znaczenie w procesach kościotworzenia. Mutacje w genach kodujących czynnik transkrypcyj­ny SP7/OSX i czynnik pochodzący z nabłonka barwnikowego siatkówki (PEDF) stanowią nowy patomechanizm OI, który jest niezależny od zmian w biosyntezie i procesach potranslacyjnych kolagenu.

Słowa kluczowe:wrodzona łamliwość kości • mutacje • 3-hydroksylacja kolagenu • białka opiekuńcze kolagenu • BMP-1 • czynnik transkrypcyjny SP7 • czynnik pochodzący z nabłonka barwnikowego siatkówki

Summary

Recent investigations revealed that the „brittle bone” phenotype in osteogenesis imperfecta (OI) is caused not only by dominant mutations in collagen type I genes, but also by recessively inherited mutations in genes responsible for the post-translational processing of type I procollagen as well as for bone formation. The phenotype of patients with mutations in noncollagen genes overlaps with very severe type III and lethal type II OI caused by mutations in collagen genes. Mutations in genes that encode proteins involved in collagen prolyl 3-hydroxylation (P3H1/CRTAP/CyPB) eliminated Pro986 hydroxylation and caused an increase in modification of collagen helix by prolyl 4-hydroxylase and lysyl hydroxylase. However, the importance of these disturbances in the disease pathomechanism is not known. Loss of complex proteins’ function as collagen chaperones may dominate the disease mechanism. The latest findings added to the spectrum of OI-causing and collagen-influencing factors other chaperones (HSP47 and FKBP65) and protein BMP-1, which emphasizes the complexity of collagen folding and secretion as well as their importance in bone formation. Furthermore, mutations in genes encoding transcription factor SP7/Osterix and pig­ment epithelium-derived factor (PEDF) constitute a novel mechanism for OI, which is indepen­dent of changes in biosynthesis and processing of collagen.

Key words:osteogenesis imperfecta • mutations • collagen 3-hydroxylation • collagen chaperones • BMP-1 • transcription factor SP7 • pigment epithelium-derived factor

Wykaz skrótów:

BiP – białko wiążące się z ciężkim łańcuchem immunoglobulin (immunoglobulin heavy chain binding protein); BMP-1 – białko morfogenetyczne kości 1 (bone morphogenetic protein 1); COL1A1 i COL1A2 – geny kodujące łańcuchy proa1(I) i proa2(I) prokolagenu typu I; CRTAP – białko zasocjowane z chrząstką (cartilage-associated protein); CyPB – cyklofilina B (cyclophilin B); ECM – macierz pozakomórkowa (extracellular matrix); ER – siateczka śródplazmatyczna (endoplasmic reticulum); FKBP65 – białko wiążące FK506 o masie cząsteczkowej 65 kDa (65-kDa FK506-binding protein); FKBP10 – gen kodujący białko FKBP65; GRP – białko regulowane poziomem glukozy (glucose regulated protein); HSP47 – białko szoku cieplnego (heat shock protein 47); LEPRE1 – gen kodujący hydroksylazę 3-prolilową 1 (leucine proline-enriched proteoglycan (leprecan) 1); LH – hydroksylaza lizylowa (lysyl hydroxylase); mTLD – tolloid ssaczy (mammalian Tolloid); NMD – proces niszczenia wadliwego mRNA (nonsense-mediated decay); OI – wrodzona łamliwość kości (osteogenesis imperfecta); PDI – disulfidoizomeraza białek (protein disulfide isomerase); PEDF – czynnik pochodzący z nabłonka barwnikowego siatkówki (pigment epithelium-derived factor); P3H – hydroksylaza 3-prolilowa (prolyl 3-hydroxylase); P4H – hydroksylaza 4-prolilowa (prolyl 4-hydroxylase); PPIB – gen kodujący cyklofilinę B (peptidyl-prolyl cis-trans isomerase B); SERPINF1 – gen kodujący PEDF (serpin peptidase inhibitor, clade F, member 1); SERPINH1 – gen kodujący białko HSP47 (serpin peptidase inhibitor, clade H, member 1); SP7/OSX – gen kodujący czynnik transkrypcyjny SP7/Osterix; VEGF – czynnik wzrostu śródbłonka naczyniowego (vascular endothelial growth factor).

Wrodzona łamliwość kości uwarunkowana dominującymi mutacjami genówkolagenu typu I

Wrodzona łamliwość kości (osteogenesis imperfecta – OI) jest chorobą tkanki łącznej, zróżnicowaną pod względem ge­notypowym i fenotypowym [25,31,40,41,105]. Podstawową cechą kliniczną choroby jest kruchość i łamliwość kości wskutek niewielkich urazów, a nawet codziennych aktyw­ności ruchowych; liczba złamań może się wahać od kil­ku do kilkudziesięciu w ciągu roku. Chorzy są zazwyczaj niskiego wzrostu i mają zaburzone proporcje ciała, spo­wodowane licznymi deformacjami kończyn i tułowia. Do innych objawów klinicznych należą: niebieskie lub szare zabarwienie twardówek, upośledzenie słuchu, skłonność do krwawień oraz objawy stomatologiczne w postaci niepeł­nego tworzenia zębiny, określane mianem dentinogenesis imperfecta. Rozwój umysłowy chorych jest prawidłowy, inteligencja często przewyższa normę. Częstość występo­wania choroby szacuje się na 1 do 10 tys. urodzeń.

W końcu lat siedemdziesiątych ub.w. Sillence i wsp. [92,93] stosując kryteria radiologiczne, kliniczne i genetyczne, po­dzielili OI na 4 typy (I-IV). OI typu I jest najłagodniejszą postacią choroby, cechującą się mało nasiloną łamliwością kości, minimalnymi deformacjami szkieletu lub ich bra­kiem, niebieskimi twardówkami, osteopenią, niższym lub prawidłowym wzrostem i rozluźnieniem więzadeł. Może dojść do wczesnej utraty słuchu. Jeżeli występują złama­nia, ustają one zwykle wraz z osiągnięciem wieku dojrze­wania. Dodatkowo typ I dzieli się na 2 podtypy: IA, jeżeli brak jest zmian w zębach i IB, jeżeli są obecne. Najbardziej nasiloną, śmiertelną postacią choroby jest typ II. Dziecko rodzi się z licznymi złamaniami i deformacjami kości dłu­gich, do których dochodzi wewnątrz macicy, krótkimi że­brami, dużą niezmineralizowaną czaszką, wąską klatką piersiową i umiera po porodzie z powodu niewydolności oddechowej. Do najcięższych przeżywalnych postaci cho­roby należy postępująco-deformujący typ III. Występuje nasilona łamliwość kości, narastające wraz z wiekiem de­formacje kości i sylwetki, skolioza i bardzo niski wzrost powodujące niemożność chodzenia. Objawem radiolo­gicznym w obrazie kręgosłupa są tzw. rybie kręgi, skośne ustawienie żeber oraz zniekształcenie miednicy. Typ IV jest umiarkowanie deformujący; występuje bardziej nasi­lona niż w typie I łamliwość kości, średni niedobór wzro­stu, deformacja kończyn długich oraz często zwyrodnienie zębiny. Nasilenie objawów w chorobie można przedstawić w sposób następujący: typ I < typ IV < typ III < typ II.

Ponad 90% przypadków choroby typów I-IV jest uwarun­kowanych mutacjami genów COL1A1 (17q21.31-22.05) i COL1A2 (7q21.3-22.1) kodujących odpowiednio łańcu­chy proa1(I) i proa2(I) prokolagenu typu I, stanowiące­go główne białko strukturalne skóry, kości, więzadeł, ścię­gien, twardówki i zębów [18,28,32,63,81]. Mutacje te są dziedziczone jako cecha dominująca oraz powstają de novo u dziecka zdrowych rodziców. Wystąpienie tej samej mu­tacji u kolejnego dziecka bezobjawowych rodziców zwią­zane jest ze zjawiskiem mozaikowatości komórek rozrod­czych; ryzyko dziedziczenia mutacji szacuje się na 5-7%.

Obniżenie o prawie 50% biosyntezy kolagenu spowodo­wane jest mutacjami hamującymi ekspresję jednego al­lelu najczęściej genu COL1A1 i jest przyczyną najłagod­niejszej postaci choroby typu I [9,34,114]. Znacznie gorsze konsekwencje wiążą się z mutacjami strukturalnymi i eks­presją kolagenu o nieprawidłowej strukturze i funkcji, co się zdarza w OI typu II, III i IV [10,18,28,32,35,36,37,63]. Mutacje te określane są jako dominująco-negatywne, po­nieważ wpływają destrukcyjnie na strukturę cząsteczek ko­lagenu zawierających oprócz zmutowanych również łań­cuchy o prawidłowej strukturze, przyczyniając się do ich zwiększonej degradacji [87]. Do najczęściej występujących mutacji w genach kolagenowych należą substytucje reszt glicyny przez inne aminokwasy, które zaburzają tworzenie potrójnej helisy [10,11]. Do innych częściej spotykanych mutacji należą delecje i insercje w części kodującej, mu­tacje w C-propeptydzie oraz mutacje w intronach zaburza­jące składanie RNA. Mimo wykrycia ponad 1500 mutacji w genach kolagenowych, poza mutacjami zerowymi (null) powodującymi redukcję ilości kolagenu typu I w łagodniej­szym typie I, brak jest korelacji między genotypem a feno­typem w pozostałych typach choroby. Marini i wsp. [73] donoszą o istnieniu domen z mutacjami letalnymi i niele­talnymi w różnych regionach łańcuchów α1 i α2 kolage­nu typu I, co wskazuje na istotne znaczenie interakcji ko­lagenu z białkami niekolagenowymi w tworzeniu kości.

Wrodzona łamliwość kości uwarunkowana recesywnymi mutacjami genówniekolagenowych

Chociaż klasyfikacja Sillence’a jest do dziś stosowana w praktyce klinicznej, u prawie 10% chorych ze zdia­gnozowaną wrodzoną łamliwością kości, występują spe­cyficzne objawy kliniczne i brak mutacji w genach ko­lagenowych. Od 2000 roku, w oparciu o nowe odkrycia patomechanizmów, klasyfikacja OI została rozszerzona o kolejnych 7 typów choroby [31,103] (tabela 1). Typ V, o nieznanym podłożu genetycznym, charakteryzuje się nadmiernym kostnieniem w miejscach złamań, wapnie­niem błon międzykostnych przedramienia oraz obecnością w obrazie radiologicznym pasmowatych wysyceń przyna­sad, bezpośrednio przylegających do płytek wzrostowych [42]. W VI typie choroby stwierdza się obecność blaszek kostnych przypominających rybią łuskę, nadmierną liczbę osteoidów oraz wczesne występowanie złamań kompresyj­nych kręgów [43], natomiast w typie VII skrócenie bliż­szych końców kości ramieniowej i udowej [109]. W 2006 r. Barnes i wsp. [8] wykryli mutacje w genie CRTAP kodu­jącym białko CRTAP (cartilage associated protein), biorą­ce udział w 3 hydroksylacji kolagenu, u osób ze zdiagno­zowaną klinicznie wrodzoną łamliwością kości. Kolejne wykryte mutacje dotyczyły genów LEPRE1 i PPIB, kodu­jących kolejno 3 hydroksylazę prolilową 1 i cyklofilinę B, występujące w kompleksie z białkiem CRTAP [19,102,113]; genów SERPINH1 i FKBP10 kodujących białka opiekuń­cze, o istotnym znaczeniu w tworzeniu potrójnej helisy kolagenu i jego wydzielaniu [2,27]; genu BMP1, kodują­cego białko o aktywności C-proteinazy prokolagenu typu I [74]; genu SP7/OSX kodującego czynnik transkrypcyjny SP7 [66] oraz genu SERPINF1, kodującego białko PEDF (pigment epithelium-derived factor) [12,46]. Badania hi­stologiczne wykazały, iż mutacje w genie SERPINF1 są odpowiedzialne za fenotyp OI typu VI.

Tabela 1. Podział i krótka charakterystyka OI

Rozszerzoną klasyfikację Sillence’a i wsp. [92] z uwzględ­nieniem proponowanej przez innych autorów [31,103] przedstawia tabela 1.

Modyfikacje potranslacyjne prokolagenu

Przed utworzeniem potrójnej helisy prokolagenu w C-końcowym propeptydzie tworzą się wewnątrz- i mię­dzyłańcuchowe mostki disiarczkowe z udziałem disulfido­izomerazy białek [EC 5.3.4.1] [61], a wiązania imidowe reszt proliny ulegają izomeryzacji do postaci trans z udzia­łem peptydylo-prolilowej cis-trans izomerazy [EC 5.2.1.8] [33]. Łańcuchy prokolagenowe ulegają podstawowym mo­dyfikacjom: hydroksylacji reszt prolilowych i lizylowych oraz glikozylacji reszt hydroksylizylowych. Reakcje te za­chodzą w ER podczas syntezy łańcuchów polipeptydo­wych i są kontynuowane jako modyfikacje potranlacyjne aż do utworzenia potrójnej helisy. Niektóre reszty proliny ulegają hydroksylacji do 4-hydroksyproliny i 3-hydroksy­proliny z udziałem hydroksylazy 4-prolilowej (P4H) [EC 1.14.11.2] [57,58] i hydroksylazy 3-prolilowej 1 (P3H1) [EC 1.14.11.7] [108]. P4H katalizuje hydroksylację reszt prolilowych występujących w sekwencji Xaa-Pro-Gly w kolagenach i ponad 15 białkach zawierających dome­ny kolagenowe [57]. Enzym ten jest tetramerem zbudowa­nym z 2 podjednostek α i 2 podjednostek β [α₂β₂] o ma­sie cząsteczkowej ~240 kDa. Poznano 2 izoformy enzymu (P4HA1 i P4HA2), różniące się podjednostką katalityczną a, natomiast identyczna w obu izoformach podjednostka b spełnia rolę białka opiekuńczego – disulfidoizomerazy białek (PDI) [EC 5.3.4.1] [57,58]. W komórkach ludzkich wykryto jeszcze jedną izoformę enzymu P4H o znacznie mniejszej ekspresji niż P4HA1 i P4HA2 [64]. Reszty lizy­ny (około 1/4) ulegają hydroksylacji z udziałem hydroksyla­zy lizylowej (LH) [EC 1.14.11.4] [58,116]. Niektóre reszty hydroksylizyny są miejscem wiązania galaktozy lub galak­tozyloglukozy [58]. Wymienione enzymy należą do diok­sygenaz 2-oksoglutaranu i wymagają do swojej aktywno­ści tlenu cząsteczkowego, a-ketoglutaranu, jonów żelaza (II) i kwasu askorbinowego. Chociaż geny kodujące enzy­my P4H i LH są różne, w ich aktywnych domenach kata­litycznych występują reszty aminokwasów konserwatyw­nych ewolucyjnie [56].

Po wydzieleniu prokolagenu z komórki zachodzi konwersja prekursorowej postaci kolagenu w tropokolagen przez odłą­czenie N- i C-końcowych fragmentów globularnych z udzia­łem N-proteinazy prokolagenu [EC 3.4.24.14] i C-proteinazy prokolagenu [EC 3.4.24.19] [20,88]. Funkcją propeptydów jest zapobieganie wewnątrzkomórkowej fibrylogenezie.

Cząsteczki tropokolagenu asocjują spontanicznie two­rząc włókna kolagenowe o regularnej strukturze; badania ostatnich lat dowodzą że w procesie fibrylogenezy biorą udział inne składniki ECM: fibronektyna, integryny i ko­lagen typu V [20,51,52,56]. Włókna kolagenowe są sta­bilizowane przez międzycząsteczkowe i międzyfibrylar­ne kowalencyjne wiązania poprzeczne, inicjowane przez oksydacyjną dezaminację niektórych reszt lizylowych i hydroksylizylowych z udziałem oksydazy lizylowej [EC 1.4.3.14] [15,16,20,116].

Znaczenie kompleksu P3H1/CRTAP/CyPB w etiologii OI

Od dawna wiadomo, że 4-hydroksyprolina determinuje sta­bilność kolagenu [13], natomiast rola 3-hydroksyproliny, wykrytej ponad 50 lat temu, nie jest znana. Zainteresowanie znaczeniem 3-hydroksylacji proliny zaczęło się w ostat­nich latach od wykrycia mutacji w genie CRTAP, powo­dującej recesywną postać OI [8,78]. Gen ten koduje białko CRTAP (cartilage-associated protein), występujące w ER w kompleksie z hydroksylazą 3-prolilową 1 (P3H1) i cy­klofiliną B (CyPB), uczestniczącym w 3-hydroksylacji niektórych reszt proliny różnych typów kolagenu. Badania ostatnich lat dowiodły, że w modyfikacji kolagenów fibry­larnych uczestniczą składniki kompleksu P3H1/CRTAP/CyPB w stosunku 1:1:1 [78,108]. W kolagenie typu I wy­kryto jedno główne miejsce 3-hydroksylacji reszty proliny w łańcuchu α1 (Pro986) w sekwencji -Pro-4Hyp-Gly, wy­stępującej w domenie GLPGPIGPPGPR, która jest konser­watywna wśród kręgowców i zbliżona do domeny wystę­pującej w kolagenie typu II (GIPGPIGPPGPR). Każdy ze składników kompleksu stanowi białko wielofunkcyjne peł­niące niezależne funkcje nie tylko w komórce, ale również w macierzy pozakomórkowej (ECM – extracellular matrix) [22,48,110], a ich znaczenie w patomechanizmie recesyw­nej postaci OI zostało potwierdzone na modelach mysich.

Mutacje białka CRTAP (cartilage-associated protein)

Rola białka CRTAP nie jest do końca wyjaśniona, wyka­zano, że ulega ono ekspresji w wielu tkankach mysich, ku­rzych i ludzkich. Transkrypt genu CRTAP po raz pierwszy zidentyfikowano w hodowlach chondrocytów hipertroficz­nych pochodzących od kurcząt [22]. Ekspresję CRTAP wykazano nie tylko w ER, ale również w macierzy poza­komórkowej chondrocytów, co sugerowało jego funkcję komórkową i pozakomórkową. Białko to wykryto ponad­to w skórze, sercu, płucach oraz w nasadach kości pisz­czelowych, udowych i chrząstce stawowej zarodków kur­cząt. Znaczną ekspresję białka CRTAP wykazano także we wszystkich stadiach różnicowania się chrząstki myszy, zwłaszcza w proliferujących chondrocytach płytki wzrosto­wej, a także w osteoblastach i osteoklastach, co wskazuje na jego znaczenie w rozwoju układu kostnego [72,79,80]. Podobnie jak u kurcząt, CRTAP wykryto w wielu innych embrionalnych tkankach mysich: mózgu, sercu, płucach, nerkach, jądrze, skórze, a w układzie kostnym w obojczy­ku i połączeniu chrząstkowo-kostnym [78].

Znaczenie tego białka w rozwoju układu kostnego po­twierdza fenotyp myszy Crtap-/- (z wyłączonym genem CRTAP), u której wystąpiła recesywna postać osteochon­drodysplazji, zahamowanie wzrostu, osteopenia, rizome­lia (skrócenia kości udowych) i postępujące tylne wygięcie kręgosłupa [78]. Wykazano brak 3-hydroksylacji kolage­nu typu I w kości i skórze oraz kolagenu typu II w chrzą­stce myszy, zaburzenie modyfikacji potranslacyjnych kola­genu, wzmożone wydzielanie kolagenu przez osteoblasty i zwiększoną średnicę fibryli kolagenowych.

U ludzi gen CRTAP umiejscowiony na chromosomie 3p22.3 koduje białko o masie cząsteczkowej 46,5 kDa i ulega eks­presji również nie tylko w tkance kostnej, ale i w sercu, płucach, czy jelicie cienkim [99]. Sekwencja ludzkiego i kurzego białka CRTAP jest tylko w 51% identyczna, po­nieważ w kurzym CRTAP brakuje 130 reszt aminokwasów C-końcowych, natomiast sekwencje mysiego i ludzkiego białka są identyczne w 89%. Większość mutacji, wykrytych u osób z OI w genie CRTAP, stanowią delecje i duplikacje skutkujące przedwczesną terminacją transkrypcji oraz de­gradacją transkryptów w procesie NMD [71]. Brak lub zmniejszenie ilości białka CRTAP i 3-hydroksylacji ko­lagenu typu I jest przyczyną OI typu VII o objawach po­równywalnych do letalnego typu II i progresywno-defor­mującego typu III z mutacjami w genach kolagenu typu I. W przypadku niewielkiej delecji w genie CRTAP, niepo­wodującej degradacji transkryptów, ilość białek CRTAP i P3H1 oraz poziom 3-hydroksylacji były także znacznie zredukowane [3]. Stopień ekspresji CRTAP i 3-hydroksy­lacji kolagenu nie koreluje z fenotypem, co wskazuje na bardziej złożony patomechanizm choroby. Przykładem może być nieznacznie obniżona 3-hydroksylacja kola­genu typu I (o 10%), wskutek mutacji Leu67Pro w genie CRTAP, wykazana u osoby z bardzo ciężkim przebiegiem choroby, objawiającej się złamaniami i bardzo ograniczo­nym wzrostem [6].

Mutacje hydroksylazy 3-prolilowej 1 (P3H1)

W ludzkim genomie wykryto trzy różne geny kodujące trzy izoformy hydroksylazy 3-prolilowej: P3H1, P3H2 i P3H3, charakteryzujące się swoistą tkankowo ekspresją [97,108]. Z trzech izoform tylko hydroksylaza 3-prolilowa 1 (P3H1), kodowana przez gen LEPRE1, zawiera „KDEL” (sygnałową sekwencję retencji w ER) i jest odpowiedzial­na za modyfikację kolagenu typu I [113]. Wzmożona eks­presja P3H2 w nerkach płodu i dojrzałej myszy potwierdza hipotezę, że ta aktywność enzymatyczna jest niezbęd­na w rozwoju i funkcji błon podstawnych [97]. Ekspresja genu P3H3 jest mniej swoista i zachodzi wspólnie z gena­mi P3H1 i P3H2 [21].

Hydroksylacja kolagenu nie jest jedyną funkcją P3H1, o czym świadczą trzy alternatywne postaci białka, wy­izolowane niezależnie w różnych ośrodkach badawczych. Wassenhove-McCarthy i McCarthy [110] jako pierwsi wy­izolowali P3H1 z linii komórek nowotworowych L-2, po­chodzących z guza pęcherzyka żółtkowego szczura, jako siarczan chondroityny – leprekan (leucine-proline enriched proteoglycan). Mimo obecności sekwencji „KDEL”, lepre­kan ulegał sekrecji pozakomórkowej. Stosując przeciwciała poliklonalne wykazano jego obecność w błonie podstawnej naczyń, mięśniach gładkich kłębuszków i kanalików ner­kowych, w wątrobie, mięśniach szkieletowych oraz skórze i chrząstce szczura. Vranka i wsp. [108] wyizolowali P3H1, o masie cząsteczkowej 160 kDa, z zarodków kurzych (wy­stępował w skórze, ścięgnach i chrząstce), a sekwencja genu P3H1 była homologiczna z leprekanem i supresorem wzro­stu Gros1. Gros1 to ludzki homolog leprekanu, wyizolowany z komórek NIH3T3 jako potencjalny supresor wzrostu, któ­rego gen zlokalizowano na chromosomie 1p31, w regionie ulegającym zmianom u dzieci z nowotworami germinalny­mi [54]. Wykryto 2 postaci transkryptu, powstałe w wyni­ku alternatywnego składania RNA, kodujące białka o ma­sach cząsteczkowych 41 i 84 kDa i oznaczone jako Gros1-S i Gros1-L. Gros1-L ulega ekspresji głównie w sercu, płu­cach i nerkach dorosłego człowieka, natomiast Gros1-S do­minuje w mózgu i grasicy płodu. W wątrobie, mięśniach szkieletowych, śledzionie i trzustce występują obie formy transkryptów w tych samych ilościach.

Ponieważ P3H1 wykazuje aktywność in vitro bez udzia­łu składników kompleksu uważa się, że stanowi on enzymatyczny składnik kompleksu, natomiast CRTAP służy jako białko „pomocnicze” [78,108]. Porównanie se­kwencji obu białek wskazało, że CRTAP wykazuje duży stopień homologii (55%) z N-końcową domeną P3H1, jed­nakże nie ma domeny katalitycznej [72]. Inaktywacja genu LEPRE1 u myszy powoduje zmiany w ultrastrukturze fibry­li kolagenowych w różnych tkankach: kościach, ścięgnach i skórze, obniżenie gęstości kości, skrzywienie i skrócenie kości oraz opóźnioną ich osyfikację [107]. Ilość kolage­nu wyizolowanego z kości i innych tkanek była mniejsza i brak w nim było 3-hydroksyproliny, co sugeruje waż­ną rolę P3H1 w biosyntezie kolagenu i integralności tka­nek, głównie tych zawierających kolagen włókienkowy. Istnieją jednak doniesienia o częściowej hydroksylacji ko­lagenu mimo braku białka P3H1, co może wskazywać na udział innych hydroksylaz P3H2 i P3H3 w tym procesie [6,19,49]. Wykazano, że zrekombinowany enzym P3H2, chociaż preferencyjnie hydroksylował w syntetycznych peptydach reszty proliny w sekwencji charakterystycz­nej dla kolagenu typu IV, był również aktywny w stosun­ku do sekwencji kolagenu typu I [97]. Vranka i wsp. [106] oraz Capellini i wsp. [21] donosili, że P3H2 ulega współ­ekspresji z P3H1 i P3H3 w rozwijających się zarodkach mysich w różnych tkankach, w których ulegają ekspresji kolageny fibrylarne: chrząstce, kości i skórze, co sugeru­je ich znaczenie również w procesach, jakim ulegają ko­lageny fibrylarne.

Mutacje w genie LEPRE1, podobnie jak mutacje w genie CRTAP, powodują przedwczesną terminację transkryp­cji, co wiąże się z redukcją transkryptów genu i obniże­niem lub brakiem 3-hydroksylacji kolagenu [71,72,113]. W przypadku niektórych mutacji występujących w ostat­nim eksonie, nawet mimo braku degradacji transkryptów genu, poziom hydroksylacji był również obniżony. Kolagen syntetyzowany przez fibroblasty osób z mutacjami w ge­nach CRTAP i LEPRE1 charakteryzował się, podobnie jak w przypadku mutacji w genach kolagenowych, zwiększe­niem 4-hydroksylacji reszt prolilowych i 5-hydroksylacji reszt lizylowych oraz glikozylacji reszt hydroksylizylo­wych [8,19]. Zwiększenie tych modyfikacji „overmodifi­cation” przy braku białek CRTAP i P3H1 obejmuje jed­nakże całą domenę potrójnej helisy w przeciwieństwie do fenotypowo podobnych typów II i III OI, w których struk­turalny defekt występuje od N-końca do miejsca mutacji w genach kolagenowych. Mutacje w genach kolagenowych powodują zaburzenia tworzenia potrójnej helisy i zwięk­szonego wskutek tego czasu ekspozycji łańcuchów proko­lagenowych na działanie 4-hydroksylazy prolilowej i hy­droksylazy lizylowej [10,18,32,65,105]. Brak składnika kompleksu i 3-hydroksylacji kolagenu zaburza tworzenie potrójnej helisy kolagenu przez niepoznany jeszcze me­chanizm. Nieoczekiwaną konsekwencją mutacji w genie CRTAP i braku 3-hydroksylacji było zwiększenie tempe­ratury topnienia kolagenu typu I [71]. Początkowe badania z syntetycznymi peptydami sugerowały, że 3-Hyp destabi­lizuje potrójną helisę i że peptydy z sekwencją Ac-(Gly-3(S)Hyp-4(R)Hyp)10-NH₂ nie tworzą potrójnej helisy [50]. Późniejsze badania wykazały jednak, że 3Hyp w pozycji Xaa w sekwencji Gly- Xaa-Yaa zwiększa stabilność kola­genu [77]. Według Torre-Blanco i wsp. [100] zwiększenie modyfikacji potranslacyjnych towarzyszące zaburzeniom 3-hydroksylacji, przy braku mutacji w genach kolageno­wych powodujących zmianę struktury pierwszorzędowej kolagenu i obniżenie termostabilności kolagenu, może działać stabilizująco na kolagen.

W przypadku mutacji w genie LEPRE1 i braku P3H1 za­skakujące było zwiększenie wydzielania kolagenu przez fibroblasty o 20-50% [19]. Kolagen z zaburzonymi mody­fikacjami potranslacyjnymi, wskutek mutacji w genach ko­lagenowych, zwykle ulega retencji wewnątrzkomórkowej, co prowadzi do aktywacji UPR (unfolded protein respon­se) [69,115] i zwiększenia syntezy białek opiekuńczych: HSP47, PDI, BiP i P4H [24,59]. Ponieważ odpowiedź ko­mórki na nieprawidłowo sfałdowane białka wiąże się z ha­mowaniem ich translacji, zwiększenie syntezy kolagenu w fibroblastach, w których nie wykryto P3H1 może suge­rować bezpośrednią lub pośrednią rolę P3H1 w regulacji syntezy i wydzielania kolagenu [71].

Kliniczne objawy typu VIII choroby uwarunkowanego mu­tacjami w genie LEPRE1, są podobne do ciężko deformu­jącego i letalnego typu II/III wg klasyfikacji Sillenca i wsp. [92,93], jednakże w przeciwieństwie do niebieskich twar­dówek, trójkątnej twarzy i wąskiej klatki piersiowej wystę­pują szare twardówki, okrągła twarz i szersza klatka pier­siowa [19]. Podobnie jak w OI typu II i III występuje dużo złamań, natomiast w VIII typie choroby cechą niespotyka­ną w pozostałych typach choroby są długie ręce z długimi paliczkami i krótkim śródręczem oraz wiotkością stawów. U najdłużej żyjącego pacjenta (17 lat) z VIII typem choro­by, oprócz defektów kostnych, występowały objawy oste­ochondrodysplazji oraz bardzo zaawansowanej osteopo­rozy (gęstość kości wynosiła -11 w skali T-score) [113].

Fenotypy osób z mutacjami zerowymi (null) genów CRTAP i LEPRE1, jak również opisane zaburzenia modyfikacji po­translacyjnych kolagenu są bardzo podobne w obu typach choroby (VII i VIII). Podobieństwa te mogą wynikać z wza­jemnej protekcji białek CRTAP i P3H1, ponieważ mutacja w jednym z genów kodujących te białka, powoduje brak obu białek kompleksu enzymatycznego [23]. P3H1/CRTAP jest pierwszym przykładem kompleksu eukariotycznego występującego w ER z wzajemną stabilizacją składników; inne tego typu kompleksy występują w jądrze, cytopla­zmie i szlakach wydzielniczych. Ilość trzeciego składnika kompleksu – cyklofiliny B (CyPB) nie zależy od mutacji „null” występujących w CRTAP czy LEPRE1. W komór­kach z wyłączonym genem LEPRE1 i brakiem P3H1, ob­serwowano wzmożone wydzielanie białka CRTAP. Tak więc oba składniki kompleksu są białkami multifunkcyj­nymi, oba są wydzielane do macierzy pozakomórkowej, pełniąc w niej określone funkcje [23,71,72].

Mutacje cyklofiliny B (CyPB)

Podobnie jak w przypadku białek P3H1 i CRTAP, znacze­nie trzeciego składnika kompleksu P3H1/CRTAP/CyPB nie jest dokładnie znane. CyPB stanowi białko o masie czą­steczkowej 21 kDa i należy do cyklofilin – klasy konser­watywnych białek wewnątrzkomórkowych i/lub wydziel­niczych, początkowo identyfikowanych jako komórkowe białka wiążące immunosupresyjny lek – cyklosporynę A [117]. Cyklofiliny należą do rodziny peptydylo-prolilo­wych cis-trans izomeraz, katalizujących izomeryzację wią­zań peptydowych, a ich różne izoformy mają podobną se­kwencję w centralnych domenach wiążących cyklosporynę.

Cyklofilina B zawiera sekwencję sygnałową kierującą ją do ER, a także ulega wydzielaniu pozakomórkowemu [94] i odgrywa ważną rolę w zapaleniu, infekcjach wirusowych i procesach nowotworowych [117]. Nie wykazuje żadnych podobieństw strukturalnych do CRTAP i P3H1. Bachinger [4] stosując częściowo oczyszczony enzym wykazał in vitro 3-krotny wzrost szybkości zwijania się prokolagenu typu III, sugerując, że izomeryzacja wiązań X-Pro z postaci cis do trans jest czynnikiem ograniczającym fałdowanie łań­cuchów. Rolę CyPB w fałdowaniu łańcuchów potwierdzi­li in vivo Steinmann i wsp. [95].

U myszy z wyłączonym genem PPIB (Ppib-/-), kodującym CyPB, wystąpiła zredukowana masa ciała, kifoza i obni­żona gęstość kości [26]. Nieprawidłowa struktura fibryli kolagenowych w tkance podskórnej i zwiotczenie skóry sugerują, że CyPB spełnia istotną funkcję w biosynte­zie kolagenu nie tylko w tkance kostnej. Wcześniej dono­szono, że mutacje w genie PPIB powodują autosomalną recesywną chorobę u koni, znaną jako HERDA, charak­teryzującą się nadmierną rozciągliwością skóry i blizno­waceniem, jednakże patomechanizm molekularny choro­by był nieznany [101].

Mutacje w genie PPIB i brak lub zmniejszenie ilości cy­klofiliny B u ludzi są przyczyną wrodzonej łamliwości kości typu IX z objawami podobnymi do opisanych wy­żej typów (VII i VIII) choroby, spowodowanych mutacja­mi w genach kodujących pozostałe składniki kompleksu (CRTAP i P3H1). U niektórych osób z OI typu IX wystę­puje jednak łagodniejszy przebieg choroby (nie występu­je rizomelia i drastyczne hamowanie wzrostu); gęstość kości wykazuje wyższe wartości [(-1,3) – (-3,9) w ska­li Z-score] w porównaniu do OI typów VII i VIII [(-6) – (-7)] [6,8,78,102,113]. U bliźniąt z mutacją w kodonie start genu PPIB nie wykazano ekspresji cyklofiliny B, a feno­typ był umiarkowanie łagodny [7]. W przeciwieństwie do mutacji w genach LEPRE1 i CRTAP powodujących brak lub o prawie 90% obniżoną 3-hydroksylację Pro986 w ko­lagenie typu I, przy braku CyPB wykazano znacznie niż­szą redukcję ilości 3-Hyp, natomiast podobnie jak w nie­obecności P3H1 i CRTAP kolagen ulegał zwiększonej 4-hydroksylacji reszt prolilowych i 5-hydroksylacji reszt lizylowych [102]. Ostatnie badania wykazały, że składni­ki kompleksu P3H1/CRTAP/CyPB pełnią także funkcję białek opiekuńczych kolagenu, a zaburzenie tych funkcji może mieć bardziej istotne znaczenie w etiologii OI niż brak 3-hydroksylacji proliny [48]. Prawdopodobnie białka tego kompleksu wiążą się z niesfałdowanymi łańcuchami prokolagenowymi w celu utworzenia trihelikalnej struk­tury prokolagenu i hamują tworzenie fibryli in vitro, su­gerując, że mogą one zapobiegać przedwczesnej agregacji cząsteczek kolagenu w czasie ich wydzielania z komórek. Cyklofilina B bierze udział w wydzielaniu prokolagenu ra­zem z HSP47 [94]. Jak wcześniej wspomniano mutacje ze­rowe (null) w jednym z genów CRTAP/LEPRE1 powodują brak obu białek (P3H1 i CRTAP) bez wpływu na CyPB, co sugeruje większy stopień niezależności tego białka od pozostałych składników kompleksu P3H1/CRTAP/CyPB [78,102]. Choi i wsp. [26] uważają jednak, że brak którego­kolwiek ze składników tego kompleksu powoduje w znacz­nym stopniu utratę zdolności wiązania cyklofiliny B z ko­lagenem. Nieznane są również warunki działania jej jako peptydylo-prolilowej cis-trans izomerazy; możliwe, że stabilny dimer CRTAP/P3H1 asocjuje z CyPB i przenosi ją do substratu w miejsce wyznaczone przez 3-Hyp [79].

Alternatywny mechanizm działania cyklofiliny B może do­tyczyć jej udziału w retrotranslokacji nieprawidłowo sfał­dowanego kolagenu do cytosolu w celu jego degradacji z udziałem proteasomu [30,90]. U myszy z brakiem CyPB kolagen umiejscowiony w ER może sugerować opóźnie­nie jego modyfikacji i wydzielania lub usuwania do cy­tosolu w celu degradacji. CyPB jest również składnikiem innego kompleksu występującego w ER, w skład którego wchodzi PDI, BiP i kalretikulina [62]. Kompleks ten, po­dobnie jak P3H1/CRTAP/CyPB, ułatwia fałdowanie i za­pobiega agregacji łańcuchów prokolagenowych, a znacze­nie CyPB jest szczególnie istotne we wczesnych etapach fałdowania łańcuchów i inicjacji tworzenia potrójnej he­lisy kolagenu [89].

Barnes i wsp. [7] donosili z kolei, że w fibroblastach osób z umiarkowanie ciężkimi objawami OI i brakiem CyPB, modyfikacje potranslacyjne kolagenu typu I i szybkość tworzenia potrójnej helisy były prawidłowe, co może su­gerować, że CyPB nie jest swoistą izomerazą kolagenu typu I. Przypuszcza się, że inne białko – FKBP65, wiążą­ce się z kolagenem, może pełnić rolę głównej peptydylo­-prolilowej cis-trans izomerazy lub że oba białka FKBP65 i CyPB mają podobne funkcje. Ponieważ u osób z OI, u któ­rych nie wykryto zmian w tworzeniu trihelikalnej struktu­ry kolagenu, nie ulegał zmianie kompleks P3H1-CRTAP i 3-hydroksylacja kolagenu, przypuszcza się, że ta mody­fikacja powoduje zmianę konformacji kolagenu, ułatwiając wiązanie FKBP65. Istnieją również doniesienia, że biał­ko FKBP65 pełni rolę białka opiekuńczego w ER, nato­miast jego aktywność jako peptydylo-prolilowej cis-trans izomerazy nie jest znacząca w tworzeniu potrójnej helisy prokolagenu [48,118]. Odkryte ostatnio mutacje w genie kodującym białko FKBP65 są przyczyną OI o fenotypie podobnym do IX typu choroby uwarunkowanego muta­cjami w genie PPIB.

Znaczenie 3-hydroksylacji innych typów kolagenu

Wszystkie badania przyczyn OI koncentrują się na ko­lagenie typu I, natomiast brak lub redukcja ilości białek modyfikujących kolagen może się wiązać z zaburzeniem metabolizmu i funkcji również innych kolagenów, w mo­dyfikacjach których biorą one udział. U myszy pozbawio­nej białka CRTAP wykazano nie tylko brak 3-hydroksyla­cji proliny w pozycji 986 w kolagenie typu I, ale również w kolagenie typu V i II [5]. Ponieważ kolagen typu V peł­ni ważną rolę w regulacji średnicy włókien kolagenowych [56], brak tej modyfikacji może mieć związek z niepra­widłową strukturą fibryli kolagenowych i zaburzoną ich mineralizacją. U dzieci z recesywną postacią OI jednym z objawów klinicznych jest silnie ograniczony wzrost, co może być skutkiem zmiany struktury i modyfikacji (m.in. braku 3-hydroksylacji) kolagenu typu II występującego głównie w chrząstce.

Weis i wsp. [111] próbowali określić miejsca 3-hydroksyla­cji proliny w innych kolagenach włókienkowych. Tylko 1-2 reszt 3-Hyp występuje w kolagenie typu I i II i 3-6 reszt w kolagenie typu V i XI; największa ich ilość występuje natomiast w kolagenie IV, w którym może stanowić 10% zawartości reszt 4-Hyp. Oprócz reszt Pro986 w łańcuchach α1 kolagenów typu I i II i α2 kolagenu typu V, 3-hydrok­sylacji ulegają reszty proliny w pozycji 707 w łańcuchu α2 kolagenu typu I, α1 kolagenu typu II i łańcuchach α2 ko­lagenu typu V oraz Pro944 w α1(II) i α2(V). W kolage­nie typu III, mimo występowania domeny konserwatywnej z resztą proliny w pozycji 992, nie wykryto tej modyfikacji u ludzi. Ze względu na specyficzne rozmieszczenie reszt 3-Hyp w odległości zbliżonej do okresu D, uważa się, że odgrywają one ważną rolę w tworzeniu struktur ponadczą­steczkowych przez tworzenie wiązań wodorowych między cząsteczkami kolagenu [91,111]. Takie interakcje mogą być również włączone w tworzenie dimerów prokolagenu [86], które są lepszym substratem C-propeptydazy prokolage­nowej niż pojedyncze cząsteczki [44].

White i wsp. [112] wykazali wpływ zmian 4-hydroksyla­cji kolagenu w sekwencji GXPGER na swoistość wiąza­nia kolagenu z powierzchnią komórki. Zmniejszenie lub brak ilości 3-Hyp, podobnie jak zmiany ilości 4-Hyp, może prowadzić do zaburzenia specyficznych interakcji kola­genu z białkami istotnymi w procesie tworzenia się kości i ich mineralizacji.

Mutacje w genach kodujących białka opiekuńcze kolagenu

Większość białek biorących udział w modyfikacjach po­translacyjnych kolagenu spełnia jednocześnie rolę białek opiekuńczych, których zadaniem jest zapobieganie przed­wczesnej agregacji i/lub nieswoistych interakcji łańcuchów prokolagenowych [20,70]. Niektóre z nich, np. HSP47 czy P4H są swoiste dla kolagenu, podczas gdy inne (kalnek­syna, BiP, GRP94, PDI) są mniej swoiste [65,83]. U my­szy pozbawionych genów niektórych białek opiekuńczych dochodziło do wzrostu retencji wewnątrzkomórkowej i de­gradacji kolagenu, a w konsekwencji do zmniejszonej ilo­ści wydzielanego kolagenu [45,75].

HSP47 kodowane przez gen SERPINH1

HSP47 pełni rolę białka opiekuńczego prokolagenu typu I, jednak mechanizm jego działania nie jest dokładnie po­znany [47,70,83]. Chociaż białko to może asocjować z łań­cuchami prokolagenowymi, preferowanym substratem jest domena potrójnej helisy prokolagenu [60]. HSP47 wiąże się przejściowo z prokolagenem w ER i monitoruje integral­ność potrójnej helisy kolagenu w czasie jego wydzielania z ER do sieci cis aparatu Golgiego i tam oddysocjowuje; przy jego braku zwiększa się szybkość przemieszczenia kolagenu z ER do aparatu Golgiego i ulega zmianie jego konformacja. Wyłączenie genu SERPINH1, kodującego to białko, powoduje śmierć myszy w stadium embrional­nym [82]. Ilość dojrzałego kolagenu była znacznie zre­dukowana we wszystkich tkankach mysich, a prokolagen typu I wydzielany przez fibroblasty był wrażliwy na nie­swoiste proteazy w temperaturze 37°C. Prokolagen ulegał trawieniu w różnych miejscach, najwcześniej w regionie działania kolagenazy, sugerując że białko HSP47 wiąże się ze specyficznymi miejscami potrójnej helisy kolage­nu; Koide i wsp. [60] sugerowali, że miejsca te są bogate w reszty argininy. Z powodu zmian strukturalnych proko­lagenu w miejscu działania N-proteinazy, sekrecja i kon­wersja prokolagenu typu I do tropokolagenu była również zaburzona [82].

Mutacja wykryta u pacjenta w genie SERPINH1 (Leu78Pro) warunkowała OI o bardzo poważnym fenotypie typu III [27]. Białko opiekuńcze HSP47 ulegało degradacji z udzia­łem proteasomu, a prokolagen typu I akumulacji w apa­racie Golgiego; ten który uległ sekrecji był, podobnie jak u myszy, wrażliwy na proteazy (podobnie kolagen typu III). Nie wykazano natomiast zmian w modyfikacjach po­translacyjnych kolagenu. Jak zmiany w ekspresji HSP47 przekładają się na fenotyp OI pozostaje niejasne, prawdo­podobnie wskutek nieprawidłowej struktury wydzielane­go do ECM kolagenu może dojść do zaburzenia procesów fibrylogenezy i mineralizacji.

FKBP65 kodowane przez gen FKBP10

Innym białkiem, wiążącym się z kolagenem typu I, w któ­rym wykryto mutacje jest FKBP65 kodowane przez gen FKBP10 [2,55]. Należy do rodziny białek FKBP, pełnią­cych funkcję peptydylo-prolilowych cis-trans izomeraz i białek opiekuńczych. W nieobecności białka, podob­nie jak w przypadku mutacji w genie kodującym HSP47, dochodzi do akumulacji wewnątrzkomórkowej kolagenu. Białko to, podobnie jak HSP47, wchodzi w interakcje za­równo z niesfałdowanymi łańcuchami, a także z potrójną helisą kolagenu i zapobiega przedwczesnej asocjacji czą­steczek prokolagenu w ER. Funkcje HSP47 nie mogą być jednak zastąpione przez FKBP65, ponieważ – jak już wspo­mniano – wyłączenie genu kodującego HSP47 u myszy jest letalne [82]. Fenotyp pacjentów z mutacjami w genie FKBP10, podobnie jak w genie SERPINH1, jest porów­nywalny do typu III o ciężkim przebiegu choroby, chociaż jest łagodniejszy niż w przypadku mutacji w genach kodu­jących składniki kompleksu (CRTAP/LEPRE1/PPIB) [55].

Mutacja w genie kodującym BMP-1

Metaloproteinazy BMP1/mTLD odgrywają ważną rolę w regulacji aktywności i funkcji wielu białek syntety­zowanych w postaci nieaktywnych prekursorów [39]. Są odpowiedzialne za potranslacyjną obróbkę i dojrzewa­nie wielu białek ECM. Białko morfogenetyczne kości 1 (BMP-1) pełni funkcję C-proteinazy prokolagenu [EC 3.4.24.19], biorąc udział w usuwaniu C-końcowego propep­tydu [67]. BMP-1 i jego dłuższa izoforma mTLD (mam­malian Tolloid), nazwana z powodu podobieństwa struk­turalnego do białka tolloid wykrytego u Drosophila, są produktami alternatywnego składania mRNA genu BMP1, zlokalizowanego na chromosomie 8p21.3 [96]. Białka BMP-1 i mTLD są zaliczane do grupy zwanej metalopro­teinazy BMP1/TLD-podobne, do której należą jeszcze dwa białka TLL1 (Tolloid-like protein 1) i TLL2 (Tolloid-like protein 2), kodowane przez geny umiejscowione na chro­mosomach 4 i 10. Chociaż wszystkie cztery białka mają aktywność C-proteinazy prokolagenu, największą aktyw­ność proteolityczną przy usuwaniu C-propeptydu proko­lagenu typu I wykazuje BMP-1 [85]. Metaloproteinazy BMP1/TLD-podobne biorą również udział w konwersji in­nych typów prokolagenów (II, III i V) do kolagenów oraz w aktywacji oksydazy lizylowej [14,39]. Ponadto, wiele innych czynników i białek wydzielanych do ECM (m.in. chordyna) są substratami tych enzymów [39].

U rodzeństwa z bardzo ciężkim przebiegiem choroby, porównywalnym z deformującym typem III, wykryto recesywną mutację Phe249Leu, umiejscowioną w kon­serwatywnej domenie proteazy białka BMP1/mTLD [74]. Mutacja ta hamowała proteolityczną aktywność BMP-1 i upośledzała proces dojrzewania kolagenu. Monomery kolagenu typu I z nieodciętymi C-propeptydami nie mogą być wbudowane do włókien kolagenowych [53]. Jeżeli jed­nak ulegną asocjacji z cząsteczkami kolagenu o strukturze prawidłowej, zaburzają proces fibrylogenezy, a utworzone włókna kolagenowe charakteryzują się obniżoną wytrzyma­łością mechaniczną. Ponadto, ze względu na występowanie mutacji w domenie katalitycznej proteazy BMP1/mTLD, zaburzony zostaje prawdopodobnie proces proteolityczny innych białek (m.in. prokolagenów typu II, III i V) i akty­wacji oksydazy lizylowej [39]. Fenotyp myszy pozbawio­nej genu BMP-1 był łagodniejszy, nie stwierdzono defor­macji kości, natomiast wspólnym objawem występującym u pacjentów z wykrytą mutacją i u myszy pozbawionej obu kopii genu BMP1 była przepuklina pępkowa. Stopień upośledzenia procesu konwersji prokolagenu do kolagenu był również mniejszy u myszy, co mogło wynikać z za­stąpienia funkcji BMP-1 przez inne proteazy z rodziny metaloproteinaz BMP1/TLD-podobnych. Należy dodać, że mutacje występujące w łańcuchach pro-α1 lub pro-α2 prokolagenu typu I w miejscu rozpoznawanym i trawio­nym przez BMP-1 warunkują znacznie łagodniejszy fe­notyp niż mutacje białka enzymatycznego BMP-1 [68]. Odkrycie mutacji w genie BMP1, warunkującej recesyw­ną postać OI o bardzo ciężkim przebiegu choroby, podkre­śla znaczącą rolę tego białka i procesów, w których bierze udział, w homeostazie kości.

Podsumowanie znaczenia białek, w których wykryto mu­tacje u pacjentów z osteogenesis imperfecta, w biosyntezie i procesach potranslacyjnych kolagenu przedstawia ryc. 1.

Ryc. 1. Rola białek, w których wykryto mutacje w recesywnej OI, w syntezie i procesach potranslacyjnych kolagenu (schemat). Kompleks białek P3H1/CRTAP/CyPB uczestniczy w 3-hydroksylacji kolagenu w pozycji 986 i pełni rolę białek opiekuńczych kolagenu. CyPB wiąże się zarówno z pojedynczymi łańcuchami, biorąc udział w izomeryzacji wiązań peptydowych X-Pro (podobnie jak FKBP65) i inicjacji tworzenia potrójnej helisy, jak również z potrójną helisą kolagenu (razem z HSP47 i prawdopodobnie FKBP65) w celu jego ochrony w czasie wydzielania. Po wydzieleniu prokolagenu dochodzi do odcięcia propeptydów z udziałem N-proteinazy i C-proteinazy (białka BMP-1), a następnie asocjacji monomerów we włókna kolagenowe i ich stabilizacji wiązaniami poprzecznymi (skróty wyjaśniono w tekście)

Mutacje w genach kodujących białka niewpływające na kolagen

PEDF kodowany przez gen SERPINF1

Odkrycia mutacji w OI dokonane w 2011 roku doty­czyły genu SERPINF1 kodującego czynnik pochodzący z nabłonka barwnikowego siatkówki (PEDF – pigment epithelium derived factor) [12,46,104]. Czynnik ten jest glikoproteiną o masie cząsteczkowej 50 kDa, należącą po­dobnie jak HSP47 do rodziny serpin – inhibitorów prote­az serynowych, aczkolwiek w przypadku tych białek nie wykazano aktywności inhibitorowej [29]. PEDF jest biał­kiem wielofunkcyjnym i jednym z najsilniejszych inhi­bitorów angiogenezy u ludzi [76,98]. Mutacje wykryte w genie SERPINF1 u osób z wrodzoną łamliwością kości dowodzą również ważnej jego roli w homeostazie kości [12,46,104]. Fenotyp dzieci z mutacjami zerowymi (null) w tym genie jest podobny do OI typu III, występują zła­mania i deformacje kości długich, niski wzrost i znacznie obniżona gęstość kości. Wyniki badań histologicznych kości okazały się zbieżne z opisanymi w 2002 roku przez Glorieuxa i wsp. [43] w OI typu VI o nieznanym wówczas podłożu genetycznym. Podobnie jak opisane wyżej muta­cje w białkach opiekuńczych, mutacje w PEDF nie wpły­wają na modyfikacje potranslacyjne kolagenu, natomiast w odróżnieniu od nich nie zmieniają struktury ani sekre­cji kolagenu. W oparciu o te wyniki trudno wytłumaczyć dlaczego brak tego białka jest przyczyną łamliwości ko­ści. Jak dotąd nie ma doniesień o jego funkcji wewnątrzko­mórkowej jako białka opiekuńczego, wiadomo natomiast, że ulega sekrecji i akumulacji w ECM, wiążąc się m.in. z kolagenem typu I [76]. Badania ekspresji i roli PEDF do­wiodły jego udziału w tworzeniu i remodelowaniu kości u myszy; ekspresję czynnika wykazano w osteoblastach, chondrocytach i w mniejszym stopniu w osteoklastach [1,98]. Czynnik PEDF hamuje różnicowanie osteoklastów i resorpcję kości poprzez regulację ekspresji osteoprote­geryny [1]. Jego silne działanie inhibitorowe przeciwsta­wia się z proangiogeniczną aktywnością czynnika VEGF (vascular endothelial growth factor). Po sekrecji i zwią­zaniu się PEDF z kolagenem istotny jest bilans między ekspresją obu czynników; brak PEDF może prowadzić do nadmiaru, w miejscach aktywnego remodelowania kości i w płytce nasadowej, komórek prekursorowych osteokla­stów i wzmożonej resorpcji kości [17,76]. Ponieważ u osób z typem VI OI występują zaburzenia mineralizacji, możli­we że PEDF odgrywa rolę w regulacji tego procesu [46].

Czynnik transkrypcyjny SP7/Osterix

Ostatnim genem, w którym wykryto mutację u dziecka z objawami OI jest gen SP7/OSX kodujący czynnik trans­krypcyjny SP7/Osterix o istotnym znaczeniu w dojrze­waniu i funkcjonowaniu osteoblastów i procesie kościo­tworzenia [66]. U myszy z wyłączonym genem SP7/OSX wykazano obniżoną ekspresję markerów kościotworzenia i nie dochodziło do różnicowania osteoblastów [84]. Charakterystyczną cechą kliniczną, zarówno u myszy po­zbawionej genu jak i u dziecka z wykrytą mutacją w tym genie, było znaczne wygięcie kości [66]. Osterix jest biał­kiem charakteryzującym się obecnością trzech tandemów domen Cys2-His2 wiążących DNA i zawierających palec cynkowy w ich C-końcu [38]. Mutacja wykryta u dziecka dotyczyła delecji 81 aminokwasów od C-końca, włączając w nie motyw trzeciego palca cynkowego [66]. Zmutowany czynnik ulega degradacji z udziałem proteasomu, jeżeli jednak nie ulegnie całkowitej degradacji, jego wiązanie z DNA może ulec zmianie, a w konsekwencji zaburzona zostanie regulacja transkrypcji genów swoistych dla oste­oblastów. Odkrycie to dodaje nowe locus do różnorodnych genów warunkujących OI i ujawnia, że SP7/OSX odgrywa znaczącą rolę w rozwoju kości również u ludzi.

Podsumowanie

Mechanizmy włączone w patogenezę OI z mutacjami w ge­nach niekolagenowych są jeszcze słabo poznane. Początkowo sądzono, że brak 3-hydroksylacji kolagenu typu I, wskutek mutacji białek kompleksu P3H1/CRTAP/CyPB, stanowi zasadniczy element patomechanizmu, jednakże wykaza­na aktywność białek kompleksu jako białek opiekuńczych wydaje się mieć dominujące znaczenie. Brak aktywności tego kompleksu czy innych białek opiekuńczych: HSP47 i FKBP65 wpływa destrukcyjnie na jakość syntetyzowa­nego kolagenu i jego funkcje; może też spowodować stres w ER i apoptozę komórek. Brak lub redukcja ilości tych bia­łek może się wiązać z zaburzeniem metabolizmu i funkcji również innych kolagenów, w modyfikacjach których biorą one udział. Fenotyp osób z mutacjami genów niekolageno­wych jest porównywalny do najcięższego przeżywalnego i letalnego typu choroby uwarunkowanego mutacjami ge­nów kolagenowych. Mutacja białka BMP-1, wykazującego właściwości proteolityczne, warunkuje dużo gorszy feno­typ niż mutacje występujące w prokolagenie typu I w miej­scu działania enzymu. W świetle ostatnich odkryć muta­cji w genach SERPINF1 i SP7/OSX w fenotyp OI wydaje się być włączony patomechanizm niezwiązany ze zmia­nami w syntezie i procesach potranslacyjnych kolagenu. Ponieważ większość białek, w których wykryto mutacje, pełni wiele niezależnych funkcji zarówno wewnątrz- jak i zewnątrzkomórkowych, fenotyp „kruchych kości” może wynikać z zaburzeń procesów jeszcze niepoznanych a de­terminujących strukturę i wytrzymałość mechaniczną ko­ści. Trzeba dodać, że w znacznej grupie chorych, u których nie wykryto mutacji w genach kolagenowych, podłoże mo­lekularne nie jest dotąd znane.

PIŚMIENNICTWO

[1] Akiyama T., Dass C.R., Shinoda Y., Kawano H., Tanaka S., Choong P.F.: PEDF regulates osteoclasts via osteoprotegerin and RANKL. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2010; 391: 789-794
[PubMed]  

[2] Alanay Y., Avaygan H., Camacho N., Utine G.E., Boduroglu K., Aktas D., Alikasifoglu M., Tuncbilek E., Orhan D., Bakar F.T., Zabel B., Superti-Furga A., Bruckner-Tuderman L., Curry C.J., Pyott S., Byers P.H., Eyre D.R., Baldridge D., Lee B., Merrill A.E., Davis E.C., Cohn D.H., Akarsu N., Krakow D.: Mutations in the gene encoding the RER protein FKBP65 cause autosomal-recessive osteogenesis imperfecta. Am. J. Hum. Genet., 2010; 86: 551-559
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[3] Amor I.M., Rauch F., Gruenwald K., Weis M., Eyre D.R., Roughley P., Glorieux F.H., Morello R.: Severe osteogenesis imperfecta caused by a small in-frame deletion in CRTAP. Am. J. Med. Genet. A, 2011; 155A: 2865-2870
[PubMed]  

[4] Bächinger H.P.: The influence of peptidyl-prolyl cis-trans isomerase on the in vitro folding of type III collagen. J. Biol. Chem., 1987; 262: 17144-17148
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[5] Baldridge D., Lennington J., Weis M., Homan E.P., Jiang M.M., Munivez E., Keene D.R., Hogue W.R., Pyott S., Byers P.H., Krakow D., Cohn D.H., Eyre D.R., Lee B., Morello R.: Generalized connective tissue disease in Crtap ^-/- mouse. PLoS One, 2010; 5: e10560
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[6] Baldridge D., Schwarze U., Morello R., Lennington J., Bertin T.K., Pace J.M., Pepin M.G., Weis M., Eyre D.R., Walsh J., Lambert D., Green A., Robinson H., Michelson M., Houge G., Lindman C., Martin J., Ward J., Lemyre E., Mitchell J.J., Krakow D., Rimoin D.L., Cohn D.H., Byers P.H., Lee B.: CRTAP and LEPRE1 mutations in recessive osteogenesis imperfecta. Hum. Mutat., 2008; 29: 1435-1442
[PubMed]  

[7] Barnes A.M., Carter E.M., Cabral W.A., Weis M., Chang W., Makareeva E., Leikin S., Rotimi C.N., Eyre D.R., Raggio C.L., Marini J.C.: Lack of cyclophilin B in osteogenesis imperfecta with normal collagen folding. N. Engl. J. Med., 2010; 362: 521-528
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[8] Barnes A.M., Chang W., Morello R., Cabral W.A., Weis M., Eyre D.R., Leikin S., Makareeva E., Kuznetsova N., Uveges T.E., Ashok A., Flor A.W., Mulvihill J.J., Wilson P.L., Sundaram U.T., Lee B., Marini J.C.: Deficiency of cartilage-associated protein in recessive lethal osteogenesis imperfecta. N. Engl. J. Med., 2006; 355: 2757-2764
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[9] Barsh G.S., David K.E., Byers P.H.: Type I osteogenesis imperfecta: a nonfunctional allele for proα 1(I) chains of type I procollagen. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1982; 79: 3838-3842
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[10] Bateman J.F., Boot-Handford R.P., Lamandé S.R.: Genetic diseases of connective tissues: cellular and extracellular effects of ECM mutations. Nat. Rev. Genet., 2009; 10: 173-183
[PubMed]  

[11] Beck K., Chan V.C., Shenoy N., Kirkpatrick A., Ramshaw J.A., Brodsky B.: Destabilization of osteogenesis imperfecta collagen-like model peptides correlates with the identity of the residue replacing glycine. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2000; 97: 4273-4278
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[12] Becker J., Semler O., Gilissen C., Li Y., Bolz H.J., Giunta C., Bergmann C., Rohrbach M., Koerber F., Zimmermann K., de Vries P., Wirth B., Schoenau E., Wollnik B., Veltman J.A., Hoischen A., Netzer C.: Exome sequencing identifies truncating mutations in human SERPINF1 in autosomal-recessive osteogenesis imperfecta. Am. J. Hum. Genet., 2011; 88: 362-371
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[13] Berg R.A., Prockop D.J.: The thermal transition of a non-hydroxylated form of collagen. Evidence for a role for hydroxyproline in stabilizing the triple-helix of collagen. Biochem. Biophys. Res. Commun., 1973; 52: 115-120
[PubMed]  

[14] Bonod-Bidaud C., Beraud M., Vaganay E., Delacoux F., Font B., Hulmes D.J., Ruggiero F.: Enzymatic cleavage specificity of the proα1(V) chain processing analysed by site-directed mutagenesis. Biochem. J., 2007; 405: 299-306
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[15] Bornstein P.: Covalent cross-links in collagen: a personal account of their discovery. Matrix Biol., 2003; 22: 385-391
[PubMed]  

[16] Boskey A.L., Wright T.M., Blank R.D.: Collagen and bone strength. J. Bone Miner. Res., 1999; 14: 330-335
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[17] Broadhead M.L., Akiyama T., Choong P.F., Dass C.R.: The pathophysiological role of PEDF in bone diseases. Curr. Mol. Med., 2010; 10: 296-301
[PubMed]  

[18] Byers P.H.: Brittle bones – fragile molecules: disorders of collagen gene structure and expression. Trends Genet., 1990; 6: 293-300
[PubMed]  

[19] Cabral W.A., Chang W., Barnes A.M., Weis M., Scott M.A., Leikin S., Makareeva E., Kuznetsova N.V., Rosenbaum K.N., Tifft C.J., Bulas D.I., Kozma C., Smith P.A., Eyre D.R., Marini J.C.: Prolyl 3-hydroxylase 1 deficiency causes a recessive metabolic bone disorder resembling lethal/severe osteogenesis imperfecta. Nat. Genet., 2007; 39: 359-365
[PubMed]  

[20] Canty E.G., Kadler K.E.: Procollagen trafficking, processing and fibrillogenesis. J. Cell Sci., 2005; 118: 1341-1353
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[21] Capellini T.D., Dunn M.P., Passamaneck Y.J., Selleri L., Di Gregorio A.: Conservation of notochord gene expression across chordates: insights from the Leprecan gene family. Genesis, 2008; 46: 683-696
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[22] Castagnola P., Gennari M., Morello R., Tonachini L., Marin O., Gaggero A., Cancedda R.: Cartilage associated protein (CASP) is a novel developmentally regulated chick embryo protein. J. Cell Sci., 1997; 110: 1351-1359
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[23] Chang W., Barnes A.M., Cabral W.A., Bodurtha J.N., Marini J.C.: Prolyl 3-hydroxylase 1 and CRTAP are mutually stabilizing in the endoplasmic reticulum collagen prolyl 3-hydroxylation complex. Hum. Mol. Genet., 2010; 19: 223-234
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[24] Chessler S.D., Byers P.H.: BiP binds type I procollagen proα chains with mutations in the carboxyl-terminal propeptide synthesized by cells from patients with osteogenesis imperfecta. J. Biol. Chem., 1993; 268: 18226-18233
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[25] Cheung M.S., Glorieux F.H.: Osteogenesis imperfecta: update on presentation and management. Rev. Endocr. Metab. Disord., 2008; 9: 153-160
[PubMed]  

[26] Choi J.W., Sutor S.L., Lindquist L., Evans G.L., Madden B.J., Bergen H.R. 3^rd, Hefferan T.E., Yaszemski M.J., Bram R.J.: Severe osteogenesis imperfecta in cyclophilin B-deficient mice. PLoS Genet., 2009; 5: e1000750
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[27] Christiansen H.E., Schwarze U., Pyott S.M., AlSwaid A., Al Balwi M., Alrasheed S., Pepin M.G., Weis M.A., Eyre D.R., Byers P.H.: Homozygosity for a missense mutation in SERPINH1, which encodes the collagen chaperone protein HSP47, results in severe recessive osteogenesis imperfecta. Am. J. Hum. Genet., 2010; 86: 389-398
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[28] Cole W.G.: Collagen genes: Mutations affecting collagen structure and expression. Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol., 1994; 47: 29-80
[PubMed]  

[29] Filleur S., Nelius T., de Riese W., Kennedy R.C.: Characterization of PEDF: a multi-functional serpin family protein. J. Cell. Biochem., 2009; 106: 769-775
[PubMed]  

[30] Fitzgerald J., Lamandé S.R., Bateman J.F.: Proteasomal degradation of unassembled mutant type I collagen pro-α₁(I) chains. J. Biol. Chem., 1999; 274: 27392-27398
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[31] Forlino A., Cabral W.A., Barnes A.M., Marini J.C.: New perspectives on osteogenesis imperfecta. Nat. Rev. Endocrinol., 2011; 7: 540-557
[PubMed]  

[32] Gajko-Galicka A.: Mutations in type I collagen genes resulting in osteogenesis imperfecta in humans. Acta Biochim. Pol., 2002; 49: 433-441
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[33] Galat A., Metcalfe S.M.: Peptidylproline cis/trans isomerases. Prog. Biophys. Mol. Biol., 1995; 63: 67-118
[PubMed]  

[34] Galicka A., Bielawski T., Gindzieński A., Średzińska K.: Diagnostyka molekularna wrodzonej łamliwości kości typu I. Pol. Merkur. Lekarski, 2008; 148: 345-348
[PubMed]  

[35] Galicka A., Wołczyński S., Gindzieński A.: Studies on type I collagen in skin fibroblasts cultured from twins with lethal osteogenesis imperfecta. Acta Biochim. Pol., 2003; 50: 481-488
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[36] Galicka A., Wołczyński S., Gindzieński A., Surażyński A., Pałka J.: Gly511 to Ser substitution in the COL1A1 gene in osteogenesis imperfecta type III patient with increased turnover of collagen. Mol. Cell. Biochem., 2003; 248: 49-56
[PubMed]  

[37] Galicka A., Wołczyński S., Leśniewicz R., Chyczewski L., Gindzieński A.: A novel Gly to Arg substitution at position 388 of the α1 chain of type I collagen in lethal form of osteogenesis imperfecta. Acta Biochim. Pol., 2002; 49: 443-450
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[38] Gao Y., Jheon A., Nourkeyhani H., Kobayashi H., Ganss B.: Molecular cloning, structure, expression, and chromosomal localization of the human Osterix (SP7) gene. Gene, 2004; 341: 101-110
[PubMed]  

[39] Ge G., Greenspan D.S.: Developmental roles of the BMP1/TLD metalloproteinases. Birth Defects Res. C Embryo Today, 2006; 78: 47-68
[PubMed]  

[40] Glorieux F.H.: Osteogenesis imperfecta. A disease of the osteoblast. Lancet, 2001; 358 (Suppl.): S45
[PubMed]  

[41] Glorieux F.H.: Osteogenesis imperfecta. Best Pract. Res. Clin. Rheumatol., 2008; 22: 85-100
[PubMed]  

[42] Glorieux F.H., Rauch F., Plotkin H., Ward L., Travers R., Roughley P., Lalic L., Glorieux D.F., Fassier F., Bishop N.J.: Type V osteogenesis imperfecta: a new form of brittle bone disease. J. Bone Miner. Res., 2000; 15: 1650-1658
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[43] Glorieux F.H., Ward L.M., Rauch F., Lalic L., Roughley P.J., Travers R.: Osteogenesis imperfecta type VI: a form of brittle bone disease with a mineralization defect. J. Bone Miner. Res., 2002; 17: 30-38
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[44] Hojima Y., Behta B., Romanic A.M., Prockop D.J.: Cleavage of type I procollagen by C- and N-proteinases is more rapid if the substrate is aggregated with dextran sulfate or polyethylene glycol. Anal. Biochem., 1994; 223: 173-180
[PubMed]  

[45] Holster T., Pakkanen O., Soininen R., Sormunen R., Nokelainen M., Kivirikko K.I., Myllyharju J.: Loss of assembly of the main basement membrane collagen, type IV, but not fibril-forming collagens and embryonic death in collagen prolyl 4-hydroxylase I null mice. J. Biol. Chem., 2007; 282: 2512-2519
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[46] Homan E.P., Rauch F., Grafe I., Lietman C., Doll J.A., Dawson B., Bertin T., Napierala D., Morello R., Gibbs R., White L., Miki R., Cohn D.H., Crawford S., Travers R., Glorieux F.H., Lee B.: Mutations in SERPINF1 cause osteogenesis imperfecta type VI. J. Bone Miner. Res., 2011; 26: 2798-2803
[PubMed]  

[47] Ishida Y., Kubota H., Yamamoto A., Kitamura A., Bächinger H.P., Nagata K.: Type I collagen in Hsp47-null cells is aggregated in endoplasmic reticulum and deficient in N-propeptide processing and fibrillogenesis. Mol. Biol. Cell, 2006; 17: 2346-2355
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[48] Ishikawa Y., Wirz J., Vranka J.A., Nagata K., Bächinger H.P.: Biochemical characterization of the prolyl 3-hydroxylase 1.cartilage-associated protein.cyclophilin B complex. J. Biol. Chem., 2009; 284: 17641-17647
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[49] Järnum S., Kjellman C., Darabi A., Nilsson I., Edvardsen K., Aman P.: LEPREL1, a novel ER and Golgi resident member of the Leprecan family. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2004; 317: 342-351
[PubMed]  

[50] Jenkins C.L., Bretscher L.E., Guzei I.A., Raines R.T.: Effect of 3-hydroxyproline residues on collagen stability. J. Am. Chem. Soc., 2003; 125: 6422-6427
[PubMed]  

[51] Kadler K.E., Baldock C., Bella J., Boot-Handford R.P.: Collagens at a glance. J. Cell Sci., 2007; 120: 1955-1958
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[52] Kadler K.E., Hill A., Canty-Laird E.G.: Collagen fibrillogenesis: fibronectin, integrins, and minor collagens as organizers and nucleators. Curr. Opin. Cell Biol., 2008; 20: 495-501
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[53] Kadler K.E., Hulmes D.J., Hojima Y., Prockop D.J.: Assembly of type I collagen fibrils de novo by the specific enzymic cleavage of pC collagen. The fibrils formed at about 37 degrees C are similar in diameter, roundness, and apparent flexibility to the collagen fibrils seen in connective tissue. Ann. NY Acad. Sci., 1990; 580: 214-224
[PubMed]  

[54] Kaul S.C., Sugihara T., Yoshida A., Nomura H., Wadhwa R.: Gros1, a potential growth suppressor on chromosome 1: its identity to basement membrane-associated proteoglycan, leprecan. Oncogene, 2000; 19: 3576-3583
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[55] Kelley B.P., Malfait F., Bonafe L., Baldridge D., Homan E., Symoens S., Willaert A., Elcioglu N., Van Maldergem L., Verellen-Dumoulin C., Gillerot Y., Napierala D., Krakow D., Beighton P., Superti-Furga A., De Paepe A., Lee B.: Mutations in FKBP10 cause recessive osteogenesis imperfecta and Bruck syndrome. J. Bone Miner. Res., 2011; 26: 666-672
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[56] Kielty C.M., Grant M.E.: The collagen family: Structure, assembly, and organization in the extracellular matrix. W: Connective Tissue and its Heritable Disorders, red.: P.M. Royce, B. Steinmann. Wiley-Liss, New York 2002, 159-221

[57] Kivirikko K.I., Myllyharju J.: Prolyl 4-hydroxylases and their protein disulfide isomerase subunit. Matrix Biol., 1998; 16: 357-368
[PubMed]  

[58] Kivirikko K.I., Myllylä R.: Post-translational processing of procollagens. Ann. NY Acad. Sci., 1985; 460: 187-201
[PubMed]  

[59] Ko M.K., Kay E.P.: PDI-mediated ER retention and proteasomal degradation of procollagen I in corneal endothelial cells. Exp. Cell Res., 2004; 295: 25-35
[PubMed]  

[60] Koide T., Nishikawa Y., Asada S., Yamazaki C.M., Takahara Y., Homma D.L., Otaka A., Ohtani K., Wakamiya N., Nagata K., Kitagawa K.: Specific recognition of the collagen triple helix by chaperone HSP47. II. The HSP47-binding structural motif in collagens and related proteins. J. Biol. Chem., 2006; 281: 11177-11185
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[61] Koivu J.: Identification of disulfide bonds in carboxy-terminal propeptides of human type I procollagen. FEBS Lett., 1987; 212: 229-232
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[62] Kozlov G., Bastos-Aristizabal S., Määttänen P., Rosenauer A., Zheng F., Killikelly A., Trempe J.F., Thomas D.Y., Gehring K.: Structural basis of cyclophilin B binding by the calnexin/calreticulin P-domain. J. Biol. Chem., 2010; 285: 35551-35557
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[63] Kuivaniemi H., Tromp G., Prockop D.J.: Mutations in collagen genes: causes of rare and some common diseases in humans. FASEB J., 1991; 5: 2052-2060
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[64] Kukkola L., Hieta R., Kivirikko K.I., Myllyharju J.: Identification and characterization of a third human, rat, and mouse collagen prolyl 4-hydroxylase isoenzyme. J. Biol. Chem., 2003; 278: 47685-47693
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[65] Lamandé S.R., Bateman J.F.: Procollagen folding and assembly: the role of endoplasmic reticulum enzymes and molecular chaperones. Semin. Cell Dev. Biol., 1999; 10: 455-464
[PubMed]  

[66] Lapunzina P., Aglan M., Temtamy S., Caparrós-Martin J.A., Valencia M., Letón R., Martinez-Glez V., Elhossini R., Amr K., Vilaboa N., Ruiz-Perez V.L.: Identification of a frameshift mutation in Osterix in a patient with recessive osteogenesis imperfecta. Am. J. Hum. Genet., 2010; 87: 110-114
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[67] Li S.W., Sieron A.L., Fertala A., Hojima Y., Arnold W.V., Prockop D.J.: The C-proteinase that processes procollagens to fibrillar collagens is identical to the protein previously identified as bone morphogenic protein-1. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1996; 93: 5127-5130
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[68] Lindahl K., Barnes A.M., Fratzl-Zelman N., Whyte M.P., Hefferan T.E., Makareeva E., Brusel M., Yaszemski M.J., Rubin C.J., Kindmark A., Roschger P., Klaushofer K., McAlister W.H., Mumm S., Leikin S., Kessler E., Boskey A.L., Ljunggren O., Marini J.C.: COL1 C-propeptide cleavage site mutations cause high bone mass osteogenesis imperfecta. Hum. Mutat., 2011; 32: 598-609
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[69] Lisse T.S., Thiele F., Fuchs H., Hans W., Przemeck G.K., Abe K., Rathkolb B., Quintanilla-Martinez L., Hoelzlwimmer G., Helfrich M., Wolf E., Ralston S.H., Hrabé de Angelis M.: ER stress-mediated apoptosis in a new mouse model of osteogenesis imperfecta. PLoS Genet., 2008; 4: e7
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[70] Makareeva E., Aviles N.A., Leikin S.: Chaperoning osteogenesis: new protein-folding disease paradigms. Trends Cell Biol., 2011; 21: 168-176
[PubMed]  

[71] Marini J.C., Cabral W.A., Barnes A.M.: Null mutations in LEPRE1 and CRTAP cause severe recessive osteogenesis imperfecta. Cell Tissue Res., 2010; 339: 59-70
[PubMed]  

[72] Marini J.C., Cabral W.A., Barnes A.M., Chang W.: Components of the collagen prolyl 3-hydroxylation complex are crucial for normal bone development. Cell Cycle, 2007; 6: 1675-1681
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[73] Marini J.C., Forlino A., Cabral W.A., Barnes A.M., San Antonio J.D., Milgrom S., Hyland J.C., Körkkö J., Prockop D.J., De Paepe A., Coucke P., Symoens S., Glorieux F.H., Roughley P.J., Lund A.M., Kuurila-Svahn K., Hartikka H., Cohn D.H., Krakow D., Mottes M., Schwarze U., Chen D., Yang K., Kuslich C., Troendle J., Dalgleish R., Byers P.H.: Consortium for osteogenesis imperfecta mutations in the helical domain of type I collagen: regions rich in lethal mutations align with collagen binding sites for integrins and proteoglycans. Hum. Mutat., 2007; 28: 209-221
[PubMed]  

[74] Martinez-Glez V., Valencia M., Caparrós-Martin J.A., Aglan M., Temtamy S., Tenorio J., Pulido V., Lindert U., Rohrbach M., Eyre D., Giunta C., Lapunzina P., Ruiz-Perez V.L.: Identification of a mutation causing deficient BMP1/mTLD proteolytic activity in autosomal recessive osteogenesis imperfecta. Hum. Mutat., 2012; 33: 343-350
[PubMed]  

[75] Marutani T., Yamamoto A., Nagai N., Kubota H., Nagata K.: Accumulation of type IV collagen in dilated ER leads to apoptosis in Hsp47-knockout mouse embryos via induction of CHOP. J. Cell Sci., 2004, 117: 5913-5922
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[76] Meyer C., Notari L., Becerra S.P.: Mapping the type I collagen-binding site on pigment epithelium-derived factor. Implications for its antiangiogenic activity. J. Biol. Chem., 2002; 277: 45400-45407
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[77] Mizuno K., Peyton D.H., Hayashi T., Engel J., Bächinger H.P.: Effect of the -Gly-3(S)-hydroxyprolyl-4(R)-hydroxyprolyl- tripeptide unit on the stability of collagen model peptides. FEBS J., 2008; 275: 5830-5840
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[78] Morello R., Bertin T.K., Chen Y., Hicks J., Tonachini L., Monticone M., Castagnola P., Rauch F., Glorieux F.H., Vranka J., Bächinger H.P., Pace J.M., Schwarze U., Byers P.H., Weis M., Fernandes R.J., Eyre D.R., Yao Z., Boyce B.F., Lee B.: CRTAP is required for prolyl 3- hydroxylation and mutations cause recessive osteogenesis imperfecta. Cell, 2006; 127: 291-304
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[79] Morello R., Rauch F.: Role of cartilage-associated protein in skeletal development. Curr. Osteoporos. Rep., 2010; 8: 77-83
[PubMed]  

[80] Morello R., Tonachini L., Monticone M., Viggiano L., Rocchi M., Cancedda R., Castagnola P.: cDNA cloning, characterization and chromosome mapping of Crtap encoding the mouse cartilage associated protein. Matrix Biol., 1999; 18: 319-324
[PubMed]  

[81] Myllyharju J., Kivirikko K.I.: Collagens, modifying enzymes and their mutations in humans, flies and worms. Trends Genet., 2004; 20: 33-43
[PubMed]  

[82] Nagai N., Hosokawa M., Itohara S., Adachi E., Matsushita T., Hosokawa N., Nagata K.: Embryonic lethality of molecular chaperone hsp47 knockout mice is associated with defects in collagen biosynthesis. J. Cell Biol., 2000; 150: 1499-1506
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[83] Nagata K.: HSP47 as a collagen-specific molecular chaperone: function and expression in normal mouse development. Semin. Cell Dev. Biol., 2003; 14: 275-282
[PubMed]  

[84] Nakashima K., Zhou X., Kunkel G., Zhang Z., Deng J.M., Behringer R.R., de Crombrugghe B.: The novel zinc finger-containing transcription factor osterix is required for osteoblast differentiation and bone formation. Cell, 2002; 108: 17-29
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[85] Pappano W.N., Steiglitz B.M., Scott I.C., Keene D.R., Greenspan D.S.: Use of Bmp1/Tll1 doubly homozygous null mice and proteomics to identify and validate in vivo substrates of bone morphogenetic protein 1/tolloid-like metalloproteinases. Mol. Cell. Biol., 2003; 23: 4428-4438
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[86] Polishchuk E.V., Di Pentima A., Luini A., Polishchuk R.S.: Mechanism of constitutive export from the Golgi: bulk flow via the formation, protrusion, and en bloc cleavage of large trans-Golgi network tubular domains. Mol. Biol. Cell, 2003; 14: 4470-4485
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[87] Prockop D.J.: Osteogenesis imperfecta: phenotypic heterogeneity, protein suicide, short and long collagen. Am. J. Hum. Genet., 1984; 36: 499-505
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[88] Prockop D.J., Sieron A.L., Li S.W.: Procollagen N-proteinase and procollagen C-proteinase. Two unusual metalloproteinases that are essential for procollagen processing probably have important roles in development and cell signaling. Matrix Biol., 1998; 16: 399-408
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[89] Pyott S.M., Schwarze U., Christiansen H.E., Pepin M.G., Leistritz D.F., Dineen R., Harris C., Burton B.K., Angle B., Kim K., Sussman M.D., Weis M., Eyre D.R., Russell D.W., McCarthy K.J., Steiner R.D., Byers P.H.: Mutations in PPIB (cyclophilin B) delay type I procollagen chain association and result in perinatal lethal to moderate osteogenesis imperfecta phenotypes. Hum. Mol. Genet., 2011; 20: 1595-1609
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[90] Rycyzyn M.A., Reilly S.C., O’Malley K., Clevenger C.V.: Role of cyclophilin B in prolactin signal transduction and nuclear retrotranslocation. Mol. Endocrinol., 2000; 14: 1175-1186
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[91] Schumacher M.A., Mizuno K., Bächinger H.P.: The crystal structure of a collagen-like polypeptide with 3(S)-hydroxyproline residues in the Xaa position forms a standard 7/2 collagen triple helix. J. Biol. Chem., 2006; 281: 27566-27574
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[92] Sillence D.O., Rimoin D.L.: Classification of osteogenesis imperfect. Lancet, 1978; 1: 1041-1042
[PubMed]  

[93] Sillence D.O., Senn A., Danks D.M.: Genetic heterogeneity in osteogenesis imperfecta. J. Med. Genet., 1979; 16: 101-116
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[94] Smith T., Ferreira L.R., Hebert C., Norris K., Sauk J.J.: Hsp47 and cyclophilin B traverse the endoplasmic reticulum with procollagen into pre-Golgi intermediate vesicles. A role for Hsp47 and cyclophilin B in the export of procollagen from the endoplasmic reticulum. J. Biol. Chem., 1995; 270: 18323-18328
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[95] Steinmann B., Bruckner P., Superti-Furga A.: Cyclosporin A slows collagen triple-helix formation in vivo: indirect evidence for a physiologic role of peptidyl-prolyl cis-trans-isomerase. J. Biol. Chem., 1991; 266: 1299-1303
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[96] Takahara K., Lyons G.E., Greenspan D.S.: Bone morphogenetic protein-1 and a mammalian tolloid homologue (mTld) are encoded by alternatively spliced transcripts which are differentially expressed in some tissues. J. Biol. Chem., 1994; 269: 32572-32578
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[97] Tiainen P., Pasanen A., Sormunen R., Myllyharju J.: Characterization of recombinant human prolyl 3-hydroxylase isoenzyme 2, an enzyme modifying the basement membrane collagen IV. J. Biol. Chem., 2008; 283: 19432-19439
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[98] Tombran-Tink J., Barnstable C.J.: Osteoblasts and osteoclasts express PEDF, VEGF-A isoforms, and VEGF receptors: possible mediators of angiogenesis and matrix remodeling in the bone. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2004; 316: 573-579
[PubMed]  

[99] Tonachini L., Morello R., Monticone M., Skaug J., Scherer S.W., Cancedda R., Castagnola P.: cDNA cloning, characterization and chromosome mapping of the gene encoding human cartilage associated protein (CRTAP). Cytogenet. Cell Genet., 1999; 87: 191-194
[PubMed]  

[100] Torre-Blanco A., Adachi E., Hojima Y., Wootton J.A., Minor R.R., Prockop D.J.: Temperature-induced post-translational over-modification of type I procollagen. Effects of over-modification of the protein on the rate of cleavage by procollagen N-proteinase and on self-assembly of collagen into fibrils. J. Biol. Chem., 1992; 267: 2650-2655
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[101] Tryon R.C., White S.D., Famula T.R., Schultheiss P.C., Hamar D.W., Bannasch D.L.: Inheritance of hereditary equine regional dermal asthenia in Quarter Horses. Am. J. Vet. Res., 2005; 66: 437-442
[PubMed]  

[102] van Dijk F.S., Nesbitt I.M., Zwikstra E.H., Nikkels P.G., Piersma S.R., Fratantoni S.A., Jimenez C.R., Huizer M., Morsman A.C., Cobben J.M., van Roij M.H., Elting M.W., Verbeke J.I., Wijnaendts L.C., Shaw N.J., Högler W., McKeown C., Sistermans E.A., Dalton A., Meijers-Heijboer H., Pals G.: PPIB mutations cause severe osteogenesis imperfecta. Am. J. Hum. Genet., 2009; 85: 521-527
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[103] Van Dijk F.S., Pals G., Van Rijn R.R., Nikkels P.G., Cobben J.M.: Classification of osteogenesis imperfecta revisited. Eur. J. Med. Genet., 2010; 53: 1-5
[PubMed]  

[104] Venturi G., Gandini A., Monti E., Dalle Carbonare L., Corradi M., Vincenzi M., Valenti M.T., Valli M., Pelilli E., Boner A., Mottes M., Antoniazzi F.: Lack of expression of SERPINF1, the gene coding for pigment epithelium-derived factor, causes progressively deforming osteogenesis imperfecta with normal type I collagen. J. Bone Miner. Res., 2012; 27: 723-728
[PubMed]  

[105] Venturi G., Tedeschi E., Mottes M., Valli M., Camilot M., Viglio S., Antoniazzi F., Tato L.: Osteogenesis imperfecta: clinical, biochemical and molecular findings. Clin. Genet., 2006; 70: 131-139
[PubMed]  

[106] Vranka J., Stadler H.S., Bächinger H.P.: Expression of prolyl 3-hydroxylase genes in embryonic and adult mouse tissues. Cell Struct. Funct., 2009; 34: 97-104
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[107] Vranka J.A., Pokidysheva E., Hayashi L., Zientek K., Mizuno K., Ishikawa Y., Maddox K., Tufa S., Keene D.R., Klein R., Bächinger H.P.: Prolyl 3-hydroxylase 1 null mice display abnormalities in fibrillar collagen-rich tissues such as tendons, skin, and bones. J. Biol. Chem., 2010; 285: 17253-17262
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[108] Vranka J.A., Sakai L.Y., Bächinger H.P.: Prolyl 3-hydroxylase 1, enzyme characterization and identification of a novel family of enzymes. J. Biol. Chem., 2004; 279: 23615-23621
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[109] Ward L.M., Rauch F., Travers R., Chabot G., Azouz E.M., Lalic L., Roughley P.J., Glorieux F.H.: Osteogenesis imperfecta type VII: an autosomal recessive form of brittle bone disease. Bone, 2002; 31: 12-18
[PubMed]  

[110] Wassenhove-McCarthy D.J., McCarthy K.J.: Molecular characterization of a novel basement membrane-associated proteoglycan, leprecan. J. Biol. Chem., 1999; 274: 25004-25017
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[111] Weis M.A., Hudson D.M., Kim L., Scott M., Wu J.J., Eyre D.R.: Location of 3-hydroxyproline residues in collagen types I, II, III, and V/XI implies a role in fibril supramolecular assembly. J. Biol. Chem., 2010; 285: 2580-2590
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[112] White D.J., Puranen S., Johnson M.S., Heino J.: The collagen receptor subfamily of the integrins. Int. J. Biochem. Cell Biol., 2004; 36: 1405-1410
[PubMed]  

[113] Willaert A., Malfait F., Symoens S., Gevaert K., Kayserili H., Megarbane A., Mortier G., Leroy J.G., Coucke P.J., De Paepe A.: Recessive osteogenesis imperfecta caused by LEPRE1 mutations: clinical documentation and identification of the splice form responsible for prolyl 3-hydroxylation. J. Med. Genet., 2009; 46: 233-241
[PubMed]  

[114] Willing M.C., Deschenes S.P., Scott D.A., Byers P.H., Slayton R.L., Pitts S.H., Arikat H., Roberts E.J.: Osteogenesis imperfecta type I: molecular heterogeneity for COL1A1 null alleles of type I collagen. Am. J. Hum. Genet., 1994; 55: 638-647
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[115] Wilson R., Freddi S., Chan D., Cheah K.S., Bateman J.F.: Misfolding of collagen X chains harboring Schmid metaphyseal chondrodysplasia mutations results in aberrant disulfide bond formation, intracellular retention, and activation of the unfolded protein response. J. Biol. Chem., 2005; 280: 15544-15552
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[116] Yamauchi M., Shiiba M.: Lysine hydroxylation and crosslinking of collagen. Methods Mol. Biol., 2002; 194: 277-290
[PubMed]  

[117] Yao Q., Li M., Yang H., Chai H., Fisher W., Chen C.: Roles of cyclophilins in cancers and other organ systems. World J. Surg., 2005; 29: 276-280
[PubMed]  

[118] Zeng B., MacDonald J.R., Bann J.G., Beck K., Gambee J.E., Boswell B.A., Bächinger H.P.: Chicken FK506-binding protein, FKBP65, a member of the FKBP family of peptidylprolyl cis-trans isomerases, is only partially inhibited by FK506. Biochem. J., 1998; 330: 109-114
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

Autorka deklaruje brak potencjalnych konfliktów interesów.

Pełna treść artykułu