Streszczenie

Albumina jest głównym białkiem osocza krwi, chłonki, płynu mózgowo-rdzeniowego oraz śród­miąższowego. Białko to pełni w organizmie wiele ważnych funkcji, m.in. utrzymuje prawidło­we ciśnienie koloido-osmotyczne, transportuje ważne metabolity, czy działa antyoksydacyjnie. Synteza albuminy zachodzi głównie w wątrobie, a jej katabolizm odbywa się przeważnie w śród­błonku naczyń mięśni, skóry i wątroby oraz w nabłonku kanalików nerkowych. Na nerkowy ka­tabolizm albuminy składa się przesączanie kłębuszkowe oraz kanalikowa resorpcja zwrotna. Procesy kanalikowe obejmują endocytozę za pośrednictwem receptorów zmiatających – mega­liny i kompleksu kubilina-amnionless. Możliwy dalszy katabolizm tego białka to: lizosomalna proteoliza do aminokwasów i krótkich peptydów, zawracanie produktów degradacji do krwio­biegu lub światła kanalika oraz transcytoza całych cząsteczek. Omówiono molekularne aspekty wyżej wymienionych procesów i przedstawiono kontrowersje wynikłe z badań ostatniej dekady.

Słowa kluczowe:albumina • nerkowy katabolizm białek • kanalik proksymalny nerki • proteinuria • megalina • kubilina

Summary

Albumin is the main protein of blood plasma, lymph, cerebrospinal fluid and interstitial fluid. The protein assists in many important body functions, including maintenance of proper collo­idal osmotic pressure, transport of important metabolites and antioxidant action. Synthesis of al­bumin takes place mainly in the liver, and its catabolism occurs mostly in vascular endothelium of muscle, skin and liver as well as in the kidney tubular epithelium. Renal catabolism of albu­min consists of glomerular filtration and tubular reabsorption. The tubular processes include en­docytosis via the multiligand scavenger receptor tandem megalin and cubilin-amnionless com­plex. Possible ways of further catabolism of this protein are lysosomal proteolysis to amino acids and short peptides, recycling of degradation products into the bloodstream and tubular lumen or transcytosis of whole molecules. The article discusses the molecular aspects of these processes and presents the controversies arising in the light of the last decade of research.

Key words:albumin • renal catabolism of proteins • renal proximal tubule • proteinuria • megalin• cubilin

Wykaz skrótów:

AMN – amnionless; C – ciałko transcytotyczne; CLC-5 – kanał chlorkowy typu 5; CUB – kubilina; CUBAM – kompleks kubiliny z amnionless; DAT – pęcherzyki apikalne o dużej gęstości; E – endosom; GSC – współczynnik przepuszczalności kłębuszkowej; HDL – lipoproteiny a dużej gęstości; IL-6 – interleukina 6; K_d – stała dysocjacji; K_m – stała Michaelisa; L – lizosom; LDL – lipoproteiny o małej gęstości; MEG – megalina; NHE – antyporter sodowo-protonowy; RAP – białko zasocjowane z receptorem; RIAs – metody radioimmunologiczne.

Wprowadzenie

Albumina jest jednym z najwcześniej poznanych białek organizmu. Po raz pierwszy została opisana przez Denisa w 1840 roku. Jej nazwa wywodzi się od łacińskiego słowa albus (biały) ze względu na właściwość tworzenia białe­go precypitatu w środowisku kwaśnym. Białko to wystę­puje bardzo powszechnie w organizmie m.in.: w osoczu, chłonce, płynie mózgowo-rdzeniowym oraz w płynie śród­tkankowym i pełni wiele ważnych funkcji fizjologicznych. Albumina stanowi ponad 50% zawartości wszystkich bia­łek osocza, a jej względnie duże stężenie (45 g/l; 0,6 mM) warunkuje około 80% ciśnienia koloido-osmotycznego oso­cza krwi. Jest ono odpowiedzialne za rozdział wody mię­dzy osoczem, a resztą płynów pozakomórkowych ustroju, co zapewnia utrzymanie prawidłowej hemodynamiki krwi i zapobiega obrzękom. Równie ważna jest funkcja transpor­towa albuminy. Duża objętość dystrybucji związana z jej stosunkowo łatwym przenikaniem przez nabłonek naczyń kapilarnych sprawia, że ponad 60% całkowitej puli tego białka obecna jest w przestrzeni pozanaczyniowej. Tak duże przenikanie albuminy do płynów śródmiąższowych umożliwia jej kontakt z większością komórek organizmu, przez co jest ona idealnym nośnikiem drobnocząsteczko­wych metabolitów. Do endogennych substancji transpor­towanych przez albuminę należą m.in.: długołańcuchowe kwasy tłuszczowe, aromatyczne kwasy karboksylowe, bi­lirubina, kwasy żółciowe, porfiryny, tlenek azotu oraz jony metali dwuwartościowych, w tym kationy Co, Cu, Ni, Zn. Jako białko wiążące kationy metali przejściowych uczestni­czących w generacji wolnych rodników, takich jak Cu czy Fe, pełni także rolę antyoksydacyjną, a kompleksowanie jonów Cd, Hg i V jest ważne dla procesów detoksyfikacji. Ze względu na obecność wolnej grupy -SH Cys34 albumi­na per se jest przeciwutleniaczem i ważnym elementem ba­riery antyoksydacyjnej osocza. Warto również wspomnieć, że białko to stanowi podstawowy materiał zapasowy osocza i jest rozkładane w razie długotrwałego głodzenia i niedo­boru niezbędnych aminokwasów. W stanie niedoboru bia­łek synteza albuminy ulega 2,5-krotnemu przyspieszeniu, a jej zasoby obniżają się prawie o 50% [43,54].

Ze względu na tak ważne dla homeostazy funkcje albumi­ny bardzo istotne dla organizmu jest zachowanie jej pra­widłowego stężenia w osoczu. Spadek stężenia albuminy obserwuje się w wielu zaburzeniach metabolicznych o róż­nej etiologii. Może to być wynikiem niewłaściwej dys­trybucji, np. przy wodobrzuszu; obniżonej syntezy na tle schorzeń wątroby, zaburzeń wchłaniania aminokwasów lub diety niskobiałkowej; utraty w przebiegu enteropa­tii, oparzeń, zabiegów chirurgicznych lub zespole nerczy­cowym, a także przyspieszonego katabolizmu w stanach zapalnych i nowotworowych. Spadek stężenia albuminy objawia się wieloma poważnymi zaburzeniami, m.in. po­wstawaniem obrzęków, aktywacją czynników krzepnięcia, hipotransferynemią, dyslipidemią HDL, triglicerydemią, stresem oksydacyjnym oraz wieloma niedoborami meta­bolicznymi związanymi z jej funkcją transportową. Poza tym w stanach hipoalbuminemii spotęgowane jest działa­nie leków wiązanych przez albuminę na skutek wzrostu frakcji farmakologicznie czynnej. Hiperalbuminemia jest stanem rzadko spotykanym i może być wywołana znacz­nym odwodnieniem lub nadmiernym zastojem krwi żyl­nej. Nadmierne stężenie albuminy w osoczu nie wiąże się jednak z poważniejszymi zaburzeniami [4,56].

Dożylne podanie preparatów albumin w stanach hipoalbu­minemii powoduje szybkie, chwilowe wyrównanie deficytu tego białka. Dlatego preparaty albumin znalazły zastoso­wanie m.in. w terapii rozległych oparzeń, ostrej niewy­dolności oddechowej, ciężkiego zespołu hemolitycznego u noworodków oraz u pacjentów po zabiegach kardiochi­rurgicznych [45,55]. Poza tym, ze względu na właściwość kumulacji albuminy w tkance guzów i miejscach objętych stanem zapalnym, trwają prace nad lekami opartymi na ba­zie koniugatów z albuminą. Badane są m.in. leki sprzęga­ne z egzo- lub endogenną albuminą, sieciowane w postaci mikro- i nanokapsułek albuminowych oraz fuzje genetycz­ne w przypadku leków polipeptydowych [37].

Katabolizm albuminy jest więc bardzo ważnym problemem badawczym z punktu widzenia patofizjologii, jak również medycyny interwencyjnej. Jednym z głównych organów zaangażowanych w ten proces jest nerka. Zaburzenia ner­kowego katabolizmu albuminy mogą prowadzić nie tylko do powikłań związanych z hipoalbuminemią, ale także do rozwoju zespołu nefrotycznego w przebiegu albuminurii, a w dalszej konsekwencji do krańcowej niewydolności tego narządu. Z tego względu zagadnienie to jest przedmiotem intensywnych badań od wielu lat. Badania ostatniej dekady znacząco przyczyniły się do zrozumienia molekularnych mechanizmów uczestniczących w tym procesie, jak i kon­trowersji z nimi związanych. W opracowaniu przedstawio­ne są wyniki najnowszych badań z tego zakresu.

Ogólnoustrojowy metabolizm albuminy

Synteza

Albumina jest wytwarzana na polisomach szorstkiej sia­teczki endoplazmatycznej hepatocytów i wydzielana jako preprobiałko. W czasie przemieszczania się do gładkiej siateczki endoplazmatycznej usuwany jest peptyd sygna­łowy. Dalsza obróbka następuje na szlaku wydzielniczym i polega na usunięciu heksapeptydu obecnego na N-końcu cząsteczki. Szybkość syntezy albuminy wynosi 10-15 g na dobę, co stanowi około 10% ogólnej syntezy białek w wą­trobie. Niewielka ilość albuminy (około 2 g) jest maga­zynowana w wątrobie, zaś większość jest wydzielana do przestrzeni naczyniowych. Osoczowa pula tego białka stanowi 30-40% jego całkowitej ilości, a pozostała część znajduje się głównie w skórze i mięśniach. Około 5% al­buminy przecieka do przestrzeni zewnątrzkomórkowej, skąd drogą limfatyczną powraca do krążenia ogólnego. Synteza albuminy jest procesem ciągłym. Odpowiednie bodźce regulują go na poziomie transkrypcji i inicjacji translacji. Synteza albuminy nasila się po spożyciu posił­ku i maleje w okresach międzyposiłkowych. Także hor­mony wywierają wpływ na ten proces. Synteza albuminy rośnie w nadczynności tarczycy a maleje w niedoczynno­ści. Kortykosteroidy i insulina nasilają wytwarzanie albu­miny u osób zdrowych. Na proces syntezy tego białka ha­mująco wpływają cytokiny prozapalne np. IL-6. Obniżenie stężenia potasu w hepatocytach zmniejsza ilość albuminy uwalnianej do krążenia, ale nie wpływa hamująco na sam proces syntezy białka. Jednak dominujący wpływ na in­tensywność syntezy albuminy mają zmiany ciśnienia onko­tycznego. Prawidłowe stężenie albumin jest utrzymywane także dzięki zrównoważonemu katabolizmowi występują­cemu we wszystkich tkankach [35].

Katabolizm

Okres półtrwania albuminy w osoczu wynosi 19 dni, a jej dzienny rozpad w organizmie człowieka nie przekracza 14 g. Katabolizm tego białka zachodzi głównie w mięśniach i skórze (około 40-60%), a dokładniej w komórkach śród­błonka naczyń tych tkanek. W świetle ostatnich badań uważa się, że molekularnym mechanizmem internalizacji i transportu albuminy do organelli degradacyjnych w tych komórkach jest endocytoza zależna od kaweoliny z udzia­łem drobnocząsteczkowych receptorów zmiatających gp18, gp30 i gp60 (albondyny) [6,61,62,64]. W mniejszym stop­niu w procesie tym uczestniczy wątroba (około 15%), przy czym w wychwycie albuminy oprócz komórek śródbłonka naczyń uczestniczą także hepatocyty. Katabolizm albumi­ny w komórkach miąższu zachodzi również poprzez struk­tury związane z kaweoliną [36,63]. Po internalizacji i fuzji kaweoli z lizosomami następuje proteolityczny rozkład al­buminy. Cząsteczki rozkładane są do wolnych aminokwa­sów, które zasilają ogólnoustrojową pulę aminokwasów.

Katabolizm albuminy zachodzi również w nerkach (oko­ło 10%). Jednak molekularne mechanizmy biorące udział w nerkowym obrocie albuminy są zasadniczo inne. Po fil­tracji kłębuszkowej białko jest internalizowane w kanali­kach bliższych, za pośrednictwem endocytozy zależnej od klatryny, z udziałem tendemu wielkocząsteczkowych receptorów zmiatających megaliny i kubiliny, a cząstecz­ki albuminy ulegają lizosomalnej degradacji i/lub trans­cytozie. Zostanie to omówione szczegółowo w następ­nych rozdziałach.

Nerkowy katabolizm albuminy

Nerkowy katabolizm albuminy obejmuje proces filtracji w kłębuszkach nerkowych, wchłaniania w kanalikach bliż­szych oraz wewnątrzkomórkową degradację lub częściową transcytozę do krwiobiegu. Tylko niewielka ilość albumi­ny, do około 100 mg na dobę, jest wydzielana z moczem. W przypadku uszkodzenia bariery filtracyjnej lub dys­funkcji kanalików bliższych albumina pojawia się w mo­czu w stężeniach nawet do ponad 3 g na dobę [1].

Filtracja kłębuszkowa albuminy

O składzie przesączu pierwotnego decyduje przepuszczal­ność bariery kłębuszkowej, której miarą jest współczynnik przepuszczalności kłębuszkowej (glomelural sieving co­efficient – GSC), czyli stosunek stężenia danej cząsteczki w przesączu pierwotnym do jej stężenia w osoczu. Stopień przesączania albuminy jest przedmiotem niegasnących kon­trowersji, a wyznaczone w różnych modelach doświadczal­nych wartości GSC różnią się nawet o trzy rzędy wielkości.

Z obliczeń teoretycznych wynika, że średnica porów tej ba­riery wynosi około 4 nm i ze względu na stosunkowo dużą zawartość glikozaminoglikanów jest ujemnie naładowana. Wobec tego filtracja cząsteczek o większej średnicy i/lub obdarzonych ujemnym ładunkiem wypadkowym powinna być utrudniona. Cząsteczka albuminy ma w przybliżeniu kształt elipsoidy o średnicy wielkiej i małej odpowiednio 14 nm i 3,8 nm, a jej wypadkowy ładunek wynosi -15 (pI=4,5). GSC dla cząsteczki o takiej charakterystyce powinien być stosunkowo niski i wahać się w granicach 5×10^-4-7×10^-4 [41,67]. Stężenie albuminy w osoczu wynosi około 45 g/l, stąd jej stężenie w przesączu pierwotnym powinno się wa­hać w granicach 22-32 mg/l [25]. Wartości te są zbliżone do danych pochodzących z niektórych badań z udziałem chorych lub zwierzęcych modeli doświadczalnych. W du­żej zgodności z modelem teoretycznym są wyniki uzyska­ne techniką mikropunkcji wczesnych odcinków kanali­ka proksymalnego u szczurów zdrowych (6×10^-4) [39,67]. GSC albuminy obliczony na podstawie jej stężenia w mo­czu od chorych z zespołem Fanconiego charakteryzują­cych się masywną albuminurią jest nieco niższy od dolne­go zakresu wartości teoretycznych (8,0×10^-5) [46]. Z kolei GSC obliczony na podstawie stężenia albuminy w mo­czu szczurów z farmakologicznie zahamowanym zwrot­nym wchłanianiem kanalikowym nieco wyższy (3,3×10^-4) [66]. Jeszcze wyższe wartości GSC uzyskuje się w bada­niach na izolowanej nerce perfundowanej w temperaturze 8°C, gdzie aktywność kanalikowa jest całkowicie zahamo­wana w związku z brakiem płynności błony komórkowej (1×10^-3) [47]. Obserwowane rozbieżności można tłumaczyć ograniczeniami technicznymi stosowanych metod pomia­rowych. Na przykład przy technice mikropunkcji zacho­dzi obawa, że pobrana próbka może być zanieczyszczona osoczem z uszkodzonych w czasie projekcji pipety kapi­lar, a także może nie odzwierciedlać rzeczywistego prze­sączu ze względu na bardzo szybkie wchłanianie białek już w pierwszym odcinku kanalika bliższego. W przypadku danych od pacjentów z zespołem Fanconiego nie można dokładnie ocenić stopnia uszkodzenia cewki bliższej i na­leży zakładać, że zwrotne wchłanianie białek nie jest zaha­mowane całkowicie. To samo dotyczy modeli z farmako­logiczną inhibicją wchłaniania zwrotnego. Również dane pochodzące z doświadczeń z użyciem izolowanych organów są trudne do interpretacji ze względu na zupełnie inną he­modynamikę niż w warunkach in vivo. Mimo rozbieżności w wartościach GSC oznaczanych różnymi technikami przez wiele lat ogólnie przyjętym paradygmatem było, że przesą­czanie kłębuszkowe albuminy jest stosunkowo niewielkie i charakteryzuje się współczynnikiem GSC poniżej 1×10^-3.

W ostatnich latach duże kontrowersje wzbudziły wyniki uzyskane mało inwazyjną techniką mikroskopii dwufoto­nowej in situ. Oznaczony GSC był znacznie wyższy niż w poprzednich badaniach (2-4×10-2^). Fluorescencyjnie znakowana albumina była podawana dożylnie szczurom odmiany Nagase, które charakteryzują się znaczną hipo­albuminemią. U szczurów tych zarówno szybkość filtra­cji, jak i reabsorpcji egzogennej albuminy jest taka sama jak u powszechnie wykorzystywanych do badań szczurów Sprague-Dawley. GSC był wyznaczany przez porównanie intensywności fluorescencji osocza w kapilarach kłębusz­kowych i przesączu pierwotnego w przestrzeni Bowmana. Podobne wartości uzyskiwano niezależnie od stężenia i spo­sobu podania znakowanej albuminy (bolus/wlew) [52,59]. Dane te są zgodne z wcześniejszymi badaniami na szczu­rach, u których wywołano białkomocz przez podanie ami­nonukleozydu puromycyny. Ksenobiotyk ten wywołał hi­poalbuminemię objawiającą się ponad 60% spadkiem stężenia osoczowej albuminy. W porównaniu do osobni­ków zdrowych u szczurów narażonych na działanie puro­mycyny nie stwierdzono wychwytu zwrotnego albuminy w rąbku szczoteczkowym komórek kanalików proksymal­nych, czego konsekwencją był wzrost wskaźnika nerkowe­go wydzielania albuminy do wartości powyżej 300 mg na dobę. Brak resorpcji zwrotnej był związany z gwałtownym obniżeniem ekspresji megaliny, ATP-azy i klatryny w api­kalnym biegunie kanalika [49].

Autorzy badań uważają, że kłębuszkowa filtracja albu­miny jest procesem bardzo wydajnym, który odbywa się przeważnie na zasadzie stacjonarnego konwekcyjnego przepływu aniżeli dyfuzji oraz że ograniczenia wynikają­ce z wielkości cząsteczki albuminy i cech strukturalnych bariery kłębuszkowej nie są tak duże jak przypuszczano. W konsekwencji sugerują, że u podłoża albuminurii leżą wyłącznie zaburzenia procesów wchłaniania zwrotnego albuminy, a nie jak wczesniej sądzono uszkodzenie barie­ry kłębuszka [15,16,17].

Selektywności bariery kłębuszkowej związanej z ładun­kiem rzeczywiście nie obserwowano w niektórych wcze­śniejszych badaniach [33,60]. Zwiększona filtracja mogłaby być również związana ze swobodnym przesączaniem albu­miny przez duże pory o średnicy 75-110 A, których obec­ność w barierze kłębuszka sugerują wyniki badań Ohlson i wsp. [47] nad filtracją białek w izolowanej perfundowa­nej nerce. Występowanie takich porów in vivo potwierdzają badania chorych z zespołem Fanconiego, u których stwier­dza się znaczące ilości większych białek, takich jak trans­ferryna czy IgG w moczu [46]. Jednak wyniki Russo i wsp. [59] spotkały się w środowisku naukowym z dużym nie­dowierzaniem. Gekle [26] zwraca uwagę, że o ile techni­ka mikroskopii dwufotonowej może być z powodzeniem zastosowana do oceny przesączania związków drobnoczą­steczkowych, to w przypadku albuminy mogła prowadzić do obserwacji artefaktów. Przy tak dużej różnicy stężeń znakowanej albuminy w osoczu i świetle kanalika sygnał fluorescencji pochodzący z przesączu mógł być znacznie podwyższony przez szumy tła. Ponadto podkreśla on, że system reabsorpcji kanalika bliższego prawdopodobnie nie jest wystarczająco wydajny, aby przetransportować tak dużą ilość albuminy. Z kolei de Borst [21] zauważa, że przedsta­wione wyniki nie uprawniają do podjęcia tak jednoznacz­nej konkluzji i sugeruje, że obserwowany efekt mógł być wywołany przez bezpośrednie toksyczne działanie dużych ilości albuminy na komórki nabłonkowe kanalika proksy­malnego. Natomiast Remuzzi i wsp. [57] w komentarzu zamieścili niepublikowane wcześniej wyniki mikropunk­cji na szczurach Munich-Wistar, które są zgodne z wcze­śniej oznaczanym wartościami GSC. U szczurów tych część kłębuszków znajduje się na powierzchni nerki, co umoż­liwia pobranie ultraprzesączu wprost z torebki Bowmana, przez co wyklucza się efekt reabsorpcji w pierwszym od­cinku kanalika. Tak masywnej filtracji nie potwierdzają również niedawne doświadczenia na myszach z nokautem genu megaliny i/lub kubiliny – receptorów odpowiedzial­nych za zwrotne wchłanianie albuminy. Wydalanie albu­miny było zwiększone u myszy z nokautem genu megaliny (1,5±0,7 mg/24 h) w porównaniu z myszami typu dzikie­go (0,2±0,1 mg/24 h). Jednak wzrost ten jest zbyt mały, aby mógł tłumaczyć filtrację tak znacznych ilości albumi­ny. GSC obliczony w oparciu o GFR i stężenie albuminy w moczu myszy z zahamowaną ekspresją megaliny wyno­siłby 1,6×10^-4-1,1×10^-4, co jest zbieżne z wcześniej opu­blikowanymi wartościami [3,10].

Wchłanianie zwrotne albuminy

Miejsce wchłaniania zwrotnego albuminy nie budzi wątpli­wości. Badania prowadzone od początku lat 60 ub.w. z wy­korzystaniem wielu technik mikroskopowych nieodmiennie wskazują, że proces ten zachodzi w cewce bliższej. Za po­mocą mikropunkcji in vivo ustalono, że wychwyt albumi­ny odbywa się w zbliżonej ilości w początkowej i końco­wej części kanalika krętego, a także częściowo w kanaliku prostym części zstępującej. W innych odcinkach nefronu nie stwierdza się istotnej resorpcji albuminy. Mechanizm wychwytu albuminy pozostawał jednak przez długi czas niewyjaśniony. Cewka bliższa wyścielona jest nabłonkiem sześciennym zwartym. Stąd międzykomórkowe przenika­nie albuminy przez nabłonek do krwiobiegu wydawało się od początku mało prawdopodobne. Utrudniałby to rów­nież jej stosunkowo duży rozmiar i małe stężenie w prze­sączu [11,41,67]. Ogólnej kinetycznej charakterystyki pro­cesu wchłaniania albuminy dostarczyły pionierskie badania Parka i Macka [53] z użyciem izolowanych perfundowa­nych kanalików nerkowych. Wskazywały one na obecność dwóch systemów wychwytu: jednego charakteryzującego się stałą Michaelisa (K_m) 0,03 mg/ml i pojemnością wią­żącą (B_max) 0,1-0,2 mg/ml oraz drugiego o K_m 1,2 mg/ml i B_max 10 mg/ml.

Badania nad procesem endocytozy w fazie płynnej (pi­nocytozy) w komórkach nabłonkowych kanalika proksy­malnego wykazały, że zachodzi on ze zbyt małą wydajno­ścią, aby mógł tłumaczyć efektywny wychwyt albuminy. Wchłanianie tego białka odbywa się prawie 40-krotnie szybciej niż związków resorbowanych w procesie pino­cytozy, takich jak dekstran czy inulina [29].

Doświadczenia przeprowadzone w latach 90 ub.w. wyka­zały, że wychwyt albuminy jest w dużej mierze procesem swoistym. Wiązanie znakowanej albuminy może być niemal całkowicie zahamowane przez nadmiar cząsteczek niezna­kowanych. Ponadto nieznakowana albumina wzmaga dyso­cjację znakowanych cząsteczek z błony komórek nabłon­kowych kanalika proksymalnego. Charakteryzuje je stała dysocjacji K_d w granicach 100-300×10^-9 M (7-20 mg/l). Kinetyka wiązania albuminy wskazuje na obecność przy­najmniej jednego miejsca wiążącego. Taka charakterystyka sugerowała, że główną rolę w reabsorpcji albuminy odgry­wa adsorpcyjna endocytoza. Potwierdzono, że farmakolo­gicznie zahamowanie tego procesu u szczurów przez alka­lizację endosomów NH₄Cl lub bafilomycyną A1 powoduje zwiększone wydalanie albuminy z moczem [31,32].

Ponadto w badaniach na komórkach OK wykazano, że endocytoza albuminy zależy od integralności cytoszkie­letu. Zahamowanie polimeryzacji aktyny cytochalazyną D powoduje niemal całkowity zanik wchłaniania albumi­ny. Proces endocytozy albuminy przyspiesza również od­działywanie z mikrotubulami. W wyniku rozerwania mi­krotubul na skutek działania nocodazolu zaobserwowano wyraźny spadek wchłaniania albuminy, ale proces ten nie ustaje całkowicie. Wydaje się, że w początkowej fazie pro­cesu endocytozy ruch pęcherzyków z błony komórkowej do przedziału endosomalnego zależy od ciągłości szkieletu aktynowego, a w późniejszej fazie dochodzi do interakcji z mikrotubulami. W badaniach tych wykazano jednocze­śnie, że dominującym mechanizmem pobierania cząsteczek jest endocytoza zależna od klatryny [28,65]. Endocytoza zależna od kaweoliny nie występuje w komórkach nabłon­kowych kanalika proksymalnego ze względu na brak eks­presji tego białka [23,69].

Dopiero badania ostatniej dekady w pełni wyjaśniły mole­kularny mechanizm wychwytu albuminy w kanaliku prok­symalnym. Okazuje się, że do efektywnego wychwytu tego białka w kanaliku proksymalnym niezbędne jest oddzia­ływanie kubiliny z białkiem amnioless (AMN). Ze wzglę­du na ścisłą asocjację i zależność funkcjonalną tego kom­pleksu określa się go mianem CUBAM.

Kubilina

Kubilina została zidentyfikowana jako receptor albumi­ny przez Birna i wsp. [5]. Autorzy wyizolowali kubilinę z błon rąbka szczoteczkowego nerki szczura za pomocą chromatografii powinowactwa na złożu z immobilizowaną albuminą. Wyznaczyli również stałą dysocjacji komplek­su techniką powierzchniowego rezonansu plazmonowe­go (K_d=0,63 µM) oraz wykazali, że psy chowu wsobnego z funkcjonalnym defektem kubiliny i myszy z zahamowa­ną ekspresją megaliny wydalają z moczem znaczne ilości albuminy. Wskazywało to jednocześnie na współdziałanie obu receptorów w endocytozie albuminy.

Kubilina jest zewnątrzbłonową glikoproteiną o masie czą­steczkowej około 460 kDa. Początkowo zidentyfikowano ją jako antygen teratogennych przeciwciał powstających u królików po wstrzyknięciu preparatu rąbka szczotecz­kowego nerki. Pierwotnie nazywana glikoproteiną 280 (gp 280) zlokalizowana została w kanalikach proksymal­nych nerek i nabłonku woreczka żółciowego. Jej ekspre­sję stwierdzono także w jelicie krętym, macicy oraz ło­żysku. Początkowo nie znano ligandów dla tej proteiny. Dopiero w późniejszych badaniach stwierdzono, że czą­steczka kubiliny jest identyczna z receptorem kompleksu czynnika wewnętrznego z witaminą B₁₂ (IF-B₁₂) wystę­pującego w jelicie cienkim i przypisano jej funkcje biał­ka receptorowego. Ludzki gen kubiliny zlokalizowano na chromosomie 10p12.33-p13. Białko to jest zbudowa­ne ze 110-aminokwasowego N-końca, po którym wystę­puje 8 domen podobnych do EGF i 27 domen podobnych do białek dopełniacza jeżówki morskiej i białek morfo­genezy szpiku (complement C1r/C1 uegf, and bone mor­phogenic potein-1 – CUB). Kubilina nie zawiera dome­ny transbłonowej. N-koniec odpowiada za zakotwiczenie białka w błonie. Każda domena CUB składa się ze 110 reszt aminokwasowych. Na strukturę domen CUB skła­dają się dwie warstwy pięciu przeciwległych płaszczyzn β połączonych także przez struktury β. Stanowią one naj­bardziej konserwatywny obszar cząsteczki i prawdopo­dobnie są odpowiedzialne za wiązanie ligandów [9,13,14]. Kubilina nie jest w pełni samodzielnym receptorem endo­cytarnym. Do jej prawidłowego błonowego umiejscowie­nia i stabilności niezbędne jest oddziaływanie z białkiem AMN [2,18]. Dodatkowo białko to jest odpowiedzialne za internalizację kubiliny. Niedawno wykazano, że sekwen­cja FXNPXF w domenie cytoplazmatycznej jest funkcjo­nalnie aktywna i pośredniczy w sekwestracji kompleksu poprzez oddziaływanie z białkami adaptorowymi Dab2 (disabled protein-2) i ARH (autosomal recesive choleste­rolemia protein). Internalizacja CUBAM może również zachodzić poprzez asocjację z megaliną [48]. Główną rolę CUBAM w kanalikowym wychwycie albuminy po­twierdziły niedawne badania na myszach z nerkowo-swo­istym nokautem kubiliny i megaliny, u których obserwuje się masywną albuminurię. Badania te jednocześnie su­gerują, że udział megaliny w wiązaniu albuminy może być nieznaczny. Intensywność albuminurii u myszy z po­dwójnym i pojedynczym nokautem była na tym samym poziomie [3].

Megalina

Megalina została zidentyfikowana jako receptor albumi­ny przez Cui i wsp. [19]. Badania przeprowadzono in vivo nastrzykując kanaliki proksymalne szczurów roztworami albuminy znakowanymi koloidalnym złotem lub izotopem jodu ¹²⁵I. W trakcie doświadczenia określano wpływ wie­lu substancji na kanalikowy wychwyt tych białek. Podanie EDTA, RAP, cytochromu c osłabiało, a gentamycyny cał­kowicie hamowało kanalikową reabsorpcję znakowanej al­buminy. Wymienione ligandy charakteryzuje duże powino­wactwo do megaliny, a ich obecność skutecznie utrudnia wiązanie albuminy przez ten receptor. Wskazywało to, że megalina jest mediatorem kanalikowej reabsorpcji tego biał­ka. Wnioski te potwierdzono w badaniach z użyciem chro­matografii powinowactwa na kolumnie ze złożem sprzę­gniętym z megaliną.

Megalina została pierwotnie odkryta jako antygen w za­paleniu nerek typu Heymanna i nazwana glikoproteiną 330 (gp 330). W 1994 r. po udanej próbie klonowania poznano bliżej jej strukturę i zmieniono nazwę na obo­wiązującą. Ludzki gen megaliny zlokalizowano na chro­mosomie 2q24-q31. Megalina jest dużą transbłonową proteiną należącą do rodziny receptorów lipoprotein o ni­skiej gęstości (LDL). Białko to ma masę cząsteczkową 600 kDa i jest zbudowane z około 4600 reszt aminokwa­sowych. Cząsteczka megaliny zawiera dużą N-końcową, zewnątrzkomórkową domenę, pojedynczą transbłonową domenę i krótki C-końcowy fragment cytoplazmatyczny. Zewnątrzkomórkowa domena ma cztery obszary bogate w cysteinę i jest odpowiedzialna za wiązanie ligandów. Kilka powtórzeń sekwencji podobnej do naskórkowego czynnika wzrostu (EGF) oraz fragment ubogi w cysteinę zawierający motyw YWDT oddzielają region wiążący li­gandy od części zakotwiczającej. Motyw YWDT odpowia­da za dysocjację receptora od liganda w kwaśnym środo­wisku endosomu. Część cytoplazmatyczna zawiera trzy motywy NPXY, które inicjują proces endocytozy przez za­gęszczanie receptorów w opłaszczonych dołkach i pośred­niczenie w wiązaniu białek adaptorowych. W kanalikach proksymalnych megalina znajduje się w błonie apikalnej oraz opłaszczonych klatryną pęcherzykach endocytarnych. Poza kanalikiem proksymalnym nerki megalina występuje także w wielu innych komórkach pochodzenia nabłonko­wego, m.in. w podocytach kłębuszków nerkowych, splocie naczyniówkowym, komórkach najądrza, tarczycy i przy­tarczyc, w nabłonku ucha środkowego, nabłonku migaw­kowym oka oraz łożysku.

Megalina ma zdolność wiązania wielu białek, oprócz al­buminy jej ligandami są: lipoproteiny (B, E, H J), białka transportujące witaminy (A, D, B₁₂), hormony (angioten­syna II, nabłonkowy czynnik wzrostu), enzymy i ich inhi­bitory (lizozym, plazminogen) i inne. Tworzy z nimi kom­pleksy, które następnie ulegają internalizacji z utworzeniem endosomów wczesnych. Po zakwaszeniu środowiska en­dosomów dochodzi do dysocjacji kompleksu i wolny re­ceptor jest zawracany na powierzchnię komórki z udzia­łem apikalnych pęcherzyków o dużej gęstości [9,13,14,20].

Wewnątrzkomórkowy transport i degradacja albumin

Transport do lizosomów i degradacja

Wewnątrzkomórkowy przepływ albuminy przebiega za pośrednictwem transportu pęcherzykowego. Już z wcze­snych doświadczeń wiadomo było, że sortowanie albumi­ny, receptorów i samych pęcherzyków ma ścisły związek z zakwaszaniem ich środowiska. Alkalizacja pęcherzyków bafilomycyną A1 lub roztworem NH₄Cl już w niskim stę­żeniu prowadziła do gwałtownego obniżenia wchłaniania albuminy. Zwolniony był jednocześnie rozkład albumi­ny w lizosomach i powrót receptorów do błony komórko­wej [29,31,44].

W wyniku zakwaszania światła pęcherzyków następuje początkowo dysocjacja płaszcza klatrynowego i utworze­nie wczesnych endosomów. Dalsze zakwaszanie powodu­je dysocjację kompleksów albuminy z megaliną i kubiliną oraz pączkowanie pęcherzyków apikalnych o dużej gęstości (dense apical tubules – DAT), które zawracają receptory na powierzchnię komórki. Dysocjacja kompleksów nastę­puje już poniżej pH=6,5 [19,20,41].

W ostatnich latach zidentyfikowano transportery zaanga­żowane w zakwaszanie pęcherzyków endocytotycznych. W procesie przenoszenia protonów do wnętrza endosomu zaangażowana jest V-ATP-aza zlokalizowana w błonie tego organellum [42]. Jednocześnie w celu wyrównywania po­tencjału błony endosomalnej niezbędne jest wprowadze­nie jonów ujemnych. W komórkach kanalików proksymal­nych kanały chlorkowe typu CLC-5 odgrywają istotną rolę w transporcie jonu przeciwstawnego. Wykazano, że CLC-5 jest związana z endosomami zawierającymi albuminę, a nie występuje w endosomach zawierających dekstran, mimo iż w obu typach endosomów jest obecna V-ATP-aza. Obniżenie ekspresji CLC-5 hamuje endocytozę albuminy w kanaliku proksymalnym, ale nie wpływa na pierwszą fazę endocytozy dekstranu. Badania przeprowadzone na myszach z nokautem genu CLC-5 potwierdziły jego zna­czenie w recyrkulacji megaliny i kubiliny. Udział CLC-5 w procesie endocytozy jest również przedmiotem zainte­resowania w odniesieniu do dziedzicznych chorób nerek. Choroba Denta, w której jednym z pierwszych objawów jest proteinuria spowodowana jest mutacją genu kodują­cego CLC-5 [12,40].

W proces zakwaszania środowiska pęcherzyków endoso­malnych zaangażowane są także antyportery Na⁺/H⁺ (so­dium/proton exchangers – NHEs), które usuwają z wnętrza komórki jony H⁺ z jednoczesnym pobieraniem jonów Na⁺. Są to białka transportujące występujące w błonie plazma­tycznej wielu komórek, a ich zadaniem jest utrzymywanie prawidłowego pH wewnątrz komórki. Białka te składają się z dwóch funkcjonalnych domen, hydrofobowej zawie­rającej kilka transbłonowych sekwencji oraz hydrofilowej odpowiadającej za regulację ich aktywności transporto­wej. Białko NHE-3 ulega ekspresji w komórkach nabłon­ka jelita oraz w kanalikach proksymalnych nerek, zawsze po stronie apikalnej i jest zdolne do krążenia pomiędzy błoną komórkową, a wczesnym przedziałem endosomal­nym, przyczyniając się do zakwaszania zawartości pęche­rzyków. Internalizacja białka NHE-3 zachodzi z udziałem pęcherzyków klatrynowych [27]. Prawdopodobnie NHE-3 uczestniczy w absorpcji jonów Na⁺ w tych komórkach. W procesie endocytozy cząsteczek albuminy główną rolę odgrywają endosomalne NHE-3. Stężenie jonów Na+ we wczesnych pęcherzykach endocytotycznych jest porów­nywalne ze stężeniem zewnątrzkomórkowym, ponieważ skład tych pęcherzyków jest zbliżony do tego środowi­ska. Inhibitory NHE-3 powodują zaburzenia w procesie zakwaszania wczesnych pęcherzyków, co znacznie opóź­nia proces endocytozy albuminy. Częściowo te zaburze­nia tłumaczy się spowolnionym powrotem receptorów do błony komórkowej na skutek zaburzeń w procesie ich dy­socjacji. Innym powodem może być zakłócenie formowa­nia się i fuzji pęcherzyków transportujących poprzez al­kalizację. Dodatkowo stwierdzono, że NHE-3 odpowiada tylko za obniżanie pH wyłącznie w bardzo wczesnej fa­zie endocytozy. Jego farmakologiczna inhibicja prowadzi do znacznego obniżenia wydajności tego procesu [38].

Istnieje kilka mechanizmów regulacji procesu endocytozy. Jednak w przypadku resorpcji albuminy są słabo poznane. Jony wapniowe nie oddziałują bezpośrednio na regula­cje tego procesu. Zmiana cytoplazmatycznego stężenia jonów Ca2+ tylko nieznacznie wpływa na wychwyt albu­miny. Jednak całkowite usunięcie ich z przestrzeni poza­komórkowej powoduje wyraźne obniżenie zdolności wy­chwytu białka (K_m wzrasta z 0,1×10^-6 do 2,5×10^-6 M), bez wpływu na maksymalną szybkość wchłaniania. Obecność jonów wapniowych prawdopodobnie warunkuje efektyw­ność pierwszego etapu endocytozy, mianowicie wiązanie ligandów przez receptory [30].

Wiadomo, że stymulacja kinazy białkowej A (PKA) przez cAMP, forskalinę lub parathormon prowadzi do obniżenia całkowitej zdolności wychwytu zwrotnego albuminy, jednak nie zmienia powinowactwa białka do receptora. Sytuacja ta jest związana z alkalizacją wczesnych endosomów za­leżną od obecności cAMP. Znany jest także wpływ kina­zy 3 fosfatydyloinozytolu (PI-3K) na endocytozę albumi­ny. Zahamowanie jej aktywności przez użycie wortmaniny znacząco osłabia wydajność tego procesu. Działanie kina­zy 3 fosfatydyloinozytolu jest związane z fazą internaliza­cji ligandów. W kaskadzie sygnałowej związanej z interna­lizacją albuminy uczestniczą również białka G. Wychwyt albuminy jest zwiększony w komórkach epitelialnych nerki oposów (oposum kidney cells – OK) transfekowanych ge­nem podjednostki G_αi-3. Efekt ten był znoszony przez tok­synę krztuśca wraz ze wzrostem stężenia i czasu inkubacji. Rola białek G jest prawdopodobnie związana z regulacją procesów transportu pęcherzykowego [7,8].

Lizosomalna degradacja

Lizosomalna hydroliza białek odbywa się z udziałem zesta­wu proteaz lizosomalnych określanych wspólnym mianem katepsyn. Największą rolę w degradacji białek przypisu­je się katepsynom B, H i L. Hydrolazy te są transporto­wane w postaci proenzymów do wczesnych pęcherzyków endocytarnych z udziałem receptora mannozo-6-fosforanu i ulegają aktywacji wraz z ich dojrzewaniem. Częściowa hydroliza białek zachodzi już w endosomach, jednak ma­sywna degradacja dopiero w lizosomach. Z badań immuno­cytochemicznych wynika, że w komórkach nabłonkowych kanalika proksymalnego można wyróżnić pod względem składu katepsyn, co najmniej kilka różnych populacji en­dosomów i lizosomów [48]. Najnowsze badania wskazu­ją, że fuzja endosomów zawierających albuminę z lizoso­mami jest procesem zależnym od błonowych receptorów tych organelli. U myszy z nokautem lizosomalnego biał­ka SCARB2/Limp-2, należącego do rodziny receptorów zmiatających klasy B, dochodzi do proteinurii, mimo pra­widłowej ekspresji i internalizacji receptorów albuminy. U myszy tych stwierdzono, że znakowana fluorescencyjnie albumina po podaniu dożylnym jest efektywnie wchłania­na, lecz nie kolokalizuje z lizosomalną katepsyną B i nie ulega degradacji [22].

Wiele danych doświadczalnych przemawia za tym, że białka – w tym albumina – ulega w lizosomach całkowi­tej degradacji do wolnych aminokwasów, które następnie są transportowane przez błonę lizosomalną i bazolateral­ną do krwiobiegu. W eksperymentach z zastosowaniem izolowanych, perfundowanych kanalików proksymalnych królika oraz użyciem znakowanych izotopem jodu ¹²⁵I bia­łek prawie cała radioaktywność perfuzatu związana jest z katabolitem ¹²⁵I-monotyrozyną. Podobne wyniki otrzy­muje się również mierząc wypływ radioaktywności ze skrawków nerki perfundowanych radioaktywnie znako­wanymi preparatami białek [41,53].

Wyniki badań nie są jednak jednoznaczne. Niektórzy auto­rzy sugerują, że lizosomalna degradacja albuminy nie jest kompletna, a jej produkty to w dużej mierze łańcuchy po­lipeptydowe różnej długości, które są zwracane do świa­tła kanalika i wydalane z moczem. Osicka i wsp. [50,51] wykazali, że po dożylnym podaniu 3H-albuminy szczurom w moczu stwierdza się znaczne ilości peptydów pochodzą­cych ze zdegradowanej albuminy. Nie określili oni jednak w swoich badaniach wielkości obserwowanych fragmentów

Podobne wyniki otrzymali Gudethithlu i wsp. [34] poda­jąc dożylnie szczurom znakowaną ¹²⁵I-albuminę. Białka moczu precypitowano kwasem trichlorooctowym i pod­dano filtracji żelowej na złożu umożliwiającym oznacze­nie zarówno fragmentów, jak i całych cząsteczek albuminy. W moczu stwierdzono niewielkie ilości natywnej albumi­ny (2%) oraz znaczne ilości fragmentów tego białka (98%) o masach cząsteczkowych 5-14 kDa. Wyniki te potwier­dzały również doświadczenia in vitro na komórkach ludz­kich kanalika proksymalnego HK-2 oraz z użyciem nerki szczura perfundowanej ex vivo. Ilość wydalanej albumi­ny w postaci całych cząsteczek i polipeptydów była pra­wie 70 razy wyższa od wartości dotychczas oznaczanych. Drobnocząsteczkowe fragmenty albuminy w moczu stwier­dzono także w badaniach na szczurach z cukrzycą wywo­łaną przez podanie streptozocyny [58].

Rozbieżności te mogą być związane z użyciem w po­przednich badaniach metod radioimmunologicznych, któ­re nie wykrywają fragmentów polipeptydowych pozba­wionych swoistych dla użytych przeciwciał epitopów, co mogło się zdarzyć w przypadku produktów degradacji al­buminy. Warto zwrócić uwagę, że takie ilości wydalanej z moczem albuminy odpowiadałyby ilościom filtrowanej albuminy przy założeniu stosunkowo dużego GSC, jak omówiono wyżej.

Transcytoza

Udział transcytozy jako alternatywnej drogi kierowania in­ternalizowanej albuminy niedawno zaproponowali Russo i wsp. [59]. W swoich badaniach z użyciem mikroskopii elektronowej oraz albuminy znakowanej złotem koloidal­nym autorzy zaobserwowali obecność albuminy nie tylko w lizosomach, ale także w dużych pęcherzykach o śred­nicy około 500 nm. Struktury te występowały wewnątrz całej komórki i często ulegały fuzji z wgłębieniami błony bazolateralnej uwalniając swoją zawartość do sieci oko­łokanalikowych naczyń włosowatych. Integralność czą­steczek stwierdzono za pomocą przeciwciał skierowanych przeciwko różnym fragmentom albuminy. Autorzy sugerują współistnienie dwóch mechanizmów wewnątrzkomórkowe­go sortowania albuminy w zależności od integralności czą­steczek. Prawidłowe cząsteczki białka powracają do krąże­nia poprzez szybki i wydajny proces transcytozy, natomiast niewielka część molekuł wykazujących zmiany struktural­ne zostaje przetransportowana do lizosomów, gdzie zgod­nie z klasycznym modelem są rozkładane do reszt amino­kwasowych i w takiej postaci wracają do obwodu [17,59].

Przedstawiony przez Russo i wsp. model zwrotnego wchła­niania albuminy wzbudził liczne kontrowersje. Przeciwnicy tej teorii, uwzględniając wieloletnie badania mikroskopo­we komórek kanalika proksymalnego, podważają istnie­nie tego typu pęcherzyków i możliwość ich fuzji z błoną bazolateralną. Sugerują oni, że obserwowane struktury są wynikiem artefaktów związanych z utrwaleniem tkanek przez imersję. Dotychczas używano metod perfuzji, uzna­nych za optymalne [10,26].

Podsumowanie

Nerka jest odpowiedzialna za około 10% katabolizowanej dziennie puli albuminy. Frakcja ta jest znacząca dla home­ostazy, a zaburzenia funkcji nerek, wywołujące początko­wo ogólne powikłania związane z niedoborem albuminy, w konsekwencji mogą prowadzić do skrajnej niewydol­ności tego narządu. Nerkowy katabolizm białek obejmu­je filtrację w kłębuszkach nerkowych, procesy adsorpcji i endocytozy w cewkach bliższych oraz wewnątrzkomór­kową hydrolizę lub transcytozę wchłoniętych cząsteczek.

Ogólnie przyjęty model zakłada stosunkowo niski poziom filtracji kłębuszkowej albuminy ze względu na jej stosun­kowo duży rozmiar i niski punkt izoelektryczny, wydajne wchłanianie zwrotne w procesie endocytozy z udziałem re­ceptorów białkowych megaliny i kubiliny, transport pęche­rzykowy do lizosomów i hydrolizę do pojedynczych reszt aminokwasowych. W modelu tym tylko znikoma ilość al­buminy zostaje wydalona z moczem, a produkty degrada­cji w większości powracają do krążenia.

Badania ostatniej dekady przyniosły wiele nieoczekiwa­nych obserwacji, które mogą diametralnie zmienić poglą­dy na temat nerkowego katabolizmu albuminy. Wyłaniają się z nich alternatywne mechanizmy, które rzutują zarówno na ilościowy, jak i jakościowy obraz tego procesu. Nowe badania wskazują między innymi, że przesączanie albu­miny może zachodzić z 50-krotnie większą wydajnością niż wynikało to z dotychczasowych badań. Proponowana wartość współczynnika przepuszczalności (GSC) wyno­siłaby wówczas 0,04, a nie jak wcześniej sądzono poniżej 0,001. Kolejne kontrowersje dotyczą stopnia lizosomalnej degradacji albuminy i kierunku wydalania metabolitów. Niektóre obserwacje przemawiają za tezą, że w wyniku lizo­somalnej proteolizy albuminy powstają głównie polipepty­dy o masie cząsteczkowej 5-14 kDa, które są w dużej mie­rze zawracane do światła kanalika i wydalane z moczem.

Zaskakujące są również doniesienia o zjawisku transcy­tozy albuminy. Mechanizm ten miałby wyjaśniać wydaj­ne wchłanianie i transport większych ilości przesączanej albuminy. Jednocześnie doniesienia te sugerują, że u pod­staw albuminurii w przebiegu różnych chorób leżą głów­nie zaburzenia funkcji kanalika proksymalnego, a nie jak dotychczas sądzono glomerulopatie.

Nowe doniesienia wywołały burzliwą dyskusję w świecie nauki. Jeśli zostaną potwierdzone w dalszych badaniach, mogą zmienić poglądy na patogenezę niewydolności ne­rek na tle nadciśnienia tętniczego, nefropatii cukrzycowej oraz chorób sercowo-naczyniowych. Porównanie klasycz­nego i nowego spojrzenia na nerkowy katabolizm albumi­ny przedstawiono na ryc. 1.

Ryc. 1. Nerkowy katabolizm albuminy – model klasyczny i kontrowersje. Ogólnie przyjęty model zakłada stosunkowo niski poziom filtracji kłębuszkowej albuminy ze względu na jej stosunkowo duży rozmiar i niski punkt izoelektryczny, wydajne wchłanianie zwrotne w procesie endocytozy z udziałem receptorów białkowych megaliny i kompleksu kubilina-amnionless, transport pęcherzykowy do lizosomów i hydrolizę do pojedynczych reszt aminokwasowych. W modelu tym tylko znikoma ilość albuminy zostaje wydalona z moczem, a produkty degradacji w większości powracają do krążenia. Kontrowersje dotyczą zarówno ilościowego, jak i jakościowego przebiegu tego procesu. Nowe badania wskazują m.in., że przesączanie albuminy może zachodzić ze współczynnikiem przepuszczalności kłębuszkowej 0,04. W proponowanym modelu cząsteczki natywne ulegają głównie transcytozie, natomiast cząsteczki strukturalnie zmienione podążają drogą klasyczną, przy czym lizosomalna degradacja zachodzi w ograniczonym stopniu. Większość produktów degradacji to krótkie polipeptydy, które są wydzielane do światła kanalika; CUB – kubilina; AMN – amnionless; MEG – megalina; E – endosom; L – lizosom; C – ciałko transcytotyczne; GSC – współczynnik przepuszczalności kłębuszkowej

Naszym zdaniem dokumentacja nowych obserwacji nie jest jeszcze wystarczająca, aby jednoznacznie przesądzić o od­rzuceniu lub przyjęciu któregoś z proponowanych modeli.

Podziękowania

Autorzy dziękują Sławomirowi Juszczyńskiemu za pomoc w graficznym opracowaniu rysunku.

PIŚMIENNICTWO

[1] Abbate M., Remuzzi G., Zoja C.: Role of proteinuria in progression. W: Seldin and Giebisch’s The Kidney. Red.: R. Alpern, S. Hebert. Academic Press, London 2008, vol. 2: 2563-2576
[Abstract]  

[2] Ahuja R., Yammani R., Bauer J.A., Kalra S., Seetharam S., Seetharam B.: Interactions of cubilin with megalin and the product of the amnionless gene (AMN): effect on its stability. Biochem. J., 2008; 410: 301-308
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[3] Amsellem S., Gburek J., Hamard G., Nielsen R., Willnow T.E., Devuyst O., Nexo E., Verroust P.J., Christensen E.I., Kozyraki R.: Cubilin is essential for albumin reabsorption in the renal proximal tubule. J. Am. Soc. Nephrol., 2010; 21: 1859-1867
[PubMed]  

[4] Artali R., Bombieri G., Calabi L., Del Pra A.: A molecular dynamics study of human serum albumin binding sites. Farmaco, 2005; 60: 485-495
[PubMed]  

[5] Birn H., Fyfe J.C., Jacobsen C., Mounier F., Verroust P.J., Orskov H., Willnow T.E., Moestrup S.K., Christensen E.I.: Cubilin is an albumin binding protein important for renal tubular albumin reabsorption. J. Clin. Invest., 2000; 105: 1353-1361
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[6] Bito R., Hino S., Baba A., Tanaka M., Watabe H., Kawabata H.: Degradation of oxidative stress-induced denatured albumin in rat liver endothelial cells. Am. J. Physiol. Cell Physiol., 2005; 289: C531-C542
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[7] Brunskill N.J., Cockcroft N., Nahorski S., Walls J.: Albumin endocytosis is regulated by heterotrimeric GTP-binding protein Gαi-3 in opossum kidney cells. Am. J. Physiol., 1996; 271: F356-F364
[Abstract]  

[8] Brunskill N.J., Stuart J., Tobin A.B., Walls J., Nahorski S.: Receptor-mediated endocytosis of albumin by kidney proximal tubule cells is regulated by phosphatidylinositide 3-kinase. J. Clin. Invest., 1998; 101: 2140-2150
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[9] Christensen E.I., Birn H.: Megalin and cubilin: multifunctional endocytic receptors. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 2002; 3: 256-266
[PubMed]  

[10] Christensen E.I., Birn H., Rippe B., Maunsbach A.B.: Controversies in nephrology: renal albumin handling, facts, and artifacts! Kidney Int., 2007; 72: 1192-1194
[PubMed]  

[11] Christensen E.I., Birn H., Verroust P., Moestrup S.K.: Membrane receptors for endocytosis in the renal proximal tubule. Int. Rev. Cytol., 1998; 180: 237-284
[PubMed]  

[12] Christensen E.I., Devuyst O., Dom G., Nielsen R., Van der Smissen P., Verroust P., Leruth M., Guggino W.B., Courtoy P.J.: Loss of chloride channel CLC-5 impairs endocytosis by defective trafficking of megalin and cubilin in kidney proximal tubules. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2003; 100: 8472-8477
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[13] Christensen E.I., Gburek J.: Protein reabsorption in renal proximal tubule-function and dysfunction in kidney pathophysiology. Pediatr. Nephrol., 2004; 19: 714-721
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[14] Christensen E.I., Nielsen R.: Role of megalin and cubilin in renal physiology and pathophysiology. Rev. Physiol. Biochem. Pharmacol., 2007; 158: 1-22
[PubMed]  

[15] Comper W.D., Haraldsson B., Deen W.M.: Resolved: normal glomeruli filter nephrotic levels of albumin. J. Am. Soc. Nephrol., 2008; 19: 427-432
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[16] Comper W.D., Hilliard L.M., Nikolic-Paterson D.J., Russo L.M.: Disease-dependent mechanisms of albuminuria. Am. J. Physiol., 2008; 295: F1589-F1600
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[17] Comper W.D., Russo L.M.: The glomerular filter: an imperfect barrier is required for perfect renal function. Curr. Opin. Nephrol. Hypertens., 2009; 18: 336-342
[PubMed]  

[18] Coudroy G., Gburek J., Kozyraki R., Madsen M., Trugnan G., Moestrup S.K., Verroust P.J., Maurice M.: Contribution of cubilin and amnionless to processing and membrane targeting of cubilin-amnionless complex. J. Am. Soc. Nephrol., 2005; 16: 2330-2337
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[19] Cui S., Verroust P.J., Moestrup S.K., Christensen E.I.: Megalin/gp330 mediates uptake of albumin in renal proximal tubule. Am. J. Physiol., 1996; 271: F900-F907
[PubMed]  

[20] Czekay R.P, Orlando R.A., Woodward L., Lundstrom M., Farquhar M.G.: Endocytic trafficking of megalin/RAP complexes: dissociation of the complexes in late endosomes. Mol. Biol. Cell, 1997; 8, 517-532
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[21] De Borst M.H.: On the origin of albuminuria. Kidney Int., 2007; 72: 1409
[PubMed]  

[22] Desmond M.J., Lee D., Fraser S.A., Katerelos M., Gleich K., Martinello P., Li Y.Q., Thomas M.C., Michelucci R., Cole A.J., Saftig P., Schwake M.., Stapleton D., Berkovic S.F., Power D.A.: Tubular proteinuria in mice and humans lacking the intrinsic lysosomal protein SCARB2/Limp-2. Am. J. Physiol., 2011; 300: F1437-F1447
[PubMed]  

[23] Garcia E., Li M.: Caveolin-1 immunohistochemical analysis in differentiating chromophobe renal cell carcinoma from renal oncocytoma. Am. J. Clin. Pathol., 2006; 125: 392-398
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[24] Gekle M.: Renal proximal tubular albumin reabsorption: daily prevention of albuminuria. News Physiol. Sci., 1998; 13: 5-11
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[25] Gekle M.: Renal tubule albumin transport. Annu. Rev. Physiol., 2005; 67: 573-594
[PubMed]  

[26] Gekle M.: Renal albumin handling: a look at the dark side of the filter. Kidney Int., 2007; 71: 479-481
[PubMed]  

[27] Gekle M., Freudinger R., Mildenberger S.: Inhibition of Na⁺-H⁺ exchanger-3 interferes with apical receptor-mediated endocytosis via vesicle fusion. J. Physiol., 2001; 531: 619-629
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[28] Gekle M., Mildenberger S., Freudinger R., Schwerdt G., Silbernagl S.: Albumin endocytosis in OK cells: dependence on actin and microtubules and regulation by protein kinases. Am. J. Physiol., 1997; 272: F668-F677
[PubMed]  

[29] Gekle M., Mildenberger S., Freudinger R., Silbernagl S.: Endosomal alkalinization reduces Jmax and Km of albumin receptor-mediated endocytosis in OK cells. Am. J. Physiol., 1995; 268: F899-F906
[PubMed]  

[30] Gekle M., Mildenberger S., Freudinger R., Silbernagl S.: Kinetics of receptor-mediated endocytosis of albumin in cells derived from the proximal tubule of the kidney (opossum kidney cells): influence of Ca²⁺ and cAMP. Pflugers Arch., 1995; 430: 374-380
[PubMed]  

[31] Gekle M., Mildenberger S., Freudinger R., Silbernagl S.: Functional characterization of albumin binding to the apical membrane of OK cells. Am. J. Physiol., 1996; 271: F286-F291
[PubMed]  

[32] Gekle M., Mildenberger S., Freudinger R., Silbernagl S.: Long-term protein exposure reduces albumin binding and uptake in proximal tubule-derived opossum kidney cells. J. Am. Soc. Nephrol., 1998; 9: 960-968
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[33] Greive K.A., Nikolic-Paterson D.J., Guimaraes M.A., Nikolovski J., Pratt L.M., Mu W., Atkins R.C., Comper W.D.: Glomerular permselectivity factors are not responsible for the increase in fractional clearance of albumin in rat glomerulonephritis. Am. J. Pathol., 2001; 159: 1159-1170
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[34] Gudehithlu K.P., Pegoraro A.A., Dunea G., Arruda J.A., Singh A.K.: Degradation of albumin by the renal proximal tubule cells and the subsequent fate of its fragments. Kidney Int., 2004; 65: 2113-2122
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[35] Hutson S.M., Stinson-Fisher C., Shiman R., Jefferson L.S.: Regulation of albumin synthesis by hormones and amino acids in primary cultures of rat hepatocytes. Am. J. Physiol., 1987; 252: E291-E298
[PubMed]  

[36] Iancu C., Mocan L., Bele C., Orza A.I., Tabaran F.A., Catoi C., Stiufiuc R., Stir A., Matea C., Iancu D., Agoston-Coldea L., Zaharie F., Mocan T.: Enhanced laser thermal ablation for the in vitro treatment of liver cancer by specific delivery of multiwalled carbon nanotubes functionalized with human serum albumin. Int. J. Nanomedicine, 2011; 6: 129-141
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[37] Kratz F.: Albumin as a drug carrier: design of prodrugs, drug conjugates and nanoparticles. J. Control. Release, 2008; 132: 171-183
[PubMed]  

[38] Kurashima K., Szabó E.Z., Lukacs G., Orłowski J., Grinstein S.: Endosomal recycling of the Na⁺/H⁺ exchanger NHE3 isoform is regulated by the phosphatidylinositol 3-kinase pathway. J. Biol. Chem., 1998; 273: 20828-20836
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[39] Lund U., Ripe A., Venturoli D., Tenstad O., Grubb A., Rippe B.: Glomerular filtration rate dependence of sieving of albumin and some neutral proteins in rat kidneys. Am. J. Physiol. Renal Physiol., 2003; 284: F1226-F1234
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[40] Luyckx V.A., Goda F.O., Mount D.B., Nishio T., Hall A., Hebert S.C., Hammond T.G., Yu A.S.: Intrarenal and subcellular localization of rat CLC5. Am. J. Physiol.,1998; 275: F761-F769
[PubMed]  

[41] Maack T., Park C.H., Camargo M.J.: Renal filtration, transport and metabolism of proteins. W: The Kidney: Physiology and Patho-Physiology Red.: Seldin D.W., Giebisch G. Raven Press, New York 1992, 3005-3038

[42] Marshansky V., Ausiello D.A., Brown D.: Physiological importance of endosomal acidification: potential role in proximal tubulopathies. Curr. Opin. Nephrol. Hypertens., 2002; 11: 527-537
[PubMed]  

[43] Miller A., Jędrzejczak W.W.: Albumina – funkcje biologiczne i znaczenie kliniczne. Postępy Hig. Med. Dośw., 2001; 55: 17-36
[PubMed]  

[44] Mukherjee S., Ghosh R.N., Maxfield F.R.: Endocytosis. Physiol. Rev., 1997; 77: 759-803
[PubMed]  

[45] Nicholson J.P., Wolmarans M.R., Park G.R.: The role of albumin in critical illness. Br. J. Anaesth., 2000; 85: 599- 610
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[46] Norden A.G., Lapsley M., Lee P.J., Pusey C.D., Scheinman S.J., Tam F.W., Thakker R.V., Unwin R.J., Wrong O.: Glomerular protein sieving and implications for renal failure in Fanconi syndrome. Kidney Int., 2001; 60: 1885-1892
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[47] Ohlson M., Sörensson J., Haraldsson B.: A gel-membrane model of glomerular charge and size selectivity in series. Am. J. Physiol. Renal Physiol., 2001; 280: F396-F405
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[48] Olbricht C.J.: Distribution of cathepsins B and L in the kidney and their role in tubular protein absorption. Eur. J. Clin. Chem. Clin. Biochem., 1992; 30: 675-681
[PubMed]  

[49] Osicka T.M., Hankin A.R., Comper W.D.: Puromycin aminonucleoside nephrosis results in a marked increase in fractional clearance of albumin. Am. J. Physiol., 1999; 277: F139-F145
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[50] Osicka T.M., Houlihan C.A., Chan J.G., Jerums G., Comper W.D.: Albuminuria in patients with type 1 diabetes is directly linked to changes in the lysosome-mediated degradation of albumin during renal passage. Diabetes, 2000; 49: 1579-1584
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[51] Osicka T.M., Panagiotopoulos S., Jerums G., Comper W.D.: Fractional clearance of albumin is influenced by its degradation during renal passage. Clin. Sci., 1997; 93: 557-564
[PubMed]  

[52] Osicka T.M., Strong K.J., Nikolic-Paterson D.J., Atkins R.C., Jerums G., Comper W.D.: Renal processing of serum proteins in an albumin-deficient environment: an in vivo study of glomerulonephritis in the Nagase analbuminaemic rat. Nephrol. Dial. Transplant., 2004; 19: 320-328
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[53] Park C.H., Maack T.: Albumin absorption and catabolism by isolated perfused proximal convoluted tubules of the rabbit. J. Clin. Invest., 1984; 73: 767-777
[PubMed]  [Full Text HTML]  

[54] Peters J.T.: All about albumin: biochemistry, genetics and medical applications. Academic Press, San Diego (CA) 1996

[55] Powers K.A., Kapus A., Khadaroo R.G., He R., Marshall J.C., Lindsay T.F., Rotstein O.D.: Twenty-five percent albumin prevents lung injury following shock/resuscitation. Crit. Care Med., 2003; 31: 2355-2363
[PubMed]  

[56] Quinlan G.J., Martin G.S., Evans T.W.: Albumin: biochemical properties and therapeutic potential. Hepatology, 2005; 41: 1211-1219
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[57] Remuzzi A., Sangalli F., Fassi A., Remuzzi G.: Albumin concentration in the Bowman’s capsule: multiphoton microscopy vs micropuncture technique. Kidney Int., 2007; 72: 1410-1411
[PubMed]  

[58] Russo L.M., Sandoval R.M., Campos S.B., Molitoris B.A., Comper W.D., Brown D.: Impaired tubular uptake explains albuminuria in early diabetic nephropathy. J. Am. Soc. Nephrol., 2009; 20: 489-494
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[59] Russo L.M., Sandoval R.M., McKee M., Osicka T.M., Collins A.B., Brown D., Molitoris B.A., Comper W.D.: The normal kidney filters nephrotic levels of albumin retrieved by proximal tubule cells: retrieval is disrupted in nephritic states. Kidney Int., 2007; 71: 504-513
[PubMed]  

[60] Schaeffer R.C.Jr., Gratrix M.L., Mucha D.R., Carbajal J.M.: The rat glomerular filtration barrier does not show negative charge selectivity. Microcirculation, 2002; 9: 329-342
[PubMed]  

[61] Schnitzer J.E., Bravo J.: High affinity binding, endocytosis, and degradation of conformationally modified albumins. Potential role of gp 30 and gp 18 as novel scavenger receptors. J. Biol. Chem., 1993, 268: 7562-7570
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[62] Schnitzer J.E., Oh P.: Albondin-mediated capillary permeability to albumin. Differential role of receptors in endothelial transcytosis and endocytosis of native and modified albumins. J. Biol Chem., 1994; 269: 6072-6082
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[63] Schnitzer J.E., Oh P., Pinney E., Allard J.: Filipin-sensitive caveolae-mediated transport in endothelium: reduced transcytosis, scavenger endocytosis, and capillary permeability of select macromolecules. J. Cell Biol., 1994; 127: 1217-1232
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[64] Schnitzer J.E., Sung A., Horvat R., Bravo J.: Preferential interaction of albumin-binding proteins, gp30 and gp18, with conformationally modified albumins. Presence in many cells and tissues with a possible role in catabolism. J. Biol. Chem., 1992; 267: 24544-24553
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[65] Sorkin A., von Zastrow M.: Signal transduction and endocytosis: close encounters of many kinds. Nat. Rev. Mol. Cell. Biol., 2002; 3: 600-614
[PubMed]  

[66] Tencer J., Frick I.M., Oquist B.W., Alm P., Rippe B.: Size-selectivity of the glomerular barrier to high molecular weight proteins: upper size limitations of shunt pathways. Kidney Int., 1998; 53: 709-715
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[67] Tojo A., Endou H.: Intrarenal handling of proteins in rats using fractional micropuncture technique. Am. J. Physiol., 1992; 263: F601-F606
[PubMed]  

[68] Vinge L., Lees G.E., Nielsen R., Kashtan C.E., Bahr A, Christensen E.I.: The effect of progressive glomerular disease on megalin-mediated endocytosis in the kidney. Nephrol. Dial. Transplant., 2010; 25: 2458-2467
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[69] Voldstedlund M., Thuneberg L., Tranum-Jensen J., Vinten J., Christensen E.I.: Caveolae, caveolin and cav-p60 in smooth muscle and renin-producing cells in the rat kidney. Acta Physiol. Scand., 2003; 179: 179-188
[PubMed]  

Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Pełna treść artykułu