Streszczenie

Nitroksydy jako trwałe rodniki organiczne początkowo wykorzystywane były jako znaczniki spi­nowe w spektroskopii elektronowego rezonansu paramagnetycznego (electron paramagnetic re­sonance – EPR) w badaniach takich parametrów jak pH środowiska wewnątrzkomórkowego, stopień nasycenia komórek lub tkanek tlenem, płynności błon biologicznych, stanu konforma­cyjnego białek, w topografii białek i enzymów. Nitroksydy są również wykorzystywane w biolo­gii i medycynie, jako substancje kontrastowe w obrazowaniu metodą rezonansu magnetycznego (magnetic resonance imaging). Od odkrycia ich właściwości przeciwutleniających rozpoczę­ła się era badań nad potencjalnymi możliwościami ich wykorzystania jako syntetycznych anty­utleniaczy. Nitroksydy biorą udział w reakcjach utleniania i redukcji zachodzących w komórce i mogą modulować stan redoks środowiska, w którym się znajdują. Dlatego też są intensywnie badane w różnych modelach stresu oksydacyjnego. Działanie antyutleniające nitroksydów wy­nika z ich zdolności do katalizowania reakcji dysmutacji anionorodnika ponadtlenkowego (rola pseudodysmutazowa), hamowania procesów utleniania (peroksydacji) lipidów, zapobiegania re­akcji Fentona i Habera-Weissa przez utlenianie jonów metali przejściowych na niższym stopniu utlenienia oraz indukowania właściwości pseudokatalazowej białek hemowych. W pracy przed­stawiono mechanizmy antyutleniających właściwości nitroksydów. Omówiono związek między budową, funkcją a szybkością redukcji nitroksydów w tkankach. Ponadto przedyskutowano moż­liwości zastosowania tych związków w celach chemioprewencyjnych oraz radioprotekcyjnych i podano przykłady.

Słowa kluczowe:nitroksyd • mimetyki SOD • stres oksydacyjny • Tempol

Summary

Nitroxides as stabile organic radicals were used initially as spin labels in spectroscopy of electron paramagnetic resonance (EPR) with respect to parameters such as pH of an intercellular environ­ment, oxygenation of cells and tissues, fluidity of biological membranes, conformational state and topography of proteins. Nitroxides have also been used in biology and medicine as contrast agents in magnetic resonance imaging (MRI). When their antioxidant activities were discovered, an era of research on the potential utility of these agents began. Nitroxides can modulate the redox state of the cell by participation in oxidation/reduction reactions. Therefore, they are extensive­ly examined in various models of oxidative stress. The antioxidant effect of nitroxides is a result of their ability to catalyze dismutation of superoxide radical (superoxide dismutase-like activi­ty), inhibit lipid peroxidation, prevent Fenton and Haber-Weiss reactions by oxidation of transi­tion metal ions to a higher oxidative state, and confer catalase-like activity on heme proteins. In the present paper the antioxidative mechanisms of nitroxides are presented. The relation betwe­en structure, function and the rate of nitroxide reduction inside cells and tissues is also presen­ted. The application of nitroxides in chemoprevention and radioprotection is discussed.

Key words:nitroxide • SOD mimics • oxidative stress • Tempol

Wykaz skrótów:

EPR – elektronowy rezonans paramagnetyczny (electron paramagnetic resonance); kinaza ATM – kinaza białkowa serynowo-treoninowa (ataxia teleangiectasia mutated); MR – obrazowanie za pomocą rezonansu magnetycznego (magnetic resonance imaging); RFT – reaktywne formy tlenu (ROS – reactive oxygen species); Tempace – 4-acetamido 2,2,6,6-tetrametylopiperydyno-1-oksyl (Tempace, 4-acetamido-2,2,6,6-tetramethylpiperidine-N-oxyl); Tempamina – 4-amino-2,2,6,6-tetrametylopiperydyno-1-oksyl (Tempamine, 4-amino-2,2,6,6-tetramethylpiperidine-N-oxyl); Tempo – 2,2,6,6-tetrametylopiperydyno-1- oksyl (Tempo, 2,2,6,6-tetramethylpiperidine-1-oxyl); Tempol – 4-hydroksy-2,2,6,6-tetrametylopiperydyno-1-oksyl (Tempol, 4-hydroxy-2,2,6,6-tetramethylpiperidine-1-oxyl); Tempon – 2,2,6,6-tetrametylopiperydon-4-oksyl-1 (Tempone, 4-oxo-2,2,6,6-tetramethylpiperidine-1-oxyl).

1. Wprowadzenie

Nitroksydy są zróżnicowaną grupą stabilnych wolnych rodników organicznych (heterocyklicznych), charak­teryzujących się obecnością grupy nitroksylowej >N^•-O zawierającej niesparowany elektron. Ze względu na charakter paramagnetyczny związki te znalazły zastoso­wanie w spektroskopii EPR jako sondy i znaczniki spi­nowe w badaniach biochemiczno/biofizycznych, jako ad­dukty w pułapkowaniu spinowym [18] oraz jako środki kontrastowe w obrazowaniu metodą rezonansu magne­tycznego [37]. Kiedy wykazano, że nitroksydy działają antyutleniająco, tj. mają właściwości charakterystyczne dla dysmutazy ponadtlenkowej [65] oraz mogą hamować reakcje Fentona i Habera-Weissa [25] rozpoczęły się in­tensywne badania nad możliwościami ich wykorzystania. Wykazano m.in., że związki te mogą zapobiegać uszko­dzeniom oksydacyjnym materiału genetycznego [80], ha­mować peroksydację lipidów [42,44], zapobiegać nega­tywnym skutkom towarzyszącym zespołowi po reperfuzji [83] lub niwelować działania niepożądane chemioterapii [16]. Dodatkowo wykazano, że nitroksydy podane w stę­żeniu 100 µmol/l nie działają toksycznie na komórki li­nii fibroblastów płucnych chomika chińskiego V79 [46], a sporadyczna cytotoksyczność tych związków wynikać może z zastosowania zbyt dużego ich stężenia [14,53]. Nitroksydy, ulegając w komórce procesom utleniania i re­dukcji na ogół nie zużywają się stechiometrycznie, a struk­tura elektronowa i molekularna nitroksydu nie ulega na­ruszeniu podczas reakcji substytucji [68].

2. Budowa chemiczna nitroksydów

Najczęściej stosowane nitroksydy są związkami heterocy­klicznymi pięcio- lub sześcioczłonowymi i charakteryzu­ją się obecnością grupy nitroksylowej z niesparowanym elektronem. Gęstość ładunku jest prawie równo rozłożo­na między atomem tlenu i azotu. Stabilność wolnego rod­nika nitroksydu wynika ze sterycznie upakowanego ukła­du, tj. obecności grup metylowych, znajdujących się przy atomach węgla w pozycjach α atomu azotu (ryc. 1). Brak atomów wodoru przy α atomach węgla nie dopuszcza do reakcji dysproporcjonowania między dwoma rodnikami oraz ogranicza dostęp innym substancjom, które mogły­by doprowadzić do wygaszenia spinu [76].

Ryc. 1. Stabilizacja rodnika nitroksydowego (Tempo), pochodnej 2,2,6,6-tetrametylopiperydyny przez grupy metylowe

Ze względu na strukturę chemiczną pierścienia, można wy­różnić najczęściej stosowane typy nitroksydów:
• zawierające pierścień pięcioczłonowy z atomami tlenu i azotu – nitroksydy oksazolidynowe,
• mające pierścień pięcioczłonowy (nasycony) z atomem azotu – nitroksydy pirolidynowe,
• zawierające pierścień pięcioczłonowy (nienasycony) z atomem azotu – nitroksydy pirolinowe,
• zbudowane z sześcioczłonowego pierścienia – nitrok­sydy piperydynowe (ryc. 2).

Ryc. 2. Budowa pierścieni heterocyklicznych nitroksydów oraz ich pochodnych: A – oksazolidynowy, B – nasycony pirolidynowy, C – nienasycony pirolinowy, D – piperydynowy. X może być atomem wodoru (aminy drugorzędowe), grupą -OH w przypadku hydroksyloamin, atomem tlenu – stabilny rodnik nitroksylowy oraz atomem tlenu z podwójnym wiązaniem ze zlokalizowanym ładunkiem dodatnim (=O⁺) – kation oksoamoniowy

Do grupy stabilnych rodników nitroksylowych zaliczyć moż­na również wiele pochodnych, mających zamiast grup mety­lowych w pozycji 5 inne podstawniki. Do pochodnych tych należą m.in. nitroksydy oparte na pierścieniu pirolidynowym, tzw. nitroksydy proksylowe, mające podstawniki w pozycji 5,5 pierścienia oraz azetoksylowe z podstawnikami w po­zycji 2,5. Te ostatnie mogą występować również w posta­ci konformacji cis i trans. Dodatkowo wyróżnić można po­chodne paramagnetyczne oksazolidyny mające podstawniki w pozycji 5,5 zwane nitroksydami doksylowymi (ryc. 2).

3. Związek między budową nitroksydu a jego właściwościami antyoksydacyjnymi

Na właściwości antyoksydacyjne nitroksydów decydujący wpływ ma rodzaj pierścienia, obecność grup funkcyjnych, ładunek oraz stopień nasycenia wiązań chemicznych w pier­ścieniu [14,20,27]. W przypadku reakcji nitroksydów z rod­nikiem wodoronadtlenkowym (HO₂^•) istotny wpływ na szyb­kość reakcji ma rodzaj pierścienia nitroksydu oraz obecność grup funkcyjnych [24]. Stwierdzono, że nitroksydy sześcio­członowe charakteryzują się większą reaktywnością z HO₂^•, a tym samym większą aktywnością antyutleniającą niż pię­cioczłonowe. Natomiast na szybkość reakcji nitroksydu z rod­nikami NO₂^• lub CO₃^• nie ma wpływu ani rodzaj pierścienia nitroksydu ani obecność podstawników. Stała szybkości tej reakcji nie zależy również od pH środowiska. W pH fizjolo­gicznym nitroksydy mogą być lepszymi zmiataczami wolnych rodników niż glutation, cysteina lub kwas moczowy [24].

Według niektórych autorów większa aktywność nitrok­sydów sześcioczłonowych wynikać może ze specyficznej budowy pierścienia. Nitroksydy, pochodne piperydyny mogą występować w postaci trzech konformacji: krze­sełkowej, łódkowej lub skręconej (ryc. 4). Ogólnie jed­nak pochodne 2,2,6,6-tetrametylopiperydyny występują w formie krzesełkowej z kątem torsyjnym ok. 20 stopni (wykazano dla 2,2,6,6-tetrametylopiperydynolu-4-oksylu-1) [69]. Wykluczono natomiast strukturę łódkową, a jedynie 2,2,6,6-tetrametylopiperydon-4-oksyl-1 (Tempon) występu­je w konformacji skręconej. Jednak wiązania CNOC tego rodnika wykazują strukturę płaską. Strukturę płaską wią­zań CNOC wykazano również dla pochodnych 2,2,5,5-te­trametylopirolidyny (2,2,5,5-tetrametylopirolidynonu-3-oksylu-1) [69]. Jeśli przyjmiemy obecność jedynie formy krzesełkowej, to wydaje się, że jest ona uprzywilejowa­na w reakcjach redoks. Większa reaktywność nitroksy­dów piperydynowych może zatem wynikać z większego pofałdowania pierścienia, a więc lepszej dostępności gru­py nitroksylowej dla odpowiednich reagentów w porów­naniu z pierścieniem pirolidynowym lub bardziej płaskim pierścieniem pirolinowym, który wykazuje najmniejszą reaktywność [34]. Dodatkowo nitroksydy sześcioczłono­we szybciej ulegają redukcji do hydroksyloamin niż pię­cioczłonowe, co może mieć decydujący wpływ na ich re­aktywność z innymi wolnymi rodnikami [4,27,28,29,77].

Ryc. 4. Konformacje nitroksydów piperydynowych: A – krzesełkowa, B – łódkowa, C – skręcona

O reaktywności (np. redukcji) nitroksydów piperydy­nowych decyduje obecność odpowiednich podstawni­ków. Podstawniki, zwłaszcza te w pozycji 4, mają istot­ny wpływ na właściwości antyoksydacyjne nitroksydów. Mogą one modulować lipofilność nitroksydów wpływa­jąc na szybkość ich redukcji oraz wprowadzać ładunek [14,27,28,29,30,45,62]. Na przykład Tempo i Tempol wy­kazują porównywalną szybkość redukcji, podobnie jak para Tempamina i Tempon, ale szybkość redukcji dwóch ostatnich jest prawie 3 razy szybsza (Gwoździński, wyni­ki niepublikowane). Podane przykłady dla pochodnych pi­perydyny pokazują, że reaktywność nitroksydów związa­na z utratą spinu nie zależy od struktury konformacyjnej a od gęstości elektronowej. Wzrost gęstości elektronowej, decyduje o większej reaktywności.

Jeśli porównamy szybkości redukcji nitroksydów pipery­dynowych z pochodnymi piroliny i pirolidyny, to redukują się one znacznie szybciej [27]. W tym przypadku decydu­je struktura pierścienia, a także obecność podstawników. Wykazano, że wprowadzenie do pierścienia piperydyno­wego w pozycji 4 grupy acetamidowej (Tempace) skutkuje lepszymi właściwościami antyoksydacyjnymi in vitro po­wstałego związku w porównaniu do nitroksydów z grupą aminową (Tempamina) lub grupą hydroksylową (Tempol) [14]. Stwierdzono, że nitroksydy mające tendencję do utrzy­mywania ładunku dodatniego, takie jak np. Tempamina, lepiej chroniły DNA przed uszkodzeniami wywołanymi stresem oksydacyjnym spowodowanym naświetlaniem niż ujemnie naładowane nitroksydy, np. 3-karboksy 2,2,5,5-te­trametylopirolidyno-1-oksyl [34].

4. Udział nitroksydów w reakcjach redoks

Nitroksydy występują w tkankach w dwóch stanach re­doks, to jest utlenionym i zredukowanym. Równowaga między postacią utlenioną a zredukowaną jest zależna od wewnątrzkomórkowego stanu redoks, w tym obecności in­nych substancji mogących brać udział w procesach utle­niania i redukcji [52]. Rodnik nitroksylowy może ulec re­dukcji do hydroksyloaminy:

w obecności reduktorów, takich jak jony żelaza (II) lub kwas askorbinowy [56] lub zostać utleniony do kationu oksoamoniowego:

przez anionorodnik ponadtlenkowy lub rodnik hydroksy­lowy [23].

Kation oksoamoniowy może ulegać jednoelektronowej redukcji do postaci stabilnego rodnika lub ulegać dwu­elektronowej redukcji z udziałem alkoholi, tioli i zredu­kowanych dinukleotydów nikotynoamidoadeninowych (NADH i NADPH) do hydroksyloaminy [12,38,39]. Hydroksyloamina jest stosunkowo trwała, lecz pod wpły­wem anionorodnika ponadtlenkowego może być utleniona do rodnika (ryc. 3). Możliwość przechodzenia rodników nitroksylowych w stan zredukowany lub utleniony decy­duje o ich właściwościach antyoksydacyjnych. Utlenianie nitroksydu do kationu oksoamionowego ma znaczenie dla katalizowania reakcji dysmutacji anionorodnika po­nadtlenkowego, podczas gdy hydroksyloamina funkcjo­nuje jako typowy związek redukujący na podobnej zasa­dzie jak witamina C lub E [23,46]. W przypadku silnych reduktorów nitroksydy ulegają dwuelektronowej redukcji do amin drugorzędowych.

Ryc. 3. Formy redoks nitroksydów: A – hydroksyloamina, B – nitroksyd, C – kation oksoamoniowy

5. Metabolizm nitroksydów

Redukcja nitroksydów do hydroksyloamin i amin drugorzędo­wych zachodzi wewnątrzkomórkowo w erytrocytach, keraty­nocytach, wątrobie oraz nerkach [4,27,28,29,30,51]. Głównym miejscem enzymatycznej redukcji są mitochondria i mikroso­my wątroby, gdzie nitroksydy metabolizowane są z udziałem reduktazy cytochromu P-450 [79]. W procesie redukcji ni­troksydów w keratynocytach ważną rolę odgrywa reduktaza tioredoksyny [51]. Szybkość redukcji nitroksydu jest zależna od rodzaju pierścienia, ładunku nitroksydu, rozpuszczalno­ści w tłuszczach oraz stężenia wewnątrzkomórkowych reduk­torów. Najbardziej oporne na redukcję są nitroksydy mające ładunek ujemny lub dodatni, takie jak karboksynitroksydy oraz czwartorzędowe sole amoniowe [27,28,29,30] lub po­chodne imidazolowe z podstawnikami tetraetylowymi [43].

Wewnątrz komórek nitroksydy mogą być również reduko­wane z udziałem kwasu askorbinowego [56] oraz glutatio­nu [4,21,52,74] lub przez reduktazy komórkowe [38,39]. Redukcja nitroksydu przez witaminę C do hydroksyloaminy zachodzi w wyniku reakcji z anionem askorbinianowym. Jednoelektronowe utlenienie cząsteczki anionu askorbinia­nowego prowadzi do powstania rodnika askorbylowego:

Na skutek utraty kolejnego elektronu przez rodnik askor­bylowy powstaje kwas dehydroaskorbinowy, z którym re­agować może powstała wcześniej hydroksyloamina dając kolejny rodnik askorbylowy:

Kwas dehydroaskorbinowy może być redukowany do czą­steczki kwasu askorbinowego z udziałem glutationu lub re­duktazy selenozależnej [35,59]. Pod wpływem glutationu następuje także regeneracja rodników askorbylowych do kwasu askorbinowego. Proces dysmutacji tych rodników może się odbywać z dużą wydajnością na skutek działa­nia nitroksydów, które katalizują ten proces:

Kwas askorbinowy może również przeprowadzać reduk­cję kationu oksoamoniowego do hydroksyloaminy [4].

W procesie redukcji nitroksydów ważną rolę odgrywa glu­tation (GSH), który mimo że nie oddziałuje bezpośrednio z nitroksydami, to z powodu pełnionej funkcji utrzymy­wania odpowiedniego stanu redoks komórki przyczynia się do ich redukcji [21,52,78].

6. Mechanizm działania nitroksydów

Dysmutacja anionorodnika ponadtlenkowego

Nitroksydy są związkami o małej masie cząsteczkowej oko­ło 200, łatwo przenikającymi przez błony biologiczne mi­metykami dysmutazy ponadtlenkowej (SOD). Nazwa mi­metyki SOD pochodzi od ich zdolności do katalizowania procesu dysmutacji anionorodnika ponadtlenkowego O₂•^–, produktu jednoelektronowej redukcji tlenu cząsteczkowego [47]. Proces ten katalizowany jest w komórkach z udziałem dysmutaz ponadtlenkowych (cytosolowej lub zewnątrzko­mórkowej CuZnSOD, wewnątrzmitochondrialnej MnSOD lub bakteryjnej FeSOD). Anionorodnik ponadtlenkowy powstaje w komórkach głównie na skutek „przecieku” elektronów w mitochondrialnym łańcuchu oddechowym oraz w katalizowanej przez oksydazę ksantynową reakcji utleniania hipoksantyny i ksantyny do kwasu moczowe­go z udziałem reduktazy NADPH i reduktazy cytochro­mu P-450 podczas metabolizmu ksenobiotyków w mikro­somach. Źródłem O₂•- są również neutrofile i makrofagi.

Katalizowanie procesu dysmutacji anionorodnika przez nitroksydy jest możliwe dzięki cyklicznym reakcjom re­doks. Stwierdzono, że wydajność reakcji dysmutacji kata­lizowanej przez nitroksydy zależy od szybkości z jaką ni­troksyd ulega utlenieniu do kationu oksoamoniowego na skutek działania anionorodnika ponadtlenkowego (6) [48]:

Kation ten może ulec redukcji pod wpływem kolejnej czą­steczki anionorodnika do związku wyjściowego (7):

Jednocześnie z reakcjami (6) i (7) zachodzi reakcja samo­rzutnej dysmutacji, w której z dwóch cząsteczek anionorod­nika ponadtlenkowego z udziałem dwóch protonów powsta­je nadtlenek wodoru i tlen cząsteczkowy, jednak proces ten jest wolniejszy w porównaniu z działaniem dysmutazy (8):

Stała szybkości procesu katalizowanego przez nitroksydy wynosi od 1*10⁶ do 10⁸ M^-1 s^-1 [24,83], natomiast w przy­padku CuZnSOD szybkość zmiatania O₂^•- sięga rzędu 2*10⁹ M^-1 s^-1 [5]. Najbardziej wydajna reakcja dysmutacji zacho­dzi z udziałem nitroksydów piperydynowych, które zdolne są do katalizowania reakcji dysmutacji anionorodnika po­nadtlenkowego w zakresie pH 4,0-5,0, ze stałą szybkości tylko o jeden rząd niższą niż w przypadku reakcji katali­zowanej przez dysmutazę CuZn SOD [24]. Nitroksydy, ze względu na niską masę cząsteczkową, mają zdolność prze­nikania przez błony biologiczne, mogą zatem skutecznie katalizować dysmutację anionorodnika w miejscach nie­dostępnych dla SOD [73].

Hamowanie reakcji Fentona i Habera-Weissa

Stwierdzono, że nitroksydy mogą hamować reakcję Fentona (9) i katalizowaną jonami metali przejściowych reakcję Habera-Weissa (11) [76]. W reakcji Fentona w obecności jonów metali przejściowych, tj. Fe²⁺, Cu⁺ następuje reduk­cja nadtlenku wodoru na rodnik wodorotlenkowy i anion wodorotlenkowy:

Utleniony jon metalu ulega redukcji, a anionorodnik po­nadtlenkowy utlenieniu do tlenu cząsteczkowego:

Powstały jon żelaza (II) może ponownie wchodzić w re­akcję z nadtlenkiem wodoru inicjując powstawanie coraz większych ilości rodnika wodorotlenkowego (reakcja 9).

Reakcja Fentona i reakcja redukcji jonów Fe³⁺ przez anio­norodnik ponadtlenkowy stanowią składowe reakcji Habera-Weissa, której sumaryczny zapis jest następujący:

Hamowanie wytwarzania wolnych rodników poprzez ni­troksydy opiera się na ich reakcji z utlenionymi metalami według reakcji [65]:

Hamowanie procesu peroksydacji lipidów

Obecność niesparowanego elektronu przy grupie nitrok­sylowej sprzyja reakcjom rekombinacji z innymi rodnika­mi, takimi jak rodniki nadtlenkowe, alkoksylowe i in., co sprawia, że nitroksydy mogą hamować proces peroksyda­cji lipidów. Hamowanie to może odbywać się na różnych etapach kaskady reakcji wolnorodnikowych. Inhibicję pro­cesu peroksydacji lipidów przez nitroksydy zaobserwowa­no in vitro oraz in vivo [10,14,44,67].

Proces peroksydacji rozpoczyna się od zainicjowania roz­padu homolitycznego wiązania węgiel-wodór w łańcuchu polimetylenowym nienasyconego kwasu tłuszczowego lipi­du (13). Czynnikiem inicjującym (X•) może być m.in. rod­nik wodorotlenkowy, jony żelaza na wyższych stopniach utlenienia (postać ferrylowa lub nadferrylowa), nadtleno­azotyn lub ditlenek azotu:

Nitroksydy i ich formy zredukowane w postaci hydroksy­loamin mogą reagować z czynnikami inicjującymi proces peroksydacji przeciwdziałając reakcji łańcuchowej i zapo­biegając tym samym uszkodzeniom lipidów:

Jeśli w procesie inicjacji nie zostanie zahamowany ten etap reakcji, a jednocześnie w środowisku występuje dostatecz­nie dużo tlenu cząsteczkowego następuje kolejny etap pe­roksydacji, propagacja. Liczba rodników nie ulega wtedy zmianie, dochodzi natomiast do zmiany postaci nośników niesparowanych elektronów (reakcje 16-19). W reakcjach propagacji następuje naprzemienne przyłączenie tlenu do rodnika lipidowego lub odrywanie atomu wodoru od no­wego łańcucha nienasyconego kwasu tłuszczowego przez rodniki nadtlenkowe lub alkoksylowe lipidów:

Jeśli w środowisku reakcyjnym nie ma wolnych jonów me­tali na niższym stopniu utlenienia wówczas reakcja może być zatrzymana na etapie wodoronadtlenków. Natomiast w obecności jonów metali przejściowych proces rozpadu lipidu postępuje nadal prowadząc do fragmentacji łańcu­chów węglowodorowych kwasów tłuszczowych wchodzą­cych w skład lipidów, a produktami końcowymi są m.in. dialdehyd malonowy, 4-hydroksynonenal, etan i pentan.

W chwili pojawienia się deficytu tlenu lub przy braku sub­stratów do kolejnych reakcji proces peroksydacji kończy się na etapie terminacji, w którym dochodzi często do sie­ciowania lipidów (reakcje 20-22) [8]:

Nitroksydy zapobiegają etapowi propagacji, reakcji wol­norodnikowej (reakcja rekombinacji) poprzez oddziaływa­nie z utlenionymi lipidami [76]:

Indukcja właściwości pseudokatalazowych białek hemowych

Stwierdzono, że nitroksydy mają zdolność detoksyfikacji reaktywnych postaci białek hemowych, takich jak pochod­ne ferrylowe i nadferrylowe [61]. Dodatkowo zaobserwo­wano, że nitroksydy mogą indukować właściwości pseu­dokatalazowe białek hemowych [50]. Utlenowana postać hemoglobiny i mioglobiny, odpowiednio oksyhemoglobina i oksymioglobina (oksyHbFe^II i oksyMbFe^II) mogą ulegać autoutlenieniu, w wyniku którego powstaje methemoglobina i metmioglobina zawierająca żelazo na trzecim stopniu utle­nienia (HbFe^III, MbFe^III) oraz anionorodnik ponadtlenkowy:

który ulega dysproporcjowaniu do nadtlenku wodoru H₂O₂ oraz tlenu cząsteczkowego O₂ (reakcja 8). W wyniku re­akcji methemoglobiny i metmioglobiny z powstałym nad­tlenkiem wodoru powstaje nietrwały rodnik globinowy (po­stać ferrylowa) oraz wodoronadtlenkowy:

Dodatkowo może również powstawać wysoce reaktywna i trwalsza od rodnika globinowego postać ferrylowa hemo­globiny/mioglobiny (Hb(Mb)Fe^IV = O) [19]. Zarówno rod­nik globinowy jak i ferrylowy prowadzić mogą do utlenia­nia ważnych cząsteczek i makrocząsteczek [41,55].

Hb(Mb)Fe^IV może ulegać redukcji do Hb(Mb)Fe^III, jedno­cześnie powodując utlenienie H₂O₂:

i tym samym wykazuje niewielkie właściwości pseudo­peroksydazowe.

W procesie przemiany postaci ferrylowej metmioglobi­ny/hemoglobiny z udziałem nitroksydów następuje ich utlenienie do kationu oksoamoniowego, który w reakcji z nadtlenkiem wodoru ulega z powrotem redukcji do ni­troksydu z uwolnieniem anionorodnika ponadtlenkowego (reakcja 30). Anionorodnik ponadtlenkowy jest utleniany do tlenu cząsteczkowego (31).

Przez nadawanie aktywności pseudokatalazowej hemo­globinie i metmioglobinie MbFe^III, która przeprowadzić może kolejny proces rozkładu nadtlenku wodoru nitroksy­dy przyczyniają się do detoksyfikacji środowiska komórko­wego obniżając stężenie nadtlenku wodoru. Jednocześnie redukując postać ferrylową chronią struktury komórkowe przed uszkodzeniem [50].

7. Zastosowania nitroksydów

Chemioprewencja

Nadmierne wytwarzanie reaktywnych form tlenu (RFT) sprawia, że naturalne mechanizmy antyoksydacyjne komór­ki nie mogą utrzymać równowagi oksydacyjno-redukcyjnej, co prowadzi do zaburzeń homeostazy organizmu i skutkuje stresem oksydacyjnym. Stwierdzono, że stres oksydacyjny leży u podstaw etiopatologii wielu chorób cywilizacyjnych, w tym nowotworów [36]. Proces indukcji nowotworów przez RFT wiąże się z regulacją ekspresji genów [1] zwiększeniem szybkości proliferacji komórek [40] i wzrostem niestabilno­ści genetycznej [82]. Stwierdzono, że zastosowanie antyok­sydantów może zmniejszać ryzyko wystąpienia nowotworu [82]. Nitroksydy, ze względu na udział w procesach utlenia­nia i redukcji mogą zmieniać stan redoks komórki, a tym samym hamować proces kancerogenezy. Działanie antyno­wotworowe nitroksydów wynikać może również z ingeren­cji tych związków w szlaki sygnałowe komórki.

Wstępne prace badawcze z zastosowaniem nitroksydów w celach chemioprewencyjnych są obiecujące. W badaniach przeprowadzonych na myszach C3H, którym podawano Tempol w wodzie lub pokarmie, wykazano, że nitroksyd ten poprzez redukcję masy ciała wpływał na zmniejsze­nie ryzyka wystąpienia nowotworu [66]. Działanie che­mioprewencyjne nitroksydów zaobserwowano również w badaniach z wykorzystaniem modelu mysiego zespołu ataksji-teleangiektazji, choroby genetycznej wiążącej się z predyspozycją do zmian nowotworowych, wywołanych mutacją w genie kodującym białko atm. Białko to bierze udział w regulacji cyklu komórkowego, a jego nieprawidło­we funkcjonowanie prowadzić może m.in. do stresu oksy­dacyjnego [3]. Wykazano, że zastosowanie Tempolu oraz 5-karboksy-1,1,3,3 tetrametyloizoindolinylo-2-oksylu ob­niżało stres oksydacyjny oraz w znaczący sposób wydłu­żało życie myszy z mutacją w genie ATM [26,75].

Wykazano, że Tempol może być również stosowany w ce­lach chemioprewencyjnych w niedokrwistości Fanconiego, choroby z predyspozycją do rozwoju nowotworu. Pacjenci z tą wrodzoną chorobą są szczególnie wrażliwi na RFT, które uszkadzając DNA prowadzą do mutacji i nowotwo­rzenia. W badaniach przeprowadzonych na zmutowa­nych myszach Fancd2^-/-Trp53^+/- (model niedokrwistości Fanconiego z predyspozycją do rozwoju nowotworów na­błonkowych, heterozygoty pod względem białka p53) wyka­zano, że zastosowanie Tempolu w pożywieniu spowalniało proces nowotworzenia i wydłużało okres życia bez nowo­tworu. O prewencyjnym wpływie nitroksydu decydowały prawdopodobnie jego właściwości antyoksydacyjne, jako że nie stwierdzono bezpośredniego wpływu tego związku na szlaki sygnałowe (przekaźnictwa) w komórkach [85].

Inne badania z użyciem Tempolu wskazują jednak na udział tego nitroksydu w kaskadzie reakcji sygnałowych w komórce poprzez fosforylację białka p53 w pozycji seryny 18 [17]. Białko p53 reguluje progresję cyklu ko­mórkowego i proces apoptozy, a jego zwiększona ilość, pojawiająca się w odpowiedzi na stres komórkowy, akty­wuje białka uczestniczące w ujemnej regulacji cyklu ko­mórkowego, np. białko p21^WAF1/CIP1 oraz proapoptotyczne białko bax. Aby białko p53 mogło aktywować ekspresję czynników apoptotycznych niezbędna jest jego fosfory­lacja przebiegająca z udziałem kinazy białkowej seryno­wo-treoninowej (ataxia teleangiectasia mutated – ATM). Wykazano również, że Tempol znacząco wydłużał życie myszy z zespołem Li-Fraumeni, uwarunkowanej genetycz­nie choroby z predyspozycją do nowotworów, spowodowa­nej mutacją w genie kodującym białko p53. Prewencyjne działanie nitroksydu związane było z aktywacją szlaku proapoptotycznego na skutek fosforylacji białka p53, nie­zależnie od ATM [17].

Radioprotekcja

Promieniowanie jonizujące indukuje powstawanie wolnych rodników w komórkach na skutek radiolizy wody [70], dlatego też pacjenci poddawani radioterapii narażeni są na działania niepożądane spowodowane stresem oksyda­cyjnym [2,81]. W celach ochrony zdrowych tkanek stosuje się związki cytoprotekcyjne. Jednym z nich jest amifosty­na, która ulegając utlenieniu zmiata wolne rodniki chro­niąc błony śluzowe, skórę oraz ślinianki [10,57].

Podobne właściwości radioprotekcyjne in vitro [16,64] oraz in vivo [33,54] wykazują nitroksydy. Dodatkowo wykazano, że działanie radioprotekcyjne jest wybiórcze, chronione są tyl­ko tkanki zdrowe [36,49]. Może to wynikać z szybszej bio­redukcji nitroksydu w warunkach hipoksji tkanki guza [11], jako że właściwości ochronne mają tylko nitroksydy, podczas gdy produkty ich metabolizmu – hydroksyloaminy nie wyka­zują radioprotekcji [64]. Wykazano jednak, że w warunkach umożliwiających utlenienie hydroksyloaminy, z powrotem do rodnika działanie radioprotekcyjne jest możliwe [31,58].

Nie wszystkie nitroksydy wykazują jednakową radiopro­tekcję. Najbardziej efektywne są związki bez ładunku (Tempamina i 3-karbamoilo-2,2,5,5-tetrametylopirolidyno-1-oksyl) [34]. Dodatkowo, aby dany nitroksyd mógł chronić zdrowe tkanki przed skutkami naświetlania niezbędne jest jego przenikanie przez błony biologiczne. Wykazano, że ob­darzony ładunkiem dodatnim kation nitroksydowy (1-oksyl-2,2,6,6-tetrametylopiperydylo-4-trimetylamoniowy) nie prze­nikał przez błony biologiczne i nie chronił komórek przed uszkodzeniami spowodowanymi promieniowaniem, podczas gdy Tempol wykazywał właściwości radioprotekcyjne [72]. Związek ten chronił lipidy poddawane naświetlaniu [71].

Jednym z działań niepożądanych radioterapii, mającym wpływ na jakość życia pacjenta jest utrata włosów [60]. W ba­daniach przeprowadzonych na świnkach morskich stwierdzo­no, że Tempol nałożony w postaci kompresu na skórę na 15 min przed naświetlaniem dawką 30 Gy chronił przed łysie­niem i przyspieszał odrastanie włosów [22]. Podobne rezultaty uzyskał Cuscela i wsp. [13] badając ochronny wpływ Tempolu oraz Tempo na proces łysienia wywołany naświetlaniem.

Obiecujące wyniki badań na zwierzętach spowodowały, że Tempol został wprowadzony do badań klinicznych jako radioprotektor. W I fazie badań nitroksyd aplikowany był w roztworze 70% etanolu, w postaci kompresu na skórę głowy pacjentów poddawanych radioterapii. Nitroksyd był dobrze tolerowany przez organizm i wykazał właściwości protekcyjne wobec mieszków włosowych [63].

Podsumowanie

Na podstawie doniesień literaturowych, przedstawio­nych w niniejszym artykule, nitroksydy są obiecujący­mi związkami o szerokim zakresie aktywności antyutle­niającej. Od odkrycia ich właściwości antyoksydacyjnych intensywnie badany jest ich udział w procesach redoks i wpływ na obniżanie stresu oksydacyjnego wywołanego przez różne czynniki. Wprowadzenie Tempolu do fazy ba­dań klinicznych wydaje się krokiem prowadzącym do odkry­cia nowych, potencjalnych zastosowań nitroksydów. Jednak w pewnych warunkach nitroksydy mogą również wykazy­wać działanie prooksydacyjne. Prooksydacyjny wpływ ni­troksydów wykazano m.in. na erytrocytach. Inkubacja tych komórek z wzrastającymi stężeniami nitroksydów pipery­dynowych, pirolinowych i pirolidynowych prowadziła do spadku stężenia glutationu oraz aktywności enzymów zależ­nych od glutationu, takich jak peroksydaza glutationowa oraz transferaza glutationowa [6,7]. Wydaje się jednak, że rów­nież prooksydacyjne właściwości nitroksydów mogą zna­leźć zastosowanie m.in. w terapii nowotworów. Rozwój ba­dań nad możliwością wprowadzenia nitroksydów do terapii nowotworów będzie przedmiotem kolejnego opracowania.

PIŚMIENNICTWO

[1] Allen R.G., Tresini M.: Oxidative stress and gene regulation. Free Radic. Biol. Med., 2000; 28: 463-499
[PubMed]  

[2] Barcellos-Hoff M.H.: How do tissues respond to damage at the cellular level? The role of cytokines in irradiated tissues. Radiat. Res., 1998; 150 (Suppl. 5): S109-S120
[PubMed]  

[3] Barzilai A., Rotman G., Shiloh Y.: ATM deficiency and oxidative stress: a new dimension of defective response to DNA damage. DNA Repair, 2002; 1: 3-25
[PubMed]  

[4] Bobko A.A., Kirilyuk I.A., Grigor’ev I.A., Zweier J.L., Khramtsov V.V.: Reversible reduction of nitroxides to hydroxylamines: roles for ascorbate and glutathione. Free Radic. Biol. Med., 2007; 42: 404-412
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[5] Buettner G.R., Ng C.F., Wang M., Rodgers V.G., Schafer F.Q.: A new paradigm: manganese superoxide dismutase influences the production of H₂O₂ in cells and thereby their biological state. Free Radic. Biol. Med., 2006; 41: 1338-1350
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[6] Bujak S., Gwoździński K.: Nitroxides lead to reduced level of glutathione in red blood cells. In: Free Radical and oxidative stress: Chemistry and Pathological implications, ed.: G. Galaris, Medimond International Proceedings, 2003, 105-108

[7] Bujak S., Gwoździński K.: The effect of stable nitroxide radicals on the activity of glutathione-dependent enzymes: reductase, peroxidase and transferase in human erythrocyte. Society for Free Radical Research International, Proceedings of the XIII Congress, Medimont S.r.l, 2006, 71-74

[8] Catalá A.: Lipid peroxidation of membrane phospholipids generates hydroxy-alkenals and oxidized phospholipids active in physiological and/or pathological conditions. Chem. Phys. Lipids, 2009; 157: 1-11
[PubMed]  

[9] Cimato A.N., Piehl L.L., Facorro G.B., Torti H.B., Hager A.A.: Antioxidant effects of water- and lipid-soluble nitroxide radicals in liposomes. Free Radic. Biol. Med., 2004; 37: 2042-2051
[PubMed]  

[10] Citrin D., Cotrim A.P., Hyodo F., Baum B.J., Krishna M.C., Mitchell J.B.: Radioprotectors and mitigators of radiation-induced normal tissue injury. Oncologist, 2010; 15: 360-371
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[11] Cotrim A.P., Hyodo F., Matsumoto K., Sowers A.L., Cook J.A., Baum B.J., Krishna M.C., Mitchell J.B.: Differential radiation protection of salivary glands versus tumor by Tempol with accompanying tissue assessment of Tempol by magnetic resonance imaging. Clin. Cancer Res., 2007; 13: 4928-4933
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[12] Couet W.R., Brasch R.C., Sosnovsky G., Tozer T.N.: Factors affecting nitroxide reduction in ascorbate solution and tissue homogenates. Magn. Reson. Imaging, 1985; 3: 83-88
[PubMed]  

[13] Cuscela D., Coffin D., Lupton G.P., Cook J.A., Krishna M.C., Bonner R.F., Mitchell J.B.: Protection from radiation-induced alopecia with topical application of nitroxides: fractionated studies. Cancer J. Sci. Am., 1996; 2: 273-278
[PubMed]  

[14] Czepas J., Koceva-Chyła A., Gwoździński K., Jóźwiak Z.: Different effectiveness of piperidine nitroxides against oxidative stress induced by doxorubicin and hydrogen peroxide. Cell Biol. Toxicol., 2008; 24: 101-112
[PubMed]  

[15] DeGraff W.G., Krishna M.C., Kaufman D., Mitchell J.B.: Nitroxide-mediated protection against X-ray- and neocarzinostatin-induced DNA damage. Free Radic. Biol. Med., 1992; 13: 479-487
[PubMed]  

[16] Deres P., Halmosi R., Toth A., Kovacs K., Palfi A., Habon T., Czopf L., Kalai T., Hideg K., Sumegi B., Toth K.: Prevention of doxorubicin-induced acute cardiotoxicity by an experimental antioxidant compound. J. Cardiovasc. Pharmacol., 2005; 45: 36-43
[PubMed]  

[17] Erker L., Schubert R., Yakushiji H., Barlow C., Larson D., Mitchell J.B., Wynshaw-Boris A.: Cancer chemoprevention by the antioxidant tempol acts partially via the p53 tumor suppressor. Hum. Mol. Genet., 2005; 14: 1699-1708
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[18] Gallez B., Mäder K., Swartz H.M.: Noninvasive measurement of the pH inside the gut by using pH-sensitive nitroxides. An in vivo EPR study. Magn. Reson. Med., 1996; 36: 694-697
[PubMed]  

[19] Giulivi C., Cadenas E.: Ferrylmyoglobin: formation and chemical reactivity toward electron-donating compounds. Methods Enzymol., 1994; 233: 189-202
[PubMed]  

[20] Głębska J., Gwoździński K.: Nitroxides as protectors against oxidative damage induced by the Fenton system. Curr. Top. Biophys., 2000; 24: 57-63

[21] Głębska J., Skolimowski J., Kudzin Z., Gwoździński K., Grzelak A., Bartosz G.: Pro-oxidative activity of nitroxides in their reactions with glutathione. Free Radic. Biol. Med., 2003; 35: 310-316
[PubMed]  

[22] Goffman T., Cuscela D., Glass J., Hahn S., Krishna C.M., Lupton G., Mitchell J.B.: Topical application of nitroxide protects radiation-induced alopecia in guinea pigs. Int. J. Radiat. Oncol. Biol. Phys., 1992; 22: 803-806
[PubMed]  

[23] Goldstein S., Merenyi G., Russo A., Samuni A.: The role of oxoammonium cation in the SOD-mimic activity of cyclic nitroxides. J. Am. Chem. Soc., 2003; 125: 789-795
[PubMed]  

[24] Goldstein S., Samuni A., Hideg K., Merenyi G.: Structure-activity relationship of cyclic nitroxides as SOD mimics and scavengers of nitrogen dioxide and carbonate radicals. J. Phys. Chem. A, 2006; 110: 3679-3685
[PubMed]  

[25] Grinberg L.N., Samuni A.: Nitroxide stable radical prevents primaquine-induced lysis of red blood cell. Biochim. Biophys. Acta, 1994; 1201: 284-288
[PubMed]  

[26] Gueven N., Luff J., Peng C., Hosokawa K., Bottle S.E., Lavin M.F.: Dramatic extension of tumor latency and correction of neurobehavioral phenotype in Atm-mutant mice with a nitroxide antioxidant. Free Radic. Biol. Med., 2006; 41: 992-1000
[PubMed]  

[27] Gwoździński K., Bartosz G.: Nitroxides reduction in human red blood cells. Curr. Top. Biophys., 1996; 20 (Suppl.): 60-65

[28] Gwoździński K., Bartosz G., Leyko W.: Effect of gamma radiation on the transport of spin-labeled compounds across the erythrocyte membrane. Radiat. Environ. Biophys., 1981; 19: 275-285
[PubMed]  

[29] Gwoździński K., Bartosz G., Leyko W.: Effect of gamma radiation on the transport of non-electrolyte spin labels across human erythrocyte. Stud. Biophys., 1981; 86: 187-192

[30] Gwoździński K., Bartosz G., Leyko W.: Effect of gamma radiation on the transport of electrolyte spin labels across human erytrocyte. Stud. Biophys. 1982; 89: 141-145

[31] Hahn S.M., Krishna M.C., DeLuca A.M., Coffin D., Mitchell J.B.: Evaluation of the hydroxylamine Tempol-H as an in vivo radioprotector. Free Radic. Biol. Med., 2000; 28: 953-958
[PubMed]  

[32] Hahn S.M., Sullivan F.J., DeLuca A.M., Krishna C.M., Wersto N., Venzon D., Russo A., Mitchell J.B.: Evaluation of tempol radioprotection in a murine tumor model. Free Radic. Biol. Med., 1997; 22: 1211-1216
[PubMed]  

[33] Hahn S.M., Tochner Z., Krishna C.M., Glass J., Wilson L., Samuni A., Sprague M., Venzon D., Glatstein E., Mitchell J.B., Russo A.: Tempol, a stable free radical, is a novel murine radiation protector. Cancer Res., 1992; 52: 1750-1753
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[34] Hahn S.M., Wilson L., Krishna C.M., Liebmann J., DeGraff W., Gamson J., Samuni A., Venzon D., Mitchell J.B.: Identification of nitroxide radioprotectors. Radiat. Res., 1992; 132: 87-93
[PubMed]  

[35] Halliwell B.: Vitamin C: poison, prophylactic or panacea? Trends Biochem. Sci., 1999; 24: 255-259
[PubMed]  

[36] Halliwell B.: Oxidative stress and cancer: have we moved forward? Biochem. J., 2007; 401: 1-11
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[37] Hyodo F., Chuang K.H., Goloshevsky A.G., Sulima A., Griffiths G.L., Mitchell J.B., Koretsky A.P., Krishna M.C.: Brain redox imaging using blood-brain barrier-permeable nitroxide MRI contrast agent. J. Cereb. Blood Flow Metab., 2008; 28: 1165-1174
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[38] Iannone A., Bini A., Swartz H.M., Tomasi A., Vannini V.: Metabolism in rat liver microsomes of the nitroxide spin probe tempol. Biochem. Pharmacol., 1989; 38: 2581-2586
[PubMed]  

[39] Iannone A., Hu H.P., Tomasi A., Vannini V., Swartz H.M.: Metabolism of aqueous soluble nitroxides in hepatocytes: effects of cell integrity, oxygen, and structure of nitroxides. Biochim. Biophys. Acta, 1989; 991: 90-96
[PubMed]  

[40] Irani K., Xia Y., Zweier J.L., Sollott S.J., Der C.J., Fearon E.R., Sundaresan M., Finkel T., Goldschmidt-Clermont P.J.: Mitogenic signaling mediated by oxidants in Ras-transformed fibroblasts. Science, 1997; 275: 1649-1652
[PubMed]  

[41] Irwin J.A., Ostdal H., Davies M.J.: Myoglobin-induced oxidative damage: evidence for radical transfer from oxidized myoglobin to other proteins and antioxidants. Arch. Biochem. Biophys., 1999; 362: 94-104
[PubMed]  

[42] Kato N., Yanaka K., Hyodo K., Homma K., Nagase S., Nose T.: Stable nitroxide Tempol ameliorates brain injury by inhibiting lipid peroxidation in a rat model of transient focal cerebral ischemia. Brain Res., 2003; 979: 188-193
[PubMed]  

[43] Kirilyuk I.A., Bobko A.A., Grigor’ev I.A., Khramtsov V.V.: Synthesis of the tetraethyl substituted pH-sensitive nitroxides of imidazole series with enhanced stability towards reduction. Org. Biomol. Chem., 2004; 2: 1025-1030
[PubMed]  

[44] Koceva-Chyła A., Gwoździński K., Kochman A., Stolarska A., Jóźwiak Z.: Effects of pyrroline and pyrrolidine nitroxides on lipid peroxidation in heart tissue of rats treated with doxorubicin. Cell. Mol. Biol. Lett. 2003; 8: 179-183
[PubMed]  

[45] Koceva-Chyła A., Kochman A., Głębska J., Gwoździński K., Jóźwiak Z., Metodiewa D.: Tempicol-3, a novel piperidine-N-oxide stable radical and antioxidant, with low toxicity acts as apoptosis inducer and cell proliferation modifier of Yoshida Sarcoma cells in vivo. Anticancer Res., 2000; 20: 4611-4618
[PubMed]  

[46] Krishna M.C., DeGraff W., Hankovszky O.H., Sár C. P., Kálai T., Jeko J., Russo A., Mitchell J.B., Hideg K.: Studies of structure-activity relationship of nitroxide free radicals and their precursors as modifiers against oxidative damage. J. Med. Chem., 1998; 41: 3477-3492
[PubMed]  

[47] Krishna M.C., Grahame D.A., Samuni A., Mitchell J.B., Russo A.: Oxoammonium cation intermediate in the nitroxide-catalyzed dismutation of superoxide. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1992; 89: 5537-5541
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[48] Krishna M.C., Russo A., Mitchell J.B., Goldstein S., Dafni H., Samuni A.: Do nitroxide antioxidants act as scavengers of O₂ – or as SOD mimics? J. Biol. Chem., 1996; 271: 26026-26031
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[49] Krishna M.C., Samuni A.: The effect of oxygen at physiological levels on the detection of free radical intermediates by electron paramagnetic resonance. Free Radic. Res. Commun., 1993; 18: 239-247
[PubMed]  

[50] Krishna M.C., Samuni A., Taira J., Goldstein S., Mitchell J.B., Russo A.: Stimulation by nitroxides of catalase-like activity of hemeproteins. Kinetics and mechanism. J. Biol. Chem. 1996; 271: 26018-26025
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[51] Kroll C., Langner A., Borchert H.H.: Nitroxide metabolism in the human keratinocyte cell line HaCaT. Free Radic. Biol. Med., 1999; 26: 850-857
[PubMed]  

[52] Kuppusamy P., Li H., Ilangovan G., Cardounel A.J., Zweier J.L., Yamada K., Krishna M.C., Mitchell J.B.: Noninvasive imaging of tumor redox status and its modification by tissue glutathione levels. Cancer Res., 2002; 62: 307-312
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[53] Lewińska A., Wnuk M., Slota E., Bartosz G.: The nitroxide antioxidant Tempol affects metal-induced cyto- and genotoxicity in human lymphocytes in vitro. Mutat. Res., 2008; 649: 7-14
[PubMed]  

[54] Liebmann J., DeLuca A.M., Epstein A., Steinberg S.M., Morstyn G., Mitchell J.B.: Protection from lethal irradiation by the combination of stem cell factor and tempol. Radiat. Res., 1994; 137: 400-404
[PubMed]  

[55] Martínez R., Quintana K., Navarro R., Martín C., Hernández M.L., Aurrekoetxea I., Ruiz-Sanz J.I., Lacort M., Ruiz-Larrea M.B.: Pro-oxidant and antioxidant potential of catecholestrogens against ferrylmyoglobin-induced oxidative stress. Biochim. Biophys. Acta, 2002; 1583: 167-175
[PubMed]  

[56] Marx L., Chiarelli R., Guiberteau T., Rassat A.: A comparative study of the reduction by ascorbate of 1,1,3,3-tetraethylisoindolin-2-yloxyl and of 1,1,3,3-tetramethylisoindolin-2-yloxyl. J. Chem. Soc. Perkin Trans. 1, 2000; 8: 1181-1182

[57] Marzatico F., Porta C., Moroni M., Bertorelli L., Borasio E., Finotti N., Pansarasa O., Castagna L.: In vitro antioxidant properties of amifostine (WR-2721, Ethyol). Cancer Chemother. Pharmacol., 2000; 45: 172-176
[PubMed]  

[58] Matsumoto K., Krishna M.C., Mitchell J.B.: Novel pharmacokinetic measurement using electron paramagnetic resonance spectroscopy and simulation of in vivo decay of various nitroxyl spin probes in mouse blood. J. Pharmacol. Exp. Ther., 2004; 310: 1076-1083
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[59] May J.M., Mendiratta S., Hill K.E., Burk R.F.: Reduction of dehydroascorbate to ascorbate by the selenoenzyme thioredoxin reductase. J. Biol. Chem., 1997; 272: 22607-22610
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[60] McGarvey E.L., Baum L.D., Pinkerton R.C., Rogers L.M.: Psychological sequelae and alopecia among women with cancer. Cancer Pract., 2001; 9: 283-289
[PubMed]  

[61] Mehlhorn R.J., Swanson C.E.: Nitroxide-stimulated H₂O₂ decomposition by peroxidases and pseudoperoxidases. Free Radic. Res. Commun., 1992; 17: 157-175
[PubMed]  

[62] Metodiewa D., Skolimowski J., Kochman A., Koceva-Chyła A.: The paradoxical apoptotic effects of novel nitroxide antioxidants on Yoshida sarcoma cells in vivo: a commentary. Anticancer Res., 2000; 20: 2593-2599
[PubMed]  

[63] Metz J.M., Smith D., Mick R., Lustig R., Mitchell J., Cherakuri M., Glatstein E., Hahn S.M.: A phase I study of topical Tempol for the prevention of alopecia induced by whole brain radiotherapy. Clin. Cancer Res., 2004; 10: 6411-6417
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[64] Mitchell J.B., DeGraff W., Kaufman D., Krishna M.C., Samuni A., Finkelstein E., Ahn M.S., Hahn S.M., Gamson J., Russo A.: Inhibition of oxygen-dependent radiation-induced damage by the nitroxide superoxide dismutase mimic, tempol. Arch. Biochem. Biophys., 1991; 289: 62-70
[PubMed]  

[65] Mitchell J.B., Samuni A., Krishna M.C., DeGraff W.G., Ahn M.S., Samuni U., Russo A.: Biologically active metal-independent superoxide dismutase mimics. Biochemistry, 1990; 29: 2802-2807
[PubMed]  

[66] Mitchell J.B., Xavier S., DeLuca A.M., Sowers A.L., Cook J.A., Krishna M.C., Hahn S.M., Russo A.: A low molecular weight antioxidant decreases weight and lowers tumor incidence. Free Radic. Biol. Med., 2003; 34: 93-102
[PubMed]  

[67] Miura Y., Utsumi H., Hamada A.: Antioxidant activity of nitroxide radicals in lipid peroxidation of rat liver microsomes. Arch. Biochem. Biophys., 1993; 300: 148-156
[PubMed]  

[68] Novak I., Harrison L.J., Kovac B., Pratt L.M.: Electronic structure of persistent radicals: nitroxides. J. Org. Chem., 2004; 69: 7628-7634
[PubMed]  

[69] Rassat A.: Application of electron spin resonance to conformational analysis. Pure Appl. Chem., 1971; 25: 623-634

[70] Riley P.A.: Free radicals in biology: oxidative stress and the effects of ionizing radiation. Int. J. Radiat. Biol., 1994; 65: 27-33
[PubMed]  

[71] Samuni A.M., Barenholz Y., Crommelin D.J., Zuidam N.J.: γ-irradiation damage to liposomes differing in composition and their protection by nitroxides. Free Radic. Biol. Med., 1997; 23: 972-979
[PubMed]  

[72] Samuni A.M., DeGraff W., Cook J.A., Krishna M.C., Russo A., Mitchell J.B.: The effects of antioxidants on radiation-induced apoptosis pathways in TK6 cells. Free Radic. Biol. Med., 2004; 37: 1648-1655
[PubMed]  

[73] Samuni A.M., DeGraff W., Krishna M.C., Mitchell J.B.: Cellular sites of H₂O₂-induced damage and their protection by nitroxides. Biochim. Biophys. Acta, 2001; 1525: 70-76
[PubMed]  

[74] Schafer F.Q., Buettner G.R.: Redox environment of the cell as viewed through the redox state of the glutathione disulfide/glutathione couple. Free Radic. Biol. Med., 2001; 30: 1191-1212
[PubMed]  

[75] Schubert R., Erker L., Barlow C., Yakushiji H., Larson D., Russo A., Mitchell J.B., Wynshaw-Boris A.: Cancer chemoprevention by the antioxidant tempol in Atm-deficient mice. Hum. Mol. Genet., 2004; 13: 1793-1802
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[76] Soule B.P., Hyodo F., Matsumoto K., Simone N.L., Cook J.A., Krishna M.C., Mitchell J.B.: The chemistry and biology of nitroxide compounds. Free Radic. Biol. Med., 2007; 42: 1632-1650
[PubMed]  

[77] Swartz H.M.: Principles of the metabolism of nitroxides and their implications for spin trapping. Free Radic. Res. Commun., 1990; 9: 399-405
[PubMed]  

[78] Tada M., Yokoyama H., Ito O., Ohya H., Ogata T.: Evaluation of the hepatic reduction of a nitroxide radical in rats receiving ascorbic acid, glutathione or ascorbic acid oxidase by in vivo electron spin resonance study. J. Gastroenterol. Hepatol., 2004; 19: 99-105
[PubMed]  

[79] Ueda A., Nagase S., Yokoyama H., Tada M., Noda H., Ohya H., Kamada H., Hirayama A., Koyama A.: Importance of renal mitochondria in the reduction of TEMPOL, a nitroxide radical. Mol. Cell. Biochem., 2003; 244: 119-124
[PubMed]  

[80] Villarini M., Moretti M., Damiani E., Greci L., Santroni A.M., Fedeli D., Falcioni G.: Detection of DNA damage in stressed trout nucleated erythrocytes using the comet assay: protection by nitroxide radicals. Free Radic. Biol. Med., 1998; 24: 1310-1315
[PubMed]  

[81] Vujaskovic Z., Anscher M.S., Feng Q.F., Rabbani Z.N., Amin K., Samulski T.S., Dewhirst M.W., Haroon Z.A.: Radiation-induced hypoxia may perpetuate late normal tissue injury. Int. J. Radiat. Oncol. Biol. Phys., 2001; 50: 851-855
[PubMed]  

[82] Woo R.A., Poon R.Y.: Activated oncogenes promote and cooperate with chromosomal instability for neoplastic transformation. Genes Dev., 2004; 18: 1317-1330
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[83] Xavier S., Yamada K., Samuni A.M., Samuni A., DeGraff W., Krishna M.C., Mitchell J.B.: Differential protection by nitroxides and hydroxylamines to radiation-induced and metal ion-catalyzed oxidative damage. Biochim. Biophys. Acta, 2002; 1573: 109-120
[PubMed]  

[84] Zeltcer G., Berenshtein E., Kitrossky N., Chevion M., Samuni A.: Time window of nitroxide effect on myocardial ischemic-reperfusion injury potentiated by iron. Free Radic. Biol. Med. 2002; 32: 912-919
[PubMed]  

[85] Zhang Q.S., Eaton L., Snyder E.R., Houghtaling S., Mitchell J.B., Finegold M., Van Waes C., Grompe M.: Tempol protects against oxidative damage and delays epithelial tumor onset in Fanconi anemia mice. Cancer Res., 2008; 68: 1601-1608
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Pełna treść artykułu