Abstrakt

Melaniny to naturalne pigmenty skóry, włosów i oczu. Można wśród nich wyróżnić brązowo-czarną eumelaninę i żółto-czerwoną feomelaninę. Biosynteza melanin odbywa się w melanosomach, które są wyspecjalizowanymi cytoplazmatycznymi organellami melanocytów – dendrytycznych komórek umiejscowionych w warstwie podstawnej naskórka, błonie naczyniowej oka, mieszkach włosowych, a także w uchu wewnętrznym, ośrodkowym układzie nerwowym i sercu. Melanogeneza jest wieloetapowym procesem, rozpoczynającym się przekształceniem aminokwasu L-tyrozyny do DOPAchinonu. Addycja cysteiny lub glutationu do DOPAchinonu prowadzi do powstania produktów pośrednich, z których w wyniku kolejnych przemian i polimeryzacji powstaje feomelanina. Przy braku związków tiolowych DOPAchinon ulega wewnątrzcząsteczkowej cyklizacji i utlenieniu z utworzeniem DOPAchromu, który następnie jest przekształcany do 5,6-dihydroksyindolu (DHI) lub kwasu 5,6-dihydroksyindolo-2-karboksylowego (DHICA). Eumelanina jest produktem polimeryzacji DHI i DHICA oraz ich form chinonowych. Regulacja melanogenezy jest uwarunkowana wpływem czynników fizycznych i biochemicznych. W artykule opisano wewnątrzkomórkowe ścieżki sygnalizacyjne: kaskadę cAMP/PKA/ CREB/MITF, kaskadę kinaz MAP, PLC/DAG/PKCβ i kaskadę NO/cGMP/PKG, poprzez które promieniowanie ultrafioletowe oraz czynniki endogenne (cytokiny, hormony) regulują aktywność enzymów uczestniczących w biosyntezie melanin oraz ekspresję ważnych dla melanogenezy genów. Na aktywność tyrozynazy, będącej podstawowym enzymem melanogenezy wpływa także pH i temperatura. Wiele substancji farmakologicznie czynnych wykazuje zdolność hamowania lub pobudzania procesu biosyntezy melaniny, o czym świadczą wyniki badań in vitro przeprowadzonych na hodowlach komórek barwnikowych.

Wstęp

Melanocyty są komórkami uczestniczącymi w syntezie i dystrybucji melanin – wielkocząsteczkowych pigmentów o charakterze polimeru powstających w wyniku utleniania i polimeryzacji związków fenolowych [24,65]. Wśród biopolimerów melaninowych wyróżnia się brązowo-czarną eumelaninę i żółto-czerwoną feomelaninę. Eumelanina ma właściwości fotoprotekcyjne, wynikające ze zdolności do pochłaniania promieniowania ultrafioletowego (ultraviolet radiation, UVR) oraz neutralizacji wolnych rodników i reaktywnych form tlenu (RFT). Feomelanina natomiast ma właściwości fotouczulające i pod wpływem UVR może brać udział w generowaniu RFT [10,57,69].

Melanocyty

Melanocyty to dendrytyczne komórki wywodzące się z grzebienia nerwowego. Podczas rozwoju zarodkowego, komórki prekursorowe melanocytów zwane melanoblastami migrują ścieżką grzbietowo-boczną do naskórka i mieszków włosowych, a także do innych miejsc docelowych, takich jak: błona naczyniowa oka, prążek naczyniowy ślimaka ucha wewnętrznego, opony miękkie mózgu oraz zastawki i przegrody serca [9,16,17,57].

W naskórku melanocyty stanowią zaledwie około 1% komórek [10,69] i są umiejscowione w warstwie podstawnej [54,65]. Melanina jest syntetyzowana w organellach zwanych melanosomami, które następnie są transportowane przez wypustki (dendryty) z melanocytu do sąsiadują- cych keratynocytów, gdzie gromadzą się nad jądrami komórkowymi, tworząc tzw. czapeczki (supranuclear caps) stanowiące osłonę chroniącą materiał genetyczny przed szkodliwym działaniem UVR [10,54]. Dzięki wypustkom każdy melanocyt warstwy podstawnej naskórka kontaktuje się z około 36 keratynocytami tworząc tzw. naskórkową jednostkę melaninową (epidermal melanin unit, EMU) [59,60,69]. Liczba melanocytów przypadająca na 1 mm2 skóry nie różni się u przedstawicieli poszczególnych ras ludzkich [10,62,65] i wynosi od 2000 w obrębie głowy i przedramienia do 1000 w innych miejscach ciała [10,57].

Za pigmentację włosów są odpowiedzialne melanocyty umiejscowione w opuszce mieszka włosowego (hair bulb), które wraz z sąsiadującymi keratynocytami i fibroblastami brodawki włosa tworzą tzw. jednostkę melaninową mieszka włosowego (follicular melanin unit, FMU). Stosunek liczbowy melanocytów do keratynocytów w opuszce mieszka włosowego wynosi 1:5 [16,62,63]. W gałce ocznej melanocyty występują głównie w błonie naczyniowej (jagodówce). Można je podzielić na melanocyty: tęczówki, ciała rzęskowego i naczyniówki. Drugim typem komórek syntetyzujących melaninę w oku ssaka są komórki nabłonka barwnikowego, przy czym wyróżnia się nabłonek barwnikowy siatkówki (retinal pigment epithelium, RPE), nabłonek barwnikowy tęczówki i nabłonek barwnikowy ciała rzęskowego [9,30].

Melanocyty w uchu wewnętrznym występują w narzą- dzie przedsionkowym i ślimaku (głównie w prążku naczyniowym), gdzie oprócz wytwarzania melaniny, wpływają na skład jonowy endolimfy przez wydzielanie jonów K+ . Brak komórek barwnikowych w uchu wewnętrznym może spowodować zaburzenia równowagi, niedosłuch, a nawet głuchotę [17,25]. Melanocyty są komórkami immunokompetentnymi i stanowią ważny element układu odpornościowego skóry. Pobudzone melanocyty wykazują zdolność ekspresji antygenów głównego układu zgodności tkankowej (major histocompatibility complex, MHC) klasy I i II. Są zdolne do fagocytozy patogenów oraz mogą uczestniczyć w komórkowych reakcjach cytotoksycznych zależnych od przeciwciał, prezentując antygeny limfocytom T [54,71].

Melanosomy

W cytoplazmie melanocytów występują otoczone błoną organella komórkowe odpowiedzialne za syntezę i przechowywanie melaniny – melanosomy [16,57,74]. Chronią komórki barwnikowe przed wysoce reaktywnymi związkami chinonowymi powstającymi w czasie melanogenezy [16,72]. Charakteryzują się niską wartością pH oraz obecnością kwaśnej fosfatazy i tzw. białek związanych z błoną lizosomów (lysosomal-associated membrane proteins, LAMPS) [57].

Melanosomy powstają z endosomalnych pęcherzyków, które po zgromadzeniu w swym wnętrzu białek warunkujących tworzenie szkieletu macierzy przekształcają się w premelanosomy. Następnie, do premelanosomów są dostarczane enzymy melanogenezy. Wyróżnia się cztery morfologiczne stadia rozwoju melanosomów (tab. 1) [16,57,63,69,74].

Dojrzałe melanosomy są transportowane z obszaru oko- łojądrowego do wypustek dendrytycznych melanocytów, a następnie do otaczających keratynocytów, gdzie warunkują fotoprotekcję i zabarwienie skóry [53]. Melanosomy syntetyzujące eumelaninę (eumelanosomy) mają eliptyczny kształt, fibrylarną (włókienkową) macierz. Na włókienkach macierzy jest odkładana eumelanina. Melanosomy syntetyzujące feomelaninę (feomelanosomy) mają kształt kulisty, a pigment występuje w postaci ziarnistości w wielopęcherzykowych ciałkach [57,62]. W jednym melanocycie mogą występować zarówno eumelanosomy, jak i feomelanosomy [63]. W ciemnej skórze melanosomy są większe, elipsoidalne, zawierają dużo eumelaniny, występują licznie, nie tworzą skupisk [10,69] i są odporne na działanie enzymów lizosomalnych [57]. W skórze jasnej melanosomów jest mniej i są mniejsze, uboższe w melaninę [10,69] oraz tworzą związane z błoną skupiska (po 4-8) [57]. U osób o jasnej karnacji w keratynocytach górnych warstw naskórka występuje tzw. pył melaninowy jako skutek całkowitej degradacji melanosomów przez enzymy lizosomalne. Wpływa to niekorzystnie na fotoprotekcję skóry i może zwiększać ryzyko kancerogenezy [10,57].

Melanogeneza

Przebieg procesu syntezy melanin

Melaniny są syntetyzowane w melanosomach w wieloetapowym procesie utleniania i polimeryzacji zwanym melanogenezą (ryc. 1). Enzymami katalizującymi te przemiany są: tyrozynaza (TYR), izoforma I hydroksylazy tyrozynowej (tyrosine hydroxylase isoform I, THI), białko pokrewne tyrozynazie 1 (tyrosinase related protein 1, TRP1) oraz białko pokrewne tyrozynazie 2 (tyrosinase related protein 2, TRP2) zwane też tautomerazą DOPAchromu (DOPAchrome tautomerase, DCT) [50,59,73]. W biosyntezie zarówno eumelaniny, jak i feomelaniny substratem jest L-tyrozyna, która powstaje w wyniku utlenienia L-fenyloalaniny w obecności cytoplazmatycznego enzymu – hydroksylazy fenyloalaninowej (phenylalanine hydroxylase, PAH). L-tyrozyna jest transportowana do melanosomu za pośrednictwem dyfuzji ułatwionej. PAH oraz THI wymagają obecności kofaktora (donora elektronu) – (6R)- -L-erytro-5,6,7,8-tetrahydrobiopteryny (6BH4). Melanocyty i keratynocyty mogą syntetyzować 6BH4 z udziałem GTP-cyklohydroksylazy I (GTP-CHI) [27,59].

Główny enzym melanogenezy – tyrozynaza jest glikoproteiną składającą się z  trzech domen: N-końcowej (wewnątrz melanosomu), C-końcowej (w cytoplazmie melanocytu) i transbłonowej (w błonie melanosomu). W obrębie domeny N-końcowej tyrozynazy znajduje się centrum aktywne enzymu z dwoma koordynacyjnie zwią- zanymi atomami miedzi [50,59,73].

Melanogeneza rozpoczyna się przekształceniem L-tyrozyny do DOPAchinonu, co może się odbywać jednoetapowo z udziałem tyrozynazy lub dwuetapowo, gdy L-tyrozyna jest najpierw utleniana w obecności THI do 3,4-dihydroksy-L-fenyloalaniny (L-DOPA), a następnie przez tyrozynazę do DOPAchinonu [41,50,59]. W  przypadku mikromolowych stężeń L-tyrozyny, enzymem katalizującym utlenianie tego aminokwasu jest THI, natomiast w wyższych (milimolowych) stężeniach L-tyrozyna jest substratem dla TYR [59]. Przekształcenie L-tyrozyna do DOPAchinonu jest etapem wspólnym dla syntezy eumelaniny i feomelaniny [32,61,62].

Przy braku związków tiolowych (cysteiny czy glutationu) wysoce reaktywny DOPAchinon ulega wewnątrzcząsteczkowej cyklizacji do leukoDOPAchromu [32,38], który następnie zostaje utleniony przez kolejną cząsteczkę DOPAchinonu do pomarańczowo-czerwonego DOPAchromu [23,43,61,65,69]. DOPAchrom w wyniku nieenzymatycznej dekarboksylacji przekształca się do 5,6-dihydroksyindolu (DHI) [27,32,43,50], zaś w obecności tautomerazy DOPAchromu (DCT, TRP2) [23,43] lub kationów metali (Cu2+, Zn2+, Fe2+, Co2+, Ni2+) [32,52,62,66] może ulec tautomeryzacji do kwasu 5,6-dihydroksyindolo-2-karboksylowego (DHICA), stąd stosunek DHICA/DHI w eumelaninie zależy od aktywności tautomerazy DOPAchromu i/lub obecności wymienionych kationów metali [32]. DHI pod wpływem TYR ulega utlenieniu do indolo-5,6-chinonu [43,50,65], a DHICA pod wpływem TYR (u człowieka) lub TRP1 (u myszy) jest utleniany do kwasu indolo-5,6-chinono-2-karboksylowego [23,65]. Polimeryzacja powstałych monomerów (indolowych i chinonowych) prowadzi do powstania eumelaniny (ryc. 2a) [27,50,62]. W cząsteczce DHI atomy węgla w pozycjach 2, 3, 4 i 7 uczestniczą w tworzeniu wiązań między poszczególnymi monomerami eumelaniny, a w cząsteczce DHICA rolę tę spełniają atomy węgla w pozycjach 3, 4 oraz 7 (ryc. 2b) [42,65]. Wśród podjednostek tworzących strukturę eumelaniny może również występować 3,4-dihydroksy-L-fenyloalanina (L-DOPA) i L-tyrozyna, choć udział tych monomerów jest niewielki [65]. Poza tym, wyniki niektórych badań wskazują na obecność podjednostek pirolowych w makrocząsteczce eumelaniny (ryc. 2a) [29,32,65].

W obecności związków tiolowych dochodzi do ich przy- łączenia do DOPAchinonu i zwrócenia szlaku biosyntezy w kierunku feomelaniny (ryc. 1) [16,32,65]. Wewnątrzczą- steczkowa cyklizacja zachodzi wolniej niż addycja związków tiolowych, dlatego w obecności np. cysteiny preferencyjnie zachodzi feomelanogeneza [65]. Wykazano, że gdy stężenie cysteiny wewnątrz melanosomu wynosi powyżej 0,13 μM, dochodzi do przyłączenia cysteiny do DOPAchinonu i powstania izomerów cysteinyloDOPA (głównie 5-S-cysteinylo-DOPA [32,65]), które są następnie utleniane podczas reakcji z kolejną cząsteczką DOPAchinonu [23,32,43]. Powstające cysteinyloDOPAchinony ulegają wewnątrzcząsteczkowej dehydratacji i cyklizacji do orto-chinonoimin [32,38,61]. Orto-chinononoiminy w wyniku częściowej dekarboksylacji tworzą pochodne benzotiazynowe: BT i BTCA, które następnie mogą ulec przekształceniu do ODHBT i BZ (ryc. 3a) [61]. W wyniku polimeryzacji powstałych związków pośrednich formuje się feomelanina (ryc. 3b) [32,38,61]. W procesie feomelanogenezy do DOPAchinonu może się również przyłączyć glutation (GSH) i powstaje wówczas glutationyloDOPA [62,67], ulegająca następnie hydrolizie do cysteinyloDOPA [63,64]. Naturalne biopolimery melaninowe składają się zarówno z podjednostek indolowych, jak i benzotiazynowych [42], dlatego wprowadzono określenie „mieszana melanina” (mixed melanin) [32,61,62]. Nie ustalono jednak, czy w melanosomach powstają obok siebie „czysta” eumelanina i „czysta” feomelanina w postaci mieszaniny, czy też syntetyzowane pigmenty są kopolimerami zbudowanymi z monomerów eumelaninowych i feomelaninowych [32,61].

Regulacja melanogenezy

Melanogeneza jest procesem złożonym, regulowanym przez czynniki endogenne (autokrynne, parakrynne, endokrynne) i egzogenne (promieniowanie UV, leki, substancje pochodzenia roślinnego) [18,62,73,86]. Keratynocyty, melanocyty i fibroblasty wytwarzają wiele substancji wpływających na pigmentację skóry (tab. 2) [1,16,18]. Promieniowanie UV stymuluje syntezę i wydzielanie wymienionych w tabeli 2 czynników, z wyjątkiem TGF-β, którego powstawanie jest hamowane przez UVR [16,73]. W regulacji melanogenezy na poziomie endokrynnym uczestniczy hormon α stymulujący melanocyty (α-melanotropina, α-MSH), hormon adrenokortykotropowy (ACTH) oraz estrogeny [50,73]. α-MSH i ACTH regulują melanogenezę także para- i autokrynnie [16,73]. Czynniki regulujące melanogenezę oddziałują na melanocyty przez wpływ na aktywność wewnątrzkomórkowych kaskad sygnalizacyjnych (ryc. 4) [50,53,62].

Kaskada sygnalizacyjna cAMP/PKA/CREB/ MITF

Największą rolę w regulacji melanogenezy odgrywa kaskada z udziałem cyklicznego adenozynomonofosforanu (cAMP) i czynnika transkrypcyjnego związanego z mikroftalmią (microphthalmia associated transcription factor, MITF) [12,73]. Wzrost stężenia cAMP w melanocycie aktywuje kinazę białkową A (PKA) [12,72], która przez fosforylację, aktywuje hydroksylazę fenyloalaninową bę- dącą enzymem niezbędnym do inicjacji melanogenezy [50,59,62]. PKA po translokacji do jądra komórkowego aktywuje białka CREB (cAMP responsive element binding protein – białko wiążące element odpowiedzi na cAMP). Białka CREB są czynnikami transkrypcyjnymi, wiążący mi się z domeną CRE (cAMP responsive element) obecną w obrębie promotorów genów kodujących istotne dla melanogenezy białka: enzymy (THI i GTP-CHI) oraz czynnik transkrypcyjny MITF [50,69,72]. PKA fosforyluje również białka CBP wiążące CREB (CREB-binding protein) niezbędne do regulacji transkrypcji genów z udziałem CREB. MITF rozpoznaje i wiąże sekwencje M-box i E-box w promotorach genów kodujących enzymy melanogenezy: TYR, TRP1 i DCT [12,62,69,72]. Uczestniczy także w regulacji: dojrzewania, biogenezy i transportu melanosomów, proliferacji melanocytów oraz chroni komórki barwnikowe przed apoptozą [50]. Oddziaływanie parakrynnych czynników: SCF, HGF, GM-CSF, bFGF (tab. 2) ze swoistymi receptorami w błonie komórkowej melanocytów prowadzi do aktywacji kinaz MAP (mitogen activated protein kinases, MAPK) [16,18,73], które katalizują fosforylację MITF, a to powoduje wzrost aktywności i jednocześnie obniżenie stabilności tego czynnika transkrypcyjnego [12,49,53].

Wzrost poziomu cAMP w melanocytach niezbędny do rozpoczęcia kaskady sygnalizacyjnej z udziałem PKA, może być następstwem przede wszystkim aktywacji obecnego w ich błonie komórkowej receptora melanokortynowego typu 1 (melanocortin 1 receptor, MC1R). MC1R należy do receptorów związanych z białkiem GS i po związaniu do niego agonisty, dochodzi do aktywacji cyklazy adenylanowej katalizującej przekształcenie adenozynotrifosforanu (ATP) w cAMP [72]. Agonistami MC1R są α-MSH i ACTH, których prekursorem jest proopiomelanokortyna (POMC), a fizjologicznym antagonistą receptora melanokortynowego jest sygnałowe białko agouti wydzielane przez keratynocyty[2,72]. Przyłączenie agonisty do MC1R stymuluje syntezę eumelaniny, natomiast przyłączenie antagonisty stymuluje feomelanogenezę [62,73]. Wykazano, że różnice pigmentacji skóry i włosów są uwarunkowane polimorfizmem genu kodującego MC1R [73]. Kaskada sygnalizacyjna cAMP/PKA/ CREB/MITF w melanocytach może być także indukowana pobudzeniem innych receptorów, m.in. receptora kortykoliberyny (która ponadto stymuluje ekspresję POMC w melanocytach i keratynocytach) [2,59], błonowych receptorów estrogenowych (niegenomowe działanie estrogenów) [59,73], receptora histaminowego H2 [83], a także receptora MC4, którego ligandem jest β-MSH [59,68]. Wykazano, że (6R)-L-erytro-5,6,7,8-tetrahydrobiopteryna (6BH4), będąca kofaktorem enzymów inicjujących melanogenezę – PAH i THI, a także jej izomer – 7BH4 są inhibitorami tyrozynazy, zaś α-MSH i β-MSH mogą stymulować melanogenezę w sposób pozareceptorowy, wnikając do wnętrza melanosomu, a następnie wiążąc 6BH4 i reaktywując TYR [59,67]. Wyniki badań wskazują, że jedynie β-MSH może znosić hamujący wpływ 7BH4 na tyrozynazę [53,67].

Kaskada sygnalizacyjna PLC/DAG/PKCβ

W błonie komórkowej melanocytów występują również receptory adrenergiczne: β2 -adrenergiczne, których głównym agonistą jest adrenalina wydzielana przez pobudzane promieniowaniem UV keratynocyty [53,73] oraz receptory α1 -adrenergiczne pobudzane przez noradrenalinę, wytwarzaną przez melanocyty. Pobudzenie receptora β2 – adrenergicznego prowadzi do aktywacji cyklazy adenylanowej [59], a receptora α1 -adrenergicznego aktywuje fosfolipazę C (PLC), która powoduje rozkład fosfatydyloinozytolo-4,5-bisfosforanu (fosfolipid w błonie komórkowej) do trifosforanu inozytolu i diacyloglicerolu (DAG). DAG jest wtórnym przekaźnikiem w kolejnej kaskadzie sygnalizacyjnej uczestniczącej w regulacji melanogenezy, ponieważ aktywuje kinazę białkową Cβ (PKCβ) [18,53,73]. PKCβ katalizuje fosforylację dwóch reszt serynowych w obrębie domeny C-końcowej (cytoplazmatycznej) tyrozynazy, co warunkuje aktywację tego enzymu [59,62,73]. Poza tym pod wpływem promieniowania UV dochodzi do uwalniania DAG z błony komórkowej melanocytu [50,53].

Skutkiem działania UVR na błonę komórkową melanocytów i keratynocytów może być także uwalnianie kwasu arachidonowego, z którego syntetyzowane są m.in. prostaglandyny i leukotrieny [18]. Prostaglandyny PGE2 i PGF2α, wiążąc się z receptorami w błonie melanocytów mogą pobudzać melanogenezę i tworzenie wypustek melanocytów, prawdopodobnie przez aktywację PLC [16,62,73]. Analog PGF2α (latanoprost) stosowany miejscowo w celu obniżenia ciśnienia wewnątrzgałkowego może zwiększać pigmentację tęczówki, a także powodować zmiany hiperpigmentacyjne skóry powiek [14].

Stymulowane promieniowaniem UV keratynocyty wydzielają również endotelinę-1 (ET-1) i  interleukinę-1 (IL-1) [53,73]. ET-1 po związaniu się ze specyficznym receptorem na powierzchni melanocytu pobudza melanogenezę w wyniku aktywacji kinazy białkowej C oraz MAPK [16,53,70]. IL-1 bezpośrednio hamuje aktywność tyrozynazy i proliferację melanocytów, a także może stymulować keratynocyty do wydzielania ET-1 [33] i indukować ekspresję genów POMC i MC1R [18,62].

Kaskada sygnalizacyjna NO/cGMP/PKG

Promieniowanie UV indukuje wytwarzanie tlenku azotu (NO) w komórkach skóry, m.in. w melanocytach i keratynocytach. NO aktywuje cyklazę guanylanową, co prowadzi do wzrostu stężenia cyklicznego guanozynomonofosforanu (cGMP) i aktywacji kinazy białkowej G (PKG) [11]. Pod wpływem NO zwiększa się aktywność tyrozynazy oraz nasila ekspresja TYR i MITF w komórkach barwnikowych [11,37,58]. Wyniki badań wskazują na udział PKG w fosforylacji CREB, co może wyjaśniać zwiększoną ekspresję genów podstawowych dla melanogenezy w wyniku aktywacji kaskady z udziałem cGMP [85]. Wykazano, że zahamowanie syntezy NO i cGMP blokuje zależną od promieniowania UV stymulację melanogenezy [2,62,73], co wskazuje na ważną rolę ścieżki sygnalizacyjnej z udziałem NO i cGMP w indukcji pigmentacji spowodowanej ekspozycją na promieniowanie słoneczne [11]. Przypuszcza się, że cGMP przyczynia się do wzrostu poziomu cAMP i aktywacji kaskady cAMP/PKA/CREB/MITF przez hamowanie fosfodiesterazy rozkładającej cAMP [2,62,73], jednak o znaczeniu kaskady sygnalizacyjnej NO/cGMP/ PKG w indukcji melanogenezy przez tlenek azotu świadczy to, że inhibitory cyklazy guanylanowej i inhibitory PKG hamują zaobserwowany in vitro efekt NO-zależnej stymulacji melanogenezy [11,58]

Rola kinazy białkowej p38 i białka p53 w regulacji melanogenezy

Ekspozycja na promieniowanie UV prowadzi do aktywacji kinazy białkowej p38 (należącej do MAPK), która przez fosforylację aktywuje nadrzędny czynnik transkrypcyjny 1 (upstream stimulatory factor 1, USF-1). Ufosforylowany USF-1 indukuje ekspresję genów MC1R, TYR, POMC w melanocytach [2,69]. W odpowiedzi na uszkodzenia DNA spowodowane ekspozycją na promieniowanie UV dochodzi w keratynocytach do aktywacji białka p53, które wiążąc się do promotora genu POMC wzmaga jego ekspresję, a następnie z POMC powstaje α-MSH, główny stymulator melanogenezy [19,73]. Pod wpływem promieniowania UV w melanocytach może dojść do bezpośredniej aktywacji białka p53, czego skutkiem jest zwiększona ekspresja genu kodującego czynnik jądrowy hepatocytów HNF-1α, który uczestniczy w indukcji ekspresji MITF i TYR [50,53,59].

Wpływ pH na biosyntezę melanin

Podczas dojrzewania melanosomów zmienia się pH w tych organellach – początkowo jest niskie (pH=5,0), optymalne dla THI. W środowisku kwaśnym aktywność tyrozynazy jest zahamowana, ale dzięki obecności białka p w błonie melanosomu, wartość pH zmienia się na optymalną dla tyrozynazy wynoszącą 6,8 [3,50,59,62]. Ważną rolę regulacyjną odgrywa także inne białko błony melanosomu – białko MATP (membrane associated transporter protein). Mutacje genu MATP są odpowiedzialne za występowanie albinizmu skórno-ocznego typu IV [8,48]. Badania prowadzone z wykorzystaniem hodowli komórek ludzkiego czerniaka oraz ludzkich melanocytów prawidłowych wykazały, że zaburzenie ekspresji MATP nie powoduje zmian morfologicznych w melanosomach ani obniżenia stężenia białek kluczowych dla melanogenezy, jednak prowadzi do znacznego obniżenia pH wewnątrz melanosomów i zmniejszenia aktywności tyrozynazy. Zaobserwowano, że dodatek jonów miedzi do lizatów komórek z wyciszoną ekspresją MATP powoduje reaktywację tyrozynazy, co może wskazywać na udział białka MATP w regulacji melanogenezy przez utrzymywanie wewnątrz melanosomu pH optymalnego do związania miedzi z miejscem aktywnym tyrozynazy [8].

Wykazano, że melanosomy melanocytów pochodzących ze skóry dawców rasy kaukaskiej (białej) charakteryzują się mniejszą aktywnością tyrozynazy i niższym pH niż melanosomy melanocytów pozyskanych ze skóry dawców rasy negroidalnej (czarnej). W przeciwieństwie do melanocytów o dużej pigmentacji, w melanocytach jasnych zaobserwowano znaczny wzrost aktywności tyrozynazy po podwyższeniu pH wewnątrz melanosomów [26]. Stwierdzono ponadto, że neutralizacja środowiska w melanosomach melanocytów dawców rasy kaukaskiej nasila raczej eumelanogenezę niż feomelanogenezę, wpływając na wzrost stosunku eumelaniny do feomelaniny [3]. Zakwaszenie środowiska spowolnia natomiast cyklizację DOPAchinonu z jednoczesnym przyspieszeniem cyklizacji cysteinyloDOPAchinonów [31,61], a także do zahamowania konwersji DOPAchromu do DHI i DHICA oraz inkorporacji monomerów do biopolimeru melaninowego [31].

Wyniki badań in vitro wskazują na wpływ temperatury na proces melanogenezy. Zaobserwowano zahamowanie aktywności tyrozynazy w ludzkich i mysich melanocytach hodowanych w niższej temperaturze (31, 34o C) w porównaniu do komórek hodowanych w temperaturze 37o C [35].

Modulacja melanogenezy przez substancje egzogenne

Wiele substancji farmakologicznie czynnych (tab. 3) może hamować lub stymulować proces biosyntezy melaniny, o czym świadczą wyniki badań przeprowadzonych na hodowlach komórek barwnikowych, m.in.: ludzkich melanocytów prawidłowych linii HEMa-LP [4,5,6,7,77,78,79,80,81], HEMn-DP [13,22,51,55,56,78] i HEMn-LP [21], komórek mysiego czerniaka linii B16 [15,34,85] i B16-F10 [37,40,75] oraz mysich melanocytów melan-a [44,45]. Dzięki właściwościom antyoksydacyjnym oraz zdolności wiązania wielu substancji chemicznych, które następnie są stopniowo uwalniane z kompleksów w nietoksycznych stężeniach, melaniny chronią upigmentowane komórki oraz tkanki sąsiadujące przed potencjalnie szkodliwym działaniem ksenobiotyków [38,81]. Inhibicyjny wpływ leku na melanogenezę może się zatem przyczyniać do rozwoju działań niepożądanych skierowanych na tkanki upigmentowane – skórę, oko, ucho wewnętrzne [5,7,13,78,79,80].

Wykazanie w badaniach laboratoryjnych, że substancja lecznicza jest inhibitorem (np. metformina [40], chlorochina [45], trójpierścieniowe leki przeciwdepresyjne [44]) lub induktorem (np. sildenafil [85]) melanogenezy może być punktem wyjścia do dalszych badań nad jej potencjalnym, nowym zastosowaniem w leczeniu zmian odpowiednio hiper- [40,44,45] lub hipopigmentacyjnych skóry [85].

Na uwagę zasługują wyniki badań in vitro i in vivo, któ- re wskazują na zdolność metforminy, leku stosowanego w cukrzycy typu 2, do hamowania melanogenezy przez blokowanie kaskady sygnalizacyjnej cAMP/PKA/CREB/ MITF w komórkach barwnikowych [40]. W komórkach czerniaka B16-F10 hodowanych z metforminą stwierdzono redukcję zawartości melaniny, obniżenie poziomu cAMP, a także zablokowanie fosforylacji CREB i ekspresji genów kodujących główne białka melanogenezy – MITF, TYR, TRP1 oraz DCT. Inhibujący wpływ metforminy na aktywację CREB i ekspresję MITF, TYR i DCT wykazano także w badaniu na ludzkich melanocytach prawidłowych. Poza tym zahamowanie melanogenezy zaobserwowano na modelu zrekonstruowanego ludzkiego naskórka oraz w bioptacie ludzkiej skóry hodowanym z metforminą. Stwierdzono również depigmentację skóry mysich ogonów po miejscowym podawaniu metforminy i wykazano, że zmianom tym towarzyszył spadek zawartości melaniny i stę- żenia białek podstawowych dla syntezy pigmentu [40].

Obecnie w farmakologicznym leczeniu zaburzeń hiperpigmentacyjnych (przebarwień) stosuje się miejscowo substancje o właściwościach depigmentacyjnych, wynikających z hamowania aktywności tyrozynazy, takie jak: hydrochinon czy związki pochodzenia naturalnego – kwas kojowy, kwas askorbinowy, aloezyna, kwas azelainowy, kwas p-kumarowy, kwas linolowy, glabrydyna, kwas elagowy, arbutyna (glikozyd hydrochinonu) i deoksyarbutyna [20,36,46,76,86]. Depigmentacyjne właściwości kwasu askorbinowego wynikają również z jego zdolności do redukcji DOPAchinonu i neutralizowania reaktywnych form tlenu, które stymulują melanogenezę [20,76]. Kwas all-trans retinowy (tretynoina) i retinol hamują ekspresję tyrozynazy, glukozamina i N-acetyloglukozamina blokują aktywację tego enzymu [46], a niacynamid redukuje przebarwienia przez hamowanie transferu melanosomów z melanocytów do keratynocytów [20,28,36,80,86].

Podsumowanie

Melanocyty występują nie tylko w skórze, mieszkach włosowych i oku, gdzie warunkują pigmentację, ale także w narządach nieeksponowanych na promieniowanie UV – uchu wewnętrznym, sercu i ośrodkowym układzie nerwowym. Cechą charakterystyczną tych komórek jest obecność cytoplazmatycznych organelli, melanosomów, w których z L-tyrozyny powstają biopolimery melaninowe – eumelanina i feomelanina. Melanogeneza nie jest prostym i uniwersalnym procesem. Promieniowanie UV oraz czynniki endogenne (autokrynne, parakrynne i hormonalne), za pośrednictwem kaskad sygnalizacyjnych wewnątrz melanocytów: cAMP/PKA/CREB/MITF, PLC/DAG/PKCβ, NO/ cGMP/PKG i kaskady MAPK, regulują melanogenezę na poziomie zmiany aktywności enzymów oraz transkrypcji genów ważnych dla biosyntezy melanin. Niektóre leki oraz substancje pochodzenia roślinnego wykazują zdolność modulowania syntezy melanin, co może mieć zastosowanie w leczeniu zaburzeń pigmentacji skóry.

Przypisy

• 1. Abdel-Malek Z.A., Kadekaro A.L.: Human cutaneous pigmentation:a collaborative act in the skin, directed by paracrine, autocrine,and endocrine factors and the environment. W: From melanocytesto melanoma. The progression to malignancy, red.: V.J. Hearing, S.P.Leong. Humana Press Inc, Totowa NJ, 2006: 81-100
  Google Scholar
• 2. Abdel-Malek Z.A., Swope V.B.: Epidermal melanocytes: Regulationof their survival, proliferation, and function in human skin. W:Melanoma development: Molecular biology, genetics and clinicalapplication, red.: A. Bosserhoff. Springer-Verlag, Wien, 2011: 7-33
  Google Scholar
• 3. Ancans J., Tobin D.J., Hoogduijn M.J., Smit N.P., Wakamatsu K.,Thody A.J.: Melanosomal pH controls rate of melanogenesis, eumelanin/phaeomelaninratio and melanosome maturation in melanocytesand melanoma cells. Exp. Cell Res., 2001; 268: 26-35
  Google Scholar
• 4. Beberok A., Buszman E., Wrześniok D., Otręba M., Trzcionka J.: Interactionbetween ciprofloxacin and melanin: the effect on proliferationand melanization in melanocytes. Eur. J. Pharmacol., 2011; 669: 32-37
  Google Scholar
• 5. Beberok A., Otręba M., Wrześniok D., Buszman E.: Cytotoxic effectof lomefloxacin in culture of human epidermal melanocytes.Pharmacol. Rep., 2013; 65: 689-699
  Google Scholar
• 6. Beberok A., Wrześniok D., Otręba M., Buszman E.: Impact of sparfloxacinon melanogenesis and antioxidant defense system in normalhuman melanocytes HEMa-LP – an in vitro study. Pharmacol.Rep., 2015; 67: 38-43
  Google Scholar
• 7. Beberok A., Wrześniok D., Otręba M., Miliński M., Rok J., BuszmanE.: Effect of norfloxacin and moxifloxacin on melanin synthesis andantioxidant enzymes activity in normal human melanocytes. Mol.Cell. Biochem., 2015; 401: 107-114
  Google Scholar
• 8. Bin B.H., Bhin J., Yang S.H., Shin M., Nam Y.J., Choi D.H., Shin D.W.,Lee A.Y., Hwang D., Cho E.G., Lee T.R.: Membrane-associated transporterprotein (MATP) regulates melanosomal pH and influencestyrosinase activity. PLoS One, 2015; 10: e0129273
  Google Scholar
• 9. Bonaventure J., Domingues M.J., Larue L.: Cellular and molecularmechanisms controlling the migration of melanocytes and melanomacells. Pigment Cell Melanoma Res., 2013; 26: 316-325
  Google Scholar
• 10. Brenner M., Hearing V.J.: The protective role of melanin againstUV damage in human skin. Photochem. Photobiol., 2008; 84: 539-549
  Google Scholar
• 11. Brown D.A.: Skin pigmentation enhancers. J. Photochem. Photobiol.B, 2001; 63: 148-161
  Google Scholar
• 12. Busca R., Ballotti R.: Cyclic AMP a key messenger in the regulationof skin pigmentation. Pigment Cell Res., 2000; 13: 60-69
  Google Scholar
• 13. Buszman E., Wrześniok D., Otręba M., Beberok A.: The impactof ketoprofen on viability and melanization process in normal melanocytesHEMn-DP. Curr. Issues Pharm. Med. Sci., 2012; 25: 376-380
  Google Scholar
• 14. Chou S.Y., Chou C.K., Kuang T.M., Hsu W.M.: Incidence and severityof iris pigmentation on latanoprost-treated glaucoma eyes.Eye, 2005; 19: 784-787
  Google Scholar
• 15. Chu H.L., Wang B.S., Chang L.C., Chang L.W., Duh P.D.: Effectsof captopril on melanin formation in B16 cells. J. Food Drug Anal.,2012; 20: 668-673
  Google Scholar
• 16. Cichorek M., Wachulska M., Stasiewicz A., Tymińska A.: Skinmelanocytes: biology and development. Postępy Dermatol. Alergol.,2013; 30: 30-41
  Google Scholar
• 17. Colombo S., Berlin I., Delmas V., Larue L.: Classical and nonclassicalmelanocytes in vertebrates. W: Melanins and melanosomes:Biosynthesis, biogenesis, physiological, and pathological functions,red.: J. Borovanský, P.A. Riley. Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA,Weinheim 2011, 21-52
  Google Scholar
• 18. Costin G.E., Hearing V.J.: Human skin pigmentation: melanocytesmodulate skin color in response to stress. FASEB J., 2007; 21: 976-994
  Google Scholar
• 19. Cui R., Widlund H.R., Feige E., Lin J.Y., Wilensky D.L., Igras V.E.,D’Orazio J., Fung C.Y., Schanbacher C.F., Granter S.R., Fisher D.E.: Central role of p53 in the suntan response and pathologic hyperpigmentation.Cell, 2007; 128: 853-864
  Google Scholar
• 20. Davis E.C., Callender V.D.: Postinflammatory hyperpigmentation:a review of the epidemiology, clinical features, and treatmentoptions in skin of color. J. Clin. Aesthet. Dermatol., 2010; 3: 20-31
  Google Scholar
• 21. Delijewski M., Beberok A., Otręba M., Wrześniok D., Rok J., BuszmanE.: Effect of nicotine on melanogenesis and antioxidant statusin HEMn-LP melanocytes. Environ. Res., 2014; 134: 309-314
  Google Scholar
• 22. Delijewski M., Wrześniok D., Otręba M., Beberok A., Rok J., BuszmanE.: Nicotine impact on melanogenesis and antioxidant defensesystem in HEMn-DP melanocytes. Mol. Cell. Biochem., 2014; 395:109-116
  Google Scholar
• 23. d’Ischia M., Wakamatsu K., Cicoira F., Di Mauro E., Garcia-BorronJ.C., Commo S., Galván I., Ghanem G., Kenzo K., Meredith P., PezzellaA., Santato C., Sarna T., Simon J.D., Zecca L., Zucca F.A., NapolitanoA., Ito S.: Melanins and melanogenesis: from pigment cells to humanhealth and technological applications. Pigment Cell MelanomaRes., 2015; 28: 520-544
  Google Scholar
• 24. d’Ischia M., Wakamatsu K., Napolitano A., Briganti S., Garcia–Borron J.C., Kovacs D., Meredith P., Pezzella A., Picardo M., Sarna T.,Simon J.D., Ito S.: Melanins and melanogenesis: methods, standards,protocols. Pigment Cell Melanoma Res., 2013; 26: 616-633
  Google Scholar
• 25. Dubey S., Roulin A.: Evolutionary and biomedical consequencesof internal melanins. Pigment Cell Melanoma Res., 2014; 27: 327-338
  Google Scholar
• 26. Fuller B.B., Spaulding D.T., Smith D.R.: Regulation of the catalyticactivity of preexisting tyrosinase in black and Caucasian humanmelanocyte cell cultures. Exp. Cell Res., 2001; 262: 197-208
  Google Scholar
• 27. Gillbro J.M., Olsson M.J.: The melanogenesis and mechanismsof skin-lightening agents – existing and new approaches. Int. J. Cosmet.Sci., 2011; 33: 210-221
  Google Scholar
• 28. Hakozaki T., Minwalla L., Zhuang J., Chhoa M., Matsubara A.,Miyamoto K., Greatens A., Hillebrand G.G., Bissett D.L., Boissy R.E.:The effect of niacinamide on reducing cutaneous pigmentation andsuppression of melanosome transfer. Br. J. Dermatol., 2002; 147: 20-31
  Google Scholar
• 29. Hong L., Simon J.D.: Current understanding of the binding sites,capacity, affinity and biological significance of metals in melanin. J.Phys. Chem. B, 2007; 111: 7938-7947
  Google Scholar
• 30. Hu D.N., Simon J.D., Sarna T.: Role of ocular melanin in ophthalmicphysiology and pathology. Photochem. Photobiol., 2008; 84: 639-644
  Google Scholar
• 31. Ito S., Suzuki N., Takebayashi S., Commo S., Wakamatsu K.: NeutralpH and copper ions promote eumelanogenesis after the dopachromestage. Pigment Cell Melanoma Res., 2013; 26: 817-825
  Google Scholar
• 32. Ito S., Wakamatsu K.: Chemistry of mixed melanogenesis – pivotalroles of dopaquinone. Photochem. Photobiol., 2008; 84: 582-592
  Google Scholar
• 33. Jamal S., Schneider R.J.: UV-induction of keratinocyte endothelin-1downregulates E-cadherin in melanocytes and melanoma cells.J. Clin. Invest., 2002; 110: 443-452
  Google Scholar
• 34. Jian D., Jiang D., Su J., Chen W., Hu X., Kuang Y., Xie H., Li J., ChenX.: Diethylstilbestrol enhances melanogenesis via cAMP-PKA-mediatingup-regulation of tyrosinase and MITF in mouse B16 melanomacells. Steroids, 2011; 76: 1297-1304
  Google Scholar
• 35. Kim D.S., Park S.H., Kwon S.B., Joo Y.H., Youn S.W., Sohn U.D.,Park K.C.: Temperature regulates melanin synthesis in melanocytes.Arch. Pharm. Res., 2003; 26: 840-845
  Google Scholar
• 36. Kim K.: Effect of ginseng and ginsenosides on melanogenesis andtheir mechanism of action. J. Ginseng Res., 2015; 39: 1-6
  Google Scholar
• 37. Kim S.H., Choi Y.J., Moon K.M., Lee H.J., Woo Y., Chung K.W.,Jung Y., Kim S., Chun P., Byun Y., Ha Y.M., Moon H.R., Chung H.Y.:The inhibitory effect of a synthetic compound, (Z)-5-(2,4-dihydroxybenzylidene)thiazolidine-2,4-dione (MHY498), on nitric oxide-inducedmelanogenesis. Bioorg. Med. Chem. Lett., 2013; 23: 4332-4335
  Google Scholar
• 38. Kondo T., Hearing V.J.: Update on the regulation of mammalianmelanocyte function and skin pigmentation. Expert Rev. Dermatol.,2011; 6: 97-108
  Google Scholar
• 39. Larsson B.S.: Interaction between chemicals and melanin. PigmentCell Res., 1993; 6: 127-133
  Google Scholar
• 40. Lehraiki A., Abbe P., Cerezo M., Rouaud F., Regazzetti C., Chignon-SicardB., Passeron T., Bertolotto C., Ballotti R., Rocchi S.: Inhibitionof melanogenesis by the antidiabetic metformin. J. Invest.Dermatol., 2014; 134: 2589-2597
  Google Scholar
• 41. Marles L.K., Peters E.M., Tobin D.J., Hibberts N.A., SchallreuterK.U.: Tyrosine hydroxylase isoenzyme I is present in human melanosomes:a possible novel function in pigmentation. Exp. Dermatol.,2003; 12: 61-70
  Google Scholar
• 42. Meredith P., Sarna T.: The physical and chemical properties ofeumelanin. Pigment Cell Res., 2006; 19: 572-594
  Google Scholar
• 43. Nasti T.H., Timares L.: MC1R, eumelanin and pheomelanin: theirrole in determining the susceptibility to skin cancer. Photochem.Photobiol., 2015; 91: 188-200
  Google Scholar
• 44. Ni-Komatsu L., Orlow S.J.: Chemical genetic screening identifiestricyclic compounds that decrease cellular melanin content. J.Invest. Dermatol., 2008; 128: 1236-1247
  Google Scholar
• 45. Ni-Komatsu L., Tong C., Chen G., Brindzei N., Orlow S.J.: Identificationof quinolines that inhibit melanogenesis by altering tyrosinasefamily trafficking. Mol. Pharmacol., 2008; 74: 1576-1586
  Google Scholar
• 46. Ortonne J.P., Bissett D.L.: Latest insights into skin hyperpigmentation.J. Investig. Dermatol. Symp. Proc., 2008; 13: 10-14
  Google Scholar
• 47. Otręba M., Beberok A., Wrześniok D., Rok J., Buszman E.: Effect ofthioridazine on antioxidant status of HEMn-DP melanocytes. NaunynSchmiedebergs Arch. Pharmacol., 2015; 388: 1097-1104
  Google Scholar
• 48. Otręba M., Buszman E., Miliński M., Wrześniok D.: Hipomelanozyprzekazywane z pokolenia na pokolenie. Postępy Hig. Med. Dośw.,2014; 68: 1081-1090
  Google Scholar
• 49. Otręba M., Miliński M., Buszman E., Wrześniok D., Beberok A.: Hipomelanocytozydziedziczne: rola genów PAX3, SOX10, MITF, SNAI2,KIT, EDN3 i EDNRB. Postępy Hig. Med. Dośw., 2013; 67: 1109-1118
  Google Scholar
• 50. Otręba M., Rok J., Buszman E., Wrześniok D.: Regulacja melanogenezy:rola cAMP i MITF. Postępy Hig. Med. Dośw., 2012; 66: 33-40
  Google Scholar
• 51. Otręba M., Wrześniok D., Beberok A., Rok J., Buszman E.: Melanogenesisand antioxidant defense system in normal human melanocytescultured in the presence of chlorpromazine. Toxicol. InVitro, 2015; 29: 221-227
  Google Scholar
• 52. Palumbo A., d’Ischia M., Misuraca G., De Martino L., Prota G.:A new dopachrome-rearranging enzyme from the ejected ink of thecuttlefish Sepia officinalis. Biochem. J., 1994; 299: 839-844
  Google Scholar
• 53. Park H.Y., Kosmadaki M., Yaar M., Gilchrest B.A.: Cellular mechanismsregulating human melanogenesis. Cell. Mol. Life Sci., 2009;66: 1493-1506
  Google Scholar
• 54. Plonka P.M., Passeron T., Brenner M., Tobin D.J., Shibahara S.,Thomas A., Slominski A., Kadekaro A.L., Hershkovitz D., Peters E.,Nordlund J.J., Abdel-Malek Z., Takeda K., Paus R., Ortonne J.P., HearingV.J., Schallreuter K.U.: What are melanocytes really doing allday long…? Exp. Dermatol., 2009; 18: 799-819
  Google Scholar
• 55. Rok J., Buszman E., Beberok A., Delijewski M., Otręba M., Wrze-śniok D.: Modulation of melanogenesis and antioxidant status ofmelanocytes in response to phototoxic action of doxycycline. Photochem.Photobiol., 2015; 91: 1429-1434
  Google Scholar
• 56. Rok J., Buszman E., Delijewski M., Otręba M., Beberok A., Wrze-śniok D.: Effect of tetracycline and UV radiation on melanizationand antioxidant status of melanocytes. J. Photochem. Photobiol. B,2015; 148: 168-173
  Google Scholar
• 57. Rok J., Otręba M., Buszman E., Wrześniok D.: Melanina – z melanocytu do keratynocytu, czyli jak przebiega transport melaninyw skórze. Ann. Acad. Med. Siles., 2012; 66: 60-66
  Google Scholar
• 58. Sasaki M., Horikoshi T., Uchiwa H., Miyachi Y.: Up-regulationof tyrosinase gene by nitric oxide in human melanocytes. PigmentCell Res., 2000; 13: 248-252
  Google Scholar
• 59. Schallreuter K.U., Kothari S., Chavan B., Spencer J.D.: Regulationof melanogenesis – controversies and new concepts. Exp. Dermatol.,2008; 17: 395-404
  Google Scholar
• 60. Seiberg M.: Age-induced hair greying – the multiple effects ofoxidative stress. Int. J. Cosmet. Sci., 2013; 35: 532-538
  Google Scholar
• 61. Simon J.D., Peles D., Wakamatsu K., Ito S.: Current challenges inunderstanding melanogenesis: bridging chemistry, biological control,morphology, and function. Pigment Cell Melanoma Res., 2009;22: 563-579
  Google Scholar
• 62. Slominski A., Tobin D.J., Shibahara S., Wortsman J.: Melanin pigmentationin mammalian skin and its hormonal regulation. Physiol.Rev., 2004; 84: 1155-1228
  Google Scholar
• 63. Slominski A., Wortsman J., Plonka P.M., Schallreuter K.U., PausR., Tobin D.J.: Hair follicle pigmentation. J. Invest. Dermatol., 2005;124: 13-21
  Google Scholar
• 64. Slominski A., Zmijewski M.A., Pawelek J.: L-tyrosine and L-dihydroxyphenylalanineas hormone-like regulators of melanocytefunctions. Pigment Cell Melanoma Res., 2012; 25: 14-27
  Google Scholar
• 65. Solano F.: Melanins: skin pigments and much more – types,structural models, biological functions, and formation routes. NewJ. Sci., 2014; 2014: 498276
  Google Scholar
• 66. Solano F., Jimenez-Cervantes C., Martinez-Liarte J.H., Garcia–Borron J.C., Jara J.R., Lozano J.A.: Molecular mechanism for catalysisby a new zinc-enzyme, dopachrome tautomerase. Biochem. J.,1996; 313: 447-453
  Google Scholar
• 67. Spencer J.D., Chavan B., Marles L.K., Kauser S., Rokos H., SchallreuterK.U.: A novel mechanism in control of human pigmentationby β-melanocyte-stimulating hormone and 7-tetrahydrobiopterin.J. Endocrinol., 2005; 187: 293-302
  Google Scholar
• 68. Spencer J.D., Schallreuter K.U.: Regulation of pigmentationin human epidermal melanocytes by  functional high-affinityβ-melanocyte-stimulating hormone/melanocortin-4 receptor signaling.Endocrinology, 2009; 150: 1250-1258
  Google Scholar
• 69. Stępień K.: Udział melanocytów w ochronie przed stresem fotooksydacyjnym.Postępy Biochem., 2010; 56: 290-297
  Google Scholar
• 70. Tada A., Pereira E., Beitner-Johnson D., Kavanagh R., Abdel-MalekZ.A.: Mitogen- and ultraviolet-B-induced signaling pathways innormal human melanocytes. J. Invest. Dermatol., 2002; 118: 316-322
  Google Scholar
• 71. Tam I., Stępień K.: Melanocyty – immunokompetentne komórkibarwnikowe. Postępy Dermatol. Alergol., 2007; 24: 188-193
  Google Scholar
• 72. Vachtenheim J., Borovanský J.: „Transcription physiology” ofpigment formation in melanocytes: central role of MITF. Exp. Dermatol.,2010; 19: 617-627
  Google Scholar
• 73. Videira I.F., Moura D.F., Magina S.: Mechanisms regulating melanogenesis.An. Bras. Dermatol., 2013; 88: 76-83
  Google Scholar
• 74. Watt B., van Niel G., Raposo G., Marks M.S.: PMEL: a pigmentcell-specific model for functional amyloid formation. Pigment CellMelanoma Res., 2013; 26: 300-315
  Google Scholar
• 75. Wei B., Zhang Y.P., Yan H.Z., Xu Y., Du T.M.: Cilostazol promotesproduction of melanin by activating the microphthalmia-associatedtranscription factor (MITF). Biochem. Biophys. Res. Commun.,2014; 443: 617-621
  Google Scholar
• 76. Woolery-Lloyd H., Kammer J.N.: Treatment of hyperpigmentation.Semin. Cutan. Med. Surg., 2011; 30: 171-175
  Google Scholar
• 77. Wrześniok D., Beberok A., Otręba M., Buszman E.: Effect of streptomycinon melanogenesis and antioxidant status in melanocytes.Mol. Cell. Biochem., 2013; 383: 77-84
  Google Scholar
• 78. Wrześniok D., Beberok A., Otręba M., Buszman E.: Gentamicinaffects melanogenesis in normal human melanocytes. Cutan. Ocul.Toxicol., 2015; 34: 107-111
  Google Scholar
• 79. Wrześniok D., Beberok A., Otręba M., Buszman E.: Modulationof melanogenesis and antioxidant defense system in melanocytesby amikacin. Toxicol. In Vitro, 2013; 27: 1102-1108
  Google Scholar
• 80. Wrześniok D., Beberok A., Otręba M., Buszman E.: Netilmicin–induced modulation of melanogenesis in HEMa-LP melanocytes.Acta Pol. Pharm., 2013; 70: 803-808
  Google Scholar
• 81. Wrześniok D., Oprzondek M., Hechmann A., Beberok A., OtrębaM., Buszman E.: Effect of paracetamol on melanization proces inhuman epidermal melanocytes. Acta Pol. Pharm., 2016; 4: (w druku)
  Google Scholar
• 82. Wrześniok D., Otręba M., Beberok A., Buszman E.: Impact ofkanamycin on melanogenesis and antioxidant enzymes activity inmelanocytes – an in vitro study. J. Cell. Biochem., 2013; 114: 2746-2752
  Google Scholar
• 83. Yoshida M., Takahashi Y., Inoue S.: Histamine induces melanogenesisand morphologic changes by protein kinase A activation viaH2 receptors in human normal melanocytes. J. Invest. Dermatol.,2000; 114: 334-342
  Google Scholar
• 84. Zdybel M., Pilawa B., Buszman E., Wrześniok D.: Zastosowaniespektroskopii EPR do badania melanin oraz kompleksów melaninz jonami metali i substancjami leczniczymi. Farm. Przegl. Nauk.,2009; 6: 42-46
  Google Scholar
• 85. Zhang X., Yan G., Ji J., Wu J., Sun X., Shen J., Jiang H., Wang H.:PDE5 inhibitor promotes melanin synthesis through the PKG pathwayin B16 melanoma cells. J. Cell. Biochem., 2012; 113: 2738-2743
  Google Scholar
• 86. Zhu W., Gao J.: The use of botanical extracts as topical skin-lighteningagents for the improvement of skin pigmentation disorders.J. Investig. Dermatol. Symp. Proc., 2008; 13: 20-24
  Google Scholar

Pełna treść artykułu