Abstrakt

Choroba Huntingtona (HD), to nieuleczalna, wyniszczająca choroba neurodegeneracyjna o znanym podłożu genetycznym, dziedziczona w sposób autosomalny dominujący. Mutacja genu HTT kodującego huntingtynę wiąże się z wydłużeniem, powyżej 35 powtórzeń, fragmentu polimorficznego złożonego z trypletu CAG. Produktem zmutowanego genu mHTT jest zmienione białko z wydłużonym fragmentem poli-Q, o najwyższym poziomie ekspresji w ośrodkowym układzie nerwowym (OUN) oraz zróżnicowaniem ekspresji poza OUN. W OUN wykazano drastyczną utratę neuronów prążkowia i głębszych warstw kory mózgowej, a poza OUN utratę masy mięśniowej, spadek masy ciała, a także dysfunkcję wielu narządów. Objawy kliniczne obejmują zaburzenia neurologiczne: ruchy pląsawicze z dystonią, zaburzenia mowy i połykania oraz psychiczne: zaburzenia emocjonalne i upośledzenie procesów poznawczych. Są spowodowane zmianami wielu procesów komórkowych, wywołującymi zaburzenia m.in.: transmisji sygnału, dysfunkcji mitochondriów i upośledzenia metabolizmu energetycznego, a także wzrostu markerów stresu oksydacyjnego na poziomie ekspresji genów i białek oraz modyfikacji ich funkcji. Upośledzenie procesów energetycznych objawiających się obniżeniem wytwarzania ATP wykazano zarówno w ośrodkowym układzie nerwowym, jak i poza OUN na poziome glikolizy, cyklu Krebsa i łańcucha oddechowego. Często opisywano korelację wzrostu upośledzenia metabolizmu energetycznego ze wzrostem liczby powtórzeń CAG w HTT i z czasem trwania choroby.Badania metabolizmu energetycznego to początek poszukiwań czułych biomarkerów oraz nowych opcji terapeutycznych do wczesnego zastosowania w celu zahamowania rozwoju procesów patologicznych w HD. Identyfikacja zmian patologicznych na poziomie komórkowym poza OUN wyprzedzających zmiany neurologiczne wymaga weryfikacji zasad postępowania diagnostycznego i terapeutycznego w HD.

Wstęp

Choroba Huntingtona (HD), to autosomalnie dominująco dziedziczona choroba neurodegeneracyjna związana z mutacją genu HTT [26,27]. HD po raz pierwszy została opisana w 1872 r. przez Georga Huntingtona jako dziedziczna postać pląsawicy [55].

W przebiegu HD stopniowo pojawiają się zróżnicowane zaburzenia psychiczne, np.: otępienie o charakterze podkorowym, depresja, zmiany zachowania, a także zaburzenia neurologiczne, np.: utrata koordynacji ruchowej, charakterystyczne mimowolne ruchy pląsawicze z dystonią, a także zaburzenia połykania i mowy [47,58,65]. Kolejność pojawiania się poszczególnych zaburzeń nie jest określona, a początek i stopień zaawansowania choroby są określane na podstawie badania neurologicznego oraz oceny możliwości funkcjonalnych pacjenta w oparciu o skalę TFC należącą do skal UHDRS [43]. Choroba Huntingtona należy do schorzeń rzadkich, częstość jej występowania na świecie waha się 0,5-13,7 przypadków na 100 000 osób [54,55]. U nosicieli mutacji HTT, objawy choroby najczęściej pojawiają się w wieku średnim między 35-50 r.ż, rzadziej u dzieci i młodzieży lub osób starszych [54]. Okres trwania choroby liczony od wystąpienia zaburzeń motorycznych wynosi średnio 15-20 lat. Choroba jest wciąż nieuleczalna, stosowane leczenie objawowe ma na celu łagodzenie objawów neurologicznych i psychiatrycznych [54,61,65]. Podejmowane są także próby poszukiwania i stosowania terapii neuroprotekcyjnych, zarówno w badaniach z zastosowaniem modeli doświadczalnych HD, jak i z udziałem pacjentów w programach badawczych [18,21,44,54,65].

U przedobjawowych nosicieli mutacji genu HTT szczególnie często opisuje się znaczną utratę masy ciała i tkanki mięśniowej jeszcze przed wystąpieniem zaburzeń motorycznych, mimo stosowania zbilansowanej kalorycznie diety [43,47,63]. W pracy podjęto analizę wpływu mutacji na metabolizm, zwłaszcza metabolizm energetyczny i ocenę jego znaczenia w badaniach biomarkerów, ważnych ze względów diagnostycznych, jak również w poszukiwaniu skutecznych terapii opóźniają- cych rozwój HD.

Charakterystyka mutacji, diagnostyka genetyczna

W 1993 r. zidentyfikowano gen związany z chorobą Huntingtona, określony skrótem HTT (wcześniej stosowano także skróty IT15 – Interesting Transcript 15 lub HD) [23,24,46]. Do sklonowania i zlokalizowania genu zawierającego mutację przyczyniły się badania genetyczne analizy sprzężeń przeprowadzone z udziałem osób chorych, z rodzin pochodzących z regionu jeziora Maracaibo (Wenezuela) [24]. Analizy rodowodów osób spokrewnionych umożliwiły określenie sposobu dziedziczenia mutacji genu HTT jako autosomalny, dominujący [24,28,29].

Gen HTT o wielkości ok. 170 kb (169279 bp) jest umiejscowiony na krótkim ramieniu 4 chromosomu (4p16.3) i składa się z 67 eksonów (ryc. 1) [23,24]. Ekson 1 zawiera region polimorficzny ze zmienną liczbą powtórzeń trypletu CAG kodującego glutaminę (Q). Mutacja dotyczy najczęściej pojedynczego allelu HTT i polega na zwielokrotnieniu liczby powtórzeń trypletu, powyżej 35. Liczba powtórzeń CAG w allelach prawidłowych mieści się w zakresie 6-35, przy czym zakres 27-35 jest związany ze zwiększonym ryzykiem pojawienia się mutacji

w następnym pokoleniu [29,54]. Zmutowane allele HTT z liczbą powtórzeń CAG w zakresie 36-39 mogą nie przenikać w każdej sytuacji, co oznacza możliwość wystąpienia objawów choroby jedynie u części osób w późniejszym wieku [54]. W chorobie Huntingtona, podobnie jak w innych chorobach neurodegeneracyjnych i nerwowo- -mięśniowych związanych ze wzrostem liczby powtó- rzeń trójek nukleotydowych w zmutowanym genie, występuje zjawisko antycypacji, czyli wcześniejszego pojawiania się choroby w następnych pokoleniach z coraz bardziej nasilonymi objawami [48,54]. W czasie spermatogenezy i oogenezy u części komórek rozrodczych wykazano niestabilność nieprawidłowych ciągów powtórzeń CAG, określaną ekspansją trójek nukleotydowych [48,52,54,55].

Liczba powtórzeń CAG powyżej 39 jest uznana za patologiczną i wiąże się z wystąpieniem choroby u wszystkich nosicieli tej mutacji [54,55]. Liczba powtórzeń CAG>60 jest charakterystyczna dla dziecięcej i młodzieńczej postaci HD [2,54,63]. W badaniach epidemiologicznych Gussella i wsp., wykazano odwrotną korelację liczby powtórzeń CAG w regionie polimorficznym HTT z wiekiem pojawienia się objawów klinicznych [28,61]. Jednak nie zaleca się prognozowania wieku zachorowania w oparciu o liczbę powtórzeń CAG, ponieważ wykazano zróżnicowanie wieku wystąpienia choroby u osób z jednakową liczbą powtórzeń CAG. Wykazano również wpływ wielu czynników środowiskowych oraz genetycznych (tzw. modyfikatorów genetycznych) na wiek wystąpienia objawów choroby [28,29,32,48,62].

Budowa i rola huntingtyny (HTT) w komórce

Huntingtyna to białko cytoplazmatyczne o masie czą- steczkowej 348 kDa, zbudowane z 3144 aminokwasów tworzących wiele domen odpowiedzialnych za różne funkcje i aktywność [5,23,38]. Na N-końcu HTT zidentyfikowano 18-aminokwasowy fragment (N18) o strukturze amfipatycznej α-helisy ewolucyjnie konserwowany w obrębie kręgowców (ryc. 1) [5], który poprzedza polimorficzny fragment poli-Q. U osób zdrowych, niebę- dących nosicielami mutacji w HTT, długość fragmentu polimorficznego białka jest zróżnicowana i waha się w zakresie 11-34 reszt glutaminy. W pobliżu fragmentu poli-Q występują dwie domeny bogate w prolinę (PRR) poli-P11, poli-P10, które są odpowiedzialne za zmianę konformacji i aktywności huntingtyny [5]. Huntingtyna bierze udział w endocytozie i wewnątrzkomórkowym, pęcherzykowym transporcie różnych cząsteczek przez interakcję PRR z domeną SH3 endofiliny3 (SH3GL3) i syndapiny (PACSIN1) [23]. Wykazano koekspresję bia- łek SH3GL3, PACSIN1 i HTT w neuronach m.in. prążkowia oraz innych strukturach mózgu, a poza OUN także w jądrach. Wykazano ponadto odwracalne wiązanie się huntingtyny z białkami cytoszkieletu odpowiedzialnymi za transport wewnątrzkomórkowy białek oraz większych cząsteczek, np. wirusów, a także z białkami mikrotubul, poprzez: kinezynę, białko HAP1, dynaktynę, dyneinę, HIP1, HIP14, PACSN1 i PSD-95 [12]. Białka motoryczne mikrotubul są zarówno białkami strukturalnymi, jak i czynnościowymi, hydrolizującymi ATP i ułatwiającymi ruch cząsteczek wzdłuż cytoszkieletu. HTT wiąże się także z białkami wczesnych i późnych endosomów, regulującymi neuronalne sygnały komórkowe, związane z tworzeniem synaps, przeżyciem lub śmiercią neuronów [12,23,24,40]. HTT poprzez domenę PRR łączy się także z domeną tryptofanową (WW) białka HYPA/FBP11 biorą- cego udział w składaniu fragmentów pre-RNA podczas obróbki produktów genów po transkrypcji (splicing), podnosząc wydajność składania fragmentów RNA genów kodujących białka zawierające fragmenty polimorficzne, mające znaczenie w procesach neurodegeneracji [31,32].

Na podstawie analizy sekwencyjnej HTT wyłoniono ponadto wiele innych domen o strukturze drugo- lub trzeciorzędowej, m.in. HEAT, które są rozproszone w pozostałym fragmencie białka [32,37,39]. Opisano ponad 100 interakcji struktur HEAT huntingtyny z wieloma białkami, modyfikującymi aktywność HTT, a także z białkami zaangażowanymi w metabolizm energetyczny, zawierającymi podobne struktury [23,32,39].

Wykazano ponadto bezpośrednie lub pośrednie interakcje HTT z wieloma białkami o zróżnicowanym zakresie działania, np.: z białkami motorycznymi, cytoszkieletu, biorącymi udział w transporcie pęcherzykowym, np. kinezyną, dyneiną, miozyną, klatryną, czy aktyną, z czynnikami transkrypcyjnymi: CtBP, NF-kB, p53, TAFII130, CREB, aktywatorami i koaktywatorami transkrypcji: CA150, CBP, NCOR, SP1, TBP zaangażowanymi w metabolizm energetyczny, czy stres oksydacyjny, a także z białkami kanałów jonowych VDAC1-3 i z białkami biorącymi udział w transdukcji sygnałów międzykomórkowych, np. z: kalmoduliną, CIP4, FIP2, GRb2, IP3 ,1, SH3GL3 i RasGAP [12,23,32].

Struktura i funkcje nieprawidłowego białka HTT (mHTT)

Struktura przestrzenna regionu polimorficznego huntingtyny, zawierająca 17 reszt glutaminowych (poli-17Q), przybiera różne konformacje i oprócz α-helisy, może także występować w postaci przypadkowych zwojów, czy wydłużonych pętli [31,34]. W postaci zagregowanej fragment ten najczęściej przyjmuje strukturę β-harmonijki. W badaniach biofizycznych rozpuszczalnych monomerów poli-Q o różnych długościach, wykazano różnorodność przybieranych postaci, np.: konformacji α-helisy, struktury β-harmonijki, czy wydłużonej helisy [5,23,34]. Na podstawie metod obliczeniowych zaprojektowano występowanie różnych form przestrzennych fragmentu poli-Q, od przypadkowych form helikalnych, poprzez α-, μ-, π-helisę, do struktury α- i β-harmonijki. Przypuszcza się, że wydłużenie fragmentu poli-Q wpływa na wydłużenie pętli helisy i ułatwia powstawanie agregatów białka HTT. mHTT jest przyczyną dysfunkcji komórek i neurodegeneracji występującej w przebiegu choroby Huntingtona oraz wtórnych zaburzeń, składających się na złożony obraz kliniczny. Nieprawidłowe białko mHTT traci funkcje białka prawidłowego opisane wyżej i zyskuje nowe, co wykazano w badaniach wielu modeli doświadczalnych HD [22,32]. Wydłużenie regionu poli-Q w wyniku mutacji HTT (powyżej 35 reszt glutaminy), zmienia konformację i funkcje białka, wpływając na zaburzenia procesu transkrypcji wielu genów. mHTT blokuje transport aksonalny, pozbawiając fizjologicznych funkcji neuronów i aktywuje proces apoptozy. Uruchomienie apoptozy może następować pod wpływem kilku mechanizmów, np. przez uruchomienie kaskady kinaz białkowych aktywowanych przez mitogeny (MAPKs) lub w wyniku długoterminowego stresu oksydacyjnego obniżającego aktywność kinazy mTOR, czy przez aktywację białek stresu związanych z retikulum endoplazmatycznym [4,39]. Nieprawidłowa huntingtyna ponadto zaburza działanie proteasomu, procesy ubikwitynacji, uzyskanie równowagi jonów Ca+2 podczas przekazywania sygnału na synapsach oraz wpływa na zmianę aktywności wielu białek zaangażowanych w neurotransmisję [14,27]. W badaniach post mortem ludzkich neuronów z mutacją w HTT oraz neuronów modelu mysiego HD, wykazano obniżony poziom neurotroficznego czynnika pochodzenia mózgowego BDNF, stymulującego funkcjonowanie i tworzenie się neuronów w mózgu [7,40,59,62]. Wykazano, że obniżenie stężenia BDNF jest bezpośrednim skutkiem aktywności nieprawidłowej huntingtyny. W jądrach komórek nerwowych wykazano obecność nierozpuszczalnych konglomeratów mHTT i kompleksu REST/ NRSF, który hamuje ekspresję promotora BDNFII, obniżając poziom czynnika BDNF i przyspieszając obumieranie neuronów [7,51,59]. Uważa się, że przywrócenie prawidłowego poziomu BDNF mogłoby poprawić funkcjonowanie i przeżywalność neuronów, dlatego poszukuje się substancji neuroprotekcyjnych, stymulujących wzrost poziomu BDNF. Wykazano, że prawidłowa huntingtyna, a także cystamina i białko HSJ1b, podnoszą stężenie BDNF [5,7,19,62]. Aktywna, prawidłowa huntingtyna przemieszcza się w komórce między różnymi kompartmentami, zaś przemieszczanie mHTT jest utrudnione. Dochodzi bowiem do jej kumulacji w jądrze, co jest przyczyną rozregulowania procesów fizjologicznych i cytotoksyczności [5,31,53].

W badaniach z zastosowaniem zróżnicowanych genetycznie modeli HD wykazano wpływ obniżenia stężenia huntingtyny na zmiany rozmieszczenia i morfologii mitochondriów, retikulum endoplazmatycznego i aparatu Golgiego [12,22,38,53]. Poznanie mechanizmów działania prawidłowego i nieprawidłowego białka HTT oraz zależności procesów komórkowych jest podstawą do identyfikacji podstawowych miejsc docelowego działania leków hamujących procesy patologiczne w HD [21,39,40].

Zaburzenia metabolizmu energetycznego

Badania, zwłaszcza ostatniej dekady przeprowadzone z udziałem osób z HD, a także komórkowych i zwierzęcych modeli HD, wskazują na zaburzenia wydajności procesów energetycznych na poziomie komórkowym [4,11,17 ,21,27,35,36,40,42,46,56,57,64].

Wykazano rozregulowanie procesów oddychania komórkowego nie tylko w OUN, ale także w komórkach wielu narządów, a nawet w limfocytach, czy frakcji komórek jądrzastych krwi [35,36,53]. U osób z HD opisano upośledzenie procesów energetycznych na poziome glikolizy (cytoplazma), cyklu Krebsa (macierz mitochondrium) i łańcucha oddechowego (wewnętrzna błona mitochondrium), objawiających się spadkiem wytwarzania ATP [11,17,27,42,56]. Badania struktur mózgu przeprowadzone z zastosowaniem pozytronowej tomografii emisyjnej, podjęte w celu określenia obszaru zmian metabolizmu energetycznego, wykazały po podaniu 18-fluorodeoksyglukozy u osób w okresie przedobjawowym i we wczesnym etapie choroby spadek wykorzystania glukozy w jądrze ogoniastym i skorupie, co miało poprzedzać utratę neuronów z tych obszarów [42]. W badaniach z wykorzystaniem spektroskopii magnetycznego rezonansu jądrowego osób z objawami HD opisano wzrost stężenia mleczanu w korze mózgowej i zwojach podstawy, sugerujący nieefektywność procesu glikolizy [42]. Najczęściej opisywano obniżenie aktywności niektórych enzymów glikolizy, np. GAPDH, obniżenie stężenia metabolitów i enzymów cyklu Krebsa, np. bursztynylo-CoA, akonitazy, KGDH, a także osłabienie aktywności łańcucha oddechowego: kompleksu I – NADH (oksydoreduktazy ubichinonu), II – SDH (dehydrogenazy bursztynianowej), III (kompleksu cytochromu bc1) i IV (oksydazy cytochromu c) [9,27,38,42,45,56,64]. Ponadto wykazano wzrost przepuszczalności błon mitochondrialnych prowadzący do wycieku cytochromu c, aktywacji kaspazy-9 i niszczenia neuronów w mechanizmie apoptozy, nekrozy lub autofagii [9,10,11,27,39,45,46]. Zaburzenia procesu fosforylacji oksydacyjnej mogą być wynikiem mutacji zarówno w genomie komórki, jak i w genomie mitochondrialnym, mogą także dotyczyć deregulacji ekspresji genów kodujących białka łańcucha oddechowego, uczestniczące w składaniu jego kompleksów. Upośledzenie funkcji mitochondriów w wyniku działania mHTT dotyczy różnych typów komórek nerwowych w wielu regionach mózgu, a zwłaszcza w prążkowiu [13,20,27,42,45]. Na regulację procesów oddychania na poziomie molekularnym ma wpływ białko PGC-1α, będące koaktywatorem receptora aktywowanego przez proliferatory peroksysomów, które jest ligandozależnym czynnikiem transkrypcyjnym, nale- żącym do rodziny jądrowych receptorów steroidowych [17,40,56,64]. PGC-1α bierze udział w utrzymaniu homeostazy procesów energetycznych i stymuluje biogenezę mitochondriów.

Na szczególną uwagę zasługuje sąsiedztwo na chromosomie 4 dwóch loci, PPARGC1A (kodującego PGC1-1α) (4p.15) i HTT (4p.16), które jest przedmiotem dyskusji dotyczą- cej wpływu mHTT na procesy energetyczne przez wpływ PGC-1a na zmianę ekspresji innych loci, np. CREB/TAF4, ERRa i NRF-1 [39,46]. PGC-1α inicjuje ponadto transkrypcję wielu białek przez angażowanie białek o aktywności acetylotransferazy histonowej (HAT), CBP, p300, SRC-1 oraz przez regulację ekspresji mitochondrialnych genów OXPHOS i endogennych antyoksydantów [17,46,64]. U osób z wczesną postacią HD w badaniach (post mortem) komórek jądra ogoniastego wykazano 30% obniżenie stę- żenia mRNA genu PPARGC1A przy braku zmian poziomu jego ekspresji w innych obszarach prążkowia [17]. Jądro ogoniaste jest miejscem, w którym najwcześniej dochodzi do defektu energetycznego w średnich neuronach kolczystych, MSN i ich ubytku, przy niewielkich zmianach interneuronów prążkowia [46,49]. Badania z zastosowaniem mysiego modelu HD wykazały 47-krotny wzrost stężenia białka PGC1-α w interneuronach, w porównaniu do stężenia u myszy zdrowych [17]. Wykazane zróżnicowanie poziomu ekspresji PGC1-α, tj. spadek w neuronach MSN (które ulegają zniszczeniu) i wzrost w interneuronach (nNOS), które dłużej nie ulegają neurodegeneracji wskazuje na znaczenie protekcyjne optymalnego poziomu PGC1-α w neuronach.

Wydaje się, że PGC-1α może być zarówno biomarkerem wczesnych zmian zachodzących w aktywnych metabolicznie komórkach OUN i tkankach peryferyjnych, jak i celem działania nowych leków [17,40,49,64]. Obniżenie ekspresji PPARGCIA jest związane z zaburzeniami, zwłaszcza metabolizmu glukozy, zahamowaniem biogenezy mitochondriów, obniżeniem wydajności procesów energetycznych, wzrostem poziomu stresu oksydacyjnego i obniżeniem żywotności komórek [4,17,64]. Niski poziom PGC-1α wpływa bezpośrednio na obniżenie wydajności procesów fosforylacji oksydacyjnej i utleniania tłuszczy. Powoduje to gromadzenie się lipidów w mięśniach szkieletowych, oporność insulinową i cukrzycę typu 2. W warunkach in vitro wykazano, że niewielkie stężenie PGC-1α hamuje wykorzystanie glukozy w hodowli komórek mięśniowych na etapie tworzenia miotubul, a prawidłowy poziom tego czynnika wpływa korzystnie na strukturę i funkcje mięśni, poprawia angiogenezę i odzysk komórek po niedotlenieniu, działa kardioprotekcyjnie i przeciwzapalnie [4,11,64].

Obniżenie poziomu transkrypcji PPARGCIA przez mHTT i towarzysząca dysfunkcja mitochondriów, mają zwią- zek z obniżeniem wydajności procesów energetycznych i nasileniem się procesów neurodegeneracji. Wzrost poziomu „przełącznika” energetycznego PGC-1α może zatem zahamować niekorzystne procesy neuronów prąż- kowia związane z niedoborem energii i wywołać działanie neuroprotekcyjne [17,40]. We wstępnych badaniach wykazano, że najsilniejszymi induktorami PGC-1α są emetyna, kefalina i anizomycyna, które są inhibitorami syntezy białek [4], jak również leki hipoglikemizujące z grupy tiazolidinedionów, np.: rosiglitazon czy pioglitazon, wykazujące działanie neuroprotekcyjne w chorobie Parkinsona [11]. Najczęściej stosowanymi induktorami PGC-1α w badaniach in vitro są glikokortykoidy oraz inhibitory rozpadu mikrotubul, np.: kolchicyna, taksol, nokodazol, czy podofilotoksyna, które zwiększają poziom jego ekspresji 2–5-krotnie [4].

Zaburzenia poziomu aminokwasów rozgałęzionych w HD

U osób z HD z objawami neurologicznymi wykazano istotne statystycznie obniżenie stężenia aminokwasów rozgałęzionych BCAA (branched-chain amino acids) w osoczu, przy czym nieznaczny spadek pojawiał się u osób bez tych objawów, w porównaniu z grupą kontrolną. Obniżenie stężenia BCAA korelowało z objawami dystonii i/lub mimowolnymi ruchami pląsawiczymi, a także ze spadkiem masy ciała, intensywniej zaznaczającym się wraz z zaawansowaniem choroby [25,43].

Aminokwasy rozgałęzione: leucyna, walina i izoleucyna, stanowią prawie 35% puli aminokwasów organizmu, z czego 14% buduje mięśnie szkieletowe [3]. Egzogenne aminokwasy są składnikiem białek strukturalnych i czynnościowych, a także biorą udział w procesach energetycznych, jako donory substratów cyklu Krebsa [3,8,30]. Po posiłku, 50% puli BCAA z pożywienia jest asymilowanych przez mięśnie szkieletowe. BCAA korzystnie wpływają na optymalizację metabolizmu bia- łek organizmu, przez hamowanie procesów katabolicznych, zwłaszcza rozpadu białek mięśni i na stymulację anabolizmu, głównie syntezę białek w mięśniach, wątrobie i mózgu [3]. Pośrednio optymalizują stężenie glukozy w surowicy krwi, a także innych metabolitów, w tym neuroprzekaźników w OUN [8,30,44]. BCAA są uważane za główny donor azotu w syntezie glutaminy i alaniny w mięśniach szkieletowych. Mechanizmy regulujące katabolizm BCAA mają korzystny wpływ na regulację genów kodujących białka zaangażowane w metabolizm kwasów tłuszczowych [8]. Udokumentowano korzystne działanie suplementacji diety w BCAA, którą stosowano w celu zahamowania proteolizy u osób z sepsą, a także w stanach wyczerpania po operacjach lub u osób z licznymi uszkodzeniami ciała [3]. Wpływ dotyczył poprawy procesów poznawczych, mowy i funkcji pisania u osób z encefalopatią i z rozległymi uszkodzeniami mózgu. W badaniach nad wpływem suplementacji BCAA u osób z uszkodzeniami mózgu wykazano znaczący wzrost ich stężenia już po 15 dniach podawania dożylnego oraz spadek stężenia tryptofanu w porównaniu do kontroli, gdzie odnotowano nieznaczny wzrost BCAA i tryptofanu [3]. Wykazano szczególny wpływ leucyny w regulacji wydzielania insuliny przez komórki (β) trzustki, nawet przy nieobecności glukozy [30]. Stabilizacja stężenia insuliny przez optymalizację procesów energetycznych może mieć znaczenie szczególnie korzystne dla komórek mózgu, zwłaszcza w chorobach neurodegeneracyjnych. W celu określenia znaczenia BCAA jako biomarkerów lub suplementów diety u osób z HD, potrzebne są dodatkowe badania.

Rola upośledzenia metabolizmu tryptofanu w patofizjologii HD

W procesie metabolizmu tryptofanu w szlaku kinureniny (KP) głównym enzymem jest monooksygenaza kinureniny (KMO), katalizująca hydroksylację L-kinureniny (KYN) do 3-hydroksykinureniny (3-HK) o działaniu neurotoksycznym (ryc. 2) [9,22,47]. W kolejnych etapach 3-HK ulega przekształceniom do neurotoksycznego kwasu chinolinowego (QUIN). KYN może być także modyfikowana przez aminotransferazę KYN do kwasu kinureninowego (KYNA) o działaniu neuroprotekcyjnym [22,47]. Upośledzenie metabolizmu tryptofanu jest jednym z kilku waż- nych mechanizmów przyczyniających się do obumierania MSN w HD. W mysim modelu HD wykazano nieprawidłowości KP, stwierdzono bowiem wzrost neurotoksycznych metabolitów 3-HK i QUIN niezależnie wzmagających ekscytotoksyczność w procesie aktywacji receptorów NMDAR. Po podaniu 3-HK i QUIN myszom bez mutacji w Htt (kontrola), wykazano uszkodzenie prążkowia charakterystyczne dla modelu mysiego HD [22,47]. Zablokowanie aktywności KMO, zmniejszało powstawanie 3-HK i skutki neurotoksyczności. W badaniach funkcjonalnych genomu drożdży, Saccharomyces cerevisiae, znaleziono 52 geny potę- gujące toksyczność tego białka w mechanizmie wzrostu poziomu stresu oksydacyjnego. Wykazano, że mHTT najsilniej wzmaga toksyczność genu bna4 drożdży (odpowiednika ludzkiego genu KMO). Znaleziono także wiele genów kodujących białka hamujące toksyczność mHTT. Poszukiwanie skutecznych inhibitorów KMO może przyczynić się do znalezienia nowych leków o działaniu neuroprotekcyjnym.

Deacetylazy histonowe, HDAC, wytwarzane przez mikroglej indukują transkrypcję genów KP i podnoszą poziom neurotoksycznego QUIN [22,41]. Odkrycie toksycznego wpływu HDAC pochodzenia mikroglejowego na wzrost ekspresji genów szlaku KP i KMO w MSN prążkowia, zapoczątkowało poszukiwania inhibitorów HDAC do zastosowania klinicznego [16,22,41]. Acetylacja i deacetylacja histonów (białek tworzących rusztowanie dla chromatyny), to procesy związane z modelowaniem struktury chromatyny. Acetylacja sprzyja rozluźnieniu chromatyny i indukcji transkrypcji, a deacetylacja to proces odwrotny, sprzyja hamowaniu transkrypcji i zwiększeniu upakowania chromatyny. Inhibitory HDAC klasy I i II wykazują działanie neuroprotekcyjne, podnosząc stężenia białek BDNF, SP1, TAFII130, HAT, CBP, p300/ CBP i hamując ekspresję genów szlaku KP [16,41].

Procesy patofizjologiczne przebiegające w OUN

Objawom klinicznym w HD towarzyszy wiele zróżnicowanych zmian umiejscowionych w wielu strukturach mózgu, głównie w prążkowiu i w zwojach podstawy. Najbardziej zmienionymi obszarami prążkowia są: jądro ogoniaste i skorupa, a w regionie zwojów podstawy: gałka blada wewnętrzna i zewnętrzna, jądro niskowzgó- rzowe i istota czarna [1,33,49]. Zmiany w tych obszarach zaburzają funkcjonowanie pętli podstawno-wzgórzowo- -korowych, związane zarówno z funkcjami ruchowymi jak i procesami pamięci oraz dotyczą uszkodzeń drogi bezpośredniej i pośredniej przekazywania impulsów w OUN [13,49]. W korze mózgowej dochodzi do utraty neuronów piramidowych warstwy III, V i VI, a wraz z progresją choroby obserwuje się także zmniejszenie objętości podwzgórza, hipokampa, móżdżku oraz wzgórza i jąder migdałowatych [1,33].

Wykazano, że największa liczba patologicznych procesów komórkowych dotyczy MSN, które stanowią, oprócz interneuronów, około 90% komórek prążkowia, i które w wyniku różnorodnych zmian patologicznych najwcześniej ulegają zniszczeniu [33]. W początkowym etapie choroby Huntingtona dochodzi do uszkodzenia MSN drogi pośredniej, co wiąże się z charakterystycznymi ruchami pląsawiczymi [49,54]. Impulsy hamujące przestają docierać z jądra ogoniastego i skorupy do gałki bladej zewnętrznej, więcej ich dociera bezpośrednio do jądra niskowzgórzowego. Oznacza to mniejsze pobudzenie wzgórza i zarazem większą stymulację zwrotną kory mózgowej (ryc. 3). Uszkodzenie drogi bezpośredniej doprowadza do zwiększenia zahamowania impulsów w obrębie wzgórza, a następnie zmniejszenia stymulacji zwrotnej kory mózgowej i może być odpowiedzialne za spowolnienie ruchowe obserwowane w zaawansowanej chorobie Huntingtona [26,49,58].

Przyczyną zmian neuropatologicznych w HD są zaburzenia neurotransmisji, które wiążą się z rozregulowaniem współdziałania układu glutaminergicznego z receptorami NMDAR i agonistą, glutaminianem oraz GABA-ergicznego i agonistą, kwasem γ-aminomasłowym. W zmienionych obszarach wykazano wybiórczy zanik GABA-ergicznych MSN [13,15,19,49]. W wielu badaniach wykazano zwią- zek aktywności mHTT ze wzrostem aktywności NMDAR oraz z uruchomieniem kaskady kaspaz i aktywacją kalpainy. Uruchomienie tych procesów prowadzi do śmierci MSN w wyniku ekscytotoksyczności. Wśród neuronów GABA-ergicznych najbardziej wrażliwe są neurony enkefalinowe z segmentów zewnętrznych gałki bladej oraz neurony bogate w substancję P, które łączą się z obszarem substancji czarnej [1,21,26]. Neurony bogate w substancję P z obszaru gałki bladej ulegają zniszczeniu w póź- nych stadiach choroby. Znaczny ich ubytek stwierdzano także w prążkowiu modelu mysiego, a interneurony cholinergiczne prążkowia, zawierające NADPH-diaforazy, somatostatynę i neuropeptyd były oporne na degradację [13,15,21,22,26,40]. U osób w okresie przedobjawowym, a także we wczesnych stadiach HD, obserwuje się także znaczące zmniejszenie ekspresji receptorów kannabinoidowych, dopaminowych i adenozynowych w komórkach prążkowia i gałki bladej, jeszcze przed utratą neuronów [1,59,60].

Mechanizm śmierci MSN prążkowia w procesie ekscytotoksyczności, jest związany ze wzrostem wewnątrzkomórkowego stężenia Ca+2 wskutek pobudzenia NMDAR przez aminokwasy ekscytotoksyczne, np. kwas glutaminowy i jego pochodne [9,14,19,20]. Zmiany poziomu jonów wapnia w cytoplazmie, powodują przejściowe wzmocnienie wzrostu ich poziomu synaptycznego i przekazanie do jądra, a następnie na dendryty i do przestrzeni międzysynaptycznych (ryc. 2). Przy braku GABAR i neuroprzekaźnika, po przyjęciu impulsu komórka nerwowa pozostaje w stanie silnego pobudzenia, bez możliwości jego wyciszenia. W wyniku zwiększenia stężenia jonów Ca+2 w komórce następuje aktywacja enzymów proteolitycznych, a także endonukleaz, które wzmagają wytwarzanie reaktywnych form tlenu i azotu. Następuje wówczas uruchomienie kaskady kaspaz i śmierć komórek w wyniku nekrozy, apoptozy lub autofagii [10,20,38,39]. Zaburzenia neurotransmisji z kory mózgowej do prążkowia po pobudzeniu NMDAR układu glutaminergicznego są związane z brakiem wychwytu i/lub degradacji glutaminianu oraz obniżeniem poziomu transportera glutaminianu (GLT- 1). Prowadzi to do wzrostu stężenia GLT-1 w przestrzeni zewnątrzkomórkowej i wzrostu stymulacji zarówno komórek glejowych, jak i prążkowia [14]. Ze względu na zaburzenia homeostazy jonów wapnia w komórce, utrzymujące się wewnątrzkomórkowo wysokie stężenie wapnia, towarzyszące pobudzeniu komórek prąż- kowia, aktywuje także wiele czynników, np. CREB, czy kinazy zależne od wapnia. Dochodzi wówczas do aktywacji wielu procesów wewnątrzkomórkowych nasilają- cych pobudzenie i prowadzących do śmierci komórek prążkowia w mechanizmie ekscytotoksyczności [9]. Doniesienia ostatnich lat zwracają szczególną uwagę na zaburzenia procesów energetycznych i wtórne upo- śledzenie metabolizmu energetycznego na poziomie komórkowym całego organizmu [4,43,45,46,57,64].

Procesy patologiczne przebiegające poza OUN

Badania obrazujące zmiany na poziomie komórkowym w całym organizmie prowadzono na myszach transgenicznych R6/1, R6/2, R6/5, ze zmutowanym genem Htt, o zróżnicowanej długości fragmentu polimorficznego: R6/1, (CAG)115, R6/2, (CAG)145 i R6/5, (CAG)128-156 [53,62]. Zwierzęta te w okresie 5-10 tygodni rozwijają fenotypowo charakterystyczne dla HD zmiany neurologiczne, obejmujące ruchy mimowolne oraz spadek masy ciała. U myszy transgenicznych zlokalizowano wewnątrzjądrowe skupiska zawierające nieprawidłowe białko huntingtyny w komórkach wielu narządów, tj.: mięśni szkieletowych, serca, wątroby, trzustki, nadnerczy, nerek, ścian żołądka i dwunastnicy.

W badaniach biopsji mięśni i fibroblastów pobranych od osób w okresie przedobjawowym, wykazano zmiany biochemiczne oraz strukturalne [35,51,60,64]. W komórkach mięśni stwierdzono niedobór mitochondrialnego kompleksu IV, a w hodowli fibroblastów, wykazano upośledzenie mitochondrialnych procesów oddychania komórkowego [51,60]. W badaniach skrawków pochodzących z różnych narządów ludzkich z zastosowaniem hybrydyzacji in situ, wykazano niski poziom mHTT oraz obecność agregatów jądrowych tego białka w komórkach wątroby i trzustki [51]. Atrofia mięśni szkieletowych, ubytek masy ciała oraz często opisywana niedomoga mitochondrialnych procesów oddychania komórkowego, zwracają uwagę badaczy na zmiany metabolizmu energetycznego także poza układem nerwowym, które mogą się pojawić jako pierwsze symptomy choroby [25,35,36,37,43]. Zmiany wymagają jednak weryfikacji swoistości i powinny być przeprowadzone w badaniach z udziałem większej liczby osób w toku badań nad biomarkerami HD. W przebiegu HD dochodzi ponadto do dysfunkcji wielu procesów fizjologicznych, np. wchłaniania pokarmów, trawienia, wydzielania śliny, upośledzenia aktywno- ści enzymów szlaku mocznikowego w wątrobie, zaburzenia homeostazy glukozy przy braku obniżonego stężenia insuliny. W pracach przeglądowch opisywano zróżnicowanie stężenia hormonów, np.: somatostatyny, glukagonu, testosteronu, kortyzolu w surowicy osób z HD. Na modelach zwierzęcych opisywano podobne jak u ludzi zaburzenia homeostazy glukozy, ale z obniżeniem stężenia insuliny, a także nieznaczny spadek masy narządów, tj. wątroby, serca i nerek [51,60]. Odkrycie zmian metabolizmu energetycznego na poziomie komórkowym poza układem nerwowym, stwarza szansę na znalezienie czułych biomarkerów biochemicznych i molekularnych na bardzo wczesnym etapie rozwoju choroby.

Obszary poszukiwania biomarkerów

Progresja choroby Huntingtona jest zazwyczaj powolna, pierwsze jej objawy kliniczne, w postaci zmian osobowości, depresji, czy zmian neurologicznych są nieswoiste. Utrudnia to rozpoznanie choroby, zwłaszcza w przypadkach pierwszego pojawienia się jej w rodzinie, a retrospektywnie umożliwia identyfikację pierwszych zmian patologicznych, znacznie wyprzedzających objawy charakterystyczne w HD.

Od kilku lat w ramach europejskiej sieci badań choroby Huntingtona, EHDN, prowadzone są wielokierunkowe badania mające na celu wyznaczenie czułych i swoistych biomarkerów pozwalających na śledzenie różnego rodzaju zmian, np. biochemicznych przez analizę stężenia enzymów, metabolitów; zmian fizjologicznych, takich jak: szybkość ruchów nastawczych gałek ocznych, tzw. sakadycznych [2], czy zmian strukturalnych, np. wielkość struktur mózgu [33], a także zmian na poziomie molekularnym, np.: ekspresji genów zwią- zanych z procesami patologicznymi [6,36,50]. Ustalenie grupy biomarkerów oraz walidacja stosowanych metod pozwoli na uzyskiwanie wiarygodnych wyników badań wieloośrodkowych. W poszukiwaniu biomarkerów, istotna jest dostępność materiału klinicznego oraz czułość, swoistość i bezpieczeństwo stosowanych metod badawczych. W badaniach biomarkerów biochemicznych i molekularnych najczęściej stosowane materiały kliniczne to krew, płyn mózgowo-rdzeniowy, mocz, rzadziej bioptaty skóry lub mięśni. Badania dotyczą określania poziomu mediatorów stanu zapalnego [60], BCAA [25,43], metabolitów cholesterolu [37], ekspresji tzw. markerowych genów [6,36,50], BDNF i innych metabolitów [7,22].

Zastosowanie wielu strategii badawczych w poznawaniu mechanizmów patofizjologii HD może umożliwić opracowanie nowych metod wczesnej diagnozy i nowych kierunków terapii, które mogłyby zahamować lub wyraźnie spowolnić rozwój choroby na bardzo wczesnym etapie.

Podsumowanie

Zastosowanie najnowszych technik biologii molekularnej i technik obrazowania umożliwiło identyfikację zmian procesów fizjologicznych na poziomie komórkowym w i poza OUN i uwidoczniło złożony obraz zmian w chorobie Huntingtona. Obliguje to do postrzegania tej choroby jako systemowej całego organizmu, a nie jako choroby jedynie układu nerwowego, co powinno rozszerzyć współpracę wielu specjalistów w procesie diagnostyki i leczenia zmian patologicznych u osób z HD.

Przypisy

• 1. Allen K.L., Waldvogel H.J., Glass M., Faull R.L.: Cannabinoid (CB1),GABAA and GABAB receptor subunit changes in the globus pallidus inHuntington’s disease. J. Chem. Neuroanat., 2009; 37: 266-281
  Google Scholar
• 2. Antoniades C.A., Altham P.M., Mason S.L., Barker R.A., CarpenterR.: Saccadometry: a new tool for evaluating presymptomatic Huntingtonpatients. Neuroreport, 2007; 18: 1133-1136
  Google Scholar
• 3. Aquilani R., Iadarola P., Contardi A., Boselli M., Verri M., PastorisO., Boschi F., Arcidiaco P., Viglio S.: Branched-chain amino acidsenhance the cognitive recovery of patients with severe traumaticbrain injury. Arch. Phys. Med. Rehabil., 2005; 86: 1729-1735
  Google Scholar
• 4. Arany Z., Wagner B.K., Ma Y., Chinsomboon J., Laznik D., SpiegelmanB.M.: Gene expression-based screening identifies microtubuleinhibitors as inducers of PGC-1α and oxidative phosphorylation.Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2008; 105: 4721-4726
  Google Scholar
• 5. Atwal R.S., Xia J., Pinchev D., Taylor J., Epand R.M., Truant R.:Huntingtin has a membrane association signal that can modulatehuntingtin aggregation, nuclear entry and toxicity. Hum. Mol. Genet.,2007; 16: 2600-2615
  Google Scholar
• 6. Borovecki F., Lovrecic L., Zhou J., Jeong H., Then F., Rosas H.D.,Hersch S.M., Hogarth P., Bouzou B., Jensen R.V., Krainc D.: Genome–wide expression profiling of human blood reveals biomarkers forHuntington’s disease. Proc. Natl. Acad Sci. USA, 2005; 102: 11023-11028
  Google Scholar
• 7. Borrell-Pages M., Canals J.M., Cordelieres F.P., Parker J.A., PinedaJ.R., Grange G., Bryson E.A., Guillermier M., Hirsch E., HantrayeP., Cheetham M.E., Néri C., Alberch J., Brouillet E., Saudou F., HumbertS.: Cystamine and cysteamine increase brain levels of BDNF inHuntington disease via HSJ1b and transglutaminase. J. Clin. Invest.,2006; 116: 1410-1424
  Google Scholar
• 8. Brosnan J.T., Brosnan M.E.: Branched-chain amino acids: enzymeand substrate regulation. J. Nutr., 2006; 136 (Suppl. 1): 207S-211S
  Google Scholar
• 9. Browne S.E.: Mitochondria and Huntington’s disease pathogenesis:insight from genetic and chemical models. Ann. N.Y. Acad.Sci. 2008; 1147: 358-382
  Google Scholar
• 10. Bubko I., Gruber B.M., Anuszewska E.L.: The role of the proteasomefor therapy of incurable diseases. Postępy Hig. Med. Dośw.,2010; 64: 314-325
  Google Scholar
• 11. Carta A.R., Pisanu A.: Modulating microglia activity with PPAR-γagonists: a promising therapy for Parkinson’s disease? Neurotox.Res., 2013; 23: 112-123
  Google Scholar
• 12. Caviston J.P., Holzbaur E.L.: Huntingtin as an essential integratorof intracellular vesicular trafficking. Trends Cell Biol., 2009;19: 147-155
  Google Scholar
• 13. Charrin B.C., Saudou F., Humbert S.: Axonal transport failurein neurodegenerative disorders: the case of Huntington’s disease.Pathol. Biol., 2005; 53: 189-192
  Google Scholar
• 14. Chen L.L., Wu J.C., Wang L.H., Wang J., Qin Z.H., Difiglia M., LinF.: Rapamycin prevents the mutant huntingtin-suppressed GLT-1expression in cultured astrocytes. Acta Pharmacol Sin., 2012; 33:385-392
  Google Scholar
• 15. Cho S.R., Benraiss A., Chmielnicki E., Samdani A., Economides A.,Goldman S.A.: Induction of neostriatal neurogenesis slows diseaseprogression in a transgenic murine model of Huntington disease. J.Clin. Invest., 2007; 117: 2889-2902
  Google Scholar
• 16. Chuang D.M., Leng Y., Marinova Z., Kim H.J., Chiu C.T.: Multipleroles of HDAC inhibition in neurodegenerative conditions. TrendsNeurosci., 2009; 32: 591-601
  Google Scholar
• 17. Cui L., Jeong H., Borovecki F., Parkhurst C.N., Tanese N., KraincD.: Transcriptional repression of PGC-1α by mutant huntingtinleads to mitochondrial dysfunction and neurodegeneration. Cell,2006; 127: 59-69
  Google Scholar
• 18. Domercq M., Matute C.: Neuroprotection by tetracyclines.Trends Pharmacol. Sci., 2004; 25: 609-612
  Google Scholar
• 19. Doria J.G., de Souza J.M., Andrade J.N., Rodrigues H.A., GuimaraesI.M., Carvalho T.G., Guatimosim C., Dobransky T., Ribeiro F.M.: ThemGluR5 positive allosteric modulator, CDPPB, ameliorates pathologyand phenotypic signs of a mouse model of Huntington’s disease.Neurobiol Dis., 2015; 73: 163-173
  Google Scholar
• 20. Fernandes H.B., Baimbridge K.G., Church J., Hayden M.R., RaymondL.A.: Mitochondrial sensitivity and altered calcium handlingunderlie enhanced NMDA-induced apoptosis in YAC128 model ofHuntington’s disease. J. Neurosci., 2007; 27: 13614-13623
  Google Scholar
• 21. Ferrante R.J.: Mouse models of Huntington’s disease and methodologicalconsiderations for therapeutic trials. Biochim. Biophys.Acta, 2009; 1792: 506-520
  Google Scholar
• 22. Finkbeiner S., Cuervo A.M., Morimoto R.I., Muchowski P.J.: Disease-modifyingpathways in neurodegeneration. J. Neurosci., 2006;26: 10349-10357
  Google Scholar
• 23. Gao Y.G., Yan X.Z., Song A.X., Chang Y.G., Gao X.C., Jiang N., ZhangQ., Hu H.Y.: Structural insights into the specific binding of huntingtinproline-rich region with the SH3 and WW domains. Structure,2006; 14: 1755-1765
  Google Scholar
• 24. Group THsDCR: A novel gene containing a trinucleotide repeatthat is expanded and unstable on Huntington’s disease chromosomes.Cell, 1993; 72: 971-983
  Google Scholar
• 25. Gruber B., Kłaczkow G., Jaworska M., Krzysztoń-Russjan J., AnuszewskaE.L., Zielonka D., Klimberg A., Marcinkowski J.T.: Huntington’disease – imbalance of amino acid levels in plasma of patientsand mutation carriers. Ann. Agric. Environ. Med., 2013; 20: 779-783
  Google Scholar
• 26. Gulyás B., Sovago J., Gomez-Mancilla B., Jia Z., Szigeti C., GulyaK., Schumacher M., Maguire R.P., Gasparini F., Halldin C.: Decreaseof mGluR5 receptor density goes parallel with changes in enkephalinand substance P immunoreactivity in Huntington’s disease: a preliminary investigation in the postmortem human brain. BrainStruct. Funct., 2015; 220: 3043-3051
  Google Scholar
• 27. Guo X., Disatnik M.H., Monbureau M., Shamloo M., Mochly-RosenD., Qi X.: Inhibition of mitochondrial fragmentation diminishesHuntington’s disease-associated neurodegeneration. J. Clin. Invest.,2013; 123: 5371-5388
  Google Scholar
• 28. Gusella J.F., Macdonald M.: Genetic criteria for Huntington’sdisease pathogenesis. Brain Res. Bull., 2007; 72: 78-82
  Google Scholar
• 29. Gusella J.F., MacDonald M.E.: Huntington’s disease: the case forgenetic modifiers. Genome Med., 2009; 1: 80
  Google Scholar
• 30. Harris R.A., Joshi M., Jeoung N.H., Obayashi M.: Overview of themolecular and biochemical basis of branched-chain amino acid catabolism.J. Nutr., 2005; 135 (Suppl. 6): 1527S-1530S
  Google Scholar
• 31. Jiang Y.J., Che M.X., Yuan J.Q., Xie Y.Y., Yan X.Z., Hu H.Y.: Interactionwith polyglutamine-expanded huntingtin alters cellulardistribution and RNA processing of huntingtin yeast two-hybridprotein A (HYPA). J. Biol. Chem., 2011; 286: 25236-25245
  Google Scholar
• 32. Kaltenbach L.S., Romero E., Becklin R.R., Chettier R., Bell R.,Phansalkar A., Strand A., Torcassi C., Savage J., Hurlburt A., Cha G.H.,Ukani L., Chepanoske C.L., Zhen Y., Sahasrabudhe S. i wsp.: Huntingtininteracting proteins are genetic modifiers of neurodegeneration.PLoS Genet., 2007; 3: e82
  Google Scholar
• 33. Kassubek J., Juengling F.D., Ecker D., Landwehrmeyer G.B.: Thalamicatrophy in Huntington’s disease co-varies with cognitive performance:a morphometric MRI analysis. Cereb. Cortex, 2005; 15: 846-853
  Google Scholar
• 34. Kim M.W., Chelliah Y., Kim S.W., Otwinowski Z., BezprozvannyI.: Secondary structure of Huntingtin amino-terminal region. Structure,2009; 17: 1205-1212
  Google Scholar
• 35. Kosinski C.M., Schlangen C., Gellerich F.N., Gizatullina Z., DeschauerM., Schiefer J., Young A.B., Landwehrmeyer G.B., ToykaK.V., Sellhaus B., Lindenberg K.S.: Myopathy as a first symptom ofHuntington’s disease in a Marathon runner. Mov. Disord., 2007; 22:1637-1640
  Google Scholar
• 36. Krzysztoń-Russjan J., Zielonka D., Jackiewicz J., Kuśmirek S.,Bubko I., Klimberg A., Marcinkowski J.T., Anuszewska E.L.: A studyof molecular changes relating to energy metabolism and cellularstress in people with Huntington’s disease: looking for biomarkers.J. Bioenerg. Biomembr., 2013; 45: 71-85
  Google Scholar
• 37. Leoni V., Mariotti C., Tabrizi S.J., Valenza M., Wild E.J., HenleyS.M., Hobbs N.Z., Mandelli M.L., Grisoli M., Björkhem I., Cattaneo E.,Di Donato S.: Plasma 24S-hydroxycholesterol and caudate MRI in pre–manifest and early Huntington’s disease. Brain, 2008; 131: 2851-2859
  Google Scholar
• 38. Li S.H., Li X.J.: Huntingtin and its role in neuronal degeneration.Neuroscientist, 2004; 10: 467-475
  Google Scholar
• 39. Maiese K., Chong Z.Z., Shang Y.C., Wang S.: Targeting diseasethrough novel pathways of apoptosis and autophagy. Expert Opin.Ther. Targets, 2012; 16: 1203-1214
  Google Scholar
• 40. McGill J.K., Beal M.F.: PGC-1α, a new therapeutic target in Huntington’sdisease? Cell, 2006; 127: 465-468
  Google Scholar
• 41. Mielcarek M., Landles C., Weiss A., Bradaia A., Seredenina T.,Inuabasi L., Osborne G.F., Wadel K., Touller C., Butler R., RobertsonJ., Franklin S.A., Smith D.L., Park L., Marks P.A. i wsp.: HDAC4 reduction:a novel therapeutic strategy to target cytoplasmic huntingtinand ameliorate neurodegeneration. PLoS Biol., 2013; 11: e1001717
  Google Scholar
• 42. Milakovic T., Johnson G.V.: Mitochondrial respiration and ATPproduction are significantly impaired in striatal cells expressingmutant huntingtin. J. Biol. Chem., 2005; 280: 30773-30782
  Google Scholar
• 43. Mochel F., Charles P., Seguin F., Barritault J., Coussieu C., PerinL., Le Bouc Y., Gervais C., Carcelain G., Vassault A., Feingold J., RabierD., Durr A.: Early energy deficit in Huntington disease: identificationof a plasma biomarker traceable during disease progression.PLoS One, 2007; 2: e647
  Google Scholar
• 44. Mori M., Adachi Y., Mori N., Kurihara S., Kashiwaya Y., KusumiM., Takeshima T., Nakashima K.: Double-blind crossover study ofbranched-chain amino acid therapy in patients with spinocerebellardegeneration. J. Neurol. Sci., 2002; 195: 149-152
  Google Scholar
• 45. Naia L., Ferreira I.L., Cunha-Oliveira T., Duarte A.I., Ribeiro M.,Rosenstock T.R., Laço M.N., Ribeiro M.J., Oliveira C.R., Saudou F.,Humbert S., Rego A.C.: Activation of IGF-1 and insulin signalingpathways ameliorate mitochondrial function and energy metabolismin Huntington’s Disease human lymphoblasts. Mol. Neurobiol.,2015; 51: 331-348
  Google Scholar
• 46. Napoli E., Wong S., Hung C., Ross-Inta C., Bomdica P., Giulivi C.:Defective mitochondrial disulfide relay system, altered mitochondrialmorphology and function in Huntington’s disease. Hum. Mol.Genet., 2013; 22: 989-1004
  Google Scholar
• 47. Perez-De La Cruz V., Santamaria A.: Integrative hypothesis forHuntington’s disease: a brief review of experimental evidence. Physiol.Res., 2007; 56: 513-526
  Google Scholar
• 48. Quarrell O.W., Rigby A.S., Barron L., Crow Y., Dalton A., DennisN., Fryer A.E., Heydon F., Kinning E., Lashwood A., Losekoot M., MargerisonL., McDonnell S., Morrison P.J., Norman A., Peterson M., RaymondF.L., Simpson S., Thompson E., Warner J.: Reduced penetrancealleles for Huntington’s disease: a multi-centre direct observationalstudy. J. Med. Genet., 2007; 44: e68
  Google Scholar
• 49. Reinius B., Blunder M., Brett F.M., Eriksson A., Patra K., JonssonJ., Jazin E., Kullander K.: Conditional targeting of medium spinyneurons in the striatal matrix. Front Behav Neurosci., 2015; 9: 71
  Google Scholar
• 50. Runne H., Kuhn A., Wild E.J., Pratyaksha W., Kristiansen M., IsaacsJ.D., Régulier E., Delorenzi M., Tabrizi S.J., Luthi-Carter R.: Analysisof potential transcriptomic biomarkers for Huntington’s diseasein peripheral blood. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2007; 104: 14424-14429
  Google Scholar
• 51. Sassone J., Colciago C., Cislaghi G., Silani V., Ciammola A.: Huntington’sdisease: the current state of research with peripheral tissues.Exp. Neurol., 2009; 219: 385-397
  Google Scholar
• 52. Semaka A., Kay C., Belfroid R.D., Bijlsma E.K., Losekoot M., vanLangen I.M., van Maarle M.C., Oosterloo M., Hayden M.R., van BelzenM.J.: A new mutation for Huntington disease following maternaltransmission of an intermediate allele. Eur. J. Med. Genet.,2015; 58: 28-30
  Google Scholar
• 53. Seong I.S., Woda J.M., Song J.J., Lloret A., Abeyrathne P.D., WooC.J., Gregory G., Lee J.M., Wheeler V.C., Walz T., Kingston R.E., GusellaJ.F., Conlon R.A., MacDonald M.E.: Huntingtin facilitates polycombrepressive complex 2. Hum. Mol. Genet., 2010; 19: 573-583
  Google Scholar
• 54. Shoulson I., Young A.B.: Milestones in huntington disease. Mov.Disord., 2011; 26: 1127-1133
  Google Scholar
• 55. Sipilä J.O., Hietala M., Siitonen A., Päivärinta M., Majamaa K.:Epidemiology of Huntington’s disease in Finland. Parkinsonism Relat.Disord., 2015; 21: 46-49
  Google Scholar
• 56. St-Pierre J., Drori S., Uldry M., Silvaggi J.M., Rhee J., Jäger S.,Handschin C., Zheng K., Lin J., Yang W., Simon D.K., Bachoo R., SpiegelmanB.M.: Suppression of reactive oxygen species and neurodegenerationby the PGC-1 transcriptional coactivators. Cell, 2006;127: 397-408
  Google Scholar
• 57. Strand A.D., Aragaki A.K., Shaw D., Bird T., Holton J., Turner C.,Tapscott S.J., Tabrizi S.J., Schapira A.H., Kooperberg C., Olson J.M.:Gene expression in Huntington’s disease skeletal muscle: a potentialbiomarker. Hum. Mol. Genet., 2005; 14: 1863-1876
  Google Scholar
• 58. Szczudlik A., Rudzińska M., Zielonka D.: Choroba Huntingtona –obecny stan wiedzy. Pol. Prz. Neur., 2008; 4 (Suppl. A): 95-97
  Google Scholar
• 59. Tebano M.T., Martire A., Chiodi V., Ferrante A., Popoli P.: Roleof adenosine A2A receptors in modulating synaptic functions andbrain levels of BDNF: a possible key mechanism in the pathophysiologyof Huntington’s disease. ScientificWorldJournal, 2010; 10:1768-1782
  Google Scholar
• 60. van der Burg J.M., Björkqvist M., Brundin P.: Beyond the brain:widespread pathology in Huntington’s disease. Lancet Neurol.,2009; 8: 765-774
  Google Scholar
• 61. Vassos E., Panas M., Kladi A., Vassilopoulos D.: Effect of CAGrepeat length on psychiatric disorders in Huntington’s disease. J.Psychiatr. Res., 2008; 42: 544-549
  Google Scholar
• 62. Villar-Menéndez I., Blanch M., Tyebji S., Pereira-Veiga T., AlbasanzJ.L., Martín M., Ferrer I., Pérez-Navarro E., Barrachina M.: Increased5-methylcytosine and decreased 5-hydroxymethylcytosinelevels are associated with reduced striatal A2AR levels in Huntington’sdisease. Neuromolecular Med., 2013; 15: 295-309
  Google Scholar
• 63. Walker F.O.: Huntington’s disease. Lancet, 2007; 369: 218-228
  Google Scholar
• 64. Weydt P., Pineda V.V., Torrence A.E., Libby R.T., Satterfield T.F.,Lazarowski E.R., Gilbert M.L., Morton G.J., Bammler T.K., Strand A.D.,Cui L., Beyer R.P., Easley C.N., Smith A.C., Krainc D., Luquet S., SweetI.R., Schwartz M.W., La Spada A.R.: Thermoregulatory and metabolicdefects in Huntington’s disease transgenic mice implicatePGC-1α in Huntington’s disease neurodegeneration. Cell Metab.,2006; 4: 349-362
  Google Scholar
• 65. Zielonka D.: Objawy, patogeneza i dostępne obecnie możliwościleczenia farmakologicznego choroby Huntingtona. Europejska SiećChoroby Huntingtona. Neuropsychiatr. Neuropsychol., 2009; 4: 10-16
  Google Scholar

Pełna treść artykułu