Abstrakt

Peptyd galaninopodobny (GALP) wyizolowano po raz pierwszy ze świńskiego podwzgórza w 1999 r. na podstawie jego zdolności do aktywacji receptorów galaninowych w warunkach in vitro. Intensywne badania przyczyniły się do znaczącego poszerzenia wiedzy dotyczącej tego neuropeptydu. Wykazano, iż głównym miejscem ekspresji nowo odkrytego hormonu jest niewielka populacja neuronów jądra łukowatego (ARC) oraz pituicyty tylnego płata przysadki. W ekspresji GALP pośredniczą dobrze scharakteryzowane, sprzężone z białkiem G, receptory galaninowe. To, że tylko 13 aminokwasów z cząsteczki GALP wykazuje homologię z sekwencją aminokwasową galaniny sugeruje jednak, że peptyd ten może wchodzić w interakcje z własnym, dotychczas niezidentyfikowanym receptorem. GALP zaliczono do rosnącej listy neuropeptydów, które odgrywają główną rolę w regulacji poboru pokarmu, równowagi energetycznej i osi reprodukcyjnej. Sugeruje się, że peptyd ten może pełnić rolę integrującą bilans energetyczny z procesami kontrolującymi funkcje rozrodcze. W pracy omówiono biosyntezę, strukturę GALP i jego receptorów, ze szczególnym uwzględnieniem roli tego neuropeptydu. Praca jest próbą podsumowania wielu przeprowadzonych do tej pory badań in vitro oraz in vivo poświęconych mechanizmom działania GALP.

Wprowadzenie

Już w latach osiemdziesiątych ub.w. badacze sugerowali istnienie nowego peptydu, strukturalnie spokrewnionego z galaniną (GAL) [56,72]. Wyizolowano go z podwzgórza świni i zidentyfikowano dopiero w 1999 r. [50], a więc szesnaście lat po odkryciu GAL [72]. Znane były już wówczas trzy receptory galaninowe – Gal1, Gal2 oraz Gal3 [76]. Nowa molekuła, należąca do rodziny GAL, została odkryta dzięki preferencyjnemu wiązaniu z receptorem Gal2 i następowej jego aktywacji [50]. Wyizolowana proteina, o prostym łańcuchu zbudowanym z sześćdziesięciu aminokwasów, została określona jako „peptyd galaninopodobny” (galanin-like peptide; GALP) ze względu na podobieństwo fragmentu jego sekwencji Gly9 -Pro21 do N-terminalnego fragmentu łańcucha galaniny (Gly1 -Pro13). Jest to region konserwatywny międzygatunkowo, odpowiadający za zdolność wiązania GALP z receptorami galaninowymi [9,50,64]. Drugim regionem w budowie cząsteczki GALP, charakteryzującym się wysokim stopniem niezmienności aminokwasowej jest fragment 38-54, który przypuszczalnie może być miejscem wiązania neuropeptydu do swoistego dla GALP receptora [50,55].

GALP wywodzi się z odrębnego genu niż gen GAL [50]. U ludzi gen ten jest kodowany na chromosomie 19-19q12.13, natomiast dla galaniny na chromosomie 11- 11q13.3 [38]. Gen GALP składa się z sześciu eksonów. Ekson 1 jest eksonem niekodującym. PreproGALP (prepropeptyd galaninopodobny) – cząsteczka prekursorowa, z której powstaje GALP, jest kodowana przez eksony 2-6. Część sekwencji, homologiczna z sekwencją aminokwasową cząsteczki galaniny (9-21), jest kodowana przez ekson 3 [8]. Wstępem do biosyntezy peptydu galaninopodobnego jest aktywacja genu preproGALP. Następnie zachodzi proces translacji prowadzący do powstania preprohormonu – preproGALP (składającego się ze 115-120 aminokwasów), pakowanego do pęcherzyków ziarnistych (dense core vesicles). W wyniku enzymatycznego rozszczepienia cząsteczki prekursorowej, z fragmentu 25-84, powstaje właściwy GALP [8]. Do tej pory, dzięki technice klonowania molekularnego, sekwencja aminokwasowa cząsteczki GALP została określona dla ludzi, szczurów, myszy oraz małp z rodzaju makaków [9,22,50].

Cząsteczka GALP pochodząca od małp makaków wykazuje najwieksze podobieństwo do sekwencji ludzkiego GALP – rzędu 95% [8]. GALP, w przeciwieństwie do GAL i wielu innych neuropeptydów, nie ma amidowanego końca C. Natomiast sekwencja GALP obejmuje miejsce możliwego proteolitycznego cięcia, które może prowadzić do tworzenia krótszych, C-terminalnie amidowanych peptydów. Ponadto, dwa pierwsze aminokwasy ludzkiego GALP mogą być usunięte przez dipeptydylo-peptydazę IV [35]. Jednocześnie, w wyniku alternatywnego składania (po wykluczeniu eksonu 3), powstaje inny neuropeptyd, nazwany „alaryną” ze wzgledu na występowanie na N-końcu – alaniny i C-końcu – seryny [59]. Peptyd ten zawiera jedynie 5 takich samych aminokwasów na N-terminalnym końcu jak w przypadku GALP. Pozostałe 20 aminokwasów alaryny nie wykazuje homologii do żadnego ze znanych peptydów [58]. Alarynie przypisuje się rolę neuromodulatora modyfikującego mikrokrążenie w skórze [59]. Niedawno wykryto również jej właściwości przeciwbakteryjne [75].

Umiejscowienie GALP w ośrodkowym układzie nerwowym i tkankach obwodowych

W przeciwieństwie do GAL, której występowanie w obrębie ośrodkowego układu nerwowego (OUN) jest bardzo szerokie [6,47,48], umiejscowienie perikarionów syntetyzujących GALP jest bardziej restrykcyjne i ogranicza się u ssaków (myszy, szczurów, makaków) do niewielkiej populacji neuronów jądra łukowatego (ARC) oraz pituicytów tylnego płata przysadki [8,22,30,37,63,78]. Istnieją jednak pewne odstępstwa od tych obserwacji, poczynionych technikami immunohistochemicznymi lub metodą hybrydyzacji in situ. Whitelaw i wsp. nie stwierdzili obecności mRNA dla GALP w obrębie podwzgórza i przysadki owiec [79].

Jądro łukowate jest głównym miejscem neuronów wytwarzających mRNA dla GALP. Takatsu i wsp. metodami immunohistochemicznymi, wykorzystując przeciwciała monoklonalne oddziałujące z N-terminalnym fragmentem GALP (1-9) wykazali, że występowanie tego neuropeptydu u szczurów jest bardzo charakterystyczne dla obszaru okołokomorowego (środkowo-tylnego) ARC, podobnie jak w przypadku neuronów syntetyzujących AgRP/NPY (białko agouti/neuropeptyd Y) [67]. Obserwacje te potwierdzili techniką hybrydyzacji in situ wykorzystując sondę znakowaną digoksygeniną. Za pomocą mikroskopii immunoelektronowej Guan i wsp. zbadali ultrastrukturę neuronów syntetyzujących GALP w obrębie ARC szczura [17]. Autorzy zasugerowali możliwość autoregulacyjnego wydzielania GALP, uzasadniając tę hipotezę istnieniem synaps akso-aksonalnych i hamowania presynaptycznego. U makaków dystrybucja mRNA GALP w obrębie ARC wykazuje znaczne podobieństwo do opisywanej u szczurów: większość komórek jest skupiona w ogonowej części ARC [8]. Natomiast u myszy stwierdzono większe zagęszczenie mRNA GALP w bocznej części jądra łukowatego, co przypomina rozmieszczenie mRNA GAL [22].

Komórki wytwarzające GALP występują również u ssaków w części tylnej przysadki, choć nie tak licznie jak w ARC. Nie zaobserwowano ich obecności ani w przednim, ani pośrednim płacie przysadki [8,15,63]. Fujiwara i wsp. za pomocą metod immunocytochemicznych dokładnie zlokalizowali GALP w przysadce szczura w cytoplazmie komórek glejowych – pituicytów. W komórkach tych nie zaobserwowano zapasów ziarnistości GALP, co może sugerować, że wydzielanie tego neuropeptydu ma charakter konstytutywny (wydzielanie ciągłe). Badania przeprowadzone na makakach nie potwierdzają czy, podobnie jak u szczurów, komórkami wykazującymi ekspresję mRNA dla GALP w obrębie tylnej części przysadki są pituicyty [8].

GALP wykryto także w komórkach pochodzących z glejaków ludzkiego mózgu [2]. Dokładne rozmieszczenie GALP w obrębie OUN człowieka pozostaje jednak nadal wyzwaniem dla zespołów badawczych. Konieczne są szczegółowe badania mózgu post mortem. Obecnie modelem zwierzęcym najbardziej zbliżonym do ludzkiej anatomii i fizjologii, wykorzystywanym w pracach doświadczalnych dotyczących GALP, pozostaje małpa z rodziny makakowatych. Niewiele jest prac poświęconych występowaniu GALP w  tkankach obwodowych. GALP jest obecny w  jelicie cienkim świni [50]. Obecność mRNA dla GALP stwierdzono także w skórze i grasicy u myszy [59]. Nie wiadomo, czy tkanki te mogą uwalniać GALP do krążenia ogólnego. GALP jest co prawda wykrywany we krwi obwodowej u myszy (>400 pg/ml), skąd szybko przenika przez barierę krew-mózg do płynu mózgowo-rdzeniowego, przypuszcza się jednak, że źródłem osoczowego GALP może być tylny płat przysadki [27].

Współwystępowanie i interakcje GALP z innymi neuromodulatorami

Aksony podwzgórzowych neuronów zawierających GALP tworzą szeroką sieć, docierającą do wielu struktur OUN. Przeprowadzone badania pozwoliły na wyodrębnienie trzech głównych kierunków projekcji immunoreaktywnych (IR) GALP-ergicznych włókien nerwowych:

1) przyśrodkowy obszar przedwzrokowy (mPOA) oraz jądro macierzyste prążka krańcowego (BST);

2) część drobnokomórkowa jądra przykomorowego (pPVN);

3) boczne podwzgórze (LtH) [70,71].

W mPOA i BST neurony zawierające GALP mają ścisły kontakt z neuronami zawierającymi gonadoliberynę (gonadotropin- releasing hormone;GnRH) [70]. Wykorzystując transgeniczne szczury, z ekspresją białka fluoroscencyjnego w neuronach GnRH, Takenoya i wsp. stwierdzili, że GALP-pozytywne zakończenia neuronów kontaktują się z nimi na poziomie synaps aksosomatycznych i aksodendrytycznych [70].

Większość neuronów wytwarzających GALP (ponad 85%) w obrębie ARC szczurów wykazuje ekspresję receptora leptyny [67], a ponad 9% – receptora oreksyny typu 1 – OxR1 [68]. Podobne rezultaty otrzymano u naczelnych – makaków. Za pomocą podwójnej hybrydyzacji in situ Cunningham i wsp. wykazali, że prawie wszystkie komórki (98%) wykazujące ekspresję mRNA GALP w ARC, charakteryzują się także ekspresją mRNA długiej postaci receptora leptyny (Ob-Rb) [8]. U naczelnych stwierdzono dodatkowo, że neurony GALP wykazują ekspresję receptora serotoninowego 5-HT2C oraz NPY1R, który jako jeden z sześciu receptorów NPY jest najbardziej zaangażowany w regulację homeostazy energetycznej [9,52]. U szczurów aksony neuronów zawierających NPY oraz oreksyny tworzą synapsy z neuronami zawierającymi GALP w jądrze łukowatym [69,71]. Takenoya i wsp. odkryli też, że około 10% neuronów wykazujących ekspresję GALP zawiera jednocześnie hormon stymulujący alfa-melanocyty (α-MSH) [69]. Natomiast mimo pewnego strukturalnego podobień- stwa, GALP i GAL nie współwystępują w neuronach jądra łukowatego [37]. Istnieją również prace sugerujące obecność synaps z neuronami dopaminergicznymi [26,73].

Hormonalna modulacja ekspresji GALP mRNA w podwzgórzu i przysadce

Fraley zbadał wpływ glukodeprywacji wywołanej podawaniem 2-deoksy-D-glukozy (2DG), na poziom mRNA GALP w ARC [11]. Analiza metodą hybrydyzacji in situ wykazała, że 2DG powodowała redukcję ekspresji mRNA GALP w tym obszarze. Podobnie głodzenie powoduje redukcję ekspresji mRNA GALP w obrębie ARC u gryzoni [23]. Natomiast podanie leptyny ma kompensacyjny wpływ (4-krotny wzrost) na obniżoną głodzeniem liczbę komórek wykazujących ekspresję mRNA GALP u szczurów [23]. Hipoleptynemia oraz spowodowana mutacją dysfunkcja receptora leptyny również wiązała się ze zmniejszoną ekspresją mRNA GALP u szczurów [33]. Cunningham i wsp. zbadali tę zależność u naczelnych. Stwierdzono, że głodzenie badanej grupy zwierząt jest przyczyną mniejszej ekspresji mRNA GALP niż w grupie kontrolnej karmionej ad libitum [9].

Szczury z cukrzycą typu 1, indukowaną farmakologicznie za pomocą streptozotocyny, również charakteryzowały się znaczącą redukcją poziomu mRNA GALP w perikarionach ARC. Po podaniu insuliny i/lub leptyny ekspresja GALP mRNA osiągała poziom stwierdzany u szczurów bez cukrzycy [12]. Aziz i wsp. wykazali też wpływ, zależnego od insuliny szlaku sygnalizacyjnego związanego z 3-kinazą fosfatydyloinozytolu (Pi3K), na transkrypcyjną regulację genu dla GALP [1]. Znaczne zmniejszenie ekspresji mRNA GALP wywoływa- ła też tyreoidektomia (redukcja o 26%) lub hipofizektomia (redukcja o 42%). Terapia zastępcza, przez podaż T4 (tyroksyny), częściowo odwracała wpływ tyreoidektomii na zmiany poziomu mRNA GALP. Zarówno tyreoidektomia, jak i hipofizektomia, powodowały również obniżenie masy ciała szczurów, co skorelowane było ze spadkiem stężenia leptyny i insuliny [7].

Regulacja ekspresji mRNA GALP pozostaje nie tylko pod wpływem związków energetycznych i hormonów zaangażowanych w regulację stanu metabolicznego (leptyna, insulina, hormony tarczycy). Kawagoe i wsp. metodą hybrydyzacji in situ wykazali, że poziom mRNA GALP stopniowo się zwiększał począwszy od 8 do 14 dnia rozwoju postnatalnego szczurów (samic i samców) [29]. Szczególnie znaczący wzrost stwierdzono między 14 a 40 dniem życia. Ekspresja GALP może być więc uzależniona nie tylko od gospodarki energetycznej, ale również od zdolności reprodukcyjnych osobnika. Natomiast Onaka i wsp. poddawali szczury działaniu impulsów elektrycznych [51]. Zastosowany bodziec stresowy powodował znaczą- cy wzrost ekspresji białka c-Fos w neuronach GALP-ergicznych w obrębie podwzgórza.

Shen i wsp. [63] wykazali, że ekspresja mRNA GALP w obrębie przysadki jest regulowana przez bodźce osmotyczne. Stymulacja osmotyczna uwarunkowana odwodnieniem (wywołanym brakiem dostępu do wody pitnej) lub podażą soli była przyczyną wzrostu mRNA GALP w obrębie płata tylnego przysadki. Odwadnianie przez okres 4 dni spowodowało 40-krotny wzrost mRNA GALP w tylnym płacie przysadki, a podaż soli w ciągu 4, 7 lub 10 dni zwiększyła poziom mRNA GALP odpowiednio 14-, 21- i 25-krotnie. Stanom tym towarzyszył również wzrost ekspresji mRNA wazopresyny (AVP). Dalsze badania wykazały, że regulacja ekspresji genu GALP, szczególnie w pituicytach, jest indukowana w stanach ostrego i przewlekłego odczynu zapalnego [57,66]. Ekspresja mRNA GALP w części nerwowej przysadki jest także nasilona u samic szczurów znajdujących się w okresie laktacji, bez zmian ekspresji w obrębie ARC [7]. Indukcja ekspresji genów GALP w pituicytach może być więc fizjologicznie związana z aktywacją wydzielania obu neurohormonów płata nerwowego przysadki, tj. oksytocyny (OT) i wazopresyny w okresie laktacji.

Peptyd galaninopodobny (GALP) jako agonista receptorów

Działanie GALP może wynikać ze zdolności wiązania i aktywacji przez ten peptyd znanych receptorów galaninowych. U ssaków sklasyfikowano dotychczas trzy typy receptorów galaninowych: Gal1, Gal2 oraz Gal3 [4,76,78]. Należą one do klasy receptorów sprzężonych z białkami G (G protein-coupled receptors; GPCR’s) [55]. Pierwotnie GALP został scharakteryzowany jako endogenny, preferencyjny ligand receptora Gal2 (20-krotnie większe powinowactwo do receptora Gal2 niż Gal1) [50]. Późniejsze badania (in vivo) z użyciem ludzkiego GALP wskazały, że peptyd ten wykazuje powinowactwo do wszystkich rodzajów receptorów galaninowych, jednak największe do receptora Gal3 [35]. W 1999 r. grupa badaczy odkryła nowy receptor sprzężony z białkiem G – GPR54. Receptor ten charakteryzuje się pewną homologią w stosunku do sekwencji aminokwasowej receptorów galaninowych – Gal1 (45%), Gal3 (45%) i Gal2 (44%), ale nie wiąże się in vitro ani z GALP, ani z GAL [41]. W 2004 r. Ignatov i wsp. zasugerowali istnienie kolejnego receptora, określonego jako „GalRL” (galanin-receptor like) [20]. Przeprowadzone przez nich badania wskazują jednak na brak powinowactwa GALP do tego typu receptora.

Obecność receptorów galaninowych wykazano przede wszystkim w obrębie OUN. U szczurów dużą gęstość receptorów galaninowych (Gal1 oraz Gal2) zaobserwowano w obszarze przedwzrokowym (POA), jądrze przykomorowym, jądrze łukowatym oraz przednim płacie przysadki i rdzeniu kręgowym [18,77]. Natomiast największą gęstość receptorów Gal3 stwierdzono jedynie w POA, w narządzie podsklepieniowym (SFO) oraz przyśrodkowej części tworu siatkowatego [46]. Obfite występowanie Gal3 w SFO sugeruje, że receptor ten może odgrywać główną rolę w regulacji gospodarki wodno-elektrolitowej. Ciekawe spostrzeżenia przynoszą też prace sugerujące, że receptor ten może być markerem w przypadku guzów przysadki [74]. Wskazuje się, że receptor Gal2 pośredniczy we wpływie GALP na mikrokrążenie skórne [60]. Wykazano, że GALP może zmniejszać obrzęk zapalny przez hamowanie przepływu krwi w drobnych naczyniach skórnych. Działanie takie wykazywał zarówno GALP w pełnej długości cząsteczki (1-60), jak i jego fragment (3-32).

Po pobudzeniu receptorów Gal1 i Gal3 następuje hamowanie aktywności cyklazy adenylanowej ze spadkiem wewnątrzkomórkowego stężenia cyklicznego cAMP, co powoduje otwieranie kanałów potasowych (G protein-regulated inwardly rectyfying K+ ; GIRK) i hiperpolaryzację błony komórkowej. Natomiast pobudzenie receptorów Gal2 aktywuje fosfolipazę C z następczą przemianą difosforanu fosfatydyloinozytolu do trifosfoinozytolu i diacylglicerolu. Towarzyszy temu uwalnianie jonów wapnia z magazynów siateczki śródplazmatycznej oraz otwieranie zależnych od jonów wapnia kanałów chlorkowych w błonie komórkowej. Pobudzenie receptorów typu Gal2 wywołuje ponadto hamowanie aktywności cyklazy adenylanowej ze zmniejszeniem stężenia cAMP w cytoplazmie [36,78].

Niektóre badania sugerują, że in vivo GALP może nie działać za pośrednictwem znanych receptorów galaninowych. Krasnow i wsp. ocenili skutki dokomorowych wstrzyknięć GALP u myszy z inaktywacją genów Gal1 oraz Gal2 (myszy knock-out) i porównali z grupą myszy kontrolnych [32]. Zaobserwowane efekty nie uległy zmianie po wyłączeniu genów obydwu receptorów. Man i Lawrence porównali wpływ dokomorowej iniekcji GALP oraz agonisty receptorów Gal2/Gal3 – AR-M1896 [43]. Agonista Gal2/Gal3 nie wywoływał u szczurów indukcji c-Fos w żadnym z obszarów mózgu aktywowanych po wstrzyknięciu GALP. Dzia- łanie biologiczne GALP może więc wynikać z pobudzenia przez ten peptyd swoistego dla GALP receptora o niezidentyfikowanej dotychczas strukturze [3].

Udział GALP w regulacji poboru pokarmu oraz metabolizmu energetycznego

GAL i biologicznie aktywne fragmenty pochodzące z rozkładu jej cząsteczki, wstrzykiwane do obszarów podwzgórza obejmujących PVN, LtH, DMH oraz do jądra migdałowatego, pobudzają przyjmowanie pokarmu [36]. Efekty wywierane przez GALP mają charakter dychotomiczny. GALP podawany do bocznej komory mózgu szczura znacząco pobudza pobieranie pokarmu w ciągu pierwszej godziny po iniekcji [40,45], podczas gdy hamuje takie zachowanie u myszy [31]. Działanie hiperfagiczne stwierdzono również po mikroiniekcjach GALP do obszaru POA lub PVN podwzgórza szczura [53]. Sugeruje się też rolę GALP w hiperfagii towarzyszącej cukrzycy typu 1 [12]. Najnowsze badania prowadzą nawet do wniosku, że niewielkie stężenie GALP może być uważane za jeden z markerów insulinooporności [10].

Nie poznano jeszcze mechanizmu, za pomocą którego GALP wpływa na pobieranie pokarmu. Po iniekcji GALP do bocznej komory mózgu szczura zaobserwowano jednak wzrost immunoreaktywności c-Fos w obszarze LtH w neuronach oreksygennych [25]. Przeciwciała antyoreksygenne IgG hamowały natomiast objaw hiperfagii indukowany podaniem GALP [25]. Na podstawie tych danych zasugerowano, że neurony w LtH zawierające oreksynę mogą być głównym miejscem wpływu GALP na pobieranie pokarmu. Ponadto, GALP wstrzykiwany do DMH nasila pobór pokarmu przez 2 godziny oraz nasila ekspresję c-Fos w neuronach zawierających NPY w tym obszarze [34]. Potwierdzeniem udziału GALP w przedstawionych procesach są obserwacje, że przeciwciała IgG anty-NPY i antagoniści NPY, wstrzykiwane przed podaniem GALP do komory bocznej, przeciwdziałają nasilonemu przyjmowaniu pokarmu. Ponadto, skrawki podwzgórza szczura, inkubowane in vitro w środowisku zawierającym GALP, reagują wzmożonym uwalnianiem NPY [61]. Innym działaniem GALP może być supresja układu anoreksygenicznego. Zauważono bowiem, że u myszy ob/ob liczba komórek z ekspresją mRNA POMC w ARC ulega redukcji pod wpływem GALP [19].

U myszy GALP działa anorektycznie przez wzrost ekspresji IL-1 w mózgu [42]. Natomiast u myszy z genotypem ob/ob GALP powodował wzrost ekspresji mRNA termogeniny (uncoupling protein 1; UCP1) w brązowej tkance tłuszczowej [19]. Badania prowadzone na dzikich typach myszy wykazały jednak, że ciągłe podawanie GALP jedynie w niewielkim stopniu ogranicza pobieranie pokarmu [13,31]. Inaczej reagują na przewlekłe podawanie GALP myszy z genotypem ob/ob, u których dochodzi do postępującej redukcji masy ciała [19,31]. Nie jest więc wykluczone, że GALP może prowadzić do zachowań związanych z nasilonym wydatkiem energetycznym w warunkach niedoboru leptyny.

Wykazano, że po iniekcjach GALP do komór mózgu nasila się termogeneza i to działanie GALP utrzymuje się 6-8 godz. po iniekcji. Działanie termogenetyczne, indukowane przez GALP, nie występuje lub jest wyraźnie osłabione podaniem obwodowym inhibitora cyklooksygenazy (flurbiprofen w dawce 1 mg/kg) [39]. Prawdopodobnie GALP bierze udział w procesach termogenezy przez modulowanie syntezy prostaglandyn w astrocytach, za czym przemawia indukowanie ekspresji c-Fos w tych komórkach pod wpływem GALP [40]. Kageyama i wsp. wykazali, że w warunkach in vitro GALP zwiększa stężenie COX-2 i ekspresję mRNA genu cPGES, co prowadzi do zwiększenia w astrocytach wytwarzania PGE2 (prostaglandyny E2) [24]. Odkrycia te sugerują, że w indukcji termogenezy przez GALP mogą pośredniczyć PGE2. Ito i wsp. zbadali też wpływ podawanego dokomorowo GALP na metabolizm substratów energetycznych podczas wysiłku fizycznego [21]. Iniekcje ośrodkowe GALP nasilały wydatkowanie energii u myszy. Prawdopodobnie hamowanie przez ten neuropeptyd procesów glukoneogenezy i syntezy kwasów tłuszczowych leży u podstaw działania GALP.

Związek GALP z procesami dojrzewania i rozrodu

Obecność dużej liczby włókien GALP-immunoreaktywnych (GALP-IR) w środkowo-przedwzrokowym podwzgórzu przemawia za możliwym udziałem tego peptydu w procesach reprodukcji [67]. Wykazano obecność kontaktów synaptycznych GALP-IR z neuronami zawierają- cymi gonadoliberynę w mPOA oraz zakręcie mózgu [44]. U samców szczurów dokomorowe iniekcje GALP powodowały wzrost ekspresji białka c-Fos w tych obszarach mózgu, które biorą udział w uwalnianiu GnRH, jak również regulują zachowania związane z reprodukcją [13,40,43]. GALP wstrzykiwany ośrodkowo wzbudzał samcze zachowania płciowe oraz sekrecję LH zarówno u niewykastrowanych, jak i kastrowanych samców szczura [14,28]. Wykazano ponadto, że infuzja GALP do komór mózgu może przywrócić prawidłowe wydzielanie LH oraz zachowania seksualne u samców szczurów z niekontrolowanym przebiegiem cukrzycy typu 1, a także u otrzymujących terapię substytucyjną insuliną i leptyną [65].

Prowadzono również badania nad możliwym wpływem GALP na proces dojrzewania płciowego zwierząt. GALP, stosowany w iniekcjach dokomorowych (w dawkach 3, 1 oraz 0,3 nmol) u niedojrzałych samców i samic szczurów, był przyczyną wzmożonego uwalniania LH, ale tylko u męskich osobników [5,54]. U dorosłych szczurów jedynie najwyższe dawki GALP (3 lub 1 nmol) powodowały znaczący wyrzut LH, a stres metaboliczny w postaci krótkotrwałego głodzenia potęgował to działanie GALP [5]. U szczurów i myszy z ograniczonym dostępem do pokarmu, wstrzyknięcia GALP prowadziły nie tylko do wzrostu sekrecji LH, ale także wytwarzania kisspeptyny w jądrze łukowatym [38,49]. Mechanizm tej interakcji jest niejasny, sugeruje się pośrednictwo dodatkowych neuropeptydów OUN, np. neuropeptydu Y [16], czy też hormonu koncentrującego melaninę (MCH) [80].

GALP wstrzykiwany do komór mózgu makaków również nasilał sekrecję LH. Wcześniejsze podanie antagonisty receptora GnRH blokowało to działanie GALP [9]. Również w badaniach in vitro, podczas inkubacji skrawków podwzgórza w roztworach zawierających GALP, zaobserwowano nasilanie uwalniania GnRH. Zastosowanie antagonisty receptorów galaninowych hamowało ten wpływ GALP [62].

Podsumowanie – perspektywy badawcze

Z przeglądu doświadczeń przeprowadzonych na modelach zwierzęcych wynika, że GALP jest ważnym neuromodulatorem procesów związanych z rozrodem i poborem pokarmu. Niektóre badania sugerują nawet, że może stanowić czynnik integrujący te funkcje. Peptyd ten może wchodzić w interakcje z własnym, dotychczas niezidentyfikowanym receptorem lub też może angażować udział cząsteczek pośredniczących. Jednak ze względu na to, że działania GALP bywają odmienne, w zależności od gatunku zwierzęcia biorącego udział w eksperymencie oraz czasu jego trwania, poznanie dokładnej funkcji GALP oraz mechanizmu tych interakcji stanowi wyzwanie i wymaga dalszego pogłębiania. Ciekawym modelem badawczym mogą być zwierzęta o sezonowym rozrodzie, dla których przystosowanie się do wymagań energetycznych, wynikających ze zmian pór roku i dostępności pokarmu, jest szczególnie istotne. Dogłębne poznanie właściwości cząsteczki GALP może również stanowić nowy, badawczy kierunek strategiczny w zakresie zaburzeń płodności oraz odżywiania u ludzi. W celu uzyskania bardziej szczegółowych danych konieczne jest jednak przeprowadzenie szeroko zaprojektowanych badań klinicznych u odpowiednio dobranych grup pacjentów z takimi zaburzeniami.

Przypisy

• 1. Aziz R., Beymer M., Negrón A.L., Newshan A., Yu G., Rosati B.,McKinnon D., Fukuda M., Lin R.Z., Mayer C., Boehm U., Acosta-MartínezM.: Galanin-like peptide (GALP) neurone-specific phosphoinositide3-kinase signalling regulates GALP mRNA levels in the hypothalamusof males and luteinising hormone levels in both sexes. J.Neuroendocrinol., 2014; 26: 426-438
  Google Scholar
• 2. Berger A., Santic R., Almer D., Hauser-Kronberger C., Huemer M.,Humpel C., Stockhammer G., Sperl W., Kofler B.: Galanin and galaninreceptors in human gliomas. Acta Neuropathol., 2003; 105: 555-560
  Google Scholar
• 3. Boughton C.K., Patterson M., Bewick G.A., Tadross J.A., GardinerJ.V., Beale K.E., Chaudery F., Hunter G., Busbridge M., Leavy E.M.,Ghatei M.A., Bloom S.R., Murphy K.G.: Alarin stimulates food intakeand gonadotrophin release in male rats. Br. J. Pharmacol., 2010;161: 601-613
  Google Scholar
• 4. Branchek T.A., Smith K.E., Gerald C., Walker M.W.: Galanin receptorsubtypes. Trends Pharmacol. Sci., 2000; 21: 109-115
  Google Scholar
• 5. Castellano J.M., Navarro V.M., Fernández-Fernández R., Roa J.,Vigo E., Pineda R., Steiner R.A., Aguilar E., Pinilla L., Tena-SempereM.: Effects of galanin-like peptide on luteinizing hormone secretionin the rat: sexually dimorphic responses and enhanced sensitivityat male puberty. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab., 2006,291: E1281-E1289
  Google Scholar
• 6. Ciosek J., Drobnik J.: Galanin modulates oxytocin release from rathypothalamo-neurohypophysial explant in vitro – the role of acuteor prolonged osmotic stimulus. Endokrynol. Pol., 2013; 64: 139-148
  Google Scholar
• 7. Cunningham M.J., Krasnow S.M., Gevers E.F., Chen P., ThompsonC.K., Robinson I.C., Smith M.S., Clifton D.K., Steiner R.A.: Regulationof galanin-like peptide gene expression by pituitary hormonesand their downstream targets. J. Neuroendocrinol., 2004; 16: 10-18
  Google Scholar
• 8. Cunningham M.J., Scarlett J.M., Steiner R.A.: Cloning and distributionof galanin-like peptide mRNA in the hypothalamus and pituitaryof the macaque. Endocrinology, 2002; 143: 755-763
  Google Scholar
• 9. Cunningham M.J., Shahab M., Grove K.L., Scarlett J.M., Plant T.M.,Cameron J.L., Smith M.S., Clifton D.K., Steiner R.A.: Galanin-like peptideas a possible link between metabolism and reproduction in themacaque. J. Clin. Endocrinol. Metab., 2004; 89: 1760-1766
  Google Scholar
• 10. Fang P., Shi M., Yu M., Guo L., Bo P., Zhang Z.: Endogenous peptidesas risk markers to assess the development of insulin resistance.Peptides, 2014; 51: 9-14
  Google Scholar
• 11. Fraley G.S.: Immunolesions of glucoresponsive projections tothe arcuate nucleus alter glucoprivic-induced alterations in foodintake, luteinizing hormone secretion, and GALP mRNA, but not sexbehavior in adult male rats. Neuroendocrinology, 2006; 83: 97-105
  Google Scholar
• 12. Fraley G.S., Scarlett J.M., Shimada I., Teklemichael D.N., AcohidoB.V., Clifton D.K., Steiner R.A.: Effects of diabetes and insulin on theexpression of galanin-like peptide in the hypothalamus of the rat.Diabetes, 2004; 53: 1237-1242
  Google Scholar
• 13. Fraley G.S., Shimada I., Baumgartner J.W., Clifton D.K., SteinerR.A.: Differential patterns of Fos induction in the hypothalamus ofthe rat following central injections of galanin-like peptide and galanin.Endocrinology, 2003; 144: 1143-1146
  Google Scholar
• 14. Fraley G.S., Thomas-Smith S.E., Acohido B.V., Steiner R.A., CliftonD.K.: Stimulation of sexual behavior in the male rat by galanin-likepeptide. Horm. Behav., 2004; 46: 551-557
  Google Scholar
• 15. Fujiwara K., Adachi S., Usui K., Maruyama M., Matsumoto H.,Ohtaki T., Kitada C., Onda H., Fujino M., Inoue K.: Immunocytochemicallocalization of a galanin-like peptide (GALP) in pituicytes ofthe rat posterior pituitary gland. Neurosci. Lett., 2002; 317: 65-68
  Google Scholar
• 16. Gehlert D.R., Thompson L.K., Hemrick-Luecke S.K., Shaw J.: Monoaminergiccompensation in the neuropeptide Y deficient mousebrain. Neuropeptides, 2008; 42: 367-375
  Google Scholar
• 17. Guan J.L., Kageyama H., Wang Q.P., Takenoya F., Kita T., MatsumotoH., Ohtaki T., Shioda S.: Electron microscopy examination ofgalanin-like peptide (GALP)-containing neurons in the rat hypothalamus.Regul. Pept., 2005; 126: 73-78
  Google Scholar
• 18. Gundlach A.L., Burazin T.C., Larm J.A.: Distribution, regulationand role of hypothalamic galanin systems: renewed interest in a pleiotropicpeptide family. Clin. Exp. Pharmacol. Physiol., 2001; 28:100-105
  Google Scholar
• 19. Hansen K.R., Krasnow S.M., Nolan M.A., Fraley G.S., BaumgartnerJ.W., Clifton D.K., Steiner R.A.: Activation of the sympathetic nervoussystem by galanin-like peptide – a possible link between leptin andmetabolism. Endocrinology, 2003; 144: 4709-4717
  Google Scholar
• 20. Ignatov A., Hermans-Borgmeyer I., Schaller H.C.: Cloning andcharacterization of a novel G-protein-coupled receptor with homologyto galanin receptors. Neuropharmacology, 2004; 46: 1114-1120
  Google Scholar
• 21. Ito K., Kageyama H., Hirako S., Wang L., Takenoya F., Ogawa T.,
  Google Scholar

Pełna treść artykułu