Abstrakt

Perycyty będące multipotencjalnymi komórkami macierzystymi współtworzą ściany naczyń krwionośnych włosowatych oraz przed– i pozawłosowatych. Komórki są umiejscowione pod błoną podstawną, ściśle przylegając do komórek śródbłonka. Do najczęściej wymienianych markerów molekularnych perycytów należy NG2 (neural-glial antigen 2), receptor płytkopochodnego czynnika wzrostu β (PDGFRβ, β-type platelet-derived growth factor receptor), α-aktyna mięśni gładkich, białko regulujące RGS5 (regulator of G protein signalling 5), białko adhezyjne CD146 oraz nestyna. Perycytom przypisuje się różne funkcje w procesach fizjologicznych, takich jak utrzymanie integralności i stanu spoczynkowego komórek śródbłonka, regulacja napięcia naczyń krwionośnych, czy też potencjał do różnicowania w inne komórki. Prawdopodobnie, odgrywają również rolę w procesach patologicznych, takich jak włóknienie tkanek. W pracy szczególną uwagę poświęcono udziałowi perycytów w procesach tworzenia naczyń krwionośnych, regeneracji mięśni szkieletowych oraz włóknienia tkanek. Liczne dowody na udział perycytów w utrzymaniu homeostazy śródbłonka, jak i w stanach patologicznych, takich jak włóknienie, wskazują na duże możliwości ich terapeutycznego wykorzystania. Celowana modulacja farmakologiczna perycytów, powodująca blokowanie szlaków sygnałowych odpowiedzialnych za różnicowanie perycytów w miofibroblasty, wydaje się obiecującą strategią w zwalczaniu włóknienia we wczesnych fazach.

Charakterystyka perycytów

Pierwsze wzmianki o perycytach pojawiły się w XIX w., niemiecki patolog Karl Joseph Ebereth jako pierwszy opisał komórki ściśle otaczające śródbłonek naczyń włosowatych [32]. Jednak ich odkrycie przypisuje się najczęściej francuskiemu fizjologowi Charlesowi-Marii Benjaminowi Rougetowi [85]. Nazwa „perycyty”, oznaczająca dosłownie dookoła komórki (pericyte: peri– dookoła, cyte– przyrostek oznaczający dojrzałą komórkę) została wprowadzona dopiero w 1923 r. przez Zimmermana, który jednocześnie określał je terminem „komórki Rougeta”’ [109]. Mimo że od tego czasu ukazało się wiele publikacji wciąż nie poznano jeszcze jak i kiedy perycyty powstają podczas rozwoju zarodkowego [6]. Z licznych badań nad pochodzeniem perycytów wynika, że mogą się wywodzić z linii mezodermalnej, jak i ektodermalnej, a dokładniej – z grzebienia nerwowego. Z serii badań, polegających na przeszczepianiu ptasiej neuroektodermy lub mezodermy do rozwijających się ptasich zarodków wynika, że perycyty przodomózgowia są pochodzenia neuroektodermalnego, natomiast perycyty śródmózgowia, pnia mózgu, rdzenia kręgowego oraz narządów obwodowych – mezodermalnego [35,52,55,102]. Foster i wsp. dowodzą, że perycyty wywodzące się z grzebienia nerwowego mogą współtworzyć naczynia krwionośne w grasicy myszy [38].

Obecnie przyjmuje się, że perycyty są multipotencjalnymi komórkami macierzystymi, współtworzącymi ściany małych naczyń krwionośnych czyli naczyń włosowatych, a także tętniczek przedwłosowatych oraz żyłek pozawłosowatych [3]. Perycyty mają przeważnie wydłużony, gwiaździsty kształt, a z ciała komórki wyrastają liczne pseudopodia, które otaczają naczynie włosowate [109]. Duże jądro zajmuje większą część komórki [33]. Perycyt umiejscowiony na powierzchni naczynia wytwarza wypustki, które otaczają kilka komórek śródbłonka. Umiejscowiają się pod błoną podstawną, ściśle przylegając do komórek śródbłonka naczyń (ryc. 1) [6,27]. Perycyty i komórki śródbłonka jednocześnie oddziela od siebie błona podstawna. Istnieją jednak miejsca bezpo- średniego kontaktu między tymi dwoma typami komórek. Należą do nich tzw. „peg-socket junctions”, gdzie wypustka perycytu znajduje się w zagłębieniu komórki śródbłonka. Komórki śródbłonka i perycyty łączą się ze sobą za pomocą połączeń zamykających ścisłych (tight junctions), przylegających (adherence junctions) i komunikacyjnych (gap junctions) [5]. Każda z komórek dodatkowo jest zakotwiczona w błonie podstawnej z udziałem białek z grupy integryn [102].

Ryc. 1. Schemat oddziaływania perycytów i komórek śródbłonka w naczyniach włosowatych (opis w tekście)

Obecność perycytów stwierdzono w mikrokrążeniu wielu tkanek i narządów, m.in.: mięśni szkieletowych, tkanki tłuszczowej, serca, mózgu [22] czy płuc [48,84]. Komórki te nie występują w naczyniach limfatycznych [78], wyjątkiem są niektóre nieprawidłowości podczas rozwoju lub stany patologiczne np. obrzęk limfatyczny [78]. Naczynia krwionośne nie są jednak całkowicie pokryte perycytami [3,6]. Stosunek liczby perycytów do komórek śródbłonka różni się w zależności od tego, jaki narząd ukrwiony jest przez dane naczynie krwionośne. Jedna z hipotez zakłada, że różnice wynikają z właściwości przepuszczalnych śródbłonka, perycyty skupiają się bowiem głównie w obrębie połączeń między tymi komórkami [26]. Największe „pokrycie” komórek śródbłonka przez perycyty obserwuje się w ośrodkowym układzie nerwowym, a więc tam, gdzie naczynia są bardzo szczelne. Uczestniczą bowiem w tworzeniu bariery krew-mózg, gwarantującej selektywny transport substancji z krwi do płynu mózgowo-rdzeniowego. W tych naczyniach krwionośnych stosunek liczby perycytów do komórek śródbłonka wynosi 1:1 [66], natomiast w mięśniach szkieletowych, w których nie jest wymagana aż tak duża szczelność naczyń, to jedynie 1:100 [91].

Należy podkreślić, że oprócz perycytów okołonaczyniowo umiejscowiają się również inne typy komórek: fibroblasty, makrofagi, naczyniowe komórki mięśni gładkich (vSMCs, vascular smooth muscle cells). Identyfikacja tych komórek na podstawie położenia jest szczególnie trudna w przypadku angiogenezy, gdy komórki tworzące nowe naczynia krwionośne intensywnie proliferują [27]. Perycyty wykazują szczególnie duże podobieństwo do komórek mięśni gładkich związanych z naczyniami krwionośnymi – vSMCs. Oba rodzaje komó- rek noszą wspólną nazwę: komórki ścienne (mural cells), wytwarzają białko – aktynę mięśni gładkich (α-SMA, α-smooth muscle actin), a także syntetyzują podobne markery molekularne, np. NG2 (neural-glial antygen 2) [75] i RGS5 (regulator of G protein signalling 5) [13]. Poza tym, perycyty oraz vSMCs pełnią podobne funkcje, tzn. biorą udział w regulacji ciśnienia krwi [70]. Przyjmuje się jednak, że vSMCs, w przeciwieństwie do perycytów, nie są otoczone błoną podstawną, a także nie kontaktują się bezpośrednio z komórkami śródbłonka [39]. Jest jednak możliwe, że takie oddziaływania są po prostu rzadsze, przez co mogły pozostawać do tej pory niezauważone [8]. vSMCs są umiejscowione przeważ nie w ścianach większych naczyń krwionośnych, gdzie tworzą kilka warstw komórek, podczas gdy perycyty są związane jedynie z małymi naczyniami krwionośnymi [3]. Istnieje także hipoteza, że perycyty mogą być prekursorami vSMCs. W niektórych publikacjach terminy perycyty i vSMCs są używane naprzemiennie [8].

Markery perycytów

Jak już wspomniano, perycyty nie są jedynymi komórkami umiejscowionymi okołonaczyniowo. Z tego powodu ważne jest ustalanie kryteriów, które pozwolą na odróżnienie ich od innych komórek zajmujących podobną niszę (tabela 1). Zidentyfikowano kilka markerów molekularnych, jednak żaden z nich nie jest w pełni swoisty, ani nie pozwala na rozpoznanie wszystkich perycytów [5]. Dodatkowym utrudnieniem jest to, że ekspresja poznanych markerów nie jest stała. Dlatego zazwyczaj do identyfikacji perycytów wykorzystuje się wiele markerów. Do najczęściej opisywanych w literaturze zaliczyć można: NG2, PDGFRβ (receptor płytkopochodnego czynnika wzrostu β; β-type platelet-derived growth factor receptor), α-aktynę mięśni gładkich, białko regulujące RGS5, CD146 oraz nestynę [2,5,62,75].

Tabela 1. Najważniejsze markery stosowane do identyfikacji perycytów

vSMCs – naczyniowe komórki mięśni gładkich (vascular smooth muscle cells); bFGF – zasadowy czynnik wzrostu fibroblastów (basic fibroblast growth factor); PDGF-AA – płytkopochodny czynnik wzrostu AA (platelet-derived growth factor AA); PDGF-B – płytkopochodny czynnik wzrostu B (platelet-derived growth factor B); MSCs – mezenchymalne komórki macierzyste (mesenchymal stem cells)

Proteoglikan NG2 został uznany przez Ozerderma i wsp. za najlepszy z dostępnych markerów perycytów [75]. Z ich badań wynika, że niezależnie od mechanizmu formowania naczyń krwionośnych (waskulogeneza, a więc formowanie naczyń krwionośnych de novo z komórek prekursorowych – angioblastów [83] lub angiogeneza, a więc tworzenie nowych naczyń krwionośnych przez rozgałęzianie się już istniejących [82]), NG2 jest obecny na powierzchni perycytów oraz vSMCs, ale nie na komórkach śródbłonka. NG2 jest także markerem prekursorów oligodendrocytów, czemu zawdzięcza nazwę [94]. Proteoglikan NG2 wiąże m.in. bFGF (zasadowy czynnik wzrostu fibroblastów; basic fibroblast growth factor) oraz PDGF-AA (płytkopochodny czynnik wzrostu AA, platelet-derived growth factor). Związanie tych czynników wpływa na proliferację komórek wytwarzających NG2 [40].

Inny z markerów – PDGFRβ, jest receptorem o aktywności kinazy tyrozynowej, obecnym na powierzchni perycytów, a także vSMCs. PDGFRβ wiąże płytkopochodny czynnik wzrostu PDGF-B (platelet-derived growth factor B), który jest wydzielany przez komórki śródbłonka. Dzięki temu komórki syntetyzujące PDGFRβ są rekrutowane do nowo powstających naczyń krwionośnych [93]. Do markerów powierzchniowych umożliwiających identyfikację perycytów należy również CD146, czyli białko adhezyjne z rodziny CAM (cell adhesion molecule). Są to białka transbłonowe, biorące udział w oddziaływaniach między komórkami oraz między komórkami a macierzą zewnątrzkomórkową [96]. W literaturze CD146 funkcjonuje pod różnymi nazwami: Muc18, S-endo-1, antygen A32, MCAM/Mel-CAM (melanoma CAM), MET-CAM (metastasis CAM) czy HEMCAM (hemopoietic CAM) [101]. Marker ten zidentyfikowano pierwotnie w komórkach czerniaka [60], a następnie jego obecność stwierdzono w komórkach śródbłonka [7]. Wiadomo także, że umiejscawiające się okołonaczyniowo komórki wytwarzające CD146 wykazywały duże podobieństwo funkcjonalne i molekularne do mezenchymalnych komórek macierzystych [21]. Crisan i wsp. wykazali, że ludzkie komórki CD146+ syntetyzowały także NG2. Nie obserwowano jednak koekspresji CD146 i markera komórek śródbłonka – CD34 [22].

Białkiem cytoszkieletu obecnym w perycytach jest α-SMA, czyli jedna z sześciu izoform ssaczej aktyny.

Mikrofilamenty aktynowe zbudowane z α-SMA są obecne w perycytach związanych z naczyniami przed- i pozawłosowatymi, natomiast nie występują w perycytach umiejscowionych na samych naczyniach włosowatych. Perycyty wyizolowane z naczyń włosowatych, traktowane TGF-β (transforming growth factor β) rozpoczynały ekspresję α-SMA, co sugeruje, że jej udział w różnicowaniu komórek w kierunku SMCs [99]. Innym białkiem cytoszkieletu, uczestniczącym w tworzeniu filamentów pośrednich, występującym w perycytach jest nestyna. Podczas rozwoju zarodkowego kręgowców obecność tego białka stwierdzono w wielu tkankach, takich jak np. tkanka nerwowa czy mięśniowa poprzecznie prążkowana [104]. Jednak z czasem stężenie nestyny spada i zastępują ją inne białka. Przykładowo w neuronach ośrodkowego układu nerwowego synteza nestyny pokrywa się z procesem neurulacji, czyli tworzeniem zawiązku OUN, tzw. cewy nerwowej, a następnie jest zastępowana przez neurofilamenty, a w astrocytach przez kwaśne białko włókienkowe (GFAP; glial fibrillary acidic protein) [61]. Natomiast we włóknach mięśniowych u dorosłych organizmów wytwarzanie nestyny jest zastępowane przez desminę [90]. Nestyna jest uważana także za marker neuralnych komórek macierzystych [61]. Jej obecność stwierdzono także w komórkach śródbłonka, vSMCs i w perycytach [69]. W oparciu o poziom ekspresji nestyny Birbair i wsp. jako pierwsi wprowadzili rozróżnienie perycytów na dwie subpopulacje: perycyty typu pierwszego – niesyntetyzujące nestyny oraz perycyty typu drugiego syntetyzujące to białko [10]. Role perycytów obu typów zostaną szerzej omówione w rozdziale „Funkcje perycytów”. Warto także wspomnieć, że niezależnie od ekspresji α-SMA i nestyny obie te populacje perycytów wytwarzają białko charakterystyczne dla tkanek mięśniowych (gładkiej, poprzecznie prążkowanej i sercowej) – desminę [71].

Do białek charakterystycznych dla perycytów należy również RGS-5 (regulator of G protein signalling 5), zaliczane do rodziny ponad 25 białek negatywnie regulujących działanie receptorów związanych z białkami G. RGS5 działa jako czynnik aktywujący podjednostkę α GTP-azy, co powoduje, że podjednostka α jest krócej związana z GTP, przez co jest krócej aktywna. Analizy mysich zarodków wykazały, że profil ekspresji RGS-5 oraz NG-2 i PDGFRβ pokrywał się w większości badanych narządów. Jednak nie obserwowano żadnych komórek wytwarzających RGS-5 i umiejscawiających się wokół naczyń włosowatych w płucach. Pojedyncze komórki syntetyzujące ten marker były wykrywane jedynie w sąsiedztwie tętnic płucnych. Natomiast najsilniejszą jego ekspresję obserwowano w komórkach mezenchymalnych otaczających oskrzela [13].

Identyfikację perycytów utrudnia ich podobieństwo do mezenchymalnych komórek macierzystych (MSCs, mesenchymal stem cells). Crisan i wsp. opisali wspólne cechy ludzkich komórek mezenchymalnych i perycytów [22]. Udowodnili, że uzyskane z różnych tkanek i narządów perycyty syntetyzowały markery charakterystyczne dla MSCs, a więc CD10, CD13, CD44, CD73, CD90 i CD105. Taki wzór ekspresji utrzymywał się przez 9 tygodni hodowli in vitro. Perycyty ponadto wykazywały obecność charakterystycznych dla siebie markerów – NG2, CD146, α-SMA czy PDGFRβ. Natomiast nie obserwowano żadnych komórek zawierających markery charakterystyczne dla śródbłonka (CD34, CD144, CD31, von Willebrand factor), komórek hematopoetycznych (CD45) oraz miogenicznych (miogenina, M-kadheryna, Myf-5, Pax7). Barwienia immunohistochemiczne tkanki tłuszczowej i mięśnia szkieletowego wykazały obecność komórek wytwarzających markery MSCs umiejscawiające się wokół komórek śródbłonka. Ponadto, perycyty, podobnie jak mezenchymalne komórki macierzyste, hodowane w odpowiednich warunkach mogły różnicować w chondrocyty, osteocyty i adipocyty [22].

Wydaje się, że najlepszą metodą identyfikowania populacji perycytów jest potwierdzenie ekspresji przynajmniej jednego z opisanych wyżej markerów, np. NG2 i wykluczenie obecności markerów śródbłonka oraz komórek hematopoetycznych. Ponadto jeżeli chcielibyśmy badać funkcje poszczególnych populacji perycytów, najlepszym markerem rozróżniającym perycyty oba typy jest nestyna [10].

Szlaki sygnałowe zaangażowane w oddziaływania perycytów i komórek śródbłonka naczyń krwionośnych

Bezpośredni kontakt perycytów i komórek śródbłonka sugeruje, że silne oddziaływanie może mieć znaczenie w procesie aktywacji szlaków przekazywania sygnału. Dotąd zidentyfikowano kilka takich szlaków, z których najlepiej poznano te, w które jest zaangażowany PDGF-B oddziałujący z receptorem PDGFRβ [93], HB-EGF oddziałujący z receptorami Erbs [106], TGF-β [88] czy angiopoetyna-1 (ANGPT-1) oddziałująca z receptorem Tie-2 [36].

PDGF-B pełni ważną funkcję w angiogenezie. Jest szczególnie silnie syntetyzowany przez komórki śródbłonka znajdujące się na końcach nowo powstających naczyń krwionośnych. Sprzyja to rekrutowaniu perycytów i vSMCs, na powierzchni których znajdują się receptory PDGFRβ [46]. Związanie PDGF-B prowadzi do dimeryzacji PDGFRβ, co umożliwia autofosforylację tyrozyn w domenie wewnątrzkomórkowej tego receptora i jego aktywację [51]. Związanie PDGFRβ z ligandem, takim jak PDGF-B może uaktywniać różne ścieżki sygnałowe, np. szlak MAP kinaz (RAS-MAPK), 3-kinazy fosfatydyloinozytolu PI3K czy fosfolipazy CPLC-Ɣ [4]. Myszy z nieaktywnym genem pdgfb lub pdgfrb wykazywały podobny fenotyp, charakteryzował je nieprawidłowy rozwój naczyń krwionośnych spowodowany brakiem komórek ściennych (perycytów i vSMCc). Zwierzęta umierały przed lub tuż po narodzeniu. Okazało się także, że w takich narządach jak: serce, mózg, płuca czy nerki perycyty są właściwie nieobecne. Wątroby zarodków kontrolnych i pozbawionych aktywnego genu pdgfb lub pdgfrb nie różniły się liczbą perycytów. Może to świadczyć o istnieniu alternatywnych ścieżek sygnałowych zaangażowanych w rekrutację perycytów do nowo powstających naczyń krwionośnych [46]. Wykazano, że PDGF-B wydzielany przez śródbłonek wiąże się do reszt proteoglikanów – siarczanu heparyny, występujących na ich powierzchni lub do reszt proteoglikanów wchodzących w skład macierzy zewnątrzkomórkowej. Lokalne zmagazynowanie tego białka ma na celu wzmocnienie transdukcji sygnału. Delecja fragmentów genu kodującego pdgfb, a dokładniej motywu odpowiedzialnego za wiązanie się z siarczanem heparyny, powodowała nieprawidłowe opłaszczanie naczyń krwionośnych przez perycyty [64].

Inną ścieżką sygnałową zaangażowaną w proces rekrutacji perycytów do nowo powstających naczyń krwionośnych jest szlak indukowany przez oddziaływanie HB-EGF (czynnik wzrostu wiążący heparynę podobny do EGF, heparin-binding EGF-like growth factor) z receptorami o aktywności kinazy tyrozynowej – ErbBs. Podobnie jak w PDGF-B, HB-EGF, jest wytwarzany przez komórki śródbłonka, a jego receptory są obecne na powierzchni perycytów lub vSMCs [106]. Zneutralizowanie in vitro czynnika HB-EGF lub inhibicja receptorów ErbBs z użyciem swoistych inhibitorów chemicznych lub przeciwciał wywołuje spadek liczby migrujących perycytów i vSMCs [49]. Natomiast z badań Yu i wsp. wynika, że w warunkach niedoboru tlenu HB-EGF wpływa na proliferację perycytów oraz zapobiega ich apoptozie [106].

Szlakowi przekazywania sygnałów zależnemu od TGF-β przypisuje się rolę w procesach różnicowania i proliferacji zarówno komórek ściennych, jak i komórek śródbłonka. Obydwa rodzaje komórek wytwarzają TGF-β, jednak jedynie w postaci latentnej. Dopiero bezpośrednie oddzia- ływanie perycytów/vSMCs i śródbłonka przekształca cytokinę w postać aktywną [88]. Receptory TGF-β są obecne zarówno na powierzchni perycytów, jak i komó- rek śródbłonka. Należą do nich receptory Alk (activin receptor-like kinase): Alk-1 i Alk-5. Ich aktywacja wpływa na różne, często przeciwstawne procesy komórkowe [41]. Aktywacja Alk-1 prowadzi do fosforylacji czynników transkrypcyjnych SMAD 1/5, które indukują transkrypcję genów promujących proliferację i migrację oraz hamujących różnicowanie w mioblasty mięśni gładkich. Natomiast dzięki aktywacji Alk-5, są fosforylowane czynniki SMAD 2/3, co powoduje zahamowanie proliferacji komórek, które różnicują w SMCs [42]. Podejrzewa się, że ścieżka angażująca kinazę Alk-1 może dominować podczas wczesnej fazy stymulacji czynnikiem TGF-β, wspierając proliferację komórek śródbłonka i ich migrację do nowo powstających naczyń krwionośnych [59]. Natomiast szlak Alk-5 przeważa w późniejszej fazie, promując różnicowanie prekursorów mezenchymalnych w vSMCs, perycyty i wydzielanie przez nie białek macierzy zewnątrzkomórkowej [6,14]. Brak funkcjonalnego genu tgfb1 [28], alk1 [97], alk5 [57], tgfbr2 [73], smad4 [56] lub smad5 [15] powodował przedwczesną śmierć mysich zarodków spowodowaną nieprawidłowym rozwojem układu krwionośnego.

Angiopoetyna-1 oddziałująca z receptorem Tie-2 aktywuje szlak przekazywania sygnału, którego aktywacja ma skutki odmienne od wywoływanych przez szlak aktywowany przez PDGF-B. Angiopoetyna jest syntetyzowana przez perycyty [95], natomiast Tie-2 przez komórki śródbłonka [30]. Związanie ANGPT-1 z Tie-2 stymuluje powstawanie nowych naczyń krwionośnych i przebudowę już istniejących [24], wpływa także na stabilność naczyń krwionośnych narażonych na działanie czynników zwiększających ich przepuszczalność (np. VEGF, serotonina, LPS) [76]. Brak funkcjonalnych kopii genu angpt1 lub tie2 powodował obumieranie zarodków myszy z powodu nieprawidłowego rozwoju układu sercowo-naczyniowego [31]. Analiza histologiczna zarodków wykazała brak komórek ściennych [77]. Nadekspresja inhibitora kompetycyjnego ANGPT-1 – ANGPT-2 w rozwijających się zarodkach myszy powodowała nieprawidłowe formowanie naczyń krwionośnych. Mutacja ta, podobnie jak brak ekspresji uprzednio wymienionych genów, wywoływała stopniowy spadek liczby perycytów [44].

Funkcje perycytów

Perycytom przypisuje się różne funkcje, zarówno w procesach fizjologicznych, jak i patologicznych. Wśród najczęściej wymienianych wyróżnić można: udział w powstawaniu, stabilizowaniu i regulacji napięcia naczyń krwionośnych oraz utrzymywanie stanu spoczynkowego komórek śródbłonka. Uważa się je także za jedno ze źródeł komórek multipotencjalnych [27]. Znane są również dane o udziale perycytów w patologicznym włóknieniu narządów.

Upośledzenie mechanizmu rekrutacji tych komórek do nowo powstających naczyń krwionośnych podczas rozwoju zarodkowego, powoduje powstanie dysfunkcyjnego układu krążenia, a nawet do śmierci płodu [45,57]. Nowo powstające naczynia krwionośne bez udziału perycytów są bardzo nietrwałe, ponieważ podczas angiogenezy muszą zostać wytworzone nowe połączenia między komórkami śródbłonka. Dopiero opłaszczenie ich przez perycyty i wytworzenie z ich udziałem macierzy zewnątrzkomórkowej zwiększa stabilność naczyń mikrokrążenia [50]. Perycyty tworzą więc mechaniczną ochronę, zapobiegając przed nadmiernym rozszczelnieniem śródbłonka, np. wskutek wysokiego ciśnienia krwi [58].

W zdrowych dorosłych organizmach angiogeneza zachodzi rzadko. Jej nasilenie towarzyszy np. powstawaniu łożyska naczyniowego podczas ciąży lub długotrwałego, wzmożonego wysiłku fizycznego. Angiogeneza jest obserwowana natomiast w stanach patologicznych, takich jak przewlekłe schorzenia zapalne czy nowotwory. W stanach tych jest zaburzona równowaga między czynnikami pro– i antyangiogennymi, w wyniku czego stwierdza się wzmożoną proliferację i migrację komórek śródbłonka i perycytów. Powstaje sieć nowych, niedojrzałych, a przez to bardziej przepuszczalnych naczyń krwionośnych [100].

Poza udziałem w tworzeniu naczyń perycyty regulują średnicę naczyń włosowatych, podobnie jak naczyniowe komórki mięśni gładkich [86]. Oba rodzaje komórek syntetyzują białka kurczliwe: α-SMA, tropomiozynę i miozynę. W perycytach są obecne receptory adrenergiczne i cholinergiczne. Aktywacja tych pierwszych prowadzi do relaksacji komórki, a aktywacja tych drugich wywołuje skurcz komórki [86]. Skurcz perycytów następuje w wyniku działania angiotensyny II, endoteliny 1, natomiast ich relaksację wywołuje tlenek azotu [86]. Badania przeprowadzone in vitro wykazały również zaangażowanie perycytów w regulację skurczu naczyń krwionośnych zależną od tlenu i dwutlenku węgla. Hiperoksja powoduje skurcz [44], natomiast podwyższone stężenie dwutlenku węgla wywołuje relaksację [67]. Wyniki te wskazują, że podczas niedoboru tlenu perycyty się nie kurczą, a średnica naczynia krwionośnego jest większa, niż gdy stężenie tlenu jest wystarczające.

Interesujące dane dotyczące perycytów uzyskano badając mięśnie szkieletowe. Po urodzeniu znaczna część włókien mięśniowych pozostaje nieunaczyniona, a perycyty związane z małymi naczyniami krwionośnymi nie znajdują się w bliskim sąsiedztwie aktywnie proliferujących prekursorów mioblastów [53]. Dopiero w ciągu pierwszego miesiąca życia myszy, gdy sieć naczyń krwionośnych się rozrasta i penetruje tkankę mięśniową odległość między perycytami, a komórkami satelitowymi się zmniejsza, przez co możliwe jest oddziaływanie parakrynne między nimi. Jest to bardzo istotne ponieważ aktywowane komórki satelitowe dzielą się i różnicują w mioblasty uczestniczące w tworzeniu włókien mięśniowych podczas wzrostu i regeneracji mięśni szkieletowych. W ten sposób perycyty mogą indukować ich różnicowanie miogeniczne przez wydzielanie insulinopodobnego czynnika wzrostu – IGF1 (insulin-like growth factor 1) lub promować stan spoczynkowy komórek satelitowych przez wydzielanie angiopoetyny-1. Kostellari i wsp. pierwsi udowodnili, że brak perycytów prowadzi do hipertrofii włókien mięśniowych [53]. Uzyskując transgeniczne myszy, w mięśniach których możliwa była kontrolowana ablacja perycytów syntetyzujących NG2 wykazano, że ich brak powoduje hipertrofię mięśnia.

Ponadto perycyty wyizolowane z ludzkiej tkanki mięśniowej szkieletowej, hodowane in vitro nie różnicowały się w mioblasty, jednak we wspólnej hodowli perycytów z mysimi mioblastami linii C2C12 – obserwowano fuzję obu typów komórek, tworzących hybrydowe miotuby [26]. Również po zastosowaniu pożywki indukującej różnicowanie miogeniczne odnotowano różnicowanie dużego odsetka perycytów w wielojądrowe miotuby [26]. Wydajność różnicowania perycytów nie dorównywała jednak tej obserwowanej w komórkach satelitowych, które u dorosłych organizmów tworzą pulę unipotencjalnych macierzystych komórek mięśniowych. To właśnie komórkom satelitowym przypisywano dotąd główną rolę w procesie regeneracji mięśni [87]. W mięśniach dorosłych organizmów występują w stanie spoczynkowym. Uszkodzenie tkanki powoduje, że zaczynają intensywnie proliferować, następnie różnicują w mioblasty, które ulegają fuzji i formują wieloją- drowe miotuby, a następnie włókna mięśniowe. Część z nich nie różnicuje, ale powraca do stanu spoczynkowego, odnawiając tym samym pulę mięśniowych komórek macierzystych [92]. Wykazano jednak, że in vivo perycyty obecne w mięśniu mogą się różnicować w mioblasty, uczestniczyć w regeneracji włókien mięśniowych, a także odtwarzaniu populacji komórek satelitowych [26,25]. Rolę perycytów w rekonstrukcji uszkodzonych mięśni szerzej omówiono w rozdziale „Potencjał terapeutyczny perycytów”.

Od kilku lat zaczynają się pojawiać doniesienia o udziale perycytów w patologicznym włóknieniu narządów [43,47,48,89]. Proces włóknienia jest niezbędny do prawidłowej regeneracji i remodelowania tkanki. Włókna kolagenu, a także inne białka macierzy pozakomórkowej, odkładane w macierzy zewnątrzkomórkowej, m.in. przez miofibroblasty, zapewniają utrzymanie struktury całego narządu [105]. W warunkach patologicznych, gdy dochodzi do rozwoju chronicznego stanu zapalnego obserwuje się nadmierne odkładanie kolagenu i tworzenie blizny, co może upośledzić funkcję narządów. Jak już wspomniano, istotną rolę w włóknieniu tkanki odgrywają miofibroblasty, ich pochodzenie było niewyjaśnione. Podejrzewano, że powstają z komórek śródbłonka czy też z migrujących lub osiadłych fibroblastów [37,84]. Okazało się jednak, że miofibroblasty mogą powstawać z określonej subpopulacji perycytów – perycytów typu pierwszego [10]. Perycyty typu pierwszego, niesyntetyzujące nestyny, wykazują fenotyp profibrotyczny. Natomiast komórki typu drugiego, syntetyzujące nestynę, wykazują potencjał miogeniczny [11]. Perycyty typu pierwszego pod wpływem dodanej do pożywki cytokiny profibrotycznej – TGF-β1, różnicowały się w komórki podobne do fibroblastów, które wytwarzały marker fibroblastów FSP-1 (fibroblast surface protein 1) i kolagen. Natomiast perycyty typu drugiego różnicowały się w miotuby syntetyzujące m.in. ciężkie łańcuchy miozyny (MHC; myosin haevy chains). Perycyty typu pierwszego wstrzyknięte do uszkadzanych mięśni myszy brały udział w nadmiernym odkładaniu kolagenu w tkance, natomiast perycyty typu drugiego uczestniczyły w regeneracji włókien mięśniowych [11]. Oba podtypy perycytów zaobserwowano również w innych narządach, takich jak: płuca, nerki, serce, rdzeń kręgowy czy mózg [9]. Okazało się również, że zdolność perycytów do wytwarzania kolagenu zależy od narządu, w którym te komórki występują. W płucach uszkodzonych bleomycyną perycyty typu pierwszego akumulowały się wokół naruszonej tkanki i wytwarzały kolagen [9]. W nerkach uszkodzonych wskutek jednostronnej niedrożności moczowodu oraz w mięśniu sercowym po zawale, również obserwowano wzrost liczby perycytów typu pierwszego. Ich akumulacja była wyraźna wokół miejsc objętych włóknieniem, jednak komórki te nie wytwarzały kolagenu. W ośrodkowym układzie nerwowym perycyty typu pierwszego również umiejscawiały się wokół miejsca objętego uszkodzeniem, podczas gdy w innych częściach tkanki nerwowej występowały sporadycznie [9].

Potencjał terapeutyczny perycytów

Perycyty, podobnie jak inne komórki, np. mezenchymalne komórki macierzyste (MSCs; mesenchymal stem cells), mogą oddziaływać parakrynnie: przez wydzielanie czynników wzrostu, cytokin i uwalnianie mikropęcherzyków zawierających białka, cząsteczki mRNA i miRNA. Na przykład ludzkie perycyty wyizolowane z mięśni wytwarzają dużo takich czynników jak: HB-EGF, VEGF (vascular endothelial growth factor) czy HGF (hepatocyte growth factor) [16]. Poziom ich znacznie przewyższał ten charakterystyczny dla hodowli mezenchymalnych komórek macierzystych wyizolowanych z tkanki tłuszczowej czy krwi pępowinowej [16].

Natomiast udział egzogennych perycytów w odbudowie uszkodzonych tkanek przez ich różnicowanie w dany rodzaj komórek jest niewielki z kilkoma wyjątkami [16,20]. Na przykład, w przypadku perycytów wykorzystywanych w badaniach nad retinopatią cukrzycową, udowodniono ich zdolność do funkcjonalnej integracji z łożyskiem naczyniowym siatkówki [68].

Jak już wspomniano, perycyty są zdolne do różnicowania w mioblasty. Ludzkie perycyty wyizolowane z mięśni szkieletowych wstrzyknięte do mięśni myszy scid-mdx (scid-severe combined immunodeficiency; mdx – mysi model dystrofii Duchenne’a) lub do mięśni uszkodzonych kardiotoksyną brały udział w regeneracji odtwarzając włókna mięśniowe [22,26]. W pierwszym przypadku, w nowo powstałych włóknach mięśniowych obserwowano ekspresję ludzkiej dystrofiny, natomiast w drugim ludzkiej spektryny, a więc białek srukturalnych biorących udział w łączeniu cytoszkieletu z kompleksem glikoproteinowym obecnym w sarkolemmie. Istotne, że znacznie więcej włókien mięśniowych powstawało po systemowym podaniu komórek do tętnicy udowej myszy niż po podaniu miejscowym [26]. Co więcej, zwierzęta którym perycyty podano systemowo, osiągały lepsze wyniki w testach funkcjonalnych niż zwierzęta w pozostałych wariantach doświadczalnych [26].

Perycyty mają także potencjał osteogenny; wykazano to w mysich i ludzkich perycytach, zarówno tych hodowanych in vitro [54,108] jak i analizowanych in vivo [22]. Ludzkie perycyty osadzone na nośnikach z żelatyny, po wszczepieniu do pochewki mięśni szkieletowych myszy, formowały zawiązki kości [22]. Perycyty izolowane z tkanki tłuszczowej wykorzystano również do leczniczego usztywnienia kręgosłupa (spondylosyndesis). W zastosowanej terapii przeszczepiono rusztowania tkankowe opłaszczone ludzkimi perycytami między wyrostki poprzeczne kręgów lędźwiowych szczura [19]. W opisanym modelu uzyskano kalcyfikację wszczepionych rusztowań, jednak większość osteoblastów pochodziła od biorcy. Jest to nowy dowód przemawiający za parakrynnym mechanizmem korzystnego oddziaływania przeszczepianych perycytów [19]. Podobny wpływ obserwowano również w perycytach przeszczepianych myszom cierpiącym z powodu niedokrwiennej choroby serca [17]. Ludzkie perycyty wyizolowane z mię- śni szkieletowych wstrzykiwano do mięśnia sercowego myszy będących modelem choroby niedokrwiennej serca. Obserwowana poprawa kurczliwości serca wynikała z lepszego unaczynienia, zredukowanego włóknienia tkanki oraz immunomodulacji naciekających komórek zapalnych. Zaobserwowano, że niewielka frakcja przeszczepianych komórek integrowała z uszkodzoną tkanką i różnicowała w kardiomiocyty. Jednak rola endogennych perycytów podczas niedokrwienia mięśnia sercowego wydaje się raczej negatywna. Są głównymi „producentami” czynnika tkankowego, którego ekspresja sprzyja powstawaniu trombiny, a to może spowodować powstawanie zakrzepów i okluzji tętnic wieńcowych [74]. Proponowano także istotną rolę perycytów w występowaniu zjawiska ‘no-reflow’, polegającego na zwężeniu naczynia wieńcowego po zabiegu przezskórnego udrożnienia (PCI; percutaneous coronary intervention). Perycyty, dzięki kurczliwości, miałyby odpowiadać za upośledzenie perfuzji naczyń wieńcowych w mechanizmie obkurczenia i przyczyniać się do niepowodzenia leczenia [72].

Udowodniono także terapeutyczny działanie perycytów w uszkodzeniu płuc spowodowanego hiperoksją (oddychaniem czystym tlenem). Podanie egzogennych perycytów lub komórek mezenchymalnych wyizolowanych z ludzkiej krwi pępowinowej szczurom wspomagało regenerację i zapobiegało hipoplazji tkanki [79]. Było to najprawdopodobniej spowodowane ich działaniem parakrynnym, bowiem podobne wyniki otrzymywano również po wstrzyknięciu pożywki, w której hodowane były komórki [79].

Perycyty mogą być wykorzystane w inżynierii tkankowej, przez wspomaganie angiogenezy i neowasklularyzacji, a ich zdolność do wydzielania cytokin i czynników wzrostu mogłaby wspomagać regenerację [103]. Perycyty typu 2 podane domięśniowo myszom z wywołanym niedokrwieniem kończyny tylnej, częściowo poprawiały przepływ krwi w tętnicy udowej. Podane komórki współtworzyły bowiem ściany nowo powstałych naczyń krwionośnych [12]. Natomiast podskórne wszczepienie myszom implantów z Matrigelu, zawierającego perycyty i komórki śródbłonka spowodowało powstanie nowych naczyń krwionośnych (neowaskularyzacja), które tworzyły funkcjonalne połączenia z już istniejącymi naczyniami [23]. Tworzenie nowych naczyń krwionośnych jest konieczne do funkcjonowania nowo przeszczepionej tkanki, dlatego implanty zawierające zawiązki takich naczyń mogłyby się okazać bardzo pożądane [103].

Innym, obiecującym kierunkiem terapeutycznego wykorzystania perycytów, może się okazać farmakologiczna modulacja tych obecnych w tkankach. Mobilizacja endogennych perycytów do migracji do miejsca, w którym mogłyby brać udział w regeneracji uszkodzonej tkanki, może być alternatywą dla przeszczepiania egzogennych komórek. Taką mobilizację obserwowano w MSCs uwalnianych do krwi obwodowej po podaniu takich czynników jak: stymulujący kolonie granulocytów (G-CSF; granulocyte colony growth stimulating factor), antagonista receptora CXCR4 SDF-1 (stromal derived factor – 1) – AMD3100 czy TGF-β1 [103]. Brak jest badań opisują- cych mobilizację do krwi obwodowej perycytów.

Jak już wspomniano, perycyty mogą też odgrywać rolę w patogenezie różnych chorób, którym towarzyszy włóknienie tkanek. Udział perycytów opisano w włóknieniu nerek [29], rdzenia kręgowego [43] czy płuc [48]. Z tego powodu perycyty wydają się dobrym celem terapii celowanych ograniczających włóknienie. W dotychczas przeprowadzanych badaniach próbowano blokować pojedyncze szlaki sygnałowe promujące różnicowanie perycytów w miofibroblasty, a więc komórki wytwarzające kolagen. Blokując receptor płytkopochodnego czynnika wzrostu – PDGFRβ uzyskano redukcję włóknienia w nerkach myszy [63]. Podobne działanie miał już zarejestrowany lek – imatynib, czyli inhibitor m.in. aktywacji PDGFRβ [18]. Innym czynnikiem wzrostowym, wydzielanym przez perycyty, który z powodzeniem hamował włóknienie jest czynnik wzrostu tkanki łącznej (CTGF; connective tissue growth factor). Jest wytwarzany w odpowiedzi na uszkodzenie tkanki, m.in. wtórnie do wzrostu stężenia TGF-β. CTGF także stymuluje syntezę TGF-β i hamuje angiogenezę, jednocześnie promując włóknienie [98]. Na poziomie preklinicznym wykazano skuteczność zahamowania CTGF w włóknieniu płuc wywołanym bleomycyną u myszy [80] i włóknienia skóry [65]. Badania kliniczne I fazy, dotyczące zastosowania przeciwciała blokującego CTGF w nefropatii cukrzycowej, wykazały bezpieczny i korzystny wpływ takiej terapii na funkcje nerek [1]. Przeciwciało to jest także w trakcie badań II fazy w leczeniu włóknienia płuc. Analiza pierwszych 53 leczonych pacjentów wykazała jego bezpieczeństwo, a także poprawę parametrów spirometrycznych chorych [81]. Jednak perspektywy modulacji funkcji endogennych perycytów są raczej teorią [103], niż rzeczywistością. Problematyczne jest swoiste narządowo blokowanie przytoczonych szlaków sygnałowych. Ich ogólnoustrojowa modulacja, nawet u osób chorych może przynieść więcej szkody niż korzyści.

Niewątpliwie są istotnym elementem strukturalnym i funkcjonalnym naczyń krwionośnych. Wykazują unikatowe właściwości cytofizjologiczne, takie jak kurczliwość, zdolność do kierunkowej migracji i interakcji z komórkami śródbłonka i nabłonka narządów. Ponadto, wiele dowodów przemawia za tym, że komórki te są tkankowymi progenitorami mezenchymalnych komórek macierzystych. Wprawdzie nie opisano jeszcze swoistej cząsteczki mogącej stanowić marker perycytów, komórki te mogą być charakteryzowane na podstawie kombinacji kilku markerów, pozwalających także na uwzględnienie ich swoistych tkankowo odmienności. Perycyty są przykładem mezenchymalnych komórek progenitorowych o zdefiniowanym fenotypie, które mogą znaleźć zastosowanie w medycynie regeneracyjnej. Przemawiają za tym liczne prace z zastosowaniem perycytów izolowanych z tkanki tłuszczowej. Z powodu braku dobrze zdefiniowanego fenotypu mezenchymalnych komórek macierzystych, możliwość izolacji określonej populacji perycytów, jest ich istotnym atutem, jako źródła komórek o potencjalnym zastosowaniu terapeutycznym. Mimo udowodnionej zdolności perycytów do różnicowania w wiele rodzajów komórek dostępne dowody przemawiają głównie za ich parakrynnym działaniem, niezależnie od tego do jakiej tkanki zostały przeszczepione. Co istotne, istnieje możliwość kierunkowego różnicowania in vitro, a wiec przed przeszczepianiem. Możliwość kierowania różnicowaniem perycytów wydaje się interesująca z perspektywy medycyny regeneracyjnej. Liczne dowody na udział perycytów w patogenezie chorób, którym towarzyszy włóknienie, wskazują nową perspektywę ich terapeutycznego wykorzystania. Celowana modulacja farmakologiczna perycytów wydaje się obiecującą strategią przeciwdziałania włóknieniu we wczesnych fazach. Opracowania wymaga jednak swoiste narządowo blokowanie szlaków sygnałowych aktywujących różnicowanie perycytów w miofibroblasty. Tak więc, mimo że perycyty są populacją komórek o niezwykle szerokim potencjale wykorzystania w medycynie, to liczne niejasności w ich biologii wymagają dalszych intensywnych badań.

Podsumowanie

Chociaż pierwsze opisy perycytów mają prawie 150 lat, nadal istnieje wiele niejasności związanych z biologią komórek o olbrzymim potencjale terapeutycznym.

Podziękowanie

Autorzy składają serdeczne podziękowania Pani Profesor Marii Annie Ciemerych-Litwinienko za cenne uwagi dotyczące manuskryptu.

Przypisy

• 1. Adler S.G., Schwartz S., Williams M.E., Arauz-Pacheco C., Bolton W.K., Lee T., Li D., Neff T.B., Urquilla P.R., Sewell K.L.: Phase 1 study of anti-CTGF monoclonal antibody in patients with diabetes and microalbuminuria. Clin. J. Am. Soc. Nephrol., 2010; 5: 1420-1428
  Google Scholar
• 2. Alliot F., Rutin J., Leenen P.J., Pessac B.: Pericytes and periendothelial cells of brain parenchyma vessels co-express aminopeptidase N, aminopeptidase A, and nestin. J. Neurosci. Res.,1999; 58: 367-378
  Google Scholar
• 3. Allt G., Lawrenson J.G.: Pericytes: cell biology and pathology. Cells Tissues Organs, 2001; 169: 1-11
  Google Scholar
• 4. Andrae J., Gallini R., Betsholz C.: Role of platelet-derived growth factors in physiology and medicine. Genes Dev., 2008; 22: 1276-1312
  Google Scholar
• 5. Armulik A., Abramsson A., Betsholtz C.: Endothelial/pericyte interactions. Circ. Res., 2005; 97: 512-523
  Google Scholar
• 6. Armulik A., Genové G., Betscholz C.: Pericytes: developmental, physiological and pathological perpectives, problems, and promises. Dev. Cell, 2011; 21: 193-215
  Google Scholar
• 7. Bardin N., Frances V., Lesaule G., Horschowski N., George F., Sampol J.: Identification of the S-Endo 1 endothelial-associated antigen. Biochem. Biophys. Res. Commun., 1996; 218: 210-216
  Google Scholar
• 8. Bergers G., Song S.: The role of pericytes in blood-vessel formation and maintaince. Neuro Oncol., 2005; 7: 452-464
  Google Scholar
• 9. Birbrair A., Zhang T., Files D.C., Mannava S., Smith T., Wang Z.M., Messi M.L., Mintz A., Delbono O.: Type-1 pericytes accumulate after tissue injury and produce collagen in an organ-dependent manner. Stem Cell Res. Ther., 2014; 5: 122
  Google Scholar
• 10. Birbrair A., Zhang T., Wang Z.M., Messi M.L., Enikolopov G.N., Mintz A., Delbono O.: Skeletal muscle pericyte subtypes differ in their differentiation potential. Stem Cell Res., 2013; 10: 67-84
  Google Scholar
• 11. Birbrair A., ZhangT., Wang Z.M., Messi M.L., Mintz A., Delbono O.: Type-1 pericytes participate in fibrous tissue deposition in aged skeletal muscle. Am. J. Physiol. Cell. Physiol., 2013; 305: C1098-C1113
  Google Scholar
• 12. Birbrair A., Zhang T., Wang Z.M., Messi M.L., Olson J.D., Mintz A., Delbono O.: Type-2 pericytes participate in normal and tumoral angiogenesis. Am. J. Physiol. Cell. Physiol., 2014; 307: C25-C38
  Google Scholar
• 13. Bondjers C., Kalén M., Hellström M., Scheidl S.J., Abramsson A., Renner O., Lindahl P., Cho H., Kehrl J., Betsholtz C.: Transcription profiling of platelet-derived growth factor-B-deficient mouse embryos identifies RGS5 as a novel marker for pericytes and vascular smooth muscle cells. Am. J. Pathol., 2003; 162: 721-729
  Google Scholar
• 14. Carvalho R.L., Jonker L., Goumans M.J., Larsson J., Bouwman P., Karlsson S., Dijke P.T., Arthur H.M., Mummery C.L.: Defective paracrine signalling by TGFβ in yolk sac vasculature of endoglin mutant mice: a paradigm for hereditary haemorrhagic telangiectasia. Development, 2004; 131: 6237-6247
  Google Scholar
• 15. Chang H., Huylebroeck D., Verschueren K., Guo Q., Matzuk M.M., Zwijsen A.: Smad5 knockout mice die at mid-gestation due to multiple embryonic and extraembryonic defects. Development, 1999; 126: 1631-1642
  Google Scholar
• 16. Chen C.W., Montelatici E., Crisan M., Corselli M., Huard J., Lazzari L., Péault B.: Perivascular multi-lineage progenitor cells in human organs: regenerative units, cytokine sources or both? Cytokine Growth Factor Rev., 2009; 20: 429-434
  Google Scholar
• 17. Chen C.W., Okada M., Proto J.D., Gao X., Sekiya N., Beckman S.A., Corselli M., Crisan M., Saparov A., Tobita K., Péault B., Huard J.: Human pericytes for ischemic heart repair. Stem Cells, 2013; 31: 305-316
  Google Scholar
• 18. Chen Y.T., Chang F.C., Wu C.F., Chou Y.H., Hsu H.L., Chiang W.C., Shen J., Chen Y.M., Wu K.D., Tsai T.J., Duffield J.S., Lin S.L.: Plateletderived growth factor receptor signaling activates pericyte-myofibroblast transition in obstructive and post-ischemic kidney fibrosis. Kidney Int., 2011; 80: 1170-1181
  Google Scholar
• 19. Chung C.G., James A.W., Asatrian G., Chang L., Nguyen A., Le K., Bayani G., Lee R., Stoker D., Zhang X., Ting K., Péault B., Soo C.: Human perivascular stem cell-based bone graft substitute induces rat spinal fusion. Stem Cells Transl. Med., 2014; 3: 1231-1241
  Google Scholar
• 20. Collins J.J., Thébaud B.: Lung mesenchymal stromal cells in development and disease: to serve and protect? Antioxid. Redox Signal., 2014; 21: 1849-1862
  Google Scholar
• 21. Covas D.T., Panepucci R.A., Fontes A.M., Silva W.A.Jr., Orellana M.D., Freitas M.C., Neder L., Santos A.R., Peres L.C., Jamur M.C., Zago M.A.: Multipotent mesenchymal stromal cells obtained from diverse human tissues share functional properties and gene-expression profile with CD146 + perivascular cells and fibroblasts. Exp. Hematol., 2008; 36: 642-654
  Google Scholar
• 22. Crisan M., Yap S., Casteilla L., Chen C.W., Corselli M., Park T.S., Andriolo G., Sun B., Zheng B., Zhang L., Norotte C., Teng P.N., Traas J., Schugar R., Deasy B.M. i wsp.: A perivascular origin for mesenchymal stem cells in multiple human organs. Cell Stem Cell, 2008; 3: 301-313
  Google Scholar
• 23. Dar A., Domev H., Ben-Yosef O., Tzukerman M., Zeevi-Levin N., Novak A., Germanguz I., Amit M., Itskovitz-Eldor J.: Multipotent vasculogenic pericytes from human pluripotent stem cells promote recovery of murine ischemic limb. Circulation, 2012; 125: 87-99
  Google Scholar
• 24. Davis S., Aldrich T.H., Jones P.F., Acheson A., Compton D.L., Jain V., Ryan T.E., Bruno J., Radziejewski C., Maisonpierre P.C., Yancopoulos G.D..: Isolation of angiopoietin-1, a ligand for the TIE2 receptor, by secretion-trap expression cloning. Cell, 1996; 87: 1161-1169
  Google Scholar
• 25. Dellavalle A., Maroli G., Covarello D., Azzoni E., Innocenzi A., Perani L., Antonini S., Sambasivan R., Brunelli S., Tajbakhsh S., Cossu G.: Pericytes resident in postnatal skeletal muscle differentiate into muscle fibres and generate satellite cells. Nat. Commun., 2011; 2: 499
  Google Scholar
• 26. Dellavalle A., Sampaolesi M., Tonlorenzi R., Tagliafico E., Sacchetti B., Perani L., Innocenzi A., Galvez B.G., Messina G., Morosetti R., Li S., Belicchi M., Peretti G., Chamberlain J.S., Wright W.E., et al.: Pericytes of human skeletal muscle are myogenic precursors distinct from satellite cells. Nat. Cell Biol., 2007; 9: 255-267
  Google Scholar
• 27. Díaz-Flores L., Gutiérrez R., Madrid J.F., Varela H., Valladares F., Acosta E., Martín-Vasallo P., Díaz-Flores L.Jr.: Pericytes. Morphofunction, interactions and pathology in a quiescent and activated mesenchymal cell niche. Histol. Histopathol., 2009; 24: 909-969
  Google Scholar
• 28. Dickson M.C., Martin J.S., Cousins F.M., Kulkarni A.B., Karlsson S., Akhurst R.J.: Defective haematopoiesis and vasculogenesis in transforming growth factor-beta 1 knock out mice. Development, 1995; 121: 1845-1854
  Google Scholar
• 29. Duffield J.S.: Cellular and molecular mechanisms in kidney fibrosis. J. Clin. Invest., 2014; 124: 2299-2306
  Google Scholar
• 30. Dumont D.J., Gradwohl G.J., Fong G.H., Auerbach R., Breitman M.L.: The endothelial-specific receptor tyrosine kinase, tek, is a member of a new subfamily of receptors. Oncogene, 1993; 8: 1293-1301
  Google Scholar
• 31. Dumont D.J., Gradwohl G., Fong G.H., Puri M.C., Gertsenstein M., Auerbach A., Breitman M.L.: Dominant-negative and targeted null mutations in the endothelial receptor tyrosine kinase, tek, reveal a critical role in vasculogenesis of the embryo. Genes Dev., 1994; 8: 1897-1909
  Google Scholar
• 32. Eberth C.J.: Handbuch der Lehre von der Gewegen des Menschen und der Tiere. Leipzig, 1871
  Google Scholar
• 33. Epling G.P.: Electron microscopic observations of pericytes of small blood vessels in the lungs and hearts of normal cattle and swine. Anat. Rec., 1966; 155: 513-529
  Google Scholar
• 34. Eriksson J.E., Dechat T., Grin B., Helfand B., Mendez M., Pallari H.M., Goldman R.D.: Introducing intermediate filaments: from discovery to disease. J. Clin. Invest., 2009; 119: 1763-1771
  Google Scholar
• 35. Etchevers H.C., Vincent C., Le Douarin N.M., Couly G.F.: The cephalic neural crest provides pericytes and smooth muscle cells to all blood vessels of the face and forebrain. Development, 2001; 128: 1059-1068
  Google Scholar
• 36. Falcón B.L., Hashizume H., Koumoutsakos P., Chou J., Bready J.V., Coxon A., Oliner J.D., McDonald D.M.: Contrasting actions of selective inhibitors of angiopoietin-1 and angiopoietin-2 on the normalization of tumor blood vessels. Am. J. Pathol., 2009; 175: 2159-2170
  Google Scholar
• 37. Fernandez I.E., Eickelberg O.: New cellular and molecular mechanisms of lung injury and fibrosis in idiopathic pulmonary fibrosis. Lancet, 2012; 380: 680-688
  Google Scholar
• 38. Foster K., Sheridan J., Veiga-Fernandes H., Roderick K., Pachnis V., Adams R., Blackburn C., Kioussis D., Coles M.: Contribution of neural crest-derived cells in the embryonic and adult thymus. J. Immunol., 2008; 180: 3183-3189
  Google Scholar
• 39. Gerhardt H., Betsholtz C.: Endothelial-pericyte interactions in angiogenesis. Cell Tissue Res., 2003; 314: 15-23
  Google Scholar
• 40. Goretzki L., Burg M.A., Grako K.A., Stallcup W.B.: High-affinity binding of basic fibroblast growth factor and platelet-derived growth factor-AA to the core protein of the NG2 proteoglycan. J. Biol. Chem., 1999; 274: 16831-16837
  Google Scholar
• 41. Goumans M.J., Valdimarsdottir G., Itoh S., Lebrin F., Larsson J., Mummery C., Karlsson S., ten Dijke P.: Activin receptor-like kinase (ALK)1 is an antagonistic mediator of lateral TGFbeta/ALK5 signaling. Mol. Cell, 2003; 12: 817-828
  Google Scholar
• 42. Goumans M.J., Valdimarsdottir G., Itoh S., Rosendahl A., Sideras P., ten Dijke P.: Balancing the activation state of the endothelium via two distinct TGF-β type I receptors. EMBO J., 2002; 21: 1743-1753
  Google Scholar
• 43. Göritz C., Dias D.O., Tomilin N., Barbacid M., Shupliakov O., Frisén J.: A pericyte origin of spinal cord scar tissue. Science, 2011; 333: 238-242
  Google Scholar
• 44. Haefliger I.O., Anderson D.R.: Oxygen modulation of guanylate cyclase-mediated retinal pericyte relaxations with 3-morpholinosydnonimine and atrial natriuretic peptide. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci., 1997; 38: 1563-1568
  Google Scholar
• 45. Hammes H.P., Lin J., Wagner P., Feng Y., Vom Hagen F., Krzizok T., Renner O., Breier G., Brownlee M., Deutsch U.: Angiopoietin-2 causes pericyte dropout in the normal retina evidence for involvement in diabetic retinopathy. Diabetes, 2004; 53: 1104-1110
  Google Scholar
• 46. Hellström M., Kalén M., Lindahl P., Abramsson A., Betsholtz C.: Role of PDGF-B and PDGFR-beta in recruitment of vascular smooth muscle cells and pericytes during embryonic blood vessel formation in the mouse. Development, 1999; 126: 3047-3055
  Google Scholar
• 47. Humphreys B.D., Lin S.L., Kobayashi A., Hudson T.E., Nowlin B.T., Bonventre J.V., Valerius M.T., McMahon A.P., Duffield J.S.: Fate tracing reveals the pericyte and not epithelial origin of myofibroblasts in kidney fibrosis. Am. J. Pathol. 2010; 176: 85-97
  Google Scholar
• 48. Hung C., Linn G., Chow Y.H., Kobayashi A., Mittelsteadt K., Altemeier W.A., Gharib S.A., Schnapp L.M., Duffield J.S.: Role of lung pericytes and resident fibroblasts in the pathogenesis of pulmonary fibrosis. Am. J. Respir. Crit. Care Med., 2013; 188: 820-830
  Google Scholar
• 49. Iivanainen E., Nelimarkka L., Elenius V., Heikkinen S.M., Junttila T.T., Sihombing L., Sundvall M., Määttä J.A., Laine V.J., Ylä-Herttuala S., Higashiyama S.: Angiopoietin-regulated recruitment of vascular smooth muscle cells by endothelial-derived heparin binding EGFlike growth factor. FASEB J., 2003; 17: 1609-1621
  Google Scholar
• 50. Jiang B., Brey E.M.: Formation of stable vascular networks in engineered tissues. W: Regenerative Medicine and Tissue Engineering – Cells and Biomaterials, red.: D. Eberli. INTECH, 2011
  Google Scholar
• 51. Kelly J.D., Haldeman B.A., Grant F.J., Murray M.J., Seifert R.A., Bowen-Pope D.F., Cooper J.A., Kazlauskas A.: Platelet-derived growth factor (PDGF) stimulates PDGF receptor subunit dimerization and intersubunit transphosphorylation. J. Biol. Chem., 1991; 266: 8987-8992
  Google Scholar
• 52. Korn J., Christ B., Kurz H.: Neuroectodermal origin of brain pericytes and vascular smooth muscle cells. J. Comp. Neurol., 2002; 442:78-88
  Google Scholar
• 53. Kostallari E., Baba-Amer Y., Alonso-Martin S., Ngoh P., Relaix F., Lafuste P., Gherardi R.K.: Pericytes in the myovascular niche promote post-natal myofiber growth and satellite cell quiescence. Development, 2015; 142, 1242-1253
  Google Scholar
• 54. König M.A., Canepa D.D., Cadosch D., Casanova E., Heinzelmann M., Rittirsch D., Plecko M., Hemmi S., Simmen H.P., Cinelli P., Wanner G.A.: Direct transplantation of native pericytes from adipose tissue: a new perspective to stimulate healing in critical size bone defects. Cytotherapy, 2016; 18: 41-52
  Google Scholar
• 55. Kurz H.: Cell lineages and early patterns of embryonic CNS vascularization. Cell Adh. Migr., 2009; 3: 205-210
  Google Scholar
• 56. Lan Y., Liu B., Yao H., Li F., Weng T., Yang G., Li W., Cheng X., Mao N., Yang X.: Essential role of endothelial Smad4 in vascular remodeling and integrity. Mol. Cell. Biol., 2007; 27: 7683-7692
  Google Scholar
• 57. Larsson J., Goumans M.J., Sjöstrand L.J., van Rooijen M.A., Ward D., Levéen P., Xu X., ten Dijke P., Mummery C.L., Karlsson S.: Abnormal angiogenesis but intact hematopoietic potential in TGF-β type I receptor-deficient mice. EMBO J., 2001; 20: 1663-1673
  Google Scholar
• 58. Laties A.M., Rapoport S.I., McGlinn A.: Hypertensive breakdown of cerebral but not of retinal blood vessels in rhesus monkey. Arch. Ophthalmol., 1979; 97: 1511-1514
  Google Scholar
• 59. Lebrin F., Goumans M.J., Jonker L., Carvalho R.L., Valdimarsdottir G., Thorikay M., Mummery C., Arthur H.M., ten Dijke P.: Endoglin promotes endothelial cell proliferation and TGF‐β/ALK1 signal transduction. EMBO J., 2004; 23: 4018-4028
  Google Scholar
• 60. Lehmann J.M., Holzmann B., Breitbart E.W., Schmiegelow P., Riethmüller G., Johnson J.P.: Discrimination between benign and malignant cells of melanocytic lineage by two novel antigens, a glycoprotein with a molecular weight of 113,000 and a protein with a molecular weight of 76,000. Cancer Res., 1987; 47: 841-845
  Google Scholar
• 61. Lendahl U., Zimmerman L.B., McKay R.D.: CNS stem cells express a new class of intermediate filament protein. Cell, 1990; 60: 585-595
  Google Scholar
• 62. Li Q., Yu Y., Bischoff J., Mulliken J.B., Olsen B.R.: Differential expression of CD146 in tissues and endothelial cells derived from infantile haemangioma and normal human skin. J. Pathol., 2003; 201: 296-302
  Google Scholar
• 63. Lin S.L., Chang F.C., Schrimpf C., Chen Y.T., Wu C.F., Wu V.C., Chiang W.C., Kuhnert F., Kuo C.J., Chen Y.M., Wu K.D., Tsai T.J., Duffield J.S.: Targeting endothelium-pericyte cross talk by inhibiting VEGF receptor signaling attenuates kidney microvascular rarefaction and fibrosis. Am. J. Pathol., 2011; 178: 911-923
  Google Scholar
• 64. Lindblom P., Gerhardt H., Liebner S., Abramsson A., Enge M., Hellström M., Bäckström G., Fredriksson S., Landegren U., Nyström H.C., Bergström G., Dejana E., Ostman A., Lindahl P., Betsholtz C.: Endothelial PDGF-B retention is required for proper investment of pericytes in the microvessel wall. Genes Dev., 2003; 17: 1835-1840
  Google Scholar
• 65. Liu S., Shi-wen X., Abraham D.J., Leask A.: CCN2 is required for bleomycin-induced skin fibrosis in mice. Arthritis Rheum., 2011; 63: 239-246
  Google Scholar
• 66. Mathiisen T.M., Lehre K.P., Danbolt N.C., Ottersen O.P.: The perivascular astroglial sheath provides a complete covering of the brain microvessels: an electron microscopic 3D reconstruction. Glia, 2010; 58: 1094-1103
  Google Scholar
• 67. Matsugi T., Chen Q., Anderson D.R.: Suppression of CO2-induced relaxation of bovine retinal pericytes by angiotensin II. Invest. Ophthalmol.Vis. Sci., 1997; 38: 652-657
  Google Scholar
• 68. Mendel T.A., Clabough E.B., Kao D.S., Demidova-Rice T.N., Durham J.T., Zotter B.C., Seaman S.A., Cronk S.M., Rakoczy E.P., Katz A.J., Herman I.M.: Pericytes derived from adipose-derived stem cells protect against retinal vasculopathy. PLoS One, 2013; 8: e65691
  Google Scholar
• 69. Mokrý J., Ehrmann J., Karbanová J., Čížková D., Soukup T., Suchánek J., Filip S., Kolář Z.: Expression of intermediate filament nestin in blood vessels of neural and non-neural tissues. Acta Medica, 2008; 51: 173-179
  Google Scholar
• 70. Nehls V., Drenckhahn D.: Heterogeneity of microvascular pericytes for smooth muscle type alpha-actin. J. Cell Biol., 1991; 113: 147-154
  Google Scholar
• 71. Nehls V., Drenckhahn D.: The versatility of microvascular pericytes: from mesenchyme to smooth muscle? Histochemistry, 1993; 99: 1-12
  Google Scholar
• 72. O›Farrell F.M., Attwell D.: A role for pericytes in coronary noreflow. Nat. Rev. Cardiol., 2014; 11: 427-432
  Google Scholar
• 73. Oshima M., Oshima H., Taketo M.M.: TGF-β receptor type II deficiency results in defects of yolk sac hematopoiesis and vasculogenesis. Dev. Biol., 1996; 179: 297-302
  Google Scholar
• 74. Østerud B., Bjørklid E.: Sources of tissue factor. Semin. Thromb. Hemost., 2006; 32: 11-23
  Google Scholar
• 75. Ozerdem U., Grako K.A., Dahlin-Huppe K., Monosov E., Stallcup W.B.: NG2 proteoglycan is expressed exclusively by mural cells during vascular morphogenesis. Dev. Dyn., 2001; 222: 218-227
  Google Scholar
• 76. Parikh S.M.: Dysregulation of the angiopoietin–Tie-2 axis in sepsis and ARDS. Virulence, 2013; 4: 517-524
  Google Scholar
• 77. Patan S.: TIE1 and TIE2 receptor tyrosine kinases inversely regulate embryonic angiogenesis by the mechanism of intussusceptive microvascular growth. Microvasc. Res., 1998; 56: 1-21
  Google Scholar
• 78. Petrova T.V., Karpanen T., Norrmén C., Mellor R., Tamakoshi T., Finegold D., Ferrell R., Kerjaschki D., Mortimer P., Ylä-Herttuala S., Miura N., Alitalo K.: Defective valves and abnormal mural cell recruitment underlie lymphatic vascular failure in lymphedema distichiasis. Nat. Med., 2004; 10: 974-981
  Google Scholar
• 79. Pierro M., Ionescu L., Montemurro T., Vadivel A., Weissmann G., Oudit G., Emery D., Bodiga S., Eaton F., Péault B., Mosca F., Lazzari L., Thébaud B.: Short-term, long-term and paracrine effect of human umbilical cord-derived stem cells in lung injury prevention and repair in experimental bronchopulmonary dysplasia. Thorax, 2013; 68: 475-484
  Google Scholar
• 80. Ponticos M., Holmes A.M., Shi-Wen X., Leoni P., Khan K., Rajkumar V.S., Hoyles R.K., Bou-Gharios G., Black C.M., Denton C.P., Abraham D.J., Leask A., Lindahl G.E.: Pivotal role of connective tissue growth factor in lung fibrosis: MAPK-dependent transcriptional activation of type I collagen. Arthritis Rheum., 2009; 60: 2142-2155
  Google Scholar
• 81. Raghu G., Scholand M.B., De Andrade J., Lancaster L., Mageto Y.N., Goldin J.G., Porter S., Neff T.B., Valone F., Stauffer J.: Safety and efficacy of anti-CTGF monoclonal antibody FG-3019 for treatment of idiopathic pulmonary fibrosis (IPF): results of phase 2 clinical trial two years after initiation. Am. J. Respir. Crit. Care Med., 2014; 189: A1426
  Google Scholar
• 82. Risau W.: Mechanisms of angiogenesis. Nature, 1997; 386: 671-674
  Google Scholar
• 83. Risau W., Flamme I.: Vasculogenesis. Annu. Rev. Cell Dev. Biol., 1995; 11: 73-91
  Google Scholar
• 84. Rock J.R., Barkauskas C.E., Cronce M.J., Xue Y., Harris J.R., Liang J., Noble P.W., Hogan B.L.: Multiple stromal populations contribute to pulmonary fibrosis without evidence for epithelial to mesenchymal transition, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2011; 108: E1475-E1483
  Google Scholar
• 85. Rouget C.: Memoire sur le developpement, la structures et les proprieties des capillaires sanguins et lymphatiques. Archs. Physiol. Norm. Pathol., 1873; 5: 603-633
  Google Scholar
• 86. Rucker H.K., Wynder H.J., Thomas W.E.: Cellular mechanisms of CNS pericytes. Brain Res. Bull., 2000; 51: 363-369
  Google Scholar
• 87. Sambasivan R., Yao R., Kissenpfennig A., Van Wittenberghe L., Paldi A., Gayraud-Morel B., Guenou H., Malissen B., Tajbakhsh S., Galy A.: Pax7-expressing satellite cells are indispensable for adult skeletal muscle regeneration. Development, 2011; 138: 3647-3656
  Google Scholar
• 88. Sato Y., Rifkin D.B.: Inhibition of endothelial cell movement by pericytes and smooth muscle cells: activation of a latent transforming growth factor-beta 1-like molecule by plasmin during co-culture. J. Cell Biol., 1989; 109: 309-315
  Google Scholar
• 89. Schrimpf C., Xin C., Campanholle G., Gill S.E., Stallcup W., Lin S.L., Davis G.E., Gharib S.A., Humphreys B.D., Duffield J.S.: Pericyte TIMP3 and ADAMTS1 modulate vascular stability after kidney injury. J. Am. Soc. Nephrol., 2012; 23: 868-883
  Google Scholar
• 90. Sejersen T., Lendahl U.: Transient expression of the intermediate filament nestin during skeletal muscle development. J. Cell Sci., 1993; 106: 1291-1300
  Google Scholar
• 91. Shepro D., Morel N.M.: Pericyte physiology. FASEB J., 1993; 7: 1031-1038
  Google Scholar
• 92. Snijders T., Nederveen J.P., McKay B.R., Joanisse S., Verdijk L.B., van Loon L.J., Parise G.: Satellite cells in human skeletal muscle plasticity. Front. Physiol., 2015; 6: 283
  Google Scholar
• 93. Soriano P.: Abnormal kidney development and hematological disorders in PDGFβ-receptor mutant mice. Genes Dev., 1994; 8: 1888-1896
  Google Scholar
• 94. Stallcup W.B.: The NG2 proteoglycan: past insights and future prospects. J. Neurocytol., 2002; 31: 423-435
  Google Scholar
• 95. Sundberg C., Kowanetz M., Brown L.F., Detmar M., Dvorak H.F.: Stable expression of angiopoietin-1 and other markers by cultured pericytes: phenotypic similarities to a subpopulation of cells in maturing vessels during later stages of angiogenesis in vivo. Lab. Invest., 2002; 82: 387-401
  Google Scholar
• 96. Trzpis M., McLaughlin P.M., de Leij L.M., Harmsen M.C.: Epithelial cell adhesion molecule: more than a carcinoma marker and adhesion molecule. Am. J. Pathol., 2007; 171: 386-395
  Google Scholar
• 97. Urness L.D., Sorensen L.K., Li D.Y.: Arteriovenous malformations in mice lacking activin receptor-like kinase-1. Nat. Genet., 2000; 26: 328-331
  Google Scholar
• 98. Van Nieuwenhoven F.A., Jensen L.J., Flyvbjerg A., Goldschmeding R.: Imbalance of growth factor signalling in diabetic kidney disease: is connective tissue growth factor (CTGF, CCN2) the perfect intervention point? Nephrol. Dial. Transplant., 2005; 20: 6-10
  Google Scholar
• 99. Verbeek M.M., Otte-Höller I., Wesseling P., Ruiter D.J., de Waal R.M.: Induction of α-smooth muscle actin expression in cultured human brain pericytes by transforming growth factor-β1. Am. J. Pathol., 1994; 144: 372-382
  Google Scholar
• 100. von Tell D., Armulik A., Betsholtz C.: Pericytes and vascular stability. Exp. Cell Res., 2006; 312: 623-629
  Google Scholar
• 101. Wang Z., Yan X.: CD146, a multi-functional molecule beyond adhesion. Cancer Lett., 2013; 330: 150-162
  Google Scholar
• 102. Winkler E.A., Bell R.D., Zlokovic B.V.: Central nervous system pericytes in health and disease. Nat. Neurosci., 2011; 14: 1398-1405
  Google Scholar
• 103. Wong S.P., Rowley J.E., Redpath A.N., Tilman J.D., Fellous T.G., Johnson J.R.: Pericytes, mesenchymal stem cells and their contributions to tissue repair. Pharmacol Ther., 2015; 151: 107-120
  Google Scholar
• 104. Wroblewski J., Engström M., Edwall‐Arvidsson C., Sjöberg G., Sejersen T., Lendahl U. Distribution of nestin in the developing mouse limb bud in vivo and in micro‐mass cultures of cells isolated from limb buds. Differentiation, 1997; 61: 151-159
  Google Scholar
• 105. Wynn T.A.: Cellular and molecular mechanisms of fibrosis. J. Pathol., 2008; 214: 199-210
  Google Scholar
• 106. Yu X., Radulescu A., Chen C.L., James I.O., Besner G.E.: Heparin-binding EGF-like growth factor protects pericytes from injury. J. Surg. Res., 2012; 172: 165-176
  Google Scholar
• 107. Yuan S.M., Guo Y., Zhou X.J., Shen W.M., Chen H.N.: PDGFR-β (+) perivascular cells from infantile hemangioma display the features of mesenchymal stem cells and show stronger adipogenic potential in vitro and in vivo. Int. J. Clin. Exp. Pathol., 2014; 7: 2861-2870
  Google Scholar
• 108. Zhang X., Péault B., Chen W., Li W., Corselli M., James A.W., Lee M., Siu R.K., Shen P., Zheng Z., Shen J. i wsp.: The Nell-1 growth factor stimulates bone formation by purified human perivascular cells. Tissue Eng. Part A, 2011; 17: 2497-2509
  Google Scholar
• 109. Zimmermann K.W.: Der feinere bau der blutcapillares, Z. Anat. Entwicklungsgesch., 1923; 68: 3-109
  Google Scholar

Pełna treść artykułu