Abstrakt

Miostatyna, znana również jako GDF8 (growth differentation factor 8), należy do jednej z największej rodziny białek, tzw. transformujących czynników wzrostu – TGF-β. Białko to reguluje rozwój embrionalny i utrzymywanie homeostazy osobników dojrzałych. Po zakończeniu dojrzewania GDF8 jest negatywnym regulatorem wzrostu mięśni szkieletowych. Fizjologiczna rola białka polega na zapobieganiu przerostowi tkanki mięśniowej w różnych stadiach rozwoju organizmu. Hamuje ono również procesy regeneracji w mięśniach szkieletowych przez osłabienie aktywacji i proliferacji komórek satelitarnych (amficyty) oraz migracji makrofagów i mioblastów do miejsca urazu. Scharakteryzowano kilkanaście mutacji w obrębie sekwencji MSTN, które mogą wpływać na aktywność białka w tkankach, a co za tym idzie na poziom cech użytkowych zwierząt, które determinują wartość hodowlaną zwierząt. Poznanie wpływu poszczególnych mutacji genu kodującego białko jest szczególnie ważne w odniesieniu do cech produkcyjnych i użytkowych zwierząt gospodarskich.

Wprowadzenie

Miostatyna, znana również jako GDF8 (growth differentation factor 8), należy do jednej z największej rodziny białek, tzw. transformujących czynników wzrostu − TGF-β [24,36]. Białka te są jednym z najbardziej wszechobecnych regulatorów wzrostu oraz różnicowania komórek zarówno w procesie embriogenezy, jak również utrzymania homeostazy dojrzałego organizmu ssaków, ptaków, płazów i owadów, włączając w to procesy proliferacji, różnicowania i apoptozy [42]. Rodzina tych niesteroidowych związków obejmuje ponad 30 strukturalnie podobnych peptydów, takich jak: izoformy TGF-β (1–3), aktywiny (A, B, AB), inhibiny (A, B), morfogenetyczne białka kości (BMP’s 1–20, bone morphogenetic proteins), czynniki wzrostu i różnicowania (GDF’s 1−9, growth differentiation factors) [13].

Zmiany zachodzące w szlakach metabolicznych omawianej rodziny białek już na poziomie komórek zarodkowych, wynikające m.in. z mutacji czy błędów aparatu replikacyjnego, wywołują różnego rodzaju schorzenia układu krążenia, kostnego czy zaburzenia funkcji rozrodczych i rozwojowych [3]. Cechą charakterystyczną białek TGF-β jest konserwatyzm w budowie protein prekursorowych. GDF8 np. jest syntetyzowana w postaci 376-aminokwasowej proteiny prekursorowej i podobnie jak u pozostałych TGF-β zawiera: sekwencję sygnałową, N-końcową prodomenę LAP oraz C-końcową sekwencję dojrzałą, w skład której wchodzi 7 reszt cysteinowych (z  wyjątkiem BMP15, gdzie czwarta cysteina zostaje zastąpiona seryną, a dimery są tworzone przez niekowalencyjne połączenie między podjednostkami BMP15 oraz GDF-3 i GDF-9, u których czwarta cysteina w ogóle nie występuje) [34,36,41,43]. Po usunięciu sekwencji sygnałowej, prodomena ulega proteolizie w konserwatywnym miejscu RXXR, oddzielającym proregion od dojrzałego bioaktywnego regionu. Dojrzała sekwencja zawiera 7 reszt cysteinowych, tworzy 3 mostki dwusiarczkowe w monomerze, tworząc pętlę cysteinową, stabilizującą całą rodzinę TGF-β [34]. Ostatnia wolna reszta natomiast służy do wiązania z drugą cząsteczką i tworzenia homolub heterodimerów [39].

TGF-β przyłączają się do receptorów błon komórkowych zawierających intracytoplazmatyczne domeny, tworząc kompleks, który fosforyluje proteiny z rodziny Smad. Aktywny Smad przechodzi do jądra, przyłączając się do DNA rekrutuje aktywatory transkryptu kontrolujące ekspresję genów [34]. Receptory TGF-β są obecne we wszystkich rodzajach komórek. Zidentyfikowano dwa rodzaje receptorów: TβR-I oraz TβR-II, są to glikoproteiny o masie 53 i 75 kDa [33]. Mechanizm ich działania polega na wiązaniu liganda z TβR-II, aby po dołączeniu TβR-I utworzyć jeden kompleks. Znany jest także trzeci typ receptorów TGF-β, który jest proteoglikanem o masie 280–330 kDa. Dokładna rola TGF- βR-III nie została dotąd do końca poznana, choć uważa się, że pełni on funkcje regulacyjne [45]. Nie wskazano receptora swoistego dla miostatyny, ale prawdopodobnie ActIIB (receptor typu II) bierze udział w wiązaniu liganda. Stwierdzono również, że Smad2 i Smad3 biorą udział w szlaku metabolicznym MSTN, a także Smad4, wzbudzającym sygnalizację. W hamowaniu sygnalizacji biorą udział Smad7 i Smurf, przy czym Smad7 jest aktywowany przez miostatynę i na zasadzie sprzężenia zwrotnego − hamuje sygnalizację MSTN [58].

Miostatyna

Miostatyna jest białkiem odgrywającym olbrzymią rolę w regulacji rozwoju embrionalnego i utrzymywaniu homeostazy osobników dojrzałych. Opisana została po raz pierwszy w 1997 r. [36]. Podczas wczesnych etapów embriogenezy ekspresja MSTN jest ograniczona do fragmentów miotyny rozwijających się somitów. Po zakończeniu dojrzewania, GDF8 jest obecne w mięśniach szkieletowych. W celu zidentyfikowania biologicznych funkcji miostatyny posłużono się techniką knock out, w wyniku czego otrzymano myszy pozbawione funkcjonalnego białka, zdecydowanie większe od myszy kontrolnych. Potwierdziło to przypuszczenia, że GDF8 jest negatywnym regulatorem wzrostu mięśni szkieletowych [36]. Fizjologiczna rola tego białka polega na zapobieganiu przerostowi tkanki mięśniowej w różnych stadiach rozwoju organizmu. Hamuje również procesy regeneracji w mięśniach szkieletowych przez osłabienie aktywacji i proliferacji komórek satelitarnych (amficyty) oraz migracji makrofagów i mioblastów do miejsca urazu [35]. Miostatyna hamuje przechodzenie komórek podczas cyklu komórkowego z fazy G0 lub G1 do fazy S, zwiększając ekspresję inhibitorów kinaz cyklinozależnych, a jako inhibitor procesu różnicowania hamuje czynniki transkrypcyjne: MyoD, miogeninę, Myf5 i Mrf4 [27]. Od 1997 r. opublikowano wiele doniesień opisujących wpływ miostatyny na mięśnie szkieletowe w ich wzroście i różnicowaniu u różnych gatunków zwierząt.

Bydło

Doniesienia o wpływie GDF8 na rozwój mięśni szkieletowych myszy wykorzystano do wyjaśnienia fenotypu podwójnego umięśnienia występującego u niektórych ras bydła mięsnego [7,14,28,37]. U bydła rasy belgian blue wykazano delecję 11 nukleotydów [nt821(del11)] w 3 eksonie genu umiejscowionego na chromosomie 2. Mutacja ta spowodowała utratę 3 aminokwasów (275- 277) w  łańcuchu polipeptydowym białka. Ponieważ w eksonie 3 znajduje się otwarta ramka odczytu ORF (open reading frame), delecja spowodowała jej przesunięcie i powstanie kodonu stop za 287 aminokwasem. Doprowadziło to do skrócenia łańcucha białkowego i tym samym utraty funkcji białka [28]. Osobniki z dwiema kopiami genu z mutacją charakteryzują się hipertrofią mięśni (powiększeniem włókien mięśniowych bez zmiany ich liczby) i są preferowane przez odbiorców żywca wołowego ze względu na większą zawartość chudego mięsa i jego lepsze właściwości dietetyczne. Mutacja wpływa jednak niekorzystnie na cechy rozrodcze, m.in. wydłużenie ciąży, obniżenie płodności krów czy też pojawianie się dystocji i martwo urodzonych cieląt. U buhajów obserwuje się opóźnienie dojrzałości płciowej, niedorozwój jąder [1]. Delecja ta występuje również u innych ras krów mięsnych: blonde d’aquitane, limousine, parthenaise, asturiana, rubea gallega [29]. Zidentyfikowano ją także u  lokalnej rasy brytyjskiej south devon oraz scottish aberdeen angus [12]. U rasy angus allel z delecją pojawia się z niską frekwencją (0,04) i  dotąd nie opisano istnienia osobników o  genotypie homozygotycznym. U bydła o genotypie heterozygotycznym wykazano dodatni wpływ nt821(del11) na masę tuszy oraz masę polędwicy, ale nie powiązano jej występowania z cechami otłuszczenia [12]. U rasy piedmontese natomiast scharakteryzowano dwie punktowe mutacje [27]. Pierwszą mutację zlokalizowano w eksonie trzecim i była to tranzycja 941G>A (C313Y), w wyniku której nastąpiła zamiana w pozycji 313 aminokwasu z cysteiny na tyrozynę. Zamieniona cysteina jest jedną z cystein tworzących pętlę cysteinową białka, jest to rejon wysoce konserwatywny w całej rodzinie TGF-β [28]. Wykazano wpływ obecności C313Y na cechy użytkowości mięsnej mieszańców ras piedmontese z  hereford i  aberdeen angus. Przeanalizowano masę cieląt po urodzeniu, odsadzeniu od matek i jednorocznych, a także odnotowano pojawianie się ciężkich porodów u krów matek. Wykazano, że heterozygoty mh/+ w porównaniu do zwierząt homozygotycznych +/+ (bez mutacji) miały wyższą masę ciała po urodzeniu oraz po oddzieleniu od matek. Zwrócono jednak uwagę, że masa ciała osobników jednorocznych była najwyższa u homozygot +/+ oraz heterozygot [6]. Drugą mutacją zlokalizowaną u bydła piedmontese w eksonie 1 była transwersja C>A (F94L), powodująca zamianę fenyloalaniny na leucynę w pozycji 282 aminokwasu [37]. Mutacja ta, o charakterze substytucji, jest umiejscowiona w wysoce konserwatywnym rejonie genu kodującym N-terminalną domenę białka. Występowanie u ras jersey i limusine osobników z dwiema kopiami genu z mutacją, ale o prawidłowym fenotypie, potwierdziło, że nie ma ona wpływu na funkcję białka miostatyny, jak nt821(del11) [15,27]. Także u mieszańców ras jersey i limusine nie wykazano istotnego wpływu allelu F94L na masę urodzeniową cieląt ani ich tempo wzrostu. Wykazano natomiast wpływ na cechy rzeźne, takie jak: wzrost masy mięsa w tuszy o około 6,5%, masy tusz prawie o 16%, spadek zawartości tłuszczu międzymię- śniowego około 7,5% i obniżenie całkowitej zawartości tłuszczu w  tuszy o  8-16,5% [10]. Udowodniono również, że addytywne działanie tego allelu jest stosunkowo duże i ma wpływ na heterozygotyczny fenotyp oraz na 2,3% wzrost udziału mięsa w tuszy [40]. Opisano również mutację -371T>A w regionie promotora genu u krów holsztyńskich, koreańskich hanwoo i jeju black, u  których występuje najczęściej. Heterozygoty -371/ T>A wykazały się wyższą masą ciała, większą powierzchnią oka polędwicy i mniejszą marmurkowatością mięsa niż homozygoty AA [18].

U bydła francuskiej rasy maine anjou stwierdzono mutacje typu insercja/delecja od pozycji 419 nukleotydu nt419(del7-ins10). Skutkiem tej mutacji jest przedwczesne pojawienie się kodonu stop w N-końcowej prodomenie LAP, w pozycji 140 aminokwasu. U ras charolais, limousine, a także maine anjou zidentyfikowano tranzycję C>T w pozycji 610 (Q204X), lub transwersję G>T w pozycji 676 nukleotydu (E226X) [15]. Mutacją charakterystyczną dla bydła rasy marchigiana jest transwersja G>T w pozycji 874 nt, która powoduje przedwczesne powstanie kodonu stop w rejonie C-końcowej sekwencji dojrzałego białka [15]. W ostatnich latach, prowadząc badania nad otrzymaniem transgenicznego bydła z wyciszonym genem MSTN, uzyskano pięć transgenicznych cieląt, z których trzy wykazały ekspresję transgenu (wyciszenie MSTN) [48].

Owce

Dotychczas opisano u owiec 78 polimorfizmów w leżą- cym na chromosomie 2 genie MSTN, co świadczy o wysokiej polimorficzności genu u  tego gatunku. Jednak tylko trzy z nich: 101G>A, 120insA i 960delG zlokalizowano w rejonie kodującym [17]. U rasy texel wykazano, że wspaniałe umięśnienie owiec tej rasy jest związane z tranzycją c.*1232 G>A w rejonie 3’-UTR, która tworzy miejsce rozpoznawane przez miRNA: miR1 i  miR206. Mutacja, wywołując inhibicję translacji białka zmniejsza jego stężenie we krwi, powodując przerost masy mię- śni szkieletowych [8,11]. Obecność allelu A wpływa na zwiększenie się umięśnienia u innych ras owiec: charollais, nowozelandzki texel, australijski biały suffolk, poll dorset, lincoln czy fryzyjskie [8,16,47]. Badania podjęte w celu stwierdzenia czy istnieje zależność między genotypem heterozygotycznym c.*1232 A>G a  wzrostem, składem tuszy i charakterystyką włókien mięśniowych u jagniąt żywionych ad libidum (HI) oraz z ograniczonym dostępem do paszy (LO) przyniosły interesujące wyniki. Jagnięta AG HI w porównaniu do osobników o genotypie GG HI miały większy dzienny przyrost, powierzchnię oka polędwicy oraz mierzony za pomocą tomografii komputerowej dobowy przyrost masy najdłuższego mięśnia grzbietu. AG LO vs GG HI wykazały się spadkiem przyrostów masy ciała, mniejszą powierzchnią oka polędwicy, obniżeniem przyrostów masy polędwicy, jednak miały wyższy procent włókien mięśniowych typu IIb i IIx [20]. U  rasy białej norweskiej natomiast wzrost mięsności powiązano z obecnością nie tylko c.*1232 G>A, ale także mutacji typu delecja – usunięcie guaniny w pozycji 960 nt (c.960delG), skutkującą przesunięciem ramki odczytu od nukleotydu 320, powstanie przedwczesnego kodonu STOP i syntezę nieaktywnego peptydu. Owce z dwiema kopiami genu z mutacją miały lepsze umięśnienie oraz mniejszą zawartość tłuszczu w tuszy. Stwierdzono, że efekt fenotypowy obecności c.960delG był silniejszy niż obserwowany u osobników z c.*1232 G>A [4]. U owiec norweskiej rasy spælsau wykazano insercję 120insA powodującą powstanie przedwczesnego kodonu STOP w pozycji 49 aminokwasu i peptydu nieaktywnego [5]. Analiza sekwencji pierwszego intronu u owiec nowozelandzkiej rasy romney wykazała natomiast obecność aż pięciu różnych wariantów A-E, z których A i B powiązano z parametrami użytkowości mięsnej. Obecność allelu B wpływała korzystnie na wzrost masy udźca i polędwicy oraz zwiększała zawartość mięsa w tuszy, nie powodując wzrostu masy jagniąt po urodzeniu, a także ich tempa wzrostu [21].

Zespół Haynesa prowadził badania mające na celu określenie, czy różnice w frekwencji alleli (c.*1232A>G) mają wpływ na stężenie miostatyny w mięśniach szkieletowych i krwi obwodowej [19]. Analizując wpływ genotypów: AA, AG, GG na stężenie miostatyny w mięśniach od urodzenia do 24 tygodnia życia jagniąt wykazano, że tygodniowe osobniki AA i AG w porównaniu do GG miały niższe stężenia tego białka, jednak w wieku 4 i 24 tygodni sytuacja uległa odwróceniu. Jagnięta o genotypie AA i wyższym stężeniu miostatyny charakteryzowały się mniejszym otłuszczeniem wyrębów, zmniejszoną masę organów (serce, wątroba, nerki, śledziona) oraz wzrostem liczby włókien mięśniowych w musculus longissimus [19]. Najnowsze badania wykonane u transgenicznych owiec z wyciszonym genem MSTN potwierdzają ich szybsze tempo wzrostu w czasie pierwszych 90 dni życia oraz większą średnicę włókien mięśniowych [25].

Kozy

Identyfikacja polimorfizmu w 2 intronie 24 chińskich ras o zróżnicowanej użytkowości mięsnej wykazała siedem SNP (single nucleotide polymorphism): T2124C, A1980G, G1981C, A1982G, G1984T, A2121G, G2174A tworzących trzy podstawowe haplotypy: Hap I: AGAGATG, Hap II: GCGTGTA, Hap III: GCGTGCA, z frekwencją odpowiednio: 90,99, 8,11 0,90% [52]. Trzy kolejne genotypy związane z delecją 5 pz TTTTA/: (AA, AB, BB) opisano w rejonie promotora genu MSTN u czterech ras kóz: burskiej, matou, haimen i nubi. W rejonie eksonu 1 zidentyfikowano substytucję T>A tylko u kóz burskich. Stwierdzono związek genotypu z cechami użytkowymi: genotyp AB w porównaniu do genotypu BB wywierał wpływ na masę urodzeniową, masę ciała w 90 i 300 dniu życia oraz długość ciała koźląt. Genotyp CD natomiast w porównaniu do genotypu CC wpływał dodatnio na masę ciała w pierwszej i 90 dobie życia [41]. Najnowsze doniesienia opisują dwa polimorfizmy w rejonie 5’-UTR: 197G>A i 345A>T u chiń- skich ras anhui i burskiej (197G>A, obecność genotypów: AA, AB, BB i 345A>T, genotypy: CC, CD). Wykazano, że allel A jest dominującym w rasie anhui, a allel B w rasie burskiej. Stwierdzono związek między genotypem CC i CD a masą ciała, wysokością w kłębie, długością ciała i obwodem klatki piersiowej. Homozygoty CC charakteryzowały się wyższą masą ciała, miały większą wysokość w kłębie i długość ciała [11].

Psy

Spośród wielu istniejących ras psów badanie polimorfizmu w genie MSTN ograniczono dotychczas do psów whippet, słynących z użytkowania wyścigowego. Zidentyfikowano u nich obecność delecji w 3 eksonie (939- 940delTG), zmieniającą cysteinę w pozycji 313 w kodon STOP. Psy mające dwie zmutowane kopie genu są usuwane z hodowli jako niespełniające standardów rasy, nosiciele natomiast uzyskują lepsze rezultaty w gonitwach [38].

Trzoda chlewna

Wykrycie u bydła mutacji w genie MSTN odpowiedzialnej za podwójne umięśnienie stało się przyczynkiem do badania jego zmienności u ras świń o bardzo dobrych parametrach użytkowości mięsnej. Dotąd nie wykryto mutacji, która całkowicie wyłączyłaby funkcję białka [11]. U omawianego gatunku polimorfizm genu MSTN zlokalizowanego w chromosomie 15 (15q2.3) wykazuje związek z masą ciała prosiąt przy urodzeniu oraz przyrostami dobowymi masy ciała w  okresie 60-100 dnia tuczu [26,44]. Wykazano 15 miejsc polimorficznych: trzy w regionie promotora (435G>A, 447A>G, 879 T>A), pięć w  intronie 1 (1735G>A, 1738dupA, 1968C>T, 2412G>C, 3071G>A) i  siedem w  intronie 2 (4315C>T, 4408dupA, 5105A>G, 5123A>G, 5654C>T, 5736A>G). SNP w regionie promotora MSTN g.435G > A oraz g.447A>G wpływają na tempo wzrostu świń rasy duroc: osobniki o genotypie GG/AA wykazują istotnie wyższe dobowe przyrosty masy ciała, większą końcową masę ciała niż AA/GG [50]. U mięsnych świń rasy pietrain stwierdzono bardzo wiele osobników z substytucją 447A>G, (0,82), co może sugerować jej powiązanie z bardzo dobrym umięśnieniem tej rasy. Jednocześnie wykazano niższe stężenie miostatyny u  homozygot GG, co może wynikać z  dominacyjnego działania genu [32]. U świń rasy wielkiej białej wykazano trzy genotypy dla SNP 480G>T (CC, CT, TT) w eksonie drugim i dwa genotypy dla mutacji 1080A>G (AG, GG) w eksonie trzecim. Analiza statystyczna nie wykazała istotnych powiązań między polimorfizmem w eksonie drugim a cechami produkcyjnymi, natomiast wykazano istotną zależność między polimorfizmem w eksonie trzecim a grubością słoniny [31].

Drób

U kurcząt z dwóch linii intensywnie selekcjonowanych na mięsność i  nieśność zidentyfikowano siedem SNP w eksonach pierwszym i drugim oraz jedną typu delecja w eksonie drugim. Pojawiający się SNP 1204 C>T w eksonie pierwszym stwierdzono w obu liniach. Natomiast mutacje w eksonie drugim skutkowały powstaniem róż- nych wariantów białka. Dla linii nieśnej wykazano mutacje: 3360T>C, 3412A>G, 3533A>G, 3624A>T, 3656A>G, a dla linii mięsnej 3556T>C i 3581T>A [2]. U chińskich ras kur bian, jinghai, youxi i arbor acre zidentyfikowano cztery nowe mutacje: 673G>A, 985G>C, 1085G>A, 1278A>T. U kurcząt bian stwierdzono obecność trzech genotypów dla polimorfizmu 1278A>T (QQ, QR i RR), przy czym ptaki o genotypie QR i RR w porównaniu do QQ uzyskały istotnie większą masę ciała w okresie 14-18 tygodnia życia [55]. Zlokalizowano również mutację w eksonie pierwszym wpływającą istotnie na masę ciała u kurcząt rasy bian (234G>A), ptaki o genotypach AA i AG w porównaniu do GG wykazały większą masę ciała [54]. Mutację 2283G>A powiązano z cechami nieśnymi, kury o genotypach AA i GA wykazywały się wyższą nieśnością [49]. U  brojlerów mieszańców rasy silkie zidentyfikowano SNP (304G>A, 322A>G, 334C>T, 167C>A, 7263A>T) oraz wykazano ich korzystny wpływ na masę tuszy, mięśni piersiowych (genotyp CC), tłuszczu brzusznego (genotyp BB), a także masę ciała piskląt po wykluciu z jaja (genotyp BB) [53].

Konie

Najbardziej spektakularnym odkryciem w genie MSTN było określenie mutacji mającej wpływ na sportowe predyspozycje koni wyścigowych. Konie pełnej krwi angielskiej są rasą, która od ponad 300 lat jest selekcjonowana w  kierunku szybkości i  wytrzymałości w  gonitwach. Gen miostatyny został zlokalizowany u tego gatunku na chromosomie 18 (rev.strand nt 66489609-66495780 EquCab2.0) [51]. Zidentyfikowano w nim siedem SNP: transwersje 66493525T>G, 66493582 T>G, 66494218 A>C i tranzycję 66493737C>T, 66493745 A>G, 66493775 A>G. Polimorfizm 66493737 C>T jest ściśle związany z odpowiednim dystansem gonitwy dla elitarnych osobników pełnej krwi. Stwierdzono, że homozygoty CC są predysponowane do szybkiego pokonywania krótkich dystansów, heterozygoty CT najlepiej sprawują się na średnich dystansach, a homozygoty TT na dystansach długich [22]. Dodatkowo konie o  genotypie CC w  wieku 2 lat wykazują istotnie większą masę mięśni niż konie TT. W kolejnych badaniach potwierdzających wpływ polimorfizmu 66493737 C>T na predyspozycje koni pełnej krwi angielskiej do pokonywania określonych dystansów, zidentyfikowano cztery SNP w rejonie 3’-UTR oraz insercję SINE 227 pz w regionie promotora genu [23]. Stwierdzono także wpływ genotypu MSTN (658604G>T, 66493737C>T, 66539967A>G) na pomiar wysokości w kłębie u osobników płci męskiej w okresie treningu. Zwierzęta mające genotyp odpowiedni do pokonywania krótkich dystansów (CC) w porównaniu do koni pozostałych genotypów były najwyższe w kłębie w 7 miesiącu treningu [49]. Przeanalizowano także polimorfizm w regionie promotora 26T>C i 156T>C u koni zakwalifikowanych do różnych typów morfologicznych, wykazując wyższą frekwencję genotypu CC(26T>C i 156T>C) u koni typu ciężkiego [9]. Badania koni różnych ras nad zmiennością w eksonie drugim, który koduje prekursorową postać białka TGF-β, wykazały 11 haplotypów związanych z obecnością 10 mutacji, z czego 8 powodowało zmianę sekwencji aminokwasowej łańcucha polipeptydowego. Zauważono, że substytucja: 2227 A>C jest swoista dla koni czystej krwi arabskiej, a 2478 G>C dla koni sorraya [58].

Podsumowanie

Miostatyna jest białkiem istotnym do prawidłowego funkcjonowania organizmu zwierząt i  człowieka. Powszechnie występująca w  tkankach organizmu jest odpowiedzialna m.in. za regulację wzrostu i rozwoju mięśni szkieletowych. Identyfikacja zmienności w locus MSTN u różnych gatunków zwierząt trwająca już ponad 35 lat wyjaśniła rolę tego genu w kształtowaniu wielu ważnych cech użytkowych zwierząt. Jednak rezultaty badań podejmowanych w ostatnich latach, z  wykorzystaniem coraz to nowych technik biologii molekularnej, wskazują, że kontynuowanie tych prac jest uzasadnione.

Przypisy

• 1. Arthur P.F.: Double muscling in cattle: a review. Aus. J. Agr. Res.,1995; 46: 1493-1515
  Google Scholar
• 2. Baron E.E., Wenceslau A.A., Alvares L.E., Nones K., Ruy D.C.,Schmidt G.S., Zanella E.L., Coutinho L.L., Ledur M.C.: High level ofpolymorphism in the myostatin chicken gene., 2002; 7th World Congressof Genetic and Applied on Livestock Production. Montpellier,France.
  Google Scholar
• 3. Blobe G.C., Schiemann W.P., Lodish H.F.: Role of transforminggrowth factor β in human disease. N. Eng. J. Med., 2000; 342: 1350-1358
  Google Scholar
• 4. Boman I.A., Klemetsdal G., Blichfeldt T., Nafstad O., Våge D.I.:A frameshift mutation in the coding region of the myostatin gene(MSTN) affects carcass conformation and fatness in NorwegianWhite Sheep (Ovis aries). Anim. Genet., 2009; 40: 418-422
  Google Scholar
• 5. Boman I.A., Våge D.I.: An insertion in the coding region of themyostatin (MSTN) gene affects carcass conformation and fatnessin the Norwegian Spaelsau (Ovis aries). BMC Res. Notes, 2009; 2: 98
  Google Scholar
• 6. Casas E., Keele J.W., Fahrenkrug S.C., Smith T.P., Cundiff L.V.,Stone R.T.: Quantitative analysis of birth, weaning, and yearlingweights and calving difficulty in Piedmontese crossbreds segregating an inactive myostatin allele. J. Anim. Sci., 1999; 77:1686-1692
  Google Scholar
• 7. Charlier C., Coppieters W., Farnir F., Grobet L., Leroy P.L., MichauxC., Mni M., Schwers A., Vanmanshoven P., Hanset R.: The mh genecausing double-muscling in cattle maps to bovine chromosome 2.Mamm. Genome, 1995; 6: 788-792
  Google Scholar
• 8. Clop A., Marcq F., Takeda H., Pirottin D., Tordoir X., Bibé B., BouixJ., Caiment F., Elsen J.M., Eychenne F., Larzul C., Laville E., Meish F.,Milenkovic D., Tobin J., Charlier C., Georges M.: A mutation creatinga potential illegitimate microRNA target site in the myostatin geneaffects muscularity in sheep. Nat. Genet., 2006; 38: 813-818
  Google Scholar
• 9. Dall’Olio S., Fontanesi L., Nanni Costa L., Tassinari M., Minieri L.,Falaschini A.: Analysis of horse myostatin gene and identification ofsingle nucleotide polymorphisms in breeds of different morphologicaltypes. J. Biomed. Biotechnol., 2010; 2010: 542945
  Google Scholar
• 10. Esmailizadeh A.K., Bottema C.D., Sellick G.S., Verbyla A.P., MorrisC.A., Cullen N.G., Pitchford W.S.: Effects of the myostatin F94L substitutionon beef traits. J. Anim. Sci., 2008; 86: 1038-1046
  Google Scholar
• 11. Georges M.: When less means more: impact of myostatin in animalbreeding. Immunol. Endocr. Metab. Agents Med. Chem., 2010;10: 240-248
  Google Scholar
• 12. Gill J.L., Bishop S.C., McCorquodale C., Williams J.L., Wiener P.:Associations between the 11-bp deletion in the myostatin gene andcarcass quality in Angus-sired cattle. Anim. Genet., 2009; 40: 97-100
  Google Scholar
• 13. Gordon K.J., Blobe G.C.: Role of transforming growth factor-βsuperfamily signaling pathways in human disease. Biochem. Biophys.Acta, 2008; 1782: 197-228
  Google Scholar
• 14. Grobet L., Martin L.J., Poncelet D., Pirottin D., Brouwers B., RiquetJ., Schoeberlein A., Dunner S., Ménissier F., Massabanda J., FriesR., Hanset R., Georges M.: A deletion in the bovine myostatin genecauses the double-muscled phenotype in cattle. Nat. Genet., 1997;17: 71-74
  Google Scholar
• 15. Grobet L., Poncelet D., Royo L.J., Brouwers B., Pirottin D., MichauxC., Ménissier F, Zanotti M., Dunner S., Georges M.: Moleculardefinition of an allelic series of mutations disrupting the myostatinfunction and causing double-muscling in cattle. Mamm. Genome,1998; 9: 210-213
  Google Scholar
• 16. Hadjipavlou G., Matika O., Clop A., Bishop S.C.: Two single nucleotidepolymorphisms in the myostatin (GDF8) gene have significantassociation with muscle depth of commercial Charollais sheep.Anim. Genet., 2008: 39: 346-353
  Google Scholar
• 17. Han J., Forrest R.H., Hickford J.G.: Genetic variations in the myostatingene (MSTN) in New Zealand sheep breeds. Mol. Biol. Rep.,2013; 40: 6379-6384
  Google Scholar
• 18. Han S.H., Cho I.C., Ko M.S., Kim E.Y., Park S.P., Lee S.S., Oh H.S.A promoter polymorphism of MSTN g.-371T>A and its associationswith carcass traits in Korean cattle. Mol. Biol. Rep., 2012; 39: 3767-3772
  Google Scholar
• 19. Haynes F.E., Greenwood P.L., McDonagh M.B., McMahon C.D.,Nicholas G.D., Berry C.J., Oddy V.H.: Lack of association betweenallelic status and myostatin content in lambs with the myostating+6723G>A allele. J. Anim. Sci., 2013; 91: 78-89
  Google Scholar
• 20. Haynes F.E., Greenwood P.L., McDonagh M.B., Oddy V.H.: Myostatinallelic status interacts with level of nutrition to affect growth,composition, and myofiber characteristics of lambs. J. Anim. Sci.,2012; 90: 456-465
  Google Scholar
• 21. Hickford J.G., Forrest R.H., Zhou H., Fang Q., Han J., FramptonC.M., Horrell A.L.: Polymorphisms in the ovine myostatin gene(MSTN) and their association with growth and carcass traits in NewZealand Romney sheep. Anim. Genet., 2010; 41: 64-72
  Google Scholar
• 22. Hill E.W., Gu J., Eivers S.S., Fonseca R.G., McGivney B.A., GovindarajanP., Orr N., Katz L.M., MacHugh D.E.: A sequence polymorphismin MSTN predicts sprinting ability and racing stamina in thoroughbredhorses. PLoS One, 2010; 5: e8645
  Google Scholar
• 23. Hill E.W., McGivney B.A., Gu J., Whiston R., Machugh D.E.: A genome-wideSNP-association study confirms a  sequence variant(g.66493737C>T) in the equine myostatin (MSTN) gene as the mostpowerful predictor of optimum racing distance for Thoroughbredracehorses. BMC Genomics, 2010; 11: 552
  Google Scholar
• 24. Hogan B.L., Blessing M., Winnier G.E., Suzuki N., Jones C.M.:Growth factors in development: the role of TGF-β related polypeptidesignaling molecules in embryogenesis. Dev. Suppl., 1994;53-60
  Google Scholar
• 25. Hu S., Ni W., Sai W., Zi H., Qiao J., Wang P., Sheng J., Chen C.:Knockdown of myostatin expression by RNAi enhances musclegrowth in transgenic sheep. PLoS One, 2013; 8: e58521
  Google Scholar
• 26. Jiang Y.L., Li N., Zhao X.B., Hu X.X., Liu Z.L., Deng X.M., Wu C.X.,Du L.X., Cao J.S.: Identification and analysis of a novel microsatellitemarker flanking porcine myostatine gene (MSTN). Yi Chuan XueBao, 2004; 31: 480-484
  Google Scholar
• 27. Joulia-Ekaza D., Cabello G.: Myostatin regulation of muscle development:molecular basis, natural mutations, physiopathologicalaspects. Exp. Cell Res., 2006; 312: 2401-2414
  Google Scholar
• 28. Kambadur R., Sharma M., Smith T.P., Bass J.J.: Mutations in myostatin(GDF8) in double-muscled Belgian Blue and Piedmontese cattle.Genome Res., 1997; 7: 910-916
  Google Scholar
• 29. Karim L., Coppieters W., Grobet L., Valentini A., Georges M.:Convenient genotyping of six myostatin mutations causing doublemusclingin cattle using a multiplex oligonucleotide ligation assay.Anim. Genet., 2000; 31: 396-399
  Google Scholar
• 30. Kijas J.W., McCulloch R., Edwards J.E., Oddy V.H., Lee S.H., vander Werf J.: Evidence for multiple alleles effecting muscling and fatnessat the ovine GDF8 locus. BMC Genet., 2007; 8: 80
  Google Scholar
• 31. Li S.H., Xiong Y.Z., Zheng R., Li A.Y., Deng C.Y., Jiang S.W., LeiM.G., Wen Y.Q., Cao G.C.: Polymorphism of porcine myostatin gene.Yi Chuan Xue Bao, 2002; 29: 326-331
  Google Scholar
• 32. Li X.L., Wu Z.L., Liu Z.Z., Gong Y.F., Zhou R.Y., Zheng G.R.:SNP identification and analysis in part of intron 2 of goat MSTNgene and variation within and among species. J. Hered., 2006;97: 285-289
  Google Scholar
• 33. Liem L.M., Fibbe W.E., van Houwelingen H.C., Goulmy E.: Serumtransforming growth factor-beta1 levels in bone marrow transplantrecipients correlate with blood cell counts and chronic graft-versushostdisease. Transplantation, 1999; 67: 59-65
  Google Scholar
• 34. Lin S.Y., Morrison J.R., Phillips D.J., De Kretser D.M.: Regulationof ovarian function by the TGF-β superfamily and follistatin. Reproduction,2003; 126: 133-148
  Google Scholar
• 35. McCroskery S., Thomas M., Platt L., Hennebry A., NishimuraT., McLeay L., Sharma M., Kambadur R.: Improved muscle healingthrough enhanced regeneration and reduced fibrosis in myostatinnullmice. J. Cell Sci., 2005; 118: 3531-3541
  Google Scholar
• 36. McPherron A.C., Lawler A.M., Lee S.J.: Regulation of skeletal musclemass in mice by a new TGF-beta superfamily member. Nature, 1997;387: 83-90
  Google Scholar
• 37. McPherron A.C., Lee S.J.: Double muscling in cattle due to mutationsin the myostatin gene. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1997; 94: 12457-12461
  Google Scholar
• 38. Mosher D.S., Quignon P., Bustamante C.D., Sutter N.B., MellershC.S., Parker H.G., Ostrander E.A.: A mutation in the myostatin geneincreases muscle mass and enhance racing performance in heterozygotedogs. PLoS Genet., 2007; 3: e79
  Google Scholar
• 39. Rybak-Krzyszkowska M., Grzyb A., Millewicz T., Krzaczkowska–Sendrakowska M., Krzysiek J.: Primary ovarian insufficiency in infertilityclinic. Pol. J. Endocrinol., 2004; 55: 766-768
  Google Scholar
• 40. Sellick G.S., Pitchford W.S., Morris C.A., Cullen N.G., CrawfordA.M., Raadsma H.W., Bottema C.D.: Effect of myostatin F94L on carcassyield in cattle. Anim. Genet. 2007; 38: 440-446
  Google Scholar
• 41. Shimasaki S., Moore R.K., Otsuka F., Erickson G.F.: The bone morphogeneticprotein system in mammalian reproduction. Endocr..Rev., 2004; 25: 72-101
  Google Scholar
• 42. Siegel P.M., Massagué J.: Cytostatic and apoptotic actions ofTGF-β in homeostasis and cancer. Nat. Rev. Cancer, 2003; 3: 807-821
  Google Scholar
• 43. Smołucha G., Piestrzyńska-Kajtoch A., Rejduch B.: Genetycznyaspekt wysokiej plenności u owiec. Cz. I, Wiad. Zoot., 2012; 50: 21-26
  Google Scholar
• 44. Sonstegard T.S., Rohrer G.A., Smith T.P.: Myostatin maps to porcinechromosome 15 by linkage and physical analyses. Anim. Genet.,1998; 29: 19-22
  Google Scholar
• 45. Stępień-Wyrobiec O., Hrycek A., Wyrobiec G.: Transformującyczynnik wzrostu beta (TGF-beta). Postępy Hig. Med. Dośw., 2008;62: 688-693
  Google Scholar
• 46. Stinckens A., Luyten T., Bijttebier J., Van den Maagdenberg K.,Dieltiens D., Janssens S., De Smet S., Georges M., Buys N.: Characterizationof the complete porcine MSTN gene and expression levels inpig breeds differing in muscularity. Anim. Genet., 2008; 39: 586-596
  Google Scholar
• 47. Takeda H., Charlier C., Farnir F., Georges M.: Demonstratingpolymorphic miRNA mediated gene regulation in vivo: applicationto the g+6223G>A mutation of Texel sheep. RNA, 2010; 16: 1854-1863
  Google Scholar
• 48. Tessanne K., Golding M.C., Long C.R., Peoples M.D., Hannon G.,Westhusin M.E. Production of transgenic calves expressing an shRNAtargeting myostatin. Mol. Reprod. Dev., 2012; 79: 176-185
  Google Scholar
• 49. Tozaki T., Sato F., Hill E.W., Miyake T., Endo Y., Kakoi H., GawaharaH., Hirota K., Nakano Y., Nambo Y., Kurosawa M.: Sequencevariants at the myostatin gene locus influence the body compositionof Thoroughbred horses. J. Vet. Med. Sci., 2011; 73: 1617-1624
  Google Scholar
• 50. Tu P.A., Shiau J.W., Ding S.T., Lin E.C., Wu M.C., Wang P.H.: Theassociation of genetic variations in the promoter region of myostatingene with growth traits in Duroc pigs. Anim. Biotechnol.,2012; 23: 291-298
  Google Scholar
• 51. Wade C.M., Giulotto E., Sigurdsson S., Zoli M., Generre S., ImslandF., Lear T.L., Adelson D.L., Bailey E., Bellone R.R., Blöcker H.,Distl O., Edgar R.C., Garber M., Leeb T. i wsp.: Genome sequence, comparative analysis, and population genetics of the domestic horse.Science, 2009; 326: 865-867
  Google Scholar
• 52. Zhang C., Liu Y., Xu D., Wen Q., Li X., Zhang W., Yang L.: Polymorphismsof myostatin gene (MSTN) in four goat breeds and theireffects on Boer goat growth performance. Mol. Biol. Rep., 2012; 39:3081-3087
  Google Scholar
• 53. Zhang G., Ding F., Wang J., Dai G., Xie K., Zhang L., Wang W.,Zhou S.: Polymorphism in exons of the myostatin gene and its relationshipwith body weight traits in the Bian chicken. Biochem.Genet., 2011; 49: 9-19
  Google Scholar
• 54. Zhang G., Zhang L., Wei Y., Wang J., Ding F., Dai G., Xie K.:Polymorphisms of the myostatin gene and its relationship withreproduction traits in the Bian chicken. Anim. Biotechnol., 2012;23: 184-193
  Google Scholar
• 55. Zhang G.X., Zhao X.H., Wang J.Y., Ding F.X., Zhang L.: Effect ofan exon 1 mutation in the myostatin gene on the growth traits ofthe Bian chicken. Anim. Genet., 2012; 43: 458-459
  Google Scholar
• 56. Zhang Z.J., Ling Y.H., Wang L.J., Hang Y.F., Guo X.F., Zhang Y.H.,Ding J.P., Zhang X.R.: Polymorphisms of the myostatin gene (MSTN)and its relationship with growth traits in goat breeds. Genet. Mol.Res., 2013; 12: 965-971
  Google Scholar
• 57. Zhiliang G., Dahai Z., Ning L., Hui L., Xuemei D., Changxin W.:The single nucleotide polymorphisms of the chicken myostatin geneare associated with skeletal muscle and adipose growth. Sci. ChinaC Life Sci., 2004; 47: 25-30
  Google Scholar
• 58. Zhu X., Topouzis S., Liang L.F., Stotish R.L.: Myostatin signalingthrough Smad2, Smad3 and Smad4 is regulated by the inhibitorySmad7 by a negative feedback mechanism. Cytokine, 2004; 26:262-272
  Google Scholar

Pełna treść artykułu