Abstrakt

Programowana śmierć komórki (PCD) jest procesem, w którym dzięki zdolności komórek do samobójczej śmierci, mogą być eliminowane komórki zbędne i uszkodzone, co pozwala na utrzymanie fizjologicznej homeostazy organizmów wielokomórkowych. PCD jest złożonym, ściśle genetycznie regulowanym procesem występującym powszechnie w świecie żywym, w którym następuje destrukcja składników komórki przez syntetyzowane i/lub aktywowane endogenne hydrolazy. Komórki mogą też obumierać w wyniku – nekrozy, w której komórki są „zabijane” przez silnie działające czynniki abiotyczne. Proces apoptozy komórek jest indukowany przez sygnały pozakomórkowe i sygnały wynikające z monitorowania prawidłowości funkcjonowania komórki. W artykule przedstawiono: występowanie PCD podczas ontogenezy zwierząt i roślin, klasyfikację rodzajów śmierci komórek u tych organizmów z opisem regulacji przebiegu, autofagii i apoptozy oraz nekrotycznej śmierci komórki, a także dyskusję dotyczącą obumierania komórek roślin w wyniku apoptozy. Omówiono też rolę białek rodziny Bcl-2 i innych białek w regulacji indukcji apoptozy oraz wykrycie u roślin (których genomy nie kodują tych białek) białek o analogicznej funkcji. Przedstawiono też skutki ekspresji pro- i antyapoptotycznych genów (z rodziny Bcl-2) zwierząt u transformowanych drożdży i roślin, a także wykorzystanie modelu tak transformowanych drożdży do identyfikacji w bibliotekach cDNA zwierząt i roślin genów zaangażowanych w indukcję i przebieg PCD.

Wstęp

Programowana śmierć komórki (programmed cell death, PCD) jest procesem samobójczej śmierci, w którym mogą być eliminowane komórki zbędne i uszkodzone, co pozwala na utrzymanie fizjologicznej homeostazy organizmów wielokomórkowych. PCD jest złożonym, ściśle genetycznie regulowanym procesem, w którym następuje uruchomienie przez komórkę mechanizmów molekularnych i fizjologicznych, prowadzących do jej samounicestwienia. Proces PCD jest indukowany przez sygnały pozakomórkowe i wynikające z monitorowania prawidłowości funkcjonowania komórki. PCD zachodzi podczas całej ontogenezy, uczestniczy bowiem w histogenezie i formowaniu organów (rozwojowa PCD), a także w adaptacji do warunków środowiska i w reakcji na abiotyczny i biotyczny stres środowiskowy. U zwierząt i roślin komórki mogą też obumierać za pośrednictwem nieprogramowanej śmierci – nekrozy, w której komórki są „zabijane” przez silnie działające czynniki abiotyczne. Zdolność do samobójczej śmierci komórek jest zjawiskiem powszechnym w świecie ożywionym. Opisano ją nie tylko u wielokomórkowych roślin i zwierząt, ale także u jednokomórkowych Eukaryota i u Prokaryota. U jednokomórkowych organizmów, u których także zidentyfikowano białka regulacji i przebiegu procesu PCD, samobójcza śmierć może być wykorzystywana m.in. przy regulacji liczebności populacji, różnicowaniu komórek (np. tworzeniu spor u bakterii) i w reakcji na abiotyczne czynniki środowiskowe [80,85,111,133].

Utrzymanie homeostazy organizmu wymaga nie tylko zdolności do eliminacji komórek, które mogą upośledzać funkcjonowanie organizmu, ale i genetycznie warunkowanego przeciwdziałania PCD, co przede wszystkim decyduje o przeżyciu komórki i całego organizmu. Przeszukanie spisu publikacji w Pubmed z użyciem słów kluczowych: „antyapoptoza” i „geny przeżycia” wykazało, że opisano ponad 150 unikalnych genów zaanga- żowanych w przeciwdziałanie PCD. Poza tym w bazie danych Gene Ontology (http://www.geneontology.org/) stwierdzono obecność 785 antyapoptotycznych genów, przy czym ta druga lista obejmuje m.in. takie same geny u różnych gatunków organizmów i ich warianty. Wśród kilkunastu funkcjonalnych ich kategorii wyróż- niono klasyczne antyapoptotyczne geny z rodziny Bcl-2 (B-cell-leukemia/lymphoma), IAPs ( inhibitors of apoptosis proteins) i c-FLIP (FLICE inhibitory protein), jak i liczne geny zaangażowane w różne procesy, a których odpowiednio zwiększony poziom ekspresji i aktywności ich produktów przeciwdziała indukcji PCD [97]. Liczbę antyapoptotycznych sekwencji w genomach zwiększają sekwencje kodujące microRNAs (i siRNA), które wiążąc się z odpowiednimi mRNA hamują ich translację. Małe RNA uczestniczą w regulacji licznych procesów komórkowych i fizjologicznych, w tym mogą uczestniczyć w regulacji PCD [97,116].

PCD podczas rozwoju zwierząt i roślin

U zwierząt zjawisko obumierania komórek w wyniku samobójczej śmierci wykryto prawie pół wieku temu i nadal trwają badania mechanizmów jego regulacji i przebiegu. Badania rozpoczął Tata [120], który stwierdził, że obumieranie komórek ogona kijanki wymaga syntezy RNA i białek i nazwał ten proces „programowaną śmiercią komórki”. Pierwszy cytologiczny opis przebiegu PCD i nazwa apoptosis pochodzi z badań Kerr i wsp. [56] prowadzonych na wątrobie szczura poddanej doświadczalnemu niedokrwieniu oraz opisu PCD u nicienia Caenorhabditis elegans przez Ellis i Horvitza [31]. W późniejszych badaniach wykazano powszechność rozwojowej PCD u zwierząt. Opisano jej rolę w czasie gametogenezy, różnych etapach embriogenezy, organogenezie i odnowie tkanek, a także podczas eliminacji komórek nieprawidłowych (w tym nowotworowych) i uszkodzonych przez stres abiotyczny i biotyczny [34,38].

U roślin, jak i u zwierząt, samobójcze obumieranie komó- rek obserwowano od embriogenezy do śmierci rośliny, a także podczas eliminacji komórek uszkodzonych przez różne stresy środowiskowe. W rozwojowej PCD są eliminowane komórki, które pełniły funkcję przez pewien okres (m.in. suspensora podczas rozwoju zarodka, komórki aleuronowe w ziarniakach), komórki niepotrzebne (m.in. czapeczki korzenia, zawiązków pręcików w jednopłciowych kwiatach), protoplasty komórek drewna ulegających różnicowaniu w naczynia, podczas kształtowania ciała rośliny (m.in. tworzenia perforowanych liści), tworzenia aerenchymy, podczas starzenia i zrzucania organów (m.in. liści, pędów, nadmiaru kwiatów) [79,91,136].

U roślin i u zwierząt kierowanie komórek w kierunku rozwojowej PCD zachodzi zgodnie z planem morfogenetycznym i jest regulowane przez czynniki endogenne, których działanie może być modyfikowane przez czynniki środowiskowe. U roślin rozwojowa PCD jest regulowana przez fitohormony i fitoregulatory, takie jak: etylen, kwas abscysynowy, jasmoniany, poliaminy, kwas salicylowy, a także przez NO i wyższe stężenia cytokinin, które w procesie prowadzącym do indukcji PCD mogą wykorzystywać receptory błonowe i wewnątrzkomórkowe szlaki sygnalizacyjne [22,62,98,150].

Przebieg procesu obumierania komórek u zwierząt i roślin

Przebieg procesu obumierania komórek u zwierząt i roślin

Obumieranie komórek u zwierząt i roślin, chociaż zawsze prowadzi do ich destrukcji, może być związane z różnicami strukturalno-funkcjonalnymi komórek róż- nych tkanek, a także zależeć od czynnika powodującego śmierć komórki i mechanizmu jego działania. W 1973 r. Schweichel i Merker [108] zaproponowali wyróżnienie I, II i III typu śmierci komórek, co odpowiada, odpowiednio, apoptozie, autofagii i nekrozie. Klasyfikacja była powszechnie akceptowana, obecnie Komitet do spraw Nazewnictwa Śmierci Komórkowej (NCCD; Nomenclature Committee on Cell Death) zaleca, aby poszczególne rodzaje śmierci komórek były klasyfikowane nie tylko na podstawie cech morfologicznych, ale i cech biochemicznych [36]. Proponowana jest następująca klasyfikacja PCD u zwierząt: zewnętrzna apoptoza (extrinsic apoptosis), apoptoza kaspazozależna lub kaspazoniezależna (caspase-dependent or independent intrinsic apoptosis), regulowana nekroza (nekroptoza), śmierć autofagowa i katastrofa mitotyczna. Poza tym wyróż- niono typy śmierci komórek, które przebiegają inaczej i zazwyczaj są charakterystyczne dla niektórych tkanek, np. anoikoza – opisana w komórkach adherentnych, paraptoza – indukowana przez insulinopodobny czynnik wzrostu I, degeneracja Walleriana – opisana w układzie nerwowym, entoza – w limfoblastach i niektórych nowotworach będąca „komórkowym kanibalizmem” (żywa komórka pochłania sąsiadującą żywą komórkę), keratynizacja – charakterystyczna dla komórek skóry [36,105].

U roślin, podobnie jak u zwierząt, przebieg procesu obumierania komórek może się różnić, co utrudnia klasyfikację typów śmierci komórek. W początkowym okresie badań, obumieranie komórek roślinnych opisywano jako apoptozopodobne, autofagopodobne lub jako nekrozę. Ogólnie, w PCD u roślin, analogicznie jak u zwierząt, obumieranie komórek może być związane z: uwalnianiem cytochromu c (cytochrome c, cyt c) z mitochondriów, aktywacją deoksyrybonukleaz (DNaz), proteaz kaspazopodobnych, akumulacją reaktywnych form tlenu (reactive oxygen species, ROS), a w przebiegu tego procesu może zachodzić m.in. degradacja DNA z tworzeniem tzw. „drabinek DNA” i zmiany w fosforylacji białek [21,46,79]. Niedawno van Doorn i wsp.. [130] zaproponowali wyróżnienie dwóch głównych typów śmierci komórek roślinnych: „wakuolarną śmierć komórki” oraz „nekrozę”. Podczas wakuolarnej śmierci zawartość komórki jest degradowana w procesie autofagopodobnym i dzięki uwolnieniu hydrolaz z wakuoli litycznych po przerwaniu tonoplastu. Wakuolarna śmierć komórek zachodzi podczas programowej PCD, natomiast nekrotyczne obumieranie komórek jest spowodowane przez silnie działające czynniki abiotyczne.

U roślin opisano też przypadki, w których obumieranie komórek zachodzi w sposób mieszany lub nietypowy i nie są zaliczane do tych dwóch głównych typów śmierci [130]. W mieszany sposób, łącząc cechy wakuolarnej śmierci i nekrozy obumiera łagiewka pyłkowa po samoniezgodnym zapyleniu (self-incompatibility, SI) [137]. Swoiście przebiega proces obumierania i trawienia komórek bielma skrobiowego ziarniaków zbóż. Bielmo to obumiera podczas kiełkowania ziarniaków, a jego komórki i zgromadzone zapasy skrobi mogą być trawione przez enzymy hydrolityczne pochodzące z komórek warstw aleuronowych otaczających bielmo skrobiowe; u niektórych gatunków zbóż podczas PCD w bielmie nie obserwowano procesu autofagii [29,127].

W różny sposób mogą obumierać komórki roślin zaka- żonych patogenami. Szybkie obumieranie komórek, nazwane „reakcją nadwrażliwości” (hypersensitive response, HR), przeciwdziała rozprzestrzenianiu się infekcji, „zamyka” patogen w miejscu jego ataku. Wpływ patogenów na żywotność komórek gospodarza może zależeć od rodzaju interakcji roślina-patogen i cyklu rozwojowego patogena. Wzrost i rozwój patogenów zachodzi dzięki pobieraniu pokarmu z żywych roślin, przy czym biotroficzne patogeny (np. Blumeria graminis) pobierają pokarm z żywych, aktywnie metabolizujących komórek, natomiast pasożyty nekrotroficzne (np. Fusarium oxysporum, Sclerotinia sclerotiorum, Botrytis cinerea i Cercospora nicotianae) pozyskują pokarm z martwych komórek, po uprzednim zabiciu komórki żywiciela [70]. Nekrotrofy uśmiercają komórki gospodarza dzięki wydzielanym toksynom m.in. wiktoryny, harpiny, AAL (z Alternaria alternata), fumonizyn, kwasu oksalowego oraz enzymom trawiennym [95,132]. Patogen może też spowodować PCD gospodarza przez wpływ na proces autofagii [70]. W miejscu ataku awirulentnego patogena następuje znaczne podwyższenie stężenia Ca2+ w cytosolu, akumulacja ROS, wypływ jonów, zmiana pH, zmiana potencjału błon (DYm), połączeń białek w ścianie komórkowej, depozycja kalozy oraz ekspresję genów obrony [10,69]. W przebieg HR są zaangażowane nie tylko mitochondria i enzymy hydrolityczne wakuoli, ale także chloroplasty, szczególnie w fazie wykonawczej HR [12,15,83]. Obumieranie komórek w HR rozpoczynają zmiany w mitochondriach i wypływ do cytoplazmy m.in. cytochrom c. Wcześnie zachodzą też zmiany w jądrze komórkowym – chromatyna ulega kondensacji a DNA fragmentacji. Tonoplast zostaje przerwany dopiero pod koniec procesu obumierania komórki [68,131]. Cechą odróżniającą programowaną śmierć w HR od innych jej rodzajów jest również obkurczanie cytoplazmy. W komórkach zakażonych patogenami obserwowano niekiedy powstawanie fragmentów komórki, które przypominały ciała apoptotyczne tworzone podczas apoptozy u zwierząt. Cząsteczką sygnałową indukującą obumieranie sąsiednich komórek mogą być ROI (reactive oxygen intermediates) i NO (nitric oxide) [23]. Obumieranie komórek w HR może wykazywać cechy nekrozy, jednak obumieraniu zakażonych komórek zazwyczaj towarzyszy zwiększenie rozmiarów wakuoli i może wymagać wakuolarnych enzymów przetwarzają- cych (vacuolar processing enzymes, VPEs) uwolnionych po przerwaniu tonoplastu [102].

Klasyfikację van Doorna i wsp. [130], tj. wyróżnienie u roślin „wakuolarnej śmierci komórki” oraz „nekrozy”, później skorygował van Doorn [129]. Autor zastosował inne kryterium oceny przebiegu PCD i zaproponował rozróżnienie dwóch typów PCD u roślin: „autolitycznej” i „nieautolitycznej”. Podczas „autolitycznej” śmierci, która zachodzi podczas rozwojowej PCD i łagodniejszym działaniem stresu abiotycznego, następuje przerwanie tonoplastu i uwolnienie hydrolaz, co doprowadza do szybkiego „oczyszczenia” cytoplazmy, natomiast podczas „nieautolitycznej” śmierci w reakcji na atak patogenów, nie zachodzi lub może zachodzić przerwanie tonoplastu, ale już w martwych komórkach, nie nastę- puje szybka destrukcja składników cytoplazmy. Podczas „autolitycznej” PCD tworzone są autofagosomopodobne struktury, następuje zwiększenie objętości wakuoli, obkurczanie jądra i kondensacja chromatyny oraz fragmentacja DNA, natomiast podczas „nieautolitycznej” śmierci komórki obserwowano pęcznienie organelli, ale nie następuje zwiększenie rozmiarów wakuoli. W przybliżeniu, „autolityczna” PCD odpowiada autofagowej PCD u zwierząt, natomiast „nieautolityczne” obumieranie komórek roślin przebiega podobnie jak nekroza u zwierząt.

Apoptoza

Apoptoza jest obecnie najlepiej poznaną postacią PCD u zwierząt. Opisano morfologiczny jej przebieg i poznano molekularne mechanizmy kontrolujące proces. Przebieg apoptozy charakteryzuje wiele cech morfologicznych i biochemicznych, w tym oprócz obkurczania się komórki (dzięki modyfikacji cytoszkieletu) i w ten sposób utraty kontaktu między komórkami, następuje uszkodzenie struktury i funkcji mitochondriów, zachodzi też obkurczanie cytoplazmy, kondensacja i marginalizacja chromatyny w jądrze, DNA ulega fragmentacji z międzynukleosomowym rozcinaniem DNA (tworzeniem „drabinek” DNA), następuje fragmentacja jądra, natomiast zachowana jest integralność błony komórkowej, która może tworzyć pęcherzykowate uwypuklenia, a na zewnętrznej jej powierzchni jest eksponowana fosfatydyloseryna. W końcowej części apoptozy (w fazie zniszczenia) zachodzi fragmentacja komórki z tworzeniem tzw. ciałek apoptotycznych wchłanianych następnie przez komórki sąsiednie lub wyspecjalizowane komórki żerne [32, 36].

Proces apoptozy może być indukowany przez kilka biochemicznych szlaków sygnalizacyjnych [11,20,115]: a) szlak zewnętrzny, w którym ligandy (np. cytokiny Fas-L, TNF) po związaniu z receptorami śmierci (death receptors, DR), przez białka adapterowe uruchamiają szlak prowadzący do aktywacji kaskady kaspaz, b) szlak wewnętrzny (mitochondrialny), w którym decyzyjną rolę o życiu i śmierci komórki pełnią mitochondria, z których jest uwalniany cytochrom c i inne białka zaangażowane w przebieg apoptozy; ten szlak prowadzi m.in. do aktywacji kaskady kaspaz, c) szlak sfingomielinowo- -ceramidowy, który jest uruchamiany m.in. po związaniu zewnątrzkomórkowych ligandów z odpowiednimi receptorami błonowymi i w którym wtórnym przekaźnikiem jest ceramid, d) szlak indukowany stresem ER spowodowanym nagromadzeniem w świetle ER białek o błędnej modyfikacji i niewłaściwie zwiniętych, a które nie są eksportowane z ER oraz utratą homeostazy jonów Ca2+. Sensorem/przekaźnikiem sygnału w UPR (unfolded protein response) jest zazwyczaj transbłonowe białko IRE1α, które przenosi sygnał stresu do cytoplazmy i jądra, e) szlak pseudoreceptorowy, który opisano w cytotoksycznych limfocytach T (CTL) oraz w komórkach NK (natural killer), stanowiących istotny element układu immunologicznego człowieka; w jego przebieg są zaangażowane m.in. perforyna oraz granzym B.

W mitochondrialnym szlaku indukcji apoptozy proces obumierania komórki rozpoczynają zmiany struktury i funkcji mitochondriów, które prowadzą m.in. do uwalniania z nich IMS (intermembrane space) do cytoplazmy: cytochrom c, endo G (endonuclease G), AIF (apoptosis inducing factor), Smac/Diablo (second mitochondrial derived activator of caspase/direct IAP-binding protein with a low pI) i proteazy serynowej Omi/HtrA2. Białka te w istotny, chociaż różny sposób, są zaangażowane w przebieg procesu obumierania komórki [60,79,97]. Uwalnianie proapoptotycznych substancji z IMS zachodzi dzięki zwiększeniu przepuszczalności błony zewnętrznej mitochondriów, tworzeniu megakanałów, powstaniu „dziur” przez które mogą wypływać z IMS substancje o większej masie cząsteczkowej. Uwalnianie białek z IMS zachodzi przez PTP (permeability transition pore), które są kompleksami utworzonymi po związaniu z kanałami VDAC (voltage-dependent anion channels), takich białek jak: ANT (adenine nucleotide translocator), CypD (acykclophilin D) i innych molekuł w tym HK (hexokinase) [20,25,123]. Kanały VDAC, znane też jako eukariotyczne poryny, są umiejscowione w błonie zewnętrznej mitochondrów (outer mitochondrial membrane, OMM) w miejscach ich styku z błoną wewnętrzną (inner mitochondrial membrane, IMM). Rola kanałów VDAC polega na regulacji transportu metabolitów mię- dzy mitochondriami i cytoplazmą [113].

Wśród uwalnianych z IMS substancji istotną rolę w inicjacji degradacji składników komórki podczas apoptozy pełni cytochrom c, który wraz z innymi białkami, wchodzi w skład apoptosomu tworzonego w cytoplazmie. Apoptosom budują cząsteczki cyt c, opisywanego również jako Apaf-2 (apoptosis protease activating factor-2), cytosolowego białka Apaf-1 i prokaspazy-9 (Apaf-3). Powstanie apoptosomu wymaga obecności dATP lub ATP. Białko Apaf-1 zawiera na C-końcu łańcucha wielokrotnie powtórzoną sekwencję aminokwasową WDR, którą łączy się z cyt c oraz dATP/ATP. Akceptowany jest pogląd, że cyt c i dATP/ATP funkcjonują jako kofaktory i stymulują oligomeryzację Apaf-1 oraz jego zmiany konformacyjne. Prokaspaza-9 wiąże się w stosunku 1:1 z białkiem Apaf-1, inicjując nagromadzanie i aktywację jego cząsteczek. Czynna kaspaza-9 (po aktywacji prokaspazy-9 za pośrednictwem ograniczonej proteolizy) może aktywować kaspazy-3 (lub -7), która albo stymuluje kaskadę kaspaz i/albo dokonuje proteolizy białek komórkowych. Kaspaza-3 może aktywować także inne istotne dla przebiegu apoptozy enzymy, m.in. endonukleazę DFF40/CAD (caspase-activated DNase), kalpainę, granzym B [57,106,123]. Otwarcie kanałów PTP prowadzi nie tylko do uwalniania z IMS cyt c i innych białek promujących śmierć komórki, ale i utraty potencjału przez IMM (DYm), osmotyczne puchnięcie mitochondriów i rozpad OMM [60,79,106].

Istotnym elementem uruchamiającym wewnętrzny mitochondrialny szlak inicjacji apoptozy jest otwarcie kanałów PTP. Wykazano, że u zwierząt otwieranie PTP jest indukowane przez proapoptotyczne białko z rodziny Bcl-2 (Bax lub Bak), podwyższenie stężenia Ca2+, ROS i NO, a także przez toksyny i uszkodzenia DNA, natomiast hamowane przez antyapoptotyczne białka (Bcl-2 and Bcl-xL , CRD-9), a także przez CsA (cyclosporine A), która jest ligandem CypD [65,112,123,135]. Białka z rodziny Bcl-2 regulują funkcję PTP przez bezpośrednią interakcję z VDAC [123]. Niedawno wykazano, że antyapoptototyczne białka, takie jak Bcl-2, Bcl-xL , HK-I i HK-II (hexokinases I i II) wiążą się z N-terminalnym α-helikalnym segmentem VDAC [1,4].

Apoptoza a PCD u roślin

W początkowym okresie badań procesu obumierania komórek u roślin poszukiwano analogii z apoptozą, która była wcześniej poznana u zwierząt i proces ten u roślin opisywano jako apoptozopodobny. U roślin i u zwierząt PCD prowadzi do destrukcji komórki przez endogenne hydrolazy, jednak mechanizmy regulacji i przebieg procesu obumierania komórek u tych organizmów mogą być w pewnych aspektach podobne, a w innych istnieją wyraźne różnice, które mogą wynikać z odmiennej drogi ewolucyjnej tych dwóch królestw po dywergencji z jednokomórkowego przodka, w tym różnic w budowie komórek. W komórkach roślin nie ma lizosomów, a kwaśne hydrolazy są zawarte w wakuolach (wakuole lityczne), poza tym komórki roślin tworzą ścianę komórkową, która zazwyczaj nie jest trawiona podczas PCD. Ponadto rośliny zawierają plastydy, z których chloroplasty mogą uczestniczyć w PCD [22,51,136]. Uzyskane dotychczas wyniki badań wskazują, że w regulacji apoptozy i PCD u roślin mogą uczestniczyć podobne oraz odmienne białka, chociaż mogą pełnić analogiczną funkcję. Genomy grzybów i roślin nie zawierają co najmniej kilku genów kodujących białka nieodzowne w apoptozie. Przegląd bazy BLAST (basic local alignment search tool) wykazał, że w genomach roślin i grzybów nie ma sekwencji homologicznych z genami kodującymi białka z rodziny Bcl-2, a także kodującymi takie białka jak: kaspazy, Apaf-a/Ced-4, p53 [2,3,40].

Istotną rolę w indukcji apoptozy u zwierząt pełnią proapoptotyczne (Bax, Bak) i antyapoptotyczne (Bcl-2, Bcl-xL ) białka z rodziny Bcl-2. Polipeptydy nie zostały wykryte u roślin, ale w bibliotece cDNA Arabidopsis zidentyfikowano geny CDF1 i CDF3 (cell growth defect factor), które w transformowanych drożdżach mają letalne, Bax- -podobne działanie [55,58]. U roślin wykryto też białka zawierające sekwencje, z którymi mogą się wiązać poliklonalne przeciwciała anty-Bax i anty-Bcl-2 człowieka. Dion i wsp. [28] stosując metody Western-blot i immunocytochemiczne u Chlamydomonas oraz w liściach i merystemach korzeni Nicotiana tabaccum, Brassica napus i Zea mays wykazali obecność białka, z którym reagowały poliklonalne przeciwciała anty-Bcl-2 człowieka. Metodami immunocytochemicznymi w mikroskopie elektronowym wykazano, że jest ono umiejscowione głównie w mitochondriach, plastydach i jądrach. To białko u tytoniu ma masę cząsteczkową 28-29 kDa. Pozytywną reakcję wią- zania poliklonalnych przeciwciał anty-Bax człowieka uzyskano w badaniach prowadzonych na wierzchoł- kach korzeni łubinu wąskolistnego (A. Kobylińska, Ł. Balcerzak i M. Godlewski, niepubl.). Ekspresja tych Bax- -podobnych białek była wyraźnie skorelowana z obumieraniem komórek indukowanym przez ołów. W genomach roślin zidentyfikowano ortologi innych genów, które wpływają na apotozę u zwierząt, w tym inhibitora Bax (Bax inhibitor 1, BI-1) i Bekliny-1, które podobnie jak u zwierząt, mogą regulować PCD u roślin [50,78].

Zaangażowanie mitochondriów w proces obumierania komórek u roślin jest powszechnie akceptowane [69, 131, 147] i podobnie jak u zwierząt, zachodzi ze zwiększeniem przepuszczalności błony mitochondrialnej. O mechanizmie tym u roślin wiadomo mniej, zyskano jednak dane wskazujące, że w PCD mogą być zaangażowane kanały VDAC i że mogą być tworzone PTP. Na taką możliwość wskazuje zidentyfikowanie u badanych gatunków roślin po kilka izoform VDAC, zlokalizowanych głównie w mitochondriach, których poziom ekspresji w rozwoju roślin może być zależny organowo, od miejsca działania i od rodzaju stresu środowiskowego. Roślinne VDAC mają wiele elektrofizjologicznych i topologicznych wła- ściwości podobnych do zwierzęcych VDAC, co sugeruje, że mogą u roślin pełnić podobną funkcję podczas rozwoju roślin, w rozwojowej PCD, a także śmierci komó- rek w reakcji na stres abiotyczny i w reakcji na patogeny [37,64,119].

U roślin podczas PCD z IMS mitochondriów są uwalniane do cytoplazmy różne substancje, które mogą pełnić analogiczną pro-PCD rolę jak podczas apoptozy u zwierząt. W badaniach prowadzonych na różnych gatunkach roślin wykazano uwalnianie cyt c z mitochondriów, przy czym jego rola w obumieraniu komórek roślin nie jest jasna [126,131,147]. Nie stwierdzano bowiem tworzenia apoptosomu i niewiele jest danych wskazujących, że u roślin cyt c może uczestniczyć w procesie PCD, a także, że może bezpośrednio uczestniczyć w aktywacji proteaz. Apoptosomopodobne struktury wykryto jednak u roślin podczas HR, tworzenie których jest aktywowane produktem genu czynnika odporności roślin R (resistance) będącego homologiem białka Apaf-1/CED-1 oraz sygna- łem avr (pathogen avirulence). Te apoptosomopodobne struktury prawdopodobnie uczestniczą w aktywacji proteaz kaspazopodobnych [80].

Podczas apoptozy nukleaza endo G ulega translokacji IMS mitochondriów do jądra, gdzie tnie DNA na fragmenty oligonukleosomalne tworząc tzw. drabinki DNA [74]. U roślin dotychczas nie zidentyfikowano homologa tego białka, ale wykazano, że z IMS mitochondriów może być uwalniana Mg2+-zależna DNaza, która po translokacji do jądra, może degradować DNA (na fragmenty 30 kb, a następnie ciąć DNA w międzynukleosomowych odcinkach) [8]. AIF jest flawoproteiną z aktywnością oksydazy NADH obecną w IMS mitochondriów. Po otwarciu kanałów PTP ten czynnik przemieszcza się do jądra i może prowadzić do kondensacji chromatyny i cięcia DNA na duże fragmenty (50-300 kb) [79]. U Arabidopsis zidentyfikowano reduktazę MDAR (monodehydroascorbate reductase), która jest homologiczna do czynnika indukcji apoptozy – AIF [143].

Degradacja składników komórek podczas PCD wymaga zaangażowania proteaz. U zwierząt tkankowych w fazie wykonawczej apoptozy liczne peptydy są hydrolizowane przez kaspazy, natomiast genomy innych organizmów, w tym i roślin, nie zawierają ortologów genów kodujących te enzymy. U roślin zidentyfikowano natomiast proteazy o kaspazopodobnej aktywności, które mogą hydrolizować substraty kaspaz, a ich aktywność może być hamowana przez inhibitory specyficzne dla kaspaz. Dotychczas zidentyfikowano kilka grup (rodzin) proteaz, które u różnych gatunków roślin i zależnie od roli PCD mogą osiągać różny poziom aktywności i który może ulegać wielokrotnemu zwiększeniu podczas PCD. Do tych proteaz należą: VPEs i metakaspazy, które są endopeptydazami cysteinowymi oraz saspazy, które są proteazami serynowymi [22,79,96]. VPEs są proteazami zlokalizowanymi w wakuoli i odpowiadają za dojrzewanie i aktywację niektórych białek. Podczas PCD aktywność VPEs ulega zwiększeniu i po przerwaniu tonoplastu mogą być uwalniane do cytoplazmy. Te proteazy mają 21% identyczność sekwencji z kaspazami, mogą swoiście hydrolizować substraty kaspaz, a ich aktywność jest hamowana przez inhibitory kaspaz. Metakaspazy (I i II, którą wykryto tylko u roślin), chociaż zawierają kaspazopodobne domeny proteolityczne, ale mają inną swoistość substratową, mogą być aktywowane autokatalitycznie (metakaspaza II) i prawdopodobnie mogą aktywować inne kaspazopodobne proteazy podczas PCD u roślin. Serynowymi proteazami, które uczestniczą w degradacji białek komórki, są fitaspazy i saspazy. Są one proteazami substilizynopodobnymi hydrolizują- cymi różne substraty kaspaz, ich aktywność zwiększa się podczas PCD i jest hamowana przez inhibitory kaspaz. Fitaspazy ulegają konstytutywnej ekspresji i są obecne w apoplaście, a aktywowane po indukcji PCD przemieszczają się do wnętrza komórki. U roślin zidentyfikowano też podjednostkę PBA1 proteasomów, która może być zaangażowana w HR i PCD komórek tytoniu (BY-2) indukowaną przez szok gorąca [125].

Tak więc, badania morfoloficznego i molekularnego przebiegu PCD u roślin wskazują, że mimo podobieństw, w tym udziału podobnych lub analogicznych białek, to różnice miedzy apoptozą a PCD u roślin są na tyle duże, że nie można uznać, że PCD u roślin zachodzi w wyniku apoptozy.

Autofagia

Autofagia jest katabolicznym procesem, w którym zbędne i nieprawidłowe długo żyjące białka oraz zbędne i uszkodzone organelle komórkowe (a także wewnątrzkomórkowe patogeny) oddzielane w pęcherzykach wraz z fragmentem cytoplazmy są następnie degradowane przez hydrolazy lizosomów (u zwierząt) lub wakuoli litycznych (u grzybów i roślin). Proces ten, obok systemu UPS (ubiquitin (Ub)/26S proteasome system), selektywnie zapobiega więc nagromadzeniu w komórkach zbędnych, często szkodliwych składników, a także ma istotne znaczenie w recyklingu białek i w utrzymaniu homeostazy komórki [9,73,110]. Autofagia jest wysoce zachowawczym procesem zachodzącym w komórkach wszystkich organizmów eukariotycznych.

Przebieg procesu autofagii został opisany u drożdży, a następnie u zwierząt i u roślin, przy czym u roślin wykryto podobne autofagosomo pęcherzyki otoczone dwiema błonami, między którymi było niskie pH oraz wykryto kwaśne hydrolazy [48,110,128]. U zwierząt wyróżnia się trzy rodzaje autofagii: mikroautofagię, makroautofagię i autofagię związaną z białkami opiekuńczymi (chaperone-mediated autophagy, CMA) [105]. Podczas mikroautofagii mała porcja cytoplazmy jest pobierana przez inwaginację błony lizosomu (u zwierząt) lub wakuoli (u roślin), która następnie jest oddzielana jako pęcherzyk (ciało autofagowe) do wnętrza tych organelli, gdzie jest trawiona. [63]. Makroautofagia jest procesem bardziej złożonym: błony pęcherzyka pochodzącego prawdopodobnie z ER otaczają większą porcję cytoplazmy z organellami i tworzone są kubeczkowatego kształtu struktury preautofagowe. Następnie po połą- czeniu błon otaczających tę porcję cytoplazmy, powstaje pęcherzyk otoczony dwiema błonami, zwany autofagosomem. U zwierząt po połączeniu autofagosomu z lizosomem jego zawartość jest trawiona w utworzonych w ten sposób autolizosomach, zaś u roślin błona zewnętrzna autofagosomu łączy się z tonoplastem, a jego zawartość otoczona błoną wewnętrzną (ciało autofagowe) jest uwalniana do wakuoli litycznej i trawiona. Makroautofagia jest dominującym rodzajem autofagii i procesem najczęściej indukowanym w warunkach stresowych [48,128,145]. Autofagia związana z białkami opiekuń- czymi (CMA) jest mechanizmem eliminacji cząsteczek białka przebiegającym zazwyczaj z udziałem białek opiekuńczych, które wychwytują np. białka cytoplazmatyczne zawierające swoiste sekwencje sygnałowe o niewłaściwej konformacji, następnie są transportowane do lizosomów i trawione [77].

U roślin, oprócz mikro- i makroautofagii, kluczową rolę w PCD może pełnić megautofagia. W początkowym okresie tego rodzaju autofagii zachodzi intensywna synteza enzymów hydrolitycznych i ich lokowanie w soku wakuolarnym. Powoduje to znaczne zwiększenie objętości wakuoli, po czym tonoplast traci selektywną przepuszczalność, następuje przerwanie jego ciągłości, a enzymy hydrolityczne są uwalniane z wakuoli i rozpoczynają proces degradacji składników komórki [45,139]. Megautofagię obserwowano m.in. podczas ksylogenezy w izolowanych komórkach mezofilu Zinnia elegans i podczas formowania aerenchymy czy elementów sitowych [86,127]. Podczas PCD w komórce może zachodzić co najmniej dwa typy autofagii. Obserwowano również sytuacje, gdy po równoczesnej mikro- i makroautofagii następowała megaautofagia [127].

W warunkach homeostazy fizjologicznej nasilenie procesu autofagii jest niewielkie, przyczyniając się do sprawnego obiegu białek w komórce oraz przeciwdziałania akumulacji uszkodzonych białek i organelli, natomiast intensywność tego procesu może ulegać znacznemu zwiększeniu przy niedoborze substancji pokarmowych, podczas różnicowania komórek, stresu ER, akumulacji ROS i działania innych stresów powodujących uszkodzenie molekuł i organelli [9,72,73]. Nadmierna autofagia może prowadzić do śmierci komórki (u zwierzat II typ PCD). Komórki obumierające w wyniku autofagii charakteryzują się intensywnym nagromadzeniem autofagosomów i wakuolizacją cytoplazmy.

Interesujące prożyciowe znaczenie ma nasilenie autofagii w sytuacji stresu pokarmowego. Przy niedoborze pokarmów recyklizacja składników komórki dostarcza substratów (aminokwasów, kwasów tłuszczowych i nukleotydów) do utrzymania homeostazy energetycznej komórki oraz syntezy niezbędnych makromolekuł [9,73,104]. Tak więc, autofagia z jednej strony ma istotne prożyciowe znaczenie, z drugiej zaś może być jednym z mechanizmów PCD. Sugeruje się, aby dla odróżnienia tej drugiej roli autofagii stosować określenie „autofagowa śmierć komórki”.

Autofagia, która jest strategią trawienia składników w żywych komórkach, musi być procesem ściśle kontrolowanym. W jej regulacji uczestniczą liczne geny ATG (także nazywane APG ) (autophagy gene). U droż- dży izdentyfikowano 31 genów ATG, podobnie liczne geny ATG zidentyfikowano u zwierząt i ich homologów u roślin (Arabidopsis, Oryza sativa, Glycine max i Triticum spp.) [44,73,81,118]. Większość tych genów reguluje kolejne etapy autofagii (tworzenie pęcherzyka, wydłu- żanie, dojrzewanie, fuzję, degradację). Wykazano, że poziom ekspresji genów ATG ulega zwiększeniu m.in. podczas różnicowania komórek (ksylemu u Arabidopsis genu ATG5), podczas starzenia, w reakcji na głodzenie pokarmowe i infekcję przez mikroorganizmy. Działanie białek ATG może być regulowane poprzez ich fosforylację oraz interakcję z innymi białkami (m.in. z innymi białkami ATG, z Bekliną 1 i z niektórymi kinazami) [13,66,87,122]. O znaczeniu genów ATG świadczą badania, w których stwierdzono, że ich inaktywacja może zwiększać wrażliwość na głodzenie pokarmowe, przyspieszać starzenie liści i wpływać na atak patogenów [93].

U zwierząt i roślin w regulacji autofagii główną rolę odgrywa Beklina 1, która może też pełnić i inne funkcje w komórkach, zwłaszcza związane z przemieszczaniem się pęcherzyków (m.in. endosomów). Wielofunkcyjność Bekliny 1 wynika z obecności w jej cząsteczce domeny BH3 (Bcl-2 homology 3), z którą mogą się wiązać antyapoptotyczne białka (Bcl-2, Bcl-xL ) oraz domeny CCD (coiled-coil domains) i ECD (evolutionarily conserved domain), które mogą być wykorzystywane do wiązania innych białek nieuczestniczących w procesie autofagii. Beklina 1 promuje tworzenie autofagosomów w kompleksie zawierającym białka sortujące VPS34 (vacuolar sorting protein 34) [35]. Kompleks Atg6/beklina 1 jest powszechnie obecny u różnych organizmów eukariotycznych [93]. O niezbędności ekspresji Bekliny 1 w rozwoju organizmów świadczą badania prowadzone na myszach. Wykazano, że mutacja obu alleli genu kodującego Beklinę 1 powoduje letalność we wczesnych okresach rozwoju zarodków, a utrata aktywności jednego allelu, także u ludzi, zakłóca rozwój i może doprowadzić do różnych chorób (w tym nowotworowych i neurodegeracyjnych) [100,149]. Rośliny, podobnie jak inne organizmy eukariotyczne, syntetyzują Beklinę 1. U Arabidopsis thaliana i Nicotiana benthamiana wykazano, że jej ekspresja zapobiega przedwczesnej chlorozie i ogranicza PCD w reakcji na patogeny [35,78,93].

U zwierząt wykazano, że poziom ekspresji Bekliny 1 może wpływać nie tylko na nasilenie autofagii i autofagową śmierć komórek, ale może także mieć znaczenie w indukcji apoptozy. Wpływ tego białka na inicjację apoptozy wynika ze współzależności między regulacją autofagii i apoptozy, a pośrednio z prożyciowej roli autofagii. Stwierdzono bowiem, że hamowanie autofagii w większości przypadków zwiększa wrażliwość na stymulatory apoptozy, nasilenie autofagii może poprzedzać apoptozę, a komórki niezdolne do apoptozy mogą obumierać w procesie autofagii [61,124].

Dobrym przykładem regulacji jednocześnie apoptozy i autofagii jest wiązanie antyapoptotycznych białek z rodziny Bcl-2 (Bcl-2, Bcl-xL , CED-9) z proapoptotycznym białkiem (Bax lub Bak), a na ER z Bekliną 1 (w kompleksie Beklina 1/ATG6); Beklina 1 została wykryta jako białko związane z Bcl-2 [88,94,151]. Związanie Bcl-2 przez Beklinę 1 zmniejsza ilość białka Bcl-2 oddziałującą z proapoptotycznym białkiem (Bax, Bak) i w efekcie sprzyja otwieraniu PTP i indukcji apoptozy. Utworzenie kompleksu Beklina 1/białka Bcl-2 i Bcl-xL ) ma działanie antyautofagowe. W komórkach poddanych stresowi Bcl-2 odłącza się od Bax a przyłącza do Bekliny-1, co prowadzi do hamowania autofagii i indukcji apoptozy [84]. Wpływ stresu na nasilenie autofagii i interakcję Bcl-2/Beklina 1 potwierdzono w badaniach prowadzonych na komórkach w sytuacji różnej dostępności pokarmów. W warunkach dobrej dostępności pokarmów, niska intensywność autofagii jest związana z wysokim poziomem kompleksów Bcl-2/Beclin 1, natomiast głodzenie, które stymuluje autofagię, powoduje znaczne zmniejszenie wiązania Bcl-2 z Bekliną 1 [95].

W kontroli autofagii uczestniczy inhibitor Bax (BI-1), który jest białkiem powszechnie obecnym w błonach ER komórek eukariotycznych [50]. Ogólnie, BI-1 jest inhibitorem PCD, działa jako integrator reakcji na stres modulując reakcje adaptacyjne. Ostatnio wykazano, że BI-1 hamuje autofagię poprzez wiązanie z IRE1α (inositol requiring enzyme 1a) [14,79]. IRE1α jest endorybonukleazą zlokalizowaną w błonach ER, aktywowaną przez autofosforylację i jest, oprócz PERK (dsRNA activated protein kinase-like ER kinase) i ATF6 (activating transcription factor 6), głównym sensorem przenoszą- cym do cytoplazmy i jądra sygnał UPR (unfolded protein response) podczas stresu ER. Ortologi IRE1 zidentyfikowano i sklonowano także u drożdży oraz u ryżu i Arabidopsis, jest więc prawdopodobne, że u roślin BI-1, analogicznie jak u zwierząt, może hamować autofagię stymulowaną przez stres ER [60,91].

Nekroza

Nekrozę przeciwstawia się PCD jako śmierć patologiczną, pasywną, jako katastrofę bioenergetyczną wynikającą z wyczerpania zasobów ATP (i prawdopodobnie, NAD+). Nekroza, w przeciwieństwie do PCD, nie wymaga aktywacji genów (jest nieprogramowalną śmiercią komórki) i ATP, co różni ją od PCD [36, 114]. Nekroza zazwyczaj obejmuje grupę komórek. Morfologicznymi objawami nekrozy są: pęcznienie komórki i jej organelli oraz przypadkowa degradacja DNA, wczesne przerwanie ciągłości błony komórkowej i wypływ zawartości komórek, co u zwierząt powoduje reakcję zapalną [36,114]. U zwierząt stwierdzono, że nekrotyczną śmierć komórki często poprzedza podwyż- szenie poziomu Ca2+ w cytoplazmie, degradacja lipidów i aktywacja proteaz z rodziny kalpain. Zmiany w mitochondriach i lizosomach zachodzą później. W mitochondriach zahamowany jest proces oddechowy, co powoduje spadek poziomu ATP, stwierdzono też znaczne zwiększenie poziomu ROS i RNS (reactive nitrogen species), a także zwiększenie przepuszczalności błon, w tym błony lizosomalnej, co powoduje uwolnienie aktywnych katepsyn do cytoplazmy [19,36]. W badaniach ostatnich lat wykazano jednak, że nekroza może wymagać aktywacji pewnych genów i może być hamowana przez syntetyczny inhibitor – nekrostatynę [19, 36, 114]. Można więc u zwierząt wśród typów obumierania komórek wyróżnić „regulowaną nekrozę” (nekroptozę).

Regulacja indukcji apoptozy przez białka rodziny Bcl-2

U zwierząt w kierowaniu komórek na mitochondrialny szlak apoptozy istotną rolę odgrywają białka rodziny Bcl-2 (B-cell leukemia /lymphoma) [41,65]. U ssaków zidentyfikowano ponad 20 białek zaliczanych do tej rodziny. Wśród nich są białka o działaniu proapoptotycznym (Bax, Bak, Bcl-XS, Bid, Bik, Hrk i Bok) jak i o dzia- łaniu antyapoptotycznym (Bcl-SL, Bcl-2, Bcl-W, Bcl-xL , Bfl-1 Mcl-1, Brag-1 i A1). Białka rodziny Bcl-2 charakteryzują się obecnością od jednego do czterech motywów BH(1–4) (Bcl-2 homology domains), które są wykorzystywane przy tworzeniu homo- lub heterodimerów [42,47,79].

W komórkach zwierząt w warunkach homeostazy fizjologicznej proapoptotyczne, nieaktywne białko Bax jest białkiem cytosolowym, a antyapoptotyczne białko Bcl-2 jest zlokalizowane w zewnętrznej błonie mitochondrialnej, wykryto je także w błonie jądrowej oraz błonie ER [47]. Indukcja apoptozy jest związana z aktywacją i przemieszczaniem się proapoptotycznego białka Bax z cytosolu do mitochondriów, gdzie wiąże się ono z N-terminalnym α-helikalnym segmentem VDAC. Powoduje to otwarcie PTP i w ten sposób zwiększenie przepuszczalności ich błony zewnętrznej (MMP, mitochondrial membrane permeabilisation) dla substancji obecnych w IMS tych organelli [1,60,135]. Białka antyapoptotyczne (Bcl- 2, Bcl-xL ) tworzą heterodimery z Bax i przeciwdziałają otwieraniu PTP. Kierowanie komórki na szlak apoptozy jest więc zależne od stosunku poziomu ekspresji białek pro- i antyapoptotycznych: jeśli w komórce jest nadmiar białka Bcl-2, to związuje ono całą pulę białka Bax, a pozostałe białko Bcl-2 tworzy homodimery, natomiast nadmiar białka Bax związuje całą pulę białka Bcl-2, a pozostała reszta Bax tworzy homodimery [18,47,109].

Tak więc mitochondria i poziomy białek pro- i antyapoptotycznych, od których zależy przepuszczalność błony zewnętrznej tych organelli, pełnią decyzyjną rolę w kierowaniu komórki na drogę apoptozy.

Transdukcja genów rodziny Bcl-2 zwierząt do drożdży i roślin

PCD u drożdży i roślin, podobnie jak u zwierząt, prowadzi do hydrolitycznej destrukcji składników komórki, można więc oczekiwać u organizmów należących do tych trzech królestw drożdży, roślin i zwierząt, podobnego mechanizmu regulacji indukcji i przebiegu procesu umierania komórek. Istotną różnicą między indukcją apoptozy i indukcją PCD u drożdży i roślin jest brak zaangażowania białek z rodziny Bc-2, bowiem genomy drożdży i roślin nie zawierają genów kodujących te białka. Takie geny są obecne tylko w genomach zwierząt tkankowych [2,3,85]. Sugeruje to, że w regulacji indukcji apoptozy u innych eukariontów zachodzi z udziałem innych, funkcjonalnie analogicznych białek [79].

Na możliwość obecności u drożdży i roślin białek o prolub antyapoptotycznym działaniu wskazuje z jednej strony wykrycie u roślin białek Bax- i Bcl-2-podobnych (m.in. zawierających sekwencje wiążące przeciwciała anty-Bcl-2 i anty-Bax człowieka [28], A. Kobylińska, Ł. Balcerzak i M. Godlewski, niepubl.), z drugiej zaś uzyskanie indukcji PCD u drożdży i roślin lub jej przeciwdziałaniu po transformacji genami zwierząt, kodującymi odpowiednio białka pro- i antyapoptotyczne.

Stosując podejście badawcze, w którym prowadzono funkcjonalny przesiew genów z bibliotek cDNA roślin, zidenrtfikowano w bibliotece cDNA Arabidopsis geny CDF1 i CDF3 (cell growth defect factor-1), które w droż- dżach miały letalne, Bax-podobne działanie [55, 58]. Stosując takie podejście badawcze w biobliotekach cDNA roślin zidentyfikowano i inne liczne geny m.in. inhibitor Bax (BI-1) oraz Beklinę-1, które u Bax-transformowanych drożdży, podobnie jak u zwierząt, przeciwdziałały indukcji PCD przez Bax [35,50,142].

Do uzyskania wyników działania produkty białkowe musiały zawierać sekwencje kodujące (CDS) całe białka, a więc zawierające koniec -C, którego sekwencje transbłonowe są konieczne do wiązania z błonami oraz odcinki zawierające domeny BH3 wykorzystywane do dimeryzacji i interakcji z innymi białkami [39,54,67]. Z badań prowadzonych na drożdżach i na różnych gatunkach roślin wynika, że u transgenicznych organizmów produkty tych genów, analogicznie jak u zwierząt:

• umiejscowiają się w komórkach podobnie jak u zwierząt, tj. Bax w zewnętrznej błonie mitochondriów, a antyapoptotycznych genów (Bcl-2, Bcl-xL , i CED-9) w mitochondriach, a także w chloroplastach [16,148],

• mają, analogiczny jak u zwierząt, wpływ na obumieranie komórek, tj. produkt proapoptotycznego genu (Bax lub Bak) w komórkach drożdży i roślin indukuje PCD, natomiast kotransformacja antyapoptotyczmi genami (Bcl-2, Bcl-xL , Ced-1) przeciwdziała letalnemu działaniu Bax.

Badania prowadzone na tytoniu i Arabidopsis wskazują, że heterologiczna ekspresja ludzkiego Bax indukuje szybkie, HR-podobne obumieranie komórek u tych roślin [67,148]. Z lokowaniem się Bax w mitochondriach były związane uszkodzenia budowy i funkcjonowania tych organelli. Przejawiały się zmianą kształtu mitochondriów z pałeczkowatych na okrągłe, ich puchnięciem, a także zakłóceniem fosforylacji oksydacyjnej, transportu elektronów, utratą mitochondrialnego potencjału transbłonowego, co prowadziło do zmniejszenia wytwarzania ATP, natomiast zwiększenia tworzenia ROS [27,67,148]. Ekspresja genu Bax myszy powodowała u Arabidopsis m.in. obkurczanie protoplastów, kondensację chromatyny i fragmentację DNA (z tworzeniem drabinek DNA), zwiększoną wakuolizację komórek, uszkodzenia błon mitochondriów, chloroplastów i utratę integralności błony komórkowej [6,148]. Ekspresja Bax myszy u Catharanthus roseus indukuje transkrypcję genów Tdc i Str (uczestniczących w szlaku biosyntezy terpenoidowych alkaloidów indolowych) i stymuluje akumulację białek obrony PR1 (defense-related protein) [140]. Obumieraniu komórek indukowanemu przez Bax u roślin przeciwdziałała, podobnie jak u zwierząt, nadekspresja białka BI-1 [54].

Wpływ transformacji genami z rodziny Bcl-2 na wzrost i rozwój roślin

Produkty genów kodujących białka z rodziny Bcl-2 u transgenicznych roślin, oprócz specyficznego wpływu na indukcję PCD, mogą wpływać na inne procesy fizjologiczne. Efekty ektopowej ekspresji proapoptotycznych (Bax, Bak) lub antyapoptotycznych (Bcl-2, Bcl-xL , Ced-9) genów zwierząt mogą się przejawiać wpływem na wzrost i rozwój transgenicznych roślin. przy czym efekty fenotypowe mogły zależeć od gatunku rośliny i poziomu ekspresji tych genów.

U Bax-transformowanego tytoniu stwierdzono, że ektopowa ekspresja mysiego genu Bax negatywnie wpływa na wzrost i rozmnażanie roślin (hamowanie wzrostu, przyspieszenie starzenia, chlorozę, zmniejszenie liczby kwiatów i nasion), chociaż może zwiększać odporność na niektóre patogeny [117,148]. U roślin transformowanych antyapoptotycznymi genami obserwowano brak wpływu, negatywną lub pozytywną modyfikację wzrostu i rozwój roślin. Dla przykładu, wyraźnych morfologicznych i fizjologicznych zmian, w porównaniu z kontrolą, nie obserwowano w badaniu tytoniu transformowanego antyapoptotycznymi genami (Bcl-2, Bcl- -xL lub CED-9) [26], w ryżu nadekspresja ludzkiego Bcl-2, w porównaniu z kontrolą, miała pozytywne działanie, a mianowicie: powodowała szybsze kiełkowanie nasion, wydłużanie korzeni, zwiększała żywotność wierzchołka korzeni i przeciwdziałała utracie chlorofilu [24], natomiast u transformantów pomidora nadekspresja Bcl-xL i Ced-9 powodowała wyraźne osłabienie wzostu i rozwoju roślin [141]. Z badań Dikmana i wsp. [26] prowadzonych na transformowanym tytoniu wynika, że wpływ ektopowej ekspresji genów antyapoptotycznych (Bcl-2, Bcl-xL lub CED-9) na wzrost i rozwój roślin może zależeć od poziomu ekspresji tych genów: negatywne działanie obserwowano przy wyższych, natomiast takiego działania nie stwierdzono przy niższych poziomach ich ekspresji.

Wpływ transformacji roślin pro- i antyapoptotycznymi genami zwierząt na wrażliwość na stres abiotyczny i biotyczny

W badaniach prowadzonych na tytoniu i pomidorze transformowanych antyapoptotycznymi genami zwierząt (Bcl-2, Bcl-xL , Ced-9) stwierdzono, że nadekspresja tych genów wyraźne zwiększa tolerancję na stres abiotyczny, w tym: naświetlanie UV, zasolenie, suszę, niską i wysoką temperaturę, działanie jonów glinu, H2 O2 , dzia- łanie herbicydów (parakwatu, acifluorfenu i sufentrazonu), a także na stres biotyczny [17,26,75,134,141]. Transformacja roślin genami kodującymi białka z rodziny Bcl-2 zwierząt może wpływać na ich wrażliwość na atak patogenów, przy czym wpływ może zale- żeć od interakcji pasożyt-roślina-gospodarz (pasożyty nekrotroficzne vs. biotroficzne, hemibiotroficzne). Patogeny nekrotroficzne dzięki wydzielanym toksynom i enzymom trawiennym uśmiercają komórki gospodarza i pozyskują pokarm z martwych komórek. Nekrotrofy indukują HR, a więc czynniki działające pro-PCD sprzyjają rozwojowi infekcji.

Przeciwnie, w przypadku biotrofów, a także hemibiotrofów, które pobierają pokarm z żywych komórek gospodarza, odporność na infekcję zwiększa lokalne obumieranie komórek gospodarza, natomiast rozwojowi infekcji sprzyja przeciwdziałanie obumieraniu komó- rek. Dla przykładu, u ryżu transformowanego genem BI-1, którego produkt przeciwdziała indukcji PCD, obserwowano zwiększoną penetrację biotroficznego grzyba Blumeria graminis [49]. Ekspresja antyapoptotycznych genów zwierząt może zwiększać odporność roślin na patogeny nekrotroficzne. Wskazują na to badania prowadzone na tytoniu i pomidorze transformowanych antyapoptotycznymi genami zwierząt (Bcl-2, Bcl-xL i Ced- 9). U tych roślin wykazano, że konstytutywna ekspresja tych genów znacznie zwiększa odporność na nekrotroficzne grzyby (Sclerotinia sclerotiorum, Cercospora nicotianae i Botrytis cinerea) oraz nekrogeniczny wirus CMV (Cucumber mosaic virus D satellite RNA) [26,82,141]. Ekspresja Bcl-2 chroniła tytoń przed indukcją HR powodowaną przez TMV (tobacco mosaic virus) [82]. Podobne obserwacje pochodzą z badań prowadzonych na bananie (Musa spp.), u którego transformacja antyapoptotycznymi genami (Bcl-2, Bcl-xL , Ced-9) znacznie zmniejsza symptomy uszkodzenia i zwiększa odporność na Fusarium oxysporum f. sp. cubense i była skorelowana z poziomem transkrypcji i poziomem białka kodowanego przez te geny [95]. Transformacja zmutowanymi antyapoptotycznymi genami nie chroniła rośliny przed atakiem patogenów. Ekspresja u pomidora antyapoptotycznego genu p35 bakulowirusa blokowała PCD i powodowała szeroki zakres odporności na abiotyczne i biotyczne uszkodzenia [77]. U kukurydzy transformowanej antyapoptotycznymi genami po ekspozycji na Agrobacterium stwierdzono zmniejszenie obumierania komórek i dzięki temu zwiększenie częstości transformacji [43], natomiast wprowadzenie proapoptycznego genu (Bax) zmniejszała częstość transformacji [117]. Badania wpływu ekspresji proapoptotycznego genu Bax na wrażliwość roślin na patogeny prowadzono rzadziej, chociaż odnotowano możliwość zwiększenia odporno- ści na atak patogenów u roślin transformowanych tym genem. U transformowanego tytoniu stwierdzono, że ektopowa ekspresja genu Bax powoduje nie tylko lokalną HR-podobną PCD, ma negatywny wpływ na wzrost i rozwój roślin, ale może zwiększać w roślinie ekspresję genów obrony, w tym indukcję SAR (systemic acquired resistance) i chronić rośliny przed infekcją hemibiotroficznym grzybem Phytophthora parasitica i patogenną bakterią Ralstonia solanacearum, chociaż nie zwiększa odporności na TMV (tobacco mosaic virus). Odporność na Phytophthora parasitica była pozytywnie skorelowana z poziomem akumulacji białka Bax [67,117]. Zwiększenie odporności na atak patogenów u Bax-transformowanych roślin było związane ze zwiększeniem ekspresji genów obrony PR1a i PR1c (plant resistance related genes) [117].

Drożdże transformowane pro- i antyapoptotycznymi genami zwierząt jako model badawczy do identyfikacji pro- i anty- PCD genów zwierząt i roślin

Genomy drożdży nie zawierają genów kodujących białka z rodziny Bcl-2 [3], natomiast transdukcja proapoptotycznych genów (Bax, Bak) ssaków indukuje PCD komórek tych organizmów, a kotransdukcja antyapoptotycznych (Bcl-2, Bcl-xL lub Ced-9) genów zwierząt przeciwdziała obumieraniu komórek u Bax-transformowanych drożdży [107]. Produkty tych genów mają więc podobne działanie jak u zwierząt, co wskazuje, że mogą one w drożdżach wykorzystywać endogenną „maszynerię” PCD. Wykazano, że heterogenna ekspresja genów Bax u drożdży prowadzi do wielu apoptozopodobnych skutków. Drożdże mogą więc być bardzo dogodnym modelem do funkcjonalnego przesiewowego sprawdzania wpływu genów z bibliotek cDNA różnych organizmów na żywotność komórek, do identyfikacji genów zaangażowanych w regulację i przebieg PCD, na co wskazywałoby u kotransformantów Bax-podobne lub działanie anty-Bax.

Techniką funkcjonalnego przesiewu biblioteki cDNA człowieka, a następnie ryżu i Arabidopsis w Bax-transformowanych drożdżach zidentyfikowano gen BI-1 kodujący białko BI-1, które u zwierząt, roślin i grzybów jest umiejscowione w ER i ma działanie anty-PCD [53,142]. Stosując tę technikę badawczą w bibliotekach cDNA ssaków zidentyfikowano inne liczne geny przeciwdziałające letalności Bax w drożdżach, w tym: gen SMS1 (sphingomyelin synthase 1) myszy [146], gen TMEM85 (transmembrane protein 85) człowieka [101] i gen VOX6A1 człowieka, który koduje podjednostkę 6A1 oksydazy cyt c (cytochrome c oxidase subunit 6A1) [33].

Wykazano też, że anty-Bax działanie u drożdży mają produkty genów z bibliotek cDNA różnych roślin, m.in.: w bibliotece cDNA Arabidibsis genów: AtEBP (thylene- -responsive element binding protein) [89,92], AtVAMP (vesicle-associated membrane protein) [71], BAG (Bcl- -2-associated anthanogene) [138], BAP (biofilm associated protein) [144]. Dzięki wykorzystaniu komórek drożdży z biblioteki cDNA Arabidopsis wyizolowano geny Cdf1 i Cdf3 (cell growth defect factor), których ekspresja, podobnie jak ekspresja Bax ssaków, indukowała śmierć komórek drożdży [55,58]. W bibliotece cDNA pomidora wykazano anty-PCD działanie genów: GST (glutathione S-transferase) [52] i genu kodującego LePHGPx (phospholipid hydroperoxide glutathione peroxidase) [17], a w bibiotece cDNA soi genu sAPX (ascorbate peroxidase) [5].

Stosowanie techniki funkcjonalnego przesiewu bibliotek cDNA zwierząt i roślin w drożdżach transformowanych genami zwierząt kodującymi pro- i antyapoptotyczne białka z rodziny Bcl-2 pozwoliło na identyfikację genów zaangażowanych w proces PCD u tych organizmów. Znaczenie w PCD zidentyfikowanych genów wykazano następnie in vivo lub potwierdzono wcześniej poznany ich wpływ na żywotność komórki.

Mechanizm wpływu produktów genów z rodziny Bcl-2 zwierząt na komórki transformowanych roślin

Mimo że rośliny nie zawierają białek z rodziny Bcl-2, u roślin transformowanych kodującymi je genami ssaków obserwowano ich wpływ na indukcję lub przeciwdziałanie PCD. Wskazuje to, że białka z rodziny Bcl-2 wykorzystują u roślin endogenne mechanizmy procesu obumierania komórek i sugeruje, że u roślin mogą występować białka o analogicznej funkcji, jednak molekularny mechanizm ich działania nie jest znany.

Indukcja PCD przez Bax u transgenicznych roślin jest najprawdopodobniej spowodowana, analogicznie jak u zwierząt, przez wiązanie tego białka z VDAC i otwarciem PTP. Białka VDAC są obecne w OMM roślin, stwierdzono też, że indukcja PCD jest związana z uwalnianiem białek z IMS [37]. Potwierdzenie możliwości udziału VDAC w indukcji PCD u roślin transformowanych mysim Bax uzyskano też w badaniach prowadzonych na Nicotiana benthamiana [121]. Redukcja zawartości białka VDAC spowodowana mutacją kodujących je genów lub hamowaniem wiązania Bax z VDAC przez DIDS (dihydro-4,40 diisothiocyanostilbene-2,20-disulfonic acid), który jest inhibitorem kanałów anionowych, hamowała, chociaż nie całkowicie, indukcję PCD przez Bax. Indukcja PCD przez Bax, pomimo wykluczenia jego wiązania z VDAC, sugeruje i inny sposób działania białka Bax na indukcję PCD. W badaniach prowadzonych na myszach stwierdzono, że delecja genów VDAC może nie wpływać na indukcję apoptozy przez proapoptotyczne białka (Bax i Bid), co wskazuje, że do indukcji mitochondrialnego obumierania komórek VDAC nie są konieczne [7]. Możliwość istnienia alternatywnej drogi indukcji PCD przez Bax u roślin sugerują badania, w których u Arabidopsis indukcja PCD zachodziła w sposób zależny lub niezależny od podwyższenia poziomu ROS [6].

Produkty antyapoptotycznych genów zwierząt (Bcl-2, Bcl-xL , Ced-9) u transgenicznych roślin przeciwdziałają letalnemu działaniu Bax. Ich działanie może też polegać na wpływie na inne procesy komórkowe. Wykazano bowiem, że u ssaków Bcl-2 może się wiązać nie tylko z VDAC [123], ale i z innymi białkami. Bcl-2 może wiązać się z Bekliną 1 (dzięki obecności w jej cząsteczce domeny BH3) i w ten sposób może wpływać na proces autofagii i homeostazę Ca2+ [88]. Bcl-2 i Bcl-xL może wpływać na wypływ Ca2+ z ER przez bezpośrednie wiązanie z kana- łami IP3R i interakcję z pompami SERCA (sarcoplasmic/ endoplasmic reticulum Ca2+-ATPase), które napełniają ER [30,103]. Antyapoptotyczne białka (Bcl-2, Bcl-xL , Ced- 9) mogą się też wiązać z IRE1α [14,79], która jest głównym sensorem przenoszącym do cytoplazmy i jądra sygnał UPR podczas stresu ER.

Obserwowany zazwyczaj pozytywny wpływ antyapoptotycznych genów zwierząt u transformowanych roślin, w tym zwiększanie ich odporności na stres abiotyczny i biotyczny, może polegać na utrzymaniu homeostazy ich organelli [99].

Posumowanie

Utrzymanie funkcjonalnej homeostazy społeczeń- stwa komórek tworzących organizm wielokomórkowy wymaga usuwania komórek zbędnych i uszkodzonych. Ich eliminowanie odbywa się dzięki genetycznie uwarunkowanej zdolności komórek do samobójczej śmierci. Kierowanie komórki na drogę samobójczej śmierci jest ściśle genetycznie kontrolowanym procesem fizjologicznym, który został nazwany „programowaną śmiercią komórek” (PCD). Proces PCD jest indukowany przez sygnały pozakomórkowe i sygnały wynikające z monitorowania prawidłowości funkcjonowania komórki. PCD zachodzi podczas całej ontogenezy, uczestniczy bowiem w histogenezie i formowaniu organów (rozwojowa PCD), a także w adaptacji do warunków środowiska i w reakcji na abiotyczny i biotyczny stres środowiskowy. Zdolność do samobójczej śmierci mają także organizmy jednokomórkowe. Komórki mogą też obumierać w wyniku nekrozy (martwicy), w której zachodzi szybkie „zabicie” komórki przez silnie działające czynniki abiotyczne, bez angażowania swoistych genów i metabolizmu komórki. U zwierząt i roślin opisano co najmniej po kilka rodzajów przebiegu PCD. Procesy PCD zwierząt i roślin w wielu aspektach są podobne, a różnice w sposobie obumierania komórek mogą wynikać z odmiennej drogi ewolucyjnej organizmów tych dwóch królestw po dywergencji z jednokomórkowego przodka, a także ze strukturalno-funkcjonalnych różnic między komórkami ich różnych tkanek. Genomy zwierząt i roślin zawierają liczne geny pro-PCD, i nie mniej liczne geny przeciwdziałające kierowaniu komórek na samobójczą śmierć. Jednak u drożdży i roślin nie wykryto co najmniej kilku genów odgrywających podstawową rolę podczas apoptozy, natomiast u roślin zidentyfikowano geny kodujące białka o analogicznej funkcji. Dalsze poznanie molekularnego mechanizmu przebiegu PCD może mieć terapeutyczne znaczenie w leczeniu róż- nych chorób człowieka, a transdukcja pro- i antyapoptotycznch genów zwierząt do roślin może doprowadzić do uzyskania roślin uprawnych o szerokim zakresie odporności na działanie abiotycznych i biotycznych czynników środowiskowych.

Przypisy

• 1. Abu-Hamad S., Arbel N., Calo D., Arzoine L., Israelson A., KeinanN., Ben-Romano R., Friedman O., Shoshan-Barmatz V.: TheVDAC1 N-terminus is essential both for apoptosis and the protectiveeffect of anti-apoptotic proteins. J. Cell Sci., 2009; 122:1906–1916.
  Google Scholar
• 2. Arabidopsis Genome Initiative: Analysis of the genome sequenceof the flowering plant Arabidopsis thaliana. Nature, 2000; 408:796–815.
  Google Scholar
• 3. Aravind L., Dixit V.A., Koonin E.V.: Apoptotic molecular machinery:vastly increased complexity in vertebrates revealed by genomecomparisons. Science, 2001; 291: 1279–1284.
  Google Scholar
• 4. Arzoine L., Zilberberg N., Ben-Romano R., Shoshan-Barmatz V.:Voltage-dependent anion channel 1-based peptides interact withhexokinase to prevent its anti-apoptotic activity. J. Biol. Chem.,2009; 284: 3946–3955.
  Google Scholar
• 5. Baek D., Jin Y., Jeong J.H., Lee H.-J., Moon H., Lee J., Shin D., KangC.H., Kim D.H., Nam J., Lee S.Y., Yun D.-J.: Suppression of reactiveoxygen species by glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase.Phytochemistry, 2008; 69: 333–338.
  Google Scholar
• 6. Baek D., Nam J., Koo Y.D., Kim D.H., Lee J., Jeong J.C., Kwak S.S.,Chung W.S., Lim C.O., Bahk J.D., Hong J.C., Lee S.Y., Kawai-YamadaM., Uchimiya H., Yun D.J.: Bax-induced cell death of Arabidopsis ismeditated through reactive oxygen-dependent and -independentprocesses. Plant Molec. Biol. 2004; 56: 15–27.
  Google Scholar
• 7. Baines C.P., Kaiser R.A., Sheiko T., Craigen W.J., Molkentin J.D.:Voltage-dependent anion channels are dispensable for mitochondrial-dependentcell death. Nat. Cell Biol., 2007; 9: 550–555.
  Google Scholar
• 8. Balk J,, Chew S,K,, Leaver C,J,, McCabe P,F.: The intermembranespace of plant mitochondria contains a DNase activity that maybe involved in programmed cell death. Plant J., 2003; 34: 573–583.
  Google Scholar
• 9. Bassham D.C.: Plant autophagy-more than a starvation response.Curr. Opin. Plant Biol., 2007: 10: 587-593.
  Google Scholar
• 10. Bolwell G.P., Wojtaszek P.: Mechanisms for the generation ofreactive oxygen species in plant defence—a broad perspective.Physiol. Molec. Plant Pathol., 1997; 51: 347–366.
  Google Scholar
• 11. Bratton S.B., MacFarlane M., Cain K., Cohen G.M.: Protein complexacivated disting caspase cascades in death receptor and stress–induced apoptosis. Exptl. Cell Res., 2000; 256: 27-33.
  Google Scholar
• 12. Cacas J.L.: Devil inside: does plant programmed cell death involvethe endomembrane system? Plant, Cell and Environ., 2010;33: 1453–1473
  Google Scholar
• 13. Cao Y., Klionsky D.J.: Physiological functions of Atg6/Beclin1: a unique autophagy-related protein. Cell Res. 2007; 17: 839–849.
  Google Scholar
• 14. Castillo K., Rojas-Rivera D., Lisbona F., Caballero B., Nassif M.,Court F. A., Schuck S., Ibar C., Walter P., Sierralta J., Glavic A., HetzC.: BAX inhibitor-1 regulates autophagy by controlling the IRE1αbranch of the unfolded protein response. EMBO J., 2011; 30: 4465–4478.
  Google Scholar
• 15. Castillo-Olamendi L., Bravo-Garcia A., Moran J., Rocha-Sosa M.,Porta H.: AtMCP1b, a chloroplast-localised metacaspase, is inducedin vascular tissue after wounding or pathogen infection. Funct.Plant Biol., 2007; 34: 1061-1071.
  Google Scholar
• 16. Chen S., Dickman M.B.: Bcl-2 family members localize to tobaccochloroplasts and inhibit programmed cell death induced bychloroplast-targeted herbicides. J. Exp. Bot., 2004; 55: 2617–2623.
  Google Scholar
• 17. Chen S., Vaghchhipawala Z., Li W., Asard H., Dickman M.B.: Tomatophospholipid hydroperoxide glutathione peroxidase inhibitscell death induced by Bax and oxidative stresses in yeast and plants.Plant Physiol., 2004; 135: 1630–1641.
  Google Scholar
• 18. Chipuk J.E., Green D.R.: How do BCL-2 proteins induce mitochondrialouter membrane permeabilization? Trends Cell Biol.,2008; 18: 157–164.
  Google Scholar
• 19. Christofferson D.E., Yuan J.: Necroptosis as an alternative formof programmed cell death. Curr. Opin. Cell Biol., 2010; 22: 263–268.
  Google Scholar
• 20. Daniel P.T.: Dissecting the pathways to death. Leukemia, 2000;14: 2035-2044.
  Google Scholar
• 21. De Pinto M.C., Locato V., De Gara L.: Redox regulation in plantprogrammed cell death. Plant, Cell and Environ., 2012; 35: 234-244.
  Google Scholar
• 22. Della Mea M., Serafini-Fracassini D., Del Duca S.: Programmedcell death: similarities and differences in animals and plants. A flowerparadigm. Amino Acids, 2007; 33: 395–404.
  Google Scholar
• 23. Delledonne M., Zeier J., Marocco A., Lamb C.: Signal interactionsbetween nitric oxide and reactive oxygen intermediates inthe plant hypersensitive disease resistance response. Proc. NatlAcad. Sci. USA, 2001; 98: 13454–13459.
  Google Scholar
• 24. Deng M., Bian H., Xie Y., Kim Y., Wang W., Lin E., Zeng Z., GuoF., Pan J., Han N., Wang J., Qian Q., Zhu M.: Bcl-2 suppresses hydrogenperoxide-induced programmed cell death via OsVPE2 andOsVPE3, but not via OsVPE1 and OsVPE4, in rice. FEBS J., 2011;278: 4797–4810.
  Google Scholar
• 25. Desagher S., Martinou J-C.: Mitochondria as the central controlpoint of apoptosis. Trends Cell Biol., 2000; 10: 369-377.
  Google Scholar
• 26. Dickman M.B., Park Y.K., Oltersdorf T., Li W., Clemente T., FrenchR.: Abrogation of disease development in plants expressing animalantiapoptotic genes. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 2001; 98: 6957–6962.
  Google Scholar
• 27. Dimitrova I., Toby G.G., Tili E., Strich R., Kampranis S.C., MakrisA.M.: Expression of Bax in yeast affects not only the mitochondriabut also vacuolar integrity and intracellular protein traffic. FEBSLett., 2004; 566: 100–104
  Google Scholar
• 28. Dion M., Chamberland H., St-Michel C., Plante M., Darveau A.,Lafontaine J.G., Brisson L.F.: Detection of a homologue of bcl-2 inplant cells. Biochem. Cell Biol., 1997 ; 75: 457–461.
  Google Scholar
• 29. Dominguez F., Cejudo F.J.:Programmed cell death (PCD): an essentialprocess of cereal seed development and germination. Front.Plant Sci., 2014; 5: 366.
  Google Scholar
• 30. Dremina E.S., Sharov V.S., Kumar K., Zaidi A., Michaelis E.K.,Schoneich C.: Anti-apoptotic protein Bcl-2 interacts with and destabilizesthe sarcoplasmic/ endoplasmic reticulum Ca2+-ATPase(SERCA). Biochem. J., 2004; 383: 361–370.
  Google Scholar
• 31. Ellis H.M..Horvitz H.R.: Genetic control of programmed celldeath in the nematode C. elegans. Cell, 1986; 44: 817–829.
  Google Scholar
• 32. Elmore S.: Apoptosis: a review of programmed cell death. Toxicol.Pathol., 2007; 35: 495–516.
  Google Scholar
• 33. Eun S.Y., I.S. Woo I.S., H.S. Jang H.S., Jin H., Kim M.Y., Kim H.J.,Lee J.H., Chang K.C., Kim J.H., Seo H.G.: Identification of cytochromec oxidase subunit 6A1 as a suppressor of Bax-induced cell deathby yeast-based functional screening. Biochem. Biophys. Res.Commun., 2008; 373: 58–63.
  Google Scholar
• 34. Fuchs Y., Steller H.: Programmed cell death in animal developmentand disease. Cell, 2011; 147; 742-758.
  Google Scholar
• 35. Funderburk S.F., Wang Q.J., Yue Z.: The Beclin 1–VPS34 complex– at the crossroads of autophagy and beyond. Trends Cell Biol.,2010; 20: 355–362
  Google Scholar
• 36. Galluzzi L., Vitale I., Abrams J.M., Alnemri E.S., Baehrecke E.H.,Blagosklonny M.V., Dawson T.M., Dawson V.L., El-Deiry W.S., FuldaS., Gottlieb E., Green D.R., Hengartner M.O., Kepp O., Knight R.A.,Kumar S., Lipton S.A., Lu X., Madeo F., Malorni F., Mehlen P., NuñezG., Peter M.E., Piacentini M., Rubinsztein D.C., Shi Y., Simon H.-U.,Vandenabeele P., White E., Yuan J., Zhivotovsky B., Melino G., KroemerG.: Molecular definitions of cell death subroutines: recommendationsof the Nomenclature Committee on Cell Death 2012.Cell Death Differ., 2012; 19: 107–120.
  Google Scholar
• 37. Godbole A., Varghese J., Sarin A., Mathew M.K.: VDAC is conservedelement of death pathways in plant and animal systems.Biochim. Biophys. Acta, 2003; 1642: 87–96.
  Google Scholar
• 38. Green D.R.: The end and after: How dying cells impact the livingorganism. Immunity, 2011; 35: 441-444.
  Google Scholar
• 39. Greenhalf W., Stephan C., Chaudhuri B.: Role of mitochondriaand C-terminal membrane anchor of Bcl-2 in Bax induced growtharrest and mortality in Saccharomyces cerevisiae. FEBS Lett., 1996;380: 169–175.
  Google Scholar
• 40. Greenwood M.T., Ludovico P.: Expressing and functional analysisof mammalian apoptotic regulators in yeast. Cell Death Differ.,2010; 17: 737–745.
  Google Scholar
• 41. Gross A., Mcdonnell J.M., Korsmeyer S.J.: BCL-2 family membersand the mitochondria in apoptosis. Genes Dev., 1999; 13: 1899–1911.
  Google Scholar
• 42. Hanada M., Aimé-Sempé C., Sato T., Reed, J.C.: Structure-functionanalysis of Bcl-2 protein: Identification of conserved domainsimportant for homodimerization with Bcl-2 and heterodimerizationwith Bax. J. Biol. Chem., 1995; 270: 11962–11968.
  Google Scholar
• 43. Hansen G.: Evidence for Agrobacterium-iduced apoptosis in maizecells. Mol. Plant Microbe Interact., 2000; 13: 649–656.
  Google Scholar
• 44. He C., Klionsky D.J.: Regulation mechanisms and signaling pathwaysof autophagy. Annu. Rev. Genet., 2009; 43: 67-93.
  Google Scholar
• 45. Higaki T., Goh T., Hayashi T., Kutsuna N., Kadota Y., HasezawaS., Sano T., Kuchitsu K.: Elicitor-induced cytoskeletal rearrangementrelates to vacuolar dynamics and execution of cell death: In vivoimaging of hypersensitive cell death in tobacco BY-2 cells. PlantCell Physiol., 2007; 48: 1414–1425.
  Google Scholar
• 46. Hoeberichts F.A., Woltering E.J.: Multiple mediators of plantprogrammed cell death: Interplay of conserved cell death mechanismsand plant-specific regulators. BioEssays, 2003; 25: 47-57.
  Google Scholar
• 47. Hordyjewska A., Pasternak K.: Apoptotyczna śmierć komorki.Adv. Clin. Exp. Med. 2005; 14: 545.554.
  Google Scholar
• 48. Huang W.P., Klionsky D.J.: Autophagy in yeast: a review of themolecular machinery. Cell Struct. Funct., 2002; 27: 409–420.
  Google Scholar
• 49. Hückelhoven R., Dechert C., Kogel K.H.: Overexpression of barleyBax inhibitor 1 induces breakdown of mlo-mediated penetrationresistance to Blumeria graminis. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 2003;100: 5555–5560
  Google Scholar
• 50. Hückelhoven, R.: BAX Inhibitor-1, an ancient cell death suppressorin animals and plants with prokaryotic relatives. Apoptosis.2004; 9: 299–307.
  Google Scholar
• 51. Jan, N., Mahboob-ul-Hussain, Andrabi, K.I.: Programmed celldeath or apoptosis: do animals and plants share anything in common.Biotechnol. Mol. Biol. Rev., 2008; 3: 111–126.
  Google Scholar
• 52. Kampranis S.C., Damianova R., Atallah M., Toby G., Kondi G.,Tsichlis P.N., Makris A.M.: A novel plant glutathione S-transferase/peroxidase suppresses Bax lethality in yeast. J. Biol. Chem., 2000;275: 29207–29216
  Google Scholar
• 53. Kawai M., Pan L., Reed J.C., Uchimiya H.: Evolutionally conservedplant homologue of the Bax inhibitor-1 (BI-1) gene capableof suppressing Bax-induced cell death in yeast. FEBS Lett., 1999;464: 143-147.
  Google Scholar
• 54. Kawai-Yamada M., Jin L., Yoshinaga K., Hirata A., Uchimiya H.:Mammalian Bax-induced plant cell death can be downregulated byoverexpression of Arabidopsis Bax Inhibitor-1 (AtBI-1). Proc. NatlAcad. Sci. USA, 2001; 98: 12295-12300.
  Google Scholar
• 55. Kawai-Yamada M., Saito Y., Jin L., Ogawa T., Kim K.M., Yu L.H.,Tone Y., Hirata A., Umeda M., Uchimiya H.: A novel Arabidopsis genecauses Bax-like lethality in Saccharomyces cerevisiae. J. Biol. Chem.,2005; 280: 39468–39473.
  Google Scholar
• 56. Kerr J.F., Wyllie A.H., Currie A.R.: Apoptosis: a basic biologicalphenomenon with wide-ranging implications in tissue kinetics.Brit. J. Cancer, 1972; 26: 239-257.
  Google Scholar
• 57. Kiliańska Z.M., Miśkiewicz A.: Kaspazy kręgowcow; ich rolaw przebiegu apoptozy. Post. Biol. Kom., 2003; 30: 129–152.
  Google Scholar
• 58. Kim K.M., Jun D.Y., Kim S.K., Kim C.K., Kim B.O., Kim Y.H., ParkW., Sohn J.K., Hirata A., Kawai-Yamada M., Uchimiya H., Kim D.H.,Sul I.W.: Identification of novel mitochondrial membrane protein(Cdf 3) from Arabidopsis thaliana and its functional analysis ina yeast system. J. Microbiol. Biotechnol., 2007; 17: 891–896.
  Google Scholar
• 59. Koizumi N., Martinez I.M., Kimata Y., Kohno K., Sano H., ChrispeelsM.J.: Molecular characterization of two Arabidopsis Ire1homologs, endoplasmic reticulum-located transmembrane proteinkinases. Plant Physiol., 2001; 127: 949–962.
  Google Scholar
• 60. Kroemer G., Galluzzi L., Brenner C.: Mitochondrial membranepermeabilization in cell death. Physiol. Rev., 2007; 87: 99–163.
  Google Scholar
• 61. Kroemer G., Levine B.: Autophagic cell death: the story of a misnomer.Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 2008; 9: 1004–1010.
  Google Scholar
• 62. Kunikowska A., Byczkowska A., Doniak M., Kaźmierczak A.: Cytokininsrésumé: their signaling and role in programmed cell deathin plants. Plant Cell Rep., 2013; 32: 771-780.
  Google Scholar
• 63. Kunz J.B., Schwarz H., Mayer A.: Determination of four sequentialstages during microautophagy in vitro. J. Biol. Chem.,2004; 279: 9987–96.
  Google Scholar
• 64. Kusano T., Tateda C., Berberich T., Takahashi Y.: Voltage-dependentanion channels: their roles in plant defense and cell death.Plant Cell Rep., 2009; 28: 1301–1308.
  Google Scholar
• 65. Kuwana T., Newmeyer D.D.: Bcl-2-family proteins and the roleof mitochondria in apoptosis. Curr. Opin. Cell Biol., 2003; 15: 1–9.
  Google Scholar
• 66. Kwon S.I., Cho H.J., Jung J.H., Yoshimoto K., Park O.K.: TheRabGTPase RabG3b functions in autophagy and contributes totracheary element differentiation in Arabidopsis. Plant J., 2010;64: 151–164.
  Google Scholar
• 67. Lacomme C., Santa Cruz S.: Bax-induced cell death in tobaccois similar to the hypersensitive response. Proc. Natl Acad. Sci. USA,1999; 96: 7956–7961.
  Google Scholar
• 68. Lam E.: Controlled cell death, plant survival and development.Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2004; 5: 305–315.
  Google Scholar
• 69. Lam E, Kato N, Lawton M.: Programmed cell death, mitochondriaand the plant hypersensitive response. Nature, 2001; 411:848.853.
  Google Scholar
• 70. Lenz H.D., Haller E., Melzer E., Kober K., Wurster K., Stahl M.,Bassham D.C., Vierstra R.D., Parker J.E., Bautor J., Molina A., EscuderoV., Shindo T., van der Hoorn R.A.L., Gust A.A., NürnbergerT.: Autophagy differentially controls plant basal immunity to biotrophicand necrotrophic pathogens. Plant. J., 2011; 66: 818–830.
  Google Scholar
• 71. Levine A., Belenghi B., Damari-Weisler H., Granot G.: Vesicleassociatedmembrane protein of Arabidopsis suppresses Bax-inducedapoptosis in yeast downstream of oxidative burst. J. Biol. Chem.,2001; 276: 46284-46289.
  Google Scholar
• 72. Levine B., Kroemer G.: Autophagy in the pathogenesis of disease.Cell, 2008; 132: 27–42.
  Google Scholar
• 73. Li F., Vierstra R.D.: Autophagy: a multifaceted intracellularsystem for bulk and selective recycling. Trends Plant Sci., 2012;17: 526-537.
  Google Scholar
• 74. Li L.Y., Luo X., Wang X.: Endonuclease G is an apoptotic DNasewhen released from the mitochondria. Nature, 2001; 412: 95–99.
  Google Scholar
• 75. Li W., Dickman M.B.: Abiotic stress induces apoptotic-like featuresin tobacco that is inhibited by expression of human Bcl-2.Biotechnol. Lett., 2004; 26: 87–95.
  Google Scholar
• 76. Li W.M., Yang Q.A., Mao Z.X.: Chaperone-mediated autophagy:machinery, regulation and biological consequences. Cell Mol. LifeSci., 2011; 68: 749-763
  Google Scholar
• 77. Lincoln J.E., Richael C., Overduin B., Smith K., Bostock R., GilchristD.G.: Expression of the antiapoptotic baculovirus p35 genein tomato blocks programmed cell death and provides broadspectrumresistance to disease. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 2002; 99:15217–15221.
  Google Scholar
• 78. Liu Y., Schiff M., Czymmek K., Tallóczy Z., Levine B., DineshKumarS.P.: Autophage regulates programmed cell death during theplant innate immune response. Cell, 2005; 121: 567–577.
  Google Scholar
• 79. Lord C.E.N., Gunawardena A.H.L.A.N.: Programmed cell death inC. elegans, mammals and plants. Eur. J. Cell Biol., 2012; 91: 603– 613.
  Google Scholar
• 80. Maruniewicz M., Wojtaszek P.: Pochodzenie i ewolucja śmiercikomórki. Post. Biol. Kom., 2007; 34: 651-667.
  Google Scholar
• 81. Meijer W.H., van der Klei I.J.,Veenhuis M., Kiel J.A.: ATG genesinvolved in non-selective autophagy are conserved from yeast toman, but the selective Cvt and pexophagy pathways also requireorganism-specific genes. Autophagy, 2007; 3: 106–116.
  Google Scholar
• 82. Mitsuhara I., Malik K.A., Miura M., Ohashi Y.: Animal cell-deathsuppressors Bcl-xl and Ced-9 inhibit cell death in tobacco plants.Curr. Biol., 1999; 9: 775–778.
  Google Scholar
• 83. Mühlenbock P., Szechynska-Hebda M., Plaszczyca M., BaudoM., Mateo A., Mullineaux P.M., Parker J.E., Karpinska B., KarpinskiS.: Chloroplast signaling and lesion simulating disease1 regulatecrosstalk between light acclimation and immunity in Arabidopsis.Plant Cell, 2008; 20: 2339–2356.
  Google Scholar
• 84. Mukhopadhyay S., Panda P.K., Sinha N., Das D.N., Bhutia S.K.:Autophagy and apoptosis: where do they meet? Apoptosis, 2014;555-566.
  Google Scholar
• 85. Nedelcu A. M.: Comparative genomics of phylogenetically diverseunicellular eukaryotes provide new insights into the geneticbasis for the evolution of the programmed cell death machinery. J.Mol. Evol., 2009; 68: 256–268.
  Google Scholar
• 86. Obara K., Kuriyama H., Fukuda H.: Direct evidence of activeand rapid nuclear degradation triggered by vacuole rupture duringprogrammed cell death in Zinnia. Plant Physiol., 2001; 125:615–626.
  Google Scholar
• 87. Obara K., Sekito T., Ohsumi Y.: Assortment of phosphatidylinositol3-kinase complexes-Atg14p directs association of complex I tothe pre-autophagosomal structure in Saccharomyces cerevisiae. Mol.Biol. Cell, 2006; 17: 1527–1539.
  Google Scholar
• 88. Oberstein A., Jeffrey P.D., Shi Y.: Crystal structure of the BclXL-Beclin 1 peptide complex: Beclin 1 is a novel BH3 only protein.J. Biol. Chem., 2007; 282: 13123–13132.
  Google Scholar
• 89. Ogawa T., Pan L., Kawai-Yamada,M., Yu L.-H., Yamamura S.,Koyama T., Ohme-Takagi M., Sato F., Uchimiya H.: Functional analysisof Arabidopsis ethylene-responsive element binding proteinconferring resistance to Bax and abiotic stress-induced plant cellheath. Plant Physiol., 2005; 138: 1436–1445.
  Google Scholar
• 90. Okushima Y., Koizumi N., Yamaguchi Y., Kimata Y., Kohno K.,Sano H.: Isolation and characterization of a putative transducer ofendoplasmic reticulum stress in Oryza sativa. Plant Cell Physiol.,2002; 43: 532–539.
  Google Scholar
• 91. Palavan-Unsal N., Buyuktuncer E.-D., Tufekci M.A.: Programmedcell death in plants. J. Cell Mol. Biol., 2005; 4: 9-23.
  Google Scholar
• 92. Pan L., Kawai M., Yu L.H., Kim K.M., Hirata A., Umeda M., UchimiyaH.: The Arabidopsis thaliana ethylene-responsive element bindingprotein (AtEBP) can function as a dominant suppressor of Baxinducedcell death of yeast. FEBS Lett., 2001; 508: 375–378.
  Google Scholar
• 93. Patel S., Dinesh-Kumar S.: Arabidopsis ATG6 is required to limitthe pathogen-associated cell death response. Autophagy, 2008; 4:20–27.
  Google Scholar
• 94. Pattingre S., Tassa A., Qu X., Garuti R., Liang X.H., MizushimaN., Packer M., Schneider M.D., Levine B.: Bcl-2 antiapoptotic proteinsinhibit Beclin 1-dependent autophagy, Cell, 2005; 122: 927–939.
  Google Scholar
• 95. Paul J.-Y., Becker D. K., Dickman M. B., Harding R. M., KhannaH. K., Dale J. L.: Apoptosis-related genes confer resistance to Fusariumwilt in transgenic ‘Lady Finger’ bananas. Plant Biotechnol.J., 2011; 9: 1141–1148.
  Google Scholar
• 96. Piszczek E., Gutman W.: Caspase-like proteases and their rolein programmed cell death in plants. Acta Physiol. Plant., 2007; 29:391-398.
  Google Scholar
• 97. Portt L., Norman G., Clapp C., Greenwood M., Greenwood M. T.:Anti-apoptosis and cell survival: A review. Biochim. Biophys. Acta,2011; 1813: 238–259.
  Google Scholar
• 98. Prochazkova D., Wilhelmova N.: Nitric oxide, reactive nitrogenspecies and associated enzymes during plant senescence. Nitric.Oxide. Biol. Chem., 2011; 24: 61-65.
  Google Scholar
• 99. Qiao J., Mitsuhara I., Yazaki Y., Sakano K., Gotoh Y., Miura M.,Ohashi Y.: Enhanced resistance to salt, cold and wound stresses byoverproduction of animal cell death suppressors Bcl-xL and Ced- 9 in tobacco cells – their possible contribution through improvedfunction of organella. Plant Cell Physiol., 2002; 43: 992–1005.
  Google Scholar
• 100. Qu X., Yu J., Bhagat G., Furuya N., Hibshoosh H., Troxel A.,Rosen J., Eskelinen E.L., Mizushima N., Ohsumi Y.,; Cattoretti G.,Levine B.: Promotion of tumorigenesis by heterozygous disruptionof the beclin 1 autophagy gene. J. Clin. Invest., 2003; 112: 1809–1820.
  Google Scholar
• 101. Ring G., Khoury C.M., Solar A.J., Yang Z., Mandato C.A., GreenwoodM.T.: Transmembrane protein 85 from both human (TMEM85)and yeast (YGL231c) inhibit hydrogen peroxide mediated cell deathin yeast. FEBS Lett., 2008; 582: 2637–2642.
  Google Scholar
• 102. Rojo E., Martin R., Carter C., Zouhar J., Pan S., Plotnikova J.,Jin H., Paneque M., Sa J., Baker B., Ausubel F.M., Raikhel N.V.: VPEgexhibits a caspase-like activity that contributes to defense againstpathogens. Curr. Biol., 2004; 14: 1897–1906.
  Google Scholar
• 103. Rong Y.P., Aromolaran A.S., Bultynck G., Zhong F., Li X., McCollK., Matsuyama S., Herlitze S., Roderick H.L., Bootman M. D., MigneryG. A., Parys J.B., De Smedt H., Distelhorst C.W.: Targeting Bcl-2-IP3 receptor interaction to reverse Bcl-2’s inhibition of apoptoticcalcium signals. Mol. Cell, 2008; 31: 255–265.
  Google Scholar
• 104. Rose T.L., Bonneau L., Der C., Marty-Mazars D., Marty F.: Starvation-inducedexpression of autophagy-related genes in Arabidopsis.Biol. Cell., 2006; 98: 53–67.
  Google Scholar
• 105. Rudnicka K. W., Szczęsna E., Miszczyk E., Mikołajczyk-ChmielaM.: Apoptoza i autofagia – mechanizmy i metody detekcji. Post.Biol. Kom., 2011; 38: 247-265.
  Google Scholar
• 106. Rupinder S.K., Gurpreet A.K., Manjeet S.: Cell suicide and caspases.Vascul. Pharmacol., 2007; 46: 383–393.
  Google Scholar
• 107. Sato R., Hanada M., Bodrug S., Irie S., Iwama N., Boise L.H.,Thompson C.B., Golernis E., Fong L., Wang H.G., Reed J.C.: Interactionsamong members of the bcl-2 protein family analyzed witha yeast two-hybrid system. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 1994; 91:9238–9242.
  Google Scholar
• 108. Schweichel J.U., Merker H.J.: The morphology of various typesof cell death in prenatal tissues. Teratology, 1973; 7: 253–266.
  Google Scholar
• 109. Scorrano L., Korsmeyer S.J.: Mechanism of cytochrome c releaseby proapoptotic BCL-2 family members. Biochem. Biophys.Res. Commun., 2003; 304: 437–444.
  Google Scholar
• 110. Seay M., Patel S., Dinesh-Kumar S. P.: Autophagy and plantinnate immunity. Cell. Microbiol., 2006; 8: 899–906.
  Google Scholar
• 111. Shemarova I.V.: Signaling mechanisms of apoptosis-like programmedcell death in unicellular eukaryotes. Comp. Biochem.Physiol. Pt. B, 2010; 155: 341-353.
  Google Scholar
• 112. Shimizu S., Ide T., Yanagida T., Tsujimoto Y.: Electrophysiologicalstudy of a novel large pore formed by Bax and the voltagedependentanion channel that is permeable to cytochrome c. J. Biol.Chem., 2000; 275: 12321–12325.
  Google Scholar
• 113. Shoshan-Barmatz V., Keinan N., Zaid H.: Uncovering the roleof VDAC in the regulation of cell life and death. J. Bioenerg. Biomembr.,2008; 40: 183–191.
  Google Scholar
• 114. Smith C.C.T., Yellon D.M.: Necroptosis, necrostatins and tissueinjury. J. Cell. Mol. Med., 2011; 15: 1797-1806.
  Google Scholar
• 115. Stępień A., Izdebska M., Grzanka A.: Rodzaje śmierci komórki.Post. Hig. Med. Dośw., 2007; 61: 420-428.
  Google Scholar
• 116. Subramanian S., Steer C.J.: MicroRNAs as gatekeepers of apoptosis.J. Cell. Physiol., 2010; 223: 289–298.
  Google Scholar
• 117. Suomeng D., Zhengguang Z., Xiaobo Z., Yuanchao W.: Mammalianpro-apoptotic bax gene enhances tobacco resistance topathogens. Plant Cell Rep., 2008; 27: 1559–1569.
  Google Scholar
• 118. Suzuki K., Ohsumi Y.: Molecular machinery of autophagosomeformation in yeast, Saccharomyces cerevisiae. FEBS Lett., 2007;58: 2156–2161.
  Google Scholar
• 119. Takahashi Y., Tateda C.: The functions of voltage-dependentanion channels in plants. Apoptosis, 2013; 18: 917–924.
  Google Scholar
• 120. Tata J.R.: Requirement for RNA and protein synthesis for inducedregression of the tadpole tail in organ culture. Dev. Biol.,1966; 13: 77–94.
  Google Scholar
• 121. Tateda C., Yamashita K., Takahashi F., Kusano T., Takahashi Y.:Plant voltage-dependent anion channels are involved in host defenseagainst Pseudomonas cichorii and in Bax-induced cell death.Plant Cell Rep., 2009; 28: 41–51.
  Google Scholar
• 123. Tsujimoto Y., Shimizu S.: Role of the mitochondrial membranepermeability transition in cell death. Apoptosis, 2007; 12: 835–840.
  Google Scholar
• 124. Ullman E., Fan Y., Stawowczyk M., Chen H., Yue Z., Zong W.:Autophagy promotes necrosis in apoptosis-deficient cells in responseto ER stress. Cell Death Differ., 2008; 15: 422–425.
  Google Scholar
• 125. Vacca R.A.,Valenti D., Bobba A., de Pinto M.C., Merafina R.S.,De Gara L., Passarella S., Marra E.: Proteasome function is requiredfor activation of programmed cell death in heat shocked tobaccoBright-Yellow 2 cells. FEBS Lett., 2007; 581: 917–922.
  Google Scholar
• 126. Vacca RA, Valenti D, Bobba A, Merafina RS, Passarella S, MarraE.: Cytochrome c is released in a reactive oxygen species-dependentmanner and is degraded via caspase-like proteases in tobaccoBright-Yellow 2 cells en route to heat shock-induced cell death.Plant Physiol., 2006; 141: 208–219.
  Google Scholar
• 127. Van Doorn W. G., Woltering E. J.: Many ways to exit? Cell deathcategories in plants. Trends Plant Sci., 2005; 10: 117–122.
  Google Scholar
• 128. van Doorn W. G., Woltering E. J.: What about the role of autophagyin PCD? Trends Plant Sci., 2010; 15: 361–362.
  Google Scholar
• 129. van Doorn W.G.: Classes of programmed cell death in plants,compared to those in animals. J. Exp. Bot., 2011; 62: 4749-4761.
  Google Scholar
• 130. van Doorn W.G., Beers E.P., Dangl J.L., Franklin-Tong V.E.,Gallois P., Hara-Nishimura I., Jones A.M., Kawai-Yamada M., LamE., Mundy J., Mur L.A.J., Petersen M., Smertenko A., Taliansky M.,VanBreusegem F., Wolpert T., Woltering E., Zhivotovsky B., BozhkovP.V.: Morphological classification of plant cell deaths. Cell DeathDiffer., 2011; 18: 1241-1246.
  Google Scholar
• 131. Vianello A., Zancani M., Peresson C., Petrussa E., Casolo V.,Krajňáková J., Patui S., Braidot E., Marci F.: Plant mitochondrialpathway leading to programmed cell death. Physiol. Plant., 2007.129: 242–252.
  Google Scholar
• 132. Wang H., Li J., Bostock R.M., Gilchrist D.G.: Apoptosis: a functionalparadigm for programmed plant cell death induced by a hostselectivephytotoxin and invoked during development. Plant Cell,1996; 8: 375–391.
  Google Scholar
• 133. Wang J., Bayles K.W.: Programmed cell death in plants: lessonsfrom bacteria? Trends Plant Sci., 2013; 18:, 133-139.
  Google Scholar
• 134. Wang W., Pan J., Zheng K., Chen H., Shao H., Guo Y., Bian H.,Han N., Wang J., Muyuan Zhu M.: Ced-9 inhibits Al-induced programmedcell death and promotes Al tolerance in tobacco. Biochem.Biophys. Res. Commun., 2009; 383: 141–145
  Google Scholar
• 135. Wang, C., Youle, R.J.: The role of mitochondria in apoptosis.Ann. Rev. Genet., 2009; 43: 95–118.
  Google Scholar
• 136. Wierzchowiecka M., Samardakiewicz S., Woźny A.: Programowanaśmierć komórki roślinnej – Proces o „wielu twarzach”.Kosmos, 2008. 57: 43-52
  Google Scholar
• 137. Wilkins K.A., Poulter N.S., Franklin-Tong V.E.: Taking one forthe team: self-recognition and cell suicide in pollen. J. Exp. Bot.,2014; 65 Special Issue:1331-1342.
  Google Scholar
• 138. Williams B., Kabbage M., Britt R., Dickman M.B.: AtBAG7, anArabidopsis Bcl-2-associated athanogene, resides in the endoplasmicreticulum and is involved in the unfolded protein response. Proc.Natl Acad. Sci. USA, 2010; 107: 6088–6093.
  Google Scholar
• 139. Wojciechowska M.: Symptomy programowanej śmierci komórekpodczas rozwoju roślin. Post. Biol. Kom., 2001; 28: 317–333.
  Google Scholar
• 140. Xu M. J., Dong J. F.: Enhancing terpenoid indole alkaloid productionby inducible expression of mammalian Bax in Catharanthusroseus cells. Sci. China Ser. C-Life Sci., 2007 ; 50: 234-241.
  Google Scholar
• 141. Xu P., Rogers S.J., Roossinck M.J.: Expression of antiapoptoticgenes bcl-xl and ced-9 in tomato enhances resistance to viral-inducednecrosis and abiotic stress. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 2004;101: 15805–15810.
  Google Scholar
• 142. Xu Q., Reed J.C.: Bax inhibitor-1, a mammalian apoptosis suppressoridentified by functional screening in yeast. Mol. Cell, 1998;1: 337–346.
  Google Scholar
• 143. Yamada,T., Ichimura,K., Kanekatsu,M., van Doorn,W.G.: Homologsof genes associated with programmed cell death in animalcells are differentially expressed during senescence of Ipomoea nilpetals. Plant Cell Physiol., 2009; 50: 610-625.
  Google Scholar
• 144. Yang H., Yang S., Li Y., Hua J.: The Arabidopsis BAP1 and BAP2genes are general inhibitors of programmed cell death. Plant Physiol.,2007; 145: 135–146.
  Google Scholar
• 145. Yang Y.P., Liang Z.Q., Gu Z.L., Qin Z.H.: Molecular mechanismand regulation of autophagy. Acta Pharmacol. Sin., 2005; 26: 1421–34.
  Google Scholar
• 146. Yang Z., Khoury C., Jean-Baptiste G., Greenwood M.T.: Identificationof mouse sphingomyelin synthase 1 as a suppressor ofBax-mediated cell death in yeast. FEMS Yeast Res., 2006; 6: 751–762.
  Google Scholar
• 147. Yao N., Eisfelder B.J., Marvin J., Greenberg J.T.: The mitochondrion- an organelle commonly involved in programmed cell deathin Arabidopsis thaliana. Plant J., 2004; 40: 596-610.
  Google Scholar
• 148. Yoshinaga K., Arimura S.-i., Hirata A., Niwa Y., Yun D.-J., TsutsumiN., Uchimiya H., Kawai-Yamada M.: Mammalian Bax initiatesplant cell death through organelle destruction. Plant Cell Rep.,2005; 24: 408-417.
  Google Scholar
• 149. Yue Z,, Jin S,, Yang C,, Levine A,J,, Heintz N.: Beclin 1, an autophagygene essential for early embryonic development, is a haploinsufficienttumor suppressor. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 2003;100: 15077–15082.
  Google Scholar
• 150. Yun L. J., Chen W. L.: SA and ROS are involved in methyl salicylate-inducedprogrammed cell death in Arabidopsis thaliana. PlantCell Rep., 2011; 30: 1231-1239.
  Google Scholar
• 151. Zhou F., YangY., Xing D.: Bcl-2 and Bcl-xL play important rolesin the crosstalk between autophagy and apoptosis. FEBS J., 2011;278: 403-413.
  Google Scholar

Pełna treść artykułu