Streszczenie

W większości oddziałów ginekologiczno-położniczych łożysko jest odpadem biologicznym. Przekazanie łożyska do banku tkanek umożliwia wykorzystanie go jako źródła tkanek do przeszczepów. W transplantologii najczęściej jest wykorzystywana błona owodniowa. Właściwości błony owodniowej decydują o jej przydatności w ochronie organizmu przed zakażeniami bakteryjnymi, redukcji utraty białek, płynów, elektrolitów, zmniejszenia bolesności miejsc oparzonych i przyspieszenia gojenia. Owodnia jest bogata w składniki odżywcze i ma niewielką immunogenność, dlatego często jest stosowana jako substytut skóry. W Polsce owodnia ludzka jest przygotowywana w bankach tkanek jako przeszczep biostatyczny lub biowitalny. Opracowano różne metody przygotowania przeszczepów owodniowych tak, aby były skuteczne w leczeniu chirurgicznym i nie stwarzały ryzyka przeniesienia chorób zakaźnych. W artykule przedstawiono obecne zastosowanie kliniczne owodni ludzkiej i innych rodzajów przeszczepów przygotowanych z łożyska, przede wszystkim w leczeniu ran o różnej etiologii. Opisano również nowe możliwości wykorzystania przeszczepów owodniowych w innych schorzeniach. Przeszczepy takie są często alternatywną terapią w sytuacji, gdy standardowe leczenie nie przynosi pożądanych wyników. Mają one szczególne zalety w stosunku do wielu innych dostępnych bioaktywnych terapii, takie jak m.in. niski koszt, łatwość manipulacji, zdolność do promowania migracji komórek i ich proliferacji oraz stymulacji aktywności komórek macierzystych. Poza ludzkim materiałem tkankowym do ich przygotowania mogą być wykorzystane łożyska pozyskane od zwierząt jako alternatywne źródło tkanek do przeszczepów.

Wstęp

W większości oddziałów ginekologiczno-położniczychłożysko jest odpadem biologicznym. Przekazanie go do banku tkanek umożliwia wykorzystanie go jako źródła tkanek do przeszczepów. Urodzone w trzeciej fazie porodu łożysko ma kształt okrągłego worka o średnicy 15–20 cm i grubości 3 cm [19]. Średnio waży 500 g, a proporcja w stosunku do masy dziecka wynosi 1:6 i zajmuje około 30% macicy. Jest zbudowane z dwóch części: płodowej i matczynej. Część płodowa składa się z kosmówki pokrytej od wewnątrz gładką i przezroczystą błoną owodniową. Od tej części łożyska odchodzi pępowina, umiejscowiona w środkowej części. Matczyna część jest gąbczastą i chropowatą błoną doczesną. W transplantologii najczęściej jest wykorzystywana błona owodniowa. Jest to cienka, półprzepuszczalna tkanka, w życiu płodowym od wewnątrz wypełniona płynem owodniowym. Grubość owodni to 0,02–0,5 mm [19]. Składa się z trzech warstw: nabłonka, błony podstawnej i beznaczyniowej warstwy komórek mezenchymalnych. Pojedyncza warstwa komórek nabłonkowych, spoczywająca na błonie podstawnej, obmywana jest płynem owodniowym. Błona podstawowa jest zbudowana z kolagenu typu I, II i V oraz proteoglikanów. Mezenchymalne fibroblastopodobne komórki, otoczone substancją międzykomórkową, budują warstwę owodni, bogatą w kolagen. Ze względu na dużą zawartość proteoglikanów, glikoprotein i obecność sieci niewłóknistego kolagenu typu III, ta warstwa owodni (granicząca bezpośrednio z kosmówką), przypomina w budowie histologicznej gąbkę o dużej wytrzymałości. Budowa ta sprawia, że w procesie przygotowania przeszczepów łożyskowych można łatwo oddzielić mechanicznie owodnie od kosmówki [19].

Przygotowanie przeszczepów owodniowych do wykorzystania klinicznego

Przeszczepy w bankach tkanek mogą być przetwarzane różnymi metodami. Wiele alloprzeszczepów (pozyskanych od dawców tkankowych) i ksenograftów (uzyskanych z tkanek zwierzęcych) jest całkowicie pozbawiana komórek. Proces usuwania komórek ma na celu wyeliminowanie immunoreaktywnych składników komórkowych i czynników białkowych, pozostawiając nienaruszony strukturalnie szkielet (biologicznie obojętny). Szkielet jest zbudowany z matrycy zewnątrzkomórkowej. Taki zabieg zmniejsza ryzyko odrzucenia zarówno heteroprzeszczepów, jak i przeszczepów allogenicznych (np. ludzkiej skóry właściwej).

Natomiast owodnia i inne przeszczepy przygotowane z tkanek łożyska pochodzą z immunologicznie obojętnej tkanki. Tkanki płodowe zawierają niewielkie ilości antygenów HLA (ludzki antygen leukocytarny) i nie wywołują odpowiedzi immunologicznej. W związku z tym wystarczy jedynie delikatne ich oczyszczenie w celu usunięcia krwi i zbędnych pozostałości tkankowych, przy zachowaniu naturalnej aktywności biologicznej przeszczepu, bez całkowitego usuwania komórek.

W celu zapewnienia skutecznego wykorzystania omawianych przeszczepów, w leczeniu chirurgicznym i minimalizacji ryzyka przeniesienia chorób zakaźnych, opracowano różne metody przygotowania przeszczepów z tkanek płodowych.

Łożysko rodzi się w trzeciej fazie porodu i w większości jednostek medycznych klasyfikowane jest jako odpad biologiczny. Matka może zdecydować się na oddanie łożyska do banku tkanek wówczas, gdy nie zagraża to zdrowiu jej ani dziecka. Łożyska są zazwyczaj pozyskiwane podczas cięć cesarskich. Dzięki tej procedurze można uzyskać materiał tkankowy w warunkach aseptycznych bez przechodzenia przez kanał rodny. Dawczynie muszą zostać przebadane w kierunku chorób zakaźnych, w tym HIV (ludzki wirus niedoboru odporności), zapalenia wątroby typu B i C oraz kiły, zgodnie z obowiązującymi wymogami prawnymi.

Pozyskane łożyska są płukane w roztworze soli fizjologicznej, po czym umieszczone w dokładnie opisanym pojemniku transportowym wypełnionym płynem transportowym. Płyn to roztwór soli fizjologicznej i antybiotyków. Skład mieszaniny antybiotyków jest odpowiednio dobrany zgodnie z aktualną sytuacją mikrobiologiczną szpitala. Pojemnik transportowy z materiałem tkankowym musi zostać oznakowany w sposób jednoznacznie pozwalający na identyfikację, Do czasu transportu do banku tkanek materiał tkankowy, powinien być przechowywany w specjalnej lodówce w temperaturze +4ºC.

Następny etap to końcowa kwalifikacja materiału tkankowego, przeprowadzana po uzyskaniu wszystkich niezbędnych danych, w tym wyników badań wirusologicznych dawczyń. Po zakończeniu kwalifikacji pozyskane łożysko jest transportowane do pomieszczenia banku tkanek, w celu dalszej preparatyki. W laboratorium przeznaczonym do obróbki materiału tkankowego, w warunkach sterylnych pod komorą laminarną są przygotowywane przeszczepy owodniowe (ryc. 1). Owodnia jest poddawana pięciokrotnemu cyklowi płukań w roztworze soli fizjologicznej na wytrząsarce w temperaturze +4ºC. Każde płukanie trwa 5 minut. Po przeniesieniu owodni pod komorę laminarną następuje ręczne oddzielenie owodni od warstwy kosmówkowej. Owodnię należy wypłukać w roztworze soli fizjologicznej o temperaturze +4ºC. Płukanie powtarza się do czasu uzyskania czystego roztworu. Następnie owodnię rozkłada się na szklanej płytce stomatologicznej i sterylnymi gazikami usuwa nadmiar krwi i śluzu. Kolejny etap preparatyki polega na odcięciu skalpelem nierównych fragmentów, a następnie na zmierzeniu powierzchni przeszczepów. Tak przygotowane przeszczepy są pakowane próżniowo do trzech sterylnych woreczków. Na drugim worku opakowaniowym naklejana jest etykieta z kodem znakowania tkanek ISBT 128 (International Standard for Blood Transfusion). Kod zawiera takie informacje jak: nazwa przeszczepu, numer donacji, powierzchnię przeszczepu oraz dane teleadresowe banku tkanek, w którym przeszczep został wypreparowany. Na etykiecie znajduje się również wskaźnik przeprowadzenia procesu sterylizacji. Tak oklejone i oznaczone przeszczepy zapakowane w potrójne woreczki, są przechowywane w temperaturze -80ºC do czasu transportu materiału na sterylizację radiacyjną. Przeszczepy transportuje się w temperaturze -70ºC zapewnionej przez suchy lód wypełniający pojemnik transportowy.

Ryc. 1. Wybrane etapy produkcji allogenicznych, biostatycznych przeszczepów owodni ludzkiej: 1 – etap płukania pozyskanej błony płodowej, 2 – etap przycinania nierównych fragmentów i pomiar powierzchni przeszczepów, 3 – oznakowanie przeszczepów w systemie znakowania tkanek – ISBT 128, 4 – pakowanie przeszczepu przed sterylizacją radiacyjną

Po sterylizacji przeprowadza się badania mikrobiologiczne mające na celu dopuszczenie przygotowanych biostatycznych przeszczepów owodni do użytku klinicznego. Po uzyskaniu ujemnych wyników badań mikrobiologicznych oraz dopuszczeniu do użytku klinicznego na podstawie dokumentacji medycznej dawcy, przeszczepy mogą być wykorzystane.

Najczęstszym sposobem konserwacji przeszczepów tkankowych, w celu zapobiegania ich degradacji, jest kriokonserwacja, czyli zamrażanie w niskich temperaturach. Zamrażanie to może zapobiec zniszczeniu tkanek, przez obniżenie aktywności enzymatycznej i chemicznej, przy jednoczesnym hamowaniu wzrostu mikroorganizmów. Kriokonserwowane przeszczepy wymagają jednak specjalistycznego transportu i przechowywania oraz nadzoru temperaturowego tych procesów. Do tego celu konieczne jest wykorzystanie ciekłego azotu, suchego lodu lub niskotemperaturowych zamrażarek często w temperaturze -80 lub -150°C. W kriokonserwacji konieczne jest zastosowanie krioprotektantów, takich jak dimetylosulfotlenek (DMSO) czy gliceryna, w celu zmniejszenia formowania się kryształów lodu w komórkach. Lód wewnątrz komórek może zniszczyć ich błony i uszkodzić macierz zewnątrzkomórkową. Zastosowanie krioprotektantów może jednak być cytotoksyczne w wysokich stężeniach lub przy dłuższym czasie ekspozycji, co wymaga starannego wypłukania ich z tkanek przed przeszczepem.

Coraz bardziej popularną alternatywą dla kriokonserwacji jest odwodnienie tkanek, które można przeprowadzić przez ich liofilizację, czyli suszenie sublimacyjne. Odwodnienie chroni tkanki, bez konieczności zamrażania ich w suchym lodzie czy ciekłym azocie. Istnieje jednak ryzyko, że proces ten może zmienić mikrostrukturę tkanek i ich macierz zewnątrzkomórkową.

Przeszczepy owodniowe mogą być dodatkowo wyjaławiane, aby zmniejszyć ryzyko chorób zakaźnych pochodzących z tkanki dawcy. Wprawdzie są one przygotowywane w warunkach aseptycznych, lecz nie zapewnia to całkowitego bezpieczeństwa mikrobiologicznego. Dlatego w celu zmniejszenia ryzyka zakażenia bakteryjnego lub wirusowego, przeprowadzana jest sterylizacja np. promieniowaniem gamma albo napromieniowaniem wiązką elektronów. Wysokie poziomy promieniowania mogą potencjalnie sieciować i wywoływać denaturację białek w obrębie tkanki podanej napromieniowaniu. Podstawową jednak zaletą tego procesu jest zachowanie aktywności biologicznej wyjałowio­nych tkanek zarówno klinicznie, jak i w badaniach in vitro [15, 28]. Dane te sugerują, że sterylizacja znacząco nie zmniejsza aktywności biologicznej przeszczepów owodniowych, a dodatkowo zapewnia maksymalne bezpieczeństwo pacjentów [9, 15, 28].

Każda technika przygotowania przeszczepów owodniowych ma swoje zalety i wady. Jednak jej podstawowym celem jest przetwarzanie tkanek w sposób zapewniający maksymalne bezpieczeństwo pacjentów. Procedura przygotowania przeszczepów musi dodatkowo zachować naturalne właściwości i aktywność biologiczną przeszczepów, co zapewnia maksymalną ich skuteczność, w tym wspomaganie gojenia ran.

Zastosowanie kliniczne przeszczepów przygotowanych z łożyska

Dotychczasowe zastosowania kliniczne udowodniły niezwykłą skuteczność przeszczepów, które można przygotować z łożyska. Najczęściej jest wykorzystywana błona owodniowa. Jednowarstwową owodnię stosuje się od wielu lat w celu gojenia powierzchni oczu.

Zastosowanie błony owodniowej w leczeniu ran

W Polsce wykorzystanie owodni w leczeniu rozległych ran skóry ogranicza się do jednego monospecjalistycznego szpitala. Związane jest to z istnieniem w strukturze tego szpitala Banku Tkanek, w którym przygotowywane są przeszczepy owodniowe o dużej powierzchni, dostosowane do leczenia rozległych ubytków skóry. Bank Tkanek przygotowuje zarówno przeszczepy o wymaganej powierzchni, jak również o określonych właściwościach (krioprezerowane lub liofilizowane, biostatyczne lub biowitalne), w zależności od indywidualnego zapotrzebowania klinicznego [27]. Poza zaopatrywaniem rozległych ubytków skóry, o wiele częściej leczenia miejscowego wymagają płytkie rany. U pacjentów z płytkimi ubytkami skóry, powstałymi w wyniku oparzeń (termicznych, chemicznych), urazów mechanicznych, czy toksycznej epidermolizy naskórka (TEN), przeszczep owodni jest podstawową chirurgiczną metodą leczenia [11, 25]. Dzięki właściwościom błony owodniowej jest alternatywną metodą leczenia poważnych ubytków skóry, w stosunku do standardowego leczenia z wykorzystaniem przeszczepów własnych pacjenta [3, 4, 7, 18].

Dane literaturowe wskazują na skuteczność zastosowania przeszczepu owodniowego w leczeniu owrzodzeń stopy cukrzycowej (DFUs – diabefic foot ulcer) [7]. W badaniach tych połączono zastosowanie przeszczepu owodniowego z opatrunkami typu Total Contact Cast (TCC). TCC to dobrze dopasowane, częściowo usztywniające stopę, opatrunki z lekkiego gipsu, pozwalającena odciążenie chorej stopy bez większych ograniczeń. Do ich wykonania stosuje się szybko utwardzalne włókna syntetyczne, których ułożenie wokół stopy daje równomierny rozkład nacisku, zarówno na skórę nieuszkodzoną, jak i bezpośrednio na ranę i jej najbliższe otoczenie. Rana musi być wcześniej prawidłowo oczyszczona i zabezpieczona. Zastosowanie owodni w połączeniu z TCC, doprowadziło do zamknięcia rany w przebiegu DFUs u wszystkich badanych, w tym u pacjentów ze skomplikowanym owrzodzeniem stopy cukrzycowej, trwającym co najmniej 1 rok, u których nie uzyskano pozytywnych wyników, stosując standardowe leczenie [1].

Zastosowanie błony owodniowej w regeneracji nerwów i chrząstki

Wykazano przydatność substancji zewnątrzkomórkowej owodni w regeneracji nerwów obwodowych [22]. Ponadto stwierdzono, iż błona owodniowa jest biodegradowalnym skafoldem z unikalnymi właściwościami biochemicznymi i mechanicznymi sprzyjającymi regeneracji nerwowej [22]. Przedstawiono również możliwość wykorzystania owodni pozbawionej komórek jako warstwy odżywiającej dla części komórek macierzystych potrzebnych do różnicowania neuronów [20]. Może ona także służyć jako nośnik chondrocytów i być wykorzystywana w regeneracji chrząstki [12].

Zastosowanie błony owodniowej w ginekologii

Zespół Ashermana cechuje się obecnością zrostów macicy powstałych podczas gojenia się endometrium, co może doprowadzić do częściowej lub całkowitej niedrożności jamy macicy [19]. Objawia się to u pacjentek skąpymi miesiączkami (utrata krwi poniżej 30 ml) lub brakiem miesiączek, niepłodnością lub innymi komplikacjami okołoporodowymi. Zwłóknienia te leczy się histeroskopowo, jednak dodatkowe zastosowanie błon owodniowych polepsza regenerację endometrium. W badaniach, które obejmowały ocenę bezpieczeństwa i skuteczności przeszczepu błony owodniowej po leczeniu histeroskopowym, udowodniono zmniejszenie nawrotów zrostów i lepszą regenerację endometrium [19].

Zastosowanie błony owodniowej w stomatologii

Błona owodniowa została również wykorzystana w leczeniu choroby Millera klasy I i II recesji dziąseł. W badaniach tych porównano skuteczność błony owodniowej z przeszczepem autologicznego nabłonka jamy ustnej. Wyniki tych badań wykazały, że zastosowanie zamiast autologicznego przeszczepu błony śluzowej jamy ustnej – błony owodniowej, ma porównywalne działanie, eliminując przy tym konieczność powstania rany w miejscu dawczym, co ma decydujący wpływ na samopoczucie pacjenta. Przedstawione badania przemawiają za zastosowaniem błony owodniowej, jako alternatywy dla przeszczepu autologicznego [16]. Błona owodniowa została również wykorzystana w leczeniu stanów zapalnych przyzębia [13]. W badaniach klinicznych porównano skuteczność błony owodniowej w połączeniu z odbiałczoną, zmineralizowaną kością wołową (BBM – bovine bone mineral), w stosunku do membrany kolagenowej (CM – collagen membrane) z BBM. Wykazano, że zarówno zastosowanie błony owodniowej, jak również membrany kolagenowej w połączeniu z odbiałczoną zmineralizowaną kością wołową BBM, poprawia stany przyzębia u badanych pacjentów. Błona owodniowa nie powodowała znaczącej recesji dziąsła. Dzięki swym właściwościom jest rozpatrywana jako nowa membrana barierowa w leczeniu tych schorzeń [14]. Innym schorzeniem z zakresu chirurgii szczękowo-twarzowej jest pourazowe zesztywnienie stawu skroniowo-żuchwowego, ograniczające funkcję żuchwy. Błona owodniowa ze względu na zdolność do dopasowania anatomicznego, nieimmunogenny charakter i niski koszt pozyskania została wykorzystana w leczeniu następstw urazu, które są odpowiedzialne za ograniczenie funkcjonalności żuchwy. W badaniu wykazano, że błona owodniowa jest biozgodnym materiałem mogącym znaleźć zastosowanie w chorobie zesztywnienia stawu skroniowo-żuchwowego, aby zapobiec nawrotom i doprowadzić do odzyskania zadawalającej funkcjonalności [2].

Wykorzystanie błony owodniowej w chorobie nowotworowej

W badaniach in vitro wykazano przydatność błony owodniowej w leczeniu chorych nowotworowo ze względu na jej właściwości, takie jak zahamowanie angiogenezy i wydzielania czynników proapoptotycznych. Badanie miało na celu ocenę: wpływu kriokonserwowanej błony owodniowej na indukcję śmierci komórek nowotworowych i jej właściwości antyangiogenne. Komórki nowotworowe traktowano świeżą i zamrożoną błoną, oceniając ich angiogenezę, a także poziomy czynników antyangiogennych. Wykazano, że żywotność hodowanych komórek nowotworowych nie miała istotnych statystycznie różnic między świeżą i zamrożoną błoną owodniową. Te obiecujące wyniki wskazują, że właściwości indukcji śmierci komórek nowotworowych i antyangiogeniczne właściwości błony owodniowej są utrzymywane nawet w przypadku błony kriokonserwowanej [21].

Zastosowanie błony owodniowej w zapobieganiu powstawania blizn

Inną obiecującą cechą błony owodniowej jest zdolność do redukcji tkanki bliznowatej – jako tkanka płodu znacznie minimalizuje bliznowacenie [17]. Wykazano, że ludzkie komórki nabłonka pochodzenia owodniowego sprzyjają gojeniu się ran i hamują powstawanie blizn w mechanizmie parakrynnym [29]. Mikropęcherzyki błonowe (egzosomy), pochodzące z ludzkich komórek nabłonka owodniowego, wykorzystano w leczeniu ran i hamowaniu powstawania blizn na modelu zwierzęcym. Udowodniono zmniejszenie odkładania się macierzy pozakomórkowej (ECM – extracellular matrix), przy zastosowaniu egzonów pochodzenia owodniowego (w stężeniu 100 μg/ml). Proces ten prawdopodobnie był spowodowany zwiększeniem ilości metaloproteinazy-1 (MMP-1) w skórze [29]. Leczenie to znacząco poprawiło gojenie się ran skóry u badanych zwierząt, dzięki tworzeniu się uporządkowanych włókien kolagenowych [29].

Wykorzystanie kliniczne wielowarstwowego przeszczepu owodni i kosmówki (dHACA)

Przeszczepy przygotowane z łożyska mogą zawierać pojedynczą warstwę tkanki owodniowej albo owodnia może być połączona z warstwą kosmówki, tworząc wielowarstwowy przeszczep. Połączenie błony owodniowej i kosmówki jest wykorzystywane w przygotowaniu grubszych przeszczepów.

Porównano skuteczność aseptycznie przygotowanej owodni i kosmówki (dHACA – dehydrated human amnion and chorion allograf), ze standardowym leczeniem niegojących się przewlekłych owrzodzeń stopy cukrzycowej DFUs. Udowodniono, że aseptycznie przygotowany opatrunek owodni i kosmówki leczy rany w stopie cukrzycowej istotnie szybciej niż standardowe leczenie. Po 6 i 12 tygodniach stosowania dHACA dochodziło do wyleczenia ran, z minimalnymi stratami przeszczepu [8].

Wykorzystanie kliniczne innych rodzajów przeszczepów łożyskowych

Wprawdzie badania naukowe i kliniczne koncentrowały się głównie na błonie owodniowej, coraz częściej inne tkanki łożyskowe budzą znaczące zainteresowanie jako przeszczepy tkankowe, wspierające gojenie się ran. Ze względu na strukturalne i funkcjonalne różnice, tkanki łożyskowe mogą dostarczać alternatywnych produktów wykorzystywanych w leczeniu ubytków skóry różnego pochodzenia. Budowa strukturalna i biologiczny skład pępowiny i płynu owodniowego wskazuje, iż podobnie jak błona owodniowa, mogą z powodzeniem zostać zastosowane klinicznie. Przeszczepy o większej grubości sprawdzają się w przypadkach, gdy istnieje konieczność przyszycia ich do rany. Przeszczepy płynne stwarzają natomiast możliwość implantacji do miejsca docelowego przez iniekcję. Oprócz pępowiny również galareta Whartona może być wykorzystana klinicznie.

Zarówno pępowina, jak i galareta Whartona mają dużą zawartość kwasu hialuronowego i liczne regulatorowe czynniki wzrostu i cytokiny. Ze względu na większą grubość pępowiny w stosunku do błony owodniowej, pępowina może być łatwiejsza do manipulacji, w sytuacji, gdy pożądany jest grubszy przeszczep do leczenia głębokich ran. Warto zwrócić również uwagę, iż skład białek regulatorowych przyspieszających gojenie – zawartych w pępowinie jest porównywalny do występującego w owodni.

Płyn owodniowy może być podany do rany w postaci płynnego przeszczepu przez iniekcję. Zawiera czynniki wzrostu, cytokiny, białka, węglowodany, lipidy, hormony, elektrolity, kwas hialuronowy, a także inne składniki odżywcze, pełniące funkcję ochronną i regulatorową procesu zapalnego i promując procesy regeneracyjne [6, 10, 26]. Mimo nielicznych danych literaturowych dotyczących płynu owodniowego, istnieją badania wskazujące, że wstrzyknięcie płynu owodniowego jest bezpieczne, zmniejsza odczuwanie bólu u pacjentów i wspomaga gojenie ran [5, 24]. Na modelach przedklinicznych w badaniach in vivo wykazano, że płyn owodniowy ułatwia gojenie się ran oparzeniowych czy ubytków chrząstki, kości, ścięgna i urazów nerwów [3, 23]. Urazy powstałe podczas uprawiania sportów można leczyć z wykorzystaniem iniekcji płynnych przeszczepów, uzyskanych z tkanek łożyska. Leczenie takie stosowano w łagodzeniu bólu i do przyspieszania gojenia tkanek miękkich, jak również w stanach zapalnych w urazach powięzi podeszwy [28].

Łożysko jako źródło kolagenu

Łożysko jest również bogatym źródłem kolagenu, zwłaszcza kolagenu typu I. Dlatego też kolagen pochodzenia łożyskowego jest obecnie przedmiotem badań jako źródło do opracowania rusztowań kolagenowych w postaci gąbki lub jako wypełniacz pustych przestrzeni w istniejących matrycach (np. AmnioFill™, MiMedx Group, Inc.). Ponadto w niezwiązanej postaci, oczyszczony kolagen pochodzenia łożyskowego, stosuje się również do wytwarzania usieciowanych włókien kolagenowych, do produkcji nici i materiałów stosowanych w regeneracji ścięgien (np. CollaFix™, MiMedx Group, Inc.).

Łożyska odzwierzęce jako nowe źródło tkanek do przeszczepu

Mimo coraz większej świadomości społecznej, która zwiększa ludzkie dawstwo owodni, w ośrodkach oparzeniowych brakuje błon owodniowych do przeszczepu. Spowodowane jest to wzrastającym zapotrzebowaniem klinicznym na przeszczepy. Alternatywnym źródłem tkanek do przeszczepów mogą być łożyska pobrane od zwierząt. Nasz zespół badawczy przeprowadził wstępne badania, w ramach których pozyskano łożyska od świni transgenicznych, wypreparowując z nich przeszczepy owodniowe. Z badań tych wynika, że preparatyka owodni świńskiej nie różni się w większym stopniu od preparatyki owodni ludzkiej. W wyniku przeprowadzonych badań, z jednego pobrania łożysk od zwierząt transgenicznych przygotowano znacząco więcej przeszczepów w porównaniu do przeszczepów przygotowanych z materiału ludzkiego, co stanowi znaczną przewagę łożysk zwierzęcych w stosunku do tkanek ludzkich. Należy jednak zaznaczyć, że jest to jedynie alternatywne źródło i nie powinno zastąpić łożysk pochodzenia ludzkiego.

Podsumowanie

Łożyska mają ogromny potencjał jako źródło tkanek do przygotowania przeszczepów biostatycznych i biowitalnych. Ich preparatyka jest przeprowadzana w bankach tkanek, zgodnie z obowiązującymi standardami i według opracowanych procedur. Tkanki łożyska są immunologicznie uprzywilejowane jako błony łączące matkę z płodem i wykazujące dużą tolerancję immunologiczną. Wyniki badań klinicznych wskazują, że zapewniają znaczącą poprawę procesu gojenia przez dostarczenie cytokin, które zmieniają środowisko rany i stymulują komórki endogenne, promując naturalny proces gojenia się ubytków skóry. Unikalne cechy tych przeszczepów wpływają na ich kliniczne wykorzystanie w leczeniu ran przewlekłych, oparzeń, w zespole Lyella, w chirurgii plastycznej i rekonstrukcyjnej, a także w wielu innych dziedzinach medycyny, m.in. w medycynie sportowej. Przeszczepy łożyskowe są często alternatywną terapią w sytuacji, gdy standardowe leczenie nie przynosi pożądanych wyników. Przeszczepy te mają szczególne zalety w stosunku do wielu innych dostępnych bioaktywnych terapii, w tym niski koszt, łatwość manipulacji, niską immunogenność i antybakteryjne właściwości, modulację stanu zapalnego, zdolność do promowania migracji komórek i ich proliferacji oraz stymulacji aktywności komórek macierzystych. Te reakcje komórkowe wpływają pozytywnie na proces gojenia ran przez przyspieszanie przebudowy tkanek i hamowanie bliznowacenia. Niski koszt przygotowania przeszczepów, brak dylematów etycznych, sprzyja coraz większemu klinicznemu wykorzystaniu tkanek łożyskowych. Coraz częściej, mimo wzrastającej świadomości społecznej kobiet, a co za tym idzie zwiększenia dawstwa owodni, kliniczne zapotrzebowanie na tego typu przeszczepy przewyższa ich dostępność. Z powodu wykazanych wyżej zalet przeszczepów łożyskowych, konieczne jest podjęcie działań mających na celu upowszechnienie i zwiększenie wiedzy na temat możliwości ich klinicznego wykorzystania oraz zbudowanie sieci współpracy między szpitalami ginekologiczno-położniczymi a bankami tkanek.

Przypisy

• 1. Abdo R.J.: Treatment of diabetic foot ulcers with dehydrated amniotic membrane allograft: a prospective case series. J. Wound Care, 2016; 25: S4–S9
  Google Scholar
• 2. Akhter M., Ahmed N., Arefin M.R., Sobhan M.U., Molla M.R., Ka­mal M.: Outcome of amniotic membrane as an interpositional ar­throplasty of TMJ ankylosis. Oral Maxillofac. Surg., 2016; 20: 63–71
  Google Scholar
• 3. Bazrafshan A., Owji M., Yazdani M., Varedi M.: Activation of mi­tosis and angiogenesis in diabetes‐impaired wound healing by pro­cessed human amniotic fluid. J. Surg. Res., 2014; 188: 545–552
  Google Scholar
• 4. Benirschke K., Burton G.J., Baergen R.N.: Pathology of the Human Placenta. Springer-Verlag, Berlin, Heidelberg 2012
  Google Scholar
• 5. Bhattacharya N.: Clinical use of amniotic fluid in osteoarthritis: a source of cell therapy. W: Regenerative Medicine Using Pregnancy- Specific Biological Substances, red.: N. Bhattacharya, P. Stubblefield. Springer-Verlag, London 2011, 395–403
  Google Scholar
• 6. Burns C., Hall S.T., Smith R., Blackwell C.: Cytokine levels in late pregnancy: Are female infants better protected against inflamma­tion? Front. Immunol., 2015; 6: 318
  Google Scholar
• 7. Chen C.P., Aplin J.D.: Placental extracellular matrix: gene expres­sion, deposition by placental fibroblasts and the effect of oxygen. Placenta, 2003; 24: 316–325
  Google Scholar
• 8. DiDomenico L.A., Orgill D.P., Galiano R.D., Serena T.E., Carter M.J., Kaufman J.P., Young N.J., Zelen C.M.: Aseptically processed placental membrane improves healing of diabetic foot ulcerations: Prospective, randomized clinical trial. Plast. Reconstr. Surg. Glob. Open, 2016; 4: e1095
  Google Scholar
• 9. Fetterolf D.E., Snyder R.J.: Scientific and clinical support for the use of dehydrated amniotic membrane in wound management. Wounds, 2012; 24: 299–307
  Google Scholar
• 10. Hui A.Y., McCarty W.J., Masuda K., Firestein G.S., Sah RL.: A systems biology approach to synovial joint lubrication in health, injury and disease. Wiley. Interdiscip. Rev. Syst. Biol. Med., 2012; 4: 15–37
  Google Scholar
• 11. Inge E., Talmi Y.P., Sigler L., Finkelstein Y., Zohar Y.: Antibac­terial properties of human amniotic membranes. Placenta, 1991; 12: 285–288
  Google Scholar
• 12. Jin C.Z., Park S.R., Choi B.H., Lee K.Y., Kang C.K., Min B.H.: Hu­man amniotic membrane as a delivery matrix for articular cartilage rep air. Tissue Eng., 2007; 13: 693–702
  Google Scholar
• 13. Kiany F., Moloudi F.: Amnion membrane as a novel barrier in the treatment of intrabony defects: a controlled clinical trial. Int. J. Oral Maxillofac. Implants, 2015; 30: 639–647
  Google Scholar
• 14. Kim E.Y., Lee K.B., Kim M.K.: The potential of mesenchymal stem cells derived from amniotic membrane and amniotic fluid for neu­ronal regenerative therapy. BMB Rep., 2014; 47: 135–140
  Google Scholar
• 15. Koob T.J., Rennert R., Zabek N., Massee M., Lim J.J., Temenoff J.S., Li W.W., Gurtner G.: Biological properties of dehydrated human amnion/chorion composite graft: implications for chronic wound healing. Int.Wound J., 2013; 10: 493–500
  Google Scholar
• 16. Lafzi A., Abolfazli N., Faramarzi M., Eyvazi M., Eskandari A., Salehsaber F.: Clinical comparison of coronally-advanced flap plus amniotic membrane or subepithelial connective tissue in the treat­ment of Miller’s class I and II gingival recessions: A split-mouth study. J. Dent. Res. Dent. Clin. Den. Prospects, 2016; 10: 162–168
  Google Scholar
• 17. Leavitt T., Hu M.S., Marshall C.D., Barnes L.A., Lorenz H.P., Lon­gaker M.T.: Scarless wound healing: finding the right cells and sig­nals. Cell Tissue Res., 2016; 365: 483–493
  Google Scholar
• 18. Mahmoudi-Rad M., Abolhasani E., Moravvej H., Mahmoudi-Rad N., Mirdamadi Y.: Acellular amniotic membrane: an appropriate scaf­fold for fibroblast proliferation. Clin. Exp. Dermatol., 2013; 38: 646–651
  Google Scholar
• 19. Mamede A.C., Carvalho M.J., Abrantes A.M., Laranjo M., Maia C.J., Botelho M.F.: Amniotic membrane: from structure and functions to clinical applications. Cell Tissue Res., 2012; 349: 447–458
  Google Scholar
• 20. Miyamoto K., Hayashi K., Suzuki T., Ichihara S., Yamada T., Kano Y., Yamabe T., Ito Y.: Human placenta feeder layers support undifferentiat­ed growth of primate embryonic stem cells. Stem Cells, 2004; 22: 433–440
  Google Scholar
• 21. Modaresifar K., Azizian S., Zolghadr M., Moravvej H., Ahmadi­ani A., Niknejad H.: The effect of cryopreservation on anti-cancer activity of human amniotic membrane. Cryobiology, 2017; 74: 61–67
  Google Scholar
• 22. Mohammad J., Shenaq J., Rabinovsky E., Shenaq S.: Modulation of peripheral nerve regeneration: a tissue-engineering approach. The role of amnion tube nerve conduit across a 1-centimeter nerve gap. Plast. Reconstr. Surg., 2000; 105: 660–666
  Google Scholar
• 23. Ozgenel G.Y., Samli B., Ozcan M.: Effects of human amniotic fluid on peritendinous adhesion formation and tendon healing af­ter flexor tendon surgery in rabbits. J. Hand Surg., 2001; 26: 332–339
  Google Scholar
• 24. Shimberg M.: The use of amniotic‐fluid concentrate in ortho­paedic conditions. J. Bone Joint Surg., 1938; 20: 167–177
  Google Scholar
• 25. Tehrani F.A., Ahmadiani A., Niknejad H.: The effects of preserva­tion procedures on antibacterial property of amniotic membrane. Cryobiology, 2013; 67: 293–298
  Google Scholar
• 26. Underwood M.A., Gilbert W.M., Sherman M.P.: Amniotic fluid: not just fetal urine anymore. J. Perinatol., 2005; 25: 341–348
  Google Scholar
• 27. Wilshaw S.P., Kearney J.N., Fisher J., Ingham E.: Production of an acellular amniotic membrane matrix for use in tissue engineering. Tissue Eng., 2006; 12: 2117–2129
  Google Scholar
• 28. Zelen C.M., Serena T.E., Denoziere G., Fetterolf D.E.: A prospec­tive randomised comparative parallel study of amniotic membrane wound graft in the management of diabetic foot ulcers. Int. Wound J., 2013; 10: 502–507
  Google Scholar
• 29. Zhao B., Zhang Y., Han S., Zhang W., Zhou Q., Guan H., Liu J., Shi J., Su L., Hu D.: Exosomes derived from human amniotic epithelial cells accelerate wound healing and inhibit scar formation. J. Mol. Histol., 2017; 48: 121–132
  Google Scholar
• 30.
  Google Scholar

Pełna treść artykułu