Abstrakt

Reakcja nadwrażliwości kontaktowej (CHS) na hapteny jest klasycznym przykładem odpowiedzi komórkowej. W fazie efektorowej CHS można wyróżnić dwa kolejno występujące po sobie etapy: fazę wczesną występującą już dwie godziny od kontaktu z haptenem oraz fazę późną rozwijającą się po około 24 godzinach, a mediowaną przez limfocyty efektorowe TCRαβ+. W zależności od użytego haptenu oraz szczepu myszy komórkami efektorowymi są limfocyty pomocnicze CD4+ Th1 lub limfocyty cytotoksyczne CD8+ Tc1. W inicjacji CHS główną rolę odgrywają limfocyty NKT wspomagające komórki B1 w wytwarzaniu swoistych przeciwciał IgM. Wystąpienie fazy wczesnej jest niezbędne do rekrutacji komórek T efektorowych do miejsca depozycji haptenu i rozwinięcia się pełnej reakcji zapalnej. Reakcja CHS jest kontrolowana w fazie indukcyjnej i efektorowej przez komórki regulatorowe (Treg) CD4+. Nowe spojrzenie na mechanizmy negatywnej regulacji reakcji CHS zależnej od komórek Tc1 CD8+ to supresja wywołana naskórnym (EC) podaniem antygenu białkowego. Aplikacja antygenu DNP-BSA na skórę, w opatrunku z gazy, prowadzi do wytworzenia stanu tolerancji. Powoduje to powstanie komórek Treg o fenotypie TCRαβ+CD4+CD25+Foxp3+, które działają przez bezpośredni kontakt komórek Treg–Tef, a hamowanie odpowiedzi odbywa się z udziałem molekuły CTLA-4. Wspomniana metoda wywołania tolerancji może się przyczynić do opracowania nowej metody terapeutycznej reakcji alergicznego kontaktowego zapalenia skóry, cechującej się bezinwazyjnością, prostotą użycia oraz brakiem działań niepożądanych.

Reakcja nadwrażliwości kontaktowej

Nadwrażliwość kontaktowa (CHS – contact hypersensitivity) jest reakcją immunologiczną rozwijającą się po miejscowej ekspozycji (skóra, błony śluzowe) na substancje niskocząsteczkowe zwane haptenami i jest jedną z postaci nadwrażliwości typu późnego (DTH – delayed type hipersensitivity) [9]. Reakcja CHS przebiega w dwóch kolejno występujących po sobie etapach, fazy indukcyjnej i efektorowej. W fazie indukcyjnej hapteny łącząc się kowalencyjnie z białkami ustroju tworzą neoantygeny, które indukują powstanie uczulonych limfocytów. Powtórny kontakt z homologicznym związkiem uczulającym prowadzi do wystąpienia fazy efektorowej reakcji kontaktowej, objawiającej się zaczerwienieniem, obrzękiem z tworzeniem się pęcherzy, złuszczaniem się naskórka oraz świądem w miejscu depozycji haptenu [65].

Reakcja CHS jest procesem złożonym, w którym uczestniczą m.in. komórki prezentujące antygen (APC), komórki efektorowe: limfocyty Th1 CD4+ lub Tc1 CD8+ , mastocyty, limfocyty B-1, komórki NKT oraz leukocyty krwi obwodowej (monocyty i neutrofile) [64,81]. Niedawne badania wskazują, że izolowane z wątroby komórki NK mogą również wywoływać reakcję CHS [84].

Kontaktowe zapalenie skóry

Klasycznym przykładem reakcji CHS u ludzi jest alergiczne kontaktowe zapalenie skóry (ACD – allergic contact dermatitis). Stale rosnąca liczba osób cierpiących na schorzenia alergiczne, stwarza coraz większe problemy natury społeczno-ekonomicznej odbijając się na jakości życia pacjentów, a tym samym na wydajności pracy. Kontaktowe zapalenie skóry powstające w wyniku ekspozycji na substancje chemiczne w miejscu pracy to prawie 30% wszystkich chorób zawodowych, w tym aż 80% z tych chorób dotyczy skóry rąk [28].

Liczba czynników etiologicznych ACD jest bardzo duża, w samym przemyśle stosuje się ponad 100 000 substancji chemicznych, a każdego roku syntetyzuje się 2000 nowych. Dotąd zidentyfikowano ponad 3700 cząsteczek, które mogą być alergenami kontaktowymi [77]. Do substancji powszechnie wywołujących uczulenia kontaktowe u ludzi zaliczamy: jony metali ciężkich (chrom, nikiel, żelazo,kobalt), lateks, terpentynę, substancje zapachowe oraz konserwujące zawarte w kosmetykach (np. p-fenylenodwuamina), niektóre leki (np. neomycyna, benzokaina, penicylina), substancje chemiczne wytwarzane przez rośliny (pentadekakatechol – substancja zawarta w bluszczu trującym), a także hydrochinon – używany w przemyśle fotograficznym [49,65].

Reakcja CHS u zwierząt doświadczalnych

Wiedza na temat patofizjologii ACD pochodzi głównie z badań przeprowadzonych z zastosowaniem modeli zwierzęcych, w których wywołuje się indukowane haptenami zapalenie skóry, tzw. reakcję nadwrażliwości kontaktowej. Reakcję taką można wywołać u myszy, świnek morskich [108] oraz szczurów [83]. U zwierząt doświadczalnych, w tym również u myszy, reakcję CHS wywołuje się przez aplikację roztworu haptenu w rozpuszczalniku organicznym na ogoloną skórę [9]. Do najczęściej używanych haptenów należą: chlorek pikrylu (PCl; TNP-Cl – chlorek trinitrofenylu, TNCB – trinitrochlorobenzen), dinitrofluorobenzen (DNFB), dinitrochlorobenzen (DNCB) oraz oksazolon (OX).

W zależności od szczepu myszy oraz rodzaju haptenu użytego do immunizacji, reakcja CHS może przebiegać przy współudziale swoistych limfocytów pomocniczych Th1 CD4+ lub swoistych limfocytów cytotoksycznych Tc1 CD8+ . Pierwszy typ odpowiedzi można indukować immunizując myszy szczepu CBA/J o haplotypie H-2k haptenem TNP-Cl [6,46]. Natomiast reakcję, w której funkcję efektorową pełnią limfocyty Tc1 można wywołać u myszy szczepu C57BL/6 (haplotyp H-2b) aplikując na ogoloną skórę TNCB, DNFB, DNCB lub OX oraz u myszy szczepu BALB/c (haplotyp H-2d) podając na skórę DNFB, DNCB lub OX [13,14,26,38,57,76,93,135]. Jednak według niektórych doniesień nie można wywołać odpowiedzi spolaryzowanej w jednym kierunku, a komórki efektorowe Th1 CD4+ i Tc1 CD8+ współuczestniczą w reakcji, jak to się dzieje np. u myszy szczepu C57BL/6 uczulonych DNFB lub OX [125].

Mechanizm reakcji nadwrażliwości kontaktowej

Reakcja CHS, bez względu na rodzaj komórek efektorowych, przebiega w dwóch kolejno po sobie występujących etapach, obejmujących fazę indukcyjną oraz fazę efektorową.

Faza indukcji reakcji CHS

Faza ta rozpoczyna się w chwili pierwszego kontaktu z haptenami, prowadzi do pochłonięcia haptenów związanych z białkami naskórka przez komórki dendrytyczne (DC), a następnie do powstania swoistych antygenowo komórek T CD4+ lub T CD8+ w  węzłach chłonnych oraz wytworzenia się komórek pamięci immunologicznej. Jak wykazano po raz pierwszy w reakcji CHS Th1-zależnej, uczulenie haptenem aktywuje także komórki NKT wątroby oraz limfocyty B-1 jamy otrzewnej. W modelu tym limfocyty T efektorowe emigrują z węzłów chłonnych i rozpoczynają typową dla siebie wędrówkę między krwią a narządami chłonnymi. Podobne obserwacje poczyniono w modelu CHS Tc1-zależnej. W fazie indukcji nie występują objawy kliniczne.

Komórki NKT w wątrobie ulegają aktywacji przez uwolnienie w następstwie uczulenia haptenem endogennych glikolipidów rozpoznawanych w kontekście antygenów CD1a [16,17,27]. Komórki te już po siedmiu minutach od immunizacji wydzielają IL-4, która stymuluje swoiste antygenowo limfocyty B-1. Limfocyty B-1 (zwane komórkami fazy wczesnej) o fenotypie Thy1+ CD5+ CD3 – CD4 – CD8 – ulegają aktywacji w jamie otrzewnej już w pierwszej godzinie od immunizacji haptenem, przez stymulację IL-4 oraz kompleksem hapten-białko [9,50,116]. Następnie komórki B-1 wędrują do śledziony i miejscowych węzłów chłonnych, gdzie w ciągu jednego dnia przekształcają się w komórki syntetyzujące IgM, swoiste dla użytego haptenu TNP-Cl [52].

W modelu reakcji CHS zależnej od komórek CD8+ również występuje podobny mechanizm inicjacji reakcji CHS. Z dotychczasowych doniesień wynika, że naskórna aplikacją haptenu DNFB (u myszy szczepu BALB/c) powoduje powstanie komórki fazy wczesnej o unikalnym fenotypie Thy1+ CD5+ CD3– CD4– CD8- , która jest swoista antygenowo i ulega pełnej aktywacji w obecności IL-4 uwalnianej przez limfocyty NKT [8,51]. Wykazano także, że w reakcji CHS Tc1-zależnej istotną rolę odgrywają również limfocyty TCRγδ+ .

Hapteny

Hapteny są niskocząsteczkowymi substancjami (mniej niż 1 kD), a ich przenikanie przez naskórek zależy głównie od polarności cząsteczki, następuje szybciej dla cząsteczek lipofilnych a wolniej dla haptenów hydrofilnych [11]. Hapteny nie są immunogenne, dopiero po kowalencyjnym bądź niekowalencyjnym połączeniu z białkami naskórka, tworzą kompleksy zwane neoantygenami i wtedy nabywają immunogenności. Większość haptenów jest cząsteczkami elektrofilowymi, które łączą się z resztami nukleofilowymi białek znajdujących się w naskórku [70]. Jony metali nie wiążą się kowalencyjnie, lecz tworzą słabe połączenia z resztami aminokwasowymi białek. Wiele haptenów występuje w postaci nieaktywnych prohaptenów, które wymagają dodatkowego metabolizmu in vivo w naskórku, często z użyciem enzymów (m.in. cytochrom P-450, dehydrogenaza alkoholowa, oksydaza aminowa, dehydrogenaza aldehydowa) [56]. Przykładem są niektóre sole metali, które ulegają przekształceniu chemicznemu w skórze, np. sześciowartościowa sól chromu przekształcona w trójwartościową staje się wysoce reaktywną postacią zdolną wiązać się z białkami [98]. Natomiast poliaromatyczny węglowodór dimetylobenzantracen (DMBA), p-fenylenodwuamina oraz substancje fotouczulające muszą być aktywowane przez promieniowanie UV, by związać się z białkami naskórna [4,10].

Jeszcze nie ustalono dlaczego niektóre hapteny preferencyjnie dają odpowiedź Th1 lub Tc1-zależną. Hapteny mogą się wiązać z białkami występującymi pozakomórkowo lub mogą się przyłączać do białek powierzchniowych na komórkach, następnie zostać pochłonięte i przetworzone wewnątrz przedziału endosomalno-lizosomalnego i zaprezentowane z MHC klasy II limfocytom CD4+ . Natomiast aż kilka mechanizmów może się przyczyniać do tego, że hapteny zostaną zaprezentowane komórkom Tc1.

Hapteny hydrofobowe rozpuszczalne w tłuszczach mogą przenikać przez błonę komórkową i łączyć się z białkami w cytoplazmie, a następnie być prezentowane z MHC klasy I, np. DNFB oraz substancja zawarta w bluszczu trującym – pentadekakatechol [55]. Alternatywnie, hapteny mogą się wiązać do białek pozakomórkowych, które mają odpowiednią konformację cząsteczkowa, aby być pochłaniane przez fagolizosomy, a następnie prezentowane przez molekuły MHC klasy I [92]. Ponieważ hapteny łączą się z resztami aminokwasowymi jest również możliwe, że część haptenów może bezpośrednio wiązać się do peptydów wewnątrz rowka wiążącego MHC klasy I lub II, bez wcześniejszego przetwarzania wewnątrzkomórkowego [99,133]. Nikiel natomiast może zachowywać się jak superantygen i być bezpośrednio wiązany do receptora TCR/MHC, poza rowkiem wiążącym [19,36,82].

Hapteny zostały sklasyfikowane ze względu na możliwość wywołania reakcji ACD u człowieka. Silne hapteny (np. OX lub DNFB), zazwyczaj wywołują reakcje nadwrażliwości u wszystkich ludzi. Natomiast większość kontaktowych alergenów zalicza się do słabych haptenów, które wywołują ACD jedynie u około 5% osób dla soli metali i poniżej 0,01% dla substancji, takich jak p-fenylenodwuamina czy eugenol [64]. Nie wiadomo skąd wynika różnica w zdolności haptenów do generowania CHS. Reakcja nadwrażliwości kontaktowej dla słabych i średnich haptenów może się rozwinąć po latach ciągłej ekspozycji na dany związek uczulający. Natomiast dla silnych haptenów można wywołać reakcję już po pierwszym kontakcie z haptenem, tzw. pierwotna ACD. Reakcja ta ma identyczny przebieg jak w klasycznej CHS składającej się z fazy indukcyjnej i efektorowej [95].

Pochłanianie antygenów, dojrzewanie i migracja komórek dendrytycznych

W reakcji CHS biorą udział dwa rodzaje komórek dendrytycznych (DC – dendritic cells): komórki Langerhansa (LC – Langerhans cells) występujące w naskórku oraz skórne komórki dendrytyczne (DDC – dermal dendtitic cells) w skórze właściwej [58]. Jednak dokładny udział w wywołaniu fazy indukcyjnej oraz fenotyp komórki DDC nie jest do końca poznany. Komórki LC ulegają funkcjonalnej przemianie z komórki rozpoznającej i pochłaniającej antygen w dojrzałą komórkę DC prezentującą antygen, o silnych właściwościach immunostymulujących [22]. W reakcji zależnej od komórek Tc1 komórki dendrytyczne wykazują fenotyp MHC klasy I+ /II– [63,66].

Naskórna aplikacja haptenu jest czynnikiem wywołującym mobilizację i migrację komórek dendrytycznych ze skóry do węzłów chłonnych [68]. Zaledwie po piętnastu minutach od aplikacji haptenu komórki LC zostają pobudzone do syntetyzowania mRNA IL-1β [31]. Wydzielana IL-1β działa autokrynnie na komórki LC przez receptor IL-1RI oraz pobudza keratynocyty do syntezy GM-CSF oraz TNF-α, który wiążąc się z receptorem TNF- -R2 na komórkach LC jest sygnałem do wędrówki tych komórek z naskórka do węzłów chłonnych [25,32,126]. W naskórku komórki LC pozostają w kontakcie z keratynocytami za pośrednictwem E-kadheryn. Połączenie TNF-α i IL-1β z ich receptorami na LC obniża ekspresję E-kadheryn i cząsteczek adhezyjnych w błonie komórkowej LC powodując utratę połączeń z otaczającymi keratynocytami oraz nawiązanie interakcji ze strukturami błony podstawnej i macierzy pozakomórkowej tkanki łącznej [24,45]. Niektóre badania dowodzą, że nadrzędną cytokiną odpowiedzialną za migrację LC aktywowanych haptenem do węzłów chłonnych nie jest IL-1β i TNF-α, lecz IL-18, która może być wydzielana przez keratynocyty lub komórki LC [5].

Najnowsze badania wskazują, że główną rolę w wywołaniu reakcji CHS odgrywają receptory TLR2 i TLR4 (Toll like receptors) [78]. Hapteny po rozpoznaniu i aktywacji mechanizmów obrony wrodzonej powodują uwalnianie wolnych rodników tlenowych (ROS) oraz ATP. ROS generują rozpad kwasu hialuronowego na niskocząsteczkowe produkty, które aktywują receptory TLR2 i TLR4 obecne na komórkach DC, a w konsekwencji powstają nieaktywne postaci pro-IL-1β i pro-IL-18 [101]. Cząsteczki ATP natomiast zostają rozpoznane przez receptor purynergiczny P2X7 i aktywują inflammasom (wewnątrzkomórkowy kompleks białek), czego skutkiem jest aktywacja kaspazy 1, która przekształca pro-IL-1β oraz pro-IL-18 w aktywne postaci cytokin [129]. Keratynocyty również wykazują ekspresję receptorów TLR i wydzielają IL-1β i IL-18 z udziałem inflammasomu [23].

Aby LC mogły przeniknąć z naskórka do skóry właściwej i potem do węzłów chłonnych wydzielają enzymy, metaloproteinazy MMP3 i MMP9, które powodują degradację cząsteczek adhezyjnych i trawienie białek błony podstawnej i macierzy pozakomórkowej [62]. Po rozluźnieniu po- łączeń z keratynocytami, LC wydłużają wypustki dendrytyczne i „prześlizgują się” między komórkami naskórka w kierunku błony podstawnej [102]. Metoloproteinazy są również odpowiedzialne za przejście E-kadheryn i proTNF-α w postaci aktywne biologicznie. Kiedy LC znajdują się w skórze właściwej następuje wzrost ekspresji receptora chemokinowego CCR7, dla którego ligandami są chemokiny MIP-3β (CCL19) i SCL (CCL21). Interakcja między CCL21 i CCR7 jest niezbędna by komórki LC przedostały się do aferentnych naczyń limfatycznych i dalej jako komórki welonowate dotarły wraz z limfą do strefy przykorowej węzłów chłonnych, gdzie przekształcają się w komórki dendrytyczne splatające [124].

Obecność w otoczeniu TNF-α i IL-1β powoduje wzrost ekspresji molekuł adhezyjnych, tj. CD54 (ICAM-1), CD58 (LFA-3), α6 integryny i różnych izoform CD44, które zapewniając interakcje LC z  macierzą pozakomórkową umożliwiają migrację komórkom LC. Czynniki odpowiedzialne za migrację LC są zaangażowane również w proces dojrzewania tych komórek. Ekspresja receptorów, takich jak receptor mannozowy, FcR i CD1a spada podczas dojrzewania komórek LC, zanikają również ziarnistości Birbecka, a mechanizm odpowiedzialny za makropinocytozę i fagocytozę antygenów jest blokowany. Dochodzi do wzrostu ekspresji antygenów zgodności tkankowej MHC klasy I i II, molekuł kostymulujących: CD80 (B7-1), CD86 (B7-2), CD40 i receptorów chemokinowych CCR4, CCR7, CXCR4 na powierzchni LC [21,69].

Wspomniane komórki dendrytyczne przetwarzają i prezentują antygen limfocytom T. Antygeny, które powstają wewnątrzkomórkowo są przetwarzane i prezentowane z MHC klasy I, limfocytom TCRαβ CD8+ . Zdenaturowane z białka cytoplazmatyczne łączą się z ubikwityną i w proteasomach są degradowane do peptydów o długości 8-10 aminokwasów. Dalej są transportowane przez retikulum endoplazmatyczne, aby połączyć się z MHC I. Transport odbywa się z udziałem produktów genów TAP-1 i TAP-2. Następnie kompleksy peptyd – MHC I są przenoszone na powierzchnię komórki APC przez aparaty Goldiego i prezentowane naiwnym limfocytom T [54].

Indukcja limfocytów T efektorowych CHS

Cyrkulujące naiwne limfocyty CD4+ i CD8+ przechodzą do strefy parakortykalnej węzła chłonnego przez kapilary z wysokim śródbłonkiem (HEV) w odpowiedzi na chemokiny wydzielane przez komórki DC [2]. Aktywacja naiwnych limfocytów T wymaga dwóch sygnałów: interakcji receptora TCR z MHC z peptydem w rowku wiążącym oraz sygnału kostymulującego i sekrecji cytokin i chemokin wydzielanych przez komórki DC. Połączenie TCR z kompleksem peptyd–MHC I aktywuje czynnik NF- -AT, który reguluje transkrypcję genu dla IL-2, która jest główną cytokiną odpowiedzialną za proliferację i aktywację komórek T. Fizyczny kontakt między limfocytem T i komórką APC powoduje przebudowę błony komórkowej pozwalając na interakcję receptorów TCR–MHC i połączenie się molekuł kostymulujących. Błona komórkowa dojrzałych DC wykazuje wysoki poziom molekuł niezbędnych do aktywacji limfocytów T. Wśród cząstek zaangażowanych w interakcję komórek DC i limfocytów T są: CD40 łączący się z CD40L znajdującym się na limfocycie T, integryna CD54 łącząca się z LFA-1 (CD11a/CD18), CD58 łącząca się z CD2 oraz lektyna DC-SIGN (CD209) łącząca się z ICAM-3/2 [96]. Następnie aktywowane limfocyty T proliferują i różnicują się w komórki pamięci oraz komórki TCRαβ+ CD8+ (Tc1) efektorowe fazy później reakcji CHS. Komórki efektorowe pojawiają się po około pięciu dniach od depozycji haptenu na skórze.

Migracja limfocytów T efektorowych do krwi i skóry

Jeśli limfocyty T zostaną zaktywowane emigrują z wę- złów chłonnych przez eferentne naczynia limfatyczne do krwiobiegu, to jest związane z wydzielaniem chemokin i modyfikacją ekspresji receptorów adresyn. Uczulone limfocyty T mogą się stać komórkami efektorowymi, które migrują do miejsca zapalenia lub komórkami pamięci, które cyrkulują w organizmie nawet latami, aż przy kolejnym kontakcie z haptenem staną się komórkami efektorowymi.

Powstają dwa typy komórek T pamięci: pierwszym typem pamięci obwodowej są komórki T niemające receptora CCR7. Są to limfocyty, które występują w skórze i krwi, natomiast nie mogą recyrkulować do węzłów chłonnych. Przy kolejnym kontakcie z haptenem, działają natychmiast jako komórki efektorowe wydzielając IFN-γ. Migracja komórek T z krwi do skóry wymaga interakcji między receptorami CLA i CCR4 z ich ligandami E – i P-selektyną oraz TARC (CCL17) znajdującymi się na komórkach endotelialnych. Konieczna jest również interakcja między VLA-4 i LFA-1 na limfocycie T z VCAM-1 i ICAM-1 na komórkach endotelialnych [15]. Drugi rodzaj pamięci, to pamięć centralna, związana z limfocytami T, które zawierają receptor CCR7 i mogą recyrkulować do węzłów chłonnych, lecz nie mogą być rekrutowane do tkanek. Limfocyty te mają za zadanie stymulować komórki dendrytyczne i przy kolejnym kontakcie z antygenem przekształcają się w komórki CCR7 – [97].

Faza efektorowa reakcji CHS

Faza efektorowa reakcji CHS rozwija się w miejscu wyw łania reakcji, tj. po powtórnej aplikacji haptenu w innym miejscu niż w czasie immunizacji. W reakcji tej można wyróżnić dwie kolejno po sobie występujące fazy: wczesną występującą już dwie godziny od kontaktu z haptenem, gdzie główną rolę odgrywają inicjujące limfocyty B-1, które pod wpływem IL-4 uwalnianej przez limfocyty NKT wydzielają przeciwciała IgM oraz fazę późną rozwijającą się po około 24 godzinach, a mediowaną przez efektorowe limfocyty TCRαβ+ [121].

W modelu reakcji CHS indukowanej haptenem TNP zależnej od komórek Th1 CD4+ , wytworzone po uczuleniu przeciwciała IgM anty-TNP swoiście reagują z haptenem ponownie aplikowanym na skórę, tworząc kompleksy immunologiczne aktywujące układ dopełniacza w sposób klasyczny [113,115]. Podczas aktywacji komplementu dochodzi do powstania między innymi fragmentu C5a, który przez receptory znajdujące się w błonie komórkowej aktywuje mastocyty i płytki krwi prowadząc do uwolnienia wielu czynników naczynioruchowych (m.in. serotonina), cytokiny (TNF-α, GM-CSF), chemokiny, leukotrieny (LT) i prostaglandyny PGD2 [9,37,114]. Czynniki te stymulują endotelium do ekspresji molekuł adhezyjnych ICAM-1 i VCAM-1, co ułatwia toczenie się, adhezję i przechodzenie krążących limfocytów T do miejsca zapalenia [79]. Limfocyty B-1 dodatkowo rekrutują do miejsca zapalenia limfocyty TCRγδ+ , które prawdopodobnie powstają w śledzionie podczas fazy indukcyjnej i są komórkami asystującymi limfocytom TCRαβ efektorowym [7,85]. Ich funkcja nie jest wyjaśniona, ale wiadomo, że są komórkami niezbędnymi do powstania pełnej odpowiedzi zapalnej. W modelu reakcji CHS zależnej od limfocytów Tc1 CD8+ zachodzą takie same procesy inicjujące fazę efektorową jak w modelu CHS Th1 zależnej [8,12,51,111,112].

Przyciąganie cyrkulujących limfocytów T z naczyń następuje dzięki interakcji L-selektyny i receptorów zasiedlania CLA (cutaneous lymphocyte-associated antygen) na limfocycie T z P – i E-selektyną na komórkach śródbłonka, powodując toczenie się limfocytów po śródbłonku [91]. Adhezja komórek T do śródbłonka następuje dzięki interakcji integryny LFA-1 (CD11a/CD18) z receptorem ICAM-1 (CD54) na śródbłonku i VLA-4 (α4 β1 ) z VCAM-1. To zatrzymuje komórki T na śródbłonku, które następnie migrują do skóry właściwej i dalej do miejsca depozycji haptenu [128].

Limfocyty Tc1 efektorowe po rozpoznaniu antygenu w MHC klasy I na komórkach LC uwalniają wiele cytokin w tym m.in. IFN-γ. Wydzielony IFN-γ wzmaga wytwarzanie w skórze: IP-10, IL-1β, IL-6, TNF-α, GM-CSF i MIP- 2 (CXCL8), które wywołują masywny napływ neutrofilów, komórek DC oraz monocytów, przekształcających się w makrofagi [44,136]. Uwolniony przez limfocyty T CD8+ IFN-γ aktywuje miejscowo występujące makrofagi, a przez to uwalnia wolne rodniki tlenowe (ROS).

Obecność haptenu nie tylko powoduje rekrutację komórek efektorowych T, ale także aktywuje komórki rezydujące w skórze, m.in. keratynocyty, które są głównym źródłem GM-CSF, TNF-α i IL-1β [18]. Keratynocyty wydzielają także chemokinę CXCL1, która jest chemoatraktantem neutrofilów. Intensywność napływu neutrofilów wpływa na liczbę limfocytów efektorowych Tc1, które są rekrutowane do miejsca zapalenia, a tym samym wpływa to na intensywność reakcji CHS [30]. Według ostatnich ustaleń miejscowo występujące mastocyty, są ważnymi komórkami regulatorowymi odpowiedzialnymi za wzmocnienie zapalenia. Mastocyty wytwarzają TNF-α i MIP-2, które są niezbędne do rekrutacji neutrofilów [12]. Niektórzy donoszą także, że oprócz IFN-γ ważną rolę w reakcji CHS odgrywa IL-17A, która jest wydzielana przez komórki CD8+ TIL-17. Cytokina ta prawdopodobnie jest odpowiedzialna za rekrutację neutrofilów do miejsca zapalenia [47,118].

Ponadto w czasie reakcji CHS, komórki CD8+ ujawniają swoją cytotoksyczność przez interakcję białek Fas/FasL oraz wyrzut perforyn i grazymów [57,59,110]. Głównym celem ataku cytotoksycznego są keratynocyty znajdują- ce się w miejscu zapalenia, które uczestniczą w procesie apoptozy [3]. Uszkodzenie naskórna ułatwia penetrację haptenu obecnego w skórze, który wzmaga zapalenie. Perforyny, uwolnione przez limfocyty CD8+ przyczyniają się do wytwarzania RANTES, MIP-1α i MIP-1β, które mediują rekrutację monocytów i granulocytów [123]. Wynikiem opisanych zmian w miejscu reakcji jest zaczerwienienie i obrzęk. Natomiast za powolne ustępowanie objawów zapalenia odpowiedzialne są komórki T regulatorowe (Treg) CD4+ , które limitują uszkodzenia.

Regulacja reakcji nadwrażliwości kontaktowej

Reakcja CHS mediowana przez komórki Tc1 CD8+ , które wydzielają IFN-γ jest negatywnie regulowana przez limfocyty T CD4+ , co potwierdzono w wielu ośrodkach naukowych na różnych modelach zwierzęcych, m.in. odpowiedź myszy szczepu BALB/c na hapteny DNFB i OX, czy też reakcja u myszy szczepu C57BL/6 na immunizację TNCB lub DNFB [1,29,38,61,90]. Komórki regulatorowe (Treg) CD4+ regulują długość i nasilenie reakcji CHS i działają w fazie indukcyjnej i efektorowej odpowiedzi. Wykazano, że komórki CD8+ wytwarzają IL-2, która jest niezbędna do funkcjonowania komórek Treg CD4+ CD25+ [60].

Komórki T efektorowe (Tef) CD8+ oraz komórki Treg CD4+ powstają w fazie indukcyjnej reakcji CHS przez kontakt z tymi samymi komórkami prezentującymi antygen. Jednak komórki Treg CD4+ i Tef CD8+ powstają niezależnie od siebie [94,135]. Inne badania wykazały, że komórki DC, które aktywują komórki regulatorowe muszą zawierać na swojej powierzchni antygeny zgodności tkankowej MCH klasy II [66]. Najnowsze badania nad regulacją reakcji CHS wykazały, że komórka regulacyjna ma fenotyp CD4+ CD25+ Foxp3+ oraz że jest aktywowana w fazie indukcji podczas immunizacji haptenem. W fazie indukcji odpowiedzi komórki Treg eliminują komórki DC w procesie apoptozy zależnej od interakcji Fas-FasL [41]. Dojrzałe komórki DC, prezentujące pochłonięte kompleksy hapten-białko w węzłach chłonnych wykazują ekspresję molekuły Fas, podczas gdy populacja komórek Treg ma receptor FasL. Następstwem interakcji Fas – FasL jest spadek liczby komórek DC zdolnych do indukcji komórek Tef [40,42]. W innym ośrodku naukowym wykazano, że reakcja CHS na hapten DNFB jest regulowana przez komórki Treg swoiste antygenowo, które mają wysoką ekspresję markera ICOS i wydzielają IFN-γ, IL-10 oraz IL-17 [122].

Inne badania wykazały, że komórki regulatorowe znajdujące się w węzłach chłonnych hamują reakcję CHS w fazie indukcji przez nawiązanie szczelinowych połączeń mię- dzykomórkowych z komórkami DC (gap junctions). Komunikacja ta powoduje przepływ przekaźników m.in. cAMP i jonów wapnia, co powoduje obniżenie ekspresji molekuł kostymulujących CD86 na powierzchni komórek DC znosząc aktywację i proliferację limfocytów T CD8+ [88]. Gorbachev i wsp. wykazali, że monoklonalne przeciwciało anty-CD154 hamuje rozwój komórek CD8+ . Reakcja ta nie polega na bezpośrednim blokowaniu interakcji między białkiem kostymulującym CD40 obecnym na komórkach DC, a receptorem CD154 obecnym na komórkach T, lecz mechanizm ten jest związany z pośrednim oddziaływaniem mAb anty-CD154 na komórki regulatorowe, które ograniczają zdolność komórek DC do aktywowania komórek T CD8+ [43].

W fazie efektorowej CHS następuje szybka rekrutacja komórek CD8+ Tef, a następnie obserwowany jest powolny napływ komórek CD4+ Treg, odpowiedzialnych za hamowanie objawów zapalenia. Różny przypływ limfocytów T CD4+ i T CD8+ może wynikać z różnej ekspresji receptorów chemokinowych przez wspomniane komórki. Rekrutacja komórek Tc1 jest pod kontrolą IP-10 (CXCL10), podczas gdy rekrutacja limfocytów CD4+ jest pod kontrolą MDC (CCL22) oraz TARC (CCL17) i ich receptora CCR4 na aktywowanych limfocytach T CD4+ [96].

Komórki Treg CD4+ CD25+ w fazie efektorowej reakcji CHS Tc1 zależnej, wywołanej haptenem TNCB hamują reakcję zapalną ograniczając napływ leukocytów do miejsca toczącej się reakcji zapalnej. Ograniczenie napływu leukocytów do miejsca zapalenia jest wynikiem upośledzenia procesu toczenia i przylegania leukocytów do komórek śródbłonka naczyń [90]. Wykazano również, że kontakt bezpośredni między komórką Tef, a komórką Treg nie jest konieczny do osiągnięcia supresji, natomiast niezbędna jest obecność IL-10. Możliwe, że IL-10 hamuje interakcje adhezyjne leukocyt/endotelium przez spadek ekspresji E-selektyny lub powoduje spadek wydzielania TNF-α w miejscu zapalenia, co następnie ogranicza ekspresję ICAM-1 na śródbłonku. Kolejne badania tego samego zespołu wykazały, że naturalnie występujące komórki Treg CD4+ CD25+ hamują reakcję CHS w fazie efektorowej przez uwalnianie adenozyny w wyniku interakcji CD39/CD73. Adenozyna hamuje ekspresję E – i P-selektyny uniemożliwiając tym samym adhezję leukocytów do śródbłonka [89]. Badania modelu Tc1-zależnej CHS indukowanej haptenem OX wykazały, że są dwie populacje komórek Treg CD4+ CD25+ i CD4- CD25 – Tr1. Komórki Treg CD4+ CD25+ wymagają bezpośredniego kontaktu z komórką Tef, lecz same nie wydzielają cytokin. Komórki te aktywują natomiast inną populację komórek regulacyjnych, zwaną komórkami Tr1, które wydzielają IL-10 oraz TGF-β [35]. W ludzkim modelu reakcji CHS na nikiel dowiedziono, że komórki regulatorowe Tr1, przez wydzielanie IL-10 blokują dojrzewanie i różnicowanie komórek DC oraz hamują wytwarzanie IL-12 [20]. Inni autorzy donoszą, że komórka regulacyjna Tr1 CD4+ działa przez wydzielanie IL-4 oraz IL-10 [34,136].

Mechanizmem regulującym negatywnie odpowiedź CHS jest supresja wywołana przez naskórną (EC) aplikację antygenu białkowego. Badania nad naskórnie indukowaną supresją obejmują prowadzone przez nas badania i zagadnienia te zostaną szczegółowo omówione w dalszej części pracy. W literaturze światowej jest niewiele doniesień na temat pozytywnej regulacji reakcji CHS zależnej od komórek Tc1. Wiadomo jedynie, że podanie mAb anty-IL-12 powoduje zahamowanie reakcji Tc1-zależnej, sugerując że IL-12 pełni istotną rolę w indukowaniu reakcji CHS [87]. Późniejsze badania potwierdziły tę hipotezę, udowadniając, że podawanie IL-12 podczas immunizacji haptenem znosi działanie supresyjne komórek Treg CD4+ nasilając i przedłużając czas trwania reakcji CHS [39].

Tolerancja pokarmowa

Powszechnie wiadomo, że podanie antygenu na błony śluzowe lub drogą pokarmową, poza wywołaniem lokalnej odpowiedzi immunologicznej na śluzówkach prowadzi jednocześnie do powstania stanu tolerancji na obwodzie. Zjawisko to leży u podstaw tolerancji śluzówkowej (np. tolerancja pokarmowa) i zabezpiecza organizm przed indukcją odpowiedzi na antygeny niepatogenne. Doustne podanie niskiej dawki antygenu powoduje wystąpienie aktywnej supresji, natomiast traktowanie wysoką dawką antygenu wywołuje anergię klonalną i delecję limfocytów efektorowych [33]. Odmianą tolerancji śluzówkowej jest supresja wywołana podaniem antygenu donosowo. Jej mechanizm wydaje się podobny do tego, który występuje w tolerancji pokarmowej.

W wielu modelach zwierzęcych, stanowiących odpowiedniki ludzkich chorób autoimmunizacyjnych, bada się wpływ podawania autoantygenów drogą pokarmową na rozwój choroby. Stwierdzono, że podanie odpowiednich antygenów per os łagodzi przebieg eksperymentalnego autoimmunizacyjnego zapalenia rdzenia kręgowego i mózgu (EAE), eksperymentalnego zapalenia stawów (CIA), zespołu antyfosfolipidowego, insulinozależnej cukrzycy (IDDM), eksperymentalnej autoimmunologicznej miastenii (EAMG) oraz eksperymentalnego zapalenia nerwów obwodowych (EAN). Jednak określenie mechanizmu tolerancji pokarmowej jest trudne, ze względu na różny wiek testowanych zwierząt, podłoże genetyczne, rodzaj mikroflory bakteryjnej, dawkę oraz strukturę podawanego antygenu. Skuteczność doustnego lub donosowego podania antygenu w terapii testowano także u chorych na stwardnienie rozsiane, reumatoidalne zapalenie stawów, zapalenie błony naczyniowej oka oraz u pacjentów z alergią na nikiel [67].

Metale ciężkie, takie jak nikiel czy chrom mogą wywołać reakcję CHS. Wykazano, że można wytworzyć tolerancję pokarmową na te metale w modelu zwierzęcym u myszy oraz świnek morskich. Wytworzone komórki regulatorowe należą do populacji limfocytów T CD8+ , są swoiste antygenowo i można je „przeszczepić” do naiwnych biorców. Stan areaktywności immunologicznej utrzymuje się co najmniej przez dwa lata [119,120]. U chorych z alergią na nikiel zaobserwowano osłabienie objawów chorobowych na skutek spadku swoistych antygenowo limfocytów T [132].

Dotychczasowe badania nad tolerancją pokarmową wykazały, że karmienie szczurów rasy Lewis małymi dawkami zasadowego białka mieliny (MBP) hamuje rozwój EAE powodując powstanie komórek regulacyjnych CD8+ , które hamują komórki efektorowe Th1. Badania te potwierdzono na myszach transgenicznych, wykazując, że powstające komórki regulatorowe należą do populacji CD8+ i CD4+ . Opisane komórki regulatorowe są identyczne pod względem budowy TCR oraz restrykcji MHC z komórkami efektorowymi Th1, lecz wydzielają cytokiny przeciwzapalne (TGF-β, IL-4, IL-10), które hamują działanie komórek efektorowych [131,134]. Wykazano też, że doustne podanie niskiej dawki DNFB, poprzedzające skórną immunizacją DNFB powoduje zahamowanie reakcji CHS przez wytworzenie komórek regulacyjnych CD4+ , które osłabiają rozwój komórek CD8+ Tef w węzłach chłonnych [26].

Podawanie dużych dawek antygenu drogą pokarmową powoduje przenikanie antygenu do krążenia w postaci natywnej lub jedynie częściowo zmienionej. U myszy traktowanych dużymi dawkami owalbuminy (OVA) obserwuje się delecję klonów swoistych antygenowo limfocytów T. Ponadto pod wpływem dużych dawek antygenu powstają limfocyty regulatorowe CD4+ , które są nieswoiste antygenowo, wykazują dużą ekspresję molekuły FasL oraz wydzielają IL-10 i TGF-β. Prawdopodobnie komórki te powstają w wątrobie lub tkance limfatycznej przewodu pokarmowego (GALT) [130].

W zwierzęcym modelu kolagenowego zapalenia stawów (CIA), podanie kolagenu typu II (COLL II) drogą pokarmową przed wywołaniem choroby, powoduje powstanie w kępkach Peyera limfocytów Treg CD4+ CD25+ Foxp3+ . Wspomniane komórki regulatorowe hamują syntezę IFN-γ oraz przeciwciał IgG2a, przy jednoczesnym wzro- ście wytwarzania przeciwciał o izotypie IgG1. Ponadto u zwierząt traktowanych COLL II zaobserwowano powstawanie limfocytów Th2, wytwarzających IL-4 i IL-10 oraz limfocytów Th3 wydzielających TGF-β [80]. Podobne skutki zaobserwowano po podaniu myszom COLL II donosowo [100]. Niestety pozytywne wyniki badań na zwierzętach nie przyniosły efektów u ludzi. Prawdopodobnie obserwowany brak działania terapeutycznego jest spowodowany różną budową układu pokarmowego, inną budową COLL II w zależności od gatunku, a także może wynikać z różnic w dawce podawanego antygenu [109].

Toleranca immunologiczna indukowana naskórną aplikacją antygenu białkowego

Skórę przez wiele lat uważano za miejsce, w którym stosunkowo łatwo można indukować silną odpowiedź immunologiczną, a jej klasycznym przykładem jest reakcja CHS, podczas gdy skórze jako miejscu, w którym można indukować tolerancję nie poświęcano większej uwagi [116]. Ponieważ skóra i błony śluzowe pełnią podobną funkcję w organizmie, jest prawdopodobne, że naskórna (EC) aplikacja antygenu – poza wywołaniem miejscowej odpowiedzi immunologicznej – może również indukować stan tolerancji na obwodzie przy spełnieniu określonych warunków immunizacji. Wykazano, że u myszy EC podanie białka ovalbuminy (OVA) wywołuje alergiczne zapalenie skóry z udziałem limfocytów Th2 wydzielających IL-4 [127]. Ponadto zaobserwowano, że EC immunizacja antygenem białkowym prowadzi do rozwoju astmy u myszy [48]. W oparciu o wspomniane obserwacje można przypuszczać, że aplikacja antygenu białkowego na skórę przy spełnieniu odpowiednich warunków immunizacji może indukować powstawanie komórek T wytwarzających cytokiny przeciwzapalne, zdolne do zahamowania odpowiedzi Th1 zależnej.

Przeprowadzone przez nas badania wykazały, że EC aplikacja antygenu białkowego w postaci opatrunku z gazy lub emulsji w kremie wywołuje stan tolerancji, prowadzący do zahamowania odpowiedzi komórkowej na TNP w modelu CHS CD4+ Th1 zależnej [86,103,104,105]. Supresja reakcji CHS wywołana EC podaniem antygenu białkowego nie wykazuje swoistości antygenowej i jest wynikiem działania limfocytów TCRαβ+ CD4+ CD8+ działając regulacyjnie za pośrednictwem uwalnianego TGF-β [106].

Dalsze badania schorzeń autoimmunizacyjnych prowadzone na modelach zwierzęcych wykazały, że EC aplikacja antygenu białkowego hamuje rozwój oraz łagodzi przebieg EAE [73,74,107,117] i CIA [71,137]. Co więcej, supresja indukowana przez skórę jest równie skuteczna w spowolnieniu reakcji odrzucania przeszczepu [72]. Skuteczność naskórnego podania antygenu w terapii testowano tak- że u chorych na stwardnienie rozsiane (MS). Pacjentom aplikowano naskórnie peptydy mieliny, co powodowało aktywację komórek DC w skórze oraz powstanie unikalnej populacji komórek DC w węzłach chłonnych. Ponadto zaobserwowano powstanie komórek TR1, które silnie hamowały autoreaktywne limfocyty T skierowane przeciw antygenom mieliny za pośrednictwem uwalnianej IL-10 [53].

Mechanizmy naskórnie indukowanej supresji reakcji chs zależnej od limfocytów tc1 cd8+

We wszystkich opisanych dotychczas układach badanych testowano skuteczność EC indukowanej tolerancji w negatywnej regulacji odpowiedzi CHS CD4+ Th1-zależnej.

W celu zbadania możliwości negatywnej regulacji reakcji CHS Tc1-zależnej przez EC immunizację antygenem, posłużono się reakcją kontaktową indukowaną DNFB [40,59]. Przeprowadzony cykl badań wykazał, że EC aplikacja antygenu DNP-BSA przed aktywnym uczuleniem DNFB, hamuje reakcję CHS in vivo. Obserwowane zmniejszenie obrzęku uszu korelowało z obniżoną przepuszczalnością naczyń krwionośnych, spadkiem przyrostu „masy uszu” oraz spadkiem stężenia IFN-γ oraz aktywności MPO w homogenatach bioptatów usznych. Wyniki te zostały potwierdzone w teście in vitro, wykazując, że EC aplikacja antygenu białkowego hamuje proliferację komórek T efektorowych (Tef) CHS. Dodatkowo wykazano, że EC aplikacja DNP-BSA przed uczuleniem DNFB hamuje wytwarzanie IFN-γ, IL-12 oraz TNF-α. Opisany stan tolerancji utrzymuje się przez trzy tygodnie od chwili indukcji [138].

Badania z wykorzystaniem czterech niereagujących ze sobą krzyżowo antygenów: DNP-BSA, MBP, OVA oraz OX- -Ig wykazały, że zjawisko supresji indukowanej naskórną aplikacją haptenu jest antygenowo nieswoiste [139]. W kolejnym etapie badań stosując model „transferu in” oraz model „transferu out” reakcji CHS wykazano, że EC podanie antygenu białkowego prowadzi do powstania komórek Treg w węzłach chłonnych pachowych i pachwinowych, śledzionie oraz grasicy. Dalsze badania wykazały, że podanie komórek regulacyjnych zarówno przed indukcją reakcji CHS jak również przed jej wywołaniem powoduje zahamowanie odpowiedzi kontaktowej.

W wyniku „negatywnej selekcji”, analizy cytofluorymetrycznej oraz wykorzystując defektywne szczepy myszy TCRδ-/– (myszy niemające limfocytów T z receptorem TCRγδ), CD1d-/– (myszy niemające limfocytów NKT CD1d zależnych), oraz β2 m-/– (myszy, u których brak limfocytów CD8) wykazano, że komórką odpowiedzialną za opisywany fenomen supresji jest limfocyt Treg o fenotypie TCRαβ+ CD4+ CD25+ Foxp3+ . W badaniach nad mechanizmem EC indukowanej supresji wykazano, że do zaistnienia supresji jest niezbędny bezpośredni kontakt między komórką Treg-Tef i hamowanie odpowiedzi odbywa się z udziałem molekuły CTLA-4. Czynniki rozpuszczalne, takie jak cytokiny przeciwzapalne: IL-4, IL-10, IL-17E oraz TGF-β nie są zaangażowane w opisywany mechanizm supresji [75].

Podsumowując, EC aplikacja antygenu białkowego, przed aktywnym uczuleniem haptenem, prowadzi do zahamowania reakcji CHS zależnej od limfocytów Tc1. Przedstawiona metoda wywołania stanu tolerancji przez EC aplikację antygenu DNP-BSA dzięki skuteczności i prostocie użycia oraz braku inwazyjności stwarza nowe możliwości hamowania odpowiedzi immunologicznej, co może być przydatne w opracowaniu nowych metod leczenia reakcji nadwrażliwości kontaktowej z udziałem limfocytów Tc1 CD8+ .

Przypisy

• 1. Abe M., Kondo T., Xu H., Fairchild R.L.: Interferon-γ inducible protein(IP-10) expression is mediated by CD8+ T cells and is regulatedby CD4+ T cells during the elicitation of contact hypersensitivity. J.Invest. Dermatol., 1996; 107: 360-366
  Google Scholar
• 2. Adema G.J., Hartgers F., Verstraten R., de Vries E., Marland G.,Menon S., Foster J., Xu Y., Nooyen P., McClanahan T., Bacon K.B., FigdorC.G.: A dendritic-cell-derived C-C chemokine that preferentiallyattracts naïve T cells. Nature, 1997; 387: 713-717
  Google Scholar
• 3. Akiba H., Kehren J., Ducluzeau M.T., Krasteva M., Horand F., KaiserlianD., Kaneko F., Nicolas J.F.: Skin inflammation during contact hypersensitivityis mediated by early recruitment of CD8+ T cytotoxic 1 cellsinducing keratinocyte apoptosis. J. Immunol., 2002; 168: 3079-3087
  Google Scholar
• 4. Anderson C., Hehr A., Robbins R., Hasan R., Athar M., MukhtarH., Elmets C.A.: Metabolic requirements for induction of contacthypersensitivity to immunotoxic polyaromatic hydrocarbons. J.Immunol., 1995; 155: 3530-3537
  Google Scholar
• 5. Antonopoulos C., Cumberbatch M., Mee J.B., Dearman R., Wei X.Q.,Liew F.Y., Kimber I., Groves R.W.: IL-18 is a key proximal mediatorof contact hypersensitivity and allergen-induced Langerhans cellmigration in murine epidermis. J. Leukoc. Biol., 2008; 83: 361-367
  Google Scholar
• 6. Asherson G.L., Ptak W.: Contact and delayed hypersensitivity inthe mouse. I. Active sensitization and passive transfer. Immunol.,1968; 15: 405-416
  Google Scholar
• 7. Askenase P.W.: Yes T cells, but three different T cells (αβ, γδ andNK T cells) and also B-1 cells mediate contact sensitivity. Clin. Exp.Immunol., 2001; 125: 345-350
  Google Scholar
• 8. Askenase P.W., Majewska-Szczepanik M., Kerfoot S., SzczepanikM.: Participation of iNKT cells in the early and late components ofTc1 mediated DNFB contact sensiticity: cooperative role of γδ-T cells.Scand. J. Immunol., 2011; 73: 465-477
  Google Scholar
• 9. Askenase P.W., Szczepanik M., Itakura A., Kiener C., Campos R.A.:Extravascular T-cell recruitment requires initiation begun by Vα14+NKT cells and B-1 B cells. Trends Immunol., 2004; 25: 441-449
  Google Scholar
• 10. Basketter D., Dooms-Goossens A., Karlberg A.T., LepoittevinJ.P.: The chemistry of contact allergy: why is a molecule allergenic?Contact Dermatitis, 1995; 32: 65-73
  Google Scholar
• 11. Berard F., Marty J.P., Nicolas J.F.: Allergen penetration throughthe skin. Eur. J. Dermatol., 2003; 13: 324-330
  Google Scholar
• 12. Biedermann T., Kneilling M., Mailhammer R., Maier K, SanderC.A., Kollias G., Kunkel S.L., Hültner L., Röcken M.: Mast cells controlneutrophil recruitment during T cell-mediated delayed-type hypersensitivityreactions through tumor necrosis factor and macrophageinflammatory protein 2. J. Exp. Med., 2000; 192: 1441-1452
  Google Scholar
• 13. Bouloc A., Cavani A., Katz S.I.: Contact hypersensitivity in MHCclass II-deficient mice depends on CD8 T lymphocytes primed by immunostimulatingLangerhans cells. J. Invest. Dermatol., 1998; 111:44-49
  Google Scholar
• 14. Bour H., Peyron E., Gaucherand M., Garrigue J.L., Desvignes C.,Kaiserlian D., Revillard J.P., Nicolas J.F.: Major histocompatibilitycomplex class I-restricted CD8+ T cells and class II-restricted CD4+T cells, respectively, mediate and regulate contact sensitivity to dinitrofluorobezene.Eur. J. Immunol., 1995; 25: 3006-3010
  Google Scholar
• 15. Campbell J.J., Haraldsen G., Pan J., Rottman J., Qin S., Ponath P.,Andrew D.P., Warnke R., Ruffing N., Kassam N., Wu L., Butcher E.C.:The chemokine receptor CCR4 in vascular recognition by cutaneousbut not intestinal memory T cells. Nature, 1999; 400: 776-780
  Google Scholar
• 16. Campos R.A., Szczepanik M., Itakura A., Akahira-Azuma M.,Sidobre S., Kronenberg M., Askenase P.W.: Cutaneous immunizationrapidly activates liver invariant Vα14 NKT cells stimulating B-1 Bcells to initiate T cell recruitment for elicitation of contact sensitivity.J. Exp. Med., 2003; 198: 1785-1796
  Google Scholar
• 17. Campos R.A., Szczepanik M., Ikatura A., Lisbonne M., Dey N.,Leite-de-Moraes M.C., Askenase P.W.: Interleukin-4-dependent innatecollaboration between iNKT cells and B-1 B cells controls adaptativecontact sensitivity. Immunology, 2006; 117: 536-547
  Google Scholar
• 18. Cavani A., Albanesi C., Traidl C., Sebastiani S., Girolomoni G.: Effectorand regulatory T cells in allergic contact dermatitis. TrendsImmunol., 2001; 22: 118-120
  Google Scholar
• 19. Cavani A., Mei D., Guerra E., Corinti S., Giani M., Pirrotta L.,Puddu P., Girolomoni G.: Patients with allergic contact dermatitis tonickel and nonallergic individuals display different nickel-specific Tcell response. Evidence for the presence of effector CD8+ and regulatoryCD4+ T cells. J. Invest. Dermatol., 1998; 111: 621-628
  Google Scholar
• 20. Cavani A., Nasorri F., Prezzi C., Sebastiani S., Albanesi C., GirolomoniG.: Human CD4+ T lymphocytes with remarkable regulatoryfunctions on dendritic cells and Nickel-specific Th1 immuneresponses. J. Invest. Dermatol., 2000; 114: 295-302
  Google Scholar
• 21. Cella M., Sallusto F., Lanzavecchia A.: Origin, maturation andantigen presenting function of dendritic cells. Curr. Opin. Immunol.,1997; 9: 10-16
  Google Scholar
• 22. Chomiczewska D., Trznadel-Budźko E., Kaczorowska A., RotsztejnH.: Znaczenie komórek Langerhansa w układzie immunologicznymskóry. Pol. Merk. Lekarski, 2009; 26: 173-177
  Google Scholar
• 23. Corsini E., Galli C.L.: Epidermal cytokines in experimental contactdermatitis. Toxicology, 2000; 142: 203-211
  Google Scholar
• 24. Cumberbatch M., Dearman R.J., Griffiths C.E., Kimber I.: EpidermalLangerhans cell migration and sensitization to chemical allergens.APMIS, 2003; 111: 797-804
  Google Scholar
• 25. Cumberbatch M., Dearman R.J., Kimber I.: Langerhans cells requiresignals from both tumor necrosis factor-α and interleukin-1βfor migration. Immunology, 1997; 92: 388-395
  Google Scholar
• 26. Desvignes C., Etchart N., Kehren J., Akiba I., Nicolas J.F., KaiserlianD.: Oral administration of hapten inhibits in vivo inductionof specific cytotoxic CD8+ T cells mediating tissue inflammation:a role for regulatory CD4+ T cells. J. Immunol., 2000; 164: 2515-2522
  Google Scholar
• 27. Dey N., Szczepanik M., Lau K., Majewska-Szczepanik M., AskenaseP.W.: Stimulatory lipids accumulate in the mouse liver within 30min of contact sensitization to facilitate the activation of naïve iNKTcells in a CD1d-dependent fashion. Scand. J. Immunol., 2011, 74: 52-61
  Google Scholar
• 28. Diepgen T.L., Weisshaar E.: Contact dermatitis: epidemiology andfrequent sensitizers to cosmetics. J. Eur. Acad. Dermatol. Venereol.,2007; 21: (Suppl. 2): 9-13
  Google Scholar
• 29. Dubois B., Chapat L., Goubier A., Kaiserlian D.: CD4+CD25+ Tcells as key regulators of immune responses. Eur. J. Dermatol., 2003;13: 111-116
  Google Scholar
• 30. Engeman T., Gorbachev A.V., Kish D.D., Fairchild R.L.: The intensityof neutrophil infiltration controls the number of antigen-primedCD8 T cells recruited into cutaneous antigen challenge sites. J.Leukoc. Biol., 2004; 76: 941-949
  Google Scholar
• 31. Enk A.H., Katz S.I.: Early events in the induction phase of contactsensitivity. J. Invest. Dermatol., 1992; 99: 39S-41S
  Google Scholar
• 32. Enk A.H., Katz S.I.: Early molecular events in the induction phaseof contact sensitivity. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1992; 89: 1398-1402
  Google Scholar
• 33. Faria A.M., Weiner H.L.: Oral tolerance. Immunol. Rev., 2005;206: 232-259
  Google Scholar
• 34. Ferguson T.A., Dube P., Griffith T.S.: Regulation of contact hypersensitivityby interleukin 10. J. Exp. Med., 1994; 179: 1597-1604
  Google Scholar
• 35. Foussat A., Cottrez F., Brun V., Fournier N., Breittmayer J.P.,Groux H.: A comparative study between T regulatory type 1 andCD4+CD25+ T cells in the control of inflammation. J. Immunol., 2003;171: 5018-5026
  Google Scholar
• 36. Gamerdinger K., Moulon C., Karp D.R., van Bergen J., Koning F.,Wild D., Pflugfelder U., Weltzien H.U.: A new type of metal recognitionby human T cells: contact residues for peptide-independentbridging of T cell receptor and major histocompatibility complexby nickel. J. Exp. Med., 2003; 197: 1345-1353
  Google Scholar
• 37. Geba G.P., Ptak W., Anderson G.M., Paliwal V., Ratzlaff R.E., LevinJ., Askenase P.W.: Delayed-type hypersensitivity in mast cell–deficientmice. Dependence on platelets for expression of contact sensitivity.J. Immunol., 1996; 157: 557-565
  Google Scholar
• 38. Gocinski B.L., Tigelaar R.E.: Roles of CD4+ and CD8+ T cells inmurine contact sensitivity revealed by in vivo monoclonal antibodydepletion. J. Immunol., 1990; 144: 4121-4128
  Google Scholar
• 39. Gorbachev A.V., Dilulio N.A., Fairchild R.L.: IL-12 augments CD8+T cell development for contact hypersensitivity responses and circumventsanti-CD154 antibody-mediated inhibition. J. Immunol.,2001; 167: 156-162
  Google Scholar
• 40. Gorbachev A.V., Fairchild R.L.: CD4+ T cells regulate CD8+ T cell–mediated cutaneous immune responses by restricting effector Tcell development through a Fas ligand-dependent mechanism. J.Immunol., 2004; 172: 2286-2295
  Google Scholar
• 41. Gorbachev A.V., Fairchild R.L.: CD4+CD25+ regulatory T cells utilizeFasL as mechanism to restrict DC priming functions in cutaneousimmune responses. Eur. J. Immunol., 2010; 40: 2006-2015
  Google Scholar
• 42. Gorbachev A.V., Fairchild R.L.: Regulatory role of CD4+ T cellsduring the development of contact hypersensitivity responses. Immunol.Res., 2001; 24: 69-77
  Google Scholar
• 43. Gorbachev A.V., Heeger P.S., Fairchild R.L.: CD4+ and CD8+ T cellpriming for contact hypersensitivity occurs independently of CD40–CD154 interactions. J. Immunol., 2001; 166: 2323-2332
  Google Scholar
• 44. Grabbe S., Schwarz T.: Immunoregulatory mechanisms involvedin elicitation of allergic contact hypersensitivity. Immunol. Today,1998; 19: 37-44
  Google Scholar
• 45. Griffiths C.E., Dearman R.J., Cumberbatch M., Kimber I.: Cytokinesand Langerhans cell mobilization in mouse and man. Cytokine,2005; 32: 67-70
  Google Scholar
• 46. Hauser C.: Cultured epidermal Langerhans cells activate effectorT cells for contact sensitivity. J. Invest. Dermatol., 1990; 95: 436-440
  Google Scholar
• 47. He D., Wu L., Kim H.K., Li H., Elmets C.A., Xu H.: IL-17 and IFN-γmediate the elicitation of contact hypersensitivity responses by differentmechanisms and both are required for optimal responses. J.Immunol., 2009; 183: 1463-1470
  Google Scholar
• 48. Herrick C.A., MacLeod H., Glusac E., Tigelaar R.E., BottomlyK.: Th2 responses induced by epicutaneous or inhalational proteinexposure are differentially dependent on IL-4. J. Clin. Invest., 2000;105: 765-775
  Google Scholar
• 49. Hertl M., Bohlen H., Jugert F., Boecker C., Knaup R., Merk H.F.:Predominance of epidermal CD8+ T lymphocytes in bullous cutaneousreactions caused by β-lactam antibiotics. J. Invest. Dermatol.,1993; 101: 794-799
  Google Scholar
• 50. Herzog W.R., Millet I., Ferreri N.R., Ramabhadran R., Schreurs J.,Askenase P.W.: An antigen-specific DTH-initiating cell clone: functional,phenotypical and partial molecular characterization. J. Immunol.,1990; 144: 3667-3676
  Google Scholar
• 51. Ishii N., Takahashi K., Nakajima H., Tanaka S., Askenase P.W.:DNFB contact sensitivity (CS) in BALB/c and H3H/He mice: requirementfor early-occuring, early-acting, antigen-specific, CS-initiatingcells with an unusual phenotype (Thy-1+, CD5+, CD3-, CD4-, CD8-, sIg-, B220+, MHC class II-, CD23+, IL-2R-, IL-3R+, Mel-14-, Pgp-1+, J11d+,MAC-1+, LFA-1+, and FcγRII+). J. Invest. Dermatol., 1994; 102: 321-327
  Google Scholar
• 52. Itakura A., Szczepanik M., Campos R.A., Paliwal V., MajewskaM., Matsuda H., Takatsu K., Askenase P.W.: An hour after immunizationperitoneal B-1 cells are activated to migrate to lymphoid organswhere within 1 day they produce IgM antibodies that initiateelicitation of contact sensitivity. J. Immunol., 2005; 175: 7170-7178
  Google Scholar
• 53. Juryńczyk M., Walczak A., Jurewicz A., Jesionek-Kupnicka D.,Szczepanik M., Selmaj K.: Immune regulation of multiple sclerosisby transdermally applied myelin peptides. Ann. Neurol., 2010;68: 593-601
  Google Scholar
• 54. Kalish R.S., Askenase P.W.: Molecular mechanisms of CD8+ T cellmediateddelayed hypersensitivity: implications for allergies, asthma,and autoimmunity. J. Allergy Clin. Immunol., 1999; 103: 192-199
  Google Scholar
• 55. Kalish R.S., Wood J.A., LaPorte A.: Processing of urushiol (poisonivy) hapten by both endogenous and exogenous pathways forpresentation to T cells in vitro. J. Clin. Invest., 1994; 93: 2039-2047
  Google Scholar
• 56. Kaplan D.H., Igyártó B.Z., Gaspari A.A.: Early immune enventsin the induction of allergic contact dermatitis. Nat. Rev. Immunol.,2012; 12: 114-124
  Google Scholar
• 57. Kehren J., Desvignes C., Krasteva M., Ducluzeau M.T., AssossouO., Horand F., Hahne M, Kagi D., Kaiserlian D., Nicolas J.F.: Cytotoxicityis mandatory for CD8+ T cell-mediated contact hypersensitivity.J. Exp. Med., 1999; 189: 779-786
  Google Scholar
• 58. Kimber I., Basketter D.A., Gerberick G.F., Dearman R.J.: Allergiccontact dermatitis. Int. Immunopharmacol., 2002; 2: 201-211
  Google Scholar
• 59. Kimber I., Dearman R.J.: Allergic contact dermatitis: the cellulareffectors. Contact Dermatitis, 2002; 46: 1-5
  Google Scholar
• 60. Kish D.D., Gorbachev A.V., Fairchild R.L.: CD8+ T cells produceIL-2, which is required for CD4+CD25+ T cell regulation of effectorCD8+ T cell development for contact hypersensitivity responses. J.Leukoc. Biol., 2005; 78: 725-735
  Google Scholar
• 61. Kish D.D., Gorbachev A.V., Fairchild R.L.: Regulatory function ofCD4+CD25+ T cells from class II MHC-deficient mice in contact hypersensitivityresponses. J. Leukoc. Biol., 2007; 82: 85-92
  Google Scholar
• 62. Kobayashi Y., Matsumoto M., Kotani M., Makino T.: Possible involvementof matrix metalloproteinase-9 in Langerhans cell migrationand maturation. J. Immunol., 1999; 163: 5989-5993
  Google Scholar
• 63. Kolesaric A., Stingl G., Elbe-Bürger A.: MHC class I+/II – dendriticcells induce hapten-specific immune responses in vitro and in vivo.J. Invest. Dermatol., 1997; 109: 580-585
  Google Scholar
• 64. Krasteva M., Kehren J., Ducluzeau M.T., Sayag M., CacciapuotiM., Akiba H., Descotes J., Nicolas J.F.: Contact dermatitis I. Pathophysiologyof contact sensitivity. Eur. J. Dermatol., 1999; 9: 65-77
  Google Scholar
• 65. Krasteva M., Kehren J., Ducluzeau M.T., Sayag M., Dupuis M.,Kanitakis J., Nicolas J.F.: Contact dermatitis II. Clinical aspects anddiagnosis. Eur. J. Dermatol., 1999; 9: 144-160
  Google Scholar
• 66. Krasteva M., Kehren J., Horand F., Akiba H., Choquet G., DucluzeauM.T., Tédone R., Garrigue J.L., Kaiserlian D., Nicolas J.F.:Dual role of dendritic cells in the induction and down-regulationof antigen-specific cutaneous inflammation. J. Immunol., 1998; 160:1181-1190
  Google Scholar
• 67. Krause I., Blank M., Shoenfeld Y.: Immunomodulation of experimentalautoimmune diseases via oral tolerance. Crit. Rev. Immunol.,2000; 20: 1-16
  Google Scholar
• 68. Kripke M.L., Munn C.G., Jeevan A., Tang J.M., Bucana C.: Evidencethat cutaneous antigen-presenting cells migrate to regional lymphnodes during contact sensitization. J. Immunol., 1990; 145: 2833-2838
  Google Scholar
• 69. Lappin M.B., Kimber I., Norval M.: The role of dendritic cellsin cutaneous immunity. Arch. Dermatol. Res., 1996; 288: 109-121
  Google Scholar
• 70. Lepoittevin J.P., Leblond I.: Hapten-peptide-T cell receptor interactions:molecular basis for the recognition of haptens by T lymphocytes.Eur. J. Dermatol., 1997; 7: 151-154
  Google Scholar
• 71. Lobo F., Zając K., Majewska M., Zemelka M., Szczepanik M.: Epicutaneousimmunization with protein antigen protects from collageninduced arthritis. J. Immunol., 2006; 176: 115.13
  Google Scholar
• 72. Majewska M., Zając K., Kubera M., Bryniarski K., Ptak M., BastaKaimA., Książek L., Ptak W., Lasoń W., Szczepanik M.: Effect of ovoalbuminon the survival of an H-Y incompatible skin graft in C57BL/6mice. Pharmacol. Rep., 2006; 58: 439-442
  Google Scholar
• 73. Majewska M., Zając K., Srebro Z., Sura P., Książek L., ZemelkaM., Szczepanik M.: Epicutaneous immunization with myelin basicprotein protects from the experimental autoimmune encephalomyelitis.Pharmacol. Rep., 2007; 59: 74-79
  Google Scholar
• 74. Majewska M., Zając K., Srebro Z., Sura P., Książek L., ZemelkaM., Szczepanik M.: Epicutanepus (EC) immunization with myelinbasic protein (MBP) protects from the experimental autoimmuneencephalomyelitis. Eur. J. Immunol., 2008; 33 (Suppl.1): 2.98
  Google Scholar
• 75. Majewska-Szczepanik M., Zemelka-Wiącek M., Ptak W., Wen L.,Szczepanik M.: Epicutaneous immunization with DNP-BSA inducesCD4(+) CD25(+) Treg cells that inhibit Tc1-mediated CS. Immunol.Cell. Biol., 2012, 90: 784-795
  Google Scholar
• 76. Martin S., Lappin M.B., Kohler J., Delattre V., Leicht C., PreckelT., Simon J.C., Weltzien H.U.: Peptide immunization indicates thatCD8+ T cells are the dominant effector cells in trinitrophenylspecificcontact hypersensitivity. J. Invest. Dermatol., 2000; 115:260-266
  Google Scholar
• 77. Martin S.F.: T lymphocyte-mediated immune responses to chemicalhaptens and metal ions: implications for allergic and autoimmunedisease. Int. Arch. Allergy Immunol., 2004; 134: 186-198
  Google Scholar
• 78. Martin S.F., Dudda J.C., Bachtanian E., Lembo A., Liller S., Dürr C.,Heimesaat M.M., Bereswill S., Fejer G., Vassileva R., Jakob T., FreudenbergN., Termeer C.C., Johner C., Galanos C., Freudenberg M.A.:Toll-like receptor and IL-12 signaling control susceptibility to contacthypersensitivity. J. Exp. Med., 2008; 205: 2151-2162
  Google Scholar
• 79. McHale J.F., Harari O.A., Marshall D., Haskard D.O.: Vascularendothelial cell expression of ICAM-1 and VCAM-1 at the onset ofeliciting contact hypersensitivity in mice: evidence for a dominantrole of TNF-α. J. Immunol., 1999; 162: 1648-1655
  Google Scholar
• 80. Min S.Y., Park K.S., Cho M.L., Kang J.W., Cho Y.G., Hwang S.Y.,Park M.J., Yoon C.H., Min J.K., Lee S.H., Park S.H., Kim H.Y.: Antigeninduced,tolerogenic CD11c+,Cd11b+ dendritic cells are abundantin Peyer’s patches during the induction of oral tolerance to typeII collagen and suppress experimental collagen-induced arthritis.Arthritis Rheum., 2006; 54: 887-898
  Google Scholar
• 81. Mosmann T.R., Coffman R.L.: TH1 and TH2 cells: Different patternsof lymphokine secretion lead to different functional properties.Annu. Rev. Immunol., 1989; 7: 145-173
  Google Scholar
• 82. Moulon C., Wild D., Dormoy A., Weltzien H.U.: MHC-dependentand –independent activation of human nickel-specific CD8+ cytotoxicT cells from allergic donors. J. Invest. Dermatol., 1998; 111: 360-366
  Google Scholar
• 83. Nakamura K., Aizawa M.: Studies on the genetic control of picrylchloride contact hypersensitivity reaction in inbred rats. Transplant.Proc., 1981; 13: 1400-1403
  Google Scholar
• 84. O’Leary J.G., Goodarzi M., Drayton D.L., von Andrian U.H.: T-celland B cell-independent adaptive immunity mediated by naturalkiller cells. Nat. Immunol., 2006; 7: 507-516
  Google Scholar
• 85. Ptak W., Askenase P.W.: γδ cells assist αβ T cells in adoptivetransfer of contact sensitivity. J. Immunol., 1992; 149: 3503-3508
  Google Scholar
• 86. Ptak W., Szczepanik M., Bryniarski K., Tutaj M., Ptak M.: Epicutaneousapplication of protein antigens incorporated into cosmeticcream induces antigen-nonspecific unresponsiveness in mice andaffects the cell-mediated immune responses. Int. Arch. Allergy Immunol.,2002; 128: 8-14
  Google Scholar
• 87. Riemann H., Schwarz A., Grabbe S., Aragane Y., Luger T.A., WysockaM., Kubin M., Trinchieri G., Schwarz T.: Neutralization of IL-12 in vivo prevents induction of contact hypersensitivity and induceshapten-specific tolerance. J. Immunol., 1996; 156: 1799-1803
  Google Scholar
• 88. Ring S., Karakhanova S., Johnson T., Enk A.H., Mahnke K.: Gapjunction between regulatory T cells and dendritic cells prevent sensitizationof CD8+ T cells. J. Allergy Clin. Immunol., 2010; 125: 237-246
  Google Scholar
• 89. Ring S., Oliver S.J., Cronstein B.N., Enk A.H., Mahnke K.:CD4+CD25+ regulatory T cells suppress contact hypersensitivity reactionthrough a CD39, adenosine-dependent mechanism. J. AllergyClin. Immunol., 2009; 123: 1287-1296
  Google Scholar
• 90. Ring S., Schäfer S.C., Mahnke K., Lehr H.A., Enk A.H.: CD4+CD25+regulatory T cells suppress contact hypersensitivity reactionsby blocking influx of effector T cells into inflamed tissue. Eur. J.Immunol., 2006; 36: 2981-2992
  Google Scholar
• 91. Robert C., Kupper T.S.: Inflammatory skin diseases, T cells, andimmune surveillance. N. Engl. J. Med., 1999; 341: 1817-1828
  Google Scholar
• 92. Rock K.L.: A new foreign policy: MHC class I molecules monitorthe outside world. Immunol. Today, 1996; 17: 131-137
  Google Scholar
• 93. Saint-Mezard P., Berard F., Dubois B., Kaiserlian D., Nicolas J.F.:The role of CD4+ and CD8+ T cells in contact hypersensitivity andallergic contact dermatitis. Eur. J. Dermatol., 2004; 14: 131-138
  Google Scholar
• 94. Saint-Mezard P., Chavagnac C., Vocanson M., Kehren J., RozièresA., Bosset S., Ionescu M., Dubois B., Kaiserlian D., Nocolas J.F., BerardF.: Deficient contact hypersensitivity reaction in CD4-/ – mice is becauseof impaired hapten-specific CD8+ T cell functions. J. Invest.Dermatol., 2005; 124: 562-569
  Google Scholar
• 95. Saint-Mezard P., Krasteva M., Chavagnac C., Bosset S., Akiba H.,Kehren J., Kanitakis J., Kaiserlian D., Nicolas J.F., Berard F.: Afferentand efferent phases of allergic contact dermatitis (ACD) can be inducedafter a single skin contact with haptens: evidence using a mousemodel of primary ACD. J. Invest. Dermatol., 2003; 120: 641-647
  Google Scholar
• 96. Saint-Mezard P., Rosieres A., Krasteva M., Berard F., Dubois B.,Kaiserlian D., Nicolas J.F.: Allergic contact dermatitis. Eur. J. Dermatol.,2004; 14: 284-295
  Google Scholar
• 97. Sallusto F., Lenig D., Förster R., Lipp M., Lanzavecchia A.: Twosubsets of memory T lymphocytes with distinct homing potentialsand effector function. Nature, 1999; 401: 708-712
  Google Scholar
• 98. Saloga J., Knop J., Kolde G.: Ultrastructural cytochemical visualizationof chromium in the skin of sensitized guinea pigs. Arch.Dermatol. Res., 1988; 280: 214-219
  Google Scholar
• 99. Sinigaglia F.: The molecular basis of metal recognition by T cells.J. Invest. Dermatol., 1994; 102: 398-401
  Google Scholar
• 100. Staines N.A., Derry C.J., Marinova-Mutafchieva L., Ali N., DaviesD.H., Murphy J.J.: Constraints on the efficacy of mucosal tolerance intreatment of human and animal arthritis diseases. Ann. N. Y. Acad.Sci., 2004; 1029: 250-259
  Google Scholar
• 101. Stern R., Kogan G., Jedrzejas M.J., Soltes L.: The many ways tocleave hyaluronan. Biotechnol. Adv., 2007: 25: 537-557
  Google Scholar
• 102. Stoitzner P., Pfaller K., Stössel H., Romani N.: A close-up viewof migrating Langerhans cells in the skin. J. Invest. Dermatol., 2002;118: 117-125
  Google Scholar
• 103. Szczepanik M.: Regulation of contact hypersensitivity responsesby different populations of T suppressor cells. Skin induced toleranceand its clinical implications. Recent Res. Devel. Immunol.,2002; 4: 641-667
  Google Scholar
• 104. Szczepanik M.: Skin induces tolerance and it’s clinical implications.Mod. Asp. Immunobiol., 2002; 2: 265-268
  Google Scholar
• 105. Szczepanik M.: Skin-induced tolerance and its reversal by Toll–like receptor ligands. Arch. Immunol. Ther. Exp., 2007; 55: 161-172
  Google Scholar
• 106. Szczepanik M., Bryniarski K., Tutaj M., Ptak M., SkrzeczyńskaJ., Askenase P.W., Ptak W.: Epicutaneous immunization induces αβTcellreceptor CD4 CD8 double-positive non-specific suppressor T cellsthat inhibit contact sensitivity via transforming growth factor-beta.Immunology, 2005; 115: 42-54
  Google Scholar
• 107. Szczepanik M., Tutaj M., Bryniarski K., Dittel B.N.: Epicutaneouslyinduced TGF-β-dependent tolerance inhibits experimental autoimmuneencephalomyelitis. J. Neuroimmunol., 2005; 164: 105-114
  Google Scholar
• 108. Takeyoshi M., Lida K., Suzuki K., Yamazaki S.: Skin sensitizationpotency of isoeugenol and its dimers evaluated by a non-radioisotopicmodification of the local lymph node assay and guinea pigmaximization test. J. Appl. Toxicol., 2008; 28: 530-534
  Google Scholar
• 109. Toussirot E.A.: Oral tolerance in the treatment of rheumatoidarthritis. Curr. Drug Targets Inflamm. Allergy, 2002; 1: 45-52
  Google Scholar
• 110. Trautmann A., Akdis M., Kleemann D., Altznauer F., Simon H.U.,Graeve T., Noll M., Bröcker E.B., Blaser K., Akdis C.A.: T cell-mediatedFas-induced keratinocyte apoptosis plays a key pathogenetic role ineczematous dermatitis. J. Clin. Invest., 2000; 106: 25-35
  Google Scholar
• 111. Trial J.: Adoptive transfer of early and late delayed-type hypersensitivityreactions mediated by human T cells. Reg. Immunol.,1989; 2: 14-21
  Google Scholar
• 112. Trial J.: Cooperation between early acting delayed-type hypersensitivityT-cells and cultured effector cells in tumor rejection.Cancer Res., 1988; 48: 5922-5926
  Google Scholar
• 113. Tsuji R.F., Geba G.P., Wang Y., Kawamoto K., Matis L.A., AskenaseP.W.: Required early complement activation in contact sensitivitywith generation of local C5-dependent chemotactic activity and lateT cell interferon γ: a possible initiating role of B cell. J. Exp. Med.,1997; 186: 1015-1026
  Google Scholar
• 114. Tsuji R.F., Kawikova I., Ramabhadran R., Akahira-Azuma M.,Taub D., Hugli T.E, Gerard C., Askenase P.W.: Early local generation ofC5a initiates the elicitation of contact sensitivity by leading to earlyT cell recruitment. J. Immunol., 2000; 165: 1588-1598
  Google Scholar
• 115. Tsuji R.F., Kikuchi M., Askenase P.W.: Possible involvement ofC5/C5a in the efferent and elicitation phases of contact sensitivity.J. Immunol., 1996; 156: 4444-4450
  Google Scholar
• 116. Tsuji R.F., Szczepanik M., Kawikova I., Paliwal V., CamposR.A., Itakura A., Akahira-Azuma M., Baumgarth N., HerzenbergL.A., Askenase P.W.: B cell-dependent T cell responses: IgM antibodiesare required to elicit contact sensitivity. J. Exp. Med., 2002;196: 1277-1290
  Google Scholar
• 117. Tutaj M., Szczepanik M.: Epicutaneous (EC) immunization withmyelin basic protein (MBP) induces TCRαβ+ CD4+ CD8+ double positivesuppressor cells that protect from experimental autoimmuneencephalomyelitis (EAE). J. Autoimmunol., 2007; 28: 208-215
  Google Scholar
• 118. Van Beelen A.J., Teunissen M.B., Kapsenberg M.L., Jong E.C.:Interleukin-17 in inflammatory skin disorders. Curr. Opin. AllergyClin. Immunol., 2007; 7: 374-381
  Google Scholar
• 119. Van Hoogstraten I.M., Boden D., von Blomberg M.E., Kraal G.,Scheper R.J.: Persistent immune tolerance to nickel and chromiumby oral administration prior to cutaneous sensitization. J. Invest.Dermatol., 1992; 99: 608-616
  Google Scholar
• 120. Van Hoogstraten I.M., Boos C., Boden D., von Blomberg M.E.,Scheper R.J.: Oral induction of tolerance to nickel sensitization inmice. J. Invest. Dermatol., 1993; 101: 26-31
  Google Scholar
• 121. Van Loveren H., Askenase P.W.: Delayed-type hypersensitivityis mediated by a sequence of two different T cell activities. J. Immunol.,1984; 133: 2397-2401
  Google Scholar
• 122. Vocanson M., Rozieres A., Hennino A., Poyet G., Gaillard V.,Renaudineau S., Achachi A., Benetiere J., Kaiserlian D., Dubois B.,Nicolas J.F.: Inducible costimulator (ICOS) is a marker for highlysuppressive antigen-specific T cells sharing features of Th17/Th1and regulatory T cells. J. Allergy Clin. Immunol., 2010; 126: 280-288
  Google Scholar
• 123. Wagner L., Yang O.O., Garcia-Zepeda E.A., Ge Y., Kalams S.A.,Walker B.D., Pasternack M.S., Luster A.D.: Beta-chemokines are reeased from HIV-1-specific cytolytic T-cell granules complexed toproteoglycans. Nature, 1998; 391: 908-911
  Google Scholar
• 124. Wang B., Esche C., Mamelak A., Freed I., Watanabe H., SauderD.N.: Cytokine knockouts in contact hypersensitivity research. CytokineGrowth Factor Rev., 2003; 14: 381-389
  Google Scholar
• 125. Wang B., Fujisawa H., Zhuang L., Freed I., Howell B.G., ShahidS., Shivji G.M., Mak T.W., Sauder D.N.: CD4+ Th1 and CD8+ type 1cytotoxic T cells both play a crucial role in the full development ofcontact hypersensitivity. J. Immunol., 2000; 165: 6783-6790
  Google Scholar
• 126. Wang B., Fujisawa H., Zhuang L., Kondo S., Shivji G.M., KimC.S., Mak T.W., Sauder D.N.: Depressed Langerhans cell migrationand reduced contact hypersensitivity response in mice lacking TNFreceptor p75. J. Immunol., 1997; 159: 6148-6155
  Google Scholar
• 127. Wang L.F., Wu J.T., Sun C.C.: Local but not systemic administrationof IFN-gamma during the sensitization phase of protein antigenimmunization suppress Th2 development in a murine modelof atopic dermatitis. Cytokine, 2002; 19: 147-152
  Google Scholar
• 128. Watanabe H., Unger M., Tuvel B., Wang B., Sauder D.N.: Contacthypersensitivity: the mechanism of immune responses and T cellbalance. J. Interferon Cytokine Res., 2002; 22: 407-412
  Google Scholar
• 129. Weber F.C., Esser P.R., Müller T., Ganesan J., Pellegatti P., SimonM.M., Zeiser R., Idzko M., Jakob T., Martin S.F.: Lack of the purinergicreceptor P2X7 results in resistance to contact hypersensitivity.J. Exp. Med., 2010: 207: 2609-2619
  Google Scholar
• 130. Weiner H.L.: Oral tolerance, an active immunologic processmediated by multiple mechanisms. J. Clin. Invest., 2000; 106: 935-937
  Google Scholar
• 131. Weiner H.L.: Oral tolerance: immune mechanisms and thegeneration of Th3-type TGF-β-secreting regulatory cells. MicrobesInfect., 2001; 3: 947-954
  Google Scholar
• 132. Weiner H.L., Friedman A., Miller A., Khoury S.J., Al-Sabbagh A.,Santos L., Sayegh M., Nussenblatt R.B., Trentham D.E., Hafler D.A.:Oral tolerance: immunologic mechanisms and treatment of animaland human organ-specific autoimmune diseases by oral administrationof autoantigens. Annu. Rev. Immunol., 1994; 12: 809-837
  Google Scholar
• 133. Weltzien H.U., Moulon C., Martin S., Padovan E., Hartmann U.,Kohler J.: T cell immune response to haptens. Structural models forallergic and autoimmune reactions. Toxicology, 1996; 107: 141-151
  Google Scholar
• 134. Xiao B.G., Link H.: Mucosal tolerance: a two-edged sword toprevent and treat autoimmune diseases. Clin. Immunol. Immuopathol.,1997; 85: 119-128
  Google Scholar
• 135. Xu H., Banerjee A., Dilulio N.A., Fairchild R.L.: Development ofeffector CD8+ T cells in contact hypersensitivity occurs independentlyof CD4+ T cells. J. Immunol., 1997; 158: 4721-4728
  Google Scholar
• 136. Xu H., Dilulio N.A., Fairchild R.L.: T cell populations primedby hapten sensitization on contact sensitivity are distinguishedby  polarized patterns of cytokine production: interferon-γ-producing (Tc1) effector CD8+ T cells and interleukin (IL) 4/IL-10–producing (Th2) negative regulatory CD4+ T cells. J. Exp. Med., 1996;183: 1001-1012
  Google Scholar
• 137. Zając K., Stochmal E., Szczepanik M.: Epicutaneous immunizationwith collagen protects from the development of collageninduced arthritis (CIA). Eur. J. Immunol., 2008; 33 (Suppl. 1): 2.82
  Google Scholar
• 138. Zemelka M., Szczepanik M.: Epicutaneous (ec) immunizationwith DNP-coupled protein antigen suppresses Tc1 CD8+ mediatedcontact sensitivity in mice. Eur. J. Immunol., 2008; 33 (Suppl. 1): 6.96
  Google Scholar
• 139. Zemelka-Wiącek M., Majewska-Szczepanik M., Ptak W., SzczepanikM.: Epicutaneous immunization with protein antigen inducesantigen-non-specific suppression of CD8 T cell mediated contactsensitivity. Pharmacol. Rep., 2012; 64: 1497-1504
  Google Scholar

Pełna treść artykułu