Streszczenie

Kinaza białkowa aktywowana przez AMP (AMPK) jest konserwatywnym białkiem występującym we wszystkich organizmach eukariotycznych. AMPK bierze udział w regulacji metabolizmu li­pidów i glukozy, dlatego też enzym ten wydaje się jednym z głównych czynników odpowiedzial­nych za utrzymanie energetycznej homeostazy w organizmie. Aktywacja tego heterotrimerycz­nego białka prowadzi do zahamowania szlaków anabolicznych na korzyść procesów, w wyniku których powstaje ATP. AMPK może być aktywowana przez wzrost stężenia AMP w komórce, skurcz mięśnia szkieletowego, a także poprzez fosforylację przez nadrzędne kinazy. Aktywność AMPK jest także regulowana przez hormony i cytokiny, kwasy tłuszczowe, oraz reaktywne for­my tlenu. Również metformina, lek używany w terapii cukrzycy typu 2, powoduje pośrednio wzrost aktywności AMPK. W odpowiedzi na aktywację AMPK obserwowany jest większy wy­chwyt glukozy przez komórki mięśni szkieletowych oraz wzrost tempa utleniania kwasów tłusz­czowych w mitochondriach. Co ciekawe, zwiększony transport glukozy do mięśnia w wyniku ak­tywacji AMPK może się odbywać niezależnie od aktywacji szlaku insulinowego. Poznanie roli AMPK w regulacji metabolizmu mięśni szkieletowych budzi nadzieję na możliwość wykorzysta­nia swoistej aktywacji tego enzymu jako nowej strategii w leczeniu otyłości oraz cukrzycy typu 2 – schorzeń, których cechą charakterystyczną jest obniżona wrażliwość mięśni na insulinę. W pra­cy przedstawiono aktualny stan wiedzy dotyczącej fizjologicznej funkcji AMPK w mięśniu szkie­letowym oraz przedyskutowano potencjalną rolę tego białka w utrzymaniu homeostazy glukozy.

Słowa kluczowe:mięśnie szkieletowe • AMPK • kwasy tłuszczowe • glikogen • glukoza

Summary

AMP-activated protein kinase (AMPK) is a conserved, ubiquitously expressed eukaryotic enzy­me that is activated in response to increasing AMP level. Regulation of AMPK activity in skele­tal muscle is coordinated by contraction and phosphorylation by upstream kinases and a growing number of hormones and cytokines. Once activated, AMPK turns on catabolic, ATP-generating pathways, and turns off ATP-consuming metabolic processes such as biosynthesis and prolifera­tion. Activation of AMPK promotes glucose uptake and fatty acid oxidation, and enhances gly­cogen storage capacity in skeletal muscle. Interestingly, increased glucose uptake in response to AMPK activation may occur in an insulin-independent manner. It has been confirmed that AMPK is an indirect molecular target of the antidiabetic drug metformin, and it is postulated that AMPK may be responsible for health benefits of exercise. Understanding of AMPK involving molecular pathways that govern skeletal muscle metabolism is of special interest and offers a unique possi­bility to find new physiological and/or pharmacological strategies that can improve insulin sen­sitivity. Here we review present knowledge on the physiological function of AMPK in muscle, and highlight its potential role in glucose homeostasis regulation.

Key words:skeletal muscles • AMPK • fatty acids • glycogen • glucose

1. Wstęp

W 1973 r. po raz pierwszy opublikowano wyniki, które wy­kazały, że inhibicja aktywności dwóch enzymów zaangażo­wanych w metabolizm lipidów w wątrobie, tj. karboksylazy acetylo-CoA (acetyl-CoA carboxylase – ACC) oraz reduk­tazy 3-hydroksy-3-metyloglutarylo-koenzymu A, jest spo­wodowana działaniem jednego, tego samego enzymu [1,2]. W kolejnych latach, Hardie i wsp. wykazali, że aktywność tego enzymu modulowana jest w odpowiedzi na zmianę za­wartości wewnątrzkomórkowego AMP [61], stąd określo­no go mianem kinazy białkowej aktywowanej przez AMP (AMP-activated protein kinase – AMPK). Badania ostat­nich 20 lat wykazały, że AMPK jest enzymem eksprymo­wanym w większości tkanek zwierzęcych i bierze udział nie tylko w regulacji metabolizmu lipidów, ale także wpływa na syntezę białek, biogenezę mitochondriów, wrażliwość tkanek na insulinę i wychwyt glukozy, transkrypcję genów oraz reguluje łaknienie. Dziś kinaza AMPK jest często na­zywana centralnym enzymem regulującym metabolizm ko­mórki [82]. Co więcej, badania ostatnich lat wykazały, że aktywność AMPK jest regulowana nie tylko przez AMP, ale także przez inne nukleotydy, kinazy, kwasy tłuszczowe, cytokiny, insulinę oraz reaktywne formy tlenu.

W mięśniach szkieletowych obecność kinazy AMPK wy­kazano po raz pierwszy w 1995 r. [71]. Zwiększona jej ak­tywność wiąże się ze wzrostem tempa oksydacji kwasów tłuszczowych oraz zwiększonym wychwytem i utylizacją glukozy w mięśniach. Przypuszcza się, że wzrost utyliza­cji substratów energetycznych podczas wysiłku fizycznego, jest także związany z aktywacją kinazy AMPK. Najnowsze badania wykazały, że AMPK jest regulatorem wychwytu glukozy przez mięśnie szkieletowe i może mieć znacze­nie w patogenezie insulinooporności. W pracy przedsta­wiliśmy najnowsze dane dotyczące roli AMPK w regula­cji metabolizmu mięśnia szkieletowego oraz omówiliśmy mechanizmy regulacji aktywności tego enzymu.

2. Czynniki regulujące aktywność AMPK

Kinaza AMPK jest białkiem o strukturze heterotrimerycz­nej złożonej z jednej podjednostki katalitycznej (α) oraz dwóch podjednostek regulatorowych niezbędnych do sta­bilności i swoistości substratowej (β oraz γ). Podjednostka β zawiera także konserwatywną domenę wiążącą glikogen [40]. Dotychczas, w komórkach ssaków zidentyfikowa­no kilka izoform poszczególnych podjednostek, będących produktami odrębnych genów. Wyróżniono: dwie izofor­my podjednostki α (α1, α2), dwie izoformy podjednost­ki β (β1, β2) oraz 3 izoformy podjednostki γ (γ1, γ2, γ3) [80]. Ekspresję podjednostek α1, β1 oraz γ1 stwierdzo­no we wszystkich rodzajach tkanek. Ekspresja podjedno­stek α2, β2 oraz γ3 jest największa w mięśniach szkieleto­wych [67]. Co więcej, badania Barnesa i wsp. wykazały, że podjednostka γ3 jest eksprymowana głównie w mięśniach charakteryzujących się metabolizmem glikolitycznym (np. prostownik długi palców), natomiast w mięśniu charakte­ryzującym się metabolizmem oksydacyjnym (np. w mię­śniu płaszczkowatym) jej ekspresja jest bardzo mała [4]. Różnice funkcjonalne poszczególnych izoform podjedno­stek AMPK są w dalszym ciągu słabo poznane.

2.1. Nukleotydy

Jednostką regulatorową kinazy AMPK jest podjednostka g mająca trzy miejsca wiązania AMP. W stanie nieaktyw­nym do podjednostki g przyłączona jest jedna cząsteczka AMP [84] (ryc. 1). Dwie cząsteczki AMP wiązane są od­wracalnie w obrębie czterokrotnie powtórzonej sekwencji tandemowej składającej się z 60 reszt aminokwasowych (zwanej motywem CBS), natomiast w trzecim miejscu AMP wiązane jest na stałe [84]. Sekwencje stanowiące motyw CBS oddziałują w parach tworząc dwie domeny wiążące po jednej cząsteczce nukleotydu (tzw. domeny Batemana) [60]. Scott i wsp. wykazali również, że dome­ny Batemana charakteryzują się wysokim stopniem ko­operatywności w wiązaniu AMP. Autorzy ci sugerują, że drugie miejsce wiązania jest niedostępne dla AMP zanim nie nastąpi przyłączenie nukleotydu do pierwszego miej­sca wiązania [60]. Wydaje się, że mechanizm ten pozwala na szybką regulację aktywności AMPK w odpowiedzi na nawet najmniejsze zmiany w zawartości AMP w komórce, dzięki czemu dochodzi do zmian konformacyjnych w ob­rębie podjednostki γ, a co za tym idzie, do allosterycznej aktywacji enzymu, która umożliwia fosforylację tyrozyny w pozycji 172 w podjednostce α (ryc. 1). Jest to proces bardzo istotny, gdyż przyłączenie trzech cząsteczek AMP do podjednostki γ AMPK powoduje pięciokrotny wzrost aktywności enzymu, natomiast przyłączenie grupy fosfo­ranowej do tyrozyny 172 podjednostki α powoduje nawet stukrotny wzrost aktywności enzymu [66]. Dodatkowo, związanie AMP przez podjednostkę γ uniemożliwia de­fosforylację, a tym samym inhibicję aktywności AMPK przez fosfatazy [58]. Ten trójstopniowy sposób regulacji aktywności enzymu pozwala na szybką reakcję w odpo­wiedzi na nawet niewielkie zmiany stanu energetycznego komórki, którego wskaźnikiem jest stosunek zawartości AMP do ATP (AMP/ATP).

Ryc. 1. Mechanizm regulacji aktywności AMPK. Przyłączenie trzech cząsteczek AMP do podjednostki γΑMPK powoduje pięciokrotny wzrost aktywności enzymu. Aktywność AMPK regulowana jest także poprzez fosforylację przez kinazy nadrzędne podjednostki α w pozycji tyrozyny 172. Fosforylacja podjednostki α prowadzi do stukrotnego wzrostu aktywności enzymu; AMPK – kinaza białkowa aktywowana przez AMP; α, β, γ – podjednostki AMPK; LKB1 – kinaza treoninowo-serynowa LKB1; CaMKK – kinaza kinazy zależnej od kalmoduliny/Ca²⁺

Zahamowanie wytwarzania ATP bądź wzmożone jego zu­życie w wyniku działania stresu metabolicznego skutku­je wzrostem zawartości ADP w stosunku do ATP w ko­mórce. Jest to potęgowane aktywacją kinazy adenylanowej przekształcającej dwie cząsteczki ADP do AMP i ATP, dzięki czemu wielokrotnie wzrasta wartość współczynni­ka AMP/ATP w komórce. Wykazano, że skurcz mięśnia szkieletowego na skutek wysiłku fizycznego, powoduje m.in. wzrost zawartości wewnątrzkomórkowego AMP oraz zmianę stosunku AMP/ATP, a przez to zwiększenie stop­nia fosforylacji oraz aktywności AMPK [35,78,83]. Corton i wsp. wykazali, że pod wpływem działania trucizn hamu­jących wytwarzanie ATP, takich jak arszenik czy oligomy­cyna, dochodzi do aktywacji AMPK także z powodu zmia­ny zawartości AMP w stosunku do ATP [13].

Badania przeprowadzone z użyciem rekombinowanego biał­ka AMPK wykazały, że NADH oraz βNAD także regulują aktywność AMPK, przy czym obecność NADH prowadzi do inhibicji, a βNAD powoduje aktywację enzymu [52]. Wykazano przy tym, że βNAD jest znacznie słabszym ak­tywatorem AMPK w porównaniu z AMP. Nie wiadomo jednak czy NADH i βNAD regulują aktywność AMPK bezpośrednio, czy też wpływają na aktywność nadrzęd­nych kinaz i fosfataz wpływających na aktywność enzymu.

2.2. Kinazy

Wyniki uzyskane przez badaczy w wielu laboratoriach wskazują, że regulacja aktywności AMPK w odpowiedzi na zmiany statusu energetycznego komórki jest zależna od kinazy treoninowo-serynowej LKB1 [83]. Wykazano, że nokaut genu LKB1 u myszy powoduje wyraźny spadek aktywności podjednostek α1 i α2 AMPK, przy jednocze­snym wzroście zawartości komórkowego AMP w stosun­ku do ATP [35]. Dalsze badania wykazały, że zahamowa­nie ekspresji genu kodującego LKB1 swoiście w mięśniach szkieletowych powoduje istotny spadek aktywności pod­jednostki α1 AMPK, nie wpływa jednak na aktywność podjednostki α2 [35]. Dlatego też rola kinazy LKB1, jako głównego regulatora aktywności katalitycznej jednostki α2 w mięśniach szkieletowych wymaga dalszych badań.

Innym enzymem fosforylującym tyrozynę 172 w cząstecz­ce AMPK, zarówno w warunkach in vitro [25], jak i in vivo [81], jest kinaza kinazy zależnej od kalmoduliny/Ca²⁺ (calmodulin-dependent protein kinase kinase – CaMKK), która jest aktywowana poprzez wzrost wewnątrzkomórko­wego stężenia Ca²⁺. Wykazano, że nadekspresja konstytu­tywnie aktywnej postaci CaMKK w mięśniach szkieleto­wych powoduje znaczący wzrost aktywności podjednostek a AMPK [81]. Jensen i wsp. stwierdzili istotne zahamo­wanie aktywności AMPK po inkubacji mięśni szkieleto­wych ze swoistym inhibitorem CaMKK, tj. STO-609 [31]. Natomiast inkubacja z inhibitorem STO-609 mysich mięśni szkieletowych stymulowanych do aktywności skurczowej nie obniżyła fosforylacji AMPK w pozycji tyrozyny 172, a co za tym idzie aktywności enzymu [81]. Wskazuje to na istnienie niezależnych mechanizmów aktywacji AMPK przez CaMKK oraz skurczu mięśnia.

2.3. Kwasy tłuszczowe

Ważnym czynnikiem wpływającym na aktywność AMPK są kwasy tłuszczowe. Watt i wsp. zaobserwowali aktywa­cję AMPK pod wpływem działania kwasu palmitynowe­go w miocytach L6, przy czym było to niezależne od za­wartości AMP [77]. Konsekwentnie, inkubacja miocytów L6 z kwasem palmitynowym lub linolowym prowadziła do zwiększonego utleniania kwasów tłuszczowych w mi­tochondriach [77]. Także Pimenta i wsp. wykazali, stosu­jąc ten sam model doświadczalny, że wzrost stężenia kwasu palmitynowego koreluje ze wzrostem fosforylacji i aktyw­ności AMPK [51]. Wang i wsp. stwierdzili natomiast, że 0,75% kwas α-liponowy podawany z wodą przez jeden mie­siąc powoduje znaczący wzrost fosforylacji AMPK, a także wzrost ekspresji transportera glukozy 4 (glucose transporter 4 – GLUT4) oraz koaktywatora transkrypcyjnego czynnika PPARγ (peroxisome proliferator-activated receptor-gamma coactivator 1α – PGC-1α) w mięśniu myszy [74]. Jednak wzbogacenie diety w wielonienasycone kwasy tłuszczo­we typu n-3 nie zwiększa fosforylacji AMPK w mięśniach szkieletowych myszy po 14 dniach suplementacji [16].

Nasycone kwasy tłuszczowe, takie jak palmitynowy i ste­arynowy, są substratami dla desaturazy stearoilo-CoA (SCD), enzymu wprowadzającego jedno wiązanie po­dwójne między węglami w cząsteczce kwasu tłuszczowe­go. Prowadzi to do przekształcenia kwasów palmityno­wego i stearynowego do kwasu palmitooleinowego oraz oleinowego [57]. Mięśnie szkieletowe myszy ze znokau­towanym genem kodującym białko SCD1, wykazują pod­wyższoną aktywność AMPK powiązaną ze zwiększonym tempem utleniania kwasów tłuszczowych, a także charak­teryzują się zwiększoną wrażliwością na insulinę [15,16]. Jednak podwyższona ekspresja oraz aktywność SCD jest związana z obniżeniem fosforylacji AMPK, co wykaza­no w komórkach mięśniowych ludzi otyłych, opornych na insulinę [27]. Dalsze badania wykazały, że nadekspresja SCD1 w komórkach mięśniowych pochodzących od zdro­wych ludzi, powoduje zmniejszenie fosforylacji podjedno­stek α AMPK, a co za tym idzie prowadzi do spadku aktyw­ności AMPK oraz zmniejszenia tempa utleniania kwasów tłuszczowych w mitochondriach [27]. Wyniki te wskazują na istotną rolę SCD1 oraz/lub kwasów tłuszczowych me­tabolizowanych przez ten enzym w regulacji aktywności AMPK w mięśniach szkieletowych.

2.4. Cytokiny

Aktywność AMPK podlega również regulacji przez adipo­kiny, między innymi przez leptynę. Regulacja AMPK wyda­je się w tym przypadku procesem dwufazowym. Pierwszy etap, tzw. etap wczesny (do 30 min od podania leptyny) jest zależny od wzrostu zawartości AMP w stosunku do ATP w komórkach, natomiast w etapie drugim (dwie godziny po podaniu leptyny) aktywacja AMPK staje się zależna od fosforylacji przez nadrzędne kinazy [30]. Inną adipokiną aktywującą AMPK jest adiponektyna. Mechanizm aktywa­cji AMPK przez adiponektynę nie został jeszcze dokładnie poznany. Prawdopodobnie jest on związany ze wzrostem stężenia wewnątrzkomórkowego AMP i przebiega z akty­wacją receptora AdipoR1 i udziałem białka APPL1 [85]. Wiadomo, że adiponektyna aktywuje zarówno podjednostkę α1 jak i α2 AMPK, w odróżnieniu od leptyny, która wpływa wyłącznie na podjednostkę α2 [72]. Kolejną cytokiną regu­lującą AMPK jest rzęskowy czynnik neurotropowy, który aktywuje AMPK i zwiększa utlenianie kwasów tłuszczo­wych w mięśniach, także w tkankach z obniżoną wrażliwo­ścią na leptynę [75]. Aktywacja AMPK następuje także pod wpływem inkubacji mięśni szkieletowych z interleukiną 6 (IL-6) [49]. Prace przeprowadzone in vitro na mysich mio­cytach C2C12 dowodzą, że fosforylacja AMPK w przypad­ku krótkotrwałego podawania IL6 następuje pod wpływem kinazy LKB1 [49]. Długotrwałe podawanie IL-6 skutkuje jednak rozwojem oporności na insulinę [49].

Adipocytokiny mogą również hamować aktywność AMPK. Wykazano, że pod wpływem związania czynnika martwi­cy nowotworów a (tumor necrosis factor-α – TNFα) ze swoistym receptorem (TNFR) aktywowana jest fosfata­za białkowa 2C, która powoduje defosforylację AMPK, a w konsekwencji spadek aktywności tego enzymu prowa­dzący do zmniejszenia tempa utleniania kwasów tłuszczo­wych oraz zwiększoną akumulację lipidów w mięśniach szkieletowych [63].

2.5. Inne czynniki

Przeprowadzone w ostatnich latach badania wskazały na potencjalnie znaczącą rolę reaktywnych form tlenu (re­active oxygen species – ROS) w regulacji aktywności AMPK. ROS, jako produkt uboczny oddychania tleno­wego, wytwarzane są w sposób ciągły w mitochondriach. Wykazano, że wzrost ich wytwarzania, podobnie jak ak­tywacja AMPK, następuje w odpowiedzi na skurcz mięśni i wysiłek fizyczny [46]. W przypadku mięśnia prostowni­ka długiego palców wykazano, że zastosowanie antyok­sydantu – N-acetylo-L-cysteiny skutkowało 50% obniże­niem wywołanej przez aktywność skurczową fosforylacji AMPK [59]. Z kolei inkubacja mięśni szkieletowych z nad­tlenkiem wodoru spowodowała zależny od jego stężenia wzrost fosforylacji podjednostki a1 AMPK, a efekt ten został stłumiony poprzez działanie N-acetylo-L-cysteiny [68]. Wskazuje to na potencjalny związek między zawar­tością ROS a aktywnością AMPK, jednakże biochemicz­ne podłoże tych zmian jest nieznane.

Kolejnym czynnikiem potencjalnie regulującym aktywność AMPK jest apolipoproteina apoAI, wchodząca w skład li­poprotein o dużej gęstości (HDL), co wykazano w ekspe­rymentach z użyciem miocytów C2C12 [18]. Następnie stwierdzono, że w mięśniach myszy ze znokautowanym genem kodującym apoAI fosforylacja oraz aktywność AMPK są istotnie obniżone w porównaniu z grupą kon­trolną [24]. Autorzy obu wymienionych publikacji sugeru­ją, że HDL mogą odgrywać rolę w regulacji metabolizmu glukozy i lipidów za pośrednictwem AMPK.

Badania przeprowadzone przez Hormana i wsp. [26] wy­kazały, że istotnym czynnikiem wpływającym na aktyw­ność AMPK jest także insulina. Hormon ten poprzez akty­wację szlaku związanego z kinazą Akt hamuje aktywność AMPK. Kinaza Akt fosforyluje serynę 485 w podjedno­stce a1 oraz serynę 491 w podjednostce α2 AMPK, dzię­ki czemu uniemożliwia fosforylację tyrozyny 172 AMPK przez kinazę LKB1, co obniża aktywność enzymu [26].

3. Rola AMPK w regulacji metabolizmu kwasówtłuszczowych wmięśniach szkieletowych

Wysiłek fizyczny i aktywność skurczowa stymulują utyliza­cję kwasów tłuszczowych w mięśniach szkieletowych [8]. Istotną rolę w tym procesie odgrywa AMPK. Wykazano, iż egzogenna aktywacja AMPK przez AICAR (5-aminoimida­zole-4-carboxyamide ribonucleoside) prowadzi do zwięk­szonego wychwytu kwasów tłuszczowych przez wiele tka­nek, wliczając w to mięśnie szkieletowe [65]. Dotychczas przeprowadzone badania wykazały, że aktywacja AMPK, np. pod wpływem wysiłku fizycznego prowadzi do zwięk­szenia zawartości białka translokazy kwasów tłuszczowych (fatty acid translocase – FAT/CD36) w błonie komórkowej [7]. To z kolei zwiększa transport wolnych kwasów tłusz­czowych do mięśni, gdzie są one, w zależności od stanu fizjologicznego tkanki, utleniane lub magazynowane w po­staci triacylogliceroli. Istotną rolę w procesie translokacji FAT/CD36 do błony komórkowej pod wpływem AMPK może odgrywać podjednostka γ3 enzymu, ponieważ my­szy ze znokautowanym genem kodującym tę podjednost­kę charakteryzują się niską zawartością błonowej frakcji FAT/CD36 [39].

Istotnym enzymem biorącym udział zarówno w syntezie, jak i utlenianiu kwasów tłuszczowych, podlegającym regulacji przez AMPK, jest ACC [30]. Enzym ten katalizuje reakcję karboksylacji acetylo-CoA do malonylo-CoA. Dotychczas zidentyfikowano dwie izoformy ACC: α (ACC1; 265 kDa) oraz β (ACC2; 280 kDa). ACCβ, w odróżnieniu od ACCα, ma 146 dodatkowych aminokwasów na N-końcu, umożli­wiających jej umiejscowienie w zewnętrznej błonie mito­chondrium [5]. W mięśniach szkieletowych eksprymowane są obie postaci ACC, przy czym przeważa ekspresja ACCβ [11]. W wyniku fosforylacji ACC przez AMPK w pozycji seryny 79, enzym ten staje się nieaktywny, przez co ma­leje ilość wytwarzanego przez niego malonylo-CoA w ko­mórce, co z kolei aktywuje acylotransferazę karnitynową 1 (carnitine palmitylotransferase 1 – CPT1) oraz wzmaga transport kwasów tłuszczowych do mitochondrium, gdzie ulegają one utlenieniu (ryc. 2) [11]. Myszy ze znokauto­wanym genem ACCβ charakteryzują się obniżoną zawar­tością malonylo-CoA i zwiększonym tempem utleniania kwasów tłuszczowych w mięśniach [11]. Dodatkowo my­szy te, w przeciwieństwie do zwierząt kontrolnych, nie przybierają na wadze i pozostają wrażliwe na insulinę, mimo karmienia ich pokarmem z dużą zawartością tłusz­czu. Pomimo prawidłowej ekspresji ACCα, nie wykazano kompensacji obniżonej zawartości malonylo-CoA obserwo­wanej w mięśniach szkieletowych i sercu [11]. Wskazuje to, że ekspresja genu kodującego ACCβ jest podstawowa dla regulacji aktywności CPT1, a co za tym idzie tempa utleniania lipidów w tych tkankach. Jak już wspomniano, także myszy ze znokautowanym genem SCD1, charaktery­zują się podwyższoną fosforylacją AMPK, obniżoną fos­forylacją ACC, większą aktywnością CPT1, a co za tym idzie zwiększonym tempem utleniania kwasów tłuszczo­wych w mięśniach szkieletowych [11]. Przypuszcza się, że aktywacja szlaku zależnego od AMPK może być przyczy­ną podwyższonej wrażliwości na insulinę obserwowanej u myszy z nokautem genu SCD1.

Ryc. 2. Wpływ AMPK na tempo utleniania kwasów tłuszczowych w mitochondriach. AMPK fosforyluje ACC w pozycji seryny 79, przez co enzym ten staje się nieaktywny. Wskutek tego maleje ilość wytwarzanego przez ACC malonylo-CoA, co z kolei aktywuje CPT1 oraz wzmaga transport kwasów tłuszczowych do mitochondrium, gdzie ulegają one utlenieniu; AMPK – kinaza białkowa aktywowana przez AMP; ACC – karboksylaza acetylo-CoA, CPT1 – acetylotransferaza karnitynowa 1

Przeprowadzone badania wykazały także, że aktywacja AMPK przez AICAR przyspiesza biogenezę mitochon­driów [79]. Poza tym dowiedziono, że AMPK aktywuje czynniki transkrypcyjne odpowiedzialne za powstawanie elementów łańcucha oddechowego (tj. jądrowe czynni­ki oddechowe NRF1 i NRF2) oraz głównych koaktywa­torów dla tych czynników, m.in. PGC1 [6,28]. Wszystko to wpływa na intensyfikację utylizacji kwasów tłuszczo­wych w organizmie.

Istotnym elementem katabolizmu lipidów jest hydroliza triacylogliceroli, a uwolnione kwasy tłuszczowe są prze­kształcane do metabolitów lipidowych, tj. diacyloglice­roli, ceramidów i długołańcuchowych acylo-CoA, które pełnią istotne funkcje regulatorowe, m.in. aktywują ki­nazy oraz fosfatazy białkowe regulujące szlak insulino­wy. Enzymem odpowiedzialnym za ten proces jest lipa­za hormonowrażliwa (hormone-sensitive lipase – HSL), aktywowana poprzez fosforylację seryny 563 przez kina­zę białkową A (PKA) pod wpływem adrenaliny. AMPK również fosforyluje HSL, jednakże reakcja zachodzi na serynie 565, co uniemożliwia fosforylację i aktywację HSL przez PKA [53,76]. Potwierdzeniem tej tezy są wy­niki eksperymentów, w których wykazano, że zarówno podczas skurczu mięśnia, jak i w spoczynku, aktywność HSL jest zredukowana po zastosowaniu AICAR [62]. Aktywacja AMPK przez AICAR spowodowała także za­hamowanie szlaku PKA – HSL w badaniach in vitro wy­konanych na miocytach L6 [76]. Podobne spostrzeżenia przyniosły badania przeprowadzone z udziałem ludzi. Trwający 90 min wysiłek fizyczny, spowodował wzrost fosforylacji AMPK, co istotnie korelowało z zahamowa­niem aktywności HSL [53].

Jak już wspomniano, stymulujące działanie na utylizację kwasów tłuszczowych za pośrednictwem AMPK wywie­ra leptyna [54]. Długotrwałe podawanie leptyny powodu­je wzrost ekspresji podjednostek α2 i β2 AMPK w mię­śniach, a zjawisko to koreluje ze wzmożonym utlenianiem kwasów tłuszczowych oraz zmniejszoną lipogenezą [45,64]. Co ciekawe, opisane działanie leptyny jest wyraźne u osób o prawidłowej masie ciała, natomiast u osób otyłych nie stwierdzono aktywacji AMPK po podaniu leptyny [44]. Może to być związane z obniżoną wrażliwością na lepty­nę stwierdzoną w mięśniach ludzi otyłych.

4. Wpływ AMPK na regulację metabolizmu glikogenu

Zawartość glikogenu w komórkach mięśniowych jest od­zwierciedleniem dynamicznej równowagi między proce­sami syntezy i degradacji tego związku, w których pośred­niczą odpowiednio syntaza glikogenu (glycogen synthase – GS) i fosforylaza glikogenu (glycogen phosphorylase – GP) [48]. GS regulowana jest allosterycznie przez glukozo-6-fosforan oraz poprzez fosforylację i defosforylację [48]. Carling i Hardie wykazali w 1989 r., że także AMPK po­woduje inhibicję tego enzymu poprzez fosforylację sery­ny 7 w cząsteczce GS [10]. W kolejnych latach wykazano, że inkubacja wyizolowanych mysich mięśni szkieletowych z AICAR powoduje znaczny spadek aktywności GS [32]. Wydaje się natomiast, że AMPK odwrotnie wpływa na ak­tywność GP. Young i wsp. zauważyli wzrost aktywności GP pod wpływem fosforylacji katalizowanej przez AMPK [86]. Interesujące jest to, że aktywacja AMPK może pośred­nio prowadzić także do wzrostu aktywności GS. Badania przeprowadzone in vivo wykazały, że długotrwałe poda­wanie AICAR skutkuje aktywacją GS oraz wzrostem za­wartości glikogenu w mięśniach [3]. Było to związane ze zwiększonym poborem glukozy przez komórki, co pro­wadziło do wzrostu ilości glukozo-6-fosforanu, który ak­tywował GS niezależnie od fosforylacji przez AMPK [3]. Badania te wykazały, że o ile w warunkach podstawowych AMPK hamuje aktywność GS poprzez fosforylację seryny 7 enzymu, w sytuacji zwiększonego stężenia wewnątrzko­mórkowej glukozy, inhibicja ta może zostać zniesiona dzię­ki allosterycznej regulacji GS przez glukozo-6-fosforan.

5. Rola AMPK w regulacji metabolizmu glukozy wmięśniach szkieletowych

Mięśnie szkieletowe stanowią około 40% masy ciała. Są one odpowiedzialne za większą część (60-85%) zależne­go od insuliny wychwytu glukozy z osocza [47]. Stąd też tkanka ta jest w znacznej mierze odpowiedzialna za roz­wój insulinooporności, a określenie mechanizmów regula­cji dokomórkowego transportu glukozy w mięśniach stało się jednym z ważniejszych wyzwań współczesnych badań biomedycznych [47]. Przeprowadzone badania wykazały, że AMPK jest jednym z regulatorów metabolizmu glukozy w mięśniach szkieletowych. Aktywatory AMPK, takie jak AICAR czy metformina powodują zwiększenie wychwytu glukozy przez mięśnie, prawdopodobnie przez bezpośrednią aktywację translokacji glukotransportera 4 (GLUT4) z pę­cherzyków wewnątrzkomórkowych do błony komórkowej, i proces ten jest niezależny od insuliny [22,37]. Jorgensen i wsp. wykazali, że nokaut podjednostki α2 AMPK (ale nie α1), hamuje wychwyt glukozy, mimo egzogennej ak­tywacji AMPK przez AICAR [34]. Znaczące obniżenie wychwytu glukozy, mimo stymulacji AICAR, było rów­nież widoczne w przypadku mięśni szkieletowych myszy ze znokautowanym genem kodującym podjednostkę γ3 AMPK [4]. Dlatego też, podjednostka γ3 kinazy wydaje się najważniejsza dla niezależnego od insuliny wychwytu glukozy przez mięśnie. Ponadto konstytutywna nadekspre­sja AMPK jest czynnikiem wystarczającym do stymulacji transportu glukozy do mięśni szkieletowych [19]. Ostatnie doniesienia wskazują na istotne znaczenie białek TBC1D1 (Tre-2/Bub2/Cdc16 domain family, member 1 – TBC) oraz AS160, które regulują aktywność małych GTPaz z rodzi­ny Rab odpowiedzialnych za egzocytozę pęcherzyków zawierających GLUT4. Wykazano podwyższoną ekspre­sję TBC1D1 w mięśniach o metabolizmie glikolitycznym, a AS160 w mięśniach oksydacyjnych, co sugeruje ich tkan­kowo swoiste działanie [50]. W stanie aktywnym białka te utrzymują pęcherzyki zawierające GLUT4 w cytoplazmie, natomiast ich inhibicja przez fosforylację indukuje trans­lokację pęcherzyków do błony komórkowej [56]. AS16O ulega fosforylacji przez kinazę Akt w odpowiedzi na sty­mulację mięśni insuliną [9]. Wzrost fosforylacji AS160 obserwowano również w wyniku skurczu mięśnia szkie­letowego oraz inkubacji mięśni z AICAR, a fosforylacja ta była niezależna od aktywności kinazy Akt [81]. W wa­runkach in vitro wykazano, że pod wpływem stymulacji AICAR, AMPK fosforyluje bezpośrednio AS160 głów­nie na serynie 588, a w mniejszym stopniu na serynie 341 i treoninie 642, dzięki czemu wzmacniane jest przyłącza­nie do AS160 białka 14-3-3, a przez to zahamowanie ak­tywności AS160 [20]. Wykorzystując myszy ze znokau­towanym genem kodującym podjednostki α2 i γ3 AMPK, kilka grup badawczych wykazało istotnie obniżoną fosfo­rylację AS160 w mięśniach szkieletowych w odpowiedzi na podanie AICAR, ale nie na skurcz [36,69]. W przypad­ku TBC1D1 jego fosforylacja na serynie 237 przez AMPK, a nie przez Akt, promowało wiązanie białka 14-3-3, a co za tym idzie zahamowanie aktywności TBC1D w komór­kach miocytów L6 [12]. Przypuszcza się, że regulacja ak­tywności TBC1D1 i AS160 polega na połączeniu sygna­łów molekularnych pochodzących od szlaku insulinowego oraz od szlaku AMPK w celu osiągnięcia maksymalnej wydajności translokacji GLUT4 do błony.

Oprócz zwiększonej translokacji GLUT4 do błon, AMPK wzmaga również ekspresję tego białka. Ciągła stymula­cja mięśni szkieletowych przez AICAR powoduje wzrost transkrypcji GLUT4 w stopniu podobnym do wysiłku fi­zycznego [33]. W 2003 r. wykazano, iż przy jednorazo­wym intensywnym wysiłku fizycznym podjednostka α2 AMPK jest także obecna w jądrze komórkowym [41,43]. Dowiedziono, że AMPK poprzez jednoczesną fosforylację PGC1a oraz deacetylazy histonowej reguluje aktywność czynników jądrowych miocytów typu 2 (MEF2A i MEF2D) [38]. Następnie aktywacja tych czynników transkrypcyjnych skutkuje wzrostem ekspresji genu kodującego GLUT4 [38].

Ważnym czynnikiem wpływającym na zależny od AMPK transport glukozy do mięśni szkieletowych są cytokiny (w tym adipokiny wydzielane przez adipocyty). Dotychczas potwierdzono stymulujące działanie leptyny na transport glukozy do tkanek peryferyjnych poprzez podwyższenie ekspresji podjednostek α i β AMPK [42]. Zwiększony wy­chwyt glukozy skorelowany z podwyższoną fosforylacją AMPK wykazany został natomiast w ludzkich miocytach poddanych inkubacji z IL-6 [21]. Adiponektyna, hormon, którego stężenie jest znacznie obniżone u osób otyłych, również zwiększa transport glukozy do mięśni. W bada­niach przeprowadzonych na miocytach linii C2C12 wyka­zano, że zwiększony wychwyt glukozy stymulowany adi­ponektyną jest związany z aktywacją AMPK [23].

Badania przeprowadzone z udziałem osób ze zdiagno­zowaną opornością na insulinę wykazały, że wysiłek fi­zyczny jest czynnikiem w pewnym stopniu przywracają­cym wrażliwość tkanek peryferyjnych na ten hormon [14]. Nieznany jest mechanizm tego procesu, jednak możliwym wyjaśnieniem jest fosforylacja substratu receptora insulino­wego 1 (insulin receptor substrate 1 – IRS1) przez AMPK. Wykazano, że inkubacja mysich miocytów C2C12 z AICAR powoduje wzrost fosforylacji seryny 789 IRS1, a przez to wzrost aktywności szlaku insulinowego z udziałem kinazy 3-fosfatydyloinozytolu [29]. AMPK może poprawiać wraż­liwość na insulinę także poprzez hamowanie szlaku mo­lekularnego mTOR/kinazy S6. Białka mTOR/raptor/GbL zwane kompleksem mTOR (cel rapamycyny w komórkach ssaków, mammalian target of rapamycin) mają aktywność kinazy serynowo-treoninowej i zdolne są do fosforylacji tyrozyny 389 kinazy S6K1 [55]. Białko to zdolne jest do fosforylacji seryny 1101 IRS1, czego następstwem jest in­hibicja IRS1 i szlaku insulinowego [70]. Białka komplek­su mTOR aktywowane są przez nadmiar kwasów tłusz­czowych, glukozy oraz aminokwasów [73]. Uważa się, że aktywność szlaku angażującego kompleks mTOR może być główną przyczyną występowania oporności na insu­linę u osób otyłych. W przypadku miocytów C2C12 za­uważono, że aktywacja AMPK przez adiponektynę, skut­kowała zwiększoną wrażliwością na insulinę, a efekt ten skorelowany był z obniżeniem poziomu mTOR/S61K [73].

6. Wnioski i perspektywy

AMPK jest białkiem wpływającym na przebieg wielu ważnych procesów metabolicznych komórki. Poprzez re­gulację szlaków, takich jak transport glukozy i utlenianie kwasów tłuszczowych, enzym ten odgrywa istotną rolę w utrzymaniu homeostazy energetycznej organizmu. To, że aktywacja AMPK zwiększa tempo transportu glukozy do mięśni szkieletowych niezależnie od działania insuliny, budzi nadzieję na opracowanie skutecznego leczenia zabu­rzeń metabolicznych, w tym otyłości, oporności na insulinę oraz cukrzycy typu 2. Przeprowadzone badania wykazały, że stosowana od ponad 40 lat w leczeniu cukrzycy typu 2 metformina, poza aktywacją szlaku insulinowego, wzmaga także aktywność AMPK. Działanie metforminy na białka szlaku insulinowego słabnie jednak z czasem i do terapii trzeba włączać egzogennie podawaną insulinę. Duże na­dzieje na poprawę takiego stanu rzeczy wiąże się z tkan­kowoswoistą aktywacją AMPK. Dotychczas odkryto kil­ka substancji aktywujących AMPK, których zastosowanie w zwierzęcych modelach cukrzycy typu 2 przyniosło obie­cujące rezultaty. Wśród nich znalazły się naturalnie wy­stępujące w diecie alkaloidy i polifenole, a także związ­ki syntetyczne, np. analogi nukleotydów [87]. Uważa się, że idealnym podejściem byłoby opracowanie aktywatora właściwego dla izoformy AMPK zawierającej mięśniowo swoistą podjednostkę γ3. Specyficzna aktywacja AMPK w mięśniach może pozwolić na przywrócenie właściwe­go metabolizmu glukozy, mimo nieprawidłowo funkcjo­nującego szlaku insulinowego. Praktyczne wykorzystanie aktywatorów AMPK w leczeniu insulinooporności wy­maga jednak dokładnego poznania mechanizmu działania tego enzymu oraz określenia, czy specyficzna aktywacja AMPK będzie bezpieczna z punktu widzenia utrzymania homeostazy metabolicznej mięśnia.

PIŚMIENNICTWO

[1] Abu-Elheiga L., Brinkley W.R., Zhong L., Chirala S.S., Woldegiorgis G., Wakil S.J.: The subcellular localization of acetyl-CoA carboxylase 2. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2000; 97: 1444-1449
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[2] Abu-Elheiga L., Matzuk M.M., Abo-Hashema K.A., Wakil S.J.: Continuous fatty acid oxidation and reduced fat storage in mice lacking acetyl-CoA carboxylase 2. Science, 2001; 291: 2613-2616
[PubMed]  

[3] Aschenbach W.G., Hirshman M.F., Fujii N., Sakamoto K., Howlett K.F., Goodyear L.J.: Effect of AICAR treatment on glycogen metabolism in skeletal muscle. Diabetes, 2002; 51: 567-573
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[4] Barnes B.R., Marklund S., Steiler T.L., Walter M., Hjälm G., Amarger V., Mahlapuu M., Leng Y., Johansson C., Galuska D., Lindgren K., Abrink M., Stapleton D., Zierath J.R., Andersson L.: The 5′-AMP-activated protein kinase γ3 isoform has a key role in carbohydrate and lipid metabolism in glycolytic skeletal muscle. J. Biol. Chem., 2004; 279: 38441-38447
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[5] Beg Z.H., Allmann D.W., Gibson D.M.: Modulation of 3-hydroxy-3-methylglutaryl coenzyme A reductase activity with cAMP and with protein fractions of rat liver cytosol. Biochem. Biophys. Res. Commun., 1973; 54: 1362-1369
[PubMed]  

[6] Bergeron R., Ren J.M., Cadman K.S., Moore I.K., Perret P., Pypaert M., Young L.H., Semenkovich C.F., Shulman G.I.: Chronic activation of AMP kinase results in NRF-1 activation and mitochondrial biogenesis. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab., 2001; 281: E1340-E1346
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[7] Bonen A., Dyck D.J., Ibrahimi A., Abumrad N.A.: Muscle contractile activity increases fatty acid metabolism and transport and FAT/CD36. Am. J. Physiol., 1999; 276: E642-E649
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[8] Bonen A., Luiken J.J., Arumugam Y., Glatz J.F., Tandon N.N.: Acute regulation of fatty acid uptake involves the cellular redistribution of fatty acid translocase. J. Biol. Chem., 2000; 275: 14501-14508
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[9] Bruss M.D., Arias E.B., Lienhard G.E., Cartee G.D.: Increased phosphorylation of Akt substrate of 160 kDa (AS160) in rat skeletal muscle in response to insulin or contractile activity. Diabetes, 2005; 54: 41-50
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[10] Carling D., Hardie D.G.: The substrate and sequence specificity of the AMP-activated protein kinase. Phosphorylation of glycogen synthase and phosphorylase kinase. Biochim. Biophys. Acta, 1989; 1012: 81-86
[PubMed]  

[11] Carlson C.A., Kim K.H.: Regulation of hepatic acetyl coenzyme A carboxylase by phosphorylation and dephosphorylation. J. Biol. Chem., 1973; 248: 378-380
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[12] Chavez J.A., Roach W.G., Keller S.R., Lane W.S., Lienhard G.E.: Inhibition of GLUT4 translocation by Tbc1d1, a Rab GTPase-activating protein abundant in skeletal muscle, is partially relieved by AMP-activated protein kinase activation. J. Biol. Chem., 2008; 283: 9187-9195
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[13] Corton J.M., Gillespie J.G., Hardie D.G.: Role of the AMP-activated protein kinase in the cellular stress response. Curr. Biol., 1994; 4: 315-324
[PubMed]  

[14] Devlin J.T., Horton E.S.: Effects of prior high-intensity exercise on glucose metabolism in normal and insulin-resistant men. Diabetes, 1985; 34: 973-979
[PubMed]  

[15] Dobrzyń A., Dobrzyń P.: Stearoyl-CoA desaturase – a new player in skeletal muscle metabolism regulation. J. Physiol. Pharmacol., 2006; 57 (Suppl. 10): 31-42
[PubMed]  

[16] Dobrzyn A., Dobrzyn P., Miyazaki M., Ntambi J.M.: Polyunsaturated fatty acids do not activate AMP-activated protein kinase in mouse tissues. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2005; 332: 892-896
[PubMed]  

[17] Dobrzyn P., Dobrzyn A., Miyazaki M., Cohen P., Asilmaz E., Hardie D.G., Friedman J.M., Ntambi J.M.: Stearoyl-CoA desaturase 1 deficiency increases fatty acid oxidation by activating AMP-activated protein kinase in liver. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2004; 101: 6409-6414
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[18] Drew B.G., Fidge N.H., Gallon-Beaumier G., Kemp B.E., Kingwell B.A.: High-density lipoprotein and apolipoprotein AI increase endothelial NO synthase activity by protein association and multisite phosphorylation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2004; 101: 6999-7004
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[19] Fryer L.G., Parbu-Patel A., Carling D.: The Anti-diabetic drugs rosiglitazone and metformin stimulate AMP-activated protein kinase through distinct signaling pathways. J. Biol. Chem., 2002; 277: 25226-25232
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[20] Geraghty K.M., Chen S., Harthill J.E., Ibrahim A.F., Toth R., Morrice N.A., Vandermoere F., Moorhead G.B., Hardie D.G., MacKintosh C.: Regulation of multisite phosphorylation and 14-3-3 binding of AS160 in response to IGF-1, EGF, PMA and AICAR. Biochem. J., 2007; 407: 231-241
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[21] Glund S., Deshmukh A., Long Y.C., Moller T., Koistinen H.A., Caidahl K., Zierath J.R., Krook A.: Interleukin-6 directly increases glucose metabolism in resting human skeletal muscle. Diabetes, 2007; 56: 1630-1637
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[22] Goodyear L.J., Kahn B.B.: Exercise, glucose transport, and insulin sensitivity. Annu. Rev. Med., 1998; 49: 235-261
[PubMed]  

[23] Hada Y., Yamauchi T., Waki H., Tsuchida A., Hara K., Yago H., Miyazaki O., Ebinuma H., Kadowaki T.: Selective purification and characterization of adiponectin multimer species from human plasma. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2007; 356: 487-493
[PubMed]  

[24] Han R., Lai R., Ding Q., Wang Z., Luo X., Zhang Y., Cui G., He J., Liu W., Chen Y.: Apolipoprotein A-I stimulates AMP-activated protein kinase and improves glucose metabolism. Diabetologia, 2007; 50: 1960-1968
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[25] Hawley S.A., Selbert M.A., Goldstein E.G., Edelman A.M., Carling D., Hardie D.G.: 5′-AMP activates the AMP-activated protein kinase cascade, and Ca²⁺/calmodulin activates the calmodulin-dependent protein kinase I cascade, via three independent mechanisms. J. Biol. Chem., 1995; 270: 27186-27191
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[26] Horman S., Vertommen D., Heath R., Neumann D., Mouton V., Woods A., Schlattner U., Wallimann T., Carling D., Hue L., Rider M.H.: Insulin antagonizes ischemia-induced Thr172 phosphorylation of AMP-activated protein kinase α-subunits in heart via hierarchical phosphorylation of Ser485/491. J. Biol. Chem., 2006; 281: 5335-5340
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[27] Hulver M.W., Berggren J.R., Carper M.J., Miyazaki M., Ntambi J.M., Hoffman E.P., Thyfault J.P., Stevens R., Dohm G.L., Houmard J.A., Muoio D.M.: Elevated stearoyl-CoA desaturase-1 expression in skeletal muscle contributes to abnormal fatty acid partitioning in obese humans. Cell Metab., 2005; 2: 251-261
[PubMed]  

[28] Jäger S., Handschin C., St-Pierre J., Spiegelman B.M.: AMP-activated protein kinase (AMPK) action in skeletal muscle via direct phosphorylation of PGC-1α. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2007; 104: 12017-12022
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[29] Jakobsen S.N., Hardie D.G., Morrice N., Tornqvist H.E.: 5′-AMP-activated protein kinase phosphorylates IRS-1 on Ser-789 in mouse C2C12 myotubes in response to 5-aminoimidazole-4-carboxamide riboside. J. Biol. Chem., 2001; 276: 46912-46916
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[30] Janovská A., Hatzinikolas G., Staikopoulos V., McInerney J., Mano M., Wittert G.A.: AMPK and ACC phosphorylation: effect of leptin, muscle fibre type and obesity. Mol. Cell. Endocrinol., 2008; 284: 1-10
[PubMed]  

[31] Jensen T.E., Rose A.J., Jorgensen S.B., Brandt N., Schjerling P., Wojtaszewski J.F., Richter E.A.: Possible CaMKK-dependent regulation of AMPK phosphorylation and glucose uptake at the onset of mild tetanic skeletal muscle contraction. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab., 2007; 292: E1308-E1317
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[32] Jorgensen S.B., Nielsen J.N., Birk J.B., Olsen G.S., Viollet B., Andreelli F., Schjerling P., Vaulont S., Hardie D.G., Hansen B.F., Richter E.A., Wojtaszewski J.F.: The α2-5’AMP-activated protein kinase is a site 2 glycogen synthase kinase in skeletal muscle and is responsive to glucose loading. Diabetes, 2004; 53: 3074-3081
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[33] Jorgensen S.B., Treebak J.T., Viollet B., Schjerling P., Vaulont S., Wojtaszewski J.F., Richter E.A.: Role of AMPKα2 in basal, training-, and AICAR-induced GLUT4, hexokinase II, and mitochondrial protein expression in mouse muscle. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab., 2007; 292: E331-E339
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[34] Jorgensen S.B., Viollet B., Andreelli F., Frosig C., Birk J.B., Schjerling P., Vaulont S., Richter E.A., Wojtaszewski J.F.: Knockout of the α2 but not α1 5′-AMP-activated protein kinase isoform abolishes 5-aminoimidazole-4-carboxamide-1-β-4-ribofuranoside but not contraction-induced glucose uptake in skeletal muscle. J. Biol. Chem., 2004; 279: 1070-1079
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[35] Koh H.J., Arnolds D.E., Fujii N., Tran T.T., Rogers M.J., Jessen N., Li Y., Liew C.W., Ho R.C., Hirshman M.F., Kulkarni R.N., Kahn C.R., Goodyear L.J.: Skeletal muscle-selective knockout of LKB1 increases insulin sensitivity, improves glucose homeostasis, and decreases TRB3. Mol. Cell. Biol., 2006; 26: 8217-8227
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[36] Kramer H.F., Witczak C.A., Fujii N., Jessen N., Taylor E.B., Arnolds D.E., Sakamoto K., Hirshman M.F., Goodyear L.J.: Distinct signals regulate AS160 phosphorylation in response to insulin, AICAR, and contraction in mouse skeletal muscle. Diabetes, 2006; 55: 2067-2076
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[37] Kurth-Kraczek E.J., Hirshman M.F., Goodyear L.J., Winder W.W.: 5′ AMP-activated protein kinase activation causes GLUT4 translocation in skeletal muscle. Diabetes, 1999; 48: 1667-1671
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[38] Li L., Chen H., McGee S.L.: Mechanism of AMPK regulating GLUT4 gene expression in skeletal muscle cells. Sheng Wu Yi Xue Gong Cheng Xue Za Zhi, 2008; 25: 161-167
[PubMed]  

[39] Long Y.C., Barnes B.R., Mahlapuu M., Steiler T.L., Martinsson S., Leng Y., Wallberg-Henriksson H., Andersson L., Zierath J.R.: Role of AMP-activated protein kinase in the coordinated expression of genes controlling glucose and lipid metabolism in mouse white skeletal muscle. Diabetologia, 2005; 48: 2354-2364
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[40] McBride A., Hardie D.G.: AMP-activated protein kinase – a sensor of glycogen as well as AMP and ATP? Acta Physiol., 2009; 196: 99-113
[PubMed]  

[41] McGee S.L., Howlett K.F., Starkie R.L., Cameron-Smith D., Kemp B.E., Hargreaves M.: Exercise increases nuclear AMPK α2 in human skeletal muscle. Diabetes, 2003; 52: 926-928
[PubMed]  

[42] Minokoshi Y., Kim Y.B., Peroni O.D., Fryer L.G., Müller C., Carling D., Kahn B.B.: Leptin stimulates fatty-acid oxidation by activating AMP-activated protein kinase. Nature, 2002; 415: 339-343
[PubMed]  

[43] Mora S., Pessin J.E.: The MEF2A isoform is required for striated muscle-specific expression of the insulin-responsive GLUT4 glucose transporter. J. Biol. Chem., 2000; 275: 16323-16328
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[44] Morris D.L., Rui L.: Recent advances in understanding leptin signaling and leptin resistance. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab., 2009; 297: E1247-E1259
[PubMed]  

[45] Muoio D.M., Dohm G.L., Fiedorek F.T. Jr., Tapscott E.B., Coleman R.A.: Leptin directly alters lipid partitioning in skeletal muscle. Diabetes, 1997; 46: 1360-1363
[PubMed]  

[46] Murrant C.L., Reid M.B.: Detection of reactive oxygen and reactive nitrogen species in skeletal muscle. Microsc. Res. Tech., 2001; 55: 236-248
[PubMed]  

[47] Musi N., Goodyear L.J.: AMP-activated protein kinase and muscle glucose uptake. Acta Physiol. Scand., 2003; 178: 337-345
[PubMed]  

[48] Nielsen J.N., Wojtaszewski J.F.: Regulation of glycogen synthase activity and phosphorylation by exercise. Proc. Nutr. Soc., 2004; 63: 233-237
[PubMed]  

[49] Nieto-Vazquez I., Fernández-Veledo S., de Alvaro C., Lorenzo M.: Dual role of interleukin-6 in regulating insulin sensitivity in murine skeletal muscle. Diabetes, 2008; 57: 3211-3221
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[50] Pehmoller C., Treebak J.T., Birk J.B., Chen S., Mackintosh C., Hardie D.G., Richter E.A., Wojtaszewski J.F.: Genetic disruption of AMPK signaling abolishes both contraction- and insulin-stimulated TBC1D1 phosphorylation and 14-3-3 binding in mouse skeletal muscle. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab., 2009; 297: E665-E675
[PubMed]  [Full Text HTML]  

[51] Pimenta A.S., Gaidhu M.P., Habib S., So M., Fediuc S., Mirpourian M., Musheev M., Curi R., Ceddia R.B.: Prolonged exposure to palmitate impairs fatty acid oxidation despite activation of AMP-activated protein kinase in skeletal muscle cells. J. Cell. Physiol., 2008; 217: 478-485
[PubMed]  

[52] Rafaeloff-Phail R., Ding L., Conner L., Yeh W.K., McClure D., Guo H., Emerson K., Brooks H.: Biochemical regulation of mammalian AMP-activated protein kinase activity by NAD and NADH. J. Biol. Chem., 2004; 279: 52934-52939
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[53] Roepstorff C., Vistisen B., Donsmark M., Nielsen J. N., Galbo H., Green K.A., Hardie D.G., Wojtaszewski J.F., Richter E.A., Kiens B.: Regulation of hormone-sensitive lipase activity and Ser563 and Ser565 phosphorylation in human skeletal muscle during exercise. J. Physiol., 2004; 560: 551-562
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[54] Roman E.A., Reis D., Romanatto T., Maimoni D., Ferreira E.A., Santos G.A., Torsoni A.S., Velloso L.A., Torsoni M.A.: Central leptin action improves skeletal muscle AKT, AMPK, and PGC1 α activation by hypothalamic PI3K-dependent mechanism. Mol. Cell. Endocrinol., 2010; 314: 62-69
[PubMed]  

[55] Saitoh M., Pullen N., Brennan P., Cantrell D., Dennis P.B., Thomas G.: Regulation of an activated S6 kinase 1 variant reveals a novel mammalian target of rapamycin phosphorylation site. J. Biol. Chem., 2002; 277: 20104-20112
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[56] Sakamoto K., Holman G.D.: Emerging role for AS160/TBC1D4 and TBC1D1 in the regulation of GLUT4 traffic. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab., 2008; 295: E29-E37
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[57] Sampath H., Ntambi J.M.: The fate and intermediary metabolism of stearic acid. Lipids, 2005; 40: 1187-1191
[PubMed]  

[58] Sanders M.J., Grondin P.O., Hegarty B.D., Snowden M.A., Carling D.: Investigating the mechanism for AMP activation of the AMP-activated protein kinase cascade. Biochem. J., 2007; 403: 139-148
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[59] Sandström M.E., Zhang S.J., Bruton J., Silva J.P., Reid M.B., Westerblad H., Katz A.: Role of reactive oxygen species in contraction-mediated glucose transport in mouse skeletal muscle. J. Physiol., 2006; 575: 251-262
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[60] Scott J.W., Hawley S.A., Green K.A., Anis M., Stewart G., Scullion G.A., Norman D.G., Hardie D.G.: CBS domains form energy-sensing modules whose binding of adenosine ligands is disrupted by disease mutations. J. Clin. Invest., 2004; 113: 274-284
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[61] Sim A.T., Hardie D.G.: The low activity of acetyl-CoA carboxylase in basal and glucagon-stimulated hepatocytes is due to phosphorylation by the AMP-activated protein kinase and not cyclic AMP-dependent protein kinase. FEBS Lett., 1988; 233: 294-298
[PubMed]  

[62] Smith A.C., Bruce C.R., Dyck D.J.: AMP kinase activation with AICAR further increases fatty acid oxidation and blunts triacylglycerol hydrolysis in contracting rat soleus muscle. J. Physiol., 2005; 565: 547-553
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[63] Steinberg G.R., Michell B.J., van Denderen B.J., Watt M.J., Carey A.L., Fam B.C., Andrikopoulos S., Proietto J., Görgün C.Z., Carling D., Hotamisligil G.S., Febbraio M.A., Kay T.W., Kemp B.E.: Tumor necrosis factor α-induced skeletal muscle insulin resistance involves suppression of AMP-kinase signaling. Cell Metab., 2006; 4: 465-474
[PubMed]  

[64] Steinberg G.R., Rush J.W., Dyck D.J.: AMPK expression and phosphorylation are increased in rodent muscle after chronic leptin treatment. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab., 2003; 284: E648-E654
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[65] Steinberg G.R., Smith A.C., Van Denderen B.J., Chen Z., Murthy S., Campbell D.J., Heigenhauser G.J., Dyck D.J., Kemp B.E.: AMP-activated protein kinase is not down-regulated in human skeletal muscle of obese females. J. Clin. Endocrinol. Metab., 2004; 89: 4575-4580
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[66] Suter M., Riek U., Tuerk R., Schlattner U., Wallimann T., Neumann D.: Dissecting the role of 5′-AMP for allosteric stimulation, activation, and deactivation of AMP-activated protein kinase. J. Biol. Chem., 2006; 281: 32207-32216
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[67] Towler M.C., Hardie D.G.: AMP-activated protein kinase in metabolic control and insulin signaling. Circ Res., 2007; 100: 328-341
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[68] Toyoda T., Hayashi T., Miyamoto L., Yonemitsu S., Nakano M., Tanaka S., Ebihara K., Masuzaki H., Hosoda K., Inoue G., Otaka A., Sato K., Fushiki T., Nakao K.: Possible involvement of the α1 isoform of 5’AMP-activated protein kinase in oxidative stress-stimulated glucose transport in skeletal muscle. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab., 2004; 287: E166-E173
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[69] Treebak J.T., Glund S., Deshmukh A., Klein D.K., Long Y.C., Jensen T.E., Jorgensen S.B., Viollet B., Andersson L., Neumann D., Wallimann T., Richter E.A., Chibalin A.V., Zierath J.R., Wojtaszewski J.F.: AMPK-mediated AS160 phosphorylation in skeletal muscle is dependent on AMPK catalytic and regulatory subunits. Diabetes, 2006; 55: 2051-2058
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[70] Tremblay F., Brule S., Hee Um S., Li Y., Masuda K., Roden M., Sun X.J., Krebs M., Polakiewicz R.D., Thomas G., Marette A.: Identification of IRS-1 Ser-1101 as a target of S6K1 in nutrient- and obesity-induced insulin resistance. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2007; 104: 14056-14061
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[71] Verhoeven A.J., Woods A., Brennan C.H., Hawley S.A., Hardie D.G., Scott J., Beri R.K., Carling D.: The AMP-activated protein kinase gene is highly expressed in rat skeletal muscle. Alternative splicing and tissue distribution of the mRNA. Eur. J. Biochem., 1995; 228: 236-243
[PubMed]  

[72] Viollet B., Lantier L., Devin-Leclerc J., Hebrard S., Amouyal C., Mounier R., Foretz M., Andreelli F.: Targeting the AMPK pathway for the treatment of Type 2 diabetes. Front. Biosci., 2009; 14: 3380-3400
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[73] Wang C., Mao X., Wang L., Liu M., Wetzel M.D., Guan K.L., Dong L.Q., Liu F.: Adiponectin sensitizes insulin signaling by reducing p70 S6 kinase-mediated serine phosphorylation of IRS-1. J. Biol. Chem., 2007; 282: 7991-7996
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[74] Wang Y., Li X., Guo Y., Chan L., Guan X.: α-Lipoic acid increases energy expenditure by enhancing adenosine monophosphate-activated protein kinase-peroxisome proliferator-activated receptor-γ coactivator-1α signaling in the skeletal muscle of aged mice. Metabolism, 2010; 59: 967-976
[PubMed]  

[75] Watt M.J., Dzamko N., Thomas W.G., Rose-John S., Ernst M., Carling D., Kemp B.E., Febbraio M.A., Steinberg G.R.: CNTF reverses obesity-induced insulin resistance by activating skeletal muscle AMPK. Nat. Med., 2006; 12: 541-548
[PubMed]  

[76] Watt M.J., Holmes A.G., Pinnamaneni S.K., Garnham A.P., Steinberg G.R., Kemp B.E., Febbraio M.A.: Regulation of HSL serine phosphorylation in skeletal muscle and adipose tissue. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab., 2006; 290: E500-E508
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[77] Watt M.J., Steinberg G.R., Chen Z.P., Kemp B.E., Febbraio M.A.: Fatty acids stimulate AMP-activated protein kinase and enhance fatty acid oxidation in L6 myotubes. J. Physiol., 2006; 574: 139-147
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[78] Winder W.W., Hardie D.G.: Inactivation of acetyl-CoA carboxylase and activation of AMP-activated protein kinase in muscle during exercise. Am. J. Physiol., 1996; 270: E299-E304
[PubMed]  

[79] Winder W.W., Holmes B.F., Rubink D.S., Jensen E.B., Chen M., Holloszy J.O.: Activation of AMP-activated protein kinase increases mitochondrial enzymes in skeletal muscle. J. Appl. Physiol., 2000; 88: 2219-2226
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[80] Winder W.W., Thomson D.M.: Cellular energy sensing and signaling by AMP-activated protein kinase. Cell Biochem. Biophys., 2007; 47: 332-347
[PubMed]  

[81] Witczak C.A., Fujii N., Hirshman M.F., Goodyear L.J.: Ca²⁺/calmodulin-dependent protein kinase kinase-α regulates skeletal muscle glucose uptake independent of AMP-activated protein kinase and Akt activation. Diabetes, 2007; 56: 1403-1409
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[82] Witczak C.A., Sharoff C.G., Goodyear L.J.: AMP-activated protein kinase in skeletal muscle: from structure and localization to its role as a master regulator of cellular metabolism. Cell. Mol. Life Sci., 2008; 65: 3737-3755
[PubMed]  

[83] Woods A., Johnstone S.R., Dickerson K., Leiper F.C., Fryer L.G., Neumann D., Schlattner U., Wallimann T., Carlson M., Carling D.: LKB1 is the upstream kinase in the AMP-activated protein kinase cascade. Curr. Biol., 2003; 13: 2004-2008
[PubMed]  

[84] Xiao B., Heath R., Saiu P., Leiper F.C., Leone P., Jing C., Walker P.A., Haire L., Eccleston J.F., Davis C.T., Martin S.R., Carling D., Gamblin S.J.: Structural basis for AMP binding to mammalian AMP-activated protein kinase. Nature, 2007; 449: 496-500
[PubMed]  

[85] Yamauchi T., Nio Y., Maki T., Kobayashi M., Takazawa T., Iwabu M., Okada-Iwabu M., Kawamoto S., Kubota N., Kubota T., Ito Y., Kamon J., Tsuchida A., Kumagai K., Kozono H., Hada Y., Ogata H., Tokuyama K., Tsunoda M., Ide T., Murakami K., Awazawa M., Takamoto I., Froguel P., Hara K., Tobe K., Nagai R., Ueki K., Kadowaki T.: Targeted disruption of AdipoR1 and AdipoR2 causes abrogation of adiponectin binding and metabolic actions. Nat. Med., 2007; 13: 332-339
[PubMed]  

[86] Young M.E., Radda G.K., Leighton B.: Activation of glycogen phosphorylase and glycogenolysis in rat skeletal muscle by AICAR – an activator of AMP-activated protein kinase. FEBS Lett., 1996; 382: 43-47
[PubMed]  

[87] Zhou G., Sebhat I.K., Zhang B.B.: AMPK activators – potential therapeutics for metabolic and other diseases. Acta Physiol., 2009; 196: 175-190
[PubMed]  

Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Pełna treść artykułu