Rola mikrośrodowiska szpiku kostnego w patogenezie szpiczaka plazmocytowego
Artur Jurczyszyn 1 , Joanna Gdula-Argasińska 2 , Agata Kosmaczewska 3 , Aleksander B. Skotnicki 1Abstrakt
Szpiczak plazmocytowy (multiple myeloma, MM) jest jednym z najczęstszych złośliwych nowotworów hematologicznych. Pozostaje nadal chorobą nieuleczalną. Od dziesięcioleci podstawą leczenia była niecelowana terapia z zastosowaniem leków cytostatycznych i immunosupresyjnych. Ponieważ szpiczak najczęściej występuje w populacji pacjentów w podeszłym wieku źle tolerujących agresywną terapię, nieswoiste podejścia lecznicze prowadziły często do skrócenia przeżywalności pacjentów. Intensywne badania nad MM, umożliwiły identyfikację oddziaływań międzycząsteczkowych zachodzących między komórkami MM, a szpikowym mikrośrodowiskiem nowotworu, odpowiedzialnych za rozwój choroby i powiązanych z nią powikłań, takich jak osteolityczne zmiany kostne. Poznanie molekularnych mechanizmów działania cząsteczek adhezyjnych, cytokin i szlaków sygnałowych, uczestniczących w rozwoju i progresji MM, doprowadziło do opracowania nowoczesnych, celowanych terapii, poprawiających jakość życia pacjentów i znacznie wydłużających medianę czasu przeżycia. Omówiono stan wiedzy dotyczący molekularnych mechanizmów patogenetycznych sprzyjających progresji nowotworu i prowadzących do niszczenia tkanki kostnej, ze szczególnym uwzględnieniem znaczenia oddziaływań ze szpikowym mikrośrodowiskiem nowotworu.
Wprowadzenie
Zgodnie z najnowszymi badaniami szpiczak plazmocytowy (MM) stanowi 1% wszystkich nowotworów, ze stwierdzonymi 33 400 nowymi przypadkami oraz 20 300 przypadkami zgonów w Unii Europejskiej w 2012 r. [36]. MM występuje głównie u pacjentów starszych, 71% przypadków rozpoznawanych jest u osób w wieku 65 lat i starszych. Bardzo niewielką liczbę przypadków zdiagnozowano u chorych poniżej 40 lat. Nowotwór ten występuje dwa razy częściej u osób rasy czarnej w porównaniu z osobami rasy kaukaskiej lub Azjatami [16,17].
MM jest nieuleczalną, złośliwą chorobą terminalnie zróżnicowanych limfocytów B (plazmocytów), charakteryzującą się ich klonalną ekspansją w szpiku kostnym (bone marrow, BM) i wydzielaniem przez nie monoklonalnej immunoglobuliny (Ig), obecnej w krwi i/lub moczu oraz destrukcją tkanki kostnej [101]. Typowy obraz kliniczny pacjentów obejmuje nawrotowe zakażenia i niedokrwistość wynikające z zajęcia szpiku, rozwój niewydolności nerek, zaburzenia w układzie kostnym, głównie bardzo nasilone dolegliwości bólowe, liczne złamania kości i hiperkalcemię.
Mikrośrodowisko szpiku kostnego a szpiczak mnogi
Mikrośrodowisko szpiku kostnego (podścielisko), regulujące i podtrzymujące wzrost i różnicowanie komórek krwiotwórczych, jest utworzone przez macierz zewnątrzkomórkową (extracellular matrix, ECM) zawierającą głównie kolagen oraz elementy komórkowe, takie jak mezenchymalne komórki macierzyste/podścieliska (mesenchymal stem/stromal cells, MSC), osteoklasty, osteoblasty, limfocyty, fibroblasty i komórki śródbłonka naczyniowego. Komórki MSC są pluripotentne, zdolne do różnicowania w wiele linii komórek mezenchymalnych, w tym adipocyty, fibroblasty, chondrocyty i osteoblasty. Ponieważ nie istnieje swoisty marker dla komórek MSC, są one identyfikowane na podstawie profilu immunofenotypowego, charakterystycznej morfologii oraz zdolności do adhezji do plastiku [76,80,109,118]. Badania dowodzą, że komórki MSC charakteryzuje zdolność do stymulowania wzrostu nowotworowych plazmocytów. Komórki te uczestniczą w aktywacji limfocytów T i komórek NK stanowiących elementy odpowiedzi przeciwnowotworowej, co wskazuje na ich właściwości immunomodulujące [25].
W przebiegu MM interakcje z komórkami mikrośrodowiska determinują przeżywalność, migrację i proliferację nowotworowych plazmocytów oraz ich oporność na leczenie. Zatem środowisko podścieliska odgrywa istotną rolę w promowaniu wzrostu i progresji nowotworu [90] (ryc. 1). Rozwój technik molekularnych umożliwił częściową identyfikację patomechanizmu rozwoju MM. Wykazano, że głównymi czynnikami w tym procesie (poza złośliwymi plazmocytami) są komórki stromalne/ zrębowe (podścieliska) szpiku kostnego (bone marrow stromal cell, BMSC), komórki śródbłonka, a zwłaszcza znajdujące się na ich powierzchni cząsteczki adhezyjne, których wzajemne interakcje indukują szlaki sygnałowe proliferacji i przeżycia komórek MM, co jest realizowane z udziałem cytokin syntetyzowanych przez komórki BMSC i/lub MM.
Budowa szpiku kostnego
Interakcje między poszczególnymi komponentami mikrośrodowiska szpikowego kształtują proces proliferacji, rozprzestrzeniania się i żywotności plazmocytów, a także procesy wykształcenia się oporności lekowej i nawrotu choroby [3,29,95]. We wzajemnych oddziaływaniach międzykomórkowych uczestniczą: antygen bardzo późnej aktywacji 4 (very late activating antigen, VLA-4), antygen związany z czynnością leukocytów (leukocyte function-associated antygen, LFA-1), antygen mucyny 1 (MUC-1), oraz integryna αVβ3 , ulegające ekspresji na plazmocytach, a także cząsteczka adhezji komórkowej naczyń 1 (vascular cell adhesion molecule, VCAM-1) i cząsteczka adhezji międzykomórkowej (intercellular adhesion molecule, ICAM-1), ulegające ekspresji na powierzchni komórek BMSC. Powyższe interakcje nasilają indukcję genów oraz syntezę i uwalnianie wielu cytokin, jak również czynników wzrostu niezbędnych do rozwoju i proliferacji plazmocytów w przebiegu MM [52]. Wykazano, że nowotworowe plazmocyty mają zdolność do nadmiernej sekrecji cytokin, m.in. czynnika martwicy nowotworów alfa (tumor necrosis factor alpha, TNF-α), transformującego czynnika wzrostu beta (transforming growth factor beta, TGF-β), czynnika wzrostu nabłonka naczyniowego (vascular endothelial growth factor, VEGF), czynnika wzrostu fibroblastów 2 (fibroblast growth factor-2, FGF-2), czynnika wzrostu hepatocytów (hepatocyte growth factor, HGF) [12,63], angiopoetyny 1 (Ang-1) i metaloproteinazy macierzy zewnątrzkomórkowej (matrix metalloproteinases, MMP) [50,51,52,111]. Ponadto adhezja plazmocytów do komórek BMSC uruchamia transkrypcję genu i wydzielanie interleukiny 6 (IL-6) [10], insulinopodobnego czynnika wzrostu 1 (insulin-like growth factor, IGF-1), VEGF, a także CXCL12/ czynnika z komórek zrębowych 1α (stromal cell derived factor, SDF-1α) [37,43,46], pośredniczących w procesach wzrostu, przeżywalności i rozwoju oporności lekowej plazmocytów oraz w procesie angiogenezy w obrębie szpiku kostnego.
Nisza naczyniowa jest zbudowana z naczyń krwionośnych tworzących kanał umożliwiający komórkom MM zarówno opuszczenie niszy osteoblastycznej, jak i przedostanie się do układu naczyniowego za pośrednictwem transmigracji śródbłonkowej, a tym samym powrót do szpiku kostnego w mechanizmie zasiedlania organu pochodzenia. W tym kontekście komórki śródbłonka, pericyty i komórki mięśni gładkich tworzą mikrośrodowisko rekrutujące komórki progenitorowe: śródbłonka (epithelial progenitor cells EPC), mezenchymalne (MSC) i krwiotwórcze (HSC). Nisza naczyniowa stanowi istotny ośrodek do różnicowania i dojrzewania komórek HSC, zarówno przez syntezę i uwalnianie wielu cytokin i czynników wzrostu, jak również w wyniku bezpośredniego kontaktu międzykomórkowego. Natomiast komórki HSC wydłużają przeżycie komórek śródbłonka szpiku kostnego przez wydzielanie czynników wzrostu komórek śródbłonka [28,29,69,88]. W niszach osteoblastycznych istnieje ścisły związek między osteoblastami a komórkami HSC, prowadzący do uwalniania czynników wzrostu, w tym liganda receptora aktywatora jądrowego czynnika kappa B (RANKL) i aktywacji szlaku Notch. Komórki HSC odłączają się od niszy osteoblastycznej i migrują do niszy naczyniowej, gdzie mają styczność z komórkami śródbłonka w celu wznowienia procesu krwiotworzenia [33,113]. Główną rolę w patogenezie zmian kostnych i progresji MM odgrywa zaburzenie równowagi między osteoblastami a osteoklastami [18]. Szpiczakowe plazmocyty stymulują wydzielanie RANKL i hamują ekspresję osteoprotegeryny (OPG; receptor konkurujący o ligand RANKL) w osteoblastach i komórkach BMSC, indukując w ten sposób osteoklastogenezę i resorpcję kości [9].
Rola komórek śródbłonka
Komórki śródbłonkowe szpiku kostnego, zajętego przez patologiczny naciek nowotworu, wykazują nasiloną ekspresję określonych czynników angiogennych oraz ich receptorów, takich jak VEGF i jego receptor 2 (VEGFR- 2), FGF-2 i jego receptor 2 (FGF-2R-2), Ang-2 i Tie-2, co wyraźnie zwiększa aktywność angiogenną wykazaną w badaniach in vitro oraz in vivo [6,78,87]. Ponadto w komórkach śródbłonka chorych na MM wykazano nadekspresję mRNA oraz wzmożoną syntezę chemokin (CXC): CXCL8/IL-8, CXCL11/indukowanego interferonem chemoatraktantu dla limfocytów T alfa (1-TAC), CXCL12/ SDF-1α i CCL2/białka chemotaktycznego dla monocytów 1 (monocyte chemotactic protein, MCP-1). W plazmocytach MM stwierdzono natomiast ekspresję receptorów swoistych dla tych chemokin, co wskazuje na możliwość transmisji parakrynnej z udziałem CXC i ich receptorów między komórkami śródbłonka, a plazmocytami MM. Chemokiny pośredniczą również w indukowaniu proliferacji, chemotaksji i rozprzestrzenianiu się plazmocytów [63,88].
W komórkach śródbłonka izolowanych od pacjentów z MM wykazano również ekspresję receptora beta płytkopochodnego czynnika wzrostu (platelet-derived growth factor receptor beta, PDGFRβ) i pp60-Src, pełniących rolę konstytutywnych kinaz tyrozynowych [24,52,104,109,119]. Szlak sygnałowy kinaz PDGF-BB/ PDGFRβ promuje rozwój naczyń krwionośnych w MM przez aktywację ERK1-2, AKT oraz transkrypcję genów dla VEGF i IL-8 z następowym uwalnianiem powyższych czynników w komórkach śródbłonka. Kaskada sygnałowa jest indukowana selektywnie przez VEGF, zaś transfekcja komórek niskocząsteczkowym interferują- cym (si)RNA potwierdziła, że pp60c-Src jest efektorem pętli sygnalizacyjnej VEGF, podstawowej do przeżycia komórek śródbłonka w MM, rozprzestrzeniania się nowotworu i angiogenezy. Wykonano porównawcze profilowanie ekspresji genów komórek śródbłonka pochodzących od pacjentów z MM i pacjentów z monoklonalną gammapatią o nieokreślonym znaczeniu (monoclonal gammopathy of undetermined significance, MGUS) [93]. W komórkach MM stwierdzono różnice w ekspresji 22 genów (zmniejszenie ekspresji 14 genów i nadekspresję 8 genów). Produkty genów o zmienionej ekspresji uczestniczyły głównie w tworzeniu macierzy zewnątrzkomórkowej oraz przebudowie kości, adhezji komórkowej, chemotaksji/rozprzestrzenianiu się komórek, angiogenezie, oporności na apoptozę oraz regulacji cyklu komórkowego. Zwrócono uwagę na geny DIRAS3, SERPINF1, SRPX, BNIP3, IER3 i SEPW1, dla których uprzednio nie istniały funkcjonalne korelacje z angiogennym fenotypem komórek śródbłonka. Interferencja trzech genów o zwiększonej ekspresji (BNIP3, IER3, SEPW1) z siRNA wykazała inhibicję proliferacji, adhezji, rozprzestrzeniania się komórek śródbłonka (i tworzenia włośniczek) oraz ich apoptozę [21,93].
Rola krążących komórek śródbłonka i komórek progenitorowych śródbłonka
Zaobserwowano, że krążące komórki śródbłonka (circulating endothelial cells, CEC) i komórki EPC w krwi obwodowej osiągają u pacjentów z MM stężenia nawet sześciokrotnie wyższe niż w grupie kontrolnej [119]. Wykazano również dodatnią korelację ze stężeniem białka M i β2-mikroglobuliny w surowicy. Ponadto komórki EPC charakteryzowały się późnym formowaniem/rozrostem kolonii komórkowych i tworzeniem sieci typu włośniczkowego na podłożu Matrigel (symulującym macierz zewnątrzkomórkową); procesy te były hamowane przez dodanie talidomidu. Komórki EPC w przebiegu MM wykazywały także koekspresją VEGFR-2 i CD133, natomiast podwyższone stężenia mRNA dla VEGFR-2 były skorelowane z surowiczym stężeniem białka M [91].
Komórki EPC są ściśle związane z komórkami HSC, a ich typowy fenotyp obejmuje ekspresję cząsteczek CD133, CD34 i VEGFR-2 [91,110,117,119]. U pacjentów z aktywnym MM, plazmocyty i komórki zrębowe w mikrośrodowisku szpiku kostnego rekrutują komórki HSC i indukują ich transformację do dojrzałych komórek śródbłonka [87]. Podczas inkubacji pobranych od pacjentów komórek HSC z VEGF, FGF-2 i IGF, komórki te ulegały różnicowaniu do komórek śródbłonkowopodobnych z ekspresją typowych markerów śródbłonkowych, takich jak antygen związany z czynnikiem VIII (factor VIII-related antigen, FVIII-RA), VEGFR-2 i VE–kadheryna, z tworzeniem sieci typu włośniczkowego in vitro [87,94,110].
Rola makrofagów i mastocytów
Makrofagi szpiku kostnego pobrane od pacjentów z MM i poddane działaniu VEGF i FGF-2 mogą ulegać transformacji do komórek przypominających sparowane komórki śródbłonka, tworząc w ten sposób sieć typu włośniczkowego, zachodzącą na sieć komórek śródbłonka [95,96]. Wykazano również, że makrofagi przypominające komórki śródbłonka oraz typowe makrofagi w znacznym stopniu przyczyniają się do tworzenia ścian nowych naczyń u pacjentów w aktywnej fazie MM (tj. z MM w chwili rozpoznania, nawrotu lub w fazie opornej na leczenie) [96]. Przeprowadzone analizy z wykorzystaniem metody cytometrii przepływowej (fluorescent activated cell sorting, FACS) wykazały w wyizolowanych od pacjentów z MM jednojądrzastych komórkach szpiku obecność większego odsetka komórek CD14+ / CD68+ w porównaniu do pacjentów w nieaktywnym stadium choroby (tzn. z całkowitą/częściową remisją) i pacjentów z MGUS. Ponadto w bioptatach szpiku kostnego chorych z aktywnym MM w ścianach mikronaczyń stwierdzano obecność makrofagów o właściwościach zarówno przypominających komórki śródbłonka (tj. CD68+ /FVIII-RA+ ), jak i typowe makrofagi (tj. CD68+ / FVIII-RA− ). Powyższe dane wskazują, że w aktywnym MM makrofagi uczestniczą w procesie neowaskularyzacji za pośrednictwem waskulogenezy. Chen i wsp. wykazali, że monocyty hodowane z pobranym od pacjentów z MM szpikiem kostnym wykazującym ekspresję plejotrofiny, indukują ekspresję genów komórek śródbłonka naczyniowego i przyczyniają się do wytworzenia ich rurkowatych struktur [21]. Działanie to jest specyficznie blokowane przez przeciwciała przeciwko plejotrofinie. Po wstrzyknięciu myszom z wrodzonym zespołem cięż- kiego niedoboru odporności (severe combined immunodeficiency, SCID) monocytów ludzkich wraz z ludzkimi komórkami MM, stwierdzono wbudowywanie monocytów do naczyń krwionośnych guza oraz ekspresję genów i białek ludzkich komórek śródbłonka, hamowaną podaniem monoklonalnych przeciwciał przeciwko plejotrofinie [21].
U pacjentów z nieaktywnym lub aktywnym MM, a także u pacjentów z MGUS wykazano korelację między nasileniem procesu angiogenezy w szpiku kostnym, a liczbą mastocytów. W przypadkach aktywnego MM oba parametry ulegają równoległemu zwiększeniu [95]. W bioptatach szpiku, na poziomie ultrastruktury naczynia, stwierdza się obecność mastocytów w postaci licznych i mających nieregularne kształty granulek o dużej gęstości elektronowej. Dodatkowo grube komórki śródbłonka, zawierające pęcherzyki endocytowe i niezawierające granulek, połączone były z mastocytami wyścielającymi ściany naczyń [83]. Powyższe obserwacje dotyczące ultrastruktury naczyń potwierdzono w badaniach z wykorzystaniem laserowej mikroskopii konfokalnej z użyciem monoklonalnych przeciwciał przeciwko tryptazie (używanych do znakowania mastocytów) oraz przeciwko FVIII-RA (stosowanych do znakowania komó- rek śródbłonka). W naczyniach krwionośnych pozyskanych w czasie biopsji od pacjentów z MM stwierdzono obecność regionów znakowanych FVIII-RA, występujących naprzemiennie z regionami wybarwionymi tryptazą i FVIII-RA. W biopsjach u chorych z MGUS naczynia były równomiernie znakowane wyłącznie przeciwciałami przeciwko FVIII-RA, natomiast tryptazododatnie mastocyty obserwowano wyłącznie wokół naczyń krwionośnych [83]. Podsumowując, uzyskane dane wskazują, że również mastocyty uczestniczą w neowaskularyzacji szpiku kostnego chorych na MM.
Rola fibroblastów
Do elementów mikrośrodowiska nowotworowego, mających istotne znaczenie dla rozwoju nowotworu, należą również fibroblasty. Komórki te uczestniczą w transmisji sygnału w wyniku wydzielania czynników wzrostu i cytokin, indukując tworzenie zmienionej macierzy zewnątrzkomórkowej, a tym samym wysyłając dodatkowe sygnały do rozpoczęcia procesu onkogenezy, nasilające proliferację i rozprzestrzenianie się komórek nowotworowych. Fibroblasty pozostają funkcjonalnie powiązane z komórkami nowotworowymi we wszystkich stadiach progresji choroby, promując wzrost nowotworu, angiogenezę oraz proces tworzenia przerzutów [23].
Frassanito i wsp. wykazali istotne zwiększenie odsetka fibroblastów w szpiku kostnym chorych z aktywnym MM w porównaniu z pacjentami w remisji oraz z MGUS [38]. Komórki te charakteryzował wzbudzony fenotyp oraz zdolność do nadmiernej syntezy TGF-β, IL-6, SDF-1α i IGF-1. Ponadto komórki te charakteryzowały różnice fenotypowe wynikające z ich zróżnicowanego pochodzenia – od fibroblastów w matrycy zewnątrzkomórkowej, komórek śródbłonka i/lub komórek HSC w procesie przemiany nabłonkowo-mezenchymalnej oraz od komórek MSC, w procesie przemiany mezenchymalnej. Obie przemiany są indukowane zarówno przez fibroblasty, jak i przez nowotworowe plazmocyty. Aktywne fibroblasty szpiku chorych na MM sprzyjają procesowi chemotaksji, adhezji, proliferacji i rozwojowi oporności na apoptozę komórek MM przez wydzielanie cytokin i bezpośredni kontakt międzykomórkowy (hamowany przez blokowanie CXCR4, niektórych integryn i fibronektyny). Badania w modelach z udziałem syngenicznych myszy 5T33MM oraz myszy z ksenograftami MM wykazały, że komórki MM indukują rekrutację i ekspansję fibroblastów, które sprzyjają zapoczątkowaniu tworzenia guza, a następnie jego progresji i angiogenezie [38].
Rola osteoblastów i osteoklastów
W osteoblastach stwierdza się ekspresję proangiogennej osteopontyny (OPN) oraz Ang-1, wymaganych do zachodzącego za pośrednictwem osteoblastów podtrzymania czynności komórek HSC [6]. Ponadto Ang-1 ulega ekspresji w plazmocytach szpiczaka i ma związek z nadekspresją swoistego receptora Tie-2 na powierzchni komórek śródbłonka szpikowego oraz z nasileniem angiogenezy [43].
Badania wykazały, że hamowanie aktywności osteoklastów spowalnia proces angiogenezy i wzrost nowotworu u pacjentów z MM [27]. Osteoklasty wydzielają OPN działającą synergistycznie z VEGF w plazmocytach MM i niezwykle istotną w nasilaniu angiogenezy i indukowaniu aktywności osteoklastogennej w komórkach śródbłonka [103]. Ponadto OPN wraz z IL-6 nasila wzrost plazmocytów MM [1,32,48,100,107]. Myszy pozbawione genu kodującego OPN wykazują minimalną resorpcję kości oraz osłabione wiązanie osteoklastów na powierzchni kości w porównaniu z myszami typu dzikiego [8]. Natomiast wydzielana przez osteoklasty MMP-9 nasila angiogenezę przez uwalnianie VEGF z macierzy zewnątrzkomórkowej [15].
Cząsteczki adhezyjne
Patogeneza MM jest złożona i obejmuje udział różnych rozpuszczalnych czynników molekularnych (cytokin, czynników wzrostu) oraz cząsteczek adhezyjnych, umożliwiających interakcje między komórkami MM, a BMSC i innymi komórkami mikrośrodowiska szpiku kostnego, w wyniku czego następuje aktywacja proprze- życiowych szlaków sygnałowych w komórce MM [15], a także indukcja procesu osteoklastogenezy [77] i angiogenezy [33].
Na powierzchni komórek MM stwierdza się nadekspresję cząsteczek adhezyjnych m.in. LFA-1/CD18 [4], VLA-4/ CD49d [28] i cząsteczki adhezyjnej komórek nerwowych (neural cell adhesion molecule, NCAM/CD56) [112]. Cząsteczki te wiążą się ze współpracującymi receptorami/cząsteczkami adhezyjnymi na powierzchni komórek MSC. CD54 jest ligandem dla CD18, zaś CD106 jest ligandem dla CD49d. Tym samym cząsteczki te odgrywają istotną rolę w interakcjach między komórkami MM a komórkami podścieliska szpiku obserwowanych w warunkach in vitro oraz in vivo [104]. Adhezja komórek MM do komórek MSC aktywuje liczne szlaki sygnałowe, prowadzące m.in. do dysregulacji cyklu komórkowego, a także uczestniczące w syntezie białek antyapoptotycznych w komórkach MM [116]. Szlaki obejmujące kaskadę PI-3K/Akt/mTOR/p70S6K, szlak IKK-α/NF-κB, szlaki Ras/Raf/MAPK i JAK/STAT3 mogą również ulegać indukcji pod wpływem zwiększonej koncentracji cytokin wydzielanych zarówno przez komórki MM, jak i przez komórki MSC [5,20,84].
Wykorzystując model mysi, Michigami i wsp. stwierdzili, że zachodzące za pośrednictwem VCAM-1 interakcje między komórkami MM, a komórkami MSC zwiększały osteoklastogenną aktywność komórek MM [77]. Wiele cząsteczek adhezyjnych ulegających ekspresji w komórkach MM aktywuje szlak sygnałowy jądrowego czynnika transkrypcji NF-κB, odgrywającego ważną rolę w prze- życiu i proliferacji komórek MM [82]. Szlak NF-κB chroni komórkę przed apoptozą poprzez aktywację antyapoptotycznych genów z rodziny Bcl-2 i A1 [66] oraz może również promować wzrost i różnicowanie komórek przez aktywowanie ekspresji cykliny D1 [47]. Aktywacja NF-κB powoduje również nadekspresję cząsteczek adhezyjnych uczestniczących w oporności lekowej komórek MM. Wykazano, że w opornych na melfalan komórkach MM, wyselekcjonowanych w wyniku przewlekłej ekspozycji na ten lek, zachodziła podwyższona ekspresja CD49d [28]. Wykazano również, że szlak NF-κB stymuluje angiogenezę poprzez indukowanie ekspresji czynnika wzrostu nabłonka naczyniowego (VEGF) [56].
Cytokiny i szlaki sygnałowe
Cytokiny i czynniki wzrostu syntetyzowane przez komórki MM lub komórki BMSC w wyniku interakcji międzykomórkowych, przyczyniają się do proliferacji i aktywności osteoklastów oraz wzrostu/przeżycia komórek MM i angiogenezy. Należy tu wymienić IL-1β [26], IL-3 [71], IL-6 [67,97], TNF-α i TNF-β [30,75], VEGF [92] oraz makrofagowe białko zapalne 1α (MIP1-α) [72]. Interleukina 6 jest plejotropową cytokiną uwalnianą w wyniku działania czynników pro- i przeciwzapalnych. Rola IL-6 jako zasadniczego czynnika wzrostu i przeżycia komórek MM została dobrze udokumentowana. Cytokina ta odgrywa główną rolę w progresji MM poprzez wpływ na regulację wzrostu i przeżywalności komórek nowotworowych [62]. Interleukina 6 jest syntetyzowana przez osteoblasty, monocyty, makrofagi i komórki MSC. Wiąże się z receptorem IL-6 (IL-6R) [96]. Jurczyszyn i wsp. wykazali, że stężenia HGF, b-FGF, IL-6 oraz sIL-6R w osoczu były istotnie wyższe u pacjentów z MM w porównaniu do grupy kontrolnej. Terapia antynowotworowa, w zależności od czasu trwania, spowodowała obniżenie stężenia HGF, IL-6, sIL-6R oraz TGF-β1 u pacjentów z MM [59].
Po związaniu IL-6 do sprzężonego z GP130 receptora IL-6R, aktywacji ulega wewnątrzkomórkowa kinaza tyrozynowa Jan (JAK), fosforylująca i aktywująca przekaźniki i aktywatory sygnałowe szlaku transkrypcyjnego 3 (STAT3) [78]. Po aktywacji czynniki STAT3 są przenoszone do jądra komórkowego, w którym inicjują transkrypcję genów reagujących na ekspresję IL-6. Jednym z takich genów jest gen BCL2L1, kodujący białko Bcl-XL hamujące apoptozę komórek krwiotwórczych [33]. Bcl- -XL działa poprzez inhibicję uwalniania proapoptotycznych białek z mitochondriów [78].
Catlett-Falcone i wsp. przez eksperymentalne blokowanie apoptozy komórek MM w wyniku inhibicji szlaku JAK/STAT wykazali, że aktywowane czynniki STAT3 przyczyniają się do progresji MM, a tym samym zahamowania ekspresji Bcl-XL [19]. Interleukina 6 aktywuje również szlak kinazy fosfoinozytolowej 3 (phosphoinositol 3 kinase, PI3K) oraz kinazy białkowej B (protein kinase B, PkB/Akt). W wyniku aktywacji PI3K/PkB/Akt jest uruchamiany szlak antyapoptotyczny, czemu towarzyszy nasilona proliferacja komórek MM [7]. Szlak ten reguluje proces apoptozy w plazmocytach MM przez inaktywację proapoptotycznych białek kontrolujących uwalnianie cytochromu C z mitochondriów [85]. Uwalnianie cytochromu C ma podstawowe znaczenie dla rozpoczęcia apoptozy komórki, bowiem aktywuje tory sygnałowe kaspaz w cytosolu [13]. Po aktywacji tego szlaku następuje indukowanie ekspresji białek proapoptotycznych zapoczątkowujące śmierć komórki [73]. Interleukina 6 aktywuje także szlak sygnałowy zależny od białka Ras i promuje jego przeniesienie do błony plazmatycznej, gdzie następuje aktywacja Raf, kinazy białkowej aktywowanej mitogenami (mitogen-activated protein kinase kinase, MEKK) i MAPK, co prowadzi do nasilenia proliferacji komórek MM [55].
Interleukina 6 promuje również proces osteolizy indukując syntezę liganda receptora aktywatora czynnika jądrowego κB ligand (RANKL), obecnego na powierzchni komórek MM, BMSC i osteoblastów [84]. RANKL oddziałuje ze współpracującym z nim receptorem RANK na powierzchni dojrzałych osteoklastów, powodując aktywację komórek oraz hamując różnicowanie progenitorów osteoklastów. W prawidłowo funkcjonującym organizmie jest to ściśle regulowany mechanizm, w którym osteoblasty wydzielają osteoprotegerynę (OPG) konkurującą o ligand RANKL z receptorami RANK, a tym samym zmniejszając wytwarzanie osteoklastów [99]. OPG jest czynnikiem hamującym rozwój osteoklastów zarówno in vitro, jak i in vivo [99]. Doświadczenia z wykorzystaniem myszy transgenicznych udowodniły znaczenie systemu OPG/RANKL/RANK w prawidłowej przebudowie kości. U myszy z dysfunkcją genu RANKL oraz myszy z nadekspresją OPG odkryto zmniejszone różnicowanie osteoklastów i nadmierną akumulacją tkanki kostnej. Schorzenie to jest określane mianem osteopetrozy [68]. U myszy z deficytem OPG wykazano rozwój osteoporozy spowodowanej wzmożoną proliferacją i czynnością osteoklastów [14,79].
W przebiegu MM złośliwe plazmocyty stymulują osteoklastogenezę przez zwiększanie ekspresji RANKL i zmniejszanie ilości OPG [106]. Mechanizmy molekularne nie są dotychczas wyjaśnione, jednak badanie Standal i wsp. wykazało, że OPG jest wiązana, internalizowana i rozkładana w komórkach MM przez CD138 (Syndekan 1, transbłonowe białko kontrolujące wzrost i różnicowanie komórki) [102]. Ponadto komórki MM wykazują działanie antyapoptotyczne względem osteoklastów przez wydzielanie dużych ilości M-CSF [102]. W wyniku zaburzonej równowagi RANKL/OPG u pacjentów z MM, wzmożone wiązanie RANKL z receptorem RANK dramatycznie nasila resorpcję kości. Abe i wsp. [2] stwierdzili, że wzrost i przeżycie komórek MM jest znacząco ułatwiony w wyniku oddziaływania między komórkami MM, a osteoklastami oraz że mechanizm ten jest częściowo zależny od IL-6 i osteopontyny (białka występującego w osteoblastach). Ponadto stwierdzono, iż IL-3 odgrywa rolę w procesie niszczenia kości w przebiegu MM, zarówno przez stymulowanie osteoklastów, jak i pośrednie hamowanie różnicowanie osteoblastów in vitro [35].
W komórkach MM świeżo izolowanych od pacjentów z nasiloną osteolizą kostną wykazano wysoki poziom sekrecji białka MIP-1α; białko to indukuje tworzenie osteoklastów niezależnie od RANKL [22]. MIP-1α nasila również indukującą osteoklasty aktywność RANKL i IL-6 [48]. Terpos i wsp. zauważyli, że poziom MIP1-α w surowicy pacjentów z MM jest skorelowany z nasileniem zmian kostnych, poziomem markerów resorpcji kości oraz poziomem RANKL [106]. Badacze zaobserwowali również, że prawdopodobieństwo przeżycia 3 lat z MM malało wraz ze wzrostem stężenia MIP1-α [106]. Ponadto wykazano, że MIP1-α indukuje aktywację szlaku AKT/PKB i MAPK, a tym samym może również pośrednio wpływać na komórkowe szlaki sygnalizacyjne oddziałujące na wzrost, przeżywalność i migrację komórek MM [72]. Przywrócenie równowagi między RANKL, a OPG poprzez działania terapeutyczne nie tylko zatrzymuje resorpcję kości, ale również hamuje wzrost i przeżycie komórek MM. Wszystkie z wymienionych cytokin, a także interakcje wynikające z adhezji komórek MM do komórek BMSC, tworzą pętlę sprzężenia zwrotnego pomiędzy wzrostem resorpcji kości, a wzrostem nowotworu.
MET jest przezbłonową glikoproteiną o wielkości 190 kDa, dla której naturalnym ligandem jest czynnik wzrostu hepatocytów (hepatocyte growth factor; HGF). Obecność receptora MET została potwierdzona w 100% komórek MM, zarówno na poziomie mRNA, jak i białka [64]. Wśród wielu czynników aktywujących komórki MM, jednym z ważniejszych jest HGF, który działając poprzez receptor MET stymuluje ich proliferację oraz hamuje apoptozę [54]. Z przeprowadzonych do tej pory badań wynika, iż komórki MM mogą również wytwarzać HGF. Ponieważ HGF jest wydzielany także przez komórki BMSC, możliwa jest zarówno auto- jak i parakrynna stymulacja komórek nowotworowych. HGF stymuluje wydzielanie wielu białek przez komórki MM, w tym IL-11, która działa osteolitycznie [40]. Dysregulacja sygnału transdukowanego przez receptor MET wiąże się z gorszym rokowaniem dla pacjentów z MM. MET jest współodpowiedzialny za przerzutowanie komórek nowotworowych przez zwiększenie ich migracji, sekrecji enzymów proteolitycznych, zdolności do przeżycia w naczyniach krwionośnych oraz zdolności do zatrzymania w łożysku kapilarnym [58,59]. Razem z innymi czynnikami mitogennymi, w tym osią SDF-1-CXCR4, bierze udział w zasiedlaniu odległych tkanek przez komórki nowotworowe i stymuluje ich wzrost w obcym dla nich mikrośrodowisku [11]. Doniesienia dotyczące roli osi HGF-MET zachęcają do badań nad wykorzystaniem jej inhibitorów w terapii MM. Obniżenie ekspresji receptora MET może stanowić element strategii leczenia przeciwnowotworowego; takie oddziaływanie wykazuje geldanamycyna i jej analogi [64,73].
Przebudowa kości w szpiczaku plazmocytowym
Oprócz zwiększonej aktywności osteoklastów i resorpcji kości w MM występuje osłabienie procesu tworzenia tkanki kostnej w wyniku zahamowania osteoblastów [53]. Gilbert i wsp. wykazali, że TNF-α hamuje różnicowanie osteoblastów in vitro [42]. Osteoblasty róż- nicują się z komórek progenitorowych MSC w okresach aktywnego tworzenia tkanki kostnej. Szlak, w którym komórki progenitorowe osteoblastów ulegają różnicowaniu do dojrzałych osteoblastów nazywa się kanonicznym szlakiem Wnt. Ujmując to zagadnienie w skrócie, Wnt to wydzielane glikoproteiny bogate w reszty cysteinowe, wiążące receptor Frizzled oraz białko związane z receptorem lipoprotein o niskiej gęstości (low-density lipoprotein receptor-related protein, LRP-5/6) i indukujące w ten sposób kanoniczny szlak Wnt. Szlak kanoniczny wpływa na funkcjonowanie komórek przez regulację stężenia β-kateniny, a tym samym jej transportu do jądra komórkowego. Regulacja genów docelowych prowadzi do różnych skutków, w tym do indukcji różnicowania i proliferacji osteoblastów [70].
Edwards i wsp., wykorzystując mysi model in vivo, wykazali, że nasilenie sygnalizacji Wnt w mikrośrodowisku szpiku kostnego może zapobiegać rozwojowi osteolitycznych zmian kostnych przez zwiększanie liczby osteoblastów i zmniejszanie liczby osteoklastów [34]. Myszy, którym podawano chlorek litu (LiCl), będący inhibitorem enzymu GSK-3β, wykazywały zwiększoną ekspresję β-kateniny w osteoblastach, co wskazywało, że LiCl hamuje rozwój zmian osteolitycznych przez nasilenie sygnalizacji Wnt w osteoblastach. W rozwoju MM stwierdzono udział pozakomórkowych antagonistów Wnt hamujących szlak Wnt/β-katenina, a tym samym proces tworzenia osteoblastów [34].
Tian i wsp. analizowali szpik kostny pacjentów z nowo zdiagnozowanym MM, stwierdzając wzrost stężenia białka Dickkopf-1 (Dkk1) w surowicy tych pacjentów [109]. Autorzy zasugerowali, że Dkk1 może hamować róż- nicowanie BMSC do osteoblastów. Zauważono również, że nasilenie zmian kostnych było skorelowane z podwyższonym u nich stężeniem Dkk1. Obserwacja dotycząca istnienia rozpuszczalnego czynnika wytwarzanego przez komórki MM i hamującego różnicowanie osteoblastów jest istotna, choć niecałkowicie wyjaśnia brak gojenia się szpiczakowych zmian kostnych, nawet u pacjentów z całkowitą remisją hematologiczną. Nie można wykluczyć, że długotrwałe zmiany w mikrośrodowisku szpiku kostnego hamują zdolność prekursorów osteoblastów do różnicowania nawet bez obecności w nim komórek MM [109].
Po opublikowaniu obserwacji poczynionych przez Tiana i wsp. [109], Kaiser i wsp. [65] donieśli o istnieniu korelacji między stężeniem Dkk1 w surowicy a skalą litycznych zmian kostnych. Ponieważ szlak Dkk1/Wnt uczestniczy w rozwoju nowotworu i patofizjologii kości, a interakcja między komórkami nowotworowymi, a mikrośrodowiskiem szpikowym ma podstawowe znaczenie dla progresji MM, Dkk1 może stanowić potencjalny punkt uchwytu terapii. W odniesieniu do czynników hamujących różnicowanie osteoblastów, Silvestris i wsp. wykazali, że osteoblasty pobrane od pacjentów z MM znajdują się w stanie czynnościowego wyczerpania i ulegają natychmiastowej apoptozie w obecności komórek szpiczakowych pobranych od pacjentów z zaawansowanymi zmianami kostnymi [99].
Wykazano, że czynnik transkrypcyjny Runx2 odgrywa główną rolę w stymulowaniu różnicowania komórek MSC, a hamowanie tego czynnika w znacznym stopniu przyczynia się do supresji osteoblastów w przebiegu MM. Giuliani i wsp. zaobserwowali, że bezpośredni i pośredni kontakt komórek MM z osteoblastami z udziałem czynników rozpuszczalnych przyczynia się do blokowania osteoblastogenezy in vitro [44]. Badacze wykazali, że we wspólnej hodowli progenitorów osteoblastów i komórek MM w obecności blokującego przeciwciała skierowanego przeciwko CD49d dochodzi do osłabienia hamującego działania względem Runx2, co sugeruje, że za blokowanie osteoblastogenezy pod wpływem komórek MM może odpowiadać oddziaływanie CD49d/CD106 [44].
Rola kwasów tłuszczowych w patogenezie szpiczaka
Podścielisko szpiku kostnego, jako element mikrośrodowiska hematopoetycznego, jest jednym z podstawowych czynników warunkujących prawidłowy przebieg krwiotworzenia. Osteoblasty i śródbłonek stanowią nisze funkcyjne, które wspierają hematopoetyczne komórki macierzyste w szpiku kostnym. Wykazano, że szpik kostny zawiera również adipocyty (komórki mające zdolność do syntezy i magazynowania tłuszczów), których liczba koreluje odwrotnie z krwiotwórczą aktywnością szpiku. Dane uzyskane przez Naveiras i wsp. [81] wskazują na adipocyty, jako przeważnie negatywne regulatory mikrośrodowiska szpiku. Zapalenie w mikrośrodowisku guza zostało uznane za jedną z charakterystycznych cech raka. Wykazano, że niezwykle istotną rolę w stanach zapalnych i chorobie nowotworowej pełnią endogennie syntetyzowane eikozanoidy, działające lokalnie mediatory lipidów, wskazując na możliwą rolę metabolizmu tłuszczów w ich patogenezie [45].
Tworzenie nowych błon biologicznych w proliferujących komórkach nowotworowych skutkuje hipermetabolizmem kwasów tłuszczowych (fatty acids, FA), obserwowanym w wielu typach nowotworów, w tym w MM [60,61]. Nadmierna podaż tłuszczu w diecie, szczególnie wielonienasyconych kwasów tłuszczowych szeregu n-6 (omega-6) oraz endogenny metabolizm FA mogą przyczyniać się do rozwoju nowotworów w związku z nadmiernym metabolizmem kwasu arachidonowego i jego pochodnych o działaniu prozapalnym [45,98]. Eikozanoidy, syntetyzowane z kwasu arachidonowego (arachidonic acid, AA), biorą udział w procesach karcynogenezy i są istotne zarówno w rozwoju, jak i progresji nowotworu [30,45]. Uważa się, że odpowiednie proporcje pomiędzy kwasami tłuszczowymi szeregu n-3 i n-6, zawartymi w diecie mogą być czynnikiem chroniącym przed rozwojem choroby nowotworowej [60,61,108,114]. Transformacja nowotworowa wzmaga aktywność torów metabolicznych glukozy i lipidów. Lipogeneza jest wynikiem aktywności syntazy kwasów tłuszczowych (fatty acid synthase, FAS), zwiększoną ekspresję FAS obserwowano w różnych komórkach nowotworowych [60,89]. Wydaje się, że synteza kwasów tłuszczowych de novo odgrywa ważną rolę w procesie nowotworzenia. W dużym badaniu kliniczno-kontrolnym, prowadzonym przez Fritschi i wsp. [39] wykazano ochronny wpływ spożycia ryb na rozwój szpiczaka. Kwas eikozapentaenowy (EPA) i kwas dokozaheksaenowy (DHA) to główne tłuszcze rybie, będące prekursorami mediatorów przeciwzapalnych wygaszających zapalenie [39]. Implikacje związane z profilem kwasów tłuszczowych w błonach biologicznych i w osoczu, a stopniem ryzyka rozwoju czy progresji MM nie są dobrze poznane [60,61]. Wielonienasycone kwasy tłuszczowe (polyunsaturated fatty acids, PUFA) biorą udział w szeregu procesów biologicznych, w tym syntezie eikozanoidów, fizjologii błon komórek, sygnalizacji komórkowej, zapaleniu, regulacji ekspresji genów [30,41,45,60,98,108].
Postuluje się, iż zaburzenie równowagi w syntezie proi przeciwzapalnych cytokin, spowodowanych zmianami proporcji n-3/n-6 PUFA w błonach biologicznych, jest jednym z czynników, które mogą promować wzrost i przeżycie komórek nowotworowych. Badania prowadzone przez Jurczyszyna i wsp. wykazały odmienny profil kwasów tłuszczowych w błonach erytrocytów i w osoczu u pacjentów z MM w porównaniu do osób zdrowych [60,61]. Wykazano niewielki odsetkowy udział kwasów tłuszczowych n-3 oraz wysoką zawartość kwasów n-6, szczególnie kwasu arachidonowego u osób ze szpiczakiem [60,61]. Erytrocyty nie mają zdolności do syntezy kwasów tłuszczowych de novo, a wymiana kwasów tłuszczowych z lipoproteinami osocza zachodzi w niewielkim stopniu. Powyższe badania dostarczają dodatkowych spostrzeżeń na temat potencjalnej roli metabolizmu FA w rozwoju i progresji MM oraz sugerują, że egzogenne, jak i endogenne FA mogą mieć wpływ nie tylko na mikrośrodowisko nowotworowe, ale również na odpowiedź immunologiczną chorych [60]. Róż- nice w profilu kwasów tłuszczowych u pacjentów z MM w porównaniu z osobami zdrowymi, a zwłaszcza zaburzony stosunek n-3/n-6, mogą być związane z ograniczoną podażą kwasów n-3 w diecie, przewlekłym stanem zapalnym lub związaną z nim obecnością prozapalnych aktywnych pochodnych kwasu arachidonowego. Kwasy omega-6 wpływają na procesy zapalne, głównie poprzez syntezę eikozanoidów i zmiany transdukcji sygnału. Dwie hipotezy próbują określić te mechanizmy molekularne. Pierwszy wskazuje, że wielonienasycone kwasy n-6 regulują transkrypcję genów komórek zapalnych przez zwiększenie aktywności czynnika jądrowego NF-κB, zmiany w poziomie ekspresji receptorów adhezyjnych i chemokin. Druga hipoteza zakłada, że AA konkuruje z kwasami tłuszczowymi n-3, jako substrat dla cyklooksygenazy (COX-1 i COX-2) [30,45,98,108,114].
Kwasy n-3 PUFA mogą być stosowane jako «nutraceutyki» w celu modyfikacji składu kwasów tłuszczowych w błonach biologicznych. Wykazano, że kwasy tłuszczowe n-3 hamują wzrost i indukują apoptozę w różnych liniach komórek nowotworowych. Ostatnie wyniki wskazują, że n-3 PUFA działają synergistycznie z chemioterapeutykami. Ponadto kwasy te działają jako ligandy dla receptorów jądrowych (PPAR), które hamują transkrypcję genów zależnych od NF-κB. Być może rozwój nowych metod leczenia w połączeniu z odpowiednią dietą bogatą w n-3 FA, działających w charakterze mediatorów lipidowych lub ligandów dla czynników transkrypcyjnych PPAR i NF-κB może przyczynić się do wydłużenia czasu życia pacjentów z MM [39,60,108].
Wiązanie plazmocytów do komórek zrębu szpiku kości (BMSCs) wywołuje ekspresję cząsteczek adhezyjnych i wydzielanie interleukiny-6 (IL-6), promuje wzrost, żywotność i migracje komórek MM, a także powoduje lekooporność [59]. Stwierdzono, że ekspresja PPARy oraz jego ligandów silnie hamuje wzrost komórek MM indukowany przez IL-6. Wang i wsp. [114] wykazali, że 15-D-PGJ2 oraz troglizaton, agoniści PPARy hamują zdolność do adhezji komórek MM i BMSCs oraz hamują ekspresję i sekrecję cząsteczek adhezyjnych, w tym IL-6. Mechanizm działania agonistów PPARy polega prawdopodobnie na hamowaniu aktywności czynników transkrypcyjnych NF-κB oraz C/EBPβ [114]. Wykazano również, że wielonienasycone kwasy tłuszczowe chronią komórki przed stresem oksydacyjnym aktywując czynnik transkrypcyjny Nrf2 (nuclear factor erythroid 2-related factor 2) [30,41,57,86,98].
Aktywacja Nrf2 prowadzi do uruchomienia kaskady sygnałów, mających na celu zabezpieczenie komórki przed uszkodzeniem, któremu towarzyszy stres oksydacyjny. W pracy Hyeon i wsp. [57] wykazano, że obniżona ekspresja Nrf2 w komórkach BMMs wyizolowanych od myszy, indukuje stres oksydacyjny, jak również wpływa na różnicowanie się osteoklastów poprzez indukowaną przez RANKL aktywację szlaków sygnałowych kinaz białkowych (MAPKs, c-Jun N-terminal), ekspresję c-Fos i in. [57]. Z kolei Park i wsp. wykazali, że Nrf2 jest ważnym regulatorem metabolizmu kości. W modelu in vitro (komórki BMMs) oraz w modelu mysim (Nrf2 knock-out) autorzy potwierdzili, że Nrf2 obniża zdolność róż- nicowania się komórek BMMs do osteoklastów poprzez hamowanie czynników transkrypcyjnych NF-κB, c-Fos oraz NFATc1 [86].
Wnioski
W pracy omówiono czynniki związane z plazmocytami MM lub mikrośrodowiskiem nowotworu prowadzące do progresji MM i procesu niszczenia kości. Znaczący postęp w badaniach nad biologią tej ciągle nieuleczalnej choroby i wykazanie niezwykle istotnej roli mikro- środowiska szpiku kostnego w rozwoju i progresji MM doprowadziły do opracowania nowych celowanych form terapii skierowanych na określone białka i szlaki sygnałowe, co znacznie poprawiło perspektywy dla poprawy jakości życia i wydłużenia czasu przeżycia pacjentów z MM.
Przypisy
- 1. Abe M.: Targeting the interplay between myeloma cells and thebone marrow microenvironment in myeloma. Int. J. Hematol., 2011;94: 334-343
Google Scholar - 2. Abe M., Hiura K., Wilde J., Shioyasono A., Moriyama K., HashimotoT., Kido S., Oshima T., Shibata H., Ozaki S., Inoue D., Matsumoto T.:Osteoclasts enhance myeloma cell growth and survival via cell-cellcontact: a vicious cycle between bone destruction and myelomaexpansion. Blood, 2004; 104: 2484-2491
Google Scholar - 3. Adams G.B., Scadden D.T.: The hematopoietic stem cell in its place.Nat. Immunol., 2006; 7: 333-337
Google Scholar - 4. Ahsmann E.J., Lokhorst H.M., Dekker A.W., Bloem A.C.: Lymphocytefunction-associated antigen-1 expression on plasma cells correlateswith tumor growth in multiple myeloma. Blood, 1992; 79: 2068-2075
Google Scholar - 5. Ara Y., DeClerck Y.A.: Interleukin-6 in bone metastasis and cancerprogression. Eur. J. Cancer, 2010; 46: 1223-1231
Google Scholar - 6. Arai F., Hirao A., Ohmura M., Sato H., Matsuoka S., Takubo K., ItoK., Koh G.Y., Suda T.: Tie2/angiopoietin-1 signaling regulates hematopoieticstem cell quiescence in the bone marrow niche. Cell,2004; 118: 149-161
Google Scholar - 7. Arden N., Betenbaugh M.J.: Life and death in mammalian cell culture:strategies for apoptosis inhibition. Trends Biotechnol., 2004;22: 174-180
Google Scholar - 8. Asou Y., Rittling S.R., Yoshitake H., Tsuji K., Shinomiya K., NifujiA., Denhardt D.T., Noda M.: Osteopontin facilitates angiogenesis,accumulation of osteoclasts, and resorption in ectopic bone. Endocrinology,2001; 142: 1325-1332
Google Scholar - 9. Bataille R., Chappard D., Marcelli C., Dessauw P., Sany J., BaldetP., Alexandre C.: Mechanisms of bone destruction in multiple myeloma:the importance of an unbalanced process in determiningthe severity of lytic bone disease. J. Clin. Oncol., 1989; 7: 1909-1914
Google Scholar - 10. Bataille R., Jourdan M., Zhang X., Klein B.: Serum levels of interleukin6, a potent myeloma cell growth factor, as a reflect of diseaseseverity in plasma cell dyscrasias. J. Clin. Invest., 1989; 84: 2008-2011
Google Scholar - 11. Börset M., Hjorth-Hansen H., Seidel C., Sundan A., Waage A.: Hepatocytegrowth factor and its receptor c-met in multiple myeloma.Blood, 1996; 88: 3998-4004
Google Scholar - 12. Børset M., Seidel C., Hjorth-Hansen H., Waage A., Sundan A.: Therole of hepatocyte growth factor and its receptor c-met in multiplemyeloma and other blood malignancies. Leuk. Lymphoma, 1999;32: 249-256
Google Scholar - 13. Brady H.J.: Apoptosis methods and protocols. London: Springer, 2004:169-177
Google Scholar - 14. Bucay N., Sarosi I., Dunstan C.R., Morony S., Tarpley J., CapparelliC., Scully S., Tan H.L., Xu W., Lacey D.L., Boyle W.J., Simonet W.S.:Osteoprotegerin-deficient mice develop early onset osteoporosis andarterial calcification. Genes Dev.,1998; 12: 1260-1268
Google Scholar - 15. Cackowski F.C., Anderson J.L., Patrene K.D., Choksi R.J., ShapiroS.D., Windle J.J., Windle J.J, Blair H.C., Roodman G.D.: Osteoclasts arePiśmiennictwoimportant for bone angiogenesis. Blood, 2009; 115: 140-149
Google Scholar - 16. Cancer Research UK. Myeloma incidence statistics. www.cancerresearchuk.org/cancer-info/cancerstats/types/myeloma/incidence/(12.12.2014)
Google Scholar - 17. Cancer Research UK. Myeloma survival statistics. www.cancerresearchuk.org/cancer-info/cancerstats/rypes/myeloma/survival/#l_5_10_3rr_survival(12.12.2014)
Google Scholar - 18. Carlesso N., Cardoso A.A.: Stem cell regulatory niches and theirrole in normal and malignant hematopoiesis. Curr. Opin. Hematol.,2010; 17: 281-286
Google Scholar - 19. Catlett-Falcone R., Landowski T.H., Oshiro M.M., Turkson J., LevitzkiA., Savino R., Ciliberto G., Moscinski L., Fernández-Luna J.L.,Nuñez G., Dalton W.S., Jove R.: Constitutive activation of Stat3 signalingconfers resistance to apoptosis in human U266 myeloma cells.Immunity, 1999; 10: 105-115
Google Scholar - 20. Chatterjee M., Honemann D., Lentzsch S., Bommert K., Sers C.,Herrmann P., Mathas S., Dörken B., Bargou R.C.: In the presence ofbone marrow stromal cells human multiple myeloma cells becomeindependent of the IL-6/gpl30/STAT3 pathway. Blood, 2002; 100:3311-3318
Google Scholar - 21. Chen H., Campbell R.A., Chang Y., Li M., Wang C.S., Li J., SanchezE., Share M., Steinberg J., Berenson A., Shalitin D., Zeng Z., Gui D.,Perez-Pinera P., Berenson R.J., Said J., Bonavida B., Deuel T.F., BerensonJ.R.: Pleiotrophin produced by multiple myeloma inducestransdifferentiation of monocytes into vascular endothelial cells:a novel mechanism of tumor-induced vasculogenesis. Blood, 2009;113: 1992-2002
Google Scholar - 22. Choi S.J., Cruz J.C., Craig F., Chung H., Devlin R.D., RoodmanG.D., Alsina M.: Macrophage inflammatory protein 1-alpha is a potentialosteoclast stimulatory factor in multiple myeloma. Blood,2000; 96: 671-675
Google Scholar - 23. Cirri P., Chiarugi P.: Cancer-associated fibroblasts and tumorcells: a diabolic liaison driving cancer progression. Cancer MetastasisRev., 2012; 31: 195-208
Google Scholar - 24. Coluccia A.M.L., Cirulli T., Neri P., Mangieri D., Colanardi M.C.,Gnoni A., Di Renzo N., Dammacco F., Tassone P., Ribatti D., Gambacorti-PasseriniC., Vacca A.: Validation of PDGFR β and c-Src tyrosinekinases as tumor/vessel targets in patients with multiple myeloma:preclinical efficacy of the novel, orally available inhibitor dasatinib.Blood, 2008; 112: 1346-1356
Google Scholar - 25. Corre J., Mahtouk K., Attal M., Gadelorge M., Huynh A., Fleury-CappellessoS., Danho C., Laharrague P., Klein B., Rème T., Bourin P.: Bonemarrow mesenchymal stem cells are abnormal in multiple myeloma.Leukemia, 2007; 21: 1079-1088
Google Scholar - 26. Cozzolino F., Torcia M., Aldinucci D., Rubartelli A., Miliani A., ShawA.R., Lansdorp P.M., Di Guglielmo R.: Production of interleukin-1 bybone marrow myeloma cells. Blood, 1989; 74: 380-387
Google Scholar - 27. Croucher P.I., De Hendrik R., Perry M.J., Hijzen A., Shipman C.M.,Lippitt J., Green J., Van Marck E., Van Camp B., Vanderkerken K.: Zoledronic acid treatment of 5T2MM-bearing mice inhibits the developmentof myeloma bone disease: evidence for decreased osteolysis,tumor burden and angiogenesis and increased survival. J. BoneMiner. Res., 2003; 18: 482-492
Google Scholar - 28. Damiano J.S., Cress A.E., Hazlehurst L.A., Shtil A.A., Dalton W.S.:Cell adhesion mediated drug resistance (CAM-DR): role of integrinsand resistance to apoptosis in human myeloma cell lines. Blood,1999; 93: 1658-1667
Google Scholar - 29. Dankbar B., Padro T., Leo R., Feldmann B., Kropff M., MestersR.M., Serve H., Berdel W.E., Kienast J.: Vascular endothelial growthfactor and interleukin-6 in paracrine tumor stromal cell interactionsin multiple myeloma. Blood, 2000; 95: 2630-2636
Google Scholar - 30. Davidson J., Rotondo D., Rizzo M.T., Leaver H.A.: Therapeuticimplications of disorders of cell death signaling membranes, micro-environment,and eicosanoid and docosanoid metabolism. Br.J. Pharmacol. 2012; 166: 1193-1210
Google Scholar - 31. Davies F.E., Rollinson S.J., Rawstron A.C., Roman E., Richards S.,Drayson M., Child J.A., Morgan G.J.: High-producer haplotypes oftumor necrosis factor alpha and lymphotoxin alpha are associatedwith an increased risk of myeloma and have an improved progression-freesurvival after treatment. J. Clin. Oncol., 2000; 18: 2843-2851
Google Scholar - 32. Dib I.E., Gressier M., Salle V., Mentaverri R., Brazier M., Kamel S.:Multiple myeloma cells directly stimulate bone resorption in vitroby down-regulating mature osteoclast apoptosis. Leuk. Res., 2008;32: 1279-1287
Google Scholar - 33. Di Raimondo F., Azzaro M.P., Palumbo G.A., Bagnato S., GiustolisiG., Floridia P., Sortino G., Giustolisi R.: Angiogenic factors in multiplemyeloma: higher levels in bone marrow than in peripheral blood.Haematologica, 2000; 85: 800-805
Google Scholar - 34. Edwards C.M., Edwards J.R., Lwin S.T., Esparza J., Oyajobi B.O.,McCluskey B., Munoz S., Grubbs B., Mundy G.R.: Increasing Wnt signallingin the bone marrow microenvironment inhibits the developmentof myeloma bone disease and reduces tumour burden in bonein vivo. Blood, 2008; 111: 2833-2842
Google Scholar - 35. Ehrlich L.A., Chung H.Y., Ghobrial I., Choi S.J., Morandi F., CollaS., Rizzoli V., Roodman G.D., Giuliani N.: IL-3 is a potential inhibitorof osteoblast differentiation in multiple myeloma. Blood, 2005;106: 1407-1414
Google Scholar - 36. Ferlay J., Steliarova-Foucher E., Lortet-Tieulent J., Rosso S., CoeberghJ.W., Comber H., Forman D., Bray F.: Cancer incidence andmortality patterns in Europe: estimates for 40 countries in 2012.Eur. J. Cancer, 2013; 49: 1374-1403
Google Scholar - 37. Ferlin M., Noraz N., Hertogh C., Brochier J., Taylor N., Klein B.:Insulin-like growth factor induces the survival and proliferation ofmyeloma cells through an interleukin-6 independent transductionpathway. Br. J. Haematol., 2000; 111: 626-634
Google Scholar - 38. Frassanito M.A., Rao L., Moschetta M., Ria R., Di Marzo L., DeLuisi A., Racanelli V., Catacchio I., Berardi S., Basile A., Menu E., RuggieriS., Nico B., Ribatti D., Fumarulo R., Dammacco F., VanderkerkenK., Vacca A.: Bone marrow fibroblasts parallel multiple myelomaprogression in patients and mice: in vitro and in vivo studies. Leukemia,2014; 28: 904-916
Google Scholar - 39. Fritschi L., Ambrosini G.L., Kliewer E.V., Johnson K.C., CanadianCancer Registries Epidemiologic Research Group: Dietary fishintake and risk of leukaemia, multiple myeloma, and non-hodgkinlymphoma. Cancer Epidemiol. Biomarkers Prev., 2004; 13: 532-537
Google Scholar - 40. Gahrton G.: New therapeutic targets in multiple myeloma. Lancet,2004; 364: 1648-1649
Google Scholar - 41. Gdula-Argasińska J., Garbacik A., Tyszka-Czochara M., WoźniakiewiczM., Paśko P., Czepiel J.: Identification of lipid derivatives inHep G2 cells. Acta Biochim. Pol., 2013; 60, 811-815
Google Scholar - 42. Gilbert L., He X., Farmer P., Boden S., Kozlowski M., Rubin J.,Nanes M.S.: Inhibition of osteoblast differentiation by tumor necrosisfactor-α. Endocrinology, 2000; 141: 3956-3964
Google Scholar - 43. Giuliani N., Colla S., Lazzaretti M., Sala R., Roti G., Mancini C.,Bonomini S., Lunghi P., Hojden M., Genestreti G., Svaldi M., Coser P.,Fattori P.P., Sammarelli G., Gazzola G.C. i wsp.: Proangiogenic propertiesof human myeloma cells: production of angiopoietin-1 andits potential relationship to myeloma-induced angiogenesis. Blood,2003; 102: 638-645
Google Scholar - 44. Giuliani N., Colla S., Morandi F., Lazzaretti M., Sala R., BonominiS., Grano M., Colucci S., Svaldi M., Rizzoli V.: Myeloma cells blockRUNX2/CBFA1 activity in human bone marrow osteoblast progenitorsand inhibit osteoblast formation and differentiation. Blood, 2005;106: 2472-2483
Google Scholar - 45. Greene E.R., Huang S., Serhan C.N., Panigrahy D.: Regulation ofinflammation in cancer by eicosanoids. Prostaglandins Other LipidMediat., 2011; 96: 27-36
Google Scholar - 46. Gupta D., Treon S.P., Shima Y., Hideshima T., Podar K., Tai Y.T.,Lin B., Lentzsch S., Davies F.E., Chauhan D., Schlossman R.L., RichardsonP., Ralph P., Wu L., Payvandi F., Muller G., Stirling D.I., AndersonK.C.: Adherence of multiple myeloma cells to bone marrow stromalcells upregulates vascular endothelial growth factor secretion: therapeuticapplications. Leukemia, 2001; 15: 1950-1961
Google Scholar - 47. Guttridge D.C., Albanese C., Reuther J.Y., Pestell R.G., Baldwin A.S.Jr.:NF-κB controls cell growth and differentiation through transcriptionalregulation of cyclin Dl. Mol. Cell. Biol., 1999; 19: 5785-5799
Google Scholar - 48. Han J., Choi S.J., Kurihara N., Koide M., Oba Y., Roodman G.D.: Macrophageinflammatory protein-1α is an osteoclastogenic factor inmyeloma that is independent of receptor activator of nuclear factorκB ligand. Blood, 2001; 97: 3349-3353
Google Scholar - 49. Hazlehurst L.A., Damiano J.S., Buyuksal I., Pledger W.J., DaltonW.S.: Adhesion to fibronectin via β1 integrin regulates p27kip1 levelsand contributes to cell adhesion mediated drug resistance (CAM-DR).Oncogene, 2000; 19: 4319-4327
Google Scholar - 50. Hazlehurst L.A., Enkemann S.A., Beam C.A., Argilagos R.F., PainterJ., Shain K.H., Saporta S., Boulware D., Moscinski L., Alsina M.,Dalton W.S.: Genotypic and phenotypic comparisons of de novo andacquired melphalan resistance in an isogenic multiple myeloma cellline model. Cancer Res., 2003; 63: 7900-7906
Google Scholar - 51. Hideshima T., Nakamura N., Chauhan D., Anderson H.C.: The roleof tumor necrosis factor α in the pathophysiology of human multiplemyeloma: therapeutic applications. Oncogene, 2001; 20: 4519-4527
Google Scholar - 52. Hideshima T., Podar K., Chauhan D., Anderson K.C.: Cytokinesand signal transduction. Best Pract. Res. Clin. Haematol., 2005; 18:509-524
Google Scholar - 53. Hjorth-Hansen H., Seifert M.F., Borset M., Aarset H., Ostlie A.,Sundan A., Waage A.: Marked osteoblastopenia and reduced boneformation in a model of multiple myeloma bone disease in severecombined immunodeficiency mice. J. Bone Miner. Res.,1999; 14: 256-263
Google Scholar - 54. Hov H., Holt R.U., Rø T.B., Fagerli U.M., Hjorth-Hansen H., BaykovV., Christensen J.G., Waage A., Sundan A., Børset M.: A selective c-metinhibitor blocks an autocrine hepatocyte growth factor growth loopin ANBL-6 cells and prevents migration and adhesion of myelomacells. Clin. Cancer Res., 2004; 10: 6686-6694
Google Scholar - 55. Hu L., Shi Y., Hsu J., Gera J., Van Ness B., Lichtenstein A.: Downstreameffectors of oncogenic ras in multiple myeloma cells. Blood, 2003;101: 3126-3135
Google Scholar - 56. Huang S., Pettaway C.A., Uehara H., Bucana C.D., Fidler I.J.: Blockadeof NF-κB activity in human prostate cancer cells is associatedwith suppression of angiogenesis, invasion, and metastasis. Oncogene,2001; 20: 4188-4197
Google Scholar - 57. Hyeon S., Lee H., Yang Y., Jeong W.: Nrf2 deficiency inducesoxidative stress and promotes RANKL-induced osteoclast differentiation.Free Radic. Biol. Med., 2013; 65: 789-799
Google Scholar - 58. Jiang W., Hiscox S., Matsumoto K., Nakamura T.: Hepatocytegrowth factor/scatter factor, its molecular, cellular and clinical implicationsin cancer. Crit. Rev. Oncol. Hematol., 1999; 29: 209-248
Google Scholar - 59. Jurczyszyn A., Czepiel J., Biesiada G., Gdula-Argasińska J., CiborD., Owczarek D., Perucki W., Skotnicki A.B.: HGF, sIL-6R and TGF-β1play a significant role in the progression of multiple myeloma. J.Cancer, 2014; 5: 518-524
Google Scholar - 60. Jurczyszyn A., Czepiel J., Gdula-Argasińska J., Czapkiewicz A.,Biesiada G., Dróżdż M., Perucki W., Castillo J.J.: Erythrocyte membranefatty acids in multiple myeloma patients. Leuk. Res., 2014;38: 1260-1265
Google Scholar - 61. Jurczyszyn A., Czepiel J., Gdula-Argasińska J., Pasko P., CzapkiewiczA., Librowski T., Perucki W., Butrym A., Castillo J.J., SkotnickiA.B.: Plasma fatty acids profile in multiple myeloma patients. Leuk.Res., 2014, 39: 400-405
Google Scholar - 62. Jurczyszyn A., Wolska Smoleń T., Skotnicki A.B.: Mechanizmypatogenetyczne warunkujące nowe sposoby terapii szpiczaka mnogiego.Znaczenie cytokin. Adv. Clin. Exp. Med., 2005, 14: 137-143
Google Scholar - 63. Jurczyszyn A., Wolska-Smoleń T., Skotnicki A.B.: Czynnik wzrostuhepatocytów: od diagnostyki do zastosowań klinicznych. Przegl.Lek., 2003; 60: 425-434
Google Scholar - 64. Jurczyszyn A., Zebzda A., Czepiel J., Perucki W., Bazan-Socha S.,Cibor D., Owczarek D., Majka M.: Geldanamycin and its derivativesinhibit the growth of myeloma cells and reduce the expression ofthe MET receptor. J. Cancer, 2014; 5: 480-490
Google Scholar - 65. Kaiser M., Mieth M., Liebisch P. Oberländer R., Rademacher J.,Jakob C., Kleeberg L., Fleissner C., Braendle E., Peters M., Stover D.,Sezer O., Heider U.: Serum concentrations of DKK-1 correlate withthe extent of bone disease in patients with multiple myeloma. Eur. J.Haematol., 2008; 80: 490-494
Google Scholar - 66. Karin M., Lin A.: NF-κB at the crossroads of life and death. Nat.Immunol., 2002; 3: 221-227
Google Scholar - 67. Klein B., Zhang X.G., Jourdan M. Content J., Houssiau F., AardenL., Piechaczyk M., Bataille R.: Paracrine rather than autocrine regulationof myeloma-cell growth and differentiation by interleukin-6.Blood, 1989; 73: 517-526
Google Scholar - 68. Kong Y.Y., Yoshida H., Sarosi I., Tan H.L., Timms E., Capparelli C.,Morony S., Oliveira-dos-Santos A.J., Van G., Itie A., Khoo W., WakehamA., Dunstan C.R., Lacey D.L., Mak T.W., Boyle W.J., PenningerJ.M.: OPGL is a key regulator of osteoclastogenesis, lymphocyte developmentand lymph-node organogenesis. Nature, 1999; 397: 315-323
Google Scholar - 69. Koop H.G., Avecilla S.T., Hooper A.T., Rafii S.: The bone marrowvascular niche: home of HSC differentiation and mobilization. Physiology,2005; 20: 349-356
Google Scholar - 70. Krishnan V., Bryant H.U., MacDougald O.A.: Regulation of bonemass by Wnt signaling. J. Clin. Invest., 2006; 116: 1202-1209
Google Scholar - 71. Lee J.W., Chung H.Y., Ehrlich L.A., Jelinek D.F., Callander N.S., RoodmanG.D., Choi S.J.: IL-3 expression by myeloma cells increases bothosteoclast formation and growth of myeloma cells. Blood, 2004; 103:2308-2315
Google Scholar - 72. Lentzsch S., Gries M., Janz M., Bargou R., Dorken B., Mapara M.Y.:Macrophage inflammatory protein 1-alpha (MIP-1α) triggers migrationand signaling cascades mediating survival and proliferation inmultiple myeloma (MM) cells. Blood, 2003; 101: 3568-3573
Google Scholar - 73. Lesko E., Majka M.: The biological role of HGF-MET axis in tumorgrowth and development of metastasis. Front. Biosci., 2008;13: 1271-1280
Google Scholar - 74. Liang J., Slingerland J.M.: Multiple roles of P13K/PKB (AKt) pathwayin cell cycle progression. Cell Cycle, 2003; 2: 339-345
Google Scholar - 75. Lichtenstein A., Berenson J., Norman D., Chang M.P., Carlile A.:Production of cytokines by bone marrow cells obtained from patientswith multiple myeloma. Blood, 1989; 74: 1266-1273
Google Scholar - 76. Miao Z., Jin J., Chen L., Zhu J., Huang W., Zhao J., Qian H., ZhangX.: Isolation of mesenchymal stem cells from human placenta: comparisonwith human bone marrow mesenchymal stem cells. Cell Biol.Int., 2006; 30: 681-687
Google Scholar - 77. Michigami T., Shimizu N., Williams P.J., Niewolna M., Dallas S.L.,Mundy G.R., Yoneda T.: Cell-cell contact between marrow stromalcells and myeloma cells via VCAM-1 and α4β1-integrin enhances productionof osteoclast-stimulating activity. Blood, 2000; 96: 1953-1960
Google Scholar - 78. Mitsiades C.S., Mitsiades N.S., Munshi N.C., Richardson P.G., AndersonK.C.: The role of the bone microenvironment in the pathophysiologyand therapeutic management of multiple myeloma: interplayof growth factors, their receptors and stromal interactions.Eur. J. Cancer, 2006; 42: 1564-1573
Google Scholar - 79. Mizuno A., Amizuka N., Irie K., Murakami A., Fujise N., Kanno T.,Sato Y., Nakagawa N., Yasuda H., Mochizuki S., Gomibuchi T., YanoK., Shima N., Washida N., Tsuda E., Morinaga T., Higashio K., OzawaH.: Severe osteoporosis in mice lacking osteoclastogenesis inhibitoryfactor/osteoprotegerin. Biochem. Biophys. Res. Commun., 1998;247: 610-615
Google Scholar - 80. Nakamizo A., Marini F., Amano T., Khan A., Studeny M., Gumin J.,Chen J., Hentschel S., Vecil G., Dembinski J., Andreeff M., Lang F.F.:Human bone marrow derived mesenchymal stem cells in the treatmentof gliomas. Cancer Res., 2005; 65: 3307-3318
Google Scholar - 81. Naveiras O., Nardi V., Wenzel P.L., Hauschka P.V., Fahey F., DaleyG.Q.: Bone-marrow adipocytes as negative regulators of the haematopoieticmicroenvironment. Nature, 2009; 460: 259-263
Google Scholar - 82. Ni H., Ergin M., Huang Q., Qin J.Z., Amin H.M., Martinez R.L.,Saeed S., Barton K., Alkan S.: Analysis of expression of nuclear factorκB (NF-κB) in multiple myeloma: down-regulation of NF-κB inducesapoptosis. Br. J. Haematol., 2001; 115: 279-286
Google Scholar - 83. Nico B., Mangieri D., Crivellato E., Vacca A., Ribatti D.: Mast cellscontribute to vasculogenic mimicry in multiple myeloma. Stem CellsDev., 2008; 17: 19-22
Google Scholar - 84. Ogata A., Chauhan D., Teoh G., Treon S.P., Urashima M., SchlossmanR.L., Anderson K.C.: IL-6 triggers cell growth via the ras-dependentmitogen-activated protein kinase cascade. J. Immunol., 1997;159: 2212-2221
Google Scholar - 85. Osaki M., Oshimura M., Ito H.: PI3K-Akt pathway: its functions andalterations in human cancer. Apoptosis, 2004; 9: 667-676
Google Scholar - 86. Park C.K, Lee Y., Kim K.H., Lee Z.H., Joo M, Kim H.H.: Nrf2 isa novel regulator of bone acquisition. Bone, 2014; 63: 36-46
Google Scholar - 87. Peichev M., Naiyer A.J., Pereira D., Zhu Z., Lane W.J., Williams M.,Oz M.C., Hicklin D.J., Witte L., Moore M.A., Rafii S.: Expression of VEGFR-2and AC133 by circulating human CD34+ cells identifies a populationof functional endothelial precursors. Blood, 2000; 95: 952-958
Google Scholar - 88. Pellegrino A., Ria R., Di Pietro G., Cirulli T., Surico G., Pennisi A.,Morabito F., Ribatti D., Vacca A.: Bone marrow endothelial cells inmultiple myeloma secrete CXC-chemokines that mediate interactionswith plasma cells. Br. J. Haematol., 2005; 129: 248-256
Google Scholar - 89. Rashid A., Pizer E.S., Moga M., Milgraum L.Z., Zahurak M., PasternackG.R., Kuhajda F.P., Hamilton S.R.: Elevated expression offatty acid synthase and fatty acid synthetic activity in colorectalneoplasia. Am. J. Pathol., 1997; 150, 201-208
Google Scholar - 90. Reagan M.R., Ghobrial I.M.: Multiple myeloma mesenchymalstem cells: characterization, origin and tumor promoting effects. Clin.Cancer Res., 2012; 18: 342-349
Google Scholar - 91. Ria R., Piccoli C., Cirulli T., Falzetti F., Mangialardi G., GuidolinD., Tabilio A., Di Renzo N., Guarini A., Ribatti D., Dammacco F., VaccaA.: Endothelial differentiation of hematopoietic stem and progenitorcells from patients with multiple myeloma. Clin. Cancer Res.,2008; 14: 1678-1685
Google Scholar - 92. Ria R., Roccaro A.M., Merchionne F., Vacca A., Dammacco F., RibattiD.: Vascular endothelial growth factor and its receptors in multiplemyeloma. Leukemia, 2003; 17: 1961-1966
Google Scholar - 93. Ria R., Todoerti K., Berardi S., Coluccia A.M.L., De Luisi A., MattioliM., Ronchetti D., Morabito F., Guarini A., Petrucci M.T., DammaccoF., Ribatti D., Neri A., Vacca A.: Gene expression profiling of bone marrow endothelial cells in patients with multiple myeloma.Clin. Cancer Res., 2009; 15: 5369-5378
Google Scholar - 94. Ribatti D.: Bone marrow vascular niche and the control of tumorgrowth in hematological malignancies. Leukemia, 2010; 24:1247-1248
Google Scholar - 95. Ribatti D., Vacca A., Nico B., Quondamatteo F., Ria R., MinischettiM., Marzullo A., Herken R., Roncali L., Dammacco F.: Bone marrowangiogenesis and mast cell density increase simultaneouslywith progression of human multiple myeloma. Br. J. Cancer, 1999;79: 451-455
Google Scholar - 96. Scavelli C., Nico B., Cirulli T., Ria R., Di Pietro G., Mangieri D.,Bacigalupo A., Mangialardi G., Coluccia A.M., Caravita T., Molica S.,Ribatti D., Dammacco F., Vacca A.: Vasculogenic mimicry by bonemarrow macrophages in patients with multiple myeloma. Oncogene,2008; 27: 663-674
Google Scholar - 97. Scheller J., Rose-John S.: Interleukin-6 and its receptor: frombench to bedside. Med. Microbiol. Immunol., 2006; 195: 173-183
Google Scholar - 98. Serhan S.N., Petasis N.A.: Resolvins and protectins in inflammationresolution. Chemical Rev., 2011; 111: 5922-5943
Google Scholar - 99. Silvestris F., Cafforio P., Tucci M., Grinello D., Dammacco F.: Upregulationof osteoblasts apoptosis by malignant plasma cells: a role inmyeloma bone disease. Br. J. Haematol., 2003; 122: 39-52
Google Scholar - 100. Simonet W.S., Lacey D.L., Dunstan C.R., Kelley M., Chang M.S.,Lüthy R., Nguyen H.Q., Wooden S., Bennett L., Boone T., ShimamotoG., DeRose M., Elliott R., Colombero A., Tan H.L. i wsp.: Osteoprotegerin:a novel secreted protein involved in the regulation of bonedensity. Cell, 1997; 89: 309-319
Google Scholar - 101. Singhal S., Mehta J.: Multiple myeloma. Clin. J. Am. Soc. Nephrol.,2006; 1: 1322-1330
Google Scholar - 102. Standal T., Seidel C., Hjertner O., Plesner T., Sanderson R.D.,Waage A., Borset M., Sundan A.: Osteoprotegerin is bound, internalized,and degraded by multiple myeloma cells. Blood, 2002; 100:3002-3007
Google Scholar - 103. Tanaka Y., Abe M., Hiasa M., Oda A., Amou H., Nakano A., TakeuchiK., Kitazoe K., Kido S., Inoue D., Moriyama K., Hashimoto T.,Ozaki S., Matsumoto T.: Myeloma cell-osteoclasts interaction enhancesangiogenesis together with bone resorption: a role for vascularendothelial cell growth factor and osteopontin. Clin. CancerRes., 2007; 13: 816-823
Google Scholar - 104. Tatsumi T., Shimazaki C., Goto H., Araki S., Sudo Y., YamagataN., Ashihara E., Inaba T., Fujita N., Nakagawa M.: Expression of adhesionmolecules on myeloma cells. Jpn. J.Cancer Res., 1996; 87: 837-842
Google Scholar - 105. Terpos E., Dimopoulos M.A.: Myeloma bone disease: pathophysiologyand management. Ann. Oncol., 2005; 16: 1223-1231
Google Scholar - 106. Terpos E., Politou M., Szydlo R., Goldman J.M., Apperley J.F., RahemtullaA.: Serum levels of macrophage inflammatory protein-1 alpha(MlP-lα) correlate with the extent of bone disease and survival inpatients with multiple myeloma. Br. J. Haematol., 2003; 123: 106-109
Google Scholar - 107. Terpos E., Szydlo R., Apperley J.F., Hatjiharissi E., Politou M., MeletisJ., Viniou N., Yataganas X., Goldman J.M., Rahemtulla A.:Solublereceptor activator of nuclear factor κB ligand-osteoprotegerin ratio predicts survival in multiple myeloma: proposal for a novel prognosticindex. Blood, 2003; 102: 1064-1069
Google Scholar - 108. Terry P.D., Rohan T.E., Wolk A.: Intakes of fish and marine fattyacids and the risks of cancers of the breast and prostate and of otherhormone-related cancers: a review of the epidemiological evidence.Am. J. Clin. Nutr., 2003; 77, 532-543
Google Scholar - 109. Tian E., Zhan F., Walker R., Rasmussen E., Ma Y., Barlogie B.,Shaughnessy J.D. Jr.: The role of the Wnt-signaling antagonist Dkklin the development of osteolytic lesions in multiple myeloma. N.Engl. J. Med., 2003; 349: 2483-2494
Google Scholar - 110. Vacca A., Ria R., Semeraro F., Merchionne F., Coluccia M., BoccarelliA., Scavelli C., Nico B., Gernone A., Battelli F., Tabilio A., GuidolinD., Petrucci M.T., Ribatti D., Dammacco F.: Endothelial cells inthe bone marrow of patients with multiple myeloma. Blood, 2003;102: 3340-3348
Google Scholar - 111. Vacca A., Ribatti D., Presta M., Minischetti M., Iurlaro M., Ria R.,Albini A., Bussolino F., Dammacco F.: Bone marrow neovascularization,plasma cell angiogenic potential, and matrix metalloproteinase-2secretion parallel progression of human multiple myeloma.Blood, 1999; 93: 3064-3073
Google Scholar - 112. van Camp B., Durie B.G., Spier C., De Waele M., Van Riet I., Vela E.,Frutiger Y., Richter L., Grogan T.M.: Plasma cells in multiple myelomaexpress a natural killer cell-associated antigen: CD56 (NKH-l;Leu-19).Blood, 1990; 76: 377-382
Google Scholar - 113. Wallace S.R., Oken M.M., Lunetta K.L., Panoskaltsis-Mortari A.,Masellis A.M.: Abnormalities of bone marrow mesenchymal cells inmultiple myeloma patients. Cancer, 2001; 91: 1219-1230
Google Scholar - 114. Wang L.H., Yang X.Y., Zhang X., Farrar W.L.: Inhibition of adhesiveinteraction between multiple myeloma and bone marrowstromal cells by PPARg cross talk with NF-κB and C/EBPβ. Blood,2007; 110: 4373-4384
Google Scholar - 115. Wendel M., Heller A.R.: Anticancer actions of omega-3 fattyacids – current state and future perspectives. Anticancer AgentsMed. Chem., 2009; 9: 457-470
Google Scholar - 116. Yang H.H., Ma M.H., Vescio R.A., Berenson J.R.: Overcoming drugresistance in multiple myeloma: the emergence of therapeutic approachesto induce apoptosis. J. Clin. Oncol., 2003; 21: 4239-4247
Google Scholar - 117. Yin A.H., Miraglia S., Zanjani E.D., Almeida-Porada G., OgawaM., Leary A.G., Olweus J., Kearney J., Buck D.W.: AC133, a novelmarker for human hematopoietic stem and progenitor cells. Blood,1997; 90: 5002-5012
Google Scholar - 118. Yin T., Li L.: The stem cell niches in bone. J. Clin. Invest. 2006;116: 1195-1201
Google Scholar - 119. Zhang H., Vakil V., Braunstein M., Smith E.L., Maroney J., ChenL., Dai K., Berenson J.R., Hussain M.M., Klueppelberg U., Norin A.J.,Akman H.O., Ozçelik T., Batuman O.A.: Circulating endothelial progenitorcells in multiple myeloma: implications and significance.Blood, 2005; 105: 3286-3294
Google Scholar