Abstrakt

Dynamiczny rozwój wiedzy na temat probiotyków rozpoczął się na początku XX w. Od tego czasu opracowano wiele sposobów ich wykorzystania w medycynie. Probiotyki zgodnie z definicją WHO „są żywymi mikroorganizmami, które po zaaplikowaniu w odpowiednich dawkach mogą wywierać pozytywny wpływ na organizm gospodarza”. Wśród probiotyków wyróżnia się bakterie i grzyby, a mechanizmy ich funkcjonowania w jamie ustnej i jelitach są analogiczne. Zastosowanie probiotyków w stomatologii, w profilaktyce i leczeniu chorób jamy ustnej jest wciąż mało poznane. Najczęściej wykorzystywanymi bakteriami są Lactobacillus reuteri, Lactobacillus rhamnosus GG oraz Bifidobacterium. W artykule zebrano i usystematyzowano najnowsze doniesienia na temat probiotyków i ich roli w patomechanizmie próchnicy zębów, zapaleniu dziąseł i przyzębia, grzybicy i halitozie. Na podstawie analizowanego piśmiennictwa można stwierdzić, że mechanizmy inhibicji patogenów próchnicotwórczych z zastosowaniem probiotyków są wciąż mało poznane. Nowym kierunkiem badań jest wykorzystanie probiotyków, które mogą w naturalny sposób wyprzeć bakterie próchnicotwórcze jamy ustnej oraz wpłynąć na poprawę zdrowia jamy ustnej dorosłych i dzieci. Wyniki badań potwierdziły również korzystne działanie probiotyków w redukcji populacji bakteryjnych w przebiegu chorób przyzębia i halitozie. Długotrwała obserwacja i prawidłowo zaplanowane badania pozwolą w przyszłości odpowiedzieć na wiele pytań dotyczących zastępowania jednych szczepów drugimi.

Wstęp

Probiotyki według definicji WHO to „żywe mikroorganizmy, które mogą wywierać pozytywny wpływ na organizm gospodarza, kiedy są zaaplikowane w odpowiednich dawkach” [27]. Pierwsza bakteria probiotyczna – Lactobacillus bulgaricus została odkryta i opisana na początku XX w. przez „ojca immunologii” Elie Metchnikoffa, a po raz pierwszy terminu „probiotyk” użyli Lilly i Stillwell [49]. Prebiotyki są sfermentowanymi substancjami, które wspomagają wzrost bakterii probiotycznych. Obecnie, jako prebiotyki sklasyfikowane są jedynie oligosacharydy nieulegające trawieniu, zwłaszcza inulina. Natomiast synbiotyki to połączenie probiotyków i prebiotyków, o działaniu synergistycznym lub addycyjnym na organizm gospodarza [21,55]. Przeprowadzone badania potwierdzają, że przewlekłe przyjmowanie lub przedawkowanie probiotyków nie wykazuje działania szkodliwego na organizm człowieka ze sprawnym układem odpornościowym [21]. Według skali GRAS (Generally Regarded As Safe) obecnie osiem probiotyków zostało sklasyfikowanych jako bezpieczne [27]: Lactobacillus reuteri szczep DSM 17938, Lactobacillus casei subsp. rhamnosus szczep GG, Lactobacillus acidophilus, Bifidobacterium lactis szczep Bb12, Bifidobacterium longum BB536, Saccharomyces cerevisiae szczep ECMo01 ze wzmocnioną ekspresją ureaamidolazy, S. cerevisiae szczep ML01, Carnobacterium maltaromaticum szczep CB1. Wśród mikroorganizmów probiotycznych wyróżnia się: bakteryjne (zwłaszcza z rodzaju Lactobacillus i Bifidobacterium) oraz grzybicze (Saccharomyces boulardii). Klasyfikacja obejmuje także część szczepów z rodzaju Streptococcus: S. thermophilus, S. salivarius. W większości bakterie wyizolowano od zdrowych osób i nie były modyfikowane genetycznie. Ich cechą charakterystyczną jest to, że wykazują odporność na działanie kwasów, co umożliwia im przedostanie się przez górną część układu pokarmowego (przez żołądek) do jelit. Wśród nich występuje zjawisko kolonizacji rodzinnej [55,77].

Obecnie znane są trzy główne mechanizmy działania bakterii probiotycznych:

• Współzawodnictwo o składniki odżywcze i niszę ekologiczną z innymi bakteriami.

• Hamowanie wzrostu innych bakterii przez bakteriocyny.

• Stymulacja swoistej i nieswoistej odpowiedzi immunologicznej poprzez aktywację limfocytów T i wytwarzanie cytokin [71].

Dotychczas probiotyki znalazły zastosowanie w medycynie w schorzeniach jelit (Lactobacillus acidophilus) [52], inhibicji wzrostu patogenów układu pokarmowego (Lactobacillus plantarum) [42], leczeniu otyłości (Lactobacillus rhamnosus) [40], przeciwdziałaniu kolonizacji Helicobacter pylori oraz Salmonella enterica (Lactobacillus paracasei) [14,31,54], eliminacji nosicielstwa enterokoków wankomycynoopornych u osób z zaburzeniami funkcji nerek (Lactobacillus rhamnosus) [40,56], supresji wytwarzania niektórych cytokin, np. TNF (czynnik martwicy nowotworów) (Lactobacillus reuteri) [10,18,38,59,70], zwiększeniu tolerancji laktozy, zapobieganiu biegunkom, alergiom pokarmowym oraz zmniejszeniu kolonizacji przez patogeny (bakterie z grupy Bifidobacterium) [25,28,50,66,67], leczeniu biegunek związanych z przyjmowaniem antybiotyków, ale także występujących u chorych z HIV/AIDS, nawracającemu zakażeniu Clostridium difficile [36] oraz zespołowi jelita wrażliwego (Saccharomyces boulardii) [63].

Od niedawna badana jest możliwość zastosowania probiotyków w profilaktyce chorób jamy ustnej: próchnicy zębów, grzybicy, halitozie [81] czy chorobach przyzębia [75].

Rola probiotyków w procesie inhibicji bakterii próchnicotwórczych

Próchnica zębów to choroba infekcyjna i transmisyjna. Jest procesem patologicznym wywołanym przez czynniki zewnątrzustrojowe – działaniem drobnoustrojów na ulegające fermentacji węglowodany dostarczane z dietą. Obejmuje zmineralizowane tkanki zęba – szkliwo, zębinę i cement, powodując odwapnienie i rozpad zawartych w nich substancji organicznych [37]. Początek próchnicy poprzedza osadzenie się na powierzchni zębów i dziąseł błonki nabytej (pellicle). Jest to bezkomórkowa warstwa zaadsorbowanych białek ślinowych oraz innych makrocząsteczek na powierzchni szkliwa, o grubości około 10 µm [5], a tworzą ją głównie glikoproteiny znajdujące się w ślinie [34,35]. Między glikoproteinami, innymi komponentami śliny i powierzchnią zębów zachodzą liczne interakcje związane z obecnością sił o dalekim zasięgu (50-100 nm) – wiązania van der Waalsa, wiązania Coulomba i dipole, sił o średnim zasięgu (10-50 nm) – wiązania hydrofobowe oraz sił o małym zasięgu (mniej niż 5 nm) – wiązania kowalencyjne, elektrostatyczne, jonowe, wodorowe. Siły te umożliwiają wiązanie protein i adhezję bakteryjną [22]. Część bakterii planktonicznych rozpoznaje białka, takie jak α-amylaza i bogate w prolinę glikoproteiny odpowiadające za wiązanie na powierzchni błonki nabytej. Białka początkowo łączą się z błonką na zasadzie oddziaływania elektrostatycznego oraz mechanicznego umocowania, z czasem dołą- czają się wiązania chemiczne [12,35]. W ciągu 4 godzin od początku jej formowania na powierzchni pellicle osiedlają się pierwsze bakterie pionierskie [22]. Adhezja bakterii na wczesnych etapach jest odwracalna [34,43]. Z czasem dochodzi do osiedlenia się kolejnych bakterii pionierskich (Actinomyces spp., Streptococcus spp., Haemophilus spp., Capnocytophaga spp., Veillonella spp., Neisseria) i powstania mikrokolonii. Fimbrie i fibryle umożliwiają adhezję bakterii do powierzchni błonki nabytej. Tworzenie biofilmu bakteryjnego płytki nazębnej jest cechą charakterystyczną bytowania mikroflory stałej błony śluzowej jamy ustnej. Udowodniono, że nadmierna ilość biofilmu bakteryjnego o nieprawidłowym składzie jest przyczyną powstawania próchnicy [61]. W jamie ustnej zidentyfikowano 700-800 gatunków bakterii, co sprawia, że jest to najbardziej złożony mikrobiom w całym organizmie człowieka [46]. Skład bakterii wchodzących w skład biofilmu ulega z czasem zmianie: zmniejsza się liczba bakterii Streptococcus mutans i Neisseria, wzrasta liczba organizmów z gatunku Corynebacterium, Fusobacterium nucleatum, Aggregatibacter actinomycetemcomitans [35,61]. Bakterie łączą się rozpoznając polisacharydy i receptory białkowe na powierzchni ścian komórkowych bakterii pionierskich [22]. Sukcesja drobnoustrojów i przyleganie zwiększają różnorodność gatunków z towarzyszącym stałym wzrostem mikrokolonii. Do kulminacji wspólnoty bakteryjnej i utworzenia dojrzałej płytki dochodzi w okresie około 2 tygodni.

Podaż produktów spożywczych zawierających dużą ilość węglowodanów powoduje szybki spadek pH płytki nazębnej. Niskie pH (<5,5 tzw. „krytyczne”) utrzymuje się przez około 30-60 min. Po tym czasie odczyn jej wzrasta, co jest związane z działaniem buforowym śliny. Do syntezy zewnątrzkomórkowych polisacharydów dochodzi najszybciej po podaży sacharozy, która jest najlepszym substratem dla bakterii kwasotwórczych i kwasoodpornych [5,22]. Niskie pH ułatwia proliferację bakterii, szczególnie streptokoków z grupy mutans oraz pałeczek kwasu mlekowego. Stan równowagi przesuwa się w kierunku demineralizacji. Większa liczba bakterii, to zwiększone wytwarzanie kwasów, zjawisko to opisuje tzw. hipoteza ekologicznej płytki. Według tej teorii próchnica jest skutkiem zachwiania naturalnej, stałej równowagi mikroflory płytki spowodowanej przez okresowe obniżenie pH i wysoką podaż węglowodanów [57].

Głównymi bakteriami bezpośrednio odpowiedzialnymi za rozwój choroby próchnicowej u ludzi są Lactobacillus oraz Streptococcus mutans. S. mutans jest bakterią Gram- -dodatnią obecną w ślinie i złogach nazębnych, należy do paciorkowców hemolizujących i jest zaliczana do grupy Streptococcus viridans. Po raz pierwszy bakterię opisał Clarke w 1924 roku [17]; jej rolą jest inicjowanie oraz rozwój choroby próchnicowej. Współuczestniczy również w rozwoju infekcyjnego zapalenia wsierdzia, które może wystąpić u pacjentów z tzw. podwyższonej grupy ryzyka, czyli obciążonych chorobami serca oraz osób cierpiących z powodu niedoborów odporności. Wraz z bakteriami z grupy Streptococcus sobrinus wykazuje bardzo silne działanie demineralizacyjne na twarde tkanki zębów [45]. Głównym miejscem jej bytowania w organizmie człowieka jest jama ustna, gardło oraz jelita. S. mutans oraz S. sobrinus odgrywają główną rolę w patomechanizmie próchnicy ze względu na możliwość adhezji bezpośrednio do błonki nabytej formującej się na powierzchni szkliwa oraz pośrednio do bakterii bytują- cych na powierzchni zębów [23]. Obecność tych gatunków w warunkach korzystnych do ich działania w jamie ustnej powoduje rozwój próchnicy w ciągu 6-24 miesięcy [3]. Bakterie S. mutans i S. sobrinus mają zdolność formowania zewnątrzkomórkowych polisacharydów (EPS) w obecności węglowodanów. EPS są polimerami o dużej masie i długich łańcuchach [84]. Wytwarzanie dużej ilości EPS jest ważnym czynnikiem kariogennym bakterii. Polisacharydy są rezerwuarem substratów i wspomagają adhezję bakterii. EPS nie rozpuszczają się w wodzie i pozwalają na utrzymanie kwasów w bezpo- średnim sąsiedztwie szkliwa zębów. Wpływają także na grubość płytki nazębnej [68,84]. Hata i Mayanagi zwró- cili uwagę na szczególną rolę glukanów i fruktanów w rozwoju próchnicy. Zgodnie z ich badaniami glukany stanowią rezerwuar substratów ulegających fermentacji [32]. Brak dostępu do tlenu i metabolizm ukierunkowany na fermentację, powoduje wzrost bakterii na podłożu z sacharozy doprowadzając do tworzenia kwasów organicznych. Mimo że nie są wytwarzane w znacznych ilo- ściach, redukują pH środowiska bakterii. S. mutans ma możliwość bezpośredniej adhezji do matrix hydroksyapatytów szkliwa, a gdy pH powierzchni szkliwa zostaje zredukowane poniżej krytycznej wartości pH<5,5, rozpoczyna się demineralizacja szkliwa, a tym samym proces próchnicowy [23].

Bakterie z rodzaju Lactobacillus są największą grupą mikroorganizmów wytwarzających kwas mlekowy [80],które powiązano z rozwojem próchnicy [13]. Dowiedziono, że Lactobacillus występuje w dużej ilości zarówno w próchnicy powierzchownej, jak i głębokiej, choć uznaje się, że nie wpływa na inicjowanie procesu próchnicowego, ale jej dalszy rozwój [29]. Kolonizuje jamę ustną dziecka w pierwszym roku życia. Bytuje na czę- ści grzbietowej języka, błonach śluzowych oraz podniebieniu twardym, w mniejszym stopniu na powierzchni zębów [72]. Obecność Lactobacillus w jamie ustnej zależy od kilku czynników, takich jak: odpowiednia nisza ekologiczna, tzn. nierówności na powierzchni zębów [53], częściowo wyrzynające zęby mądrości i uzupełnienia ortodontyczne [11]. Zdolność adhezji do powierzchni kolonii bakteryjnych nie jest znaczna, jednak organizmy te wykształciły swoiste mechanizmy pozwalające na przyłączanie się do nich. Na powierzchni ściany komórkowej bakterii Lactobacillus znajduje się warstwa S. Zbudowana z białek, ma budowę krystaliczną, która odpowiada za hydrofobowy charakter komórek. Dzięki temu, mikroorganizmy te mogą się adaptować do zmian pH oraz jonowych sił wiązania [79]. Wytwarzanie egzopolisacharydów jest najważniejszym czynnikiem mocowania do powierzchni biofilmu [51]. Kariogenny charakter Lactobacillus opiera się na zdolności wzrostu w środowisku o niskim pH. Bakterie te wykazują fermentacyjny metabolizm: pierwsza grupa wytwarza jedynie kwas mlekowy, druga kwas mlekowy, dwutlenek węgla, kwas octowy i etanol. Obie grupy doprowadzają do zakwaszenia środowiska i demineralizacji szkliwa [2].

Rola probiotyków w profilaktyce próchnicy

Po raz pierwszy hamujący wpływ L. acidophilus na streptokoki in vitro wykazano w 1950 r. [62]. Liczne badania prowadzone dotąd wykazały, że u pacjentów przyjmujących suplementy zawierające probiotyki, następuje redukcja bakterii S. mutans, a także zahamowanie namnażania bakterii z rodzaju Lactobacillus [48,71].

Mechanizm działania bakterii probiotycznych w jamie ustnej jest analogiczny do działania w jelitach [33]. Polega głównie na wytwarzaniu bakteriocyn, stymulacji lokalnej odporności, modulowaniu odpowiedzią zapalną, modulowaniu niszą ekologiczną oraz konkurowaniu z patogenem o miejsce wiązania i składniki odżywcze [16]. Kekkonen i wsp. oraz Paineau i wsp. stwierdzili, że stężenie IgA w ślinie ludzkiej nie zmienia się po suplementacji probiotykami [41,60]. Ważna wydaje się obecność bakterii probiotycznych w mleku matek, które w okresie ciąży przyjmowały produkty zawierające bakterie probiotyczne [64].

Badania nad rolą probiotyków w patomechanizmie próchnicy prowadzone są od niedawna. W celu wykorzystania bakterii probiotycznych w profilaktyce próchnicy Caglar i wsp. przeprowadzili badania z użyciem L. reuteri ATCC 55730 aplikowanego ochotnikom przez 14 dni w postaci tabletek do żucia zawierających 108 CFU (kolonii tworzących jednostki) [10]. W badaniu założono trzy dwutygodniowe okresy oceny L. reuteri w ślinie badanych: w okresie usuwania bakterii z jamy ustnej, w okresie aplikacji tabletek oraz w obserwacji poekspozycyjnej. Zaobserwowano, że w próbkach śliny liczba L. reuteri znacząco spadała po zakończeniu aplikacji bakterii tak, że po tygodniu jedynie 8% ochotników miało w ślinie L. reuteri. Po 5 tygodniach nie stwierdzono już tych mikroorganizmów u badanych, co wskazuje, że krótkotrwała aplikacja nie jest wystarczająca do zasiedlenia bakterii w jamie ustnej. W kolejnym badaniu przeprowadzonym także przez Caglara i wsp. aplikowano tabletki zawierające L. reuteri ATCC 55730/L. reuteri ATCC PTA 5289 (1,1 × 108 CFU) jeden raz dziennie przez 10 dni w grupie młodych kobiet w wieku 20 lat. Liczbę S. mutans i Lactobacillus badano gotowymi zestawami diagnostycznymi w dniu rozpoczęcia suplementacji oraz jeden dzień po zakoń- czeniu terapii. Liczba S. mutans w ślinie w grupie badanej w porównaniu z grupą kontrolną otrzymującą placebo znacząco spadła (p < 0,05) [9]. Lee i Kim [48] wykorzystując technikę RT-PCR wykazali, że wśród probiotyków bakterie Lactobacillus wyraźnie hamowały wzrost streptokoków. Ponadto, bakterie probiotyczne ograniczały rozwój biofilmu umiejscowionego na powierzchni zębów. Ekspresja glukozylotransferaz została znacząco zmniejszona przez Lactobacillus rhamnosus. Wyniki przeprowadzonych badań potwierdziły również, że L. rhamnosus może zahamować formowanie się biofilmu przez obniżanie wytwarzania glukanów przez S. mutans. Inne stanowisko przedstawiają Hasslöf i wsp. [31], którzy nie wykazali wpływu na redukcję próchnicy suplementacji Lactobacillus paracasei LF19 u dzieci w 3, 6 i 9 roku życia w czasie 8-letniej obserwacji. Burton i wsp. przez 3 miesiące obserwowali 100 uczniów w wieku 5-10 lat, u któ- rych stwierdzili obecność przynajmniej 3 wypełnień, (ostatnie wypełnienie nie starsze niż 12 miesięcy), któ- rzy przyjmowali preparat zawierający probiotyk Streptococcus salivarius przez 3 miesiące. Autorzy wykazali zmniejszenie liczby patogennych S. mutans w grupie badanej w porównaniu z grupą kontrolną [7].

S. salivarius jest jedną z pierwszych bakterii kolonizują- cych jamę ustną oraz jelita i dlatego uczestniczy w okre- śleniu homeostazy, a także odpowiedzi immunologicznej gospodarza [39]. Jego liczbę w ślinie szacuje się na około 1×107 CFU/ml. S. salivarius BLIS mają szeroki zakres i wpływają na stabilizację mikrobiomu jamy ustnej oraz inhibicję wzrostu patogenów [81]. Pierwsze doniesienia dotyczące wpływu S. salivarius na streptokoki próchnicotwórcze ogłosili Tanzer i wsp. w 1985 r. [74]. Badania dotyczyły kolonizacji jamy ustnej szczurów szczepem TOVE-R S. salivarius, co zabezpieczało je przed infekcją S. mutans 10449S i Streptococcus sobrinus 6715–13WT. TOVE-R natomiast nie wpływał na rozwój i przenoszenie próchnicy. W innym doświadczeniu Tanzer i wsp. wykazali, że TOVE-R kolonizował płytkę nazębną szczurów, która zawierała już bakterie S. mutans i S. sobrinus, i pozostawał jednym z głównych szczepów mikrobiomu badanych zwierząt. Ponadto, kolonizacja TOVE-R zmniejszyła populację S. mutans i S. sobrinus o około 50% [73].

Zarejestrowanie patentu w 2007 r. przez Blis Technologies Ltd. zakończyło badania nad szczepem M18 (pierwotnie nazywanym Mia), podczas których okazało się, że szczep M18 wykazuje szeroki zakres działania na wszystkie testowane kolonie S. mutans i S. sobrinus. Inne gatunki, na które również wpływa hamująco to: Actinomyces viscosus, Actinomyces naeslundii, Streptococcus agalactiae, Streptococcus pneumoniae, Enterococcus faecalis, Listeria monocytogenes, Hemophilus influenzae, Staphylococcus saprophyticus i Staphylococcus cohnii [15]. Blis M18 wytwarza ureazę – enzym neutralizujący kwasy znajdujące się w jamie ustnej oraz dekstranazę zdolną do niszczenia biofilmu wytwarzanego przez S. mutans [4]. Ponadto wydziela BLIS – inhibitory bakteryjne umoż- liwiające konkurowanie o miejsce i składniki odżywcze ze szczepami patogennymi. Saliwarycyny: A2 [15], M, MPS [4] i 9 [82] działają szczególnie aktywnie przeciwko streptokokom. Inne szczepy z grupy Streptococcus salivarius to: K12, ST3, 24SMB, T30, TOVE-R, K58 [8,39,73,81]. Znalazły zastosowanie w leczeniu zapalenia migdał- ków, ucha środkowego, zwalczaniu Streptococcus pyogenes, Streptococccus pneumoniae, H. influenzae, etc. Szczep K12 został zakwalifikowany jako bezpieczny zgodnie ze skalą GRAS [17]. Jedyne dostępne dane dotyczące toksyczności bakterii S. salivarius informują o przenikaniu tego szczepu w sposób jatrogenny lub po urazie do CSF (płynu mózgowo-rdzeniowego) [83].

Rola probiotyków w zapobieganiu chorobom przyzębia

Zapalenie przyzębia (periodontitis) jest przewlekłą chorobą o charakterze zapalnym, wywołaną obecnością biofilmu bakteryjnego, atakującą tkanki otaczające zęby, takie jak dziąsło i kość. Biofilm i obecność płytki nazębnej są ważnymi, ale nie jedynymi czynnikami decydującymi o rozwoju tej choroby. Zgodnie z najnowszymi doniesieniami decydujące znaczenie ma odpowiedź immunologiczna gospodarza na atak patogenów. Jednym z najważniejszych oznak periodontitis jest akumulacja neutrofilów w przyczepie dziąsłowym, nabłonku i kieszonce dziąsłowej [19]. Ich obecność świadczy o aktywnym procesie obronnym organizmu gospodarza. Przypuszcza się, że neutrofile uczestniczą w rozwoju choroby przyzębia przez uwalnianie enzymów, takich jak metaloproteinazy lub substancji cytotoksycznych.

Głównym mikroorganizmem odpowiedzialnym za rozwój choroby przyzębia jest Porymorphonas gingivalis. Ta Gram-ujemna bakteria może wpływać na odpowiedź immunologiczną gospodarza, chociaż nie stanowi potencjalnego źródła rozwoju zapalenia. P. gingivalis upośledza odpowiedź mikrobiologiczną gospodarza przez wpływ na wzrost i rozwój innych bakterii występujących w jamie ustnej człowieka [20]. Ponadto drobnoustrój inicjuje wywołaną stanem zapalnym utratę kości, szczególnie w wyniku osłabiania wrodzonej odporności przez zaburzanie połączenia z receptorami Toll-like [26]. Moż- liwość wzbudzania rozległego stanu zapalnego przez niewielką liczbę P. gingivalis doprowadziła do zakwalifikowania tej bakterii do tzw. bakterii podstawowych. Mikroorganizmy te mają zdolność wywoływania lub uczestniczenia w procesie uszkadzania homeostazy gospodarza. Inne bakterie współuczestniczące w periodontitis to Treponema denticola, Tannerella forsythia, Aggregatibacter actinomycetemcomitans [30]. T. denticola wchodzi w skład biofilmu poddziąsłowego, w stanach zapalnych przyzębia znacząco wzrasta jej liczebność w kieszonkach przyzębnych [24].

Pierwsze próby badające wpływ bakterii probiotycznych na stan jamy ustnej określały wpływ drobnoustrojów na rozwój chorób przyzębia. Pacjentom cierpiącym z powodu schorzeń przyzębia, takich jak periodontitis, gingivitis, ciążowego periodontitis etc., aplikowano miejscowo bakterie z gatunku L. acidophilus. U wszystkich pacjentów stwierdzono znaczącą poprawę [44]. Obecnie najczęściej stosowanymi w leczeniu chorób przyzębia mikroorganizmami są L. reuteri, L. brevis (CD2), L. casei Shirota, L. salivarius WB21, a także Bacillus subtilis. Podaż L. reuteri oraz L. breve spowodowała zauważalne zmniejszenie krwawienia dziąseł [14]. W badaniach Twetmana i wsp. aplikowano szczep L. reuteri ATCC 55730 oraz ATCC PTA 5289 w postaci gum do żucia pacjentom cierpiącym z powodu umiarkowanego zapalenia przyzę- bia. Pacjenci zostali podzieleni na trzy grupy: pierwsza otrzymywała jedną dawkę probiotyku i jedną dawkę placebo dziennie, w pozostałych dwóch grupach pacjenci przyjmowali odpowiednio dwie tabletki probiotyku lub dwie tabletki placebo na dobę. Osoby biorące udział w badaniu miały za zadanie żuć gumę przez 10 minut przez dwa tygodnie. Autorzy badań zauważyli, że zastosowane szczepy wpływają na zmniejszenie poziomu zapalnych cytokin w płynie kieszonki dziąsłowej (GCF), a bakteria L. brevis ogranicza działalność kolagenazy i innych markerów zapalnych w ślinie. Jednak współczynnik krwawienia z kieszonek dziąsłowych zmienił się znacząco jedynie w grupach pacjentów, którzy otrzymywali tabletki probiotyczne [78]. Bezpośredni wpływ L. brevis na choroby przyzębia wykazali Riccia i wsp. Próbę przeprowadzono u pacjentów cierpiących z powodu przewlekłego periodontitis. Badania wykazały, że suplementacja probiotykiem zawierającym szczep L. brevis doprowadziła do całkowitego wyeliminowania lub wyraźnej poprawy parametrów choroby przyzębia. Autorzy zwrócili uwagę na wyraźne jednocześnie przebiegające obniżanie stę- żenia nitrytów/nitratów, PGE2, metaloproteinaz oraz IFN-γ [65]. Inne badanie w grupie pacjentów z chorobą przyzębia przeprowadzili Tsubura i wsp. aplikując ochotnikom szczep Bacillus subtilis w postaci płukanki. Autorzy oceniali wskaźnik BANA (test opierający się na detekcji swoistej aktywności enzymatycznej mikroorganizmów wywołujących rozwój choroby przyzębia) oraz zgłębnikowali kieszonki przyzębne u wszystkich pacjentów. Wyniki badań potwierdziły poprawę wskaźnika BANA oraz zmniejszenie krwawienia, a także znaczącą redukcję patogenów wywołujących choroby przyzębia [76]. Badanie potwierdzające korzystne działanie probiotyków w chorobie przyzębia przeprowadzili Shimauchi i wsp. wykazując, że suplementacja w postaci tabletek szczepem L. salivarius WB21 wpływa na redukcję głę- bokości kieszonek dziąsłowych, szczególnie u chorych z grupy wysokiego ryzyka – palaczy. Obecność bakterii z tego szczepu zmniejsza liczbę mikroorganizmów wywołujących periodontitis. W badaniach wykorzystano tabletki Lactobacillus salivarius WB21 (WB21) (6,7 × 108 CFU) zawierające ksylitol. Parametry chorób przyzębia: krwawienie z kieszeni przyzębnych oraz wartości Plaque Index znacznie się poprawiły po 8-tygodniowej suplementacji wśród pacjentów palących papierosy w stosunku do grupy kontrolnej, która otrzymywała tylko ksylitol [69].

Rola probiotyków w rozwoju grzybicy jamy ustnej i halitozy

Wpływ bakterii probiotycznych na kolonizację jamy ustnej przez grzyby z rodzaju Candida nie jest dobrze poznany. Jedna z pierwszych prób przeprowadzona została w grupie starszych pacjentów. Szczepy GG oraz LC705 L. rhamnosus oraz Propionibacterium freudenreichii ssp. shermanii zawarte w serze podawane były seniorom przez 16 tygodni. Wyniki badań wykazały znaczący spadek liczby drożdżaków bytujących w jamie ustnej, jednak nie nastąpiła wyraźna poprawa zmian grzybiczych. Podobne badania przeprowadzono w grupie młodszych chorych, nie zauważono jednak znaczących różnic mię- dzy grupą badaną i kontrolną [1].

Leczenie halitozy opiera się głównie na redukcji populacji bakteryjnych bytujących na powierzchni języka z użyciem metod chemicznych i mechanicznego oczyszczania. W badaniach prowadzonych przez Burtona i wsp. zastosowano chlorheksydynę – substancję o szerokim działaniu przeciwbakteryjnym, a następnie zasiedlano jamę ustną bakteriami probiotycznymi Streptococcus salivarius K12. Celem badania było zapobieganie ponownemu zasiedlaniu jamy ustnej przez bakterie wywo- łujące halitozę. Wstępne badania wykazały redukcję lotnych związków siarki przez dwa tygodnie u 8 na 13 pacjentów [6].

Podsumowanie

Choroba próchnicowa jest wynikiem zaburzenia równowagi między demineralizacją i remineralizacją twardych tkanek zębów. Kwasy organiczne wytwarzane przez streptokoki i bakterie z rodzaju Lactobacillus spp., a także podatność gospodarza i odpowiedni czas trwania tych szkodliwych czynników są uznane za podstawowe w rozwoju procesu próchnicowego [47]. Obecnie stosowane działania mające na celu ograniczenie demineralizacji szkliwa zakładają odpowiednią dietę, utrzymywanie higieny jamy ustnej, a także wzmocnienie odporności gospodarza. Nowym kierunkiem badań jest wykorzystanie probiotyków, które mogą w naturalny sposób wyprzeć bakterie próchnicotwórcze jamy ustnej [58]. Wyniki badań potwierdziły również korzystne działanie probiotyków w chorobach przyzębia i halitozie.

Mechanizmy inhibicji patogenów próchnicotwórczych z zastosowaniem probiotyków są wciąż mało poznane [33]. Długotrwała obserwacja i prawidłowo zaplanowane badania pozwolą odpowiedzieć na wiele pytań dotyczących zastępowania jednych szczepów przez drugie.

Przypisy

• 1. Ahola A.J., Yli-Knuuttila H., Suomalainen T., Poussa T., AhlströmA., Meurman J.H., Korpela R.: Short-term consumption of probiotic–containing cheese and its effect on dental caries risk factors. Arch.Oral Biol., 2002; 47: 799-804
  Google Scholar
• 2. Badet C., Thebaud N.B.: Ecology of lactobacilli in the oral cavity:a review of literature. Open Microbiol. J., 2008; 2: 38-48
  Google Scholar
• 3. Balakrishnan M., Simmonds R.S., Tagg J.R.: Dental caries is a preventableinfectious disease. Aust. Dent. J., 2000; 45: 235-245
  Google Scholar
• 4. Barretto C., Alvarez-Martin P., Foata F., Renault P., Berger B.: Genomesequence of the lantibiotic bacteriocin producer Streptococcussalivarius strain K12. J. Bacteriol., 2012; 194: 5959-5960
  Google Scholar
• 5. Bayrak S., Okte Z., Fidanci U.R.: Relationship between caries anddental plaque composition. Am. J. Dent., 2011; 24: 45-48
  Google Scholar
• 6. Burton J.P., Chilcott C.N., Tagg J.R.: The rationale and potentialfor the reduction of oral malodour using Streptococcus salivariusprobiotics. Oral Dis., 2005; 11: S29-S31
  Google Scholar
• 7. Burton J.P., Drummond B.K., Chilcott C.N., Tagg J.R., ThomsonW.M., Hale J.D., Wescombe P.A.: Influence of the probiotic Streptococcussalivarius strain M18 on indices of dental health in children:a randomized double-blind, placebo-controlled trial. J. Med. Microbiol.,2013; 62: 875-884
  Google Scholar
• 8. Burton J.P, Wescombe P.A., Macklaim J.M., Chai M.H., MacDonaldK., Hale J.D., Tagg J.R., Reid G., Gloor G.B., Cadieux P.A.: Persistenceof the oral probiotic Streptococcus salivarius M18 is dose dependentand megaplasmid transfer can augment their bacteriocin productionand adhesion characteristics. PLoS One, 2013; 8: e65991
  Google Scholar
• 9. Caglar E., Kuscu O.O., Cildir S.K., Kuvvetli S.S., Sandalli N.: A probioticlozenge administered medical device and its effect on salivarymutans streptococci and lactobacilli. Int. J. Paediatr. Dent.,2008; 18: 35-39
  Google Scholar
• 10. Caglar E., Topcuoglu N., Cildir S.K., Sandalli N., Kulekci G.: Oralcolonization by Lactobacillus reuteri ATCC 55730 after exposure toprobiotics. Int. J. Paediatr. Dent., 2009; 19: 377-381
  Google Scholar
• 11. Chang H.S., Walsh L.J., Freer T.J.: The effect of orthodontic treatmenton salivary flow, pH, buffer capacity, and levels of mutansstreptococci and lactobacilli. Aust. Orthod. J., 1999; 15: 229-234
  Google Scholar
• 12. Characklis W.G., Marshall K.C. (eds.): Biofilms, John Wiley &Sons, Inc. New York 1990
  Google Scholar
• 13. Chhour K.L., Nadkarni M.A., Byun R., Martin F.E., Jacques N.A.,Hunter N.: Molecular analysis of microbial diversity in advancedcaries. J. Clin. Microbiol., 2005; 43: 843-849
  Google Scholar
• 14. Chiang S.S., Pan T.M.: Beneficial effects of Lactobacillus paracaseisubsp. paracasei NTU 101 and its fermented products. Appl.Microbiol. Biotechnol., 2012; 93: 903-916
  Google Scholar
• 15. Chilcott C.N., Tagg J.R.: Antimicrobial composition. Patent No.WO2003070919 (2007)
  Google Scholar
• 16. Choudhari S., Mopagar V.: Probiotic way of dental caries prevention.Int. J. Contemp. Dent., 2011; 2: 59-64
  Google Scholar
• 17. Clarke J.K.: On the bacterial factor in the aetiology of dental caries. Br. J. Exp. Pathol., 1924; 5: 141-147
  Google Scholar
• 18. Czerwionka-Szaflarska M., Łoś-Rycharska E.: Co należy wiedziećo Lactobacillus reuteri. Pediatr. Pol., 2011; 86: 410-420
  Google Scholar
• 19. Darveau R.P.: Periodontitis: a polymicrobial disruption of hosthomeostasis. Nat. Rev. Microbiol., 2010; 8: 481-490
  Google Scholar
• 20. Darveau R.P., Hajshengallis G., Curtis M.A.: Porphyromonas gingivalisas a potential community activist for disease. J. Dent. Res.,2012; 91: 816-820
  Google Scholar
• 21. de Vrese M., Schrezenmeir J.: Probiotics, prebiotics, and synbiotics.Adv. Biochem. Eng. Biotechnol., 2008; 111: 1-66
  Google Scholar
• 22. Fejerskov O., Kidd E.: Dental Caries. The disease and its clinicalmanagement, Blackwell Munksgaard, 2008
  Google Scholar
• 23. Forssten S.D., Björklund M., Ouwehand A.C.: Streptococcus mutans,caries and simulation models. Nutrients, 2010; 2: 290-298
  Google Scholar
• 24. Frederick J.R., Sarkar J., McDowell J.V., Marconi R.T.: Molecularsignaling mechanisms of the periopathogen, Treponema denticola.J. Dent. Res., 2011; 90: 1155-1163
  Google Scholar
• 25. Garrido D., Ruiz-Moyano S., Jimenez-Espinoza R., Eom H.J., BlockD.E., Mills D.A: Utilization of galactooligosaccharides by Bifidobacteriumlongum subsp. infantis isolates. Food Microbiol., 2013; 33:262-270
  Google Scholar
• 26. Graves D.T., Oates T., Garlet G.P.: Review of osteoimmunologyand the host response in endodontic and periodontal lesions. J. OralMicrobiol., 2011; 3: 5304
  Google Scholar
• 27. Guidelines for the Evaluation of Probiotics in Food. Report ofa Joint FAO/WHO Working Group. London Ontario, Canada 2002;April 30 and May 1
  Google Scholar
• 28. Guyonnet D., Chassany O., Ducrotte P., Picard C., Mouret M.,Mercier C.H., Matuchansky C.: Effect of a fermented milk containingBifidobacterium animalis DN-173 010 on the health-related qualityof life and symptoms in irritable bowel syndrome in adults in primarycare: a multicentre, randomized, double-blind, controlled trial.Aliment. Pharmacol. Ther., 2007; 26: 475-486
  Google Scholar
• 29. Hahn C.L., Falkler W.A. Jr., Minah G.E.: Microbiological studies ofcarious dentine from human teeth with irreversible pulpitis. Arch.Oral Biol., 1991; 36: 147-153
  Google Scholar
• 30. Hajishengallis G., Lambris J.D.: Microbial manipulation of receptorcrosstalk in innate immunity. Nat. Rev. Immunol., 2011; 11:187-200
  Google Scholar
• 31. Hasslöf P., West C.E., Videhult F.K., Brandelius C., Stecksén-BlicksC.: Early intervention with probiotic Lactobacillus paracasei F19has no long-term effect on caries experience. Caries Res., 2013; 47:559-565
  Google Scholar
• 32. Hata S., Mayanagi H.: Acid diffusion through extracellular polysaccharidesproduced by various mutants of Streptococcus mutans.Arch. Oral Biol., 2003; 48: 431-438
  Google Scholar
• 33. Haukioja A.: Probiotics and oral health. Eur. J. Dent., 2010; 4:348-355
  Google Scholar
• 34. Hojo K., Nagaoka S., Ohshima T., Maeda N.: Bacterial interactionsin dental biofilm development. J. Dent. Res., 2009; 88: 982-990
  Google Scholar
• 35. Huang R., Li M., Gregory R.L.: Bacterial interactions in dentalbiofilm. Virulence, 2011; 2: 435-444
  Google Scholar
• 36. Isselbacher K.J.: Irritable bowel syndrome: the possible benefitsof probiotics. Postgrad. Med., 2005; 117: 7
  Google Scholar
• 37. Jańczuk Z.: Stomatologia zachowawcza. Zarys kliniczny. PZWL,Warszawa 2007
  Google Scholar
• 38. Jones S.E., Versalovic J.: Probiotic Lactobacillus reuteri biofilmsproduce antimicrobial and anti-inflammatory factors. BMC Microbiol.,2009; 9: 35
  Google Scholar
• 39. Kaci G., Goudercourt D., Dennin V., Pot B., Doré J., Ehrlich S.D.,Renault P., Blottiere H.M., Daniel C., Delorme C.: Anti-Inflammatoryproperties of Streptococcus salivarius, a commensal bacterium ofthe oral cavity and digestive tract. Appl. Environ. Microbiol., 2014;80: 928-934
  Google Scholar
• 40. Kankainen M., Paulin L., Tynkkynen S., von Ossowski I., ReunanenJ., Partanen P., Satokari R., Vesterlund S., Hendrickx A.P.,Lebeer S., De Keersmaecker S.C., Vanderleyden J., Hämäläinen T.,Laukkanen S., Salovuori N. i wsp.: Comparative genomic analysis ofLactobacillus rhamnosus GG reveals pili containing a human-mucusbinding protein. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2009; 106: 17193-17198
  Google Scholar
• 41. Kekkonen R.A., Lummela N., Karjalainen H., Latvala S., TynkkynenS., Jarvenpaa S., Kautiainen H., Julkunen I. Vapaatalo H., KorpelaR.: Probiotic intervention has strain-specific anti-inflammatory effectsin healthy adults. World J. Gastroenterol., 2008; 14: 2029-2036
  Google Scholar
• 42. Kleerebezem M., Boekhorst J., van Kranenburg R., Molenaar D.,Kuipers O.P., Leer R., Tarchini R., Peters S.A., Sandbrink H.M., FiersM.W., Stiekema W., Lankhorst R.M., Bron P.A., Hoffer S.M., GrootM.N. i wsp.: Complete genome sequence of Lactobacillus plantarumWCFS1. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2003; 100: 1990-1995
  Google Scholar
• 43. Kolenbrander P.E., Andersen R.N., Blehert D.S., Egland P.G., FosterJ.S., Palmer R.J. Jr.: Communication among oral bacteria. Microbiol.Mol. Biol. Rev., 2002; 66: 486-505
  Google Scholar
• 44. Kragen H.: The treatment of inflammatory affections of the oralmucosa with a lactic acid bacterial culture preparation. Zahnarztl.Welt., 1954; 9: 306-308
  Google Scholar
• 45. Krawczyk D.: Permanent tooth caries and the bacterial countin saliva and dental plaque. Dent. Med. Probl., 2009; 46: 202-207
  Google Scholar
• 46. Kutsch V.K., Young D.A.: New directions in the etiology of dentalcaries disease. J. Calif. Dent. Assoc., 2011; 39: 716-721
  Google Scholar
• 47. Laleman I., Detailleur V., Slot D.E., Slomka V., Quirynen M., TeughelsW.: Probiotics reduce mutans streptococci counts in humans:a systematic review and meta-analysis. Clin. Oral Investig., 2014;18: 1539-1552
  Google Scholar
• 48. Lee S.H., Kim Y.J.: A comparative study of the effect of probioticson cariogenic biofilm model for preventing dental caries. Arch.Microbiol., 2014; 196: 601-609
  Google Scholar
• 49. Lilly D.M., Stillwell R.H.: Probiotics: growth-promoting factorsproduced by microorganisms. Science, 1965; 147: 747-748
  Google Scholar
• 50. Lin M.Y., Chang F.J.: Antioxidative effect of intestinal bacteriaBifidobacterium longum ATCC 15708 and Lactobacillus acidophilusATCC 4356. Dig. Dis. Sci., 2000; 45: 1617-1622
  Google Scholar
• 51. Lipiński T., Jones C., Lemercinier X., Korzeniowska-Kowal A.,Strus M., Rybka J., Gamian A., Heczko P.B.: Structural analysis ofthe Lactobacillus rhamnosus strain KL37C exopolysaccharide. Carbohydr.Res., 2003; 338: 605-609
  Google Scholar
• 52. Ljungh A., Wadström T.: Lactic acid bacteria as probiotics. Curr.Issues Intest. Microbiol., 2006; 7: 73-89
  Google Scholar
• 53. Loesche W.J., Eklund S., Earnest R., Burt B.: Longitudinal investigationof bacteriology of human fissure decay: epidemiologicalstudies in molars shortly after eruption. Infect. Immun., 1984; 46:765-772
  Google Scholar
• 54. Makras L., Van Acker G., De Vuyst L.: Lactobacillus paracaseisubsp. paracasei 8700:2 degrades inulin-type fructans exhibitingdifferent degrees of polymerization. Appl. Environ. Microbiol., 2005;71: 6531-6537
  Google Scholar
• 55. Mandell G., Bennett J., Dolin R.: Mandell, Douglas, and Bennett’sPrinciples and Practice of Infectious Diseases, 7th Edition. ChurchillLivingstone Elsevier 2010
  Google Scholar
• 56. Manley K.J., Fraenkel M.B., Mayall B.C., Power D.A.: Probiotictreatment of vancomycin-resistant enterococci: a randomised controlledtrial. Med. J. Aust., 2007; 186: 454-457
  Google Scholar
• 57. Marsh P.D.: Microbial ecology of dental plaque and its significancein health and disease. Adv. Dent. Res., 1994; 8: 263-271
  Google Scholar
• 58. Meurman J.H.: Probiotics: do they have a role in oral medicineand dentistry? Eur. J. Oral Sci., 2005; 113: 188-196
  Google Scholar
• 59. Oh P.L., Benson A.K., Peterson D.A., Patil P.B., Moriyama E.N.,Roos S., Walter J.: Diversification of the gut symbiont Lactobacillusreuteri as a result of host-driven evolution. ISME J., 2010; 4: 377-387
  Google Scholar
• 60. Paineau D., Carcano D., Leyer G., Darquy S., Alyanakian M.A.,Simoneau G., Bergmann J.F., Brassart D., Bornet F., Ouwehand A.C.:Effects of seven potential probiotic strains on specific immune responsesin healthy adults: a double-blind, randomized, controlledtrial. FEMS Immunol. Med. Microbiol., 2008; 53: 107-113
  Google Scholar
• 61. Pasich E., Walczewska M., Pasich A., Marcinkiewicz J.: Mechanismand risk factors of oral biofilm formation. Postępy Hig. Med.Dośw., 2013; 67: 736-741
  Google Scholar
• 62. Polonskaya M.S.: Antibiotic from acidophilus. Microbiologiya1952; 21: 303-310
  Google Scholar
• 63. Rajkowska K., Kunicka-Styczyńska A., Rygała A.: Probiotic activityof Saccharomyces cerevisiae var. boulardii against human pathogens.Food Technol. Biotech., 2012; 50: 230-236
  Google Scholar
• 64. Rautava S., Kalliomäki M., Isolauri E.: Probiotics during pregnancyand breast-feeding might confer immunomodulatory protectionagainst atopic disease in the infant. J. Allergy Clin. Immunol., 2002;109: 119-121
  Google Scholar
• 65. Riccia DN., Bizzini F., Perilli M.G., Polimeni A., Trinchieri V.,Amicosante G., Cifone MG.: Anti-inflammatory effects of Lactobacillusbrevis (CD2) on periodontal disease. Oral Dis., 2007; 13: 376-385
  Google Scholar
• 66. Ridwan B.U., Koning C.J., Besselink M.G., Timmerman H.M.,Brouwer E.C., Verhoef J., Gooszen H.G., Akkermans L.M.: Antimicrobialactivity of a multispecies probiotic (Ecologic 641) againstpathogens isolated from infected pancreatic necrosis. Lett. Appl.Microbiol., 2008; 46: 61-67
  Google Scholar
• 67. Schell M.A., Karmirantzou M., Snel B., Vilanova D., Berger B.,Pessi G., Zwahlen M.C., Desiere F., Bork P., Delley M., Pridmore R.D.,Arigoni F.: The genome sequence of Bifidobacterium longum reflectsits adaptation to the human gastrointestinal tract. Proc. Natl. Acad.Sci. USA, 2002; 99: 14422-14427
  Google Scholar
• 68. Shellis R.P., Dibdin G.H.: Analysis of the buffering systems indental plaque. J. Dent. Res., 1988; 67: 438-446
  Google Scholar
• 69. Shimauchi H., Mayanagi G., Nakaya S., Minamibuchi M., ItoY., Yamaki K., Hirata H.: Improvement of periodontal condition byprobiotics with Lactobacillus salivarius WB21: a randomized, double–blind, placebo-controlled study. J. Clin. Periodontol., 2008; 35: 897-905
  Google Scholar
• 70. Sinkiewicz G., Ljunggren L.: Ocurrence of Lactobacillus reuteriin human breast milk. Microb. Ecol. Health Dis., 2008; 20: 122-126
  Google Scholar
• 71. Soccol C.R., Vandenberghe L.P., Spier M.R., Medeiros A.B., YamaguishiC.T., Lindner J.D., Pandey A., Thomaz-Soccol V.: The potentialof probiotics: a review. Food Technol. Biotechnol., 2010; 48: 413-434
  Google Scholar
• 72. Straetemans M.M., van Loveren C., de Soet J.J., de Graaff J., tenCate J.M.: Colonization with mutans streptococci and lactobacilliand the caries experience of children after the age of five. J. Dent.Res., 1998; 77: 1851-1855
  Google Scholar
• 73. Tanzer J.M., Kurasz A.B., Clive J.: Competitive displacement ofmutans streptococci and inhibition of tooth decay by Streptococcussalivarius TOVE-R. Infect. Immun., 1985; 48: 44-50
  Google Scholar
• 74. Tanzer J.M., Kurasz A.B., Clive J.: Inhibition of ecological emergenceof mutans streptococci naturally transmitted between ratsand consequent caries inhibition by Streptococcus salivarius TOVE-Rinfection. Infect. Immun., 1985; 49: 76-83
  Google Scholar
• 75. Teughels W., Loozen G., Quirynen M.: Do probiotics offer opportunitiesto manipulate the periodontal oral microbiota? J. Clin.Periodontol., 2011; 38: 159-177
  Google Scholar
• 76. Tsubura S., Mizunuma H., Ishikawa S., Oyake I., Okabayashi M.,Katoh K., Shibata M., Iizuka T., Toda T., Iizuka T.: The effect of Bacillussubtilis mouth rinsing in patients with periodontitis. Eur. J. Clin.Microbiol. Infect. Dis., 2009; 28: 1353-1356
  Google Scholar
• 77. Twetman S.: Treatment protocols: nonfluoride managementof the caries disease process and available diagnostics. Dent. Clin.North Am., 2010; 54: 527-540
  Google Scholar
• 78. Twetman S., Derawi B., Keller M., Ekstrand K., Yucel-LindbergT., Stecksen-Blicks C.: Short-term effect of chewing gums containingprobiotic Lactobacillus reuteri on the levels of inflammatory mediatorsin gingival crevicular fluid. Acta Odontol. Scand., 2009; 67: 19-24
  Google Scholar
• 79. Vadillo-Rodríguez V., Busscher H.J., van der Mei H.C., de VriesJ., Norde W.: Role of lactobacillus cell surface hydrophobicity as probedby AFM in adhesion to surfaces at low and high ionic strength.Colloids Surf. B. Biointerfaces., 2005; 41: 33-41
  Google Scholar
• 80. Walter J.: Ecological role of lactobacilli in the gastrointestinaltract: implications for fundamental and biomedical research. Appl.Environ. Microbiol., 2008; 74: 4985-4996
  Google Scholar
• 81. Wescombe P.A., Hale J.D., Heng N.C., Tagg J.R.: Developing oralprobiotics from Streptococcus salivarius. Future Microbiol., 2012; 7:1355-1371
  Google Scholar
• 82. Wescombe P.A., Upton M., Renault P., Wirawan R.E., Power D.,Burton J.P., Chilcott C.N., Tagg J.R.: Salivaricin 9, a new lantibioticproduced by Streptococcus salivarius. Microbiology, 2011; 157: 1290-1299
  Google Scholar
• 83. Wilson M., Martin R., Walk S.T., Young C., Grossman S., McKeanE.L., Aronoff D.M.: Clinical and laboratory features of Streptococcussalivarius meningitis: a case report and literature review. Clin. Med.Res., 2012; 10: 15-25
  Google Scholar
• 84. Zisu B., Shah N.P.: Effects of pH, temperature, supplementationwith whey protein concentrate, and adjunct cultures on the productionof exopolysaccharides by Streptococcus thermophilus 1275. J.Dairy Sci., 2003; 86: 3405-3415
  Google Scholar

Pełna treść artykułu