Abstrakt

Szlak Hippo, znany także jako SWH (Salvador/Warts/Hippo), zidentyfikowany pierwotnie u Drosophila melanogaster, jest odpowiedzialny za kontrolę proliferacji komórkowej i rozmiaru narządów w komórkach ssaków. Główne elementy szlaku to wiele kinaz i białek adaptorowych, których działanie polega na zahamowaniu funkcji jego jądrowego efektora – białka YAP, jako koaktywatora transkrypcji. Jeśli szlak jest nieaktywny (np. na skutek zaburzeń w ekspresji jednego z elementów nadrzędnych), zaktywowany YAP migruje do jądra komórkowego, gdzie z czynnikiem transkrypcji z rodziny TEAD wiąże się do miejsc promotorowych genów, odpowiedzialnych za hamowanie apoptozy lub promujących proliferację komórki. Działanie YAP ma charakter onkogenny, ale opisano również jego działanie jako supresora procesu nowotworowego. Ponieważ najważniejsze białka szlaku Hippo zostały dość dobrze poznane, najnowsze doniesienia z nim związane opisują głównie nadrzędne regulatory oraz inne szlaki mogące oddziaływać z elementami Hippo. Poznana dotychczas funkcja szlaku Hippo skłania ku skoncentrowaniu się na jego roli w procesach patologicznych, m.in. takich jak proces nowotworowy. Zmiany w ekspresji genów związanych ze szlakiem Hippo opisano w różnego typu nowotworach. Ponadto wykazano silny związek z pojawieniem się fenotypu nowotworowego w komórce a podwyższoną aktywnością białka YAP. W pracy przedstawiono najważniejsze informacje dotyczące mechanizmu działania szlaku Hippo zarówno u Drosophila, jak i jego odpowiednika u ssaków, a także omówiono liczne zaburzenia w działaniu szlaku i ich wpływ na funkcjonowanie komórki.

Wstęp

Do prawidłowego funkcjonowania organizmu niezbędne jest utrzymanie homeostazy na każdym poziomie jego organizacji. Oznacza to, że począwszy od pojedynczych komórek, poszczególnych tkanek, przez narządy i wyspecjalizowane układy potrzebne jest skoordynowane współdziałanie wszystkich systemów. W podobny sposób jest kontrolowana wielkość narządu. Kontrola obejmuje regulację proliferacji i śmierci pojedynczych komórek, a także ich liczby i wielkości w zależności od cech danego narządu. Pojawia się jednak pytanie, skąd komórki uzyskują informację o tym, że tworzony przez nie narząd osiągnął prawidłowe rozmiary? Jaki jest mechanizm kontroli, powodujący zaprzestanie podziałów lub wprowadzanie „nadliczbowych” komórek w proces apoptozy? Doświadczenie, polegające na przeszczepie egzogennych płodowych gruczołów tarczycy do rozwijającej się myszy, powodujące wzrost tych gruczołów do ściśle określonego rozmiaru, sugeruje istnienie autonomicznej, wewnątrzkomórkowej kontroli wielkości rozwijających się narządów [78]. Szlak Hippo opisany pierwotnie u Drosophila melanogaster [34] jest szlakiem biochemicznym, który integruje sygnały zewnątrzkomórkowe z wewnątrzkomórkową kontrolą, skutkującą uzyskaniem i utrzymaniem prawidłowej wielkości narządów wewnętrznych. Jest on odpowiedzialny za regulację rozmiarów narządów przez kontrolę proliferacji i apoptozy komórek. Najnowsze doniesienia potwierdzają rolę elementów składowych tego szlaku w procesie nowotworzenia w różnego typu tkankach, ale także ukazują skomplikowane relacje zachodzące między Hippo, a innymi, podobnymi do niego funkcjonalnie, szlakami biochemicznymi [50].

Szlak Hippo u Drosophila melanogaster

Mimo że już w 1995 r. podczas badań prowadzonych na Drosophila w poszukiwaniu genów supresorowych opisano pierwszy z komponentów szlaku Hippo – gen warts [34], to wciąż pojawiają się nowe doniesienia dotyczące elementów nadrzędnego sygnałowania i efektorów komórkowych w tym szlaku. Już w pierwszych badaniach Justice i wsp. wykazali, że homozygotyczna utrata genu warts (wts) powoduje powstanie klonów komórek pofragmentowanych i znacznie powiększonych w stosunku do kontroli [34]. Ponowne wprowadzenie jednego z alleli tego genu umożliwiało dalsze przeżycie owadom do późnego stadium larwalnego, które jednak dalej cechował przerost poszczególnych segmentów ciała. Ponieważ utrata jednego z alleli wywoływała nadmierny wzrost i nieprawidłowość w różnicowaniu komórek, zasugerowano funkcje genu wts jako supresora procesu nowotworowego [34]. Oprócz kinazy Warts (zależnej od jądrowego białka Dbf2) w szlaku znajduje się druga kinaza – Hippo (Hpo) [25]. Jest to kinaza serynowo-treoninowa z rodziny STE20, wykazująca interakcje z kinazą Warts i białkiem Salvador (Sav), będącym jej kofaktorem [79]. Razem z kofaktorem dla Warts – białkiem Mats (Mob as a tumor suppressor) [40], wymienione białka tworzą kaskadę fosforylacji, stanowiącą główny element szlaku Hippo, dla którego efektorem jądrowym jest białkowy koaktywator transkrypcji –Yorkie (Yki) [31]. W stanie aktywnym, tzn. po autofosforylacji, kinaza Hpo fosforyluje białka Sav, Wts i Mats [83]. Sav wiąże się zarówno z Hpo, jak i z Wts powodując połączenie obu kinaz w jeden kompleks [31,83]. Aktywność kinazy Wts jest włączana przez autofosforylację, ale także przez Hpo – zależną fosforylację powodującą łączenie się jej z kofaktorem Mats [94]. Kinaza Hpo może ulec inaktywacji w wyniku defosforylacji przez białkową fosfatazę STRIPAK (striatin-interacting phosphatase and kinase) [62]. Zaktywowany kompleks Wts/Mats fosforyluje Yki w trzech miejscach (seryny: 111, 168 i 250) wywołując jego inaktywację [31]. Jednak okazało się, że już fosforylacja w pozycji 168 jest wystarczająca do związania Yki z białkiem 14-3-3, wywołując zatrzymanie Yki w cytoplazmie, a tym samym przez odseparowanie go od czynników transkrypcyjnych, wyłączenie jego funkcji jako kofaktora transkrypcji [55,61]. Oddziaływania opisane wyżej przedstawiono na ryc. 1.

Istnieje także niezależny od fosforylacji sposób zahamowania aktywności Yki (najprawdopodobniej oparty także na mechanizmie zatrzymania Yki w cytoplazmie) przez bezpośrednie wiązanie obecnej na Yki domeny WW (silnie zakonserwowanej domeny białkowej, zawierającej dwie reszty tryptofanowe), która wiąże się z bogatymi w reszty proliny motywami PPxY, obecnymi m.in. na białkach Wts lub Hpo, a także Expander (Ex), który jest jednym z nadrzędnych regulatorów szlaku Hippo [3,55]. Taki sposób regulacji potwierdzono w doświadczeniach z Yki, mającym mutacje w obrębie trzech seryn będących potencjalnymi miejscami fosforylacji dla kinazy Wts. Okazało się, że nadekspresja Hpo, Wts czy Ex może spowodować zatrzymanie działania zmutowanego Yki, a dodatkowo dla tej interakcji jest niezbędna obecność motywu PPxY na białkach Ex, Hpo czy Wts [3,56]. Negatywna regulacja aktywności Yki przez lokowanie go w cytoplazmie jest związana zarówno z fosforylacją i wiązaniem z białkami powodującymi jego retencję w cytoplazmie, ale także ze zwiększonym eksportem Yki z jądra komórkowego [61].

Jeśli białko Yki nie jest fosforylowane, a jego aktywność nie jest hamowana przez wiązanie się z białkami szlaku Hippo, umiejscawia się ono w jądrze komórkowym, gdzie tworzy kompleks z czynnikiem transkrypcyjnym Scalloped [17], umożliwiając ekspresję takich genów, jak cyklina E (regulator cyklu komórkowego), diap1 (inhibitor apoptozy) czy promotory wzrostu i przeżywania jak gen Myc [21]. Oprócz Scalloped do czynników transkrypcji współdziałających z Yki zaliczono m.in.: białko Mad (Mothers against Dpp) oraz kompleks Hth (Homothrax) – oba zaangażowane w regulację ekspresji microRNA – bantam, odpowiedzialnego za promowanie wzrostu komórki [54]. Już na etapie badań nad Drospophila zaobserwowano, że współpraca białka Yki z określonym czynnikiem transkrypcji jest bardzo swoista dla określonego rejonu ciała. Na przykład, kompleks Hth jest najważniejszym czynnikiem dla Yki w rejonie dysków ocznych [59], a Sd współdziała z Yki w rejonie dysków skrzydłowych [92]. Podobną zależność obserwuje się także u organizmów wyższych. Wyżej wymienione elementy szlaku Hippo oraz jego nadrzędne regulatory przedstawiono w tabeli 1.

Nadrzędne regulatory szlaku Hippo

Nadrzędne regulatory szlaku Hippo to takie elementy, które wpływają na aktywność kinaz szlaku, ale nie stanowią jego głównych składników. Opisano je również podczas badań genetycznych nad Drosophila i podobnie jak warts czy hpo, zaliczono do genów regulujących proliferację komórkową. Wykazano także, że mutacje w ich obrębie często powodują niekontrolowany wzrost i wzmożoną proliferację komórek [34]. Istnieje kilka odrębnych ścieżek regulacji aktywności Hippo, które kończą się na kaskadzie kinaz w tym szlaku.

Jednym z takich kompleksów przekazujących sygnały wzrostowe pochodzące ze środowiska zewnątrzkomórkowego jest trójskładnikowy zespół białek Kibra-Expanded-Merlin. Merlin, to białko, które zidentyfikowano jako homolog ludzkiego białka Nf2 (Merlin/neurofibromin 2), odpowiedzialnego za nerwiakowłókniakowatość typu 2 [51], natomiast geny Kibra i Ex opisano podczas badań nad supresorami u Drosophila [22]. Merlin (Mer) i Expanded (Ex) to białka zawierające domenę FERM (4.1, Ezrin, Radixin, Moesin) związaną z zakotwiczeniem białek w błonie komórkowej. Domena ta jest bardzo rozpowszechniona, zwłaszcza w białkach wiążących F-aktynę cytoszkieletu z błoną komórkową lub białkami błonowymi [22]. Trzecim elementem związanym z kompleksem Mer-Ex jest białko Kibra, które fizycznie oddziałuje z Merlin [5]. Mer i Ex są umiejscowione blisko błony komórkowej w części apikalnej komórki i najprawdopodobniej pośredniczą w przekazywaniu sygnałów z zewnątrz, a ich oddziaływanie synergistyczne i aktywujące ma wpływ na główne kinazy szlaku Hippo. Kibra połączona z Merlin wiąże się z białkiem Sav, a Expanded wiąże się z białkiem Hpo. Oddziaływanie między Kibra i Merlin jest wzmacniane przez białko Ex. Kibra również ma zdolność wiązania Warts [5]. Dodatkowo, na aktywność całego szlaku Hippo ma wpływ także możliwość bezpośredniego wiązania Ex z Yki, powodująca zatrzymanie białka Yki w cytoplazmie i zahamowanie aktywności transkrypcyjnej Yki [55,56].

Ryc. 2.Schemat oddziaływań komponentów szlaku Hippo z uwzględnieniem dwóch ścieżek sygnałowania nadrzędnego Fat-Dachsous (po lewej stronie) i KibraMerlin-Expanded z Crumbs (po prawej). Oddziaływania aktywujące oznaczono strzałkami z grotem, a inhibujące – strzałkami zakończonymi kreską. Główne elementy szlaku: Hpo, Wts, Sav i Mats przedstawione jako jeden kompleks

Z przedstawioną wyżej regulacją szlaku Hippo jest związane jeszcze jedno białko mające motyw wiążący domenę FERM – białko Crumbs (Crb) (ryc. 2) [63]. Jest to białko transbłonowe, umiejscowione po stronie bocznej, tuż pod częścią apikalną komórek nabłonkowych. Białko to jest związane z kompleksami regulującymi biegunowość komórki. Początkowo wykazano, że nadekspresja Crb powoduje zaburzenia w biegunowości komórek oraz prowadzi do ich wzmożonej proliferacji. Za obie te aktywności są odpowiedzialne różne rejony cytoplazmatycznej części białka Crb: C-końcowa domena PDZ jest odpowiedzialna za regulację biegunowości komórki, a motyw FBM (FERM binding motif) jest związany z kontrolą proliferacji [11]. Wykazano, że Crb wiąże się z białkiem Ex, aktywując je przez motyw FBM, a tym samym wpływa na aktywność szlaku Hippo przez kompleks Kibra-Ex-Mer. U mutantów z utratą ekspresji Crumbs obserwowano mniej białka Ex w podbłonowym rejonie komórki, ale także w przypadku nadekspresji Crumbs dochodzi do migracji białka Ex w głąb cytoplazmy [19]. Oznacza to, że zarówno niedobór jak i nadmiar Crumbs powoduje wzrost aktywności Yki przez inaktywację białka Ex (ryc. 2).

Innym nadrzędnym sposobem regulacji Hippo jest kompleks Fat/Dachsous (ryc. 2) [71]. Fat to duże transbłonowe białko z 34 kadherynowymi powtórzeniami w obrębie domeny zewnątrzkomórkowej. Dotychczas wykazano jego funkcje jako receptora w szlaku Fat-Hippo (udział w regulacji transkrypcji) oraz w kompleksie związanym z biegunowością komórek (apicobasal polarity complexes). W przypadku ostatniego z wymienionych kompleksów, według jednego z modeli, białka powierzchni szczytowej i bocznej błony komórkowej tworzą kompleksy, które oddziałują antagonistycznie, powodując aktywację odpowiednich kinaz i biegunową dystrybucję białek, obserwowaną zwłaszcza w komórkach nabłonkowych [47]. Dachsous (Ds) to atypowa kadheryna, która jest ligandem dla Fat [70]. Four-jointed (Fj) jest kinazą umiejscowioną w aparacie Golgiego, która fosforyluje domeny kadherynowe w Fat i Ds modulując wiązania między nimi. Kinaza kazeinowa I –Disc overgrown (Dco) zaangażowana jest w Ds-zależną fosforylację cytoplazmatycznej domeny Fat [67]. Dachs (d) to niekonwencjonalna miozyna, której umiejscowienie jest regulowane przez Fat, a Approximated (App) to palmitoilotransferaza niezbędna do błonowej lokalizacji Dachs [71]. Za utrzymanie na prawidłowych poziomach białek Fat i Ds, odpowiada białko Lowfat. Wykazano, że opisana ścieżka sygnałowa jest ważna dla regulacji szlaku Hippo, zwłaszcza w niektórych komórkach, takich jak komórki neuronabłonkowe, ale w innych typach komórek, np. w jajniku jej obecność jest zbędna [60]. Unikalną cechą sygnałowania Fat jest jego czułość na zmiany stężenia Ds w komórkach sąsiadujących. To właśnie ten czynnik Ds może decydować o aktywności szlaku Hippo w komórce i przypuszcza się, że to właśnie kompleks Fat/ Ds, oddziałujący na kinazy sygnałowe Hippo może być łącznikiem między inhibicją kontaktową a aktywacją szlaku Hippo. Fat jest umiejscowiony w bocznej części błony komórkowej, tuż pod częścią szczytową, a jego domena wewnątrzkomórkowa oddziałuje z białkiem Lowfat [46]. Związanie Fat z ligandem Dachsous powoduje fosforylację wewnątrzkomórkowej domeny Fat przez kinazę Dco [69]. Domena wewnątrzkomórkowa Fat nie ma połączenia z żadnym białkiem sygnałowym, a sposób przekazywania sygnału do szlaku Hippo nie został jeszcze poznany. Wiadomo natomiast, że sygnałowanie Fat wymaga udziału miozyny Dachs, która akumuluje się pod błoną komórkową, gdy Fat jest nieaktywny, tj. w postaci nieufosforylowanej, a do podbłonowego umiejscowienia Fat niezbędne jest białko Approximated [48].

Jak dotąd, opisano dwa mechanizmy, dzięki którym Fat może wpływać na aktywność kofaktora transkrypcji Yki (ryc. 2). Pierwszy jest związany z efektorem sygnałowania Fat, czyli miozyną Dachs, która łączy się bezpośrednio z Warts, jednocześnie tworząc dla Warts kompleks degradacyjny. Oznacza to, że podczas inaktywacji receptora Fat, efektor szlaku Hippo jest aktywny, natomiast gdy dochodzi do związania receptora Fat z ligandem Dachsous, niedostępność miozyny Dachs powoduje wzrost liczby cząsteczek kinazy Warts i hamowanie funkcji białka Yki [12]. Drugi mechanizm opiera się na oddziaływaniach Fat z opisanym wcześniej białkiem błonowym Expanded (niezależ- nie od oddziaływań Fat z Warts) [15]. Wykazano, że mutacje w obrębie genu Fat powodują utratę białka Expanded z apikalnego regionu cytoplazmy położonego pod błoną komórkową i jego inaktywację [15]. Podkreślić należy, że białko Fat może działać jako receptor dla białek szlaku Hippo, który przez interakcje z Warts i Expanded, wpływa na aktywność transkrypcyjną białka Yki.

Podsumowując można stwierdzić, że u Drosophila obie serynowo-treoninowe kinazy szlaku Hippo wraz z ich kofaktorami: Hpo/Sav oraz Wts/Mats, działają jako supresory jądrowego efektora tej kaskady – białka Yki, które podczas inaktywacji szlaku działa jako promotor proliferacji i wzrostu komórki. Utrata funkcjonalnego białka Yki w wyniku mutacji któregoś z czterech genów szlaku Hippo, powoduje rozrost tkanki przez nasilenie proliferacji komórek i zahamowanie ich apoptozy. Działanie Yki ma charakter antagonistyczny do głównych kinaz szlaku, gdyż jego najważniejszą funkcją jest stymulacja proliferacji i wzrostu komórek z jednoczesnym zahamowaniem ich śmierci. Dodatkowymi elementami mającymi wpływ na aktywność szlaku Hippo są nadrzędne szlaki sygnałowe: Kibra-Merlin-Expanded, Fat-Dachsous i Crumbs (ryc. 2).

Szlak Hippo u ssaków

Ssacze homologi składników szlaku Hippo u Drosophila znaleziono jak dotąd we wszystkich komponentach oprócz Dachs, wchodzącego w skład nadrzędnej ścieżki regulacyjnej Fat. Geny supresorowe i onkogeny kodujące składowe szlaku są silnie konserwatywne, a organizmy zmutowane w rejonach tych genów mogą przeżywać dzięki wprowadzeniu w warunkach doświadczalnych odpowiedniego, prawidłowo funkcjonującego białka homologicznego [21]. Zaznaczyć należy, że większość z tych genów odkryta została niezależnie od ich związku ze szlakiem Hippo, np. warts czy NF2. Pierwsze geny opisano już w latach 90 XX w. Xiao i wsp. w 1991 r. opisali czynniki transkrypcyjne TEAD1, a w 1995 r. Sudol i wsp. odkryli białko YAP (Yes-associated protein), któremu później przypisano funkcje koaktywatora transkrypcji. Oddziaływania YAP z TEAD opisano kilka lat później [80]. Zdefiniowanie szlaku Hippo jako regulatora wielkości narządów oraz określenie jego udziału w inhibicji kontaktowej nastąpiło w 2007 r. przez trzy niezależne zespoły [8,14,96]. Szlak Hippo (od nazwy pierwszej kinazy) swoją nazwę zawdzięcza wyglądowi mutantów otrzymanych w wyniku inaktywacji genu hpo. U Drosophila, takie mutacje powodowały pojawienie się w obrębie dysków ocznych powłoki przypominającej pomarszczoną skórę hipopotama [79]. Najnowsze doniesienia opisują głównie nadrzędne regulatory szlaku Hippo lub nadal poznawane interakcje Hippo z innymi szlakami [9]. Niżej przedstawiono najważniejsze elementy ssaczego szlaku Hippo oraz ich interakcje z innymi białkami komórkowymi.

MST1/2

MST1 i 2 (Mammalian Ste20-like kinases), zaliczane do rodziny kinaz STE20, są homologami kinazy Hippo u Drosophila. Po autofosforylacji reszt treoninowych 183 dla MST1 i 180 dla MST2, fosforylują białko adaptorowe SALVADOR1 (SAV1 lub WW45) tworząc razem kompleks, który fosforyluje i aktywuje LATS1/2 (large tumour suppressor 1 and 2) oraz jego adaptorowe białko MOB1 (Mps-one binder). MST1/2 zostały pierwotnie opisane jako podstawowe kinazy proapoptotyczne, aktywowane pod wpływem sygnałów śmierci komórkowej, takich jak ligand receptora Fas [18]. Domena kinazowa białek MST jest aktywowana przez trawienie odpowiednimi kaspazami lub oddziaływanie z supresorem RASSF2 (Ras association family member 2), co powoduje translokację białek MST1/2 do jądra, gdzie fosforylują one histon 2B, powodując tym samym kondensację chromatyny, poprzedzającą apoptozę [68]. Zarówno trawienie MST1/2, ich aktywność kinazowa oraz translokacja do jądra są hamowane przez fosforylację zależną od AKT (na reszcie treoninowej 387) [88]. MST1/2 mogą także promować śmierć komórkową w neuronach przez aktywację czynników transkrypcyjnych FoxO (Forkhead box) w odpowiedzi na stres oksydacyjny. Za inhibicję tych oddziaływań odpowiada również fosforylacja za pośrednictwem AKT [89].

W szlaku Hippo, kinaza MST reguluje także proces apoptozy w komórce. MST2 jest związane i hamowane przez białko RAF1. RASSF1 powoduje rozpad tego kompleksu hamującego/supresorowego przez związanie z  MST2. Prowadzi to do aktywacji LATS1 i fosforylacji YAP, które w tym przypadku jest translokowane do jądra, gdzie wiąże się z czynnikiem transkrypcji – białkiem p73, indukując apoptozę [49]. Ten sposób aktywacji apoptozy rozpoczyna się od aktywacji w komórce receptora Fas [49]. Białka MST1/2 są niezbędne do prawidłowego rozwoju, co wykazano na myszach. Pojedynczy knock out jednego z alleli genu MST1 lub MST2 nie powoduje zaburzeń rozwojowych, ale myszy z podwójnym knock out umierają w stadium embrionalnym na skutek defektów rozwojowych [57].

SAV1 (WW45)

WW45 lub SALVADOR1 jest białkiem adaptorowym aktywującym MST1/2 przez oddziaływanie między domenami SARAH (Salvador-RAssf1A-Hippo Domain) na obu białkach, co powoduje również stabilizację SAV1 [6]. Kompleks WW45-RASSF1-MST2-LATS1 znaleziono w centrosomach i ciałku środkowym (midbody), co sugeruje udział tego kompleksu w podziale cytokinetycznym na zakończenie podziału mitotycznego [20].

Myszy z  mutacją genu WW45 (homozygoty) umierają w okresie embrionalnym z powodu defektów w rozwoju łożyska, natomiast heterozygoty przeżywają, ale rozwijają się u nich kostniakomięsaki i raki wątrobowo-komórkowe [42]. Wykazano, że brak prawidłowego białka WW45 ma największy wpływ na komórki nabłonkowe, w których dochodzi do niekontrolowanej proliferacji oraz częściowej utraty biegunowości, co jest charakterystyczne dla stanu przednowotworowego [42]. Gen WW45 występuje w rejonie 14q13-14q23, gdzie często dochodzi do utraty jednego z alleli genów w nowotworach różnych narządów, takich jak rak nerki czy jajnika, a mutacje punktowe w tym rejonie zanotowano także w raku jelita grubego [77].

LATS1/2

Kinazy LATS (large tumor supressor) należą do rodziny kinaz zależnych od jądrowego białka Dbf2, zaangażowanych m.in. w procesy „wyjścia” z cyklu komórkowego, proliferacji i apoptozy [27]. Oba geny kodują różnej wielkości białka z rodziny kinaz serynowo-treoninowych, biorące udział w kontroli cyklu komórkowego (jako jego supresory): przez oddziaływanie we wczesnej profazie z CDC2/ cyklina A (kinaza LATS1) lub też przez wiązanie się z białkami umiejscowionymi w centrosomach, umożliwiającymi prawidłowe formowanie wrzeciona podziałowego (LATS2). Oddziaływanie białka LATS1 lub LATS2 z koaktywatorem MOB1 powoduje aktywację kinazy przez uruchomienie mechanizmu autofosforylacji w rejonie aktywacyjnym na reszcie serynowej 909 [26]. Do powstania kompleksu LATS/MOB1 jest niezbędna wcześniejsza fosforylacja białka LATS1/2 i jego związanie z MOB1 przez białka MST1/2. Do pełnej aktywacji LATS1 jest niezbędna jeszcze fosforylacja reszty treoninowej 1079 przez kinazę MST1/2 [29]. Aktywna kinaza LATS fosforyluje koaktywatory transkrypcji YAP i TAZ (transcriptional coactivator with PDZ binding motifs), powodując ich inaktywację [96].

Są sugestie, że przedstawiony mechanizm może cechować się pewnymi różnicami i modyfikacjami w zależności od rodzaju komórki i procesów, w które szlak Hippo jest zaangażowany. W mysich komórkach wątroby MST1/2 kontroluje fosforylację YAP przez niepoznany dotychczas mechanizm niezależny od LATS1/2. W hepatocytach inaktywowano bowiem kinazy MST1/2, co powodowało rozregulowanie funkcji YAP i MOB1, ale nie LATS1/2 [98]. Ponadto, w przypadku mysich fibroblastów embrionalnych (MEF), komórki po osiągnięciu konfluencji wykazują aktywację LATS1/2 i fosforylację YAP, mimo delecji genów kinaz MST1 i 2 [98]. Należy jednak zaznaczyć, że najnowsze doniesienia sugerują wyraźną rolę szlaku Hippo w wielokierunkowym różnicowaniu komórek macierzystych, na co może mieć również wpływ zmodyfikowany mechanizm kaskady fosforylacji Hippo [28]. W limfocytach T wykazano również, że istnieją inne niż YAP efektory jądrowe, regulowane przez białka MST i MOB1, które powodują zahamowanie proliferacji [97].

MOB1

MOB 1 (Mps one binder) opisany został pierwotnie jako białko wiążące białka błonowe, MPS [membrane proteins], w pączkujących drożdżach, ale później okazało się, że także u ssaków występuje siedem homologów tego białka [13]. MOB1 jest białkiem adaptorowym kinazy LATS1, niezbędnym do jej aktywacji. Wykazano, że nadekspresja MOB1 wywołuje aktywację LATS1/2 i zahamowanie proliferacji komórkowej lub też uruchomia proces apoptozy, natomiast obniżenie ekspresji MOB1 wzmaga tempo podziałów komórkowych [13]. Oprócz oddziaływania MOB1 i LATS1 w kaskadzie fosforylacji Hippo, wykazano również wzajemne oddziaływania tych dwóch białek podczas interfazy w rejonie centrosomów oraz w telofazie w rejonie ciałka środkowego, jako regulatorów cytokinezy i wyjścia z cyklu komórkowego [86]. Obniżoną ilość mRNA oraz zaburzenia w funkcjonowaniu białka MOB1 zaobserwowano w wielu nowotworowych liniach komórkowych, m.in. ludzkim czerniaku skóry, raku gruczołu mlecznego myszy, w tkankach nowotworowych pobranych od pacjentów z rakiem jelita grubego oraz niedrobnokomórkowym rakiem płuca [37,65].

YAP

YAP (Yes-associated protein) to efektorowe białko w szlaku Hippo, będące koaktywatorem transkrypcji, które nie ma domeny wiążącej DNA, ale może oddziaływać z czynnikami transkrypcyjnymi wiążącymi się z DNA. Zidentyfikowano dwie izoformy: YAP1 z jedną domeną WW (40 aminokwasowa domena bogata w reszty prolinowe z dwoma zakonserwowanymi tryptofanami WW) i YAP2 z podwójną domeną WW [94]. Aktywność YAP zależy od jego komórkowego umiejscowienia, ponieważ tylko będąc w jądrze komórkowym YAP może spełniać swoje funkcje. Pozajądrowe umiejscowienie YAP wiąże się z zahamowaniem jego aktywności. Ufosforylowana reszta serynowa w pozycji 127 na YAP powoduje związanie z białkiem 14-3-3, powodując zatrzymanie YAP w cytoplazmie i inhibicję aktywności [24]. Fosforylacja reszty serynowej na YAP przez kinazę LATS może zachodzić w obrębie pięciu motywów HXRXXS (H-histydyna, R-arginina, S-seryna, X-dowolny aminokwas). Wiadomo, że ufosforylowana Ser 127 wystarcza do zahamowania aktywności YAP (przez wiązanie z białkiem 14-3-3). Wykazano natomiast, że fosforylacja w pozycji 381 powoduje fosforylację przez kinazę CK1 w obrębie rejonu odpowiedzialnego za oddziaływanie z ligazą E3 Ub-ligase (phosphodegron) [2], co prowadzi do ubikwitynacji i degradacji białka YAP [95].

U myszy podwójny knock-out genu YAP powoduje śmierć w okresie embrionalnym z powodu zaburzeń waskulogenezy na poziomie woreczka żółtkowego [52]. Wykazano także inną funkcję YAP w regulacji różnicowania naczyń krwionośnych. Miocyty w naczyniach krwionośnych pełnią głównie funkcje skurczowe (fenotyp contractile), ale gdy np. dochodzi do przerwania ciągłości naczynia, komórki te mogą ponownie proliferować oraz są zdolne do migracji i syntezy elementów macierzy pozakomórkowej, takich jak kolagen (fenotyp synthesis) [84]. Obniżenie aktywności YAP spowodowane regulacją szlaku Hippo powoduje zróżnicowanie komórek prekursororowych miocytów i uzyskanie przez nie fenotypu ze zdolnością do kurczenia, wskutek wzrostu ekspresji miokardyny – koaktywatora dla czynników transkrypcji SRF (serum response factor), charakterystycznych dla kardiomiocytów i mięśni gładkich. Gdy YAP1 jest „nadmiernie wytworzony”, blokuje oddziaływanie miokardyny z SRF i tym samym nabycie przez komórkę funkcji kurczliwości. Istnieją także inne dowody na udział YAP w promowaniu lub hamowaniu różnicowania komórek macierzystych. Fosforylacja reszty tyrozynowej przez kinazę Yes różnicuje osteoblasty (przez interakcje z czynnikiem transkrypcji RunX2) [90], natomiast w wyniku fosforylacji zależnej od białek BMP (Bone morphogenetic protein), YAP oddziałuje w embrionalnych komórkach macierzystych z Smad1, powodując zahamowanie różnicowania komórek nerwowych [1].

Mechanizm działania YAP w komórce jest bardzo swoisty i zależy od wielu czynników, takich jak rodzaje sygnałów zewnątrzkomórkowych indukujących Hippo, typu komórek, sposobu ufosforylowania oraz charakteru czynników transkrypcyjnych, z którymi oddziałuje. Rejon na chromosomie 11q22 (locus genu YAP) jest bardzo często zamplifikowany w genomie w różnego typu nowotworach. YAP funkcjonuje jako onkogen m.in. w rdzeniaku, glejaku wielopostaciowym, raku kolczystokomórkowym, drobnokomórkowym raku płuca oraz raku trzustki, jajnika i szyjki macicy [72]. Wykazano, że nadekspresja YAP w komórkach raka gruczołu piersiowego jest wystarczająca aby wywołać przejście nabłonkowo-mezenchymalne (epithelial–mesenchymal transition, EMT), wzmożoną proliferację i wzrost komórek oraz zahamować apoptozę. Oznacza to, że YAP ma wszystkie cechy niezbędne do zainicjowania procesu transformacji nowotworowej [58].

Oprócz doniesień na temat onkogennego działania YAP pojawiła się także praca wskazująca, że YAP funkcjonuje jako supresor w raku gruczołu piersiowego [87]. Stwierdzono obniżenie ekspresji genu YAP w  raku gruczołu piersiowego, co potwierdziło wcześniejsze badania wskazujące na to, że w tym typie nowotworu utrata heterozygotyczności w rejonie 11q22-23 jest bardzo częsta [8]. Wykazano również, że tkankowoswoisty knock down YAP powoduje wzrost guza (raka gruczołu piersiowego) in vivo, co oznacza, że jego ekspresja jest niezbędna do zahamowania transformacji nowotworowej komórek [87]. Zaobserwowano, że w zależności od sygnałów docierają- cych do komórki, różne mechanizmy (w tym także kinazy szlaku Hippo) są zaangażowane w regulację aktywności białka YAP i jego funkcji pro- lub antyapoptotycznej. Nadekspresja genu YAP w hepatocytach występuje jednocześnie ze wzrostem ekspresji genów białek hamujących apoptozę, takich jak cIAP1 (Birc2), MCL1 czy surwiwyna (Birc5) [14]. Funkcję proprzeżyciową stwierdzono także in vivo w komórkach rdzeniaka u myszy poddawanych radioterapii, które cechowała duża zdolność do unikania apoptozy [16]. Jednocześnie wykazano na tym samym modelu doświadczalnym, że utrata funkcji YAP (przez knock out) prowadzi do wzrostu liczby komórek apoptotycznych w cewie nerwowej [16].

Pod wpływem inicjacji procesu apoptozy wywołanej np. uszkodzeniem DNA czy aktywacją receptora Fas, YAP wykazuje silne właściwości proapoptotyczne i łącząc się w jądrze z czynnikiem transkrypcyjnym p73, należącym do rodziny białek p53, aktywuje kaskady sygnałów promujących śmierć komórkową w procesie apoptozy [49,73]. Związanie YAP z białkiem p73 powoduje wzrost aktywności transkrypcyjnej i stabilizację p73 oraz stanowi swojego rodzaju „ochronę” dla p73 przed ubikwitynacją i degradacją, jako wynik konkurencji o miejsce wiązania YAP z E3 ligazą Itch [44,74]. Pod wpływem uszkodzeń DNA, kinaza c-Abl fosforyluje YAP na tyrozynie 357, podnosząc jego stabilność i powinowactwo do białek p73 i p300. To oddziaływanie „ukierunkowuje” kompleks do wiązania rejonów promotorowych genów proapoptotycznych, takich jak Bax [43]. W komórkach traktowanych cisplatyną kompleks p73/YAP reguluje ekspresję genu supresorowego PML (promyelocytic leukemia), a produkt tego genu, wiążąc się z YAP, chroni go przed ubikwitynacją i degradacją [41].

Inne doniesienia wskazują, że stymulacja receptora Fas uaktywnia oddziaływania białka RASSF1A z białkiem MST2 i tworzy kompleks z kinazą LATS1. Oddziaływania między poszczególnymi białkami możliwe są dzięki rozpadowi kompleksu inhibującego RAF1/MST2 i powodują fosforylacją YAP, jego translokacją do jądra, połączeniem z p73 oraz transkrypcją genu proapoptotycznego Puma [49]. Oddziaływanie MST2 z RASSF1A jest ograniczane z powodu fosforylacji białka MST przez kinazę AKT jako skutek działania mitogenów [64]. Wykazano jednak, że AKT fosforyluje YAP na reszcie serynowej 127, powodując zatrzymanie YAP w cytoplazmie i związanie z białkiem 14-3-3, co jednocześnie zapobiega apoptozie indukowanej przez białko p73 [4]. Najważniejsze szlaki i oddziaływania YAP1 pokazano na ryc. 3.

Ryc. 3.Schemat funkcjonowania YAP1 w komórce. Gdy YAP1 jest umiejscowiony w jądrze może stymulować zarówno apoptozę, jak i proliferację komórek, w zależności od rodzaju czynnika transkrypcyjnego, z którym oddziałuje. Jeżeli YAP1 jest w cytoplazmie, jego aktywność jest zahamowana przez fosforylację reszty serynowej w pozycji 127 przez kinazy Lats1 lub Akt (co powoduje związanie YAP1 z białkiem 14-3-3). Po uszkodzeniu DNA lub stymulacji ligandem receptora Fas (FasL), YAP jest fosforylowany w pozycji 357 na tyrozynie przez kinazę c-Abl lub kompleks LATS1/MST2

TAZ

TAZ (transcriptional coactivator with PDZ binding motifs), będący paralogiem YAP, jest koaktywatorem transkrypcji występującym tylko u kręgowców. Podobnie jak w przypadku YAP aktywność TAZ jest regulowana fosforylacją zależną od LATS1/2 i oddziaływaniem z białkiem 14-3-3, jednak funkcje biologiczne jakie peł- nią oba białka pokrywają się tylko częściowo. Defekty wywołane u myszy w wyniku knock-out genu TAZ nie mogą być zniesione przez działanie białka YAP i odwrotnie, co sugeruje o odrębności funkcjonalnej obu białek. TAZ działa jako regulator transkrypcji kontrolujący procesy różnicowania komórek macierzystych w komórki kostne – osteocyty, adypocyty, a także miocyty i komórki tworzące różnego typu nabłonki [30]. TAZ oddziałuje z czynnikami transkrypcyjnymi z rodziny TEAD podczas różnicowania prekursorów komórek mięśniowych [30]. Podwyższoną ekspresję TAZ stwierdzono prawie w 20% przypadków raka gruczołu piersiowego i zaobserwowano powiązanie tego ze wzrostem stopnia inwazyjności guzów [10].

TEAD

TEAD (TEA domain) to rodzina czynników transkrypcyjnych, pośredniczących w proliferacyjnej aktywności YAP i TAZ [94,97]. Zidentyfikowano czterech członków tej rodziny, z których każdy ma identyczną domenę wiążącą DNA, rozpoznającą motyw M-CAT (5’-CATTCCT-3’). Czynniki TEAD są szeroko rozpowszechnione, jednak w zależności od tkanki czy stopnia zróżnicowania komórek wykazują swoistą specyficzność występowania. Okazało się, że do pełnej aktywności transkrypcyjnej jest niezbędna cząsteczka YAP, która zawsze koprecypituje z czynnikiem TEAD2 [80].

Zaburzenia szlaku Hippo w przebiegu różnych chorób

Przytoczone wyżej przykłady zaburzeń związanych z wystąpieniem nieprawidłowości ekspresji czy funkcjonowania któregoś z białek, wchodzących w skład głównych elementów szlaku Hippo lub czynników z nim związanych, wskazują mnogość zmian fenotypowych prowadzących do powiększenia lub przerostu narządu lub też do rozwoju guzów nowotworowych. Nie powinno zatem dziwić zainteresowanie tym szlakiem, zwłaszcza w kontekście zaawansowanych badań nad rozwojem różnego typu nowotworów. Okazuje się, że w większości przypadków zaburzenia szlaku Hippo powodują zahamowanie jego supresyjnej aktywności w stosunku do koaktywatora transkrypcji YAP, co wzmaga proliferację i unikanie apoptozy przez komórki.

Jeszcze przed opisaniem pierwszych komponentów szlaku Hippo i zintegrowaniem ich w tym właśnie szlaku wykazano, że mutacje w genie merlin (będącym jednym z nadrzędnych regulatorów szlaku) powodują chorobę genetyczną dziedziczoną autosomalnie dominująco – nerwiakowłókniakowatość typu 2, której obraz kliniczny charakteryzuje się występowaniem licznych guzów pochodzenia nerwowego [51]. Stwierdzono, że mutacje w merlin można zaobserwować także w innych nowotworach: oponiakach i międzybłoniakach [23,66]. Obniżoną ekspresję genów kodujących MST1/2 i LATS1 stwierdzono w raku żołądka, dodatkowo wykazano minimalny poziom LATS1 u pacjentów z guzami przerzutującymi do węzłów chłonnych [85]. W raku żołądka również opisano mutacje w genie FAT4 – ludzkim odpowiedniku protokadheryny Fat u Drosophila, jednak te zmiany występują stosunkowo rzadko, bo na 110 badanych guzów tylko w 6 przypadkach (5%) zaobserwowano podobne zmiany [91]. Ekspresja genu LATS2 jest obniżona w nowotworach wątroby: raku wątrobowokomórkowym, złośliwym nowotworze wieku dziecięcego – hepatoblastoma, a także w raku przewodów żółciowych oraz w międzybłoniaku złośliwym [45,53]. YAP jest genem opisanym prawie we wszystkich nowotworach i w znaczącej większości przypadków dochodzi do amplifikacji jego locus oraz podniesienia ekspresji białka YAP, co powiązano z gorszym rokowaniem np. u pacjentów z drobnokomórkowym rakiem płuca lub rakiem żołądka [35,82]. Aktywacja YAP/ TAZ, wynikająca z obniżenia ekspresji któregoś z nadrzędnych elementów w szlaku bądź też z samej amplifikacji genu, powoduje wystąpienie transformacji nowotworowej komórek. W badaniach na linii komórkowej MCF10A (komórek ludzkiego raka gruczołu piersiowego) wykazano, że nadekspresja YAP indukuje przejście EMT, zahamowanie apoptozy w komórkach, wzmożoną proliferację niezależną od czynników wzrostowych i sygnałów zewnątrzkomórkowych [58]. Wymienione cechy są charakterystyczne dla komórek nowotworowych oraz wzmagają ich potencjał inwazyjny.

Należy zaznaczyć, że w większości przypadków zmiany w poziomie ekspresji genów związanych z Hippo nie wynikają z mutacji sekwencji, lecz są skutkiem epigenetycznych modyfikacji. Wykazano, że rejony promotorowe genów LATS1 i LATS2 są hipermetylowane w 50% przypadków raków gruczołu piersiowego i 60-70% gwiaździaków [33,76].

W badaniach nad rolą genów supresorowych w odporności komórek nowotworowych na chemioterapię, przeprowadzono m.in. doświadczenia z wykorzystaniem siRNA skierowanemu przeciwko genom LATS1 i LATS2. Wykazano, że w przypadku linii komórkowych HeLa (rak szyjki macicy) oraz A549 (rak płuca), knock-down LATS1 i LATS2 spowodował oporność na paklitaksel (cytostatyk inhibujący mitozę przez zahamowanie depolimeryzacji mikrotubul wrzeciona podziałowego) [32,81]. Utrata LATS2 w komórkach białaczkowych aktywując antyapoptotyczne działanie YAP dodatkowo sprawia, że stają się one bardziej oporne na cytostatyki interkalujące z DNA (np. doksorubicynę) [36]. Okazało się również, że nadekspresja genu TAZ w liniach raka gruczołu piersiowego jest powiązana również z opornością na paklitaksel. W linii MCF10 (charakteryzującej się niskim poziomem ekspresji TAZ), nadekspresja tego genu wywołuje oporność na paklitaksel, a w przypadku linii MDA-MB231, cechującej się dużą opornością na ten chemioterapeutyk, knock-down genu TAZ uwrażliwia komórki na działanie tego leku [38]. Wzrost oporności na paklitaksel jest związany z aktywacją TAZ i czynników transkrypcji TEAD, co prowadzi do transkrypcji i translacji genów kodujących składniki macierzy zewnątrzkomórkowej, np. Cyr61 (cysteine-rich 61) oraz CTGF (connctive tissue growth factor). Analogiczna sytuacja występuje w przypadku nadekspresji paralogu TAZ – genu YAP, który w komórkach jajnika i komórkach gruczołu piersiowego ulega nadekspresji i powoduje odporność na paklitaksel czy cisplatynę [58,93]. W związku z tym, że działanie LATS1/2 i YAP/TAZ jest przeciwstawne w przypadku odpowiedzi na podane chemioterapeutyki, zaproponowano funkcjonowanie nowego szlaku – YAP/ TAZ-TEAD-Cyr61/CTGF, który może być odpowiedzialny za chemiooporność komórek nowotworowych indukowaną utratą ekspresji genu LATS, a jednocześnie może być celem przyszłej terapii przeciwnowotworowej [39].

Znaczenie terapeutyczne w leczeniu nowotworów może mieć także inny „punkt uchwytu” w kaskadzie szlaku Hippo: kompleks YAP-TEAD, powstający w jądrze i odpowiadający za transkrypcję m.in. genów antyapoptotycznych. Zaktywowany YAP po translokacji do jądra komórkowego wiąże się z czynnikiem transkrypcji TEAD przez trzy miejsca wiązania. To oddziaływanie można osłabić lub całkowicie uniemożliwić tworząc połączenia między YAP i TEAD, przez zastosowanie leków blokujących tylko jedno lub więcej miejsc wiążących między tymi białkami [75]. Przedstawiony mechanizm działania może mieć duże znaczenie, zwłaszcza jeśli się uwzględni powszechne występowanie w różnego typu nowotworach obniżonej aktywności białek inhibitujących YAP oraz podwyższonego stężenia białka YAP.

Przedstawione mechanizmy działania szlaku Hippo, odpowiedzialne za regulację proliferacji i śmierci komórkowej (zarówno u Drosophila jak i u ssaków), wskazują w jak bardzo skomplikowany sposób komórka „decyduje” o swoim przeznaczeniu. Każdy element szlaku osobno, ale także zintegrowany przez oddziaływania z innymi białkami, pełni swoją unikalną funkcję w cyklu komórkowym. Zaburzenia działania, wynikające głównie ze zmienionego poziomu ekspresji, wywołują wiele modyfikacji, mogących inicjować proces transformacji nowotworowej. Znamiennym jest, że mimo wielu informacji uzyskanych na temat funkcjonowania szlaku Hippo i jego poszczególnych składników, wciąż pojawiają się nowe aspekty, w których szlak ten może potencjalnie pełnić nadrzędne funkcje regulacyjne, a skomplikowana sieć powiązań z innymi ścieżkami biochemicznymi nadal nie jest dokładnie poznana. Potencjalne wykorzystanie poszczególnych elementów szlaku Hippo w celowanej terapii nowotworów możliwe będzie dopiero po jeszcze dokładniejszym scharakteryzowaniu zaburzeń jego regulacji w stanach niekontrolowanego wzrostu i podziału komórek.

Przypisy

• 1. Alarcon C., Zaromytidou A.I., Xi Q., Gao S., Yu J., Fujisawa S., BarlasA., Miller A.N., Manova-Todorova K., Macias M.J., Sapkota G., PanD., Massague J.: Nuclear CDKs drive Smad transcriptional activationand turnover in BMP and TGF-beta pathways. Cell, 2009; 139: 757-769
  Google Scholar
• 2. Ang X.L., Wade Harper J.: SCF-mediated protein degradation andcell cycle control. Oncogene, 2005; 24: 2860-2870
  Google Scholar
• 3. Badouel C., Gardano L., Amin N., Garg A., Rosenfeld R., Le BihanT., McNeill H.: The FERM-domain protein Expanded regulates Hippopathway activity via direct interactions with the transcriptionalactivator Yorkie. Dev. Cell, 2009; 16: 411-420
  Google Scholar
• 4. Basu S., Totty N.F., Irwin M.S., Sudol M., Downward J.: Akt phosphorylatesthe Yes-associated protein, YAP, to induce interactionwith 14-3-3 and attenuation of p73-mediated apoptosis. Mol. Cell,2003; 11: 11-23
  Google Scholar
• 5. Baumgartner R., Poernbacher I., Buser N., Hafen E., Stocker H.:The WW domain protein Kibra acts upstream of Hippo in Drosophila.Dev. Cell, 2010; 18: 309-316
  Google Scholar
• 6. Callus B.A., Verhagen A.M., Vaux D.L.: Association of mammaliansterile twenty kinases, Mst1 and Mst2, with hSalvador via C-terminalcoiled-coil domains, leads to its stabilization and phosphorylation.FEBS J., 2006; 273: 4264-4276
  Google Scholar
• 7. Camargo F.D., Gokhale S., Johnnidis J.B., Fu D., Bell G.W., JaenischR., Brummelkamp T.R.: YAP1 increases organ size and expands undifferentiatedprogenitor cells. Curr. Biol., 2007; 23: 2054-2060
  Google Scholar
• 8. Carter S.L., Negrini M., Baffa R., Gillum D.R., Rosenberg A.L.,Schwartz G.F., Croce C.M.: Loss of heterozygosity at 11q22-q23 inbreast cancer. Cancer Res., 1994; 54: 6270-6274
  Google Scholar
• 9. Chan S.W., Lim C.J., Chen L., Chong Y.F., Huang C., Song H., HongW.: The Hippo pathway in biological control and cancer development.J. Cell. Physiol., 2011; 226: 928-939
  Google Scholar
• 10. Chan S.W., Lim C.J., Guo K., Ng C.P., Lee I., Hunziker W., Zeng Q.,Hong W.: A role for TAZ in migration, invasion, and tumorigenesisof breast cancer cells. Cancer Res., 2008; 68: 2592-2598
  Google Scholar
• 11. Chen C.L., Gajewski K.M., Hamaratoglu F., Bossuyt W., Sansores–Garcia L., Tao C., Halder G.: The apical-basal cell polarity determinantCrumbs regulates Hippo signaling in Drosophila. Proc. Natl.Acad. Sci. USA, 2010; 107: 15810-15815
  Google Scholar
• 12. Cho E., Feng Y., Rauskolb C., Maitra S., Fehon R., Irvine K.D.:Delineation of a Fat tumor suppressor pathway. Nat. Genet., 2006;38: 1142-1150
  Google Scholar
• 13. Chow A., Hao Y., Yang X.: Molecular characterization of humanhomologs of yeast MOB1. Int. J. Cancer, 2010; 126: 2079-2089
  Google Scholar
• 14. Dong J., Feldmann G., Huang J., Wu S., Zhang N., Comerford S.A.,Gayyed M.F., Anders R.A., Maitra A., Pan D.: Elucidation of a universalsize-control mechanism in Drosophila and mammals. Cell, 2007;130: 1120-1133
  Google Scholar
• 15. Feng Y., Irvine K.D.: Fat and expanded act in parallel to regulategrowth through warts. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2007; 104:20362-20367
  Google Scholar
• 16. Fernandez L.A., Northcott P.A., Dalton J., Fraga C., Ellison D.,Angers S., Taylor M.D., Kenney A.M.: YAP1 is amplified and up-regulatedin hedgehog-associated medulloblastomas and mediatesSonic hedgehog-driven neural precursor proliferation. Genes Dev.,2009; 23: 2729-2741
  Google Scholar
• 17. Goulev Y., Fauny J.D., Gonzalez-Marti B., Flagiello D., Silber J.,Zider A.: SCALLOPED interacts with YORKIE, the nuclear effectorof the hippo tumor-suppressor pathway in Drosophila. Curr. Biol.,2008; 18: 435-441
  Google Scholar
• 18. Graves J.D., Draves K.E., Gotoh Y., Krebs E.G., Clark E.A.: Bothphosphorylation and caspase-mediated cleavage contribute to regulationof the Ste20-like protein kinase Mst1 during CD95/Fas-inducedapoptosis. J. Biol. Chem., 2001; 276: 14909-14915
  Google Scholar
• 19. Grzeschik N.A., Parsons L.M., Allott M.L., Harvey K.F., RichardsonH.E.: Lgl, aPKC, and Crumbs regulate the Salvador/Warts/Hippo pathwaythrough two distinct mechanisms. Curr. Biol., 2010; 20: 573-581
  Google Scholar
• 20. Guo C., Tommasi S., Liu L., Yee J.K., Dammann R., Pfeifer G.P.:RASSF1A is part of a complex similar to the Drosophila Hippo/Salvador/Latstumor-suppressor network. Curr. Biol., 2007; 17: 700-705
  Google Scholar
• 21. Halder G., Johnson R.L.: Hippo signaling: growth control andbeyond. Development, 2011; 138: 9-22
  Google Scholar
• 22. Hamaratoglu F., Willecke M., Kango-Singh M., Nolo R., Hyun E.,Tao C., Jafar-Nejad H., Halder G.: The tumour-suppressor genes NF2/Merlin and Expanded act through Hippo signalling to regulate cellproliferation and apoptosis. Nat. Cell Biol., 2006; 8: 27-36
  Google Scholar
• 23. Hansson C.M., Buckley P.G., Grigelioniene G., Piotrowski A., HellstromA.R., Mantripragada K., Jarbo C., Mathiesen T., Dumanski J.P.:Comprehensive genetic and epigenetic analysis of sporadic meningiomafor macro-mutations on 22q and micro-mutations within theNF2 locus. BMC Genomics, 2007; 8: 16
  Google Scholar
• 24. Hao Y., Chun A., Cheung K., Rashidi B., Yang X.: Tumor suppressorLATS1 is a negative regulator of oncogene YAP. J. Biol. Chem.,2008; 283: 5496-5509
  Google Scholar
• 25. Harvey K.F., Pfleger C.M., Hariharan I.K.: The Drosophila Mst ortholog,hippo, restricts growth and cell proliferation and promotesapoptosis. Cell, 2003; 114: 457-467
  Google Scholar
• 26. Hergovich A., Hemmings B.A.: Mammalian NDR/LATS proteinkinases in hippo tumor suppressor signaling. Biofactors, 2009;35: 338-345
  Google Scholar
• 27. Hergovich A., Kohler R.S., Schmitz D., Vichalkovski A., Cornils H.,Hemmings B.A.: The MST1 and hMOB1 tumor suppressors controlhuman centrosome duplication by regulating NDR kinase phosphorylation.Curr. Biol., 2009; 19: 1692-1702
  Google Scholar
• 28. Hiemer S.E., Varelas X.: Stem cell regulation by the Hippo pathway.Biochim Biophys. Acta, 2013; 1830: 2323-2334
  Google Scholar
• 29. Hirabayashi S., Nakagawa K., Sumita K., Hidaka S., Kawai T., IkedaM., Kawata A., Ohno K., Hata Y.: Threonine 74 of MOB1 is a putativekey phosphorylation site by MST2 to form the scaffold to activatenuclear Dbf2-related kinase 1. Oncogene, 2008; 27: 4281-4292
  Google Scholar
• 30. Hong J.H., Hwang E.S., McManus M.T., Amsterdam A., Tian Y.,Kalmukova R., Mueller E., Benjamin T., Spiegelman B.M., Sharp P.A.,Hopkins N., Yaffe M.B.: TAZ, a transcriptional modulator of mesenchymalstem cell differentiation. Science, 2005; 309: 1074-1078
  Google Scholar
• 31. Huang J., Wu S., Barrera J., Matthews K., Pan D.: The Hippo signalingpathway coordinately regulates cell proliferation and apoptosisby inactivating Yorkie, the Drosophila Homolog of YAP. Cell,2005; 122: 421-434
  Google Scholar
• 32. Ji D., Deeds S.L., Weinstein E.J.: A screen of shRNAs targeting tumorsuppressor genes to identify factors involved in A549 paclitaxelsensitivity. Oncol. Rep., 2007; 18: 1499-1505
  Google Scholar
• 33. Jiang Z., Li X., Hu J., Zhou W., Jiang Y., Li G., Lu D.: Promoter hypermethylation-mediateddown-regulation of LATS1 and LATS2 inhuman astrocytoma. Neurosci. Res., 2006; 56: 450-458
  Google Scholar
• 34. Justice R.W., Zilian O., Woods D.F., Noll M., Bryant P.J.: The Drosophilatumor suppressor gene warts encodes a homolog of humanmyotonic dystrophy kinase and is required for the control of cellshape and proliferation. Genes Dev., 1995; 9: 534-546
  Google Scholar
• 35. Kang W., Tong J.H., Chan A.W., Lee T.L., Lung R.W., Leung P.P.,So K.K., Wu K., Fan D., Yu J., Sung J.J., To K.F. Yes-associated protein 1 exhibits oncogenic property in gastric cancer and its nuclear accumulationassociates with poor prognosis. Clin. Cancer Res., 2011;17: 2130-2139
  Google Scholar
• 36. Kawahara M., Hori T., Chonabayashi K., Oka T., Sudol M., UchiyamaT.: Kpm/Lats2 is linked to chemosensitivity of leukemic cellsthrough the stabilization of p73. Blood, 2008; 112: 3856-3866
  Google Scholar
• 37. Kosaka Y., Mimori K., Tanaka F., Inoue H., Watanabe M., MoriM.: Clinical significance of the loss of MATS1 mRNA expression incolorectal cancer. Int. J. Oncol., 2007; 31: 333-338
  Google Scholar
• 38. Lai D., Ho K.C., Hao Y., Yang X.: Taxol resistance in breast cancercells is mediated by the hippo pathway component TAZ and itsdownstream transcriptional targets Cyr61 and CTGF. Cancer Res.,2011; 71: 2728-2738
  Google Scholar
• 39. Lai D., Visser-Grieve S., Yang X.: Tumour suppressor genes inchemotherapeutic drug response. Biosci. Rep., 2012; 32: 361-374
  Google Scholar
• 40. Lai Z.C., Wei X., Shimizu T., Ramos E., Rohrbaugh M., NikolaidisN., Ho L.L., Li Y.: Control of cell proliferation and apoptosis by mobas tumor suppressor, mats. Cell, 2005; 120: 675-685
  Google Scholar
• 41. Lapi E., Di Agostino S., Donzelli S., Gal H., Domany E., RechaviG., Pandolfi P.P., Givol D., Strano S., Lu X., Blandino G.: PML, YAP, andp73 are components of a proapoptotic autoregulatory feedback loop.Mol. Cell, 2008; 32: 803-814
  Google Scholar
• 42. Lee J.H., Kim T.S., Yang T.H., Koo B.K., Oh S.P., Lee K.P., Oh H.J.,Lee S.H., Kong Y.Y., Kim J.M., Lim D.S.: A crucial role of WW45 in developingepithelial tissues in the mouse. EMBO J., 2008; 27: 1231-1242
  Google Scholar
• 43. Levy D., Adamovich Y., Reuven N., Shaul Y.: Yap1 phosphorylationby c-Abl is a critical step in selective activation of proapoptoticgenes in response to DNA damage. Mol. Cell., 2008; 29: 350-361
  Google Scholar
• 44. Levy D., Adamovich Y., Reuven N., Shaul Y.: The Yes-associatedprotein 1 stabilizes p73 by preventing Itch-mediated ubiquitinationof p73. Cell Death Differ., 2007; 14: 743-751
  Google Scholar
• 45. Li H., Wolfe A., Septer S., Edwards G., Zhong X., Abdulkarim A.B.,Ranganathan S., Apte U.: Deregulation of Hippo kinase signalling inhuman hepatic malignancies. Liver Int., 2012; 32: 38-47
  Google Scholar
• 46. Mao Y., Kucuk B., Irvine K.D.: Drosophila lowfat, a novel modulatorof Fat signaling. Development, 2009; 136: 3223-3233
  Google Scholar
• 47. Margolis B., Borg J.P.: Apicobasal polarity complexes. J. Cell Sci.,2005; 118: 5157-5159
  Google Scholar
• 48. Matakatsu H., Blair S.S.: The DHHC palmitoyltransferase approximatedregulates Fat signaling and Dachs localization and activity.Curr. Biol., 2008; 18: 1390-1395
  Google Scholar
• 49. Matallanas D., Romano D., Yee K., Meissl K., Kucerova L., PiazzollaD., Baccarini M., Vass J.K., Kolch W., O’Neill E.: RASSF1A elicits apoptosisthrough an MST2 pathway directing proapoptotic transcriptionby the p73 tumor suppressor protein. Mol. Cell, 2007; 27: 962-975
  Google Scholar
• 50. Mauviel A., Nallet-Staub F., Varelas X.: Integrating developmentalsignals: a Hippo in the (path)way. Oncogene, 2012; 31: 1743-1756
  Google Scholar
• 51. McCartney B.M., Fehon R.G.: Distinct cellular and subcellularpatterns of expression imply distinct functions for the Drosophilahomologues of moesin and the neurofibromatosis 2 tumor suppressor,merlin. J. Cell Biol., 1996; 133: 843-852
  Google Scholar
• 52. Morin-Kensicki E.M., Boone B.N., Howell M., Stonebraker J.R.,Teed J., Alb J.G., Magnuson T.R., O’Neal W., Milgram S.L.: Defects inyolk sac vasculogenesis, chorioallantoic fusion, and embryonic axiselongation in mice with targeted disruption of Yap65. Mol. Cell.Biol., 2006; 26: 77-87
  Google Scholar
• 53. Murakami H., Mizuno T., Taniguchi T., Fujii M., Ishiguro F., FukuiT., Akatsuka S., Horio Y., Hida T., Kondo Y., Toyokuni S., Osada H.,Sekido Y.: LATS2 is a tumor suppressor gene of malignant mesothelioma.Cancer Res., 2011; 71: 873-883
  Google Scholar
• 54. Oh H., Irvine K.D.: Cooperative regulation of growth by Yorkieand Mad through bantam. Dev. Cell, 2011; 20: 109-122
  Google Scholar
• 55. Oh H., Irvine K.D.: Yorkie: the final destination of Hippo signaling.Trends Cell Biol., 2010; 20: 410-417
  Google Scholar
• 56. Oh H., Reddy B.V., Irvine K.D.: Phosphorylation-independentrepression of Yorkie in Fat-Hippo signaling. Dev. Biol., 2009; 335:188-197
  Google Scholar
• 57. Oh S., Lee D., Kim T., Kim T.S., Oh H.J., Hwang C.Y., Kong Y.Y.,Kwon K.S., Lim D.S.: Crucial role for Mst1 and Mst2 kinases in earlyembryonic development of the mouse. Mol. Cell. Biol., 2009; 29:6309-6320
  Google Scholar
• 58. Overholtzer M., Zhang J., Smolen G.A., Muir B., Li W., Sgroi D.C.,Deng C.X., Brugge J.S., Haber D.A.: Transforming properties of YAP,a candidate oncogene on the chromosome 11q22 amplicon. Proc.Natl. Acad. Sci. USA, 2006; 103: 12405-12410
  Google Scholar
• 59. Peng H.W., Slattery M., Mann R.S.: Transcription factor choice inthe Hippo signaling pathway: homothorax and yorkie regulation ofthe microRNA bantam in the progenitor domain of the Drosophilaeye imaginal disc. Genes Dev., 2009; 23: 2307-2319
  Google Scholar
• 60. Reddy B.V., Rauskolb C., Irvine K.D.: Influence of fat-hippo andnotch signaling on the proliferation and differentiation of Drosophilaoptic neuroepithelia. Development, 2010; 137: 2397-2408
  Google Scholar
• 61. Ren F., Zhang L., Jiang J.: Hippo signaling regulates Yorkie nuclearlocalization and activity through 14-3-3 dependent and independentmechanisms. Dev. Biol., 2010; 337: 303-312
  Google Scholar
• 62. Ribeiro P.S., Josue F., Wepf A., Wehr M.C., Rinner O., Kelly G., TaponN., Gstaiger M.: Combined functional genomic and proteomicapproaches identify a PP2A complex as a negative regulator of Hipposignaling. Mol. Cell, 2010; 39: 521-534
  Google Scholar
• 63. Robinson B.S., Huang J., Hong Y., Moberg K.H.: Crumbs regulatesSalvador/Warts/Hippo signaling in Drosophila via the FERM-domainprotein Expanded. Curr. Biol., 2010; 20: 582-590
  Google Scholar
• 64. Romano D., Matallanas D., Weitsman G., Preisinger C., Ng T.,Kolch W.: Proapoptotic kinase MST2 coordinates signaling crosstalkbetween RASSF1A, Raf-1, and Akt. Cancer Res., 2010; 70: 1195-1203
  Google Scholar
• 65. Sasaki H., Kawano O., Endo K., Suzuki E., Yukiue H., KobayashiY., Yano M., Fujii Y.: Human MOB1 expression in non-small-cell lungcancer. Clin. Lung Cancer, 2007; 8: 273-276
  Google Scholar
• 66. Sekido Y.: Genomic abnormalities and signal transduction dysregulationin malignant mesothelioma cells. Cancer Sci., 2010; 101: 1-6
  Google Scholar
• 67. Simon M.A., Xu A., Ishikawa H.O., Irvine K.D.: Modulation offat:dachsous binding by the cadherin domain kinase four-jointed.Curr. Biol., 2010; 20: 811-817
  Google Scholar
• 68. Song H., Oh S., Oh H.J., Lim D.S.: Role of the tumor suppressorRASSF2 in regulation of MST1 kinase activity. Biochem. Biophys.Res. Commun., 2010; 391: 969-973
  Google Scholar
• 69. Sopko R. McNeill H.: The skinny on Fat: an enormous cadherinthat regulates cell adhesion, tissue growth, and planar cell polarity.Curr. Opin. Cell Biol., 2009; 21: 717-723
  Google Scholar
• 70. Sopko R., Silva E., Clayton L., Gardano L., Barrios-Rodiles M.,Wrana J., Varelas X., Arbouzova N.I., Shaw S., Saburi S., MatakatsuH., Blair S., McNeill H.: Phosphorylation of the tumor suppressor fatis regulated by its ligand Dachsous and the kinase discs overgrown.Curr. Biol., 2009; 19: 1112-1117
  Google Scholar
• 71. Staley B.K., Irvine K.D.: Hippo signaling in Drosophila: recentadvances and insights. Dev. Dyn., 2012; 241: 3-15
  Google Scholar
• 72. Steinhardt A.A., Gayyed M.F., Klein A.P., Dong J., Maitra A., PanD., Montgomery E.A., Anders R.A.: Expression of Yes-associated proteinin common solid tumors. Hum. Pathol., 2008; 39: 1582-1589
  Google Scholar
• 73. Strano S., Monti O., Pediconi N., Baccarini A., Fontemaggi G., LapiE., Mantovani F., Damalas A., Citro G., Sacchi A., Del Sal G., LevreroM., Blandino G.: The transcriptional coactivator Yes-associated proteindrives p73 gene-target specificity in response to DNA Damage.Mol. Cell, 2005; 18: 447-459
  Google Scholar
• 74. Strano S., Munarriz E., Rossi M., Castagnoli L., Shaul Y., SacchiA., Oren M., Sudol M., Cesareni G., Blandino G.: Physical interactionwith Yes-associated protein enhances p73 transcriptional activity.J. Biol. Chem., 2001; 276: 15164-15173
  Google Scholar
• 75. Sudol M., Shields D.C., Farooq A.: Structures of YAP proteindomains reveal promising targets for development of new cancerdrugs. Semin. Cell Dev. Biol., 2012; 23: 827-833
  Google Scholar
• 76. Takahashi Y., Miyoshi Y., Takahata C., Irahara N., Taguchi T.,Tamaki Y., Noguchi S.: Down-regulation of LATS1 and LATS2 mRNAexpression by promoter hypermethylation and its association withbiologically aggressive phenotype in human breast cancers. Clin.Cancer Res., 2005; 11: 1380-1385
  Google Scholar
• 77. Tapon N., Harvey K.F., Bell D.W., Wahrer D.C., Schiripo T.A.,Haber D.A., Hariharan I.K.: Salvador promotes both cell cycle exitand apoptosis in Drosophila and is mutated in human cancer celllines. Cell, 2002; 110: 467-478
  Google Scholar
• 78. Tumaneng K., Russell R.C., Guan K.L.: Organ size control by Hippoand TOR pathways. Curr. Biol., 2012; 22: R368-R379
  Google Scholar
• 79. Udan R.S., Kango-Singh M., Nolo R., Tao C., Halder G.: Hippopromotes proliferation arrest and apoptosis in the Salvador/Wartspathway. Nat. Cell Biol., 2003; 5: 914-920
  Google Scholar
• 80. Vassilev A., Kaneko K.J., Shu H., Zhao Y., DePamphilis M.L.: TEAD/TEF transcription factors utilize the activation domain of YAP65,a Src/Yes-associated protein localized in the cytoplasm. Genes Dev.,2001; 15: 1229-1241
  Google Scholar
• 81. Visser S., Yang X.: Identification of LATS transcriptional targetsin HeLa cells using whole human genome oligonucleotide microarray.Gene, 2010; 449: 22-29
  Google Scholar
• 82. Wang Y., Dong Q., Zhang Q., Li Z., Wang E., Qiu X.: Overexpressionof yes-associated protein contributes to progression andpoor prognosis of non-small-cell lung cancer. Cancer Sci., 2010;101: 1279-1285
  Google Scholar
• 83. Wu S., Huang J., Dong J., Pan D.: Hippo encodes a Ste-20 familyprotein kinase that restricts cell proliferation and promotesapoptosis in conjunction with salvador and warts. Cell, 2003; 114:445-456
  Google Scholar
• 84. Xie C., Guo Y., Zhu T., Zhang J., Ma P.X., Chen Y.E.: Yap1 proteinregulates vascular smooth muscle cell phenotypic switch by interactionwith myocardin. J. Biol. Chem., 2012; 287: 14598-14605
  Google Scholar
• 85. Xu Z.P., Zhu J.S., Zhang Q., Wang X.Y.: A breakdown of the Hippopathway in gastric cancer. Hepatogastroenterology, 2011; 58:1611-1617
  Google Scholar
• 86. Yabuta N., Okada N., Ito A., Hosomi T., Nishihara S., SasayamaY., Fujimori A., Okuzaki D., Zhao H., Ikawa M., Okabe M., Nojima H.:Lats2 is an essential mitotic regulator required for the coordinationof cell division. J. Biol. Chem., 2007; 282: 19259-19271
  Google Scholar
• 87. Yuan M., Tomlinson V., Lara R., Holliday D., Chelala C., Harada T.,Gangeswaran R., Manson-Bishop C., Smith P., Danovi S.A., Pardo O.,Crook T., Mein C.A., Lemoine N.R., Jones L.J., Basu S.: Yes-associatedprotein (YAP) functions as a tumor suppressor in breast. Cell DeathDiffer., 2008; 15: 1752-1759
  Google Scholar
• 88. Yuan Z., Kim D., Shu S., Wu J., Guo J., Xiao L., Kaneko S., CoppolaD., Cheng J.Q.: Phosphoinositide 3-kinase/Akt inhibits MST1-mediatedpro-apoptotic signaling through phosphorylation of threonine 120 J. Biol. Chem., 2010; 285: 3815-3824
  Google Scholar
• 89. Yuan Z., Lehtinen M.K., Merlo P., Villen J., Gygi S., Bonni A.:Regulation of neuronal cell death by MST1-FOXO1 signaling. J. Biol.Chem., 2009; 284: 11285-11292
  Google Scholar
• 90. Zaidi S.K., Sullivan A.J., Medina R., Ito Y., van Wijnen A.J., SteinJ.L., Lian J.B., Stein G.S.: Tyrosine phosphorylation controls Runx2-mediated subnuclear targeting of YAP to repress transcription. EMBOJ., 2004; 23: 790-799
  Google Scholar
• 91. Zang Z.J., Cutcutache I., Poon S.L., Zhang S.L., McPherson J.R.,Tao J., Rajasegaran V., Heng H.L., Deng N., Gan A., Lim K.H., Ong C.K.,Huang D., Chin S.Y., Tan I.B. i wsp.: Exome sequencing of gastric adenocarcinomaidentifies recurrent somatic mutations in cell adhesionand chromatin remodeling genes. Nat. Genet., 2012; 44: 570-574
  Google Scholar
• 92. Zhang L., Ren F., Zhang Q., Chen Y., Wang B., Jiang J.: The TEAD/TEF family of transcription factor Scalloped mediates Hippo signalingin organ size control. Dev. Cell, 2008; 14: 377-387
  Google Scholar
• 93. Zhang X., George J., Deb S., Degoutin J.L., Takano E.A., Fox S.B.,Bowtell D.D., Harvey K.F.: The Hippo pathway transcriptional coactivator,YAP, is an ovarian cancer oncogene. Oncogene, 2011; 30:2810-2822
  Google Scholar
• 94. Zhao B., Li L., Lei Q., Guan K.L.: The Hippo-YAP pathway in organsize control and tumorigenesis: an updated version. Genes Dev.,2010; 24: 862-874
  Google Scholar
• 95. Zhao B., Li L., Tumaneng K., Wang C.Y., Guan K.L.: A coordinatedphosphorylation by Lats and CK1 regulates YAP stability throughSCF(beta-TRCP). Genes Dev., 2010; 24: 72-85
  Google Scholar
• 96. Zhao B., Wei X., Li W., Udan R.S., Yang Q., Kim J., Xie J., IkenoueT., Yu J., Li L., Zheng P., Ye K., Chinnaiyan A., Halder G., Lai Z.C., GuanK.L.: Inactivation of YAP oncoprotein by the Hippo pathway is involvedin cell contact inhibition and tissue growth control. GenesDev., 2007; 21: 2747-2761
  Google Scholar
• 97. Zhao B., Ye X., Yu J., Li L., Li W., Li S., Lin J.D., Wang C.Y., ChinnaiyanA.M., Lai Z.C., Guan K.L.: TEAD mediates YAP-dependent geneinduction and growth control. Genes Dev., 2008; 22: 1962-1971
  Google Scholar
• 98. Zhou D., Conrad C., Xia F., Park J.S., Payer B., Yin Y., Lauwers G.Y.,Thasler W., Lee J.T., Avruch J., Bardeesy N.: Mst1 and Mst2 maintainhepatocyte quiescence and suppress hepatocellular carcinoma developmentthrough inactivation of the Yap1 oncogene. Cancer Cell,2009; 16: 425-438
  Google Scholar

Pełna treść artykułu