Streszczenie

Podstawową cechą komórek nowotworowych jest przyspieszony metabolizm glukozy połączo­ny z zahamowaniem procesu fosforylacji oksydacyjnej. Zwiększone tempo glikolizy umożliwia kompensację niewielkiego zysku energetycznego wynikającego z oddychania beztlenowego, co pozwala komórkom nowotworowym kontynuować procesy niekontrolowanego wzrostu i prolife­racji. W nasilonym pobieraniu glukozy przez komórki pośredniczą transportery glukozy określane jako GLUT. Nadekspresję białek GLUT, a zwłaszcza regulowanego warunkami hipoksji GLUT1, opisano w wielu typach nowotworów. Liczne doniesienia wskazują na korelację pomiędzy pozio­mem ekspresji GLUT1 a stopniem zezłośliwienia nowotworu. Regulacja poziomu GLUT1 stano­wi główny czynnik wpływający na metabolizm glukozy w komórkach nowotworowych stając się potencjalnym celem chemioterapii. W pracy przedstawiono obecny stan wiedzy na temat struk­tury, regulacji oraz znaczenia transportera GLUT1 w diagnostyce i terapii nowotworów.

Słowa kluczowe:GLUT1 • HIF-1 • mTOR • nowotwory • onkogeny • analogi glukozy • glikoliza

Summary

Malignant cells are known to enhance glucose metabolism, to increase glucose uptake and to inhi­bit the process of oxidative phosphorylation. Accelerated glycolysis is one of the biochemical cha­racteristics of cancer cells that allow them to compensate the inefficient extraction of energy from glucose in order to continue their uncontrolled growth and proliferation. Upregulation of gluco­se transport across the plasma membrane is mediated by a family of facilitated glucose transpor­ter proteins named GLUT. Overexpression of GLUTs, especially the hypoxia-responsive GLUT1, has been frequently observed in various human carcinomas. Many studies have reported a correla­tion between GLUT1 expression level and the grade of tumor aggressiveness, which suggests that GLUT1 expression may be of prognostic significance. Therefore, GLUT1 is a key rate-limiting factor in the transport and glucose metabolism in cancer cells. This paper presents the current sta­te of knowledge on GLUT1 regulation as well as its utility in the diagnosis and therapy of cancers.

Key words:GLUT1 • HIF-1 • mTOR • cancer • oncogene • glucose analogs • glycolysis

Wprowadzenie

Powszechnie wiadomo, że komórki nowotworowe cha­rakteryzują się odmiennym metabolizmem w porównaniu z komórkami prawidłowymi. W komórkach prawidłowych w procesie glikolizy glukoza jest metabolizowana do dwóch cząsteczek pirogronianu z wytworzeniem dwóch cząsteczek ATP. Powstały pirogronian w mitochondriach jest utlenia­ny do acetylo-CoA z udziałem kompleksu dehydrogenazy pirogronianowej. Następnie acetylo-CoA wchodzi w cykl Krebsa, w którym ulega utlenieniu do CO₂, a zmagazynowa­na energia w postaci koenzymów NADH i FADH₂ podlega przemianie w cząsteczki ATP podczas transportu elektro­nów poprzez układy oksydoredukcyjne łańcucha oddecho­wego. W wyniku całkowitego utlenienia cząsteczki gluko­zy zostaje wytworzone 30 cząsteczek ATP. W komórkach nowotworowych następuje zahamowanie transportu elek­tronów na tlen oraz procesu fosforylacji oksydacyjnej. To z kolei skutkuje redukcją wytwarzania ATP oraz zwięk­szeniem generowania reaktywnych form tlenu, prowadzą­cym do wzmożonych mutacji w obrębie genów [18,21]. W komórkach nowotworowych w warunkach hipoksji jest faworyzowana przemiana pirogronianu do mleczanu po­przez indukcję ekspresji izoformy A dehydrogenazy mle­czanowej. W reakcji powstawania mleczanu odtworzony zostaje koenzym NAD⁺ umożliwiający cykliczność procesu glikolizy, a całkowity zysk energetyczny oddychania bez­tlenowego stanowią 2 cząsteczki ATP [84,96]. Niewielki zysk energetyczny oddychania beztlenowego w połączeniu z dużymi wymaganiami energetycznymi komórek nowo­tworowych prowadzi do 20-30-krotnego zintensyfikowania procesu glikolizy oraz zwiększonego pobierania glukozy przez komórkę, które odbywa się z udziałem transporte­rów glukozy określanych jako GLUT [2,21].

W komórkach człowieka zidentyfikowano 14 białek rodzi­ny GLUT (które zgrupowano w trzy klasy) charakteryzują­cych się wspólną transmembranową topologią [85]. Białka GLUT transportują heksozy niezależnie od energii, zgodnie z gradientem stężeń, z różną kinetyką i powinowactwem względem substratu. Każda izoforma ma tkankowo swo­iste umiejscowienie. Ekspresję więcej niż jednej izofor­my można obserwować w tej samej tkance lub wiele tka­nek może transportować heksozy z udziałem tego samego (określonego) transportera GLUT w jednym czasie [95].

Transporter glukozy 1 – charakterystyka molekularna

Transporter glukozy 1 (GLUT1) jest najlepiej poznaną i wszechobecnie występującą izoformą rodziny białek GLUT. W stanach fizjologicznych wysoki poziom ekspre­sji GLUT1 obserwuje się w erytrocytach (3-5% wszyst­kich białek błonowych), nabłonku endotelialnym i epi­telialnym bariery krew-mózg, oku, łożysku i gruczole mlekowym ssaków [98]. Badania swoistości substratowej GLUT1 względem heksoz, ulegającego ekspresji w oocy­tach Xenopus leavis, wykazały dużą wydajność transportu glukozy (Km~3 mM) [87] i 2-deoksyglukozy (Km~5 mM) [91]. Ponadto GLUT1 może transportować: galaktozę, man­nozę, glukozaminę i kwas askorbinowy [34,98].

W komórkach człowieka transporter GLUT1 zbudowany z 492 aminokwasów (m.m. ~54 kDa), jest kodowany przez gen SLC2A1 (złożony z 10 eksonów) umiejscowiony na krótkim ramieniu chromosomu 1 (1p35-31.3). Wszystkie transportery GLUT zawierają 12 hydrofobowych a-helik­sowych domen przypuszczalnie 12-krotnie przechodzących przez błonę plazmatyczną. Regiony N- i C-końcowe tych białek oraz duża pętla (zlokalizowana pomiędzy segmentem 6 i 7) znajdują się po stronie cytoplazmatycznej (ryc. 1).

Ryc. 1. Budowa transportera GLUT1 (opis w tekście – wg [26] zmodyfikowano)

Białka klasy I rodziny GLUT, do której należy GLUT1, mają pomiędzy domeną transmembranową 1 i 2 zewną­trzkomórkową pętlę z miejscem glikozylacji [31,98]. N-glikozylacja Asn 45 GLUT1 wpływa na jego stabilność i wydajność w transporcie glukozy. Oprócz N-glikozylacji GLUT1 podlega również O-glikozylacji. Obie modyfikacje odgrywają główną rolę w osiąganiu pełnej aktywności trans­portowej i wpływają na masę molekularną białka [7,66]. Sugeruje się istnienie korelacji pomiędzy stopniem gliko­zylacji GLUT1, a złośliwością komórek nowotworowych. Zwiększoną masę molekularną GLUT1 osiągającą 70 kDa zaobserwowano w linii komórek nowotworowych CGL4, stanowiących hybrydę pochodzącą od komórek HeLa i fi­broblastów człowieka, w porównaniu z linią niezesłośli­wioną CGL1 wywodzącą się z tych samych komórek [56].

Wysoki stopień homologii pomiędzy poszczególnymi trans­porterami GLUT jest zdeterminowany obecnością licznych konserwatywnych ewolucyjnie sekwencji aminokwaso­wych. Maiden i wsp. [42] opisali pentameryczne sekwen­cje (RXGRR) umiejscowione w cytoplazmatycznych pę­tlach łączących segmenty 2 z 3 i 8 z 9 (ryc. 1). Ułożenie tych motywów w symetrycznych pozycjach obu połówek białek GLUT sugeruje, że transportery ssaków mogły powstać po­przez duplikacje odziedziczonego po przodkach 6 helikso­wego transportera, chociaż niezależna ekspresja zarówno aminowej jak i karboksylowej części GLUT1 w komórkach Sf9 nie dawała funkcjonalnego białka [15]. Jednakże do­datni ładunek sekwencji RXGRR jest istotny dla prawidło­wego wbudowania białek GLUT w błonę komórkową [68]. Podobnie motyw sekwencyjny zbudowany z czterech ami­nokwasów w regionie C-końcowym GLUT1 (DSQV) odpo­wiada za wiązanie domeny PDZ prezentowanej przez białka określane jako GIPC (Gα interacting protein, C-terminus). Stymulowane czynnikami wzrostu oddziaływanie GLUT1 z białkami GIPC promuje translokację transportera do bło­ny komórkowej oraz zapobiega jego wewnątrzkomórkowej degradacji w lizosomach [94]. Inny konserwatywny motyw QLS zlokalizowany w domenie 7 transporterów GLUT1, 3 i 4 przypuszczalnie pełni rolę molekularnego filtra, któ­ry wpływa na swoistość substratową tych białek. Białka GLUT2 i 5, które transportują fruktozę mają odpowiednie motywy HVA i MGG. Eksperymenty mutacyjne oparte na przemiennej substytucji sekwencji QLS i HVA w trans­porterach GLUT3 i GLUT2 skutkowały częściowym od­wróceniem ich kinetyki i selektywności substratowej [71]. Mutacje w genie SLC2A1 o charakterze zmiany ramki od­czytu, zmiany sensu w obrębie aminokwasów zaangażowa­nych w tworzenie miejsca wiązania substratu lub całkowity brak ekspresji białka na skutek utraty heterozygotyczności prowadzi do metabolicznego zespołu niedoboru białkowe­go transportera 1 (choroba De Vivo) (GLUT1-deficiency syndrome – GLUT1-DS) dziedziczonego w sposób auto­somalny dominujący. U wszystkich pacjentów z zespołem De Vivo występuje niskie stężenie glukozy w płynie mó­zgowo-rdzeniowym, którego następstwem są objawy epilep­tyczne, opóźniony rozwój psychoruchowy oraz ataksja [6].

Mechanizm transportu z udziałem GLUT1

Strukturalny model transportera GLUT1 zakłada formo­wanie centralnie położonego kanału wodnego utworzone­go przez zestawienie pięciu transmembranowych α-helis [3,5,7,10,11], z których każda ma charakter amfipatyczny (ryc. 1). Istotną rolę w tworzeniu wodnego rdzenia odgrywa­ją niepolarne reszty aminokwasowe oddziałujące wiązania­mi hydrofobowymi z cząsteczkami wody [26,39]. Interakcje aminokwasów z płaszczem wodnym umożliwiają transpor­terowi GLUT1 funkcjonowanie w metastabilnych warun­kach, w których mała zmiana energii wywołana przyłącze­niem substratu, inhibitorów lub ATP powoduje duże zmiany w konformacji białka. Dlatego mutacje hydrofobowych reszt aminokwasowych GLUT1 w obrębie kanału prawdopodob­nie oddziaływają z cząsteczkami wody prowadząc do utra­ty pełnej funkcjonalności transportera [32,40,44].

Początkowo w opisie mechanizmu transportu z udziałem GLUT1 sugerowano istnienie pojedynczego zewnętrznego i wewnętrznego miejsca wiązania substratu, które nie mogą absorbować liganda w tym samym czasie [3]. Wskazywano również na jednoczesne współdziałanie kilku miejsc wiąza­nia liganda po obu stronach błony plazmatycznej. Niedawno przeprowadzone badania sugerują, że GLUT1 ma przy­najmniej dwa zewnątrz- i wewnątrzkomórkowe miejsca wiązania glukozy połączone wspólnym kanałem wodnym [14,63]. Oparta na zasadach termodynamiki hipoteza trans­portu zaproponowana przez Naftalina [53] zakłada przy­spieszoną wymianę cukru pomiędzy miejscami wiązania liganda leżącymi po przeciwnych stronach kanału w pro­cesie tzw. „podwójnej wymiany” (germinate exchange), w którym zarówno wewnętrzne jak i zewnętrzne miejsca wiązania liganda absorbują cukier w tym samym czasie.

Porównanie transportu kilku analogów heksoz jako substra­tów oraz inhibitorów kompetycyjnych GLUT1 pozwoliło na wyciągnięcie wniosku, że wiązanie D-glukozy wyma­ga utworzenia kilku wiązań wodorowych pomiędzy grupa­mi hydroksylowymi w pozycjach C1, C2 i C3 cukru, a po­larnymi resztami zewnętrznego miejsca wiązania liganda [10,27]. Prawdopodobnie w przyłączeniu D-glukozy do GLUT1 uczestniczy również grupa hydroksylowa przy C4, ponieważ epimer D-glukozy, D-galaktoza ma 10-krotnie mniejsze powinowactwo do GLUT1 niż D-glukoza [62].

Badania wskazują na występowanie białek GLUT1 w po­staci dimerów. Dimery te tworzą tetramer, w których obie podjednostki działają kooperatywnie tworząc kompleks nie­ustanie prezentujący przynajmniej dwa zewnętrzne i dwa wewnętrzne miejsca wiązania substratu [100].

Ze względu na brak krystalograficznej analizy struktury białka GLUT1 trudno jest na podstawie istniejących mo­deli i doniesień literaturowych jednoznacznie odpowie­dzieć na pytanie w jaki sposób transporter glukozy 1 prze­prowadza translokację substratu przez błonę komórkową. Jednak mimo braku pełnej informacji o trzeciorzędowej strukturze GLUT1, obecna wiedza może umożliwić zro­zumienie, a w konsekwencji leczenie pacjentów z choro­bami związanymi z homeostazą glukozy.

Nadekspresja GLUT1 w nowotworach

Wysoki poziom ekspresji GLUT1 zaobserwowano w wielu typach nowotworów. W rakach piersi i jelita grubego eks­presja GLUT1 ulegała podwyższeniu wraz ze wzrostem stopnia zaawansowania nowotworu i gorszym rokowaniem dla pacjenta [4,12,61]. W nowotworach gruczołów ślino­wych ujawniono związek pomiędzy poziomem ekspresji GLUT1, a rozmiarem guza i zdolnością komórek do meta­stazy [51]. W rakach żołądka ekspresja GLUT1 ściśle ko­relowała z typem nowotworu, angiogenezą oraz przerzuto­waniem do węzłów chłonnych i wątroby [33]. Wyciszenie ekspresji genu GLUT1 w komórkach białaczkowych czło­wieka HL-60 prowadziło do zahamowania proliferacji ko­mórek o ponad 50% [10]. Badania przeprowadzone przez Noguchiego i wsp. [55] na linii komórkowej raka żołądka (MKN45) wykazały 85% spadek pobierania glukozy oraz zmiany w cyklu komórkowym ograniczające wzrost nowo­tworu na skutek zahamowania ekspresji GLUT1 po trans­fekcji wektorem kodującym antysensowne GLUT1 cDNA.

Wyniki dotychczasowych badań zgodnie sugerują zastoso­wanie GLUT1 jako prognostycznego wskaźnika złośliwości oraz stopnia zaawansowania nowotworu, który umożliwiłby wyodrębnienie pacjentów wymagających agresywniejszej terapii. Nadekspresja GLUT1 wynikająca ze zwiększonego zapotrzebowania komórek nowotworowych na energię pro­muje poprzez szlak glikolizy wzrost rozmiarów guza i jego inwazyjność [20]. Fenomen zwiększonego pobierania glu­kozy przez komórki nowotworowe ma kliniczne zastoso­wanie w diagnostyce wielu typów nowotworów złośliwych i ich przerzutów przez wprowadzenie znacznika [¹⁸F]-fluoro-2-deoksy-D-glukozy (FDG) w jednej z najbardziej efek­tywnych metod medycyny molekularnej, tj. pozytonowej tomografii emisyjnej (PET). Podwyższony poziom ekspre­sji GLUT1 oraz wysoka maksymalna standardowa wartość wychwytu ¹⁸FDG zaobserwowane w płaskonabłonkowych rakach płuc w porównaniu z gruczolakami, korelowały ze stopniem zróżnicowania komórek nowotworu oraz przerzu­tami do węzłów chłonnych [88]. Podobnie w guzach grasi­cy pochodzenia nabłonkowego wychwyt ¹⁸FDG był ściśle związany z poziomem ekspresji GLUT1 i heksokinazy II [54]. Aktywny transport z udziałem GLUT1 wymaga jego translokacji do błony komorkowej. W liniach komórkowych mięsaków kościopochodnych zaobserwowano zwiększone pobieranie glukozy wynikające z przemieszczenia GLUT1 do błony komórkowej w odpowiedzi na stymulację komó­rek insuliną [13]. Inne badania przeprowadzone na linii komórkowej białaczki megakariocytowej człowieka suge­rują translokację GLUT1 z przedziałów wewnątrzkomór­kowych do błony plazmatycznej pod wpływem czynnika wzrostowego komórek pnia (stem cell factor – SCF) oraz H₂O₂ [45]. Regulacja ekspresji GLUT1 w komórkach no­wotworowych jest procesem wieloczynnikowym, w który zaangażowane są m.in.: hipoksja [24], hormony [19], czyn­niki wzrostu [16], geny supresorowe [70], onkogeny [97].

Rola szlaku PI3K/AKT/mTOR w ekspresji GLUT1

Aktywacja kinazy mTOR odgrywa rolę w przebiegu wie­lu przemian promujących transformację nowotworową. Białko mTOR zaangażowane w liczne szlaki sygnali­zacyjne pośredniczy w regulacji metabolizmu, wzrostu komórki, proliferacji i angiogenezy [99]. Badania wy­kazały, że w wielu nowotworach człowieka PI3K/AKT – zależna regulacja kinazy mTOR koreluje z poziomem ekspresji transportera GLUT1 [77]. Aktywacja kaskady PI3K/AKT/mTOR zachodzi w wyniku związania insu­liny lub czynników wzrostu przez receptory o charakte­rze kinaz tyrozynowych. Przyłączenie liganda powodu­je ich autofosforylację i rekrutację do błony komórkowej 3-kinazy fosfatydyloinozytolu (PI3K), która przekształca fosfatydyloinozytolo-4,5-bisfosforan (PIP2) do fosfatydy­loinozytolo-3,4,5-trifosforanu (PIP3) (ryc. 2). PIP3 wiąże się w obrębie domeny PH serynowo-treoninowej kinazy AKT promując jej translokację do błony. Aktywacja AKT1 wymaga fosforylacji Thr 308 i Ser 473 umiejscowionych odpowiednio w domenie kinazowej i regulatorowej. Za fosforylację Thr 308 odpowiada kinaza PDK1 rekrutowa­na do błony komórkowej przez PIP3. W fosforylację Ser 408 mogą być zaangażowane różne kinazy: PDK1, PDK2, ILK, DNA-PK, mTORC2 lub proces ten przebiega auto­katalitycznie [35]. AKT fosforyluje wiele substratów, spo­śród których dwa TSC2 (tuberous sclerosis 2) i PRAS40 (proline-rich AKT-substrate-40) prowadzą do bezpośred­niej aktywacji serynowo-treoninowej kinazy mTOR [80]. W komórce mTOR wchodzi w skład dwóch niezależnych kompleksów odmiennych pod względem funkcji, regulacji i wrażliwości na rapamycynę. W skład mTORC1 pośredni­czącego w regulacji procesów wzrostu i odżywiania komór­kowego wchodzą białka: mTOR, mLST8, Raptor, podczas gdy główne składowe mTORC2 stanowią: mTOR, mLST8, Rictor, mSin1, Protor i PRR5. AKT-zależny szlak sygna­lizacji przebiega z udziałem kompleksu mTORC1. Białko TSC2 o aktywności GTP-azowej w połączeniu z TSC1 reguluje aktywność GTP-azy Rheb. Fosforylacja Ser 939 i Thr 1462 w TSC2 hamuje GTP-azową aktywność hete­rodimeru TSC1/TSC2, co prowadzi do akumulacji białka Rheb połączonego z GTP, które w wyniku niewyjaśnio­nego mechanizmu aktywuje kinazę mTOR w komplek­sie mTORC1 [43,64]. Początkowo uważano, że aktywa­cja mTOR jest wynikiem asocjacji Rheb-GTP z białkiem FKBP38 o funkcji supresorowej w stosunku do mTORC1 [86]. Obecnie przypuszcza się, że GTP-aza Rheb może sty­mulować fosfolipazę D do tworzenia kwasu fosfatydowe­go bezpośrednio modulującego aktywność kinazy mTOR [83]. Mechanizm aktywacji mTORC1 przez GTP-azę Rheb wymaga farnezylacji białka Rheb i może być blokowany przez inhibitory transferazy farnezylowej [9].

Ryc. 2. Szlaki sygnalizacyjne mTOR regulujące ekspresję GLUT1 (opis w tekście)

Drugi sposób aktywacji mTORC1 przez AKT polega na fosforylacji białka PRAS40 – negatywnego regula­tora kinazy mTOR, działającego niezależnie od TSC2. Fosforylacja w PRAS40 Thr 246 prowadzi do jego od­dysocjowania od kompleksu mTORC1 i aktywacji kina­zy mTOR. Jednocześnie PRAS40 sam stanowi substrat dla mTORC1, kontrolującego własną aktywność sygnali­zacyjną poprzez fosforylację reszt seryny swojego supre­sora [92]. Zależności pomiędzy kinazami AKT i mTOR dodatkowo komplikuje kompleks mTORC2, który w pew­nych komórkach nie wykazuje wrażliwości na rapamycynę. Kompleks mTORC2 potrafi bezpośrednio fosforylować Ser 473 AKT w odpowiedzi na stymulację czynnikami wzrostu [27]. Utworzenie kompleksu mTORC1 hamuje formowa­nie kompleksu mTORC2 i ogranicza możliwość aktywacji AKT. Sygnalizacja z udziałem AKT i mTOR jest ze sobą powiązana wzajemnym sprzężeniem zwrotnym wyklucza­jącym możliwość ciągłej hiperaktywacji obu kinaz [79].

Do najlepiej poznanych efektorów aktywności mTOR na­leżą kinaza białkowa p70S6 oraz białko 4E-BP1 zaanga­żowane w proces inicjacji translacji. Większość dojrzałych eukariotycznych mRNA ma na końcu 5′ czapeczkę zbu­dowaną z 7-metyloguanozyny (m7G), a na końcu 3′ se­kwencję poli(A). Inicjacja translacji wymaga rozpozna­nia czapeczki przez czynnik eIF4E, którego aktywność jest hamowana przez związanie ze swoistym inhibitorem białkowym 4E-BP1. W wyniku fosforylacji 4E-BP1 przez mTOR dochodzi do aktywacji eIF4E i tworzenia kompleksu inicjacyjnego [11,22]. Badania kinazy p70S6 sugerują jej udział w fosforylacji podjednostki rybosomu 40S i zwią­zanej z tym zwiększonej wydajności translacji populacji mRNA mających na swoim końcu 5′ łańcuch polipirymi­dynowy (5′ TOP mRNA). Są to głównie transkrypty ko­dujące białka rybosomalne oraz czynniki translacyjne np. eEF1A. Fosforylacja p70S6 przez mTOR aktywuje białko S6, które zwiększa efektywność translacji 5’TOP mRNA [28]. Ostatnie doniesienia wskazują, że sygnalizacja mTOR­-p70S6 może również kontrolować inne czynniki transla­cyjne – eIF3 oraz eIF4B [75].

Obecnie sugeruje się istnienie związku pomiędzy nadekspresją GLUT1 i aktywacją szlaku sygnalizacyjnego z udziałem kompleksu mTORC1. Jednak do tej pory nie udało się wyjaśnić w jakim stopniu kinaza mTOR bez­pośrednio wpływa na regulację translacji białka GLUT1. Możliwe, że zwiększenie wydajności translacji innych białek pośrednio wpływa na regulację ekspresji GLUT1 w komórkach nowotworowych. Co więcej, kinaza mTOR może wchodzić w interakcje z różnymi białkami np.: Rac1, TELO2 i FXBW7 inhibitorami kinaz zależnymi od cyklin p21 i p27, kinazą białkową C [93]. Obecnie niewiele wia­domo o ekspresji genów i białek kontrolowanych przez ki­nazę mTOR, choć ich liczba systematycznie rośnie.

Regulacja ekspresji GLUT1 przez czynnik transkrypcyjny HIF-1

Niedotlenienie nowotworu powoduje aktywację czynnika transkrypcyjnego HIF-1, pośredniczącego w regulacji eks­presji wielu genów, których produkty białkowe uczestniczą w szlakach przekazywania sygnału związanych z metaboli­zmem glukozy, angiogenezą i inwazją komórek nowotwo­rowych. Białko HIF-1 funkcjonuje jako heterodimer skła­dający się z podjednostek HIF-1α i HIF-1β [2] (ryc. 3). W warunkach fizjologicznych podjednostka HIF-1α pod­lega hydroksylacji przez hydroksylazę prolinową (HPH), której aktywność jest uwarunkowana obecnością tlenu w tkankach. Hydroksylacja reszt Pro 402 i 564 umożliwia wiązanie HIF-1 z białkiem vHL rozpoznawanym przez li­gazę ubikwitynową, co prowadzi do degradacji powstałego kompleksu w proteasomie [59]. Oprócz reszt proliny, hy­droksylacja Asn 803 przez hydroksylazę FIH-1 osłabia in­terakcje HIF-1α z białkami p300 i CBP – kofaktorami za­angażowanymi w regulację ekspresji genów. Zarówno HPH jak i FIH-1 do pełnej aktywności enzymatycznej wymagają cząsteczki tlenu i żelaza. Ponadto w regulacji aktywności i stabilności HIF-1 uczestniczy acetylacja i fosforylacja [29].

Ryc. 3. Regulacja ekspresji GLUT1 przez HIF-1 (opis w tekście)

Hipoksja jest podstawową przyczyną nadekspresji HIF-1 w komórkach nowotworowych. Niedobór tlenu inaktywuje enzymy odpowiedzialne za hydroksylację HIF-1, która jest ko­nieczna do tworzenia kompleksu z vHL i ubikwitynozależnej degradacji HIF-1α w proteasomach. W warunkach tleno­wych ograniczony stopień degradacji HIF-1α wynika głów­nie z mutacji, utraty lub obniżonej ekspresji supresora nowo­tworowego vHL. Pozostałe mechanizmy nadekspresji HIF-1 dotyczą regulacji syntezy podjednostki α [30]. W wielu ty­pach nowotworów stymulacja transkrypcji i translacji HIF-1α wynika ze zwiększonej ekspresji receptorów o aktywności kinaz tyrozynowych uruchamiających kaskadę przekazywa­nia sygnału z udziałem szlaku PI3K/AKT [74]. Podobnie na­siloną ekspresję HIF-1α zaobserwowano w guzach z muta­cją w białku TSC – supresorze kinazy mTOR promującej progresję nowotworową poprzez zintensyfikowanie wydaj­ności translacji wielu białek [25]. Ponadto HIF-1 może sam pośrednio wpływać na poziom ekspresji HIF-1α poprzez sty­mulację transkrypcji czynników wzrostu, takich jak: IGF2 (insulin-like growth factor) i TGF-α (transforming growth factor), które uruchamiają szlaki przekazywania sygnału związane z progresja guza [38].

W wyniku przedstawionych wyżej mechanizmów dochodzi do akumulacji podjednostki HIF-1α w cytoplazmie komó­rek nowotworowych. Następnie HIF-1α migruje do jądra komórkowego, gdzie łączy się z konstytutywnie stabilną i tlenowo niezależną podjednostką HIF-1β. Powstały he­terodimer stanowi aktywną postać czynnika transkrypcyj­nego HIF-1, który wraz z swoimi kofaktorami p300 i CBP rozpoznaje sekwencję 5′-RCGTG-3′ tzw. HRE (hypoxia – response elements) zlokalizowaną w obrębie promo­torów i wzmacniaczy wielu genów regulujących proce­sy proliferacji, apoptozy, angiogenezy i metabolizmu ko­mórkowego [50].

Badania przeprowadzone na tkankach oraz liniach komór­kowych wskazują na ścisłą zależność poziomu ekspresji transporterów glukozy GLUT1 i GLUT3 od stopnia ak­tywacji HIF-1. Czynnik ten indukuje transkrypcję genów GLUT1 i GLUT3 oraz enzymów uczestniczących w proce­sie glikolizy, nasilając tym samym tempo metabolizowania glukozy [24,47]. Aktywacja HIF-1 w komórkach nowotwo­rowych prowadzi do trwałego wygaszenia oddychania mito­chondrialnego i przesunięcia metabolizmu glukozy w stro­nę glikolizy. Zmiany te wynikają z bezpośredniej stymulacji ekspresji mitochondrialnej kinazy dehydrogenazy pirogro­nianowej, która inaktywuje dehydrogenazę pirogroniano­wą (PDH). Inaktywacja PDH ogranicza przekształcanie pirogronianu do acetylo-CoA – głównego metabolitu cy­klu Krebsa [72]. Ponadto warunki hipoksji nowotworu pro­wadzą do negatywnej regulacji heterogennych jądrowych rybonukleoprotein A2 i L (hnRNP A2 i hnRNP L), które wiążąc się z sekwencją AURE (AU-rich response element) w obrębie regionu 3’UTR (untranslated region) zwiększają niestabilność GLUT1 mRNA i blokują jego translację [23]. Nasilone pobieranie glukozy przez komórki nowotworowe stanowi alternatywę pozwalającą zaspokoić głód energetycz­ny wynikający z niewydajnego oddychania beztlenowego.

Aktywacja ekspresji GLUT1 przez onkogeny

Onkogeny powstają w wyniku mutacji w obrębie protoon­kogenów. Ekspresja onkogenów reguluje poziom syntezy lub zmienia właściwości białek zaangażowanych w regu­lację wzrostu, różnicowania i podziału komórki. Jednymi z najlepiej poznanych białek pośredniczących w przeka­zywaniu sygnału ze środowiska zewnątrzkomórkowego do jądra komórkowego są białka Ras uczestniczące w akty­wacji kaskady Raf/MEK/ERK [69]. Mutacje w onkogenie RAS występują w 95% przypadków raków trzustki, 50% przypadków raków jelita grubego oraz niektórych typach nowotworów płuc [57]. Mutacje w KRAS wykluczają mu­tacje w onkogenie BRAF rozpowszechnione w czernia­kach oraz rakach jelita grubego bez mutacji w KRAS [17]. Nadekspresja lub zwiększona aktywność białek Ras powo­duje nieustanną stymulację szlaku sygnalizacyjnego kinaz aktywowanych mitogenem (MAPK) [36]. Aktywacja kinaz ERK może prowadzić do zwiększonej aktywności kinazy mTOR w wyniku hamowania właściwości supresorowych białka TSC2 [65] (ryc. 2). Badania przeprowadzone na li­niach komórkowych raka jelita grubego o zróżnicowanym statusie mutacyjnym w onkogenach KRAS i BRAF wyka­zały ścisłą korelację tych mutacji z poziomem transkryp­cji transportera GLUT1. Zaobserwowano wzrost ekspresji GLUT1 (3-22-krotny) w komórkach z mutacjami w allelach KRAS i BRAF w porównaniu z allelami o fenotypie dzikim. Ponadto nie stwierdzono związku pomiędzy nadekspresją transkryptu GLUT1, a poziomem aktywności HIF-1α [97]. Jednak, wyniki badań przeprowadzonych na nowotworach okrężnicy ujawniły znacznie niższą (30%) częstość muta­cji punktowych w kodonie 12 KRAS w porównaniu z eks­presją GLUT1 (100%) [55]. Inne doniesienia sugerują, że nadekspresja GLUT1 w fibroblastach wymaga aktywacji onkogenu c-Fos. Białka Fos i Jun wchodzą w skład hetero­dimeru AP-1, który wiąże się z sekwencją TRE rozpozna­waną przez estry forbolu, regulując ekspresję wielu genów. Obecnie mimo braku przekonujących dowodów przypusz­cza się, że w obrębie regionów wzmacniaczy genu SLC2A1 kodującego GLUT1 mogą występować motywy TRE regu­lowane przez AP-1 [67]. Podobne sekwencje wzmacniaczy aktywowane przez onkogen v-src zidentyfikowano w regio­nie promotorowym genu SLC2A1 u myszy [52]. Badania przeprowadzone na fibroblastach szczura Rat1, kodujących białko fuzyjne łączące Myc z domeną wiązania liganda re­ceptora estrogenowego (MycER) wykazały, że geny kodu­jące GLUT1, fosfofruktokinazy i enolazy mogą być bezpo­średnio regulowane przez onkogen c-myc [58]. W innym modelu badawczym onkogen c-myc przez wiązanie z se­kwencją zlokalizowaną w obrębie miejsca promotorowego prowadził do bezpośredniej nadekspresji genu kodującego dehydrogenazę mleczanową (LDH-A) [76].

GLUT1 w terapii przeciwnowotworowej

Zwiększone pobieranie glukozy i związane z nim przy­spieszone tempo glikolizy wynika z nadekspresji oraz translokacji transporterów glukozy do błony komórko­wej. Z tego względu białka GLUT, a zwłaszcza GLUT1, którego nadekspresję w nowotworach obserwuje się naj­częściej, stały się potencjalnym celem terapii przeciwno­wotworowej. Regulacja GLUT1 może stanowić główny czynnik wpływający na metabolizm glukozy w odpowie­dzi na chemioterapię.

Większość zidentyfikowanych do tej pory inhibitorów ak­tywności GLUT1 działa głównie na zasadzie współzawod­nictwa o miejsce wiązania substratu. Na przykład cytocha­lasyna B – przenikający przez błonę komórkową alkaloid – niszczy filamenty aktynowe i hamuje transport gluko­zy [5]. Kolejny związek o budowie diterpenu – forskoli­na po przedostaniu się do cytoplazmy blokuje transporter GLUT1 i aktywuje cyklazę adenylanową [73]. Podobnymi właściwościami charakteryzują się: izoflawonoid geniste­ina, gossypol, florentyna chalkonowa [5,60,90]. Obecnie rośnie zainteresowanie właściwościami D-allozy, rzadko spotykanego w naturze analogu D-glukozy. Mitani i wsp. [49] w badaniach przeprowadzonych na trzech liniach ko­mórkowych nowotworów głowy i szyi wykazali, że cukier ten jest kompetycyjnym inhibitorem transportu glukozy do wnętrza komórki. Komórki traktowane D-allozą charakte­ryzowały się obniżonym poziomem ekspresji cyklin A2, B1 i kinazy CDC2 oraz podwyższonym poziomem syntezy p21 i p53 mRNA. Podobne wyniki uzyskali Sui i wsp. [82], którzy hodując komórki nowotworowe wątroby na podło­żu zawierającym D-allozę zaobserwowali nadekspresję p21 i p27 oraz związane z tym zahamowanie cyklu komórko­wego w fazie G2/M i uruchomienie apoptozy.

Znane są także pośrednie inhibitory GLUT1 skierowane przeciwko szlakom sygnalizacyjnym regulującym poziom ekspresji GLUT1. Zaobserwowano m.in. spadek syntezy GLUT1 w komórkach raka trzustki traktowanych apige­niną – flawonoidem roślinnym o działaniu supresorowym w stosunku do szlaku PI3K/Akt [48].

Jednak nadekspresja transporterów GLUT umożliwia aku­mulację w komórkach nowotworowych pochodnych glukozy o charakterze terapeutycznym. W wielu badaniach nad wy­korzystaniem 2-deoksyglukozy (2-DG) w terapii wykaza­no, że związek ten jest kompetycyjnym inhibitorem proce­su glikolizy [41]. W wyniku transportu do wnętrza komórki 2-DG ulega fosforylacji przez heksokinazę, ale w przeci­wieństwie do glukozo-6-fosforanu nie jest substratem dla izomerazy glukozofosforanowej. Nagromadzenie 2-DG-P w komórce prowadzi do zahamowania procesu glikolizy, a następnie zatrzymania cyklu komórkowego i uruchomie­nia apoptozy [1]. Ponadto ostatnie doniesienia sugerują, że w przypadku guzów rosnących w warunkach normok­sji 2-DG jest skutecznym inhibitorem N-glikozylacji, nie­zbędnej do translokacji GLUT1 do błony komórkowej [37]. W badaniach in vivo przeprowadzonych na myszach z prze­szczepionym mięsakiem kości lub niedrobnokomórkowym rakiem płuc człowieka 2-DG uwrażliwiała komórki nowo­tworowe na chemioterapię adriamycyną i paklitakselem [46]. Co więcej, eksperymenty kliniczne przeprowadzo­ne z udziałem pacjentów z glejakiem wielopostaciowym wykazały, że stosowanie 2-DG w dawkach bezpiecznych, tj. do 250 mg/kg masy ciała uczula komórki nowotworu na radioterapię [78]. Podobnie podawanie 2-DG w zesta­wieniu z 6-aminonikotynamidem (inhibitor dehydrogenazy glukozo-6-fosforanu) obniżało komórkowe stężenie gluta­tionu i zwiększało śmiertelność linii komórek glejaka pod wpływem czynnika radiacyjnego [89]. Oprócz łączonej terapii z 2-DG, rośnie zainteresowanie syntezą koniuga­tów konwencjonalnych cytotoksycznych leków z resztami glukozy, które mogłyby zwiększyć dostępność chemiote­rapii do wnętrza guza. Przykładem takiego związku jest 2-GluSNAP, połączenie glukozy z donorem tlenku azotu S-nitroso-N-acetyl-penicillaminą (SNAP). Stwierdzono, że nasilenie cytotoksycznego działania 2-GluSNAP w komór­ce koreluje wraz ze wzrostem poziomu ekspresji transpor­tera GLUT1 [81]. Zastosowanie kliniczne niemetabolizo­walnych analogów glukozy wydaje się korzystne dlatego, iż w przeciwieństwie do komórek prawidłowych, które potrafią metabolizować różne cukry, głównym substratem energetycznym dla komórek nowotworowych jest gluko­za. Obecnie prowadzone są badania kliniczne nad bezpie­czeństwem i skutecznością działania tych związków jako przyszłych terapeutyków [8].

Podsumowanie

Komórki nowotworowe przearanżowują swój metabolizm w kierunku procesu beztlenowej glikolizy. Zwiększone tempo glikolizy wymaga nasilenia transportu glukozy do wnętrza komórki, które w znacznym stopniu wynika z na­dekspresji transportera GLUT1. Przeprowadzone do tej pory badania jednoznacznie podkreślają znaczenie GLUT1 w progresji i uzłośliwieniu komórek nowotworowych.

W wielu typach nowotworów ekspresja GLUT1 koreluje ze stadium zaawansowania choroby i gorszym rokowaniem dla pacjenta stając się potencjalnym czynnikiem prognostycz­nym. Jednak nadekspresja GLUT1 może zwiększać czułość detekcji nowotworów techniką ¹⁸FDG-PET oraz uczulać pa­cjentów na stosowaną powszechnie chemio- i radioterapię. W przyszłości dokładniejsze poznanie struktury i regulacji GLUT1 w komórce przyczyni się do lepszego zrozumie­nia i leczenia chorób związanych z homeostazą glukozy.

PIŚMIENNICTWO

[1] Aft R.L., Zhang F.W., Gius D.: Evaluation of 2-deoxy-D-glucose as a chemotherapeutic agent: mechanism of cell death. Br. J. Cancer, 2002; 87: 805-812
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[2] Airley R.E., Mobasheri A.: Hypoxic regulation of glucose transport, anaerobic metabolism and angiogenesis in cancer: novel pathways and targets for anticancer therapeutics. Chemotherapy, 2007; 53: 233-256
[PubMed]  

[3] Appleman J.R., Lienhard G.E.: Kinetics of the purified glucose transporter. Direct measurement of the rates of interconversion of transporter conformers. Biochemistry, 1989; 28: 8221-8227
[PubMed]  

[4] Ayala F.R., Rocha R.M., Carvalho K.C., Carvalho A.L., da Cunha I.W., Lourenço S.V., Soares F.A.: Glut1 and Glut3 as potential prognostic markers for oral squamous cell carcinoma. Molecules, 2010; 15: 2374-2387
[PubMed]  

[5] Bloch R.: Inhibition of glucose transport In the human erythrocyte by cytochalasin B. Biochemistry, 1973; 12: 4799-4801
[PubMed]  

[6] Brockmann K.: The expanding phenotype of GLUT1-deficiency syndrome. Brain Dev., 2009; 31: 545-552
[PubMed]  

[7] Buse M.G., Robinson K.A., Marshall B.A., Hresko R.C., Mueckler M.M.: Enhanced O-GlcNAc protein modification is associated with insulin resistance in GLUT1-overexpressing muscles. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab., 2002; 283: E241-E250
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[8] Calvo M.B., Figueroa A., Pulido E.G., Campelo R.G., Aparicio L.A.: Potential role of sugar transporters in cancer and their relationship with anticancer therapy. Int. J. Endocrinol., 2010; 2010: 205357
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[9] Castro A.F., Rebhun J.F., Clark G.J., Quilliam L.A.: Rheb binds tuberous sclerosis complex 2 (TSC2) and promotes S6 kinase activation in a rapamycin- and farnesylation-dependent manner. J. Biol. Chem., 2003; 278: 32493-32496
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[10] Chan J.Y., Kong S.K., Choy Y.M., Lee C.Y., Fung K.P.: Inhibition of glucose transporter gene expression by antisense nucleic acids in HL-60 leukemia cells. Life Sci., 1999; 65: 63-70
[PubMed]  

[11] Choo A.Y., Yoon S.O., Kim S.G., Roux P.P., Blenis J.: Rapamycin differentially inhibits S6Ks and 4E-BP1 to mediate cell-type-specific repression of mRNA translation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2008; 105: 17414-17419
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[12] Chung F.Y., Huang M.Y., Yeh C.S., Chang H.J., Cheng T.L., Yen L.C., Wang J.Y., Lin S.R.: GLUT1 gene is a potential hypoxic marker in colorectal cancer patients. BMC Cancer, 2009; 9: 241
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[13] Cifuentes M., García M.A., Arrabal P.M., Martínez F., Yanez M.J., Jara N., Weil B., Domínguez D., Medina R.A., Nualart F.: Insulin regulates GLUT1-mediated glucose transport In MG-63 human osteosarcoma cells. J. Cell. Physiol., 2011; 226: 1425-1432
[PubMed]  

[14] Cloherty E.K., Levine K.B., Carruthers A.: The red blood cell glucose transporter presents multiple, nucleotide-sensitive sugar exit sites., Biochemistry, 2001; 40: 15549-15561
[PubMed]  

[15] Cope D.L., Holman G.D., Baldwin S.A., Wolstenholme A.J.: Domain assembly of the GLUT1 glucose transporter. Biochem J., 1994; 300: 291-294
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[16] Díaz M., Vraskou Y., Gutiérrez J., Planas J.V.: Expression of rainbow trout glucose transporters GLUT1 and GLUT4 during in vitro muscle cell differentiation and regulation by insulin and IGF-I. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol., 2009; 296: R794-R800
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[17] Downward J.: Targeting RAS signalling pathways in cancer therapy. Nat. Rev. Cancer, 2003; 3: 11-22
[PubMed]  

[18] Ferreira L.M.R.: Cancer metabolism: the Warburg effect today. Exp. Mol. Pathol., 2010; 89: 372-380
[PubMed]  

[19] Frolova A., Flessner L., Chi M., Kim S.T., Foyouzi-Yousefi N., Moley K.H.: Facilitative glucose transporter type 1 is differentially regulated by progesterone and estrogen in murine and human endometrial stromal cells. Endocrinology, 2009; 150: 1512-1520
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[20] Furuta E., Okuda H., Kobayashi A., Watabe K.: Metabolic genes in cancer: their roles in tumor progression and clinical implications. Biochim. Biophys. Acta, 2010; 1805: 141-152
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[21] Ganapathy V., Thangaraju M., Prasad P.D.: Nutrient transporters in cancer: relevance to Warburg hypothesis and beyond. Pharmacol. Ther., 2009; 121: 29-40
[PubMed]  

[22] Grolleau A., Bowman J., Pradet-Balade B., Puravs E., Hanash S., Garcia-Sanz J.A., Beretta L.: Global and specific translational control by rapamycin in T cells uncovered by microarrays and proteomics. J. Biol. Chem., 2002; 277: 22175-22184
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[23] Hamilton B.J., Nichols R.C., Tsukamoto H., Boado R.J., Pardridge W.M., Rigby W.F.: hnRNP A2 and hnRNP L bind the 3’UTR of glucose transporter 1 mRNA and exist as a complex in vivo. Biochem. Biophys. Res. Commun., 1999; 261: 646-651
[PubMed]  

[24] Hayashi M., Sakata M., Takeda T., Yamamoto T., Okamoto Y., Sawada K., Kimura A., Minekawa R., Tahara M., Tasaka K., Murata Y.: Induction of glucose transporter 1 expression through hypoxia-inducible factor 1α under hypoxic conditions in trophoblast-derived cells. J. Endocrinol., 2004; 183: 145-154
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[25] Hebert C., Norris K., Parashar P., Ord R.A., Nikitakis N.G., Sauk J.J.: Hypoxia-inducible factor-1α polymorphisms and TSC1/2 mutations are complementary in head and neck cancers. Mol. Cancer, 2006; 5: 3
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[26] Hruz P.W., Mueckler M.M.: Structural analysis of the GLUT1 facilitative glucose transporter (review). Mol. Membr. Biol., 2001; 18: 183-193
[PubMed]  

[27] Ikenoue T., Inoki K., Yang Q., Zhou X., Guan K.L.: Essential function of TORC2 in PKC and Akt turn motif phosphorylation, maturation and signalling. EMBO J., 2008; 27: 1919-1931
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[28] Jefferies H.B., Reinhard C., Kozma S.C., Thomas G.: Rapamycin selectively represses translation of the „polypyrimidine tract” mRNA family. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1994; 91: 4441-4445
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[29] Jeong J.W., Bae M.K., Ahn M.Y., Kim S.H., Sohn T.K., Bae M.H., Yoo M.A., Song E.J., Lee K.J., Kim K.W.: Regulation and destabilization of HIF-1α by ARD1-mediated acetylation. Cell, 2002; 111: 709-720
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[30] Jokilehto T., Jaakkola P.M.: The role of HIF prolyl hydroxylases in tumour growth. J. Cell. Mol. Med., 2010; 14: 758-770
[PubMed]  

[31] Joost H.G., Thorens B.: The extended GLUT-family of sugar/polyol transport facilitators: nomenclature, sequence characteristics, and potential function of its novel members. Mol. Membr. Biol., 2001; 18: 247-256
[PubMed]  

[32] Kasahara T., Maeda M., Boles E., Kasahara M.: Identification of a key residue determining substrate affinity in the human glucose transporter GLUT1. Biochim. Biophys. Acta, 2009; 1788: 1051-1055
[PubMed]  

[33] Kawamura T., Kusakabe T., Sugino T., Watanabe K., Fukuda T., Nashimoto A., Honma K., Suzuki T.: Expression of glucose transporter-1 in human gastric carcinoma: association with tumor aggressiveness, metastasis, and patient survival. Cancer, 2001; 92: 634-641
[PubMed]  

[34] KC S., Cárcamo J.M., Golde D.W.: Vitamin C enters mitochondria via facilitative glucose transporter 1 (Glut1) and confers mitochondrial protection against oxidative injury. FASEB J., 2005; 19: 1657-1667
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[35] Krześlak A.: Kinaza Akt: kluczowy regulator metabolizmu i progresji nowotworów. Postępy Hig. Med. Dośw., 2010; 64: 490-503
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[36] Krzyżowska M., Świątek W., Fijałkowska B., Niemiałtowski M., Schollenberger A.: Rola kinaz MAP w odpowiedzi immunologicznej. Postępy Biol. Kom., 2009; 36: 295-308
[Abstract]  [Full Text PDF]  

[37] Kurtoglu M., Gao N., Shang J., Maher J.C., Lehrman M.A., Wangpaichitr M., Savaraj N., Lane A.N., Lampidis T.J.: Under normoxia, 2-deoxy-D-glucose elicits cell death in select tumor types not by inhibition of glycolysis but by interfering with N-linked glycosylation. Mol. Cancer Ther., 2007; 6: 3049-3058
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[38] Land S.C., Tee A.R.: Hypoxia-inducible factor 1 α is regulated by the mammalian target of rapamycin (mTOR) via an mTOR signaling motif. J. Biol. Chem., 2007; 282: 20534-20543
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[39] Levy Y., Onuchic J.N.: Water and proteins: a love-hate relationship. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2004; 101: 3325-3326
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[40] Liu Q., Vera J.C., Peng H., Golde D.W.: The predicted ATP-binding domains in the hexose transporter GLUT1 critically affect transporter activity. Biochemistry, 2001; 40: 7874-7881
[PubMed]  

[41] Maher J.C., Savaraj N., Priebe W., Liu H., Lampidis T.J.: Differential sensitivity to 2-deoxy-D-glucose between two pancreatic cell lines correlates with GLUT1 expression. Pancreas, 2005; 30: e34-e39
[PubMed]  

[42] Maiden M.C., Davis E.O., Baldwin S.A., Moore D.C., Henderson P.J.: Mammalian and bacterial sugar transport protein are homologous. Nature, 1987; 325: 641-643
[PubMed]  

[43] Manning B.D., Tee A.R., Logsdon M.N., Blenis J., Cantley L.C.: Identification of the tuberous sclerosis complex-2 tumor suppressor gene product tuberin as a target of the phosphoinisitide 3-kinase/Akt pathway. Mol. Cell, 2002; 10: 151-162
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[44] Manolescu A.R., Witkowska K., Kinnaird A., Cessford T., Cheeseman C.: Facilitated hexose transporters: new perspectives on form and function. Physiology. 2007; 22: 234-240
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[45] Maraldi T., Fiorentini D., Prata C., Landi L., Hakim G.: Stem cell factor and H₂O₂ induce GLUT1 translocation in M07e cells. Biofactors, 2004; 20: 97-108
[PubMed]  

[46] Maschek G., Savaraj N., Priebe W., Braunschweiger P., Hamilton K., Tidmarsh G.F., De Young L.R., Lampidis T.J.: 2-deoxy-D-glucose increases the efficacy of adriamycin and paclitaxel in human osteosarcoma and non-small cell lung cancers in vivo. Cancer Res., 2004; 64: 31-34
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[47] Maxwell P.H., Dachs G.U., Gleadle J.M., Nicholls L.G., Harris A.L., Stratford I.J., Hankinson O., Pugh C.W., Ratcliffe P.J.: Hypoxia-inducible factor-1 modulates gene expression in solid tumors and influences both angiogenesis and tumor growth. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1997; 94: 8104-8109
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[48] Melstrom L.G., Salabat M.R., Ding X.Z., Milam B.M., Strouch M., Pelling J.C., Bentrem D.J.: Apigenin inhibits the GLUT-1 glucose transporter and the phosphoinositide 3-kinase/Akt pathway in human pancreatic cancer cells. Pancreas, 2008; 37: 426-431
[PubMed]  

[49] Mitani T., Hoshikawa H., Mori T., Hosokawa T., Tsukamoto I., Yamaguchi F., Kamitori K., Tokuda M., Mori N.: Growth inhibition of head and neck carcinomas by D-allose. Head Neck, 2009; 31: 1049-1055
[PubMed]  

[50] Moin S.M., Chandra V., Arya R., Jameel S.: The hepatitis E virus ORF3 protein stabilizes HIF-1α and enhances HIF-1 mediated transcriptional activity through p300/CBP. Cell. Microbiol., 2009; 11: 1409-1421
[PubMed]  

[51] Mori Y., Tsukinoki K., Yasuda M., Miyazawa M., Kaneko A., Watanabe Y.: Glucose transporter type 1 expression are associated with poor prognosis in patients with salivary gland tumors. Oral Oncol., 2007; 43: 563-569
[PubMed]  

[52] Murakami T., Nishiyama T., Shirotani T., Shinohara Y., Kan M., Ishii K., Kanai F., Nakazuru S., Ebina Y.: Identification of two enhancer elements in the gene encoding the type 1 glucose transporter from the mouse which are responsive to serum, growth factor and oncogenes. J. Biol. Chem., 1992; 267: 9300-9306
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[53] Naftalin R.J.: Alternating carrier models of asymmetric glucose transport violate the energy conservation laws. Biophys J., 2008; 95: 4300-4314
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[54] Nakajo M., Kajiya Y., Tani A., Yoneda S., Shirahama H., Higashi M., Nakajo M.: ¹⁸FDG PET for grading malignancy in thymic epithelial tumors: significant differences in ¹⁸FDG uptake and expression of glucose transporter-1 and hexokinase II between low and high-risk tumors: Preliminary study. Eur. J. Radiol., 2012; 81: 146-151
[PubMed]  

[55] Noguchi Y., Saito A., Miyagi Y., Yamanaka S., Marat D., Doi C., Yoshikawa T., Tsuburaya A., Ito T., Satoh S.: Suppression of facilitative glucose transporter 1 mRNA can suppress tumor growth. Cancer Lett., 2000; 154: 175-182
[PubMed]  

[56] Noto Y., Iwazaki A., Nagao J., Sumiyama Y., Redpath J.L., Stanbridge E.J., Kitagawa T.: Altered N-Glycosylation of glucose transporter-1 associated with radiation-induced tumorigenesis of human cell hybrids. Biochem. Biophys. Res. Commun., 1997; 240: 395-398
[PubMed]  

[57] Nurzyńska D.: Hamowanie onkogenów za pomocą oligonukleotydów antysensowych jako metoda terapii nowotworów. Współczesna Onkologia, 2003; 7: 18-23
[Abstract]  

[58] Osthus R.C., Shim H., Kim S., Li Q., Reddy R., Mukherjee M., Xu Y., Wonsey D., Lee L.A., Dang C.V.: Deregulation of glucose transporter 1 and glycolytic gene expression by c-myc. J. Biol. Chem., 2000; 275: 21797-21800
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[59] Pagé E.L., Chan D.A., Giaccia A.J., Levine M., Richard D.E.: Hypoxia-inducible factor-1α stabilization in nonhypoxic conditions: role of oxidation and intracellular ascorbate depletion. Mol. Biol. Cell, 2008; 19: 86-94
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[60] Pérez A., Ojeda P., Valenzuela X., Ortega M., Sánchez C., Ojeda L., Castro M., Cárcamo J.G., Rauch M.C., Concha I.I., Rivas C.I., Vera J.C., Reyes A.M.: Endofacial competitive inhibition of the glucose transporter 1 activity by gossypol. Am. J. Physiol. Cell Physiol., 2009; 297: c86-c93
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[61] Ravazoula P., Batistatou A., Aletra C., Ladopoulos J., Kourounis G., Tzigounis B.: Immunohistochemical expression of glucose transporter Glut1 and cyclin D1 in breast carcinomas with negative lymph nodes. Eur. J. Gynaecol. Oncol., 2003; 24: 544-546
[PubMed]  

[62] Rees W.D., Holman G.D.: Hydrogen bonding requirements for the insulin-sensitive sugar transport system of rat adipocytes. Biochim Biophys. Acta, 1981; 646: 251-260
[PubMed]  

[63] Robichaud T., Appleyard A.N., Herbert R.B., Henderson P.J., Carruthers A.: Determinants of ligand binding affinity and cooperativity at the GLUT1 endofacial side. Biochemistry, 2011; 50: 3137-3148
[PubMed]  

[64] Rosner M., Hengstschläger M.: Cytoplasmic and nuclear distribution of the protein complexes mTORC1 and mTORC2: rapamycin triggers dephosphorylation and delocalization of the mTORC2 components rictor and sin1. Hum. Mol. Genet., 2008; 17: 2934-2948
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[65] Roux P.P., Ballif B.A., Anjum R., Gygi S.P., Blenis J.: Tumor-promoting phorbol esters and activated Ras inactivate the tuberous sclerosis tumor suppressor complex via p90 ribosomal S6 kinase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2004; 101: 13489-13494
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[66] Samih N., Hovsepian S., Notel F., Prorok M., Zattara-Cannoni H., Mathieu S., Lombardo D., Fayet G., El-Battari A.: The impact of N– and O-glycosylation on the functions of Glut-1 transporter in human thyroid anaplastic cells. Biochim. Biophys. Acta, 2003; 1621: 92-101
[PubMed]  

[67] Santalucía T., Christmann M., Yacoub M.H., Brand N.J.: Hypertrophic agonists induce the binding of c-Fos to an AP-1 site in cardiac myocytes: implications for the expression of GLUT1. Cardiovasc. Res., 2003; 59: 639-648
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[68] Sato M., Mueckler M.: A conserved amino acid motif (R-X-G-R-R) in the Glut1 glucose transporter is an important determinant of membrane topology. J. Biol. Chem., 1999; 274: 24721-24725
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[69] Saxena N., Lahiri S.S., Hambarde S., Tripathi R.P.: RAS: target for cancer therapy. Cancer Invest., 2008; 26: 948-955
[PubMed]  

[70] Schwartzenberg-Bar-Yoseph F., Armoni M., Karnieli E.: The tumor suppressor p53 down-regulates glucose transporters GLUT1 and GLUT4 gene expression. Cancer Res., 2004; 64: 2627-2633
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[71] Seatter M.J., De la Rue S.A., Porter L.M., Gould G.W.: QLS motif in transmembrane helix VII of the glucose transporter family interacts with the C-1 position of D-glucose and is involved in substrate selection at the exofacial binding site. Biochemistry, 1998; 37: 1322-1326
[PubMed]  

[72] Semenza G.L.: Oxygen-dependent regulation of mitochondrial respiration by hypoxia-inducible factor 1. Biochem. J., 2007; 405: 1-9
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[73] Sergeant S. Kim H.D.: Inhibition of 3-O-methylglucose transport in human erythrocytes by forskolin. J. Biol. Chem., 1985; 260: 14677-14682
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[74] Shafee N., Kaluz S., Ru N., Stanbridge E.J.: PI3K/Akt activity has variable cell-specific effects on expression of HIF target genes, CA9 and VEGF, in human cancer cell lines. Cancer Lett., 2009; 282: 109-115
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[75] Shahbazian D., Roux P.P., Mieulet V., Cohen M.S., Raught B., Taunton J., Hershey J.W., Blenis J., Pende M., Sonenberg N.: The mTOR/PI3K and MAPK pathways converge on eIF4B to control its phosphorylation and activity. EMBO J., 2006; 25: 2781-2791
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[76] Shim H., Dolde C., Lewis B.C., Wu C.S., Dang G., Jungmann R.A., Dalla-Favera R., Dang C.V.: c-Myc transactivation of LDH-A: implications for tumor metabolism and growth. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1997; 94: 6658-6663
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[77] Silva A., Gírio A., Cebola I., Santos C.I., Antunes F., Barata J.T.: Intracellular reactive oxygen species are essentials for PI3K/Akt/mTOR-dependent IL-7 mediated viability of T-cell acute lymphoblastic leukemia cells., Leukemia, 2011; 25: 960-967
[PubMed]  

[78] Singh D., Banerji A.K., Dwarakanath B.S., Tripathi R.P., Gupta J.P., Mathew T.L., Ravindranath T., Jain V.: Optimizing cancer radiotherapy with 2-deoxy-D-glucose dose escalation studies in patients with glioblastoma multiforme. Strahlenther. Oncol., 2005;181: 507-514
[PubMed]  

[79] Sparks C.A., Guertin D.A.: Targeting mTOR: prospects for mTOR complex 2 inhibitors in cancer therapy. Oncogene, 2010; 29: 3733-3744
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[80] Steelman L.S., Chappell W.H., Abrams S.L., Kempf C.R., Long J., Laidler P., Mijatovic S., Maksimovic-Ivanic D., Stivala F., Mazzarino M.C., Donia M., Fagone P., Malaponte G., Nicoletti F., Libra M., Milella M., Tafuri A., Bonati A., Bäsecke J., Cocco L., Evangelisti C., Martelli A.M., Montalto G., Cervello M., McCubrey J.A.: Roles of the Raf/MEK/ERK and PI3K/PTEN/Akt/mTOR pathways in controlling growth and sensitivity to therapy-implications for cancer and aging. Aging, 2011; 3: 192-222
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[81] Subbarayan P.R., Wang P.G., Lampidis T.J., Ardalan B., Braunschweiger P.: Differential expression of GLUT1 mRNA and protein levels correlates with increased sensitivity to the glyco-conjugated nitric oxide donor (2-glu-SNAP) in different tumor cell types. J. Chemother., 2008; 20: 106-111
[PubMed]  

[82] Sui L., Dong Y., Watanabe Y., Yamaguchi F., Hatano N., Tsukamoto I., Izumori K., Tokuda M.: The inhibitory effect and possibile mechanisms of D-allose on cancer cell proliferation. Int. J. Oncol., 2005; 27: 907-912
[PubMed]  

[83] Sun Y., Fang Y., Yoon M.S., Zhang C., Roccio M., Zwartkruis F.J., Armstrong M., Brown H.A., Chen J.: Phospholipase D1 is an effector of Rheb in the mTOR pathway. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2008; 105: 8286-8291
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[84] Thangaraju M., Carswell K.N., Prasad P.D., Ganapathy V.: Colon cancer cells maintain low levels of pyruvate to avoid cell death caused by inhibition of HDAC1/HDAC3. Biochem. J., 2009; 417: 379-389
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[85] Thorens B., Mueckler M.: Glucose transporters in the 21st century. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab., 2010; 298: E141-E145
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[86] Uhlenbrock K., Weiwad M., Wetzker R., Fischer G., Wittinghofer A., Rubio I.: Reassessment of the role of FKBP38 in the Rheb/mTORC1 pathway. FEBS Lett., 2009; 583: 965-970
[PubMed]  

[87] Uldry M., Ibberson M., Hosokawa M., Thorens B.: GLUT2 is a high affinity glucosamine transporter. FEBS Lett., 2002; 524: 199-203
[PubMed]  

[88] Usuda K., Sagawa M., Aikawa H., Ueno M., Tanaka M., Machida Y., Zhao X.T., Ueda Y., Higashi K., Sakuma T.: Correlation between glucose transporter-1 expression and ¹⁸F-fluoro-2-deoxyglucose uptake on positron emission tomography In lung cancer. Gen. Thorac. Cardiovasc. Surg., 2010; 58: 405-410
[PubMed]  

[89] Varshney R., Dwarakanath B.S., Jain V.: Radiosensitization by 6-aminonicotinamide and 2-deoxy-D-glucose in human cancer cells. Int. J. Radiat. Biol., 2005; 81: 397-408
[PubMed]  

[90] Vera J.C., Reyes A.M., Cárcamo J.G., Velásquez F.V., Rivas C.I., Zhang R.H., Strobel P., Iribarren R., Scher H.I., Slebe J.C., Golde D.W.: Genistein is a natural inhibitor of hexose and dehydroascorbic acid transport through the glucose transporter, GLUT1. J. Biol. Chem., 1996; 271: 8719-8724
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[91] Vera J.C., Rosen O.M.: Functional expression of mammalian glucose transporters in Xenopus leavis oocytes: evidence for cell-dependent insulin sensitivity. Mol. Cell. Biol., 1989; 9: 4187-4195
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[92] Wang L., Harris T.E., Lawrence J.C.Jr: Regulation of proline-rich Akt substrate of 40 kDa (PRAS40) function by mammalian target of rapamycin complex 1 (mTORC1)-mediated phosphorylation. J. Biol. Chem., 2008; 283: 15619-15627
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[93] Watanabe R., Wei L., Huang J.: mTOR signaling, function, novel inhibitors, and therapeutic targets. J. Nucl. Med., 2011; 52: 497-500
[PubMed]  

[94] Wieman H.L., Horn S.R., Jacobs S.R., Altman B.J., Kornbluth S., Rathmell J.C.: An essential role for the Glut1 PDZ-binding motif in growth factor regulation of Glut1 degradation and trafficking. Biochem J., 2009; 418: 345-367
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[95] Wood I.S., Trayhurn P.: Glucose transporters (GLUT and SGLT): expanded families of sugar transport proteins. Br. J. Nutr., 2003; 89: 3-9
[PubMed]  

[96] Xie H., Valera V.A., Merino M.J., Amato A.M., Signoretti S., Linehan W.M., Sukhatme V.P., Seth P.: LDH-A inhibition, a therapeutic strategy for treatment of hereditary leiomyomatosis and renal cell cancer. Mol. Cancer Ther., 2009; 8: 626-635
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[97] Yun J., Rago C., Cheong I., Pagliarini R., Angenendt P., Rajagopalan H., Schmidt K., Willson J.K., Markowitz S., Zhou S., Diaz L.A.Jr, Velculescu V.E., Lengauer C., Kinzler K.W., Vogelstein B., Papadopoulos N.: Glucose deprivation contributes to the development of KRAS pathway mutations in tumor cells. Science, 2009; 325: 1555-1559
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[98] Zhao F.Q., Keating A.F.: Functional properties and genomics of glucose transporters. Curr. Genomics, 2007; 8: 113-128
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[99] Zhou H., Huang S.: mTOR signaling in cancer cell motility and tumor metastasis. Crit. Rev. Eukaryot. Gene Expr., 2010; 20: 1-16
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[100] Zottola R.J., Cloherty E.K., Coderre P.E., Hansen A., Hebert D.N., Carruthers A.: Glucose transporter function is controlled by transporter oligomeric structure. A single, intramolecular disulfide promotes GLUT1 tetramerization. Biochemistry, 1995; 34: 9734-9747
[PubMed]  

Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Pełna treść artykułu