Abstrakt

W czasach zwiększonej zachorowalności na nowotwory i pojawiającej się bardzo często oporności na stosowane leki, niezwykle cenne są nowe dane na temat mechanizmów działania poszczególnych związków. Tematem artykułu są związki należące do grupy stabilizatorów mikrotubul – taksany i ich nowa generacja – epotilony. Ze względu na to, że ich molekularnym celem są mikrotubule, skupiono uwagę głównie na roli, jaką odgrywa nadekspresja jednego z izotypów tubuliny w odpowiedzi komórek nowotworowych, zwłaszcza raka jajnika. Na podstawie zebranych danych można stwierdzić, że jedną z przyczyn nieskuteczności taksanów jest oporność rozwijająca się w przypadku komórek wykazujących nadekspresję b-tubuliny klasy III (TUBB3). Epotilony natomiast, najprawdopodobniej ze względu na ich zdolność do wiązania się w równym stopniu z β-tubuliną klasy I i III są skuteczne w tych komórkach, co daje im przewagę nad taksanami. Należy także podkreślić rolę mikroRNA, czynników transkrypcyjnych oraz innych białek związanych z aktywacją mikrotubul w tworzeniu oporności na taksany i przełamywaniu tej oporności przez epotilony. Szczególnie ważne wydaje się powiązanie ekspresji TUBB3 oraz białek Glis, będących końcowymi efektorami szlaku Hedgehog, odpowiadającego m.in. za homeostazę komórek. Dzięki danym potwierdzającym, że nadekspresja Gli1 jest związana z obniżeniem odpowiedzi na chemioterapię udało się, po zastosowaniu odpowiedniego inhibitora, uwrażliwić komórki na epotilony.

Wstęp

Paklitaksel (PTX), należący do grupy taksanów, jest od wielu lat ważnym składnikiem chemioterapii różnych typów nowotworów. W  połączeniu z  karboplatyną stanowi podstawową terapię adiuwantową, m.in. w przypadku nowotworu jajnika. Problemem, z którym borykają się lekarze jest jednak oporność na PTX i inne leki z tej grupy, dlatego wielu badaczy dąży do opisania mechanizmów i molekularnych wskaźników oporności na taksany. Wiedza ta pozwoli na opracowanie nowych, korzystniejszych strategii leczenia chorych na raka. Szczególnie ważna w pokonywaniu zjawiska oporności wielolekowej wydaje się rola epotilonów, nowej grupy stabilizatorów mikrotubul.

W  komórkach nowotworowych odnotowano wiele mechanizmów oporności na taksany. W doniesieniach literaturowych pisze się głównie o nadekspresji białek transportowych ABC, jako przyczynie niewrażliwości na stosowane leki. Mniej uwagi poświęca się natomiast modyfikacjom mikrotubul. Badania prowadzone w wielu ośrodkach potwierdziły, że mikrotubule są molekularnym celem taksanów. Za oporność na tę grupę leków odpowiedzialne mogą więc być także mutacje punktowe w genach α- i β-tubuliny, selektywne zmiany w ekspresji izotypów β-tubuliny oraz zaburzenia ekspresji białek związanych z mikrotubulami (MAP, microtubule associated proteins) oraz mikroRNA [24]. Od lat dziewięć- dziesiątych ub.w. sądzono, że zaburzenia względnych proporcji między izotypami tubuliny, a zwłaszcza wzrost ilości β-tubuliny klasy III (TUBB3), zmieniają dynamikę mikrotubul, a to może być przyczyną lekooporności.

W pracy przedstawiono najnowsze doniesienia na temat roli TUBB3 w powstawaniu lekooporności na taksany wskazując na przewagę epotilonów w leczeniu chorych na nowotwory z nadekspresją TUBB3.

Mikrotubule – budowa, funkcje

Mikrotubule spełniają w komórce kilka funkcji. Uczestniczą w  wewnątrzkomórkowym transporcie wody i innych metabolitów, nadają komórce kształt, polarność, biorą udział w przekazywaniu sygnałów, a także zapewniają prawidłowy rozdział chromosomów podczas podziału komórkowego [2]. Są zbudowane z heterodimerów α- i β-tubuliny, która jest białkiem globularnym o masie około 50 kDa [5,6,19]. Cechuje je „dynamiczna niestabilność” polegająca na gwałtownym skracaniu się bądź wydłużaniu w obecności cząsteczki guanozynotrifosforanu (GTP, guanosine-5’-triphosphate). Heterodimery α- i β-tubuliny łączą się tandemowo i tworzą protofilamenty. Dimer tubuliny w stanie wolnym jest związany z cząsteczką GTP i w tej postaci jest dołączany do końca plus mikrotubuli. Gdy w pobliżu końca plus jest obecna duża liczba cząsteczek GTP-tubuliny, tworzy się tzw. „czapeczka” (GTPcap). GTP protofilamenty są bardzo stabilne, co wydłuża mikrotubulę. Jeśli dochodzi do hydrolizy GTP z wytworzeniem cząsteczki guanozynodifosforanu (GDP, guanosine-5’-diphosphate) mikrotubule skracają się ponieważ protofilamenty zbudowane z heterodimerów GDP są niestabilne i łatwo odłączają się od mikrotubuli. Za zjawisko to są odpowiedzialne GTP-azy należące do rodziny Rho (RhoA, Rac1, Cdc42), które działają na zasadzie molekularnych przełączników regulujących wiele procesów komórkowych [28]. Białka Rho są aktywne przede wszystkim w cytoszkielecie komórki, biorąc udział w reorganizacji mikrofilamentów aktynowych, jak i całych mikrotubul. GTP-azy regulują również miejscowo dynamiczność mikrotubul [27].

Wyróżniono kilka izotypów, zarówno w  przypadku tubuliny α- jak i β, przyjmując za kryterium podziału różnice w sekwencji aminokwasów w domenach C-terminalnych tubuliny. Skład aminokwasowy jest niezwykle ważny, gdyż decyduje o oddziaływaniach tubulina-tubulina w mikrotubulach. Modyfikacje w sekwencji aminokwasów mogą wpływać na konformację przestrzenną tubuliny i zmieniać przez to dynamikę polimeryzacji i  depolimeryzacji mikrotubul, co upośledza pełnione funkcje. Izotypy tubuliny decydują o dynamice mikrotubul. Obserwowane różnice w przestrzennej konformacji mikrotubul zbudowanych z poszczególnych izotypów powodują, że mikrotubule eksponują w różnym stopniu miejsca rozpoznawane przez białka związane z mikrotubulami: MAP 1, MAP 2, surwiwinę, statminę i dynaktynę 1 [29].

Geny kodujące β izotypy tubuliny różnią się umiejscowieniem chromosomowym i  tkankową ekspresją [4,10,12]. Wiadomo, że ekspresja tubuliny-β1 (klasa I), βIVb (klasa IVb) i βV (klasa V) występuje we wszystkich tkankach organizmu; βIIa, βIIb (klasa II), βIII (klasa III – TUBB3 class III β-tubulin) i βIVa (klasa IVa) w tkance mózgowej i jądrach, natomiast βVI jest związana z krwiotworzeniem [15].

Lekooporność związana z nadekspresją TUBB 3

Mutacje tubuliny i  zmiany w  ekspresji poszczególnych izotypów mogą wywołać lekooporność, zarówno bezpośrednio przez obniżenie powinowactwa leków do tubuliny, jak i  pośrednio przez zmiany w  dynamice mikrotubul [16]. Szczególnie duże znaczenie ma obecność b-tubuliny klasy III, która w  prawidłowych komórkach wykazuje ekspresję na niskim poziomie. Zwiększone wytwarzanie tego białka stwierdza się natomiast w komórkach wielu typów nowotworów, np. w raku płuc [37], piersi, [3], czy stercza [32,33]. Zwykle nadekspresja korelowała ze słabym rokowaniem, które wynikało z pojawienia się oporności na taksany oraz często także inne leki, takie jak np. winorelbina [37]. Przedkliniczne i kliniczne badania prowadzone nad niedrobnokomórkowym raku płuc (NSCLC, non small cell lung cancer) wykazały, że nadmiar tubulin β-III często koreluje z opornością na leki oddziałujące z tubulinami, w tym z paklitakselem [17,37]. Zaobserwowano, że wyciszenie ekspresji klasy III β-tubulin w liniach komórkowych NSCLC zwiększyło wrażliwość komórek nie tylko na paklitaksel, ale także na związki uszkadzające DNA, takie jak cisplatyna, doksorubicyna czy etopozyd, które są często stosowane razem ze związkami oddziałującymi z tubulinami w leczeniu nowotworów zarówno pierwotnych, jak i nawracających [14].

W raku piersi udokumentowano zależność regulacji ekspresji genów tubuliny klasy III-β od aktywacji receptora estrogenowego [36]. Płeć może wpływać na wykorzystanie klasy III β-tubulin jako czynnika prognostycznego, co zasugerowano w niedawnych badaniach nad rakiem jelita grubego. U kobiet ekspresja tej grupy białek była większa u  pacjentek z  przerzutami oraz u  pacjentek z gorszymi wynikami. Natomiast u mężczyzn nie odnotowano związku między ekspresją tych tubulin a rezultatami klinicznymi, stąd przypuszczenie, że ekspresja klasy III β-tubulin jest regulowana hormonalnie [23].

Pierwsze doniesienia na temat zmienionej ekspresji swoistych genów tubuliny w nowotworze jajnika pochodzą już z  lat dziewięćdziesiątych ub.w. Wykorzystując technikę PCR do przeanalizowania ekspresji sześciu genów β-tubuliny w liniach komórkowych raka jajnika wykazano w warunkach in vitro, że zwłaszcza ekspresja tubuliny-β-III i IVa była związana z opornością na taksany w tych komórkach [18]. Kliniczną oporność na paklitaksel u pacjentek z rakiem jajnika i wysokim poziomem ekspresji β-tubuliny klasy III udokumentowano natomiast ponad dekadę temu. Zwiększoną ekspresję β-tubuliny klasy III wykazano u ponad 20% pacjentek z tym typem nowotworu. Średni czas przeżycia wynosił w tej grupie około 24 miesięcy [11].

Dokładniejsze badania wykazały jednak, że rola nadekspresji β-tubuliny klasy III w oporności na taksany nie jest jednoznaczna. Mimo to, że była skorelowana z chemioopornością i złymi rokowaniami w surowiczym raku jajnika, co zaskakujące, wyniki japońskich badań wykazały, że tak nie jest w przypadku raka jasnokomórkowego. Ten typ nowotworu jest bardziej powszechny we Wschodniej Azji, gdzie stanowi prawie 20% wszystkich przypadków raka jajnika. W badaniach Aoki i wsp. u kobiet z jasnokomórkowym rakiem jajnika (OCCC) poddanych terapii opartej na taksanach, u których występowała ekspresja tubulin klasy III-β, okres wolny od progresji choroby, jak i całkowity czas przeżycia były dłuższe w porównaniu z pacjentkami niewykazującymi ekspresji tubuliny β-III [1].

Mechanizm odpowiedzialny za oporność komórek z nadekspresją TUBB3 na paklitaksel tłumaczy się właściwościami mikrotubul utworzonych z tubuliny klasy III. Mają one większe dynamiczne właściwości jeśli chodzi o polimeryzację i depolimeryzację mikrotubul. W wyniku tego dimery powstające z tubuliny klasy III są mniej wrażliwe na supresję, hamowanie procesów depolimeryzacji przez taksany niż mikrotubule bogate w inne izotypy tubuliny [9].

Warto podkreślić, że ekspresja β-tubuliny klasy III ma drugorzędne znaczenie w prognozowaniu odpowiedzi klinicznej [1]. W regulacji ekspresji białka duże znaczenie mają jednoniciowe cząsteczki RNA. Uczestniczą w wyciszeniu docelowego mRNA przez hamowanie translacji, degradację transkryptu, czy zmianę struktury chromatyny. Proces jest zależny od rodzaju efektorowego kompleksu białkowo-rybonukleinowego (RNP), z którym dana klasa regulatorowych RNA (srRNA, small regulatory RNA) oddziałuje. Wyróżnia się dwa główne szlaki wykorzystujące krótkie RNA – miRNA i intereferencyjny RNA (iRNA) [38]. Krótkie nukleotydy niekodującego RNA (miRNA, mikroRNA) są regulatorami ekspresji β-tubuliny klasy III. Znaczenie miRNA w biologii komórki jest powszechnie udowodnione, a charakter ekspresji miRNA jest powiązany z  kliniczną charakterystyką nowotworów. Mogą działać zarówno jako onkogeny, jak i supresory nowotworów. Jednym z enzymów biorących udział w wyciszaniu ekspresji genów jest rybonukleaza Dicer, o aktywności RNazy III, generująca dwuniciowy RNA, zawierający na końcu 3’ dwa niesparowane nukleotydy. Jedna z  nici RNA w postaci 19–23-nukleotydowego dupleksu jest następnie uwalniana i degradowana. Druga nić, czyli dojrzały miRNA, tworzy hybrydę z kompleksem efektorowym RNP, zwanym RISC (RNA-induced silencing complex), która skanuje nić mRNA w  poszukiwaniu docelowej sekwencji, komplementarnej do miRNA. Kompleks RISC wykazuje aktywność helikazy, a także endo i egzonukleazy. Głównym składnikiem RNP jest endonukleaza z rodziny Argonaute/Piwi (Ago/Piwi). W zależności od stopnia komplementarności może dochodzić do degradacji transkryptu bądź supresji translacji. Jeżeli miRNA jest komplementarne do docelowego RNA, następuje swoiste względem sekwencji rozcięcie oraz degradacja mRNA, w którym uczestniczy białko Ago2. A zatem cięcie mRNA TUBB3, obniża stężenie białka i zwiększa wrażliwość pacjentów na chemioterapię [38,30].

Leskela i wsp. scharakteryzowali oraz określili ilościowo ekspresję różnych typów miRNA: miR-141, miR-200a, miR-200b, miR-20c i  miR-429 w  72 nowotworach jajnika. Oceniano związek między typami miRNA, ekspresją β-tubulin, odpowiedzią na terapię opartą na paklitakselu oraz czasem przeżycia. Wykazano, że niska ekspresja nowotworowego miR-200 znacząco koreluje nie tylko z dużym stężeniem β-tubuliny klasy III, ale też z niecałkowitą odpowiedzią na chemioterapię opartą na platynie/ taksanach. Autorzy sugerują, że członkowie rodziny miR- 200 mogą zostać biomarkerami odpowiedzi na chemioterapię opartą na paklitakselu i nawrotu bądź progresji choroby u pacjentów z rakiem jajnika [20]. Podobne badania na nabłonkowym raku jajnika w I stadium zaawansowania potwierdzają, że u pacjentek z nawrotem choroby występuje niższe stężenie miR-200c w porównaniu do tych, u których choroba nie nawróciła. Ekspresja klasy III β-tubulin u pacjentów z nawrotem była dwa razy większa niż u tych z remisją. Geny kodujące tubuliny β-III są uważane za potencjalne cele miR-200c. Zgodnie z rezultatami Leskali i wsp. wykazano odwrotną zależności między stężeniem miR-200c a ekspresją tubulin klasy III-β [22].

Zaobserwowano na przykład, że w warunkach hipoglikemii, korelujących ze wzrostem agresywności nowotworów, wzrasta ekspresja TUBB3, co uznaje się za jeden z  mechanizmów adaptacji komórek nowotworowych. Nadmierna ekspresja TUBB3 prowadzi do oporności i tym samym ułatwia przeżycie komórkom nowotworowym.

Badania wykazały także, iż duże znaczenie w  ocenie szans na skuteczne przeżycie pacjentów ma obecność białka HuR. TUBB3 wiąże się z białkiem wiążącym RNA -HuR (RBP, RNA-binding protein) do 3’UTR rejonu RNA. Rola w tym procesie miR-200c jest niewyjaśniona. Niemniej jednak w komórkach raka jajnika linii Hey i A2780 zaobserwowano nadekspresję miR-200c. Białko HuR reguluje liczne geny kodujące białka związane z kancerogenezą przez współdziałanie z miRNA zależnie od komórkowego umiejscowienia [31]. Jeśli białko HuR jest umiejscowione w jądrze komórkowym, miR-200c zachowuje się jak supresor i obniża ekspresję TUBB3 (lewy panel), czego wynikiem jest wrażliwość na chemioterapię (ryc. 1). Jeśli występuje translokacja białka HuR do cytoplazmy (HuR C), dochodzi do interakcji białek miR- 200c-RISC z mRNA genu TUBB3, co zwiększa stabilność połączenia mRNA z rybosomem. Zwiększenie wydajności ekspresji białka TUBB3 prowadzi do lekooporności i słabej odpowiedzi na terapię [30]. W sytuacji, gdy białko HuR pozostaje w jądrze – współdziała z miRNA w hamowaniu ekspresji genów. Wówczas dochodzi do cięcia mRNA z udziałem białka Ago2 [38].

Dostępne wyniki sugerują, że β-tubulina klasy III może być użyteczna jako połączony marker prognostyczny i  rokowniczy, ale jako samodzielny czynnik nie jest odpowiednim biomarkerem. Funkcjonowanie β-tubuliny klasy III jest powiązane, co najmniej z dwoma białkami o aktywności GTP-azy. Udowodniono, że białko wiążące GTP (GBP-1, guanylate-binding protein 1) ma zdolność aktywowania funkcji zwiększającej przeżycie komórek nowotworowych zależnej od klasy III β-tubulin, a PIM1, związany z GBP-1, jest rekrutowany do cytoszkieletu w  warunkach hipoksji [8]. Stwierdzono, że pacjenci z ekspresją zarówno β-tubuliny klasy III, jak i PIM1, mieli gorsze prognozy niż ci, u których żaden z tych czynników nie ulegał ekspresji. W badaniach tych wykazano, że β-tubuliny klasy III funkcjonują jak brama dla czynników zwiększających przeżycie, takich jak PIM1, przez którą przedostają się do cytoszkieletu [8]. Wbudowanie PIM1 w GBP1 tubuliny β-III ostatecznie prowadzi do lekooporności. Poszerzenie wiedzy o funkcji tych tubulin jako czynników zwiększających przeżycie nie tylko ułatwi identyfikację pacjentów z większym ryzykiem nawrotu choroby po początkowej terapii, ale też pomoże w rozwoju skutecznych celów terapeutycznych.

Epotilony przełamują oporność na taksany w komórkach z nadekspresją β-tubuliny klasy I

Epotilony to grupa związków, które przełamują oporność komórek nowotworowych na taksany. Są aktywne w nowotworach opornych na paklitaksel przypuszczalnie z powodu ich unikatowej zdolności do wiązania się, z równym powinowactwem, do β-tubuliny klasy I i III [21]. Paklitaksel łączy się preferencyjnie z β-tubuliną klasy I, która różni się od β-tubuliny klasy III w miejscu wiązania leku aminokwasem w pozycji 275 (Ser→Ala) i 364-365 (Ala-Val→Ser-Ser) [35].

Podobnie jak w przypadku taksanów, także w obecności epotilonów odnotowano znaczącą korelację między stężeniem TUBB3, a odpowiedzią na leki w przypadku wszystkich epotilonów. Komórki HeLa z konstytutywną nadekspresją TUBB3, były mniej wrażliwe na epotilon B [34]. Najnowsze doniesienia wskazują na zwiększoną śmierć komórek z wyciszoną ekspresją TUBB3 traktowanych epotilonem B [13]. W innym raporcie autorzy badając komórki macicy (z nadekspresją TUBB3) i jajnika, wykazali, że linie te w równym stopniu odpowiadają na paklitaksel, ale komórki macicy były bardziej wrażliwe na epotilon B [5].

Udowodniono jednak, że poziom TUBB3 nie zwiększył się po traktowaniu epotilonem B, co obserwowano po traktowaniu komórek paklitakselem [25]. Ta grupa badaczy dokonała jeszcze jednego ciekawego odkrycia. Mianowicie w komórkach jajnika linii OVCAR-3 zaobserwowali odwrotną korelację między ekspresją TUBB3 a czynnikiem transkrypcyjnym Gli1. Gli1 jest to białko w szlaku Hedgehog, który reguluje organogenezę, a u dorosłych osobników odpowiada za homeostazę tkanek i regulację działania komórek macierzystych. Białka Glis (Gli1, 2, 3) są końcowymi efektorami tego szlaku, uczestniczącymi w aktywacji i hamowaniu transkrypcji wielu genów odpowiedzialnych za proliferację, różnicowanie, prze- życie czy angiogenezę [39]. W komórkach raka jajnika nadekspresja Gli1 jest związana z obniżeniem odpowiedzi na chemioterapię [7].

Mozzetti i wsp. zaobserwowali zjawisko oporności na epotilon B w komórkach jajnika związany z obniżonym stężeniem TUBB3 i  zwiększoną ekspresją Gli1. Ponadto komórki oporne na epotilony wytwarzały czynnik wątrobowy wzrostu (HGF, hepatocyte growth factor) i nabierały cech fenotypu mezenchymalnego, a  zatem dawały przerzuty. Wzrost Gli1 był skorelowany ze wzrostem stężenia HGF. Odwrócenie tego zjawiska okazało się możliwe po zastosowaniu inhibitora białka Gli1-GANT-58. Odkrycie to pozwoli jeszcze skuteczniej walczyć z rakiem jajnika stosując epotilon B [26] (ryc. 2).

Podsumowanie

Mechanizm tłumaczący przewagę epotilonów nad taksanami w  leczeniu raka jajnika jest skomplikowany. Zwiększona skuteczność epotilonów jest spowodowana nie tylko różnicami w budowie miejsca, w którym dochodzi do bezpośredniego wiązania się leków, ale jest związana także z późniejszych zmianami zachodzącymi w komórce, zależnymi od wielu białek i czynników transkrypcyjnych. Szczegółowe poznanie działania tej grupy związków jest nadal przedmiotem badań, a rozbieżności między wynikami badań poszczególnych ośrodków podkreślają potrzebę dalszych poszukiwań mających na celu sprecyzowanie funkcjonowania i kontroli genowej nad TUBB3 i roli, jaką odgrywa TUBB3 w działaniu epotilonów.

Przypisy

• 1. Aoki D., Oda Y., Hattori S., Taguchi K., Ohishi Y., Basaki Y., Oie S.,Suzuki N., Kono S., Tsuneyoshi M., Ono M., Yanagawa T., KuwanoM.: Overexpression of class III β-tubulin predicts good response totaxane-based chemotherapy in ovarian clear cell adenocarcinoma.Clin. Cancer. Res., 2009; 15: 1473-1480
  Google Scholar
• 2. Baas P.W., Karabay A., Qiang L.: Microtubules cut and run. TrendsCell. Biol., 2005; 15: 518-524
  Google Scholar
• 3. Banerjee A.: Increased levels of tyrosinated α-, βIII-, and βIVtubulinisotypes in paclitaxel-resistant MCF-7 breast cancer cells.Biochem. Biophys. Res. Commun., 2002; 293: 598-601
  Google Scholar
• 4. Bhattacharya R., Cabral F.: A ubiquitous beta-tubulin disruptsmicrotubule assembly and inhibits cell proliferation. Mol. Biol. Cell.,2004; 15: 3123-3131
  Google Scholar
• 5. Carrara L., Guzzo F., Roque D.M., Bellone S., Emiliano C., SartoriE., Pecorelli S., Schwartz P.E., Rutherford T.J., Santin A.D.: Differentialin vitro sensitivity to patupilone versus paclitaxel in uterineand ovarian carcinosarcoma cell lines is linked to tubulin-beta-IIIexpression. Gynecol. Oncol., 2012; 125: 231-236
  Google Scholar
• 6. Chen K., Huzil J.T., Freedman H., Ramachandran P., AntoniouA., Tuszynski J.A., Kurgan L.: Identification of tubulin drug bindingsites and prediction of relative differences in binding affinitiesto tubulin isotypes using digital signal processing. J. Mol. Graph.Model., 2008; 27: 497-505
  Google Scholar
• 7. Chen X., Horiuchi A., Kikuchi N., Osada R., Yoshida J., ShiozawaT., Konishi I.: Hedgehog signal pathway is activated in ovarian carcinomas,correlating with cell proliferation: it’s inhibition leadsto growth suppression and apoptosis. Cancer Sci., 2007; 98: 68-76
  Google Scholar
• 8. De Donato M., Mariani M., Petrella L., Martinelli E., Zannoni G.F.,Vellone V., Ferrandina G., Shahabi S., Scambia G., Ferlini C.: Class IIIβ-tubulin and the cytoskeletal gateway for drug resistance in ovariancancer. J. Cell. Physiol., 2012; 227: 1034-1041
  Google Scholar
• 9. English D.P., Roque D.M., Santin A.D.: Class III b-tubulin overexpressionin gynecologic tumors: implications for the choice of microtubuletargeted agents? Expert. Rev. Anticancer Ther., 2013; 13: 63-74
  Google Scholar
• 10. Ferlini C., Raspaglio G., Cicchillitti L., Mozzetti S., Prislei S., BartollinoS., Scambia G.: Looking at drug resistance mechanisms formicrotubule interacting drugs: does TUBB3 work? Curr. Cancer DrugTargets, 2007; 7: 704-712
  Google Scholar
• 11. Fleming G.F., Brunetto V.L., Cella D., Look K.Y., Reid G.C.,Munkarah A.R., Kline R., Burger R.A., Goodman A., Burks R.T.: PhaseIII trial of doxorubicin plus cisplatin with or without paclitaxel plusfilgrastim in advanced endometrial carcinoma: a Gynecologic OncologyGroup Study. J. Clin. Oncol., 2004; 22: 2159-2166
  Google Scholar
• 12. Fojo T., Menefee M.: Mechanisms of multidrug resistance: thepotential role of microtubule-stabilizing agents. Ann. Oncol., 2007;18, Suppl. 5: 3-8
  Google Scholar
• 13. Gan P.P., McCarroll J.A., Byrne F.L., Garner J., Kavallaris M.: Specificbeta-tubulin isotypes can functionally enhance or diminishepothilone B sensitivity in non-small cell lung cancer cells. PLoSOne, 2011; 6: e21717
  Google Scholar
• 14. Gan P.P., Pasquier E., Kavallaris M.: Class III β-tubulin mediatessensitivity to chemotherapeutic drugs in non small cell lung cancer.Cancer Res., 2007; 67: 9356-9363
  Google Scholar
• 15. Kanakkanthara A., Northcote P.T., Miller J.H.: βII-tubulin andβIII-tubulin mediate sensitivity to peloruside A and laulimalide, butnot paclitaxel or vinblastine, in human ovarian carcinoma cells. Mol.Cancer Ther., 2012; 11: 393-404
  Google Scholar
• 16. Kanakkanthara A., Teesdale-Spittle P.H., Miller J.H.: Cytoskeletalalterations that confer resistance to anti-tubulin chemotherapeutics.Anticancer Agents Med. Chem., 2013; 13: 147-158
  Google Scholar
• 17. Kavallaris M.: Microtubules and resistance to tubulin-bindingagents. Nat. Rev. Cancer, 2010; 10: 194-204
  Google Scholar
• 18. Kavallaris M., Kuo D.Y., Burkhart C.A., Regl D.L., Norris M.D.,Haber M., Horwitz S.B.: Taxol-resistant epithelial ovarian tumors areassociated with altered expression of specific beta-tubulin isotypes.J. Clin. Invest., 1997; 100: 1282-1293
  Google Scholar
• 19. Leandro-Garcia L.J., Leskela S., Landa I., Montero-Conde C., Lopez-JimenezE., Leton R., Cascon A., Robledo M., Rodriguez-AntonaC.:Tumoral and tissue-specific expression of the major human betatubulinisotypes. Cytoskeleton, 2010; 67: 214-223
  Google Scholar
• 20. Leskela S., Leandro-Garcia L.J., Mendiola M., Barriuso J., IngladaPerez.L,Munoz I., Martinez-Delgado B., Redondo A., de Santiago J.,Robledo M., Hardisson D., Rodriguez-Antona C.: The miR-200 familycontrols beta-tubulin III expression and is associated with paclitaxelbasedtreatment response and progression-free survival in ovariancancer patients. Endocr. Relat. Cancer, 2011; 18: 85-95
  Google Scholar
• 21. Magnani M., Ortuso F., Soro S., Alcaro S., Tramontano A., BottaM.: The betaI/betaIII-tubulin isoforms and their complexes withantimitotic agents. Docking and molecular dynamics studies. FEBSJ., 2006; 273: 3301-3310
  Google Scholar
• 22. Marchini S., Cavalieri D., Fruscio R., Calura E., Garavaglia D.,Nerini I.F., Mangioni C., Cattoretti G., Clivio L., Beltrame L., KatsarosD., Scarampi L., Menato G., Perego P., Chiorino G., Buda A., RomualdiC., D›Incalci M.: Association between miR-200c and the survivalof patients with stage I epithelial ovarian cancer: a retrospectivestudy of two independent tumour tissue collections. Lancet Oncol.,2011; 12: 273-285
  Google Scholar
• 23. Mariani M., Zannoni G.F., Sioletic S., Sieber S., Martino C., MartinelliE., Coco C., Scambia G., Shahabi S., Ferlini C.: Gender influencesthe class III and V β-tubulin ability to predict poor outcomein colorectal cancer. Clin. Cancer Res., 2012; 18: 2964-2975
  Google Scholar
• 24. Mozzetti S., Ferlini C., Concolino P., Filippetti F., Raspaglio G.,Prislei S., Gallo D., Martinelli E., Ranelletti F.O., Ferrandina G., ScambiaG.: Class III β-tubulin overexpression is a prominent mechanismof paclitaxel resistance in ovarian cancer patients. Clin. Cancer Res.,2005; 11: 298-305
  Google Scholar
• 25. Mozzetti S., Iantomasi R., De Maria I., Prislei S., Mariani M.,Camperchioli A., Bartollino S., Gallo D., Scambia G., Ferlini C.: Molecularmechanisms of patupilone resistance. Cancer Res., 2008; 68:10197-10204
  Google Scholar
• 26. Mozzetti S., Martinelli E., Raspaglio G., Prislei S., De Donato M.,Filippetti F., Shahabi S., Scambia G., Ferlini C.: Gli family transcriptionfactors are drivers of patupilone resistance in ovarian cancer.Biochem. Pharmacol., 2012; 84: 1409-1418
  Google Scholar
• 27. Narumiya S., Yasuda S.: Rho GTPases in animal cell mitosis. Curr.Opin. Cell. Biol., 2006; 18: 199-205
  Google Scholar
• 28. Nowak J.M., Grzanka A., Zuryn A., Stepien A.: Rodzina białekRho i ich rola w cytoszkielecie komórki. Postępy Hig. Med. Dośw.,2008; 62: 110-117
  Google Scholar
• 29. Panda D., Miller H.P., Banerjee A., Luduena R.F., Wilson L.: Microtubuledynamics in vitro are regulated by the tubulin isotypecomposition. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1994; 91: 11358-11362
  Google Scholar
• 30. Potapińska O., Wąsik M.: Wyciszanie nadekspresji genu MDR1za pomocą siRNA: nośniki, efekty, perspektywy. Nowotwory, 2009;1: 33-39
  Google Scholar
• 31. Prislei S., Martinelli E., Mariani M., Raspaglio G., Sieber S., FerrandinaG., Shahabi S., Scambia G., Ferlini C.: MiR-200c and HuR inovarian cancer. BMC Cancer, 2013; 13: 72
  Google Scholar
• 32. Ranganathan S., Benetatos C.A., Colarusso P.J., Dexter D.W.,Hudes G.R.: Altered beta-tubulin isotype expression in paclitaxelresistanthuman prostate carcinoma cells. Br. J. Cancer, 1998; 77:562-566
  Google Scholar
• 33. Ranganathan S., Dexter D.W., Benetatos C.A., Chapman A.E., TewK.D., Hudes G.R.: Increase of beta(III)- and beta(IVa)-tubulin isotopesin human prostate carcinoma cells as a result of estramustine resistance.Cancer Res., 1996; 56: 2584-2589
  Google Scholar
• 34. Risinger A.L., Jackson E.M., Polin L.A., Helms G.L., LeBoeuf D.A.,Joe P.A., Hopper-Borge E., Luduena R.F., Kruh G.D., Mooberry S.L.:The taccalonolides: microtubule stabilizers that circumvent clinicallyrelevant taxane resistance mechanisms. Cancer Res., 2008;68: 8881-8888
  Google Scholar
• 35. Roque D.M., Bellone S., English D.P., Buza N., Cocco E., GasparriniS., Bortolomai I., Ratner E., Silasi D.A., Azodi M., Rutherford T.J.,Schwartz P.E., Santin A.D.: Tubulin-β-III overexpression by uterineserous carcinomas is a marker for poor overall survival after platinum/taxanechemotherapy and sensitivity to epothilones. Cancer,2013; 119: 2582-2592
  Google Scholar
• 36. Saussede-Aim J., Matera E.L., Ferlini C., Dumontet C.: β3-tubulinis induced by estradiol in human breast carcinoma cells through anestrogen-receptor dependent pathway. Cell Motil. Cytoskeleton,2009; 66: 378-388
  Google Scholar
• 37. Seve P., Dumontet C.: Is class III β-tubulin a predictive factorin patients receiving tubulin-binding agents? Lancet Oncol., 2008;9: 168-175
  Google Scholar
• 38. Sikora E., Ptak W., Bryniarski K.: Immunoregulacja poprzez interferencyjnyRNA – mechanizmy, rola, perspektywy. Postępy Hig.Med. Dośw., 2011; 65: 482-495
  Google Scholar
• 39. Stecca B., Ruiz i Altaba A.: Context-dependent regulation ofthe GLI code in cancer by HEDGEHOG and non-HEDGEHOG signals.J. Mol. Cell Biol., 2010; 2: 84-95
  Google Scholar

Pełna treść artykułu