Streszczenie

Brak zadowalającej skuteczności terapii zespołu zależności alkoholowej (ZZA) wciąż wyznacza nowe kierunki badań. W ostatnim okresie koncentrują się one na transmisji kannabinoidowej. Wyniki wskazują na istotną interakcję między transmisją kannabinoidową i dopaminergiczną w aktywacji limbicznego układu nagrody. Mechanizmy procesów prowadzących do rozwoju uza­leżnienia są bardzo złożone i wciąż za mało poznane. Endogenne kannabinoidy wydają się mieć znaczący udział w funkcjonowaniu tego układu, zarówno bezpośredni, jak i pośrednio wpływa­jąc na poziom innych neuroprzekaźników. Wpływ alkoholu na przekaźnictwo kannabinoidowe jest również bardzo złożony i dotyczy też zmian na poziomie molekularnym. W badaniach eks­perymentalnych wykazano istotny udział receptorów CB1 w neurochemicznych mechanizmach kontroli picia alkoholu. SR141716 (rimonabant) – antagonista receptorów CB1 istotnie zmniejsza dobrowolne spożycie alkoholu przez zwierzęta w różnych modelach doświadczalnych. Bardzo obiecujące wyniki badań przedklinicznych nie znalazły zadowalającego potwierdzenia w prze­prowadzonych w ostatnich latach badaniach klinicznych. Podkreśla się potrzebę podejmowania kolejnych prób klinicznych w tym kierunku.

Słowa kluczowe:zespół zależności alkoholowej • farmakoterapia • układ kannabinoidowy • rimonabant • badania przedkliniczne i kliniczne

Summary

The lack of satisfactory results of alcohol dependence treatment force us to search for new direc­tions of research. Recent studies concentrate on endocannabinoid transmission. The results show an interplay between the endocannabinoid and dopaminergic signaling in activation of the limbic reward system. The mechanisms leading to development of dependence are very complex and po­orly recognized. Endogenous cannabinoids seem to have an important role in the functioning of this system, both directly and indirectly affecting the level of different neurotransmitters. The effect of alcohol on the endocannabinoid system is also complex and involves changes at the molecular level. Experimental studies have demonstrated an important role of the CB1 receptors in the neu­rochemical mechanism of alcohol consumption and its regulation. SR141716 (rimonabant), a CB1 receptor antagonist, significantly lowers voluntary alcohol intake and motivation for its consump­tion in various experimental studies. Very encouraging results of preclinical studies were not com­pletely confirmed in the clinical studies. However, further clinical studies are still necessary.

Key words:alcohol dependence • pharmacotherapy • cannabinoid system • rimonabant • preclinical and clinical studies

Wykaz skrótów:

Δ9-THC – (-)-trans-Δ9-tetrahydrokannabinol; AC – cyklaza adenylanowa; AEA – arachidonoiloetanoloamid; ARC – jądro łukowate (arcuate nucleus); CB1 i CB2 – receptory kannabinoidowe typu 1 i 2; COX-2 – enzym cyklooksygenaza; CPu – część ogoniasta skorupy (caudate putamen); DA – dopamina; FAAH – hydrolaza amidów kwasów tłuszczowych (fatty acid amide hydrolase); GABA – kwas g-aminomasłowy; GTP – guanozyno-5′-trójfosforan; KO – myszy pozbawione receptora CB1 (knockout); LH – boczne podwzgórze (latheral hypothalamus); MAPK – rodzina kinaz aktywowanych mitogenami (mitogen – activated protein kinase); MAPKK – kinaza kinaz aktywowanych przez mitogeny (mitogen-activated protein kinase kinase); NAc – jądro półleżące przegrody (nucleus accumbens); PAG – substancja szara okołowodociągowa (periaqueductal grey); PI-3K – kinazy 3-fosfatydyloinozytolu; PKA – kinaza białkowa typu A (protein kinase A); PVN – jądro trzykomorowe (paraventricular nucleus); RVM – brzuszno-dogłowowa część rdzenia przedłużonego (rostroventral medulla); sP – szczury preferujące alkohol (Sardinian alcohol-preferring rats); VMN – jądro brzuszno-przyśrodkowe podwzgórza (ventromedial nucleus of the hypothalamus); VTA – obszar nakrywki brzusznej śródmózgowia (ventral tegmental area); WHP – warszawska linia szczurów wysoko preferujących alkohol (Warsaw high preffering); ZZA – zespół zależności alkoholowej.

Wśród wielu różnych substancji wpływających na aktyw­ność neurochemiczną mózgu w rozwoju zależności alko­holowej najbardziej istotne znaczenie prawdopodobnie mają: dopamina (DA), β-endorfina, serotonina (5-HT), kwas γ-aminomasłowy (GABA), aminokwasy pobudza­jące, a wyniki badań ostatnich lat wskazują też na zna­czący udział transmisji kannabinoidowej [5,8,11,52,68].

Terminem kannabinoidy określa się grupę prawie 60, głów­nie silnie lipofilowych substancji, występujących w ro­ślinie o nazwie konopie siewne (Cannabis sativa) oraz w ich syntetycznych analogach o zbliżonej budowie i bio­logicznej aktywności. Najpopularniejsze surowce pozy­skiwane z konopi znane od tysięcy lat to haszysz i ma­rihuana. Przełomem w badaniach nad konopiami było odkrycie w latach 60 ub.w. struktury cząsteczki (-)-trans-D9-tetrahydrokannabinolu (Δ9-THC), który jest głównym związkiem odpowiedzialnym za aktywność biologiczną marihuany i haszyszu.

Oprócz Δ9-THC, którego jest najwięcej (0,1-2,7% w ma­rihuanie, 4-10% w haszyszu) w Cannabis sativa wykry­to m.in. kanabinol, kanabidiol, kanabigerol, kanabuchro­men [29].

Dotychczas poznano dobrze dwa typy receptorów kanna­binoidowych opisywane jako CB1 i CB2, chociaż wiado­mo, że są też inne.

Receptory kannabinoidowe – CB1

Receptory CB1 występują w wielu rejonach mózgu i są jednymi z najliczniej reprezentowanych receptorów neuronalnych.

Największą gęstość receptorów kannabinoidowych CB1 stwierdza się w móżdżku oraz jądrach podstawy mózgu, na które składają się: istota czarna (substantia nigra), gałka blada (globus pallidus), jądro wewnątrzkomorowe i bocz­na część prążkowia. Obecność receptorów CB1 w tych strukturach tłumaczy silne zaburzenia koordynacji rucho­wej u gryzoni na skutek ostrego zatrucia kannabinoidami [1,39]. Istnieją gatunkowe różnice w ekspresji receptorów CB1 w móżdżku, np. u człowieka jest ona mniejsza niż u szczura, co tłumaczy brak zaburzeń motorycznych u lu­dzi po zastosowaniu marihuany [37,82].

Z dużą gęstością receptorów CB1 w warstwie I i IV kory mózgu, układzie limbicznym oraz warstwie komórek pi­ramidowych hipokampa wiąże się wpływ kannabinoidów na stan emocjonalny, procesy pamięciowe, zmniejszenie sprawności ruchowej czy ich działanie przeciwdrgawko­we. W jądrze półleżącym przegrody, podstawowej struk­turze układu nagrody, związanej z mechanizmem rozwoju uzależnienia, stwierdzono umiarkowaną gęstość recepto­rów kannabinoidowych typu 1. Natomiast w obszarach, takich jak pień mózgu, rdzeń przedłużony czy podwzgó­rze występują one rzadko, bądź wcale, co wiąże się ze stosunkowo niewielką toksycznością pojedynczych dawek marihuany [39,40,41].

Receptory kannabinoidowe – CB2

Gen kodujący ludzki receptor kannabinoidowy CB2 sklono­wano w 1993 r., następnie zlokalizowano go w chromosomie 1p36 [73]. Umiejscowienie receptorów CB2 różni się w dużym stopniu od CB1, a najdokładniej opisywana jest ich obecność w komórkach i narządach związanych z układem immunolo­gicznym [67]. Wykazano, że selektywni antagoniści receptora CB2 kannabinoidowego, hamują lub znoszą większość efek­tów immunosupresyjnych kannabinoidów [53].

Receptory kannabinoidowe opisano u wielu gatunków, a początkowo uważano, że receptory CB1 mają wyłącznie ośrodkowe umiejscowienie, podczas gdy CB2 – obwodowe. W ostatnim czasie receptory CB1 zlokalizowano również w tkankach obwodowych, takich jak: układ sercowo-na­czyniowy, rozrodczy czy pokarmowy, natomiast recepto­ry CB2 wykryto też w ośrodkowym układzie nerwowym; w komórkach mikrogleju oraz neuronach [81].

Mechanizmy przekazywania sygnału przez receptory kannabinoidowe

Każdy z receptorów CB1 i CB2 to pojedynczy łańcuch polipeptydowy z siedmioma hydrofobowymi domenami transbłonowymi TM I-TM VII, które przechodzą przez błonę cytoplazmatyczną. Agoniści tych receptorów mogą się przyłączać do pętli e2 w receptorach CB1 i CB2 oraz do trzeciej domeny transbłonowej w receptorze CB1. W recep­torze CB1 w trzeciej pętli wewnętrznej znajdują się miej­sca wiązania swoistego inhibitorowego białka błonowego Gi lub/i Go wiążącego GTP [9].

Dzięki technikom komputerowego modelowania moleku­larnego, stworzono przestrzenny model ludzkiego recep­tora CB1. Zaobserwowano, że możliwe jest występowanie w N-końcowej zewnątrzkomórkowej domenie miejsca wią­żącego Ca²⁺. Natomiast miejsce wiążące ligand usytuowa­ne jest w rejonie hydrofobowym. Przypuszczalnie fenolowa grupa hydroksylowa liganda tworzy wiązania wodorowe z grupą karboksylową alaniny w pozycji 198 łańcucha biał­kowego receptora [72].

Wiadomo, że receptory CB1 i CB2 są sprzężone z biał­kiem Gi i Go, ujemnie z cyklazą adenylanową (AC), a do­datnio z kinazami MAP (kinazy aktywowane miogenami; mitogen-activated protein kinases – MAPK). Pobudzenie receptora CB1 wywołuje aktywację białka Gi/Go, które pośredniczy w stymulacji kaskady MAPK i w hamowaniu aktywności AC, prowadzącym do spadku stężenia cAMP. Ponadto białko Gi/Go bezpośrednio sprzęga receptor CB1 z kanałami wapniowymi (typ L, N i P/Q) hamując ich ak­tywność oraz z kanałami potasowym typu Ir (przewodzą­ce zgodnie z gradientem elektrochemicznym), powodu­jąc ich aktywację. Aktywność kanałów potasowych typu A jest także zależna od białka Gi/Go, lecz ich pobudzenie zachodzi w następstwie hamowania AC. Obniżenie pozio­mu cAMP w komórce prowadzi do zahamowania aktyw­ności zależnej od cAMP kinazy białkowej typu A (PKA), w wyniku czego fosforylacja kanału przez PKA zmniej­sza się, a to zwiększa wypływ jonów potasowych [26,71].

Szlaki przekaźnictwa sygnału poprzez aktywację recepto­rów kannabinoidowych związane z AC i kanałami jono­wymi prawdopodobnie mają istotne znaczenie w regulacji uwalniania neuroprzekaźników. Wykazano, że kannabino­idy hamując presynaptyczne kanały wapniowe zmniejsza­ją uwalnianie z zakończeń presynaptycznych wiele neu­roprzekaźników, takich jak glutamina, acetylocholina czy noradrenalina [28,81].

Trzecim systemem przekaźnikowym receptorów kannabi­noidowych jest kaskada MAPK. Stwierdzono, że kannabi­noidy są silnymi aktywatorami fosforylacji tych kinaz, a se­lektywny antagonista receptora CB1 – SR 141716 blokuje ten proces. Uważa się, że w procesie aktywacji MAPK, związanym z pobudzeniem receptora CB1, biorą udział podjednostki β i γ białka Gi/Go. Jednym z podstawowych etapów aktywacji kaskady MAPK jest aktywacja kinazy białkowej Raf-1, która jest zależna od białka Ras i/lub kina­zy 3-fosfatydyloinozytolu (PI-3K). Podjednostki βγ białek G, na skutek aktywacji kinaz tyrozynowych, mogą stymu­lować GTP-azę Ras. W przypadku receptorów kannabino­idowych, które nie wykazują wewnętrznej aktywności ki­nazy tyrozynowej, pośredniczącej w aktywacji białka Ras, bardziej prawdopodobny jest szlak transmisji sygnału od receptora CB1 przez kinazę PI-3K. Aktywne MAPK prze­mieszczają się do jądra komórkowego, gdzie fosforylują czynniki transkrypcyjne [42,43].

Przekazywanie aktywacji receptorów CB2 przez MAPK odbywa się poprzez podjednostki β i γ białka G, a jed­nym z elementów tego szlaku, w odróżnieniu od recepto­ra CB1, jest kinaza białkowa C. Poza kinazą typu C w mo­lekularny szlak przekaźnictwa sygnału od CB2 do MAPK może być zaangażowane białko p21/Ras, Raf-1 oraz kina­za MEK (MAPKK) [43].

Wpływ kannabinoidów na komórki układu odpornościo­wego przez receptory CB2 wiąże się głównie z regulacją procesów odpowiedzi immunologicznej [67]. Obecny stan wiedzy wskazuje na to, że w odróżnieniu od receptora CB1, aktywacja receptora CB2 nie wpływa na kanały jonowe.

Biologiczne skutki działania kannabinoidów

Rozmieszczenie receptorów kannabinoidowych kore­sponduje ze skutkami behawioralnymi, jakie one wywo­łują. Obecność dużej liczby receptorów CB1 w hipokam­pie koreluje z niekorzystnym wpływem kannabinoidów na procesy pamięciowe oraz funkcje poznawcze. Przewlekła ekspozycja na Δ9-THC wpływa na funkcję hipokampa, zaangażowanego w procesy uczenia się i zapamiętywania zarówno u ludzi jak i u zwierząt doświadczalnych [12,80].

Występowanie receptorów CB1 w jądrach podstawnych (ganglia basales) oraz skutki pobudzenia tych struktur, su­gerują znaczącą rolę endogennych kannabinoidów w kon­troli motoryki mięśni. Wykazano obniżoną aktywność re­ceptorów CB1 w przebiegu chorób neurodegeneracyjnych, takich jak choroba Parkinsona czy Huntingtona [84].

W latach 90. ub.w. pojawiły się sugestie, że hipofunk­cja układu glutaminergicznego oraz hiperfunkcja ukła­du dopaminergicznego, leżące u podstaw schizofre­nii, mogą być skutkiem zwiększonej aktywności układu kannabinoidowego. U chorych stwierdza się sensytyzację receptorów CB1 w korze przedczołowej oraz zwiększone stężenie anandamidu i palmitoiloetanoloamidu (ale nie 2-AG) w płynie mózgowo-rdzeniowym. Wykazano rów­nież, że zmiany stężania anandamidu we krwi i płynie mó­zgowo-rdzeniowym są skorelowane ze skutecznością far­makoterapii schizofrenii, a polimorfizm genu kodującego receptor CB1, może być jednym z genetycznych uwarun­kowań choroby [84].

Ze względu na obecność receptorów CB1 w strukturach kontrolujących pobieranie pokarmu, takich jak: boczne podwzgórze (latheral hypothalamus – LH), jądro trzyko­morowe (paraventricular nucleus – PVN) oraz jądro łu­kowate (arcuate nucleus – ARC), kannabinoidy uczestni­czą w regulacji łaknienia. Stymulacja podwzgórzowych receptorów CB1 wpływa na regulowaną neuropeptydami homeostazę energetyczną, spożycie pokarmu oraz lipoge­nezę w tkankach trzewnych [42]. Poza tym duża gęstość receptorów CB1 w układzie mezolimbicznym wskazuje na udział kannabinoidów w regulacji apetytu poprzez proce­sy motywacyjne i aktywację behawioralną w odpowiedzi na czynniki nagradzające [84]. Pobudzanie ośrodkowych receptorów CB1 w jądrze półleżącym przegrody (NcA) wzmacnia dopaminergiczne szlaki neuronalne w układzie nagrody, a w ten sposób zwiększa motywację do jedzenia, palenia tytoniu czy przyjęcia narkotyku prowadząc zwykle do nadużywania i rozwoju uzależnienia [56].

Receptory CB1 wykazują również dużą ekspresję w ob­szarach zaangażowanych w regulowanie odczuwania bólu [70]. Endogenni agoniści receptorów CB1, anandamid (AEA) oraz 2-AG wywołują analgezję na poziomie rdze­nia kręgowego i mózgu oraz przez obwodowe receptory CB1 umiejscowione na zakończeniach nerwów czuciowych [69]. Strukturami ponadrdzeniowymi, szczególnie bogaty­mi w receptory CB1, są: brzuszno-dogłowowa część rdze­nia przedłużonego (rostroventral medulla – RVM) i sub­stancja szara okołowodociągowa (periaqueductal grey – PAG), wchodzące w skład zstępującego układu antyno­cyceptywnego. Kannabinoidy w PAG hamują przekaźnic­two GABA-ergiczne, powodując odhamowanie neuronów pobudzających (głównie glutaminergicznych), a w wyni­ku aktywacji dróg zstępujących inicjują antynocycepcję [48]. Kannabinoidy znoszą ostry i przewlekły ból o róż­nej etiologii; bóle pooperacyjne, nowotworowe, migreno­we, neuropatyczne czy reumatyczne, jednak ośrodkowe działania niepożądane ograniczają ich terapeutyczne za­stosowanie [29,48].

Receptory CB1 są obecne również w strukturach mózgu odpowiedzialnych za percepcję i ekspresję emocji: w cie­le migdałowatym, przegrodzie, hipokampie, korze czoło­wej i przedczołowej, PAG oraz w jądrze półleżącym [84]. Wynikiem ich stymulacji są zmiany stężeń przekaźników związanych z reakcją lękową. Kannabinoidy hamują uwal­nianie kwasu glutaminowego, który jest aminokwasem po­budzającym w hipokampie, PAG i w ciele migdałowatym, a także NA, DA, 5-HT oraz anksjogennych neuropeptydów w obszarach korowo-limbicznych.

Stwierdzono ponadto interakcję kannabinoidów z ukła­dem opioidowym, który może pośredniczyć w działaniu przeciwlękowym, podobnie jak receptor serotoninergiczny 5-HT1A [19,59,84]. Jednakże kannabinoidy zmniejszają aktywność neuronów GABA-ergicznych w ciele migdało­watym i hipokampie, prowadząc do odhamowania transmi­sji glutaminergicznej i dopaminergicznej w korze czoło­wej oraz ciele migdałowatym, co może z kolei indukować reakcje lękowe [84].

Ligandy receptorów kannabinoidowych

Odkrycie receptorów kannabinoidowych i poznanie ich bu­dowy, zlokalizowanie genów kodujących białka receptoro­we przyspieszyło badania nad syntezą nowych, swoistych agonistów i antagonistów oraz poszukiwaniem endogen­nych związków wykazujących powinowactwo do tych re­ceptorów [57,58].

Pierwszy arachidonoiloetanoloamid (AEA), wyizolowano w 1992 roku z mózgu świni [21] i nazwano anandamidem od sanskryckiego słowa ananda – rozkosz, wewnętrzny bło­gostan. Wykazuje on większe powinowactwo do receptora CB1 niż CB2, przy czym jest częściowym agonistą recepto­ra CB1. W kilka lat później wyizolowano z mózgu szczura 2-arachidonoiloglicerol (2-AG) [78]. Ma on mniejsze po­winowactwo do receptora CB1 niż anandamid, jest nato­miast pełnym jego agonistą i występuje w mózgu w więk­szej ilości niż anandamid. Trzeci wyizolowany związek eter noladyny (eter arachidonylo-glicerolowy) jest agonistą re­ceptora CB1 o małym powinowactwie, ale większej trwa­łości wynikającej z budowy chemicznej. Zidentyfikowano również endokannabinoid o właściwościach antagonisty receptora CB1; jest nim wirodhamina – ester kwasu ara­chidonowego z etanoloaminą.

Endokannabinoidy nie są magazynowane jak klasyczne neuroprzekaźniki, lecz wytwarzane „na żądanie” w od­powiedzi na depolaryzację błon i napływ jonów wap­niowych, a pochodzą głównie z hydrolizy fosfolipidów błonowych. Anandamid powstaje w procesie hydrolizy N-arachidonoilofosfatydyloetanoloaminy (NArPE). NArPE jest wytwarzana z udziałem N-acetylotransferazy z fosfa­tydylo-etanoloaminy i fosfatydylocholiny (1,2-diarachido­noilo-3-fosfatydylocholiny lub 1-arachidonoilo-2-acylo­-3-fosfatydylocholiny). Podczas procesu hydrolizy NArPE, katalizowanym przez fosfolipazę D, powstaje anandamid oraz kwas fosfatydowy [20,22,79].

Proces inaktywacji endokannabinoidów przebiega dwu­stopniowo. Z przestrzeni pozakomórkowej są wychwyty­wane z udziałem swoistego transportera, którego obecność stwierdzono m.in. w neuronach i astrocytach [65]. Jest on podatny na działanie swoistych inhibitorów oraz tlenku azotu, który zwiększa jego aktywność. AEA i 2-AG są na­stępnie rozkładane wewnątrzkomórkowo przez hydrolazę amidów kwasów tłuszczowych (fatty acid amide hydrola­se – FAAH), a 2-AG także przez lipazę monoacyloglice­rolu. Hydrolityczny rozkład AEA prowadzi do powstania etanoloaminy i kwasu arachidonowego, a podczas rozkła­du 2-AG powstaje kwas arachidonowy i glicerol [20,22]. W badaniach in vitro wykazano, że AEA jest też substra­tem cyklooksygenazy 2 (COX-2), lipooksygenaz oraz cy­tochromu P-450, a 2-AG głównie COX-2 [33].

Do receptorów kannabinoidowych powinowactwo wykazują też inne substancje endogenne o budowie zbliżonej do AEA, działające na receptory CB1, np. homo-γ-linolenoiloetano­loamid i dokozatetraenoiloetanoloamid. Podobnie do kan­nabinoidów działają również palmitoiloetanoloamid (PEA) i cis-9-oktadekenoamid (oleamid) [29]. W 1994 r. odkryto aktywnego antagonistę receptora CB1 – SR141716, a kolej­ne lata badań zaowocowały odkryciem nowych antagoni­stów receptorów CB1 – LY320135 i CB2 – SR1444528 [2].

Rola układu endokannabinoidowego w mechanizmie rozwoju uzależnieniu od alkoholu

Wpływ etanolu na stężenie endokannabinoidów

W badaniach eksperymentalnych wykazano, że podczas przewlekłego podawania alkoholu zwiększa się w mózgu zwierząt synteza AEA oraz 2-AG. Obserwuje się również istotne zmniejszenie stężenia N-ArPE, prekursora anan­damidu [6]. Zaobserwowano też zmiany składu endokan­nabinoidów w strukturach mózgu związanych z reakcjami nagradzającymi. W śródmózgowiu szczurów zmniejszało się stężenie AEA oraz 2-AG, podczas gdy stężenie AEA w głównym obszarze odpowiedzialnym za właściwości wzmacniające alkoholu – układzie limbicznym przodomó­zgowia, wzrastało. Z kolei stężenie 2-AG w tej strukturze zmniejszyło się po 48 h od odstawienia alkoholu, a dodat­kowy jego spadek zaobserwowano na skutek ponownego dostępu zwierząt do alkoholu [36].

W badaniu wpływu alkoholu na stężenie anandamidu i FAAH w korze mózgowej myszy, wykazano 47% wzrost stężenia AEA, który po 24 h od odstawienia alkoholu po­wrócił do wartości kontrolnych. Korelowało to z niższą (o 21%) w porównaniu do grupy kontrolnej aktywnością FAAH [86].

Zaobserwowano również, że przewlekłe podawanie alko­holu prowadzi do (zależnego od czasu i dawki) wzrostu zewnątrzkomórkowego anandamidu w wyniku hamowania jego transportera. Mechanizm ten wydaje się niezależny od receptorów CB1, ponieważ u myszy pozbawionych re­ceptora CB1 („knockout” – KO) zachowana jest prawidło­wa aktywność transportera. Podczas długotrwałej ekspozy­cji na alkohol rozwija się tolerancja, co zmniejsza wpływ ostrej dawki etanolu na aktywność transportera AEA [8]. Wydaje się zatem, że proces transportu anandamidu może odgrywać ważną rolę w rozwoju długotrwałej komórko­wej tolerancji na etanol.

Skutki długotrwałego wpływu etanolu na aktywność receptorów kannabinoidowych

W badaniach doświadczalnych wykazano również zmniej­szenie liczby oraz wrażliwości receptorów CB1 w mó­zgach myszy poddawanych długotrwałej ekspozycji na etanol. Desensytyzacja tych receptorów jest następstwem zwiększonej ich stymulacji przez anandamid oraz 2-AG, których synteza podczas przewlekłej ekspozycji na alko­hol wzrasta [35,46].

Zbadano gęstość receptorów CB1 oraz ich powinowac­two do endogennych agonistów u myszy z różną prefe­rencją do alkoholu. Zaobserwowano, że u myszy preferu­jących alkohol (C57BL/6) gęstość receptorów CB1 była o 25% niższa w porównaniu do linii zwierząt DBA/2 – niepreferujących. Występowały też różnice w powino­wactwie do receptora CB1; u myszy linii DBA/2 było ono znacząco wyższe [5,45].

Vinod i wsp. oceniali wpływ długotrwałej ekspozycji na etanol oraz jego odstawienia na gęstość receptorów w róż­nych strukturach mózgu wykorzystując w tym celu radio­ligand [3H]CP55,940. Oceniono również wiązanie [35S]GTPγS stymulowane agonistą receptora CB1, poprzez po­miar stężenia GDP. Do zbadania aktywacji białka G za­leżnej od stymulacji receptora kannabinoidowego zasto­sowano jego agonistę CP55,940. We wszystkich badanych strukturach mózgu (kora, hipokamp, prążkowie i móż­dżek) gęstość receptorów CB1 zwierząt alkoholizowa­nych była niższa (31-39%) w stosunku do grupy kontrol­nej. Zaobserwowano również, w tych samych strukturach, obniżenie (29-40%) aktywacji białka Gi/o zależnej od re­ceptora CB1. Natomiast w okresie abstynencyjnym stwier­dzono, zwłaszcza w hipokampie, zwiększoną gęstość re­ceptorów CB1 oraz aktywację białka G [86].

Zmniejszenie wiązania [35S]GTPgS stymulowanego ago­nistą receptora CB1, obserwowane w strukturach mózgu alkoholizowanych myszy, wydaje się związane z desensy­tyzacją receptorów CB1 oraz poziomem endokannabino­idów. Interesujący jest powrót liczby receptorów do po­ziomu wyjściowego (jak w grupie kontrolnej) po 24 h od odstawienia etanolu.

Wpływ etanolu na ekspresję genów kodujących receptory CB1

Wiadomo, że zarówno czynniki genetyczne, jak i środo­wiskowe odgrywają istotną rolę w rozwoju zależności al­koholowej [13,38]. W wyniku długotrwałego działania alkoholu, zaobserwowano zmiany ekspresji genów recep­tora CB1 w wybranych obszarach mózgu szczurów. Ortiz i wsp. wykazali, że u szczurów typu Wistar po 52 dniach wymuszonego spożywania etanolu (10% v/v) zmniejszyła się o 24% ekspresja genów receptora CB1 w części ogo­niastej skorupy (caudate putamen – CPu), w jądrze brzusz­no-przyśrodkowym podwzgórza (ventromedial nucleus of the hypothalamus – VMN) o 43%, w obszarach CA1 i CA2 hipokampa odpowiednio o 27 i 22%, natomiast w zakręcie zębatym (dentate gyrus – DG) zanotowano wzrost ekspresji o 30% [66]. Wyniki te różniły się od uzyskanych wcześniej przez inną grupę badaczy, którzy podczas długotrwałego podawania etanolu, nie zaobserwowali zmian w ekspresji genów i wiązaniu receptora CB1 [34]. Powodem tych roz­bieżności mogły być różnice metodyczne dotyczące czasu ekspozycji na alkohol oraz jego dawki.

CPu jest związana z ruchowymi oraz emocjonalnymi za­chowaniami w przebiegu zespołu abstynencyjnego, wystę­pującego po przerwaniu długotrwałego stosowania substan­cji uzależniających, w tym etanolu [64]. W strukturze tej obserwowano zmiany w ekspresji genów receptorów opio­idowych, co może być związane ze zwiększoną wrażliwo­ścią na opioidy oraz etanol [60]. W jądrze brzuszno-przy­środkowym podwzgórza – VMN, związanym z regulacją zachowania, przyjmowaniem pokarmu [49] oraz reproduk­cją [55] zaobserwowano, u szczurów alkoholizowanych, zwiększoną gęstość receptorów kannabinoidowych oraz zwiększoną ekspresję odpowiednich genów.

Hipokamp jest główną strukturą odpowiedzialną za pro­cesy pamięciowe oraz funkcje poznawcze. Aktywacja re­ceptorów kannabinoidowych w obrębie hipokampa hamu­je wydzielanie wielu neuroprzekaźników; acetylocholiny, GABA, glutaminy, noradrenaliny [23], co może wpływać na plastyczność synaptyczną i zaburzać procesy pamięcio­we. Długotrwałe zmiany ekspresji genów receptorów kan­nabinoidowych w obszarach hipokampa, podczas przewle­kłego spożywania alkoholu, mogą być przyczyną zaburzeń procesów uczenia się i pamięci obserwowanych w przebie­gu uzależnienia od etanolu [62].

Podsumowując – wyniki powyższych badań wykazujące zmienność ekspresji genów receptorów kannabinoidowych CB1 u alkoholizowanych szczurów, w strukturach mózgu zaangażowanych w patogenezę uzależnienia, wskazują na udział transmisji kannabinoidowej w neurobiologicznych mechanizmach tego procesu.

Rola kannabinoidów w funkcjonowaniu struktur układu nagrody

Funkcjonalnym podłożem układu nagrody oraz wzmoc­nienia pozytywnego wywoływanego przez substancje uzależniające, w tym alkohol, są neurony dopaminergicz­ne przekazujące projekcje z brzusznego obszaru nakryw­ki (VTA) śródmózgowia do jądra półleżącego (NAc) i do innych miejsc przodomózgowia (forebrain), włączając prążkowie grzbietowe (dorsal striatum). Pozostają one pod złożoną kontrolą również innych układów neurotransmi­syjnych. Do VTA, oprócz neuronów dopaminergicznych, docierają GABA-ergiczne, które dalej dają projekcje do NAc, kory przedczołowej, jądra migdałowatego i innych części przodomózgowia. Natomiast projekcje glutaminia­nergiczne z kory przedczołowej przekazywane są „zwrot­nie” do NAc i VTA [50].

Mechanizmami modulującymi proces wzmocnienia po­zytywnego są: hamujący wpływ kwasu γ-aminomasłowe­go (GABA) i opioidów oraz pobudzający poprzez recep­tory NMDA, AMPA i kainowe oraz receptory nikotynowe i kannabinoidowe CB1. Uwalnianie dopaminy w NAc, de­cydujące o wzmocnieniu pozytywnym, regulują również receptory serotoninergiczne 5-HT3 [50].

W VTA receptory CB1 są umiejscowione na glutaminia­nergicznych oraz GABA-ergicznych neuronach presynap­tycznych, natomiast nie występują na neuronach dopami­nergicznych. Aktywacja receptorów CB1 w VTA przez endokannabinoidy powoduje zahamowanie uwalniania GABA, co w efekcie uwalnia spod ich hamującego wpły­wu neurony dopaminergiczne. Aktywacja tych ostatnich ułatwia „wyrzut endokannabinoidów” działających jako rodzaj wstecznego neuroprzekaźnika (retrograde neuro­transmitter) na presynaptycznie zlokalizowane receptory CB1, zmniejszając zarówno pobudzający (przez glutami­nę), jak i hamujący (przez GABA) wpływ na neurony do­paminergiczne w VTA [3]. Mimo że mechanizm ten pozna­no przed kilkunastu laty, to dopiero w 2001 roku ustalono, że rolę wstecznego neuroprzekaźnika odgrywają właśnie endokannabinoidy [51].

W NAc, endokannabinoidy hamują neurony glutaminia­nergiczne poprzez działanie zwrotne na presynaptyczne receptory CB1 umiejscowione na ich zakończeniach. Takie hamowanie wydzielania glutaminy prowadzi do aktywacji neuronów dopaminowych VTA przez pośrednie hamowanie neuronów GABA-ergicznych mających początek w NAc, i dających projekcje do VTA. Podkreśla się, że projekcje glutaminianergiczne z kory przedczołowej, będące rów­nież pod modulującym wpływem receptorów CB1, mogą mieć ważne znaczenie w regulowaniu procesów motywa­cyjnych skłaniających do poszukiwania środka uzależnia­jącego, w tym alkoholu [4,25,85].

Mechanizmy procesów prowadzących do rozwoju uzależnie­nia są bardzo złożone i wciąż za mało poznane. Endogenne kannabinoidy wydają się mieć znaczący udział w odpo­wiedzi tego układu na nagradzające właściwości środków psychoaktywnych, zarówno bezpośrednio jak i pośrednio wpływając na poziom innych przekaźników.

Wykazano, że indukowany alkoholem wzrost stężenia dopaminy w dializacie z jądra półleżącego u myszy linii C57BL/6J (preferujących alkohol) był całkowicie zahamo­wany przez uprzednie podanie zwierzętom rimonabantu, antagonisty receptora CB1, oraz u myszy KO. Natomiast alkohol (1,5 g/kg m.c.) podany myszom typu dzikiego znacząco zwiększył stężenie dopaminy w dializacie z tej struktury [47]. Obserwacje te wskazują na istotną inte­rakcję między transmisją kannabinoidową i dopaminer­giczną w aktywacji limbicznego układu nagrody, a przez to na udział tej transmisji we wzmacniających właściwo­ściach alkoholu.

Antagoniści receptorów CB1, a spożycie alkoholu – badania przedkliniczne

Jednorazowe podanie CP55,940 bądź innego agonisty re­ceptora CB1 – WIN 55,212-2, znacząco pobudzało dobro­wolne picie alkoholu u szczurów linii sP, preferujących al­kohol, natomiast podanie antagonisty SR141716A w dawce 0,3 mg/kg m.c./dobę, hamowało ten efekt [17].

Wyniki innych badań z różnych laboratoriów wykazały zmniejszenie dobrowolnego spożycia alkoholu przez wy­selekcjonowane linie gryzoni, którym podawano antagoni­stę receptorów kannabinoidowych CB1 – rimonabant (SR 141716). Zmniejszał on dobrowolne spożycie alkoholu u my­szy linii C57BL/6 preferujących alkohol [2,54], u preferu­jących szczurów sP (Sardinian alcohol-preferring rats) [16], u szczurów samopodających alkohol (long evans rats) [27] oraz u preferujących alkohol kongenicznych odmian my­szy [46]. W badaniu wpływu antagonisty CB1 – SR141716 na picie alkoholu przez szczury linii WHP (Warsaw high preffering) również wykazano znamienne zmniejszenie spożycia alkoholu przez gryzonie [24].

Arnone i wsp. w badaniu u myszy linii C57BL/6 z gene­tycznie uwarunkowaną preferencją do alkoholu wykazali, że rimonabant w dawkach 0,3-3,0 mg/kg m.c. znacząco zmniejszał dobrowolne picie akoholu, nie wpływał nato­miast na picie wody [2].

Colombo i wsp. obserwowali zmniejszenie dobrowol­nego spożycia alkoholu przez samce szczurów linii sP (preferujących) po podaniu rimonabantu w dawkach 2,5-10,0 mg/kg m.c., odpowiednio o 40–50% [16].

Podobne wyniki otrzymano badając wpływ antagonisty receptorów CB1 w dawkach 2,5, 5,0 i 10,0 mg/kg m.c., na picie alkoholu (w wolnym wyborze) przez szczury li­nii WHP. Wykazano, że lek podany jednorazowo w każ­dej z dawek zmniejszał istotnie picie alkoholu, w daw­kach 5 i 10 mg/kg m.c. redukował także spożycie pokarmu, a w dawce 2,5 mg/kg m.c. zwiększał spożycie wody [24].

Zróżnicowany wpływ na spożycie etanolu i pokarmu wy­daje się dawkozależny. Lek bardziej zmniejsza spoży­cie etanolu, natomiast wpływ na spożycie pokarmu ob­serwowano w wyższych jego dawkach 5 i 10 mg/kg m.c. Statystycznie istotne zmniejszenie picia alkoholu po po­daniu niskiej dawki leku (2,5 mg/kg m.c.) przy jednocze­snym braku wpływu na spożycie pokarmu, może świad­czyć o ograniczonej selektywności działania rimonabantu.

W innym badaniu wykazano, że rimonabant w jednorazowej dawce zmniejszał samopodawanie alkoholu u przewlekle al­koholizowanych szczurów typu Wistar [47], natomiast poda­wany dootrzewnowo albo doustnie (1, 3, 10 mg/kg m.c./dobę) jednocześnie z alkoholem bądź w przerwach picia, nie wyka­zywał takiego działania, a nawet zwiększał jego preferencję.

Natomiast Lallemand i wsp. obserwowali, że SR141716A zastosowany po długotrwałym wziewnym podawaniu alko­holu, a także w przerwach długotrwałego alkoholizowania oraz w modelu wolnego wyboru alkohol/woda powodował znaczące zmniejszenie picia alkoholu [54].

Podobne wyniki uzyskano w innych badaniach, w któ­rych ostre podanie agonisty receptora CB1 – CP55,940 zwiększyło spożycie alkoholu przez szczury typu Wistar, a wcześniejsze podanie rimonabantu hamowało to dzia­łanie [30,31].

Serra i wsp. wykazali, że rimonabant w jednorazowej daw­ce łagodził objawy abstynencyjne u szczurów linii sP, któ­re przez 15 dni piły 10% v/v etanol, a po tym czasie zosta­ły go pozbawione [76].

Badania funkcji receptorów CB1 u myszy preferujących i nie­preferujących alkoholu wzmacniają hipotezę, że inaktywacja lub desensytyzacja receptorów CB1 hamuje dobrowolne spo­życie alkoholu [46,66]. Wydaje się, że zwierzęta z genetycz­ną predyspozycją do preferencji alkoholu cechuje zwiększona wrażliwość endogennego układu kannabinoidowego na dzia­łanie alkoholu [38]. Myszy KO wykazywały znacznie obniżo­ną dobrowolną konsumpcję alkoholu. Dodatkowo stwierdzono istotne różnice w zależności od płci: samice myszy typu dzi­kiego spożywały więcej alkoholu niż samce, natomiast róż­nic takich nie obserwowano u myszy KO [47].

Wykazano, że istnieje też zależność preferencji alkoholu od wieku myszy. Młode myszy typu dzikiego (6-10-tygo­dniowe) linii C57BL/6J wykazywały większą skłonność do alkoholu oraz dobrowolne jego spożycie w porówna­niu do myszy KO. Antagonista receptora CB1 SR141716A zmniejszał dobrowolne spożycie alkoholu u młodych myszy typu dzikiego, czego nie obserwowano u starszych myszy typu dzikiego (26-48-tygodniowe) oraz u myszy KO [87].

Nassilla i wsp. badali udział receptorów CB1 w regulacji dobrowolnego spożycia alkoholu oraz ostrych skutkach jego działania. Wykazali, że myszy KO cechowała zmniejszo­na konsumpcja i preferencja alkoholu, podczas gdy wraż­liwość na alkohol i objawy abstynencyjne były nasilone. Zwierzęta te były bardziej wrażliwe na hipotermiczny, uspokajający i nasenny wpływ jednorazowych dawek eta­nolu. Ponadto objawy zespołu abstynencyjnego były rów­nież silniej wyrażone, co korelowało ze zmniejszonym sa­mopodawaniem przez nie etanolu w porównaniu do myszy typu dzikiego [61].

Gryzonie wyselekcjonowane w kierunku niskiego spo­życia alkoholu wykazują silniejsze objawy abstynencyj­ne po odstawieniu alkoholu w porównaniu do linii dużo pijących [13,14,18]. Analiza rekombinowanych odmian zwierząt z wrodzonymi nasilonymi objawami abstynen­cyjnymi, wskazała na ilościowe cechy umiejscowione na chromosomie 4 w bliskim sąsiedztwie genów kodujących receptor CB1 [10].

Wyniki powyższych badań wskazują na istotny udział re­ceptorów CB1 w neurochemicznych mechanizmach kon­sumpcji alkoholu i regulowaniu jego picia, a brak lub dys­funkcja tych receptorów zwiększa wrażliwość na etanol oraz nasila objawy abstynencyjne.

W korze przedczołowej szczurów preferujących alkohol stwierdzono zmniejszoną ekspresję i aktywność FAAH – głównego enzymu w metabolizmie kannabinoidów, z kompensacyjnym zmniejszeniem gęstości receptorów CB1 i osłabieniem transmisji. Natomiast iniekcje do kory przedczołowej inhibitorów FAAH (URB597) zwiększa­ły samopodawanie alkoholu u szczurów typu Wistar [38]. Można zatem sądzić, że aktywność FAAH może decydo­wać o poziomie transmisji endokannabinoidowej, a także o fenotypie zwierząt w kierunku wysokiej/niskiej dobro­wolnej konsumpcji alkoholu.

Badania kliniczne

W odpowiedzi na zachęcające wyniki badań na modelach zwierzęcych podjęto próby kliniczne. W pierwszym po­dwójnie kontrolowanym badaniu podawano rimonabant w dawce 20 mg/dobę przez 12 tygodni uzależnionym, po niedawnej detoksykacji [77]. Do badania włączono 260 pacjentów z 15-letnią historią alkoholową (w tym 208, tj. 80,6% mężczyzn). Terapię ukończyła większość pacjen­tów, tj.: 94 z 131 (71,8%) w grupie rimonabantu i 79 z 127 (62,2%) w grupie kontrolnej. Biorąc pod uwagę wskaź­nik nawrotów do picia, obserwowano korzystne efekty te­rapii rimonabantem, jednakże różnice między grupami nie były istotne statystycznie; 41,5% pacjentów otrzymu­jących rimonabant powróciło do picia pod koniec bada­nia, w porównaniu do 47,7% z grupy kontrolnej otrzymu­jącej placebo. Efekty były bardziej wyraźne, ale również statystycznie nieistotne, wśród pacjentów, którzy powró­cili do ostrego picia, tj.: odpowiednio 27,7% (rimonabant) i 35,6% (placebo).

Bezpieczeństwo i tolerancję leku uznano za dobrą, nasile­nie działań niepożądanych było podobne w obu grupach. Brak zadowalającej skuteczności rimonabantu w przepro­wadzonym badaniu autorzy próbują tłumaczyć stosunkowo krótkim czasem jego trwania oraz wysokim współczynni­kiem odpowiedzi w grupie placebo [77].

W 2010 roku grupa amerykańskich badaczy podjęła się oceny wpływu rimonabantu na picie alkoholu przez ciężko uzależnionych. W 3-tygodniowym badaniu udział wzięło 49 osób, nieodczuwających żadnej potrzeby podjęcia tera­pii. Po tygodniu podstawowych przygotowań, przez kolej­ne 2 tygodnie, uczestnicy otrzymywali 20 mg rimonabantu na dobę lub placebo w warunkach podwójnie ślepej próby. Przez 3 tygodnie, pacjenci zgłaszali telefonicznie dzien­ne spożycie alkoholu, a następnie brali udział w tzw. pa­radygmacie dobrowolnego jego dawkowania. Początkowo otrzymywali tzw. dawkę inicjującą (priming dose) alkoho­lu, po czym wybierali pomiędzy możliwością wypicia 8 kolejnych drinków alkoholowych lub otrzymania 3 dola­rów za każdą nieskonsumowaną dawkę alkoholu. Metoda ta (paradygmatu dobrowolnego dawkowania alkoholu) zo­stała już wcześniej wykorzystana w badaniu wpływu naltreksonu na ilość spożytego alkoholu przez osoby uza­leżnione i sprawdziła się wykazując istotną różnicę [63].

W badaniu zlecono jednoczesne sporządzenie biochemicz­nego profilu wydzielania wewnętrznego (badano poziom ACTH, kortyzolu oraz maksymalne stężenie alkoholu we krwi) oraz zastosowano system skali oceny własnej, okre­ślający obecność lub/i nasilenie objawów uzależnienia.

Wykazano, że rimonabant nie zmniejszył spożycia alko­holu u badanych, nie wpłynął na dobrowolne spożycie, ani też na wyniki przeprowadzonych badań biochemicznych. Autorzy w podsumowaniu wnioskują, że podawanie 20 mg rimonabantu na dobę przez 2 tygodnie nie ma wpływu na picie u pacjentów ciężko uzależnionych od alkoholu [32].

Ciekawym wydaje się to, iż około 50% uczestników pod koniec badania zgłosiło, że uświadomiło sobie swój pro­blem alkoholowy i zapragnęło ograniczyć picie. Jednakże w projekcie procedur badawczych nie przewidziano oceny zmian preferencji w tym zakresie.

Rozpatrywano wiele aspektów braku skutecznego dzia­łania leku, a w pierwszej kolejności wykluczono wynika­jący z nieprawidłowego jego stosowania. Stężenie rimo­nabantu było kontrolowane i utrzymane na prawidłowym poziomie zarówno w grupie przyjmującej lek, u wolonta­riuszy oraz u pacjentów otyłych leczonych dawką 20 mg [83]. Podkreślano zbyt małą liczebność grup; do uzyska­nia istotnego efektu terapii i zaobserwowania podstawo­wych zależności, niezbędna jest zdecydowanie większa liczba uczestników oraz dłuższy czas badania.

Na uwagę zasługuje stwierdzenie, że dawka użyta w bada­niu (20 mg/dobę) wywołuje niekompletną blokadę receptora CB1 [44], w przeciwieństwie do dawki podawanej zwierzę­tom laboratoryjnym (3-10 mg/kg m.c.), która powodowała prawie całkowite wysycenie receptora CB1 i w konsekwen­cji zmniejszenie spożycia alkoholu. Stąd można przypusz­czać, że wyższe dawki rimonabantu zastosowane u ludzi, mogłyby znacząco zmniejszać potrzebę picia. Niestety, ry­zyko działań niepożądanych związane z przyjmowaniem wyższych dawek leku, wyklucza ich zastosowanie.

Badanie zostało zaprojektowane analogicznie do przepro­wadzonego wcześniej z naltreksonem, stosowanym tak­że w minimalizowaniu spożycia alkoholu [63]. Oba leki są inhibitorami sygnalizacji mezolimbicznego układu na­grody, co zostało potwierdzone na modelach zwierzęcych, w których zastosowano porównywalny zakres dawek każ­dego z leków. U osób uzależnionych naltrekson zastosowa­ny w dawkach 50-150 mg/dobę, zmniejsza spożycie alko­holu, a niemal całkowita blokada receptora µ opioidowego następuje już po dawce 50 mg [88]. Rimonabant w dawce 20 mg/dobę blokuje jedynie częściowo receptor CB1, co su­geruje, że istotne zmniejszenie motywacji do picia alkoholu może następować wówczas, gdy dojdzie do pełnego zablo­kowania sygnalizacji związanej z układem nagrody, zarów­no przez peptydy opioidowe, jak i endokanabinoidy [15].

Należy również wziąć pod uwagę, że do badania zakwa­lifikowano pacjentów ciężko uzależnionych od alkoholu, którzy nie przejawiali żadnej chęci do zmniejszenia jego picia. Należałoby włączyć do badania pacjentów uzależ­nionych, ale deklarujących chęć podjęcia terapii, chociaż we wcześniejszej próbie obejmującej pacjentów po nie­dawnej detoksykacji, lek również nie wywierał spodzie­wanego efektu [77].

Zaprezentowane wyniki badań klinicznych, mimo że mało zadowalające, nie dyskwalifikują układu endokannabino­idowego jako potencjalnego punktu uchwytu dla farma­koterapii uzależnionych od alkoholu. W odniesieniu do wielu wcześniej badanych leków, łącznie z naltreksonem i akamprozatem uzyskiwano również bardzo dobre wyni­ki na zwierzęcych modelach doświadczalnych, a wyniki badań klinicznych nie zawsze spełniały oczekiwania [75]. Mimo to, są one obecnie uznane za leki o potwierdzonej skuteczności klinicznej, rekomendowane po uwzględnie­niu klasyfikacji typologicznej pacjentów. Dlatego też wy­daje się uzasadnione podejmowanie w tym kierunku dal­szych prób klinicznych.

PIŚMIENNICTWO

[1] Ameri A.: The effects of cannabinoids on the brain. Prog. Neurobiol.,1999; 58: 315-348
[PubMed]  

[2] Arnone M., Maruani J., Chaperon F., Thiebot M., Poncelet M., Soubrie P., Le Fur G.: Selective inhibition of sucrose and ethanol intake by SR 141716, an antagonist of central cannabinoid (CB1) receptors. Psychopharmacology, 1997; 132: 104-106
[PubMed]  

[3] Basavarajappa B.S.: Neuropharmacology of the endocannabinoid signaling system-molecular mechanisms, biological actions and synaptic plasticity. Curr. Neuropharmacol., 2007; 5: 81-97
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[4] Basavarajappa B.S.: The endocannabinoid signaling system: a potential target for next-generation therapeutics for Alcoholism. Mini. Rev. Med. Chem., 2007; 7: 769-779
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[5] Basavarajappa B.S., Hungund B.L.: Cannabinoid receptor agonist stimulated [35S]guanosine triphosphateγS binding in the brain of C57BL/6 and DBA/2 mice. J. Neurosci. Res., 2001; 64: 429-436
[PubMed]  

[6] Basavarajappa B.S., Hungund B.L.: Chronic ethanol increases the cannabinoid receptor agonist anandamide and its precursor N-arachidonoylphosphatidylethanolamine in SK-N-SH cells. J. Neurochem., 2002; 72: 522-528
[PubMed]  

[7] Basavarajappa B.S., Hungund B.L.: Neuromodulatory role of the endocannabinoid signaling system in alcoholism: an overview. Prostaglandins, Leukot. Essent. Fatty Acids, 2002; 66: 287-299
[PubMed]  

[8] Basavarajappa B.S., Saito M., Coopera T.B., Hungunda B.L.: Chronic ethanol inhibits the anandamide transport and increases extracellular anandamide levels in cerebellar granule neurons. Eur. J. Pharmacol., 2003; 466: 73-83
[PubMed]  

[9] Breivogel C.S., Griffin G., Di Marzo V., Martin B.R.: Evidence for a new G protein-coupled cannabinoid receptor in mouse brain. Mol. Pharmacol., 2001; 60: 155-163
[PubMed]  

[10] Buck K.J., Metten P., Belknap J.K., Crabbe J.C.: Quantitative trait loci involved in genetic predisposition to acute alcohol withdrawal in mice. J. Neurosci, 1997; 17: 3946-3955
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[11] Caille S., Alvarez-Jaimes L., Polis I., Stouffer D.G., Parsons L.H.: Specific alterations of extracellular endocannabinoid levels in the nucleus accumbens by ethanol, heroin, and cocaine self-administration. J. Neorosci., 2007, 27: 3695-3702
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[12] Chan G.C., Hinds T.R., Impey S., Storm D.R.: Hippocampal neurotoxicity of Δ⁹-tetrahydrocannabinol. J. Neurosci., 1998; 18: 5322-5332
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[13] Chester J.A., Blose A.M., Froehlich J.C.: Further evidence of an inverse genetic relationship between innate differences in alcohol preference and alcohol withdrawal magnitude in multiple selectively bred rat lines. Alcohol Clin. Exp. Res., 2003; 27: 377-387
[PubMed]  

[14] Chester J.A., Risinger F.O., Cunningham C.L.: Ethanol reward and aversion in mice bred for sensitivity to ethanol withdrawal. Alcohol Clin. Exp. Res., 1998; 22: 468-473
[PubMed]  

[15] Cippitelli A., Bilbao A., Hansson A.C., Del A.I., Sommer W., Heiling M., Massi M., Bermudez-Silva F.J., Navarro M., Ciccocioppo R, de Fonseca F.R.: Cannabinoid CB1 receptor antagonism reduces conditioned reinstatement of ethanol-seeking behavior in rats. Eur. J. Neurosci., 2005, 21: 2243-2251
[PubMed]  

[16] Colombo G., Agabio R., Fa M., Guano L., Lobina C., Loche A., Reali R., Gessa G.: Reduction of voluntary ethanol intake in etanol preferring sP rats by the cannabinoid antagonist SR-141716. Alcohol Alcohol., 1998; 33: 126-130
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[17] Colombo G., Serra S., Brunetti G., Gomez R., Melis S., Vacca G., Carai M.M., Gessa L.: Stimulation of voluntary ethanol intake by cannabinoid receptor agonists in ethanol-preferring sP rats. Psychopharmacology, 2002; 159: 181-187
[PubMed]  

[18] Crabbe J.C., Gallaher E.S., Phillips T.J., Belknap J.K.: Genetic determinants of sensitivity to ethanol in inbred mice. Behav. Neurosci., 1994; 108: 186-195
[PubMed]  

[19] De Miguel R., Hernandez-Tristan R.: Cannabinoid effects on anxiety-related behaviours and hypothalamic neurotransmitters. Pharmacol. Biochem Behav., 2001; 70: 123-131
[PubMed]  

[20] Deutsch D.G., Chin S.A.: Enzymatic synthesis and degradation of anandamide, a cannabinoid receptor agonist. Biochem. Pharmacol., 1993; 46: 791-796
[PubMed]  

[21] Devane W.A., Hanus L., Breuer A., Pertwee R.G., Stevenson L.A., Griffin G., Gibson D., Mandelbaum A., Etinger A., Mechoulam R.: Isolation and structure of a brain constituent that binds to the cannabinoid receptor. Science, 1992; 258: 1946-1949
[PubMed]  

[22] Di Marzo V., Fontana A., Cadas H., Schinelli S., Cimino G., Schwartz J.C., Piomelli D.: Formation and inactivation of endogenous cannabinoid anandamide in central neurons. Nature, 1994; 372: 686-691
[PubMed]  

[23] Doherty J., Dingledine R.: Functional interactions between cannabinoid and metabotropic glutamate receptors in the central nervous system. Curr. Opin. Pharmacol., 2003; 3: 46-53
[PubMed]  

[24] Dyr W., Ligięza J., Kostowski W.: The effect of the cannabinoid receptor antagonist SR141716 on voluntary etanol intake in the WHP line of rats. Alkoholizm i Narkomania, 2008; 21: 45-54
[Full Text PDF]  

[25] Economidou D., Mattioli L., Cifani C., Perfumi M., Massi M., Cuomo V., Trabace L., Ciccocioppo R.: Effect of the cannabinoid CB1 receptor antagonist SR-141716A on ethanol self-administration and ethanol-seeking behaviour in rats. Psychopharmacology, 2006; 183: 394-403
[PubMed]  

[26] Elphick M.R., Egertova M.: The neurobiology and evolution of cannabinoid signaling. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci., 2001, 356: 381-408
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[27] Freedland C.S., Sharpe A.L., Samson H.H., Porrino L.J.: Effects of SR141716A on ethanol and sucrose self-administration. Alcohol. Clin. Exp. Res., 2001; 25: 277-282
[PubMed]  

[28] Freund T.F., Katona I., Piomelli D.: Role of endogenous cannabinoides in synaptic signaling. Physiol. Rev., 2003, 83: 1017-1066
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[29] Fride E.: Endocannabinoids in the central nervous system-an overview. Prostaglandins, Leukot. Essent. Fatty Acids, 2002; 66: 221-233
[PubMed]  

[30] Gallate J.E., McGregor I.S.: The motivation for beer in rats: effects of ritanserin, naloxone and SR 141716. Psychopharmacology, 1999; 142: 302-308
[PubMed]  

[31] Gallate J.E., Saharov T., Mallet P.E., McGregor I.S.: Increased motivation for beer in rats following administration of a cannabinoid CB1 receptor agonist. Eur. J. Pharmacol., 1999; 370: 233-240
[PubMed]  

[32] George D.T., Herion D.W., Jones C.L., Phillips M.J., Hersh J., Hill D., Heilig M., Ramchandani V.A., Geyer C., Spero D.E., Singley E.D., O’Malley S.S., Bishai R., Rawlings R.R., Kunos G.: Rimonabant (SR141716) has no effect on alcohol self-administration or endocrine measures in nontreatment-seeking heavy alcohol drinkers. Psychopharmacology, 2010; 208: 37-44
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[33] Giuffrida A., Beltramo M., Piomelli D.: Mechanisms of endocannabinoid inactivation: biochemistry and pharmacology. J. Pharmacol. Exp. Ther., 2001, 298: 7-14
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[34] Gonzalez S., Fernandez-Ruiz J., Sparpaglione V., Parolaro V., Ramos J.A.: Chronic exposure to morphine, cocaine or ethanol in rats produced different effects in brain cannabinoid CB1 receptor binding and mRNA levels. Drug Alcohol Depend., 2002; 66: 77-84
[PubMed]  

[35] Gonzalez S., Grazia Cascio M., Fernandez-Ruiz J., Fezza F., Di Marzo V., Ramos J.A.: Changes in endocannabinoid contents in the brain of rats chronically exposed to nicotine, ethanol or cocaine. Brain Res., 2002; 954: 73-81
[PubMed]  

[36] González S., Valenti M., De Miguel R., Fezza F., Fernández-Ruiz J., Di Marzo V., Ramos J.A.: Changes in endocannabinoid contents in reward-related brain regions of alcohol-exposed rats, and their possible relevance to alcohol relapse. Br. J. Pharmacol., 2004; 143: 455-464
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[37] Grotenhermen F: Pharmacokinetic and pharmacodynamics of canabinoids. Clin. Pharmacokinet., 2003, 42: 327-360
[PubMed]  

[38] Hansson A.C., Bermudez-Silva F.J., Malinen H., Hyytia P., Sanchez-Vera I., Rimondini R., Rodriguez de Fonseca F., Kunos G., Sommer W.H., Heilig M.: Genetic impairment of frontocortical endocannabinoid degradation and high alcohol preference. Neuropsychopharmacology, 2007; 32: 117-126
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[39] Herkenham M., Lynn A.B., de Costa B.R., Richfield E.K.: Neuronal localization of cannabinoid receptors in basal ganglia of the rat. Brain Res., 1991; 547: 267-274
[PubMed]  

[40] Herkenham M., Lynn A.B., Johnson M., Melvin L.S., de Costa B.R., Rice K.C.: Characterization and location of cannabinoid receptors in the rat brain: a quantitative in vitro autoradiographic study. J. Neurosci., 1991; 11, 563-583
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[41] Herkenham M., Lynn A.B., Little M.D., Johnson M., Melvin L.S., de Costa B.R., Rice K.C.: Cannabinoid receptor localization in brain. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1990; 87: 1932-1936
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[42] Horvath T.L.: Endocannabinoids and the regulation of body fat: the smoke is clearing. J. Clin. Invest., 2003; 112: 323-326
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[43] Howlett A.C., Mukhopadhyay S.: Cellular signal transduction by anandamide and 2-arachidonoylglycerol. Chem. Phys. Lipids, 2000; 108: 53-70
[PubMed]  

[44] Huestis M.A., Gorelick D.A., Heisman S.J., Preston K.L., Nelson R.A., Moolchan E.T., Frank R.A.: Blockade of effects of smoked marijuana by the CB1-selective cannabinoid receptor antagonist SR141716. Arch. Gen. Psychiatry, 2001, 58: 322-328
[PubMed]  

[45] Hungund B.L., Basavarajappa B.S.: Distinct differences in the cannabinoid receptor binding in the brain of C57BL/6 and DBA/2 mice, selected for their differences in voluntary ethanol consumption. J. Neurosci. Res., 2000; 60: 122-128
[PubMed]  

[46] Hungund B.L., Basavarajappa B.S., Vadasz C., Kunos G., Rodriguez de Fonseca F., Colombo G., Serra S., Parsons L., Koob G.F.: Ethanol, endocannabinoids and cannabinoidergic signaling system. Alcohol. Clin. Exp. Res., 2002; 26: 565-574
[PubMed]  

[47] Hungund B.L., Szakall I., Adam A., Basavarajappa B.S., Vadasz C.: Cannabinoid CB1 receptor knockout mice exhibit markedly reduced voluntary alcohol consumption and lack alcohol-induced dopamine release in the nucleus accumbens. J. Neurochem., 2003, 84: 698-704
[PubMed]  

[48] Iversen L., Chapman V.: Cannabinoids: a real prospect for pain relief? Curr. Opin. Pharmacol., 2002; 2: 50-55
[PubMed]  

[49] Jamshidi N., Taylor D.A.: Anandamide administration into the ventromedial hypothalamus stimulates appetite in rats. Br. J. Pharmacol., 2001; 134: 1151-1154
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[50] Johnson B.A.: Update on neuropharmacological treatments for alcoholism: Scientific basis and clinical findings. Rew. Biochem. Pharmacol., 2008; 75: 34-56
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[51] Kano M., Ohno-Shosaku T., Maejima T.: Retrograde signaling at central synapses via endogenous cannabinoids. Mol. Psychiatry, 2002; 7: 234-235
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[52] Kenna G.A.; McGeary J.E.; Swift R.M.: Pharmacotherapy, pharmacogenomics, and the future of alcohol dependence treatment, part 2. Clinical Reviews. Am. J. Health Syst. Pharm., 2004; 15: 2380-2388
[PubMed]  

[53] Klein T.W., Lane B., Newton C.A., Friedman H.: The cannabinoid system and cytokine network. Proc. Soc. Exp. Biol. Med., 2000; 225: 1-8
[PubMed]  

[54] Lallemand F., Soubrie P.H., De Witte P.H.: Effects of CB1 cannabinoid receptor blockade on ethanol preference after chronic ethanol administration. Alcohol Clin. Exp. Res., 2001; 25: 1317-1323
[PubMed]  

[55] Li Y., McGivern R.F., Nagahara A.H., Handa R.J.: Alterations in the estrogen sensitivity of hypothalamic proenkephalin mRNA expression with age and prenatal exposure to ethanol. Brain Res. Mol. Brain Res., 1997; 47: 215-222
[PubMed]  

[56] Maldonado R., Valverde O.: Participation of the opioid system in cannabinoid-induced antinociception and emotional-like responses. Eur. Neuropsychopharmacol., 2003; 13: 401-410
[PubMed]  

[57] Martin B.R.: Identification of the endogenous cannabinoid system through integrative pharmacological approaches. J. Pharmacol. Exp. Ther., 2002; 301: 790-796
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[58] Martin B.R., Compton D.R., Thomas B.F., Prescott W.R., Little P.J., Razdan R.K., Johnson M.R., Melvin L.S., Mechoulam R., Ward S.J.: Behavioral, biochemical, and molecular modeling evaluations of cannabinoid analogs. Pharmacol. Biochem. Behav., 1991; 40: 471-478
[PubMed]  

[59] Martin M., Ledent C., Parmentier M., Maldonado R., Valverde O.: Involvement of CB1 cannabinoid receptors in emotional behaviour. Psychopharmacology, 2002; 159: 379-387
[PubMed]  

[60] Martin S., Manzanares J., Corchero J., García-Lecumberri C., Crespo J.A., Fuentes J.A., Ambrosio E.: Differentia basal proenkephalin gene expression in dorsal striatum and nucleus accumbens, and vulnerability to morphine self administration in Fischer 344 and Lewis rats. Brain Res., 1999; 821: 350-355
[PubMed]  

[61] Naassila M., Pierrefiche O., Ledent C., Daoust M.: Decreased alcohol self-administration and increased alcohol sensitivity and withdrawal in CB1 receptor knockout mice. Neuropharmacology, 2004; 46: 243-253
[PubMed]  

[62] Nestler E.J.: Common molecular and cellular substrates of addiction and memory. Neurobiol. Learn. Mem., 2002; 78: 637-647
[PubMed]  

[63] O’Malley S.S., Krishnan-Sarin S., Farren C., Sinha R., Kreek M.J.: Naltrexone decreasescraving and alcohol self-administration in alcohol-dependent subjects and activates the hypothalamo-pituitary-adrenocortical axis. Psychopharmacology, 2002; 160: 19-29
[PubMed]  

[64] Oliva J.M., Ortiz S., Palomo T., Manzanares J.: Behavioural and gene transcription alterations induced by spontaneous cannabinoid withdrawal in mice. J. Neurochem., 2003; 85: 94-104
[PubMed]  

[65] Ortar G., Ligresti A., De Petrocellis L., Morera E., Di Marzo V.: Novel selective and metabolically stable inhibitors of anandamide cellular uptake. Biochem. Pharmacol., 2003; 65: 1473-1481
[PubMed]  

[66] Ortiz S., Oliva J.M., Perez-Rial S., Palomo T., Manzanares J.: Chronic ethanol consumption regulates cannabinoid CB1 receptor gene expression in selected regions of rat brain. Alcohol Alcohol., 2004; 39: 88-92
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[67] Pandey R., Mousawy K., Nagarkatti M, Nagarkatti P.: Endocannabinoids and immune regulation. Pharmacol. Res., 2009; 60: 85-92
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[68] Parolaro D., Vigano D., Realini N., Rubino T.: Role of endocannabinoids in regulating drug dependence. Neuropsychiatr. Dis. Treat., 2007; 3: 711-721
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[69] Perrot S.: Cannabis: the analgesic and anti-inflammatory medication of the future? Joint Bone Spine, 2004; 71: 7-8
[PubMed]  

[70] Pertwee R.G.: Cannabinoid receptors and pain. Prog. Neurobiol., 2001; 63: 569-611
[PubMed]  

[71] Pertwee R.G.: Pharmacology of cannabinoid CB1 and CB2 receptors. Pharmacol. Ther., 1997; 74: 129-180
[PubMed]  

[72] Pertwee R.G. Ross R.A.: Cannabinoid receptors and their ligands. Prostaglandins Leukot. Essent. Fatty Acids, 2002; 66: 101-121
[PubMed]  

[73] Raitio K.H., Salo O.M., Nevalainen T., Poso A., Järvinen T.: Targeting the cannabinoid CB2 receptor: mutations, modeling and development of CB2 selective ligands. Curr. Med. Chem., 2005; 12: 1217-1237
[PubMed]  

[74] Rodriguez de Fonseca F., Roberts A.J., Bilbao A., Koob G.F., Navarro M.: Cannabinoid receptor antagonist SR141716A decreases operant ethanol self administration in rats exposed to ethanol-vapor chambers. Zhongguo. Yao. Li. Xue. Bao., 1999; 20: 1109-1114
[PubMed]  

[75] Rosner S., Leucht S., Lehert P., Soyka M.: Acamprosate supports abstinence, naltrexone prevents excessive drinking: evidence from a meta-analysis with unreported outcomes. J. Psychopharmacol., 2008, 22: 11-23
[PubMed]  

[76] Serra S., Brunetti G., Pani M., Vacca G., Carai M.A., Gessa G.L., Colombo G.: Blockade by the cannabinoid CB(1) receptor antagonist, SR 141716, of alcohol deprivation effect in alcohol-preferring rats. Eur. J. Pharmacol., 2002; 443: 95-97
[PubMed]  

[77] Soyka M., Koller G., Schmidt P., Lesch O.M., Leweke M., Fehr C., Gann H., Mann K.F. ACTOL Study Investigators.: Cannabinoid receptor 1 blocker rimonabant (SR 141716) for treatment of alcohol dependence: results from a placebo-controlled, double-blind trial. J. Clin. Psychopharmacol., 2008; 28: 317-324
[PubMed]  

[78] Stella N., Schweitzer P., Piomelli D.: A second endogenous cannabinoid that modulates long-term potentiation. Nature, 1997; 388: 773-778
[PubMed]  

[79] Sugiura T., Kondo S., Sukagawa A., Tonegawa T., Nakane S., Yamashita A., Ishima Y., Waku K.: Transacetylase-mediated and phosphodiesterase-mediated synthesis of N-arachidonoylethanolamine an endogenous cannabinoid-receptor ligand, in rat brain microsomes. Comparison with synthesis from free arachidonic acid and ethanolamine. Eur. J. Biochem., 1996; 240: 53-62
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[80] Sullivan J.M.: Cellular and molecular mechanisms underlying learning and memory impairments produced by cannabinoids. Learn. Mem., 2000; 7: 132-139
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[81] Svíženská I., Dubový P., Šulcová A.: Cannabinoid receptors 1 and 2 (CB1 and CB2), their distribution, ligands and functional involvement in nervous system structures – a short review. Pharmacol. Biochem. Behav., 2008; 90: 501-511
[PubMed]  

[82] Tsou K., Brown S., Sanudo-Pena M.C., Mackie K., Walker J.M.: Immunohistochemical distribution of cannabinoid CB1 receptors in the rat central nervous system. Neuroscience, 1998; 83: 393-411
[PubMed]  

[83] Turpault S., Kanamaluru V., Lockwood G.F., Bonnet D., Newton J.: Rimonabant pharmacokinetics in the healthy and obese subjects. Clin. Pharmacol. Ther., 2006; 79: 50

[84] Van der Stelt M., Di Marzo V.: The endocannabinoid system in the basal ganglia and in the mesolimbic reward system: implications for neurological and psychiatric disorders. Eur. J. Pharmacol., 2003; 480: 133-150
[PubMed]  

[85] Vinod K.Y., Yalamanchili R., Thanos P.K., Vadasz C., Cooper T.B., Volkow N.D., Hungund B.L.: Genetic and pharmacological manipulations of the CB1 receptor alter ethanol preference and dependence in ethanol preferring and nonpreferring mice. Synapse, 2008; 62: 574-581
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[86] Vinod K.Y., Yalamanchili R., Xie S., Cooper T.B., Hungund B.L.: Effect of chronic ethanol exposure and its withdrawal on the endocannabinoid system. Neurochem. Int., 2006; 49: 619-625
[PubMed]  

[87] Wang L., Liu J., Harvey-White J., Zimmer A., Kunos G.: Endocannabinoid signaling viaCB1 receptors is involved in ethanol preference and its age-dependent decline in mice. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2003; 100: 1393-1398
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[88] Weerts E.M., Kim Y.K., Wand G.S., Dannals R.F., Lee J.S., Frost J.J., McCaul M.E.: Differences in delta-and mu-opioid receptor blockade measured by positron emission tomography in naltrexon-treated recently abstinent alcohol-dependent subjects. Neuropsychopharmacology, 2008, 33: 653-665
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

Autorki deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Pełna treść artykułu