Streszczenie

Apoptoza to proces śmierci komórki zachodzący pod wpływem różnych bodźców, do których należą m.in. zakażenia wirusowe. Herpeswirusy wykształciły zdolność zarówno hamowania apoptozy, jak i jej indukowania w komórkach gospodarza. Wirusy te potrafią ingerować w szlak zewnętrzny i wewnętrzny apoptozy. Szczególną cechą herpeswirusów jest ustanawianie zakażenia latentnego, podczas którego ekspresja genów wirusowych jest bardzo ograniczona i nie obserwuje się wytwarzania zakaźnych cząstek wirusowych. HSV-1 ustala latencję w neuronach, CMV – w komórkach progenitorowych szpiku kostnego i monocytach, a EBV i HHV-8 w limfocytach B. Badania wykazały, że zakażenia latentne komórek gospodarza zależą także od zahamowania śmierci zakażonych komórek. Kontrola maszynerii apoptotycznej przez wirusy może być istotna dla ich replikacji oraz zapewnienia wytworzenia odpowiedniej liczby wirionów potomnych. W pracy omówiono latentne zakażenia wirusowe i mechanizmy modulacji apoptozy na wybranych przykładach wirusów z rodziny Herpesviridae.

Słowa kluczowe:herpeswirusy • latencja • apoptoza • reaktywacja

Summary

Apoptosis is a process of programmed cell death in response to various stimuli, including virus infection. Herpesviruses have evolved the ability to interfere with apoptosis by its inhibition or activation in host cells. They can interfere with the extrinsic and intrinsic pathways of apoptosis. A special feature of herpesviruses is establishing a latent infection, during which expression of virus genes is strongly restricted and production of infectious virus particles is not observed. HSV-1 establishes latency in neurons, CMV in bone marrow progenitor cells and monocytes, EBV and HHV-8 in B cells. Studies show that latent infections also depend on prevention of the death of the infected cells. Control of apoptosis machinery by viruses may be critical for their reproduction and provision of the adequate yield of progeny virions. The present article summarizes the current knowledge about the latent viral infection and mechanisms of apoptosis modulation by selected viruses from the Herpesviridae family.

Key words:herpesviruses • latency • apoptosis • reactivation

Wykaz skrótów:

ADV – wirus choroby Aujeszky’ego (Aujeszky’s disease virus), AIF – czynnik indukujący apoptozę (apoptosis inducing factor), ANA – antygen jądrowy LANA (latency associated nuclear antigen), BHV-1 – bydlęcy herpeswirus typu 1 (bovine herpesvirus 1), BLIMP1 – czynnik transkrypcyjny BLIMP 1 (B lymphocyte-induced maturation protein 1), c/v-FLIP – komórkowe/wirusowe biał­ko FLIP (cellular/viral FLICE inhibitory protein), EBV – wirus Epsteina-Barr (Epstein-Barr virus), FADD – białko adaptorowe FADD (Fas associated death domain), HHV-1; HSV-1 – ludzki herpeswirus typu 1; wirus opryszczki pospolitej typu 1(human herpesvirus type 1; herpes simplex virus type 1), HHV- 2; HSV-2 – ludzki herpeswirus typu 2; wirus opryszczki typu 2 (human herpesvirus type 2; herpes simplex virus type 2), HHV-3; VZV – ludzki herpeswirus typu 2; wirus ospy wietrznej/półpaśca (human herpesvirus type 3; varicella-zoster virus), HHV-4; EBV – ludzki herpeswirus typu 4; wirus Epsteina-Barr (human herpesvirus type 4; Epstein-Barr virus), HHV-5; CMV – ludzki herpeswirus typu 5; wirus cytomegalii (human herpesvirus type 5; cytomegalovirus), HHV-6; HHV-7 – wirusy rumienia nagłego (gorączka trzydniowa) (human herpesvirus type 6; human herpesvirus type 7), HHV-8; KSHV – ludzki herpeswirus typu 8; wirus mięsaka Kaposiego (human herpesvirus type 8; Kaposi’s sarcoma associated herpesvirus), IAP – białkowy inhibitor apoptozy (inhibitor of apoptosis protein), K-bZIP – regulator transkrypcyjny K-bZIP (KSHV basic zipper), LAT – transkrypt związany z latencją (latency associated transcript), LRP – białko LRP (latency related protein), MIEP – główny promotor genów przedwczesnych (major intermediate early promoter), PCD – programowana śmierć komórki, apoptoza (programmed cell death, apoptosis), RISC – kompleks wyciszający RNA (RNA induced silencing complex), SAPK – kinaza białkowa SAPK (stress activated protein kinase), TNF-α – czynniki martwicy nowotworu alfa (tumor necrosis factor α), TRADD – białko adaptorowe TRADD (TNF receptor associated death domain).

Wprowadzenie

Herpeswirusy są dużymi osłonkowymi wirusami, których genomem jest dwuniciowy DNA o wielkości 120-130 kb. W taksonomii herpeswirusów wyróżniono trzy podrodzi­ny: Alphaherpesvirinae, Betaherpesvirinae, Gammaher­pesvirinae. Herpeswirusy patogenne dla człowieka repre­zentują wszystkie podrodziny Herpesviridae. Do pierwszej podrodziny zalicza się HSV-1 (HHV-1) i HSV-2 (HHV- 2) (wirusy opryszczki pospolitej) oraz HHV-3 (wirus ospy wietrznej i półpaśca VZV). Podrodzinę Betaher­pesvirinae reprezentują: ludzki cytomegalowirus CMV (HHV-5) oraz ludzkie herpeswirusy typu 6 i 7 (HHV-6 i HHV-7). Przedstawicielami Gammaherpesvirinae są na­tomiast wirus Epsteina-Barr (HHV-4) oraz ludzki her­peswirus typu 8 (HHV-8).

Wspólną cechą herpeswirusów jest zdolność do latencji [7], która może być zdefiniowana jako brak zakaźnych cząstek wirusowych w komórce gospodarza z jednoczesną możliwością ich wytwarzania w sprzyjających warunkach [18]. W trakcie latencji cały wirusowy genom znajduje się w komórce, a jego ekspresja jest bardzo ograniczona. Aby dane zakażenie można było zakwalifikować jako zakaże­nie latentne, muszą zostać spełnione dwa warunki. Zaka­żenie musi być trwałe, czyli utrzymane mimo odpowiedzi ze strony układu immunologicznego gospodarza, a także w obliczu innych niesprzyjających sygnałów w środowi­sku komórki. Musi to być zakażenie odwracalne, a więc w określonych okolicznościach dochodzi do reaktywacji wirusa, czyli następuje pełna ekspresja wirusowych genów z jednoczesnym wytwarzaniem wirionów potomnych, co jest określane jako zakażenie produktywne [48]. Latencja jest zjawiskiem swoistym komórkowo, co oznacza, że wirus wywołuje zakażenie latentne tylko w określonych komór­kach. Podział herpeswirusów na podrodziny odzwierciedla ich tropizm do różnych typów komórek gospodarza: alfa­-herpeswirusy ustalają zakażenie latentne głównie w neu­ronach, beta-herpeswirusy – w subpopulacjach komórek hematopoetycznych, natomiast miejscem latencji gamma­-herpeswirusów są limfocty B (tab. 1) [40].

Tabela 1. Komórki docelowe replikacji oraz komórki zakażone latentnie przez herpeswirusy

Opracowano na podstawie [3,10,40]

Jednym z mechanizmów obronnych skierowanych prze­ciwko wewnątrzkomórkowym czynnikom chorobotwór­czym jest programowana śmierć komórki, czyli apoptoza. Podczas apoptozy degradacji ulegają białka i kwasy nukle­inowe zarówno komórki, jak i wirusa, który do niej wtar­gnął. W ten sposób śmierć zakażonej komórki zapobiega rozprzestrzenianiu się zakażenia. W „interesie” wirusów leży więc przeciwdziałanie zniszczeniu komórek, które są miejscem ich replikacji. Co więcej, w przypadku herpeswi­rusów, których główną strategią przetrwania w środowisku jest zdolność do ustalania zakażenia latentnego, możliwość zablokowania śmierci komórki poprzez oddziaływanie na szlaki apoptotyczne odgrywa główną rolę.

W procesie apoptozy można wyróżnić następujące etapy – fazę inicjatorową (wzbudzenia), podczas której komórki otrzymują sygnały, mogące prowadzić do aktywacji szlaków PCD, fazę wykonawczą obejmującą transdukcję sygnału do systemu bezpośrednich wykonawców śmierci oraz zwią­zaną z aktywacją proteaz i ich regulatorów, a także fazę zniszczenia, podczas której aktywne proteazy niszczą struk­tury komórkowe, zarówno bezpośrednio, jak i pośrednio, poprzez aktywację innych enzymów. W tej fazie dochodzi do fragmentacji DNA, rozbicia cytoszkieletu, formowania ciałek apoptotycznych oraz ich fagocytozy przez otacza­jące, nieuszkodzone komórki tkanki lub narządu [15,36].

Modulacja apoptozy podczas zakażenia latentnego

Wirusy w trakcie ewolucji wykształciły mechanizmy in­gerowania w szlaki przebiegu apoptozy, aby w ten sposób dostosować czas życia i śmierci komórki do własnych po­trzeb. Z jednej strony wirusy blokują apoptozę, zapobiega­jąc przedwczesnej śmierci komórki, gdyż ich replikacja jest całkowicie od niej uzależniona. Z drugiej strony niektóre wirusy mają zdolność indukcji apoptozy, aby w ten sposób móc łatwiej rozprzestrzenić się na sąsiadujące komórki, bez wywoływania odpowiedzi zapalnej [24,38]. Mogą rów­nież ingerować w szlaki apoptozy na różnych etapach ich przebiegu. Produkty genów wirusowych mogą wpływać na przekazanie sygnału do komórki, szlak indukcji apoptozy związany z interferonem, a ponadto mogą stanowić ho­mologii białek Bcl-2, inhibitory kaspaz, manipulatory cy­klu komórkowego, regulatory stresu oksydacyjnego, kinazy białkowe, czynniki transkrypcyjne i czynniki działające na siateczkę śródplazmatyczną, aby mieć możliwość efektyw­nego namnożenia się w komórce (ryc. 1) [24].

Ryc. 1. Schemat ingerencji herpeswirusów w szlaki apoptotyczne. Wirusy i produkty genów wirusowych promujące apoptozę są oznaczone na zielono, natomiast hamujące apoptozę na czerwono. Opracowanie własne na podstawie [24]

Latencja wirusa herpes simplex typu 1

Wirus opryszczki pospolitej (herpes simplex virus – HSV-1) po wniknięciu do organizmu, odbywającym się na ogół przez bezpośredni kontakt błony śluzowej przedsionka jamy ustnej, replikuje się w komórkach nabłonkowych i wnika do zakoń­czeń neuronów czuciowych w pobliżu miejsca pierwotnej replikacji. Wirion HSV-1 poprzez transport aksonalny prze­mieszcza się do ciała komórek nerwowych umiejscowionych w zwoju nerwu trójdzielnego [7]. Ustanowienie zakażenia latentnego wiąże się z wygaszeniem ekspresji genów przed­wczesnych, odpowiedzialnych za aktywację pozostałych ge­nów. Prawdopodobnie odbywa się to na skutek utraty funk­cji białka VP16 lub zablokowania genów przedwczesnych, mimo obecności funkcji VP16. Białko to jest składnikiem tegumentu wirusa i wraz z białkami komórkowymi: HCF-1 (host cell factor-1) i Oct odpowiada za uruchomienie pełnej ekspresji genów wirusowych [40]. Najnowsze doniesienia [11] wskazują również na rolę układu immunologicznego w procesie ustanowienia latencji. Dowiedziono, iż interfe­ron alfa jest konieczny do skutecznego ustanowienia latencji przez herpeswirusy.

Zakażenie latentne polega na przetrwaniu genomu wiru­sowego w komórce oraz utrzymaniu komórki przy życiu. Jedynym transkryptem wykrywanym w latentnie zakażo­nej komórce jest transkrypt związany z latencją (latency associated transcript – LAT). Jego promotor ma miejsca wiązania dla czynników transkrypcyjnych swoistych dla neuronów oraz – w przeciwieństwie do promotorów ge­nów uczestniczących w fazie litycznej – jest powiązany z histonami wykazującymi cechy aktywnej transkrypcyj­nie euchromatyny. Dotąd nie wykazano, aby LAT kodo­wał jakiekolwiek białko. Raczej uznaje się, że LAT jest przekształcany w cząsteczki miRNA i przynajmniej jedna z nich ma zdolność do wyciszania mRNA kodowanych przez przedwczesny gen ICP0, który może indukować eks­presję innych genów wirusowych i w ten sposób aktywować cykl lityczny [40].

LAT wykrywany jest głównie w jądrze komórkowym, ale jest także obecny w cytoplazmie, związany z poliryboso­mami lub czynnikami odpowiadającymi za splicing. Locus LAT koduje małe niekodujące RNA, które mogą odpowia­dać za regulację ekspresji genów. LAT miR-H6 zmniejsza stężenie białka ICP4, natomiast LAT miR-H2-3p zmniej­sza stężenie białka ICP0. Oba rodzaje miRNA nie mają wpływu na poziom cząsteczek mRNA, które je kodują. Blokowanie syntezy białek ICP0 i ICP4 przez miRNA sugeruje, że mogą być ważne w ustanowieniu lub utrzy­maniu zakażenia latentnego [41].

Istotną rolę w reaktywacji zakażenia latentnego HSV-1 odgrywa odpowiedź centralnego i obwodowego układu nerwowego na uraz, stres czy immunosupresję. Stres pod­wyższa poziom kortykosteroidów, które z kolei wpływają na aktywność neuronów. Stwierdzono, że deksametazon, syntetyczny kortykosteroid, aktywuje ekspresję genów wi­rusowych i stymuluje miejsce replikacji HSV-1 (ori-L) w komórkach nerwowych [41].

Białkiem najczęściej uznawanym za induktora reaktywacji jest ICP0. Na modelach zwierzęcych dowiedziono, iż wiru­sy z mutacją w tym genie wyraźnie nie wykazują zdolności do reaktywacji. Bezpośrednim zdarzeniem rozpoczyna­jącym reaktywację jest prawdopodobnie ekspresja białka VP16 de novo, na skutek aktywacji jego promotora pod wpływem czynników stresowych [40].

Jak już wcześniej wspomniano, główną rolę w ochronie komórki przed bodźcami apoptotycznymi podczas laten­cji zapewnia LAT. Główny LAT (major LAT – mLAT) obejmuje transkrypt o długości 8,3 kb zaczynający się od 118803 nukleotydu do miejsca poliadenylacji – 127140 nukleotyd [2]. Pierwotny 8,3 kb LAT ulega splicingowi, dając stabilny 2,0 kb intron z dosyntetyzowanym ogon­kiem polyA [31,39]. Badania wykazały, iż LAT wpływa na akumulację transkryptów (Bcl-XL i Bcl-XS), których białka biorą udział w regulacji apoptozy. Hamuje akumula­cję proapoptotycznego Bcl-XS, co wskazuje, że LAT nasila splicing Bcl-X w kierunku antyapoptotycznego Bcl-XL lub stabilizuje Bcl-XL RNA i jednocześnie destabilizuje Bcl-XS RNA [39]. Badania Li i wsp. [31], wskazują na in­terakcje sekwencji kodowanych przez LAT (bezpośrednio lub pośrednio) z białkową kinazą serynowo-treoninową Akt, znaną także jako kinaza białkowa B (protein kinase B – PKB). Wpływa m.in. na fosforylację Akt (seryna 473) podczas indukcji apoptozy, wywołanej niedoborem suro­wicy w komórkach mysiej neuroblastomy.

Podczas zakażenia produktywnego HSV-1 bardzo ważną rolę pełni wirusowa kinaza serynowo-treoninowa Us3, któ­ra fosforyluje białka w obrębie sekwencji bogatych w ar­gininę. We współpracy z Us5 silnie hamuje apoptozę za­indukowaną zarówno aktywacją receptora Fas, jak i pod wpływem promieniowania UV [24,38]. Przypisuje się jej także inne role, takie jak: regulacja opuszczania jądra przez nukleokapsydy wirusa czy obniżenie ilości osłonkowej gli­koproteiny B na powierzchni komórki [35,45]. Kinaza białkowa Us3 może także powodować hiperfosforylację deacetylazy histonowej 2, która wycisza transkrypcję wi­rusowego DNA, a w efekcie replikację wirusa, powodując deacetylację lizyny w ogonkach histonowych, co skutkuje kondensacją chromatyny [53]. Mechanizm działania kina­zy Us5 nie został jeszcze poznany, za to dowiedziono, że w zakażonych komórkach jest umiejscowiona w różnych strukturach błonowych i może wpływać na generowanie reaktywnych form tlenu, których wpływ na apoptozę jest złożony (zarówno pro- jak i antyapoptotyczny) [4]. Eks­presja Us5 chroni przed apoptozą indukowaną granzymem B i aktywacją receptora Fas [21]. Ochronę przed śmiercią komórki zapewnia także podjednostka R1 reduktazy rybo­nukleotydowej występująca zarówno u HSV-1 jak i HSV-2. Chroni ona komórkę przed apoptozą spowodowaną przez TNF-α i FasL pod wpływem oddziaływania z kaspazą 8. Dokładniejszy mechanizm działania został zaproponowany dla podjednostki R1 należącej do HSV-2 [14]. Ostatnim już białkiem uczestniczącym w ochronie komórki przed apoptozą jest glikoproteina D, która dodatkowo odgrywa ważną rolę w procesie przenikania HSV-1 do komórki gospodarza. Badania nad tą glikoproteiną wskazują, że ma ona oddzielne domeny pełniące dwie różne funkcje: wnik­nięcie do komórki i hamowanie apoptozy [55].

Aubert i wsp. [5], zaproponowali nowy mechanizm za­pobiegający śmierci komórki przez HSV-1. Wykazali, że HSV-1 hamuje apoptozę zakażonych ludzkich komórek nabłonkowych przez niedopuszczenie do uwolnienia cy­tochromu c z mitochondrium niezależnie od aktywacji kaspaz. Mechanizm tego zjawiska opiera się na blokowa­niu translokacji proapoptotycznego białka Bax do mito­chondriów.

HSV-1 poza blokowaniem programowanej śmierci ko­mórki, ma także zdolność wytwarzania czynników, mogą­cych indukować apoptozę w komórkach układu immuno­logicznego – limfocytach T, limfocytach B, makrofagach i komórkach dendrytycznych [21,27]. Apoptoza w ko­mórkach dendrytycznych przez HSV-1 jest spowodowana przez obniżenie ekspresji komórkowych białek blokujących aktywację kaspazy 8 – cFLIP (na poziomie białka przez wirusowe lub komórkowe proteazy), a także zmniejszenie ekspresji LAT [27,33]. Mechanizm wywołania apoptozy w limfocytach T nie jest do końca wyjaśniony, ale odkryto, że wirus opryszczki podczas infekcji blokuje transdukcję sygnału spowodowaną aktywacją receptora TcR [21].

Latencja wirusa cytomegalii

cMV powoduje długotrwałe zakażenie latentne komó­rek hematopoetycznych linii mieloidalnej. Dzięki technice PCR, DNA tego wirusa wykryto w komórkach o fenotypie CD34 i CD33 w szpiku, a także w jednojądrzastych ko­mórkach krwi obwodowej o fenotypie CD14 [47]. Badania Reevesa i wsp. [44] wykazują, że CMV występuje także w progenitorowych komórkach dendrytycznych pocho­dzących z linii mieloidalnej.

Ustanowienie latencji jest bezpośrednio związane z proce­sem wyciszenia genów przedwczesnych. Ekspresja genów wirusa cytomegalii, podobnie jak innych herpeswirusów, następuje w sposób kaskadowy. Głównymi transaktywa­torami ekspresji genów są białka IE1 oraz IE2 [47]. Eks­presja obu białek pozostaje pod kontrolą głównego pro­motora genów przedwczesnych (major intermediate early promoter – MIEP), który jest uzależniony od białka pp71 będącego składnikiem tegumentu. Po zakażeniu komór­ki pp71 przemieszcza się do jądra komórkowego i akty­wuje MIEP przez inaktywację komórkowych mechani­zmów obronnych wyciszających ekspresję genów CMV, co umożliwia replikację lityczną. Szczególnym wydarzeniem w przeciwdziałaniu temu procesowi jest degradacja białka Daxx zaindukowana przez pp71. Jak wcześniej wspomnia­no, podczas ustanawiania latencji nie dochodzi do ekspresji genów przedwczesnych CMV. Przypuszczalnie następuje to w wyniku utraty funkcji przez pp71, blokowanie IE lub kombinację obu mechanizmów. Wydaje się, iż w popula­cji komórek CD34⁺ oba mechanizmy są wykorzystywane, a degradacja Daxx przez pp71 jest niemożliwa ze wzglę­du na brak transportu pp71 do jądra komórkowego [40].

Utrzymanie latencji przez CMV jest słabo poznane. W przeciwieństwie do innych beta-herpeswirusów, które mają zdolność insercji genomu do genomu komórkowe­go, genom CMV w czasie latencji jest episomalną, kolistą cząsteczką [40].

Podczas latencji CMV ekspresji ulega tylko kilka genów, do których należą CLTs, US28, vIL-10, LUNA i UL138. CLTs (CMV latency transcripts) są sensownymi i antysensownymi cząsteczkami RNA mogącymi ulegać translacji. US28 jest receptorem dla chemokiny, którego rola w latencji nie została jeszcze zbadana. vIL-10 jest wirusowym analogiem IL-10, która może zapewniać ochronę przed nadzorem immuno­logicznym. LUNA (latency unidentified nuclear antigen) stanowi ramkę odczytu kodowaną przez transkrypt anty­sensowny do regionu genomu UL81-UL82. LUNA może być białkiem funkcjonalnym, a transkrypt ma możliwość regulacji ekspresji pp71 de novo (pp71 kodowany jest przez gen UL82). UL138 koduje białko niezbędne do utrzymania latencji [40]. Wykazano, iż przerwanie sekwencji kodującej tego genu uniemożliwiło ustanowienie latencji i doprowa­dziło do produktywnej replikacji wirusa. Gen ten koduje trzy transkrypty, z których otrzymywanych jest następnie kilka białek (pUL133, pUL135, pUL136, pUL138), co dowodzi, że może być genem odpowiadającym za koordynację eks­presji genów odpowiedzialnych za latencję [19].

Różnicowanie się monocytów krwi obwodowej prowa­dzi do powstania fenotypu pozwalającego na infekcję, a w komórkach, które przetrzymywały genom wirusowy w stanie utajonym umożliwia to indukcję ekspresji genów przedwczesnych. Sugeruje to, że ekspresja genów przed­wczesnych jest zależna od stopnia zróżnicowania komórki. Procesowi różnicowania towarzyszy wzrost poziomu akty­watorów MIEP i dlatego wydaje się prawdopodobne, że stan latencji CMV jest uzależniony od równowagi między aktywatorami i represorami genów przedwczesnych tego wirusa. Zmiany zachodzące podczas różnicowania się mo­nocytów w makrofagii prowadzą do obniżenia poziomu represorów i wzrostu poziomu aktywatorów, co uaktywnia MIEP, ekspresję genów przedwczesnych oraz pozostałych, co z kolei skutkuje reaktywacją i uwolnieniem zakaźnych cząstek wirusowych [47].

Indukcja reaktywacji CMV jest procesem nie do końca poznanym. Zaproponowano dwa modele:
• ekspresję de novo komórkowych czynników transkrypcyj­nych swoistych dla MIEP po różnicowaniu lub
• syntezę de novo białka pp71 [40].

CMV ma dwa geny przedwczesne, których produkty w spo­sób niezależny blokują apoptozę. IE1 i IE2 są czynnikami transkrypcyjnymi; IE2 wiążą się z białkami oddziałującymi z sekwencjami TATA box – pRb i p53. Wykazano, że IE2 hamuje aktywność transkrypcyjną p53, co może świadczyć o jego zdolności do zapobiegania śmierci komórki [38]. Naj­lepiej scharakteryzowanym czynnikiem CMV jest produkt genu UL37, znany jako vMIA (viral mitochondria localized inhibitor of apoptosis), który hamuje apoptozę indukowa­ną różnymi bodźcami (np. aktywacja receptora śmierci czy substancje cytotoksyczne). Mimo że vMIA nie wykazuje żadnego strukturalnego podobieństwa do Bcl-2, zapobiega permeabilizacji błony mitochondrialnej na poziomie mito­chondrium poprzez neutralizację Bax [16].

Inny gen CMV – UL36 koduje wirusowy inhibitor akty­wacji kaspazy 8 (viral inhibitor of caspase 8 activation – vICA), który blokuje apoptozę indukowaną aktywacją receptora Fas przez wiązanie się do prodomeny kaspazy 8 i uniemożliwienie autoproteolitycznej aktywacji. Ostatnio odkryto inny mechanizm, który opiera się na interakcji 2,7 kb wirusowego RNA (β2,7) z kompleksem I łańcucha oddechowego. Zapobiega to uwolnieniu z mitochondrium podjednostki GRIM-19 kompleksu I [16].

Latencja wirusa Epsteina-Barr

Podczas zakażenia wirusem Epsteina-Barr (Epstein-Barr Virus – EBV), w fazie latentnej mogą wystąpić trzy różne modele ekspresji genów, dzięki czemu wyróżnia się trzy typy latencji. Pierwszy typ latencji charakteryzuje się eks­presją EBNA-1 (Epstein-Barr nuclear antigen 1) oraz małe niekodujących RNA – EBER1 i EBER2 (EBV En­coded small RNA). Ten model ekspresji genów występu­je w przypadku chłoniaka Burkitta. W latencji drugiego typu poza EBNA i EBER występują dodatkowo błonowe antygeny LMP-1, LMP-2A, LMP-2B (latent membra­ne protein). Jest on charakterystyczny dla takich chorób jak: rak nosogardzieli, chłoniak Hodgkina i chłoniak T­-komórkowy. Podczas utajenia typu trzeciego, występu­jącego w przebiegu chorób limfoproliferacyjnych związa­nych z immunosupresją dochodzi do ekspresji: EBNA-1, EBNA-2, EBNA-3A, EBNA-3B, EBNA-3C, EBNA-LP, trzech białek błonowych – LMP-1, LMP-2A i LMP-2B oraz dwóch EBERs. Ponadto we wszystkich typach latencji występują jeszcze transkrypty z regionu BamH1A genomu wirusa, których funkcja nie jest znana [8].

Wirus Epsteina-Barr wykrywany jest w krwi obwodowej głównie w spoczynkowych limfocytach B. Można go wy­kryć także w limfocytach Th1 oraz rzadko w monocytach. Po ustanowieniu latencji w spoczynkowych limfocytach B przedostaje się do puli komórek B pamięci. Obecność EBV stwierdzono w:
• limfocytach B (CD19+, sIgD+), które wykazują fenotyp limfoblastów oraz typ III latencji;
• ośrodkach namnażania limfocytów B (typ II latencji);
• proliferujących limfocytach B pamięci (typ I latencji) oraz
• komórkach plazmatycznych, w których EBV uruchamia cykl lityczny. Genom wirusa przechodzi do jądra komór­kowego, gdzie staje się kolistą cząsteczką funkcjonującą jako episom [48].

Po pierwotnej infekcji w limfocytach B dochodzi do usta­nowienia w nich zakażenia latentnego. Przynajmniej trzy geny fazy litycznej ulegają ekspresji po latentnej infekcji spoczynkowych limfocytów B. Należą do nich homologii białek Bcl-2: BALF1 i BHRF1 oraz białko BZLF1. Dwa pierwsze geny kodują czynniki o aktywności antyapopto­tycznej. Gen BZLF1 koduje białko Z, które jest czynni­kiem transkrypcyjnym zaangażowanym w aktywację kolej­nych klas genów podczas zakażenia litycznego. Rola białka Z podczas ustalania latencji jest odmienna od funkcji, jaką pełni w trakcie reaktywacji, podczas której uruchamia eks­presję wczesnych i późnych genów oraz aktywuje miejsce ori podczas zakażenia produktywnego. Podczas ustanawiania zakażenia latentnego ekspresja genów wczesnych i późnych pozostaje wyciszona, mimo obecności białka Z, co tłumaczy się brakiem metylacji genomu EBV na początku zakażenia. Białko Z wykazuje zdolność silniejszego wiązania się z me­tylowanym DNA w porównaniu do DNA niemetylowanego, co z kolei zwiększa aktywność metylowanych promotorów. Podczas ustanawiania latencji genom wirusa jest niemetylo­wany, więc białko Z nie jest w stanie włączyć ekspresji białek wczesnych i późnych [40,48]. Główną rolę w ustaleniu la­tencji pełni ZIIR, który jest elementem cis-regulatorowym promotora genu białka Z. Przyłączenie się do niego czyn­nika komórkowego (do tej pory niepoznanego) powoduje wyciszenie genu BZLF1 [54]. Innym białkiem wirusowym, ważnym w indukcji fazy litycznej, jest białko R kodowane przez gen BRLF1. Jest ono czynnikiem transkrypcyjnym, który w przeciwieństwie do Zta aktywuje promotory nie­metylowane [40,48]. Ostatnie doniesienia wskazują na rolę białka tegumentu EBV jako niezbędnego czynnika, biorą­cego udział w ustanowieniu zakażenia latentnego. Białkiem tym jest BNRF1, które wiąże się do komórkowego białka Daxx oraz rozkłada kompleksy Daxx i ATRX (alpha thalas­semia/mental retardation syndrome X-linked). Oba te białka hamują ekspresję wirusowych genów [51]. Badania Kruga i wsp. [28] nad mysim gamma-herpeswirusem 68 (γHV68) ustalającym zakażanie latentne podobnie jak EBV w limfo­cytach B, wskazują na podstawową rolę NF-κB w ustano­wieniu latencji u gamma-herpeswirusów.

Wirus Epsteina-Barr transformuje i powoduje immorta­lizację limfocytów B, tworząc w ten sposób limfoblasto­idalne linie komórkowe. Komórki te ulegają podziałom, więc musi być zapewniona replikacja wirusowego genomu i przekazanie go do komórek potomnych w stanie latencji [40]. W latentnie zakażonych komórkach zidentyfikowano 9 wirusowych białek oraz kilka wirusowych, niekodują­cych RNA. Wirusowe białka występujące w trakcie latencji można podzielić na dwie zasadnicze grupy: 6 antygenów ją­drowych (EBNAs) oraz 3 antygeny błonowe (LMPs) [48].

We wstępnej fazie zakażenia wirusem Epsteina-Barr, trans­krypcja genu EBNA jest inicjowana przez promotor Wp. W genomie wirusa występuje wiele kopii tego promoto­ra, a jego funkcją jest uruchamianie transkrypcji EBNA w nowo zainfekowanych, spoczynkowych limfocytach B. Pierwszymi białkami ulegającymi ekspresji są EBNA-LP i EBNA2, które przełączają ekspresję na inny promotor, nazywany promotorem Cp, odpowiadający za ekspresję pozostałych białek EBNA. Alternatywnym promotorem jest promotor Qp, którego transkrypty ulegają splicingowi wyłącznie do EBNA1, z jednoczesnym pominięciem biał­ka EBNA3. W przeciwieństwie do promotorów Wp i Cp, promotor Qp nie zawiera sekwencji TATA, co wydaje się zjawiskiem podobnym dla promotorów genów houseke­eping. Sugeruje to, że może pełnić on funkcję dodatkowe­go promotora gwarantującego ekspresję EBNA1 podczas braku inicjacji transkrypcji z promotora Cp i/lub Wp [40].

Ważnym białkiem, będącym produktem transkryptów pro­motora Cp, jest EBNA-1, które odgrywa główną rolę w la­tencji przez wiązanie się z sekwencjami oriP i inicjowanie replikacji episomalnego DNA. Replikacja dokonana jest z udziałem głównie enzymów komórkowych i dokonuje się wspólnie z replikacją DNA komórkowego. Dodatkowo EBNA-1 pełni ważną funkcję w segregacji DNA w dzielą­cych się komórkach dzięki wiązaniu się z chromosomami metafazowymi [48].

Poszczególne typy latencji są wyrażone poprzez alter­natywne konformacje chromatyny. Badania wykazały, iż wzmacniacz transkrypcyjny znajdujący się w miejscu oriP tworzy stabilną pętlę z jednym z dwóch różnych promoto­rów. W pierwszym typie latencji oriP tworzy pętlę z aktyw­nym promotorem Qp, natomiast w trzecim typie latencji z aktywnym promotorem Cp. W tworzeniu pętli istotną rolę pełni CTCF (CCCTC binding factor) [49]. Ponadto CTCF zapobiega dryftowi epigenetycznemu [50].

Reaktywacja EBV następuje, gdy zakażone limfocyty B pamięci podczas stymulacji antygenem różnicują się w ko­mórki plazmatyczne. Wydaje się, że istotną rolę we włą­czeniu litycznej ekspresji genów odgrywa aktywacja ko­mórkowych czynników transkrypcyjnych BLIMP1 (B lymphocyte-induced maturation protein 1) i XBP-1 (X-box binding protein 1), następująca po różnicowaniu. Absolutnie niezbędne jest w czasie reaktywacji białko Z, które skutecznie aktywuje ekspresję wirusowych genów wczesnych i przedwczesnych. Jego ekspresja w czasie laten­cji jest blokowana przez komórkowe białka Zeb. Badania wskazują, że podczas różnicowania limfocytów B poziom mRNA kodujących białka Zeb spada po utworzeniu ko­mórek plazmatycznych. Z ostatnich badań wynika, iż do indukcji ekspresji białka Z niezbędne jest także urucho­mienie de novo ekspresji genów wirusowych. Przypuszcza się, że jego ekspresja może być uruchomiona przez synte­tyzowane de novo białko tegumentu BNRF1 [40].

Wirus Epsteina-Barr wytwarza wiele białek związanych z kontrolą programowanej śmierci komórki, zwłaszcza podczas zakażenia latentnego. Jednym z nich jest antygen błonowy LMP-1, który działa antyapoptotycznie przez podwyższenie ekspresji białek Bcl-2, a ponadto może in­gerować w kaskadę sygnalną zainicjowaną aktywacją re­ceptora dla TNF-α oraz receptora Fas. LMP-1 hamuje apoptozę indukowaną białkiem p53 na skutek zwiększe­nia ilości białka A20, które jest komórkowym czynnikiem blokującym apoptozę. A20 wpływa na zewnętrzny szlak apoptozy poprzez wiązanie się do TRAF (TNFR asso­ciated factor) 1 i 2. Heteroagregaty TRAF 1 i TRAF 2 wiążą się z LMP-1 i takie kompleksy powodują rekrutację białek IAP sprzyjających przeżyciu komórki [38]. Antygen błonowy LMP-1 został uznany za główny czynnik powo­dujący immortalizację limfocytów B w trakcie zakażenia latentnego [48].

Inne białka tego wirusa będące antygenami jądrowymi EBNA A oraz EBNA C, lecz nie EBNA B mogą obni­żyć ekspresję białka z rodziny Bcl-2 zawierającego wy­łącznie domenę BH3 – białka Bim i w ten sposób obni­żyć podatność komórek gospodarza na apoptozę. Ponadto udowodniono, że EBNA LP może nie tylko wpływać na transkrypcję genów gospodarza, ale również oddziałuje z „maszynerią” apoptotyczną. Zasugerowano, że EBNA LP może wchodzić w interakcje z Bcl-2, mimo aktywno­ści białka HAX1 (HCLS1 associated protein X1), mi­tochondrialnego inhibitora apoptozy regulowanego przez Omi/HtrA2 [16].

Modulacja apoptozy przez EBV jest możliwa również dzię­ki BALF1 i BHRF1, które są podobne pod względem se­kwencji i struktury do Bcl-2. O ile BHRF1 wyraźnie przy­pomina Bcl-2 pod względem pełnionej funkcji, o tyle rola BALF1, który jest zdolny do interakcji z Bax i Bak, wydaje się kontrowersyjna. Badania z wykorzystaniem mikroskopii immunoelektronowej wskazały, że BHRF1 gromadzi się razem z Bcl-2 w zewnętrznej błonie mitochondrialnej. C­-końcowy fragment BHRF1, odpowiedzialny za umiejsco­wienie tego białka w wewnętrznych błonach komórkowych, wykazuje wysoki stopień homologii z kilkoma członkami rodziny białek Bcl-2: Bcl-2 (38%), Bcl-XL (32%) oraz Bax (34%). BHRF1 w przeciwieństwie do Bcl-2 czy Bcl-XL nie jest w stanie hamować działania białek zawierających domenę BH3, przypuszczalnie ze względu na brak miej­sca wiążącego tę domenę. Mimo to, skutecznie zapobiega permeabilizacji błony mitochondrialnej i apoptozie indu­kowanej przez aktywację receptorów śmierci, aktywację c­-myc, granzym B, zakażenia wirusowe, uszkodzenie DNA, promieniowanie gamma i wiele chemicznych induktorów apoptozy. Ponadto hamuje apoptozę spowodowaną TRA­IL (TNF related apoptosis inducing ligand), poprzez za­pobieganie permeabilizacji błony mitochondrialnej przez aktywowany proteolitycznie Bid [16].

EBV ma także możliwość regulacji apoptozy przez małe cząsteczki niepoliadenylowanego RNA – EBER1 i EBER2. Uczestniczą one w ochronie przed apoptozą indukowaną IFN-α przez blokowanie szlaku białkowej ki­nazy R (protein kinase R – PKR), w komórkach chłoniaka Burkitta. EBER zapewnia także ochronę komórki przed apoptozą spowodowaną aktywacją receptora Fas [37].

Latencja ludzkiego herpeswirusa typu 8

Ludzki herpeswirus typu 8 (HHV-8) ustanawia zakażenia latentne w limfocytach B, w których jego genom w trakcie latencji występuje w jądrze komórkowym w postaci kolistej, dwuniciowej cząsteczki DNA związanej z białkami histo­nowymi. Podczas ustanawiania latencji ważną rolę odgrywa odporność nieswoista, która hamuje ekspresję genów wiru­sowych i replikację wirusa. Głównymi czynnikami związa­nymi z hamowaniem replikacji wirusa są IFN-α (blokuje inicjację replikacji) i IFN-γ (blokuje końcowe etapy repli­kacji). Ponadto wyciszenie ekspresji genów wirusowych jest wywoływane przez modyfikacje histonów. W regionie genomu ulegającym ekspresji podczas latencji obserwuje się zmniejszone hamowanie modyfikacji H3K27-me3 w po­równaniu z resztą genomu [42].

Podczas zakażenia latentnego HHV-8 ekspresji ulega­ją LANA (latency associated nuclear antigen), vCyklina, vFLIP oraz zestaw 25 dojrzałych cząsteczek miRNA po­chodzących z 12 prekursorowych microRNA (miR-K1­-K12) oraz białka należące do rodziny kaposin [42,48].

Ludzki herpeswirus typu 8, tak jak w przypadku EBV utrzymuje się w komórce i jest przekazywany do komórek potomnych w trakcie podziału. Za utrzymanie i segregację wirusowego materiału genetycznego w limfocytach B jest odpowiedzialny antygen jądrowy LANA, którego C-koń­cowa domena ma swoiste sekwencje wiążące się z końco­wymi powtórzeniami wirusowego DNA. Zadaniem LANA jest zainicjowanie syntezy DNA z miejsca oriP oraz roz­dzielenie powielonego DNA do komórek potomnych po podziale dzięki zdolności wiązania się do chromosomów metafazowych. Funkcja ta jest niezwykle ważna do utrzy­mania latencji w szybko dzielących się komórkach. Dodat­kowo LANA spełnia inne funkcje bezpośrednio związane z utrzymaniem zakażenia latentnego, do których należą: promowanie wzrostu i przetrwania komórki poprzez inhi­bicję białka p53 i pRb, a także bierze udział w blokowaniu ekspresji genów litycznych. Innym czynnikiem, ważnym podczas latencji jest v cyklina, która sprzyja utrzymaniu zakażenia latentnego przez promowanie proliferacji ko­mórek. Wykazano, iż v cyklina tworzy aktywny kompleks z komórkowym białkiem CDK6, co w efekcie prowadzi do progresji cyklu komórkowego poprzez fosforylację pRb [42,48].

Głównym czynnikiem zapobiegającym apoptozie jest wi­rusowy analog komórkowych białek hamujących aktywa­cję prokaspazy 8, są to tzw. vFLIP (K13). Białko K13 od­powiada za długotrwałe przeżycie zakażonych komórek, a jego obecność w komórce sprzyja aktywacji NF-κB przez częściowo odrębne szlaki, które prowadzą do zmniejszenia wrażliwości komórki na indukcję apoptozy przez szlak ze­wnętrzny i wewnętrzny oraz zmniejszenia ekspresji cytokin (IL-6, IL-8) [16,42,48].

Ponadto w ochronie komórki przed apoptozą bierze udział kaposina A, która wchodzi w interakcje z septyną 4, uwa­żaną za domniemany aktywator kaspazy 3 [48].

Reaktywacja wirusa zachodzi pod wpływem czynników, takich jak: hipoksja, zakażenie wirusem niedoboru od­porności (human immunodeficiency virus – HIV) i inne zakażenia, stan zapalny oraz stres oksydacyjny. Genami niezbędnymi w trakcie reaktywacji i mającymi na celu uru­chomienie produktywnego cyklu replikacyjnego HHV-8 są geny natychmiastowo wczesne i wczesne: Rta, Mta oraz K-bZIP, których zadaniem jest regulacja ekspresji pozo­stałych genów wirusowych [42].

Podczas zakażenia produktywnego ochronę przed apopto­zą zapewnia gen ORF16, który koduje homolog białka Bcl- 2, białko KSBcl-2, wykazujące niewielkie podobieństwo sekwencji (15-20%) do białek takich jak: Bcl-2, Bcl-XL, Bax, Bak i BHRF1. Wydaje się interesujące, że znaczące podobieństwo w sekwencji aminokwasowej tego białka dotyczy domen BH1 i BH2, ale nie BH3. Przypuszcza się, że odmienność pod względem struktury i sekwencji w po­równaniu do Bcl-2 wynika z tego, że KSBcl-2 nie ulega hetero- ani homodimeryzacji z innymi członkami rodzi­ny białek Bcl-2, co może sugerować, że w trakcie ewolucji KSBcl-2 może uniknąć negatywne efekty regulatorowe proapoptotycznych białek z rodziny Bcl-2. Innym białkiem mającym ograniczoną homologię z Bcl-2 jest glikoproteina K7, strukturalnie związana z wariantem splicingu ludzkiej surwiwiny, inhibitorem apoptozy. K7 wydajnie zapobiega apoptozie zaindukowanej aktywacją receptorów śmierci, nadekspresją Bax i stresem ER wywołanym tapsygargi­ną. K7 podobnie jak białkowe inhibitory apoptozy (IAP) wiąże i w ten sposób hamuje kaspazę 3 przez swoją dome­nę BIR. Antyapoptotyczne działanie białka K7 zależy od domeny BH2, która pośredniczy w interakcjach z Bcl-2. Wydaje się, że mechanizm ten polega na łączeniu kaspaz efektorowych i Bcl-2, co prowadzi do inhibicji kaspaz przez białka Bcl-2 [16].

Innym czynnikiem antyapoptotycznym, kodowanym przez HHV-8, jest mitochondrialne białko K15. Gen K15 składa się z 8 alternatywnie składanych eksonów i koduje białka membranowe ze zróżnicowaną liczbą domen transmem­branowych oraz C-końcowym regionem z domniemanym miejscem wiązania dla domen homologicznych z kinazą tyrozynową Src: SH2 (Src homology) i SH3. Kodowa­ne przez HHV-8 białko o masie cząsteczkowej 45 kDa, składające się ze wszystkich 8 eksonów i zawierające 12 domen transmembranowych uczestniczy w regulacji eks­presji genów gospodarza ze względu na możliwość akty­wacji kilku kinaz sygnałowych (JNK, ERK) oraz czyn­ników transkrypcyjnych (NF-κB oraz activatorprotein 1 – AP1). Krótsze warianty białka K15 wielkości 35 i 23 kDa, zawierające domniemane obszary C-końcowe MTS (mitochondrial targeting sequence), umiejscowiają się w mitochondrium i ER. Te izoformy genu K15 oddzia­łują z HAX-1 [16]. Blokowanie apoptozy przez HHV-8 odbywa się również dzięki onkoproteinie K1, która łą­czy się z receptorem Fas i w ten sposób zaburza indukcję apoptozy zainicjowanej przez FasL [6]. Ekspresja białka K1 występuje także w trakcie latencji, jednak jego poziom w komórce jest niezwykle niski i zwiększa się podczas cy­klu litycznego [48].

HHV-8 jest zdolny regulować ekspresję genów gospo­darza poprzez wirusowy miRNA, który przyłącza się do mRNA, aby w ten sposób oznaczyć transkrypt jako cel dla kompleksu RISC (RNA induced silencing complex), degradującego mRNA. Wykazano, że miR-K10a kodo­wany przez HHV-8 wycisza ekspresję TWEAKR (tumor necrosis factor like weak inducer of apoptosis), co wydaje się ważne przy hamowaniu apoptozy w odpowiedzi na sty­mulację cytokinami w komórkach nowotworowych wypro­wadzonych z mięsaka Kaposiego [1]. Ekspresja mir-K10a obecna jest w trakcie latencji, lecz wzrasta po indukcji fazy litycznej [42].

Jak radzą sobie z apoptozą inne herpeswirusy?

Ponieważ HSV-2 jest blisko spokrewniony z HSV-1, dys­ponuje zbliżonymi mechanizmami modulacji apoptozy. HSV-2 ma gen kodujący białkową kinazę Us3, lecz pełni ona u tego wirusa nieco inne funkcje niż kinaza Us3 HSV- 1. Wykazano, że Us3 HSV-2 nie ma związku z regulacją ekspresji glikoproteiny B w błonie komórkowej, lokalizacją UL31 i UL34, a także z opuszczaniem jądra komórkowego przez nukleokapsydy [35].

Dokładniej zbadanym genem HSV-2 hamującym apop­tozę jest gen UL39 kodujący podjednostkę R1 redukta­zy rybonukleotydowej, blokującej apoptozę powodowaną przyłączeniem TNF-α i FasL do odpowiednich receptorów śmierci. Podjednostka R1 reduktazy rybonukleotydowej wchodzi w interakcję z kaspazą 8, co zaburza jej dimery­zację/aktywację i zakłóca wiązanie się kaspazy z FADD. Początkowo badania nad podjednostką R1 sugerowały jej związek ze szlakiem mitochondrialnym poprzez aktywację wielu procesów, w których uczestniczą zewnątrzkomórko­wo regulowana kinaza 1/2 (extracellular regulated Kinase 1/2 – ERK 1/2), kinaza fosfatydyloinozytolu 3 (phospha­tidyloinositol 3 kinase – PI3K) i kinaza Akt, lecz kolejne prace to wykluczyły [14]. Han i wsp. [20] udowodnili, że ekspresja genu ICP10 indukuje apoptozę w komórkach li­nii Jurkat, podczas gdy jego ekspresja w komórkach nabłon­kowych HEp-2 (human epithelial cells), chroni komórki przed apoptozą wywołaną przez cykloheksamid i TNF-α. Sugeruje to, że skutki spowodowane przez ekspresję tego genu zależą od typu komórki.

Badania Krzyżowskiej i wsp. [29] nad rolą szlaku aktywo­wanego przez Fas podczas zakażenia HSV-2 mysich ke­ratynocytów i komórek nabłonkowych in vitro i in vivo, wykazują umiarkowaną liczbę keratynocytów i komórek nabłonkowych przechodzących apoptozę. Nadmierne wy­twarzanie Fas i FasL sugeruje uwrażliwienie komórek na apoptozę wywołaną obecnością FasL na sąsiadujących ko­mórkach lub dostarczanego w sposób autokrynny, jednak mimo to komórki zakażone HSV-2 są względnie odpor­ne na apoptozę spowodowaną aktywacją receptora Fas, a śmierć tych komórek wynika z uruchomienia innego szlaku.

HSV-2, podobnie jak HSV-1, ma zdolność indukcji apop­tozy w komórkach układu odpornościowego [21]. Do in­dukcji apoptozy w limfocytach T przez HSV-2 niezbędna jest kaspaza 9, co wskazuje na udział szlaku mitochondrial­nego. Jednocześnie wykluczono zaangażowanie szlaku ze­wnętrznego w śmierć limfocytów T [52].

Wirus ospy wietrznej i półpaśca (varicella zoster virus – VZV) jest kolejnym przedstawicielem podrodziny Alpha­herpesvirinae. Reaktywacja tego wirusa w trakcie zakażenia latentnego wywołuje chorobę nazywaną półpaścem. Bóle związane z wystąpieniem tej choroby są prawdopodobnie związane z uszkodzeniem tkanki nerwowej. Ze względu na to, że czuciowe neurony, w przeciwieństwie do fibroblastów, nie ulegają apoptozie pod wpływem zakażenia VZV [26] zasugerowano, że uszkodzenie tkanki nerwowej w trakcie reaktywacji in vivo może być spowodowana odpowiedzią komórek układu immunologicznego [25,30].

VZV przeciwdziała mechanizmom obronnym indukowa­nym poprzez IFN, wskutek unikania indukcji antywiru­sowych działań powiązanych z aktywnością PKR i RNA­zy L. Dodatkowo, zaobserwowano przejściową aktywację szlaków kinaz z grupy MAPK (mitogen activated prote­inkinase), do których zalicza się m.in.: c-Jun N-terminal kinase/stress activated protein kinase (JNK/SAPK), p38/ MAPK oraz ERK 1/2. Aktywacja szlaków MAPK skutko­wała powstaniem komórkowych czynników transkrypcyj­nych, niezbędnych do wirusowej replikacji, bez indukowa­nia śmierci komórki. Wydaje się, że gen IE61 jest głównym czynnikiem regulującym aktywność JNK/SAPK. W trakcie zakażenia VZV dochodzi również do aktywacji kaskady ERK. ERK 1/2 może fosforyzować białko Bad przez co staje się ono niezdolne do indukowania śmierci komórki [43]. Genem VZV pełniącym funkcje antyapoptotyczne jest gen ORF63, lecz mechanizm jego działania nie został jeszcze określony [25].

VZV indukuje apoptozę w komórkach nerki małpy, fibro­blastach oraz w jednojądrzastych komórkach krwi obwodo­wej pobranych od zdrowych dawców, a także izolowanych od dzieci zakażonych tym wirusem. Jednak mechanizm indukcji apoptozy jest nieznany. Najnowsze doniesienia wykazują, że ważną rolę w indukcji apoptozy przez VZV w komórkach czerniaka linii MeWo odgrywa obniżenie ekspresji białek Bcl-2 [9].

Kolejnym członkiem podrodziny Alphaherpesvirinae jest bydlęcy herpeswirus typu I (bovine herpesvirus type 1 – BHV-1), który jest czynnikiem etiologicznym zakaźnego zapalenia nosa i tchawicy oraz zapalenia sromu i pochwy u krów [12,22]. Wirus ten indukuje apoptozę w stymu­lowanych miogenem, jednojądrzastych komórkach krwi obwodowej. Indukcja apoptozy następuje w fazie G₀/G₁, zatrzymując postęp cyklu komórkowego [22]. Do indukcji apoptozy wystarczy już adsorpcja BHV-1 do komórki, co wskazuje, że czynnikiem ją wywołującym jest jedna z gli­koprotein wirusa. Zasugerowano, że w indukcji apoptozy w PMBC może brać udział, w sposób pośredni lub bezpo­średni, glikoproteina D [23]. Badania Delhona i wsp. [12] wykazały, że neurony czuciowe nie są odporne na apoptozę wywołaną przez BHV-1, a replikacja wirusowa odgrywa rolę w wywołaniu śmierci komórki.

Genem BHV-1 hamującym apoptozę jest gen LR (laten­cy related), który zapobiega apoptozie spowodowanej C₆­-ceramidem, fumonizyną B₁, etopsydem w trzech różnych hodowlach komórkowych: CV-1 (fibroblasty nerki kocz­kodana zielonosiwego), w ludzkich fibroblastach i w ko­mórkach neuroblastomy myszy. Produkt genu LR, czyli LRP, jest powiązany z kompleksami tworzonymi przez kinazy zależne od cyklin 2 (Cdk2). Hamuje wejście w fazę S cyklu komórkowego [10]. Gen LR ulega transkrypcji w latentnie zakażonych neuronach i ma dwie otwarte ramki odczytu (ORF1 i ORF2) oraz dwie ramki odczytu niema­jąc początkowej sekwencji ATG (RF-B i RF-C). Część LR RNA ulega poliadenylacji i alternatywnemu splicin­gowi, co sugeruje, że różne białka LR są syntetyzowane podczas określonych etapów cyklu latencja-reaktywacja [34]. Produkty genu LR, poza inhibicją apoptozy, hamu­ją proliferację komórek oraz ekspresję bICP0 RNA [47]. Odkryto, że siedem dni po zakażeniu syntetyzowany jest transkrypt, który koduje białko fuzyjne ORF1/ORF2 ma­jące możliwość wiązania się z proapoptotycznymi czynni­kami komórkowymi Bid i Cdc42 [34]. ORF2 kodowany przez gen LR chroni komórki neuroblastomy Neuro-2A poprzez ingerencję zarówno w szlak zewnętrzny, jak i szlak mitochondrialny [46].

Kolejnym zwierzęcym patogenem jest wirus choroby Au­jeszkiego (Aujeszky’s disease virus – ADV), który po pier­wotnej replikacji w nabłonku błony śluzowej jamy nosowo­-gardłowej atakuje ośrodkowy układ nerwowy [3,32]. ADV jest zdolny do inhibicji apoptozy w neuronach zwoju nerwu trójdzielnego zaindukowanej obecnością wirusa w komór­kach, a także wywołanej przez komórki cytotoksyczne [3]. Neurony zwoju nerwu trójdzielnego charakteryzują się większą opornością na apoptozę spowodowaną zakażeniem ADV w porównaniu z innymi komórkami świni, przy czym nie zależy to od aktywności antyapoptotycznej wirusowej kinazy Us3 [17]. Inne doniesienia wskazują na tymczaso­we zahamowanie apoptozy w neuronch zakażonych przez ADV, które i tak następnie ulegają programowanej śmierci [32]. Hamowanie apoptozy przez kinazę Us3 wydaje się nie mieć znaczenia w efektywnym namnożeniu się wiru­sa w komórce, w przeciwieństwie do innych funkcji tego białka, np. wpływu na cytoszkielet aktynowy czy regulacji transportu z jądra komórkowego [13].

Podsumowanie

Herpeswirusy rozwinęły różnorodne mechanizmy uła­twiające ich ucieczkę spod kontroli układu immunolo­gicznego gospodarza, jednakże główną strategią prze­trwania w środowisku pozostaje zdolność do ustalania zakażenia latentnego. Szczególnie ważna dla utrzymania zakażenia latentnego jest regulacja szlaków apoptotycz­nych, dzięki czemu komórka nie ulega programowanej śmierci, zachowując zintegrowany genom wirusowy. Licz­ne badania wykazują, iż herpeswirusy mogą uruchamiać mechanizmy zakłócania szlaku apoptozy, a także mecha­nizmy umożliwiające wykorzystanie apoptozy w szerze­niu się zakażenia, przystosowujące czas życia i śmierci komórki do własnych potrzeb.

Modulacja apoptozy przez herpeswirusy, pod wieloma względami, stanowi wyzwanie dla naukowców. Istnieje wciąż wiele niejasności co do sposobu przekazywania sy­gnału śmierci wzbudzanego przez pojawienie się wirusów w komórce gospodarza, a także molekularnych uwarunko­wań komórki do włączenia, czy też zahamowania apop­tozy podczas zakażenia, zwłaszcza zakażenia latentne­go. U podstaw zainteresowania mechanizmem modulacji apoptozy przez herpeswirusy leży, oprócz celów poznaw­czych, potencjalna możliwość regulowania i kontroli pro­cesu zakażenia wirusowego.

PIŚMIENNICTWO

[1] Abend J.R., Uldrick T., Ziegelbauer J.Z.: Regulation of tumor necrosis factor-like weak inducer of apoptosis receptor protein (TWEAKR) expression by Kaposi’s sarcoma-associated herpesvirus microRNA prevents TWEAK-induced apoptosis and inflammatory cytokine expression. J. Virol., 2010; 84: 12139-12151
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[2] Ahmed M., Lock M., Miller C.G., Fraser N.W.: Regions of the herpes simplex virus type 1 latency associated transcript that protect cells from apoptosis in vitro and protect neuronal cells in vivo. J. Virol., 2002; 76: 717-729
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[3] Aleman N., Quiroga M.I., Lopez-Pena M., Vazquez S., Guerrero F.H., Nieto J.M.: Induction and inhibition of apoptosis by pseudorabies virus in the trigeminal ganglion during acute infection of swine. J. Virol., 2001; 75: 469-479
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[4] Aubert M., Chen Z., Lang R., Dang C.H., Fowler C., Sloan D.D., Jerome K.R.: The antiapoptotic herpes simplex virus glycoprotein J localizes to multiple cellular organelles and induces reactive oxygen species formation. J. Virol., 2008; 82: 617-629
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[5] Aubert M., Pomeranz L.E., Blaho J.A.: Herpes simplex virus blocks apoptosis by precluding mitochondrial cytochrome c release independent of caspase activation in infected human epithelial cells. Apoptosis, 2007; 12: 19-35
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[6] Berkova Z., Wang S., Wise J.F., Maeng H., Ji Y., Samaniego F.: Mechanism of Fas signaling regulation by human herpesvirus 8 K1 oncoprotein. J. Natl. Cancer Inst., 2009; 101: 399-411
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[7] Bloom D.C., Giordani N.V., Kwiatkowski D.L.: Epigenetic regulation of latent HSV-1 gene expression. Biochym. Biophys. Acta, 2010; 1799: 246-256
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[8] Bocian J., Januszkiewicz-Lewandowska D.: Zakażenia EBV- cykl życiowy, metody diagnostyki, chorobotwórczość. Postępy Hig. Med. Dośw, 2011; 65: 286-298
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[9] Brazeau E., Mahalingam E., Gilden D., Wellish M., Kaufer B.B., Osterrieder N., Pugazhenthi S.: Varicella zoster virus induced apoptosis in MeWo cells is accompanied by downregulation of Bcl-2 expression. J. Neurovirol., 2010; 16: 133-140
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[10] Ciacci- Zanella J., Stone M., Henderson G., Jones C.: The latency-related gene of bovine herpesvirus 1 inhibits programmed cell death. J. Virol., 1999; 73: 9734-9740
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[11] De Regge N., Van Opdenbosch N., Nauwynck H.J., Efstathiou S., Favoreel H.W.: Interferon alpha induces establishment of alphaherpesvirus latency in sensory neurons in vitro. PLoS One, 2010; 5: e13076
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[12] Delhon G.A., Gonzalez M.J., Murcia P.R.: Susceptibility of sensory neurons to apoptosis following infection by bovine herpesvirus type 1. J. Gen. Virol., 2002; 83: 2257-2267
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[13] Deruelle M.J., De Corte N., Englebienne J., Nauwynck H.J., Favoreel H.W.: Pseudorabies virus Us3 mediated inhibition of apoptosis does not affect infectious virus production. J. Gen. Virol., 2010; 91: 1127-1132
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[14] Dufour F., Sasseville A.M., Chabaud S., Massie B., Siegel R.M., Langelier Y.: The ribonucleotide reductase R1 subunits of herpes simplex virus types 1 and 2 protect cells against TNFα and FasL- induced apoptosis by interacting with caspase 8. Apoptosis, 2010; 16: 256-271
[PubMed]  

[15] Elmore S.: Apoptosis: a review of programmed cell death. Toxicol. Pathol., 2007; 35: 495-516
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[16] Galluzzi L., Brenner C., Morselli E., Touat Z., Kroemer G.: Viral control of mitochondrial apoptosis. PLoS Pathog., 2008; 4: e1000018
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[17] Geenen K., Favoreel H.W., Nauwynck H.J.: Higher resistance of porcine trigeminal ganglion towards pseudorabies virus- induced cell death compared with other porcine cell types in vitro. J. Gen. Virol., 2005; 86: 1251-1260
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[18] Gesser R.M.: The role of latency in herpesvirus infections. Sem. Pediatric Infect. Dis., 1997; 8: 128-135

[19] Grainger L., Cicchini L., Rak M., Petrucelli A., Fitzgerald K.D., Semler B.L., Goodrum F.: Stress inducible alternative translation initiation of human cytomegalovirus latency protein pUL138. J. Virol., 2010; 84: 9472-9486
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[20] Han J.Y., Miller S.A., Wolfe T.M., Pourhassan H., Jerome K.R.: Cell type specific induction and inhibition of apoptosis by herpes simplex virus type 2 ICP10. J. Virol., 2009; 83: 2765-2769
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[21] Han J.Y., Sloan D.D., Aubert M., Miller S.A., Dang C.H., Jerome K.R.: Apoptosis and antigen receptor function in T and B cells following exposure to herpes simplex virus. Virology, 2007; 359: 253-263
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[22] Hanon E., Hoornaert S., Dequiedt F., Vanderplasschen A., Lyaku J., Willems L., Pastoret P.P.: Bovine herpesvirus 1- induced apoptosis occurs at the G0/G1 phase of the cell cycle. Virology, 1997; 232: 351-358
[PubMed]  

[23] Hanon E., Keil G., Van Drunen Little-Van den Hurk S., Griebel P., Vanderplasschen A., Rijsewijk F.A.M., Babiuk L., Pastoret P.P.: Bovine herpes virus 1- induced apoptotic cell death: role of glycoprotein D. Virology, 1999; 257: 191-197
[PubMed]  

[24] Hay S., Kannourakis G.: A time to kill: viral manipulation of the cell death program. J. Gen. Virol., 2002; 83: 1547-1564
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[25] Hood C., Cunningham A.L., Slobedman B., Arvin A.M., Sommer M.H., Kinchington P.R., Abendroth A.: Varicella zoster virus ORF63 inhibits apoptosis of primary human neurons. J. Virol., 2006; 80: 1025-1031
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[26] Hood C., Cunningham A.L., Slobedman B., Boadle R.A., Abendroth A.: Varicella-zoster virus- infected human sensory neurons are resistant to apoptosis, yet human foreskin fibroblasts are susceptible: evidence for a cell-type specific apoptotic response. J. Virol., 2003; 23: 12852-12864
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[27] Kather A., Raftery M.J., Devi-Rao G., Lippmann J., Giese T., Sandri-Goldin R.M., Schonrich G.: Herpes simplex virus type 1 (HSV-1) induced apoptosis in human dendritic cells as a result of downregulation of cellular FLICE inhibitory protein and reduced expression of HSV-1 antiapoptotic latency associated transcript sequences. J. Virol., 2010; 84: 1034-1046
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[28] Krug L.T., Moser J.M., Dickerson S.M., Speck S.H.: Inhibition of NF-κB activation in vivo impairs establishment of gammaherpesvirus latency. PLoS Pathog., 2007; 3: e11
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[29] Krzyżowska M., Shestakov A., Eriksson K, Chiodi F.: Role of Fas/FasL in regulation of inflammation in vaginal tissue during HSV-2 infection. Cell Death Dis., 2011; 2: e132
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[30] Lanier L.L.: Evolutionary struggles between NK cell and viruses. Nat. Rev. Immunol., 2008; 8: 259-268
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[31] Li S., Carpenter D., Hsiang C., Wechsler S.L., Jones C.: Herpes simplex virus type 1 latency associated transcript inhibits apoptosis and promotes neurite sprouting in neuroblastoma cells following serum starvation by maintaining protein kinase B (AKT) levels. J. Gen. Virol., 2010; 91: 858-866
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[32] Marcaccini A., Aleman N., Quiroga M.I., Lopez M., Guerrero F., Nieto J.M.: Temporary inhibition of neuronal apoptosis Aujeszky’s disease virus- infected swine. Vet. Microbiol., 2006; 113: 237-242
[PubMed]  

[33] McLaughin B.: The kinder side of killer proteases: caspase activation contributes to neuroprotection and CNS remodeling. Apoptosis, 2004; 9: 111-121
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[34] Meyer F., Perez S., Geiser V., Sintek M., Inman M., Jones C.: A protein encoded by bovine herpesvirus 1 latency related gene interacts with specific cellular regulatory proteins, including CCAAT enhancer binding protein alpha. J. Virol., 2007; 81: 59-67
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[35] Morimoto A., Arii J., Tanaka M., Sata T., Akashi H., Yamada M., Nishiyama Y., Uema M., Kawaguchi Y.: Differences in the regulatory and functional effect of the Us3 protein kinase activities of herpes simplex virus 1 and 2. J. Virol., 2009; 83: 11624-11634
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[36] Motyl T.: Apoptoza – śmierć warunkująca życie. Postępy Biol. Kom., 1998; 25: 315-334

[37] Nanbo A., Yoshiyama H., Takada K.: Epstein-Barr virus encoded poly(A)-RNA confers resistance to apoptosis mediated through Fas by blocking the PKR pathway in human epithelial intestine 407 cells. J. Virol., 2005; 79: 12280-12285
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[38] O’Brien V.: Viruses and apoptosis. J. Gen. Virol., 1998; 79: 1833-1845
[PubMed]  [Full Text PDF]  

[39] Peng W., Henderson G., Perng G.C., Nesburn A.B., Wechsler S.L., Jones C.: The gene that encodes the herpes simplex virus type 1 latency associated transcript influences the accumulation of transcripts (Bcl-xl and Bcl-xs) that encode apoptotic regulatory protein. J. Virol., 2003; 77: 10714-10718
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[40] Penkert R.R., Kalejta R.F.: Tegument protein control of latent herpesvirus establishment and animation. Herpesviridae, 2011; 2: 3
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[41] Perng G., Jones C.: Towards an understanding of the herpes simplex virus type I latency-reactivation cycle. Interdiscip. Perspect. Infect. Dis., 2010; 262415
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[42] Rahaus M., Desloges N., Wolff M.H.: Varicella zoster virus influences the activities of components and targets of ERK signaling pathway. J. Gen. Virol., 2006; 87: 749-758
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[43] Reeves M.B., MacAry P.A., Lehner P.J., Sissons J.G., Sinclair J.H.: Latency, chromatin remodeling and reactivation of human cytomegalovirus in the dendritic cells in healthy carriers. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2005; 102: 4140-4145
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[44] Sagou K, Imai T., Sagara H., Uema M., Kawaguchi Y.: Regulation of the catalytic activity of herpes simplex virus I protein kinase Us3 by autophosphorylation and its role in pathogenesis. J. Virol., 2009; 83: 5773-5783
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[45] Shen W., Jones C.: Open reading frame 2, encoded by the latency related gene of bovine herpesvirus 1 has antiapoptotic activity in transiently transfected neuroblastoma cells. J. Virol., 2008; 82: 10940-10945
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[46] Sissons J.G.P., Bain M., Wills M.R., Sinclair J.H.: Latency and reactivation of human cytomegalovirus. J. Infection, 2002; 44: 73-77
[PubMed]  

[47] Speck S.H., Ganem D.: Viral latency and its regulation: lessons from the gammaherpesviruses, Cell Host Microbe, 2010; 8: 100-115
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[48] Tempera I., Klichinsky M., Lieberman P.M.: EBV latency types adopt alternative chromatin conformations. PLoS Pathog., 2011; 7: e1002180
[PubMed]  

[49] Tempera I., Wiedmer A., Dheekollu J., Lieberman P.M.: CTCF prevents the epigenetic drift of EBV latency promoter Qp. PLOS Pathog., 2010; 6: e1001048
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[50] Tsai K, Thikmyanova N., Wojcechowskyj J.A., Delecluse H.J., Lieberman P.M.: EBV tegument protein BNRF1 disrupts DAXX-ATRX to activate viral early gene transcription. PLoS Pathog., 2011; 7: e1002376
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[51] Vanden Oever M.J., Han J.Y.: Caspase 9 is essential for herpes simplex type 2 induced apoptosis in T cells. J. Virol., 2010; 84: 3116-3120
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[52] Walters M.S., Kinchington P.R., Banfield B.W., Silverstein S.: Hyperphosphorylation of histone deacetylase 2 by alphaherpesvirus Us3 kinases. J. Virol., 2010; 84: 9666-9676
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[53] Ye F., Lei X., Gao S.J.: Mechanisms of Kaposi’s sarcoma-associated herpesvirus latency and reactivation. Adv. Virol., 2011; 2011: 193860
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[54] Yu X., McCarthy P.J., Lim H.J., Iempridee T., Kraus R.J., Gorlen D.A., Mertz J.E.: The ZIIR element of the Epstein Barr virus BZLF1 promoter plays a central role in establishment and maintenance of viral latency. J. Virol., 2011; 85: 5081-5090
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[55] Zhou G., Avitabile E., Campadelli-Fiume G., Roizman B.: The domains of glycoprotein D required to block apoptosis induced by herpes simplex virus 1 are largely distinct from those involved in cell-cell fusion and binding to nectin 1. J. Virol., 2003; 77: 3759-3767
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Pełna treść artykułu