Abstrakt

Wytwarzanie interferonów typu I (IFN) ma duże znaczenie w odpowiedzi odpornościowej. Po wykryciu patogenów komórki gospodarza szybko aktywują wrodzone mechanizmy odpornościowe związane z wytwarzaniem cytokin, zwłaszcza IFN, w celu zahamowania infekcji wirusowej. W początkowej fazie zakażenia kaskady sygnałowe prowadzą do aktywacji czynników regulatorowych interferonu (IRF-3, IRF-7) oraz indukcji szlaku NF-κB, bezpośrednio wpływających na poziom ekspresji genów IFN. Właściwa kontrola wytwarzania IFN, odbywająca się w wyniku ubikwitynacji, umożliwia utrzymanie równowagi między aktywacją i hamowaniem odpowiedzi ze strony układu odpornościowego na skutek infekcji. Badania ostatnich lat wskazują, że ubikwitynacja białek może dotyczyć zarówno ich proteasomalnej degradacji, jak również zachodzić odmiennie niż w sposób klasyczny regulując ich aktywność. Rodzaj ubikwitynacji zależy przede wszystkim od sposobu przyłączenia ubikwityny do białka docelowego i typu utworzonego łańcucha ubikwitynowego, ale również od aktywności proteaz z rodziny DUBs. W szlaku ubikwityny istnieje wiele potencjalnych celów terapeutycznych i dlatego dokładniejsze poznanie mechanizmu ubikwitynacji oraz udziału ubikwityny w regulacji wytwarzania IFN jest ważnym celem prowadzącym zarówno do opracowania nowych terapii przeciwwirusowych, jak i leczenia chorych z zaburzeniami autoimmunizacyjnymi.

Wstęp

W wyniku inwazji patogennych wirusów następuje mobilizacja komórek układu odpornościowego gospodarza. W odpowiedzi organizmu na infekcję ważny udział mają cytokiny, zwłaszcza interferony typu I (IFN), których zadanie sprowadza się do synchronizacji odporności wrodzonej i nabytej, a tym samym skutecznego hamowania replikacji i rozprzestrzeniania się wirusów. Dzięki receptorom rozpoznającym wzorce molekularne (pattern recognition receptors – PRR), obecnym w komórkach odpornościowych, jest możliwe rozpoznawanie tzw. egzogennych sygnałów niebezpieczeństwa, czyli molekularnych wzorców związanych z patogenami (pathogen-associated molecular patterns, PAMP) [26,34]. Tego typu rozpoznanie podczas infekcji wirusowej odbywa się z udziałem różnych typów receptorów PRR: zakotwiczonych w błonie endosomalnej receptorów Toll-podobnych (TLR3, TLR7, TLR8 i TLR9) oraz receptorów RIG-I występujących w przestrzeni cytoplazmatycznej. Ich regulacja w przebiegu zakażenia oraz obrony organizmu gospodarza przed patogenami odbywa się m.in. w wyniku ubikwitynacji i może znacząco wpływać na dalsze etapy kaskady przekazywania sygnału [11,48]. Ubikwitynacja może w sposób precyzyjny regulować wiele procesów zachodzących w zainfekowanej komórce.

Proces ubikwitynacji jest jedną z wielu potranslacyjnych modyfikacji białek i chociaż wywołuje różnorodne następstwa, charakteryzuje się pewnymi stałymi etapami rozpoznania i modyfikacji substratu białkowego:

• ma charakter odwracalny;

• modyfikacje zachodzą na ściśle określonych aminokwasach (lizyna);

• modyfikacje zmieniają aktywność białek docelowych [38].

Sygnał ubikwitynacji jest następnie rozpoznawany i przetwarzany przez białka, które mają domenę wiążącą ubikwitynę (ubiquitin-binding domain, UBD). Dotąd udało się opisać prawie 200 białek charakteryzujących się obecnością pojedynczej lub też większej liczby domen UBD [24].

Ubikwityna jest integralną częścią systemu ubikwityna -proteasom (ubiquitin-proteasome system, UPS), odpowiedzialnego za degradację ponad 80% białek wewnątrzkomórkowych. Głównym elementem tego systemu jest proteasom 26S – dynamiczny, podjednostkowy kompleks proteolityczny, o masie cząsteczkowej 1500-2000 kD, który u organizmów eukariotycznych stanowi podstawę nielizosomalnej proteolizy. Zadaniem tej wewnątrzkomórkowej proteazy jest rozpoznanie i degradacja białek znakowanych przez ubikwitynę. Tego typu ukierunkowana proteoliza podlega ścisłej regulacji, a dobór swoistego białka odbywa się na podstawie kontrolowanego powinowactwa ubikwityny do danego substratu. W klasycznym podejściu degradacja proteasomalna umożliwia usunięcie nieprawidłowo sfałdowanych lub uszkodzonych białek. Jednak proces ten, na co wskazują liczne badania, może również skutecznie kontrolować wiele procesów biologicznych, m.in. przebieg cyklu komórkowego, różnicowanie, wewnątrzkomórkowe przekazywanie sygnałów, mechanizmy naprawcze DNA i programowaną śmierć komórki [45,58]. O charakterze ubikwitynacji i dalszych losach białka docelowego decyduje przede wszystkim rodzaj tworzonego wiązania. Jak wiadomo, ubikwityna jest 76-aminokwasowym białkiem zawierającym siedem reszt lizyny (K6, K11, K27, K29, K33, K48, K63). Może działać w postaci monomeru lub też liniowego łańcucha poliubikwitynowego, powstającego przez tworzenie wiązań izopeptydowych między grupą karboksylową glicyny (G76) jednej ubikwityny, a resztą aminową lizyny następnej cząsteczki tego białka. Łańcuchy poliubikwitynowe tworzone przez przyłączanie się kolejnych ubikwityn za pomocą reszty lizyny 48 (K48), tzw. łańcuchy „klasyczne”, są sygnałem do zniszczenia białka. Jeśli jednak w tworzenie takiego wiązania zaangażowane są reszty lizyny 63 (K63), wówczas powstają łańcuchy „nieklasyczne”, biorące udział w regulacji wielu procesów komórkowych (ryc. 1). Uczestniczą m.in. w regulacji cyklu komórkowego, apoptozy, autofagii, procesów naprawczych DNA i odpowiedzi odpornościowej [24].

Odwracalna ubikwitynacja wpływa na dynamiczną odpowiedź układu odpornościowego, związaną z inwazją patogenów oraz sygnałami pochodzącymi z wnętrza komórki. Bezpośrednio kontroluje wytwarzanie IFN regulując m.in. czynniki transkrypcyjne należące do rodzin IRF i NF-κB.

Regulacja stężenia IFN w wyniku ubikwitynacji

Odkrycie receptorów z rodziny TLR oraz RIG-I, wykazujących zdolność do rozpoznawania komponentów wirusowych, to ważny krok w zrozumieniu zależności między infekcją wirusową i indukcją IFN. Intensywne badania nad mechanizmem wewnątrzkomórkowego przekazywania sygnałów w następstwie aktywacji wspomnianych receptorów wykazały, że prowadzi on do aktywacji kinazy białkowej TBK-1 (TANK-binding kinase 1), która w procesie fosforylacji aktywuje odpowiednie czynniki regulatorowe interferonu (IFN regulatory factor, IRF) [21], takie jak IRF- 3, IRF-5 i IRF-7. Pod wpływem aktywacji czynniki tworzą dimery (homodimery i/lub heterodimery) i migrują do jądra komórkowego, gdzie przyłączają się w DNA do elementów odpowiedzi stymulowanych przez interferon (IFN – stimulated response elements, ISRE). Wpływa to na ekspresję genów IFN [6,20]. Umiejscowione w  błonach endosomalnych receptory TLR7 i TLR9, aktywowane odpowiednio przez jednoniciowe RNA (np. wirusa grypy) [36] i przez DNA wirusa (np. opryszczki pospolitej) [32], rekrutują białko adaptorowe MyD88 (myeloid differentiation primary response gene 88). Wywołuje to fosforylację kinaz białkowych IRAK4 i IRAK1 za pośrednictwem interakcji domen śmierci (death domain, DD) białek MyD88 i IRAK. Tak zaktywowane kinazy białkowe dysocjują następnie od MyD88 i oddzia- łują z białkiem adaptorowym TRAF6, indukując wytwarzanie IFN za pośrednictwem czynników transkrypcyjnych IRF-5 i IRF-7. Białko TRAF6 w kompleksie z dodatkowo rekrutowanymi białkami Ubc13 i Uev1A katalizuje również poliubikwitynację białek za pośrednictwem reszty lizyny 63 w ubikwitynie [56]. Po utworzeniu kompleksu białek IRAK1/TRAF6 z kompleksem białek TAK1/TAB jest pobudzana następnie kinaza inhibitora IκB (IKK – IκB kinase) oraz kinazy MAP (mitogen-activated protein), takie jak JNK i p38 MAPK [60].

W przypadku receptora TLR3, wiążącego dsRNA wirusa, sygnał alarmujący inwazję patogenu jest przekazywany przez białko adaptorowe TRIF. Białko TRIF za pośrednictwem czynnika związanego z receptorem TNF, tzw. TRAF3 (tumor necrosis factor receptor-associated factor), uruchamia szlak sygnału wewnątrzkomórkowego, wywołujacego aktywację spokrewnionych z IKK kinaz białkowych TBK-1 i IKKi(inducible IκB kinase), co powoduje fosforylację czynników transkrypcyjnych IRF-3 i IRF-7. Następnie czynniki transkrypcyjne IRF, w postaci homodimerów i/lub heterodimerów, wędrują do jądra komórkowego, gdzie po związaniu się do elementów odpowiedzi ISRE w DNA indukują ekspresję genów kodujących IFN [55] (ryc. 2, szlak a).

Jak już wspomniano, oprócz receptorów z grupy Toll-podobnych, komórki mają również helikazy RIG-I wiążące m.in. wirusowe dsRNA w obrębie cytoplazmy. Multimeryzacja receptora RIG-I, zachodząca na skutek inwazji patogenu, zapoczątkowuje wewnątrzkomórkową kaskadę przekazywania sygnału. W pierwszym etapie receptor RIG-I oddziałuje z pochodzącym z zewnętrznej błony mitochondrialnej białkiem adaptorowym IPS-1 (zwanym również MAVS, VISA lub Cardif). Oddziaływanie zachodzi przez bezpośrednią interakcję domen CARD obu białek, czyli domen aktywacji i rekrutacji kaspaz (caspase activation domain – CARD) w białkach RIG-I i IPS-1 (MAVS) [25]. Następnie IPS-1 rekrutuje TRAF3 za pośrednictwem biał- ka adaptorowego TRADD (tumor necrosis factor receptor type 1 – associated death domain protein). Formowanie kompleksów IPS-1-TRAF3 to główny etap w indukcji odpowiedzi na wirusowe RNA [30,31,47]. TRAF3 jest biał- kiem adaptorowym, jednak ma także aktywność ligazy E3 ubikwityny i w następstwie autoubikwitynacji TRAF3 rekrutuje kompleks kinaz białkowych TBK-1 i IKKi powodując ich aktywację. W końcowym etapie fosforylacja czynników transkrypcyjnych IRF-3 i IRF-7 powoduje ich homodimeryzację i/lub heterodimeryzację i transport do jądra komórki, gdzie białka IRF są wiązane do elementów odpowiedzi ISRE w DNA indukując w ten sposób ekspresję genów IFN [1,52,57] (ryc. 2, szlak b). Wyniki badań nad odpowiedzią odpornościową związaną z infekcją wirusową dowodzą, że bez względu na źró- dło pochodzenia sygnału, w wyniku aktywacji receptora TLR czy też receptora RIG-I w komórkach pozbawionych czynników transkrypcyjnych IRF-3 i IRF-7 nie zachodzi indukcja syntezy IFN [55].

Rekrutacja białka adaptorowego TRIF do receptora TLR3 oraz białka adaptorowego TRADD do receptora RIG-I, z udziałem m.in. dodatkowo rekrutowanego białka RIP1 (receptor-interacting protein 1), uruchamia jednocześnie szlak sygnałowy aktywujący kinazy białkowe IKKα/β i za ich pośrednictwem zapoczątkowuje fosforylację inhibitora IκB [25,28]. W następstwie fosforylacji IκB zostaje uwolniony czynnik transkrypcyjny NF-κB (nuclear factor kappa B), który po translokacji do jądra komórkowego aktywuje geny cytokin prozapalnych [8,55]. Skutecznym sposobem regulacji wytwarzania IFN na skutek zakażenia wydaje się zatem kontrola aktywności transaktywacyjnej białek z rodziny IRF, zwłaszcza IRF-3 i IRF-7, ale również czynników transkrypcyjnych NF-κB oraz proteaz z rodziny DUBs (deubiquitinating enzymes). Poznanie zarówno pozytywnej, jak i negatywnej regulacji wspomnianych czynników transkrypcyjnych IRF i NF- κB oraz enzymów deubikwitynacji DUBs jest potrzebne do lepszego zrozumienia związku zaburzeń transdukcji sygnału z mechanizmami obrony przeciwwirusowej oraz udziału ubikwitynacji w kontroli wytwarzania IFN [5,27,35].

Mechanizm regulacji negatywnej

Degradacja białka IRF-3 zależna od ubikwityny opiera się na dwóch głównych założeniach. W wyniku infekcji wirusowej wiele białek endogennych może w sposób po- średni lub bezpośredni przyczyniać się do poliubikwitynacji i zniszczenia białka IRF-3 przez proteasom. Celem takiego procesu jest ochrona komórek gospodarza przed nadmiernym wytwarzaniem IFN. Wykazano również, że białka wirusowe mogą działać jako ligazy E3 ubikwityny. Czynniki transkrypcyjne IRF-3 kierowane są wówczas do proteasomu, a ich degradacja obniża odpowiedź przeciwwirusową stwarzając dogodne warunki do replikacji wirusów [19]. Transdukcja sygnału receptorów TLR3 i RIG-I do wytwarzania IFN, oparta na kaskadowej aktywacji kinaz biał- kowych, takich jak TAK1 i IKK, wymaga udziału czynnika transkrypcyjnego IRF-3. Potranslacyjne modyfikacje tych białek mają zatem zasadnicze znaczenie w regulacji ich funkcji. Wykazano, że IRF-3 może podlegać negatywnej regulacji z udziałem peptydylowo-prolylowej izomerazy Pin1 (peptide-prolyl isomerase), katalizującej izomeryzację cis-trans fosforylowanego białka IRF. Interakcja IRF- 3-Pin1 jest konieczna do zniszczenia białka IRF-3 oraz późniejszej negatywnej regulacji wytwarzania interferonu typu I (INF-β) [2,51]. Jednak, jak wykazały dalsze badania, Pin1 nie katalizuje samodzielnie ubikwitynacji IRF-3 indukowanego wirusem Sendai. Negatywna regulacja IRF‑3 wskazuje na dodatkowy udział endogennego białka Ro52, ze względu na budowę należącego do rodziny białek TRIM (tripartite motif). Białko Ro52 wykazuje aktywność ligazy E3 ubikwityny, kierującej IRF-3 bezpo- średnio do proteasomu [19].

Ponadto badania dowodzą, że proces negatywnej kontroli czynników transkrypcyjnych IRF może się odbywać z udziałem białek wirusowych. Produkt genu rotawirusa, tzw. białko NSP1 (non-structural protein 1) wykazuje zdolność wiązania białka IRF-3 i pośredniczy w jego degradacji. Dalsza analiza potwierdziła, że NSP1 pośredniczący w degradacji białka IRF-3 działa na zasadzie ligazy E3 ubikwityny. Aktywność ta wspiera negatywną regulację opartą na systemie ubikwityna-proteasom, hamując w ten sposób ekspresję genu kodującego IFN-β [15] (ryc. 3).

Enzym deubikwitynacji A (DUBA), odkryty w badaniach z wykorzystaniem siRNA, jest ważnym regulatorem wytwarzania IFN. Redukcja stężenia białka DUBA w komórce zapewne zwiększa odpowiedź przeciwwirusową indukowaną IFN, podczas gdy jego nadmierne wytwarzanie dzia- ła odwrotnie. DUBA, po związaniu TRAF3 o aktywności ligazy E3 ubikwityny, rozszczepia łańcuchy ubikwitynowe K63 powodując dysocjację ubikwityny od kompleksu sygnałowego [38]. Dalsze badania pozwoliły na dokładniejszą charakterystykę enzymu DUBA, jako negatywnego regulatora ekspresji genów kodujących IFN, wskazując na brak rekrutacji kinazy białkowej TBK-1 do kompleksu oraz zahamowania fosforylacji białka IRF-3 [27,48].

Mechanizm regulacji pozytywnej

Zniszczenie znakowanego białka to nie jedyny skutek ubikwitynacji. Badania wykazały, że aktywność transaktywacyjna IRF może być również wzmocniona po przy- łączeniu ubikwityny za pomocą reszty lizyny 63 (K63). Przykładem tego jest wzrost aktywności transaktywacyjnej IRF-7 w wyniku ubikwitynacji przez białko adaptorowe TRAF6, działające także jako ligaza E3 ubikwityny w szlaku sygnalizacyjnym receptorów TLR [19]. Ponadto białko IRF-7 po zakażeniu wirusem Epsteina-Barr (EBV) ulega ubikwitynacji zwiększającej aktywność tego czynnika transkrypcyjnego. Odbywa się to w procesie zależnym od wirusowej onkoproteiny LMP1 (latent membrane protein 1), która stymulując kinazę białkową RIP1 przeprowadza zależną od TRAF6 ubikwitynację białka IRF‑7, aktywującego transkrypcję w następstwie związania z elementami odpowiedzi ISRE [44]. Także wyniki doświadczeń z użyciem genu reporterowego lucyferazy w komórkach HEK-293 wskazują na stymulację czynnika transkrypcyjnego IRF‑7 zależną od procesu ubikwitynacji [23] (ryc. 4).

Proces pozytywnej regulacji z udziałem ubikwitynacji tak- że dotyczy czynników jądrowych NF-κB, regulując w ten sposób zachodzącą z ich udziałem transdukcję sygnału i transkrypcję genów. U ssaków znanych jest pięć czynników transkrypcyjnych należących do rodziny Rel/NF-κB: NF-κB1 (p50/p105), NF-κB2 (p52/p100), RelA (p65), RelB oraz c-Rel [9]. W warunkach fizjologicznych białka NF-κB są utrzymywane w cytoplazmie i przestrzeni międzybłonowej mitochondriów [4], w kompleksach z inhibitorami należącymi do rodziny IκB [3]. IκB maskuje w białkach NF-κB sekwencje sygnałowe NLS (nuclear localization sequences). Za fosforylację czynników IκB odpowiadają kinazy IKK stanowiące kompleks aktywnych enzymatycznie podjednostek: IKKα, IKKβ oraz IKKγ, zwanej NEMO. W wyniku klasycznej stymulacji, np. pod wpływem infekcji wirusowej, IKKβ przeprowadza fosforylację dwóch reszt seryny w N-końcowej domenie IκB. Ufosforylowane miejsca są rozpoznawane przez ligazę E3 ubikwityny typu SCF, co powoduje ubikwitynację i degradację białka IκB z udziałem proteasomu 26S. W następstwie degradacji dochodzi do odsłonięcia sekwencji NLS w białkach NF-κB, które w formie dimerów przemieszczają się do jądra komórkowego i rozpoznają elementy odpowiedzi w DNA indukując ekspresję genów ważnych dla wielu procesów zachodzących w komórce [13]. W wyniku tego następuje ponowna synteza inhibitora IκB i kumulacja nieaktywnych kompleksów NF-κB/IκB w cytoplazmie i przestrzeni międzybłonowej mitochondriów [4,22].

W odróżnieniu od typowej aktywacji dimerów NF-κB, możliwy jest jeszcze drugi mechanizm indukcji czynników jądrowych, odbywający się z udziałem kinazy biał- kowej NIK (NF-κB-inducing kinase). W obecności cytokin prozapalnych kinaza białkowa NIK fosforyluje i aktywuje kinazę białkową IKKα w sposób alternatywny, co prowadzi do fosforylacji białka prekursorowego NF-κB p100 związanego z RelB. Białko NF-κB p100 ulega następnie ubikwitynacji od strony C-końca łańcucha w domenie ankirynowej (ankirin repeat domain, ARD), a to w wyniku proteolizy powoduje powstanie NF-κB p52 i aktywnych kompleksów p52/RelB podlegających translokacji do ją- dra komórkowego [14,16]. Przytoczone wyniki badań wskazują, że kontrola aktywności transaktywacyjnej białek z rodziny czynników regulatorowych interferonu IRF oraz czynników jądrowych NF-κB w odpowiedzi na infekcję wirusową, zachodząca przez szlak ubikwityny, stanowi równie ważny jak degradacja proteasomalna mechanizm regulacyjny wrodzonej odpowiedzi odpornościowej.

Podsumowanie

W związku z powyższymi doniesieniami wydaje się pewne, że ubikwitynacja nie odnosi się jedynie do znakowania białek przeznaczonych do zniszczenia w proteasomach (ubikwitynacja w sposób „klasyczny”), ale może również znacząco wpływać na regulację aktywności białek w różnych procesach komórkowych (ubikwitynacja w sposób „nieklasyczny”). O charakterze ubikwitynacji i dalszych losach docelowego białka decyduje przede wszystkim rodzaj wiązań w łańcuchach poliubikwitynowych tworzonych za pomocą reszty lizyny 48 (K48) lub lizyny 63 (K63). W związku z tym zarówno zniszczenie znakowanego białka (regulacja negatywna), jak też jego aktywacja (regulacja pozytywna) kontrolowana w wyniku ubikwitynacji, wydaje się niezbędna i w równym stopniu zaangażowana w kontrolę procesów sygnałowych przez utrzymanie prawidłowej ilości odpowiednich białek sygnałowych i ich pożądanej aktywności. Wiązanie ubikwityny do białka docelowego to jedna z najbardziej istotnych modyfikacji potranslacyjnych związanych z kontrolą wielu procesów komórkowych. Mechanizmy z udziałem ubikwityny, kiedyś postrzegane wyłącznie jako sygnał do degradacji białek, okazały się znaczące w transdukcji sygnałowej. Dziś wiadomo, że ubikwitynacja jest zaangażowana w regulację wielu procesów zachodzących w komórkach, poczynając od regulacji cyklu komórkowego, apoptozy, endocytozy, autofagii, procesów naprawczych DNA, a na regulacji wrodzonej i nabytej odpowiedzi odpornościowej kończąc. Wyniki badań wskazują jednoznacznie, że ubikwitynacja bierze udział w przekazywaniu sygnałów, także w czasie przeciwwirusowej odpowiedzi układu odpornościowego [37,41]. Najbardziej przekonujące wyniki badań popierające hipotezę o udziale ubikwitynacji w procesach regulacji pozytywnej pochodzą z badań przeprowadzonych na komórkach osteoblastów U2OS zawierających warianty ubikwityny z substytucją aminokwasu K63R. W takich komórkach, po zakażeniu wirusem Sendai, nie dochodziło do dimeryzacji czynników transkrypcyjnych IRF-3 oraz tworzenia łańcuchów poliubikwitynowych K63 [61].

Mechanizmy regulacji wczesnej odpowiedzi odpornościowej na atak patogenu są oparte na utrzymaniu odpowiedniej równowagi w szlakach transdukcji sygnału do wytwarzania IFN. Istnieje wiele przykładów patologicznych następstw związanych z zaburzeniem odpowiedzi przeciwwirusowej i niekontrolowanych stanów zapalnych prowadzących do cukrzycy typu 1 [7], miażdżycy, reumatoidalnego zapalenia stawów czy astmy [33,45]. Aktywacja receptorów TLR i RIG-I oraz związana z tym aktywność transaktywacyjna IRF-7 w przypadku utraty kontroli nad procesami odpornościowymi, nadmiernej aktywacji tych procesów lub też zaburzeń podczas edukacji komórek układu odpornościowego do odróżniania obcych antygenów od własnych, mogą prowadzić do rozwoju chorób o podłożu autoimmunizacyjnym, m.in. tocznia rumieniowatego układowego [1,42,43]. Jak podkreślają Dikic i wsp., zaburzenia w regulacji procesu ubikwitynacji mogą się objawiać poważnymi konsekwencjami w postaci przewlekłych reakcji przeciwwirusowych i przeciwzapalnych, a także wywoływać zmiany nowotworowe [8,12,29].

W związku z tym, że proces degradacji białka IRF w wyniku ubikwitynacji jest ważnym mechanizmem limitują- cym wytwarzanie IFN, badania potwierdzają, że utrata kontroli nad układem enzymatycznym szlaku ubikwityny oraz zaburzenia zdolności jego autoregulacji wiążą się z inicjacją i progresją wielu chorób, w tym oporności na leki i rozwojem nowotworów. Aktywacja dimerów NF-κB, zachodząca przez zależną od ubikwitynacji degradację IκB utrzymującego czynnik transkrypcyjny NF-κB w stanie nieaktywnym, gwarantuje poprawną transdukcję sygnału i transkrypcję swoistych genów kodujących cytokiny prozapalne, tym samym pozytywnie kontrolując aktywność receptorów reagujących na pojawiające się infekcje wirusowe. Co ważne, regulacja aktywności transaktywacyjnej NF-κB, zależna od procesu ubikwitynacji, ma również charakter autoregulacyjny, gdyż zwrotnie wpływa na ekspresję genów kodujących takie białka jak Rel, NF-κB p100, NF-κB p105 oraz czynnik IκB [54].

Zrozumienie mechanizmów regulacji aktywności transaktywacyjnej białek z rodziny IRF i znaczącego udziału ubikwitynacji w odpowiedzi przeciwwirusowej jest obiecującą strategią w poszukiwaniu i wyznaczaniu nowych celów terapeutycznych. W  świetle dotychczasowych badań potwierdzonych przytoczonymi tu doniesieniami literaturowymi, ubikwitynacja jako regulator wytwarzania IFN to niewątpliwie ważny mechanizm wpływający na kontrolę układu odpornościowego w wyniku zakażeń i chorób wynikających z autoagresji, a także podstawowy cel w poszukiwaniu skutecznych terapii przeciwwirusowych.

Przypisy

• 1. Belgnaoui M.S., Paz S., Samuel S., Goulet M.L., Sun Q., Kikkert M.,Iwai K., Dikic I., Hiscott J., Lin R.: Linear ubiquitination of NEMO negativelyregulates the interferon antiviral response through disruptionof the MAVS-TRAF3 complex. Cell Host Microbe, 2012; 12: 211-222
  Google Scholar
• 2. Bibeau-Poirier A., Gravel S.P., Clément J.F., Rolland S., Rodier G.,Coulombe P., Hiscott J., Grandvaux N., Meloche S., Servant M.J.: Involvementof the IκB kinase (IKK)-related kinases tank-binding kinase1/IKKi and cullin-based ubiquitin ligases in IFN regulatory factor-3degradation. J. Immunol., 2006; 177: 5059-5067
  Google Scholar
• 3. Bonizzi G., Karin M.: The two NF-κB activation pathways andtheir role in innate and adaptive immunity. Trends Immunol., 2004;25: 280-288
  Google Scholar
• 4. Bottero V., Rossi F., Samson M., Mari M., Hofman P., Peyron J.F.:IκBα, the NF-κB inhibitory subunit, interacts with ANT, the mitochondrialATP/ADP translocator. J. Biol. Chem., 2001; 276: 21317-21324
  Google Scholar
• 5. Chen H.W., King K., Tu J., Sanchez M., Luster A.D., Shresta S.: Theroles of IRF-3 and IRF-7 in innate antiviral immunity against denguevirus. J. Immunol., 2013; 191: 4194-4201
  Google Scholar
• 6. Daffis S., Samuel M.A., Suthar M.S., Keller B.C., Gale M.Jr., DiamondM.S.: Interferon regulatory factor IRF-7 induces the antiviralalpha interferon response and protects against lethal West Nile virusinfection. J. Virol., 2008; 82: 8465-8475
  Google Scholar
• 7. Dasu M.R., Ramirez S., Isseroff R.R.: Toll-like receptors and diabetes:a therapeutic perspective. Clin. Sci., 2012; 122: 203-214
  Google Scholar
• 8. Dikic I., Crosetto N., Calatroni S., Bernasconi P.: Targeting ubiquitinin cancers. Eur. J. Cancer, 2006; 42: 3095-3102
  Google Scholar
• 9. Dolcet X., Llobet D., Pallares J., Matias-Guiu X.: NF-κB in developmentand progression of human cancer. Virchows Arch., 2005;446: 475-482
  Google Scholar
• 10. Eisenächer K., Krug A.: Regulation of RLR-mediated innate immunesignaling – it is all about keeping the balance. Eur. J. Cell Biol.,2012; 91: 36-47
  Google Scholar
• 11. Fang D.F., He K., Wang J., Mu R., Tan B., Jian Z., Li H.Y., Song W.,Chang Y., Gong W.L., Li W.H., Wang G.J.: RAD23A negatively regulatesRIG-I/MDA5 signaling through promoting TRAF2 polyubiquitinationand degradation. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2013;431: 686-692
  Google Scholar
• 12. Fulda S., Rajalingam K., Dikic I.: Ubiquitylation in immune disordersand cancer: from molecular mechanisms to therapeuticimplications. EMBO Mol. Med., 2012; 4: 545-556
  Google Scholar
• 13. Ghosh S., Karin M.: Missing pieces in the NF-κB puzzle. Cell,2002; 109 (Suppl. 1): S81-S96
  Google Scholar
• 14. Giardino Torchia M.L., Conze D.B., Jankovic D., Ashwell J.D.: Balancebetween NF-κB p100 and p52 regulates T cell costimulationdependence. J. Immunol., 2013; 190: 549-555
  Google Scholar
• 15. Graff J.W., Ewen J., Ettayebi K., Hardy M.E.: Zinc-binding domainof rotavirus NSP1 is required for proteasome-dependent degradationof IRF3 and autoregulatory NSP1 stability. J. Gen. Virol.,2007; 88: 613-620
  Google Scholar
• 16. Hayden M.S., Ghosh S.: Signaling to NF-κB. Genes Dev., 2004;18: 2195-2224
  Google Scholar
• 17. Hedayat M., Netea M.G., Rezaei N.: Targeting of Toll-like receptors:a decade of progress in combating infectious diseases. LancetInfect. Dis., 2011; 11: 702-712
  Google Scholar
• 18. Hideshima T., Bradner J.E., Chauhan D., Anderson K.C.: Intracellularprotein degradation and its therapeutic implications. Clin.Cancer Res., 2005; 11: 8530-8533
  Google Scholar
• 19. Higgs R., Jefferies C.A.: Targeting IRFs by ubiquitination: regulatingantiviral responses. Biochem. Soc. Trans., 2008; 36: 453-458
  Google Scholar
• 20. Honda K., Taniguchi T.: IRFs: master regulators of signallingby Toll-like receptors and cytosolic pattern-recognition receptors.Nat. Rev. Immunol., 2006; 6: 644-658
  Google Scholar
• 21. Honda K., Yanai H., Negishi H., Asagiri M., Sato M., Mizutani T.,Shimada N., Ohba Y., Takaoka A., Yoshida N., Taniguchi T.: IRF-7 isthe master regulator of type-I interferon-dependent immune responses.Nature, 2005; 434: 772-777
  Google Scholar
• 22. Huang T.T., Miyamoto S.: Postrepression activation of NF-κBrequires the amino-terminal nuclear export signal specific to IκBα.Mol. Cell. Biol., 2001; 21: 4737-4747
  Google Scholar
• 23. Huye L.E., Ning S., Kelliher M., Pagano J.S.: Interferon regulatoryfactor 7 is activated by a viral oncoprotein through RIP-dependentubiquitination. Mol. Cell. Biol., 2007; 27: 2910-2918
  Google Scholar
• 24. Ikeda F., Crosetto N., Dikic I.: What determines the specificityand outcomes of ubiquitin signaling? Cell, 2010; 143: 677-681
  Google Scholar
• 25. Jabłońska A., Paradowska E.: Rola receptorów RIG-I-podobnychw odpowiedzi przeciwwirusowej. Postępy Hig. Med. Dośw., 2014;68: 541-556
  Google Scholar
• 26. Kawai T., Akira S.: The role of pattern-recognition receptorsin innate immunity: update on Toll-like receptors. Nat. Immunol.,2010; 11: 373-384
  Google Scholar
• 27. Kayagaki N., Phung Q., Chan S., Chaudhari R., Quan C., O’RourkeK.M., Eby M., Pietras E., Cheng G., Bazan J.F., Zhang Z., Arnott D.,Dixit V.M.: DUBA: a deubiquitinase that regulates type I interferonproduction. Science, 2007; 318: 1628-1632
  Google Scholar
• 28. Kędziora S., Słotwiński R.: Molekularne mechanizmy towarzyszącerozpoznawaniu patogenu przez receptory wrodzonej odporności.Postępy Hig. Med. Dośw., 2009; 63: 30-38
  Google Scholar
• 29. Kirkin V., Dikic I.: Ubiquitin networks in cancer. Curr. Opin. Genet.Dev., 2011; 21: 21-28
  Google Scholar
• 30. Koshiba T.: Mitochondrial-mediated antiviral immunity. Biochim.Biophys. Acta, 2013; 1833: 225-232
  Google Scholar
• 31. Koshiba T., Bashiruddin N., Kawabata S.: Mitochondria and antiviralinnate immunity. Int. J. Biochem. Mol. Biol., 2011; 2: 257-262
  Google Scholar
• 32. Krug A., Luker G.D., Barchet W., Leib D.A., Akira S., Colonna M.:Herpes simplex virus type 1 activates murine natural interferon-producingcells through toll-like receptor 9. Blood, 2004; 103: 1433-1437
  Google Scholar
• 33. Lee J.Y., Zhao L., Hwang D.H.: Modulation of pattern recognitionreceptor-mediated inflammation and risk of chronic diseasesby dietary fatty acids. Nutr. Rev., 2010; 68: 38-61
  Google Scholar
• 34. Liu S.Y., Sanchez D.J., Cheng G.: New developments in the inductionand antiviral effectors of type I interferon. Curr. Opin. Immunol.,2011; 23: 57-64
  Google Scholar
• 35. Luise C., Capra M., Donzelli M., Mazzarol G., Jodice M.G., NuciforoP., Viale G., Di Fiore P.P., Confalonieri S.: An atlas of alteredexpression of deubiquitinating enzymes in human cancer. PLoSOne, 2011; 6: e15891
  Google Scholar
• 36. Lund J.M., Alexopoulou L., Sato A., Karow M., Adams N.C., Gale N.W.,Iwasaki A., Flavell R.A.: Recognition of single-stranded RNA virusesby Toll-like receptor 7. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2004; 101: 5598-5603
  Google Scholar
• 37. Maelfait J., Beyaert R.: Emerging role of ubiquitination in antiviralRIG-I signaling. Microbiol. Mol. Biol. Rev., 2012; 76: 33-45
  Google Scholar
• 38. Martinez-Forero I., Rouzaut A., Palazon A., Dubrot J., MeleroI.: Lysine 63 polyubiquitination in immunotherapy and in cancer–promoting inflammation. Clin. Cancer Res., 2009; 15: 6751-6757
  Google Scholar
• 39. Mattern M.R., Wu J., Nicholson B.: Ubiquitin-based anticancertherapy: carpet bombing with proteasome inhibitors vs surgicalstrikes with E1, E2, E3, or DUB inhibitors. Biochim. Biophys. Acta,2012; 1823: 2014-2021
  Google Scholar
• 40. Molineaux S.M.: Molecular pathways: targeting proteasomalprotein degradation in cancer. Clin. Cancer Res., 2012; 18: 15-20
  Google Scholar
• 41. Mukhopadhyay D., Riezman H.: Proteasome-independent functionsof ubiquitin in endocytosis and signaling. Science, 2007; 315:201-205
  Google Scholar
• 42. Niewold T.B.: Interferon alpha-induced lupus: proof of principle.J. Clin. Rheumatol., 2008; 14: 131-132
  Google Scholar
• 43. Niewold T.B., Adler J.E., Glenn S.B., Lehman T.J., Harley J.B., CrowM.K.: Age- and sex-related patterns of serum interferon-α activityin lupus families. Arthritis Rheum., 2008; 58: 2113-2119
  Google Scholar
• 44. Ning S., Campos A.D., Darnay B.G., Bentz G.L., Pagano J.S.: TRAF6and the three C-terminal lysine sites on IRF7 are required for itsubiquitination-mediated activation by the tumor necrosis factorreceptor family member latent membrane protein 1. Mol. Cell. Biol.,2008; 28: 6536-6546
  Google Scholar
• 45. O’Neill L.A., Bryant C.E., Doyle S.L.: Therapeutic targeting ofToll-like receptors for infectious and inflammatory diseases andcancer. Pharmacol. Rev., 2009; 61: 177-197
  Google Scholar
• 46. Paul S.: Dysfunction of the ubiquitin-proteasome system in multipledisease conditions: therapeutic approaches. Bioessays, 2008;30: 1172-1184
  Google Scholar
• 47. Poeck H., Ruland J.: From virus to inflammation: Mechanismsof RIG-I-induced IL-1β production. Eur. J. Cell Biol., 2012; 91: 59-64
  Google Scholar
• 48. Ramos H.J., Gale M.Jr.: RIG-I like receptors and their signalingcrosstalk in the regulation of antiviral immunity. Curr. Opin. Virol.,2011; 1: 167-176
  Google Scholar
• 49. Rastogi N., Mishra D.P.: Therapeutic targeting of cancer cell cycleusing proteasome inhibitors. Cell Div., 2012; 7: 26
  Google Scholar
• 50. Sadler A.J., Williams B.R.: Interferon-inducible antiviral effectors.Nat. Rev. Immunol., 2008; 8: 559-568
  Google Scholar
• 51. Saitoh T., Tun-Kyi A., Ryo A., Yamamoto M., Finn G., Fujita T.,Akira S., Yamamoto N., Lu K.P., Yamaoka S.: Negative regulation ofinterferon-regulatory factor 3-dependent innate antiviral responseby the prolyl isomerase Pin1. Nat. Immunol., 2006; 7: 598-605
  Google Scholar
• 52. Seth R.B., Sun L., Ea C.K., Chen Z.J.: Identification and characterizationof MAVS, a mitochondrial antiviral signaling protein thatactivates NF-κB and IRF3. Cell, 2005; 122: 669-682
  Google Scholar
• 53. Sgarbanti M., Marsili G., Remoli A.L., Orsatti R., Battistini A.:IRF-7: new role in the regulation of genes involved in adaptive immunity.Ann. N.Y. Acad. Sci., 2007; 1095: 325-333
  Google Scholar
• 54. Tak P.P., Firestein G.S.: NF-κB: a key role in inflammatory diseases.J. Clin. Invest., 2001; 107: 7-11
  Google Scholar
• 55. Takeuchi O., Akira S.: Innate immunity to virus infection. Immunol.Rev., 2009; 227: 75-86
  Google Scholar
• 56. Takeuchi O., Akira S.: Pattern recognition receptors and inflammation.Cell, 2010; 140: 805-820
  Google Scholar
• 57. Thompson M.R., Kaminski J.J., Kurt-Jones E.A., Fitzgerald K.A.:Pattern recognition receptors and the innate immune response toviral infection. Viruses, 2011; 3: 920-940
  Google Scholar
• 58. Tsou W.L., Sheedlo M.J., Morrow M.E., Blount J.R., McGregorK.M., Das C., Todi S.V.: Systematic analysis of the physiological importanceof deubiquitinating enzymes. PLoS One, 2012; 7: e43112
  Google Scholar
• 59. Wang J., Maldonado M.A.: The ubiquitin-proteasome systemand its role in inflammatory and autoimmune diseases. Cell. Mol.Immunol., 2006; 3: 255-261
  Google Scholar
• 60. Yuk J.M., Jo E.K.: Toll-like receptors and innate immunity. J.Bacteriol. Virol., 2011; 41: 225-235
  Google Scholar
• 61. Zeng W., Xu M., Liu S., Sun L., Chen Z.J.: Key role of Ubc5 andlysine-63 polyubiquitination in viral activation of IRF3. Mol. Cell,2009; 36: 315-325
  Google Scholar

Pełna treść artykułu