Streszczenie

Wrodzone miopatie są heterogenną pod względem klinicznym i genetycznym grupą chorób układu mięśniowego, charakteryzującą się strukturalnymi zaburzeniami w obrębie włókien mięśniowych oraz osłabieniem i deformacją różnych partii mięśni. W obrazie klinicznym pacjenci prezentują wiele objawów – od ostrych, prowadzących do śmierci we wczesnym okresie noworodkowym, do łagodnych ujawniających się dopiero w wieku dojrzałym. W obrazach mikroskopowych mię­śni zmiany strukturalne przybierają postać nitkowatych wtrętów w sarkoplazmie (miopatia ne­malinowa – NM) lub jądrze komórkowym (miopatia z wewnątrzjądrowymi pałeczkami – IRM), czapeczkowatych struktur umieszczonych obwodowo w komórce (miopatia typu czapeczek – CD), akumulacji filamentów aktynowych we włóknie mięśniowym (miopatia aktynowa – AM), zmian w wielkości i liczbie wolnych i szybkich włókien mięśniowych (wrodzona dysproporcja typów włókien – CFTD), nieregularnej linii Z, czy też zmian w położeniu jąder komórkowych. Za rozwój wrodzonych miopatii odpowiedzialne są mutacje w kilku genach kodujących białka mięśniowe. Najczęstsze mutacje dotyczą genów kodujących białka związane z cienkim filamen­tem – aktyną (ACTA1), tropomiozyną (TPM2 i TPM3), troponiną (TNNT1) i nebuliną (NEB). Badania in vitro i in vivo wykazały, że zidentyfikowane mutacje wywołują zmiany w strukturze białek cienkiego filamentu, zaburzające procesy polimeryzacji i stabilizacji aktyny, jej wewnątrz­komórkowej lokalizacji oraz regulacji oddziaływań aktyny z miozyną. Wiele wyników wskazu­je na „toksyczne” działanie białka zmienionego przez mutację. Niestety, nie istnieje prosta kore­lacja między zmianą w funkcji białek a patomorfologią i objawami klinicznymi miopatii.

Słowa kluczowe:cienki filament • aktyna • tropomiozyna • nebulina •mutacje •miopatia nemalinowa • wrodzona dysproporcja typów włókien • miopatia czapeczek • miopatia z wewnątrzjądrowymi pałeczkami • miopatia aktynowa

Summary

Congenital myopathies are clinically and genetically heterogeneous disorders characterized by muscle structural abnormalities, muscle weakness and deformities. The clinical spectrum of the disease ranges from severe cases with early death to adult-onset cases with slow progression. In the skeletal muscle fibers, the specific structural changes are rod-shaped structures present in the sarcoplasm (nemaline myopathy – NM) or nuclei (intranuclear rod myopathy – IRM), cap-like structures peripherally located within muscle fibers (cap disease – CD), accumulations of actin filaments (actin myopathy – AM), changes in the fiber type proportion and size (congenital fiber type disproportion – CFTD), irregularity of Z-lines and abnormal localization of myofiber nuc­lei. Mutations in several genes encoding muscle proteins have been linked to congenital myopa­thy. These genes include α-skeletal actin (ACTA1), tropomyosin (TPM2 and TPM3), troponin (TNNT1) and nebulin (NEB). In vitro and in vivo studies show that mutations identified within these genes have varying impacts on thin filament protein structure, which affect polymerization and stabilization of actin filament, actin cellular localization and regulation of actin-myosin ac­tivity. Many lines of evidence suggest that mutated proteins have „toxic” effects. Unfortunately, there is no existing simple correlation between the degree of protein disruption, muscle patholo­gies and disease severity.

Key words:thin filament • actin • tropomyosin • nebulin • mutations • nemaline myopathy • congenital fiber type disproportion • cap disease • intranuclear rod myopathy • actin myopathy

1. Wprowadzenie

Wrodzone miopatie są chorobami układu mięśniowe­go, które charakteryzują się zaburzeniami strukturalnymi w obrębie włókien mięśniowych, osłabieniem i deforma­cją różnych partii mięśni. Konsekwencją tych zaburzeń jest upośledzenie funkcji motorycznych i oddechowych cho­rych. Pod względem klinicznym chorzy mają bardzo wiele objawów – od ostrych, prowadzących do śmierci we wcze­snym okresie noworodkowym, do łagodnych ujawniających się dopiero w wieku dojrzałym [40]. W obrazach mikro­skopowych mięśni zmiany strukturalne przybierają postać nitkowatych wtrętów obecnych w sarkoplazmie lub jądrze komórkowym, czapeczkowatych struktur umieszczonych obwodowo w komórce, zmian w wielkości i liczbie wol­nych i szybkich włókien mięśniowych (włókna typu 1 i 2), nieregularnej linii Z (struktury oddzielającej sarkomery), czy też zmian w położeniu jąder komórkowych [17].

Za rozwój wrodzonych miopatii są odpowiedzialne mu­tacje w kilku genach kodujących białka mięśniowe. Są to mutacje autosomalne, dziedziczone zarówno w spo­sób recesywny, jak i dominujący. Spotykane są rów­nież przypadki dominujących mutacji spontanicznych, które wcześniej nie występowały w rodzinie chorego. Umiejscowienie poznanych do tej pory mutacji wskazuje na heterogenny charakter etiologii choroby. Najczęstsze mutacje dotyczą genów kodujących białka związane z filamentem cienkim – aktynę, tropomiozynę, troponi­nę i nebulinę, ale znane są również mutacje prowadzą­ce do zaburzeń funkcji takich białek jak receptor riano­dynowy typu 1, miotubularyna, dynamina i amfifizyna, które są odpowiedzialne za wiele procesów m.in. za dy­namikę błony komórkowej, różnicowanie komórek mię­śniowych, właściwą dystrybucję organelli we włóknach mięśniowych, organizację i prawidłowe funkcjonowa­nie sprzężenia pobudzenia ze skurczem [40]. W tabeli 1 przedstawiono poznane do tej pory powiązania między mutacjami i różnymi typami miopatii.

Tabela 1. Wpływ mutacji w genach kodujących białka mięśniowe na rozwój różnych typów wrodzonych miopatii

Miopatie są chorobami nieuleczalnymi, jednak zrozumienie mechanizmów ich rozwoju jest konieczne do opracowania skutecznych terapii, które poprawią jakość życia pacjen­tów. Intensywne badania prowadzone w ostatnim czasie dotyczą podstaw genetycznych miopatii, poziomu ekspre­sji zmutowanych białek w komórkach, wpływu mutacji na funkcje białek oraz wpływu zmian w białkach na rozwój i funkcjonowanie całego organizmu [40].

W pracy omówiono wyniki badań, które wykazały zabu­rzenia w strukturze i funkcji filamentu aktynowego i bia­łek regulatorowych ściśle związanych z aktyną.

2. Budowa i funkcja sarkomeru

Mięśnie poprzecznie prążkowane są zbudowane z wie­lojądrzastych, silnie wydłużonych, walcowatych komó­rek. Wnętrze komórek wypełniają włókienka kurczli­we (miofibryle), które zawierają naprzemiennie ułożone cienkie filamenty aktynowe i grube filamenty miozynowe. Podstawową jednostką kurczliwą mięśni szkieletowych jest sarkomer (ryc. 1a). Sarkomery układają się wzdłuż miofi­brylii i są rozdzielone wyraźnie zaznaczonymi struktura­mi zwanymi liniami Z. W linii Z są zakotwiczone cienkie filamenty, które są polimerami zbudowanymi z podjedno­stek globularnej aktyny zwiniętych w postać dwóch heli­kalnych sznurów (ryc. 1b). Orientacja podjednostek w fi­lamencie sprawia, że końce filamentu są nierównocenne. Jeden z końców (tzw. szybko rosnący) wiąże się z białkami linii Z, wśród których znajduje się α-aktynina, natomiast przeciwległy koniec (wolno rosnący) jest skierowany do środka sarkomeru. Odpowiednią długość oraz stabilność filamentów aktynowych zapewnia nebulina, której poje­dyncza cząsteczka rozciąga się wzdłuż całego cienkiego filamentu. Jej koniec C jest zakotwiczony w linii Z, a ko­niec N sięga drugiego końca filamentu aktynowego, który jest zakrywany przez tropomodulinę. Wspólnie z tropomo­duliną nebulina zapobiega niekontrolowanemu skracaniu i wydłużaniu filamentów [34,43]. Filamenty miozynowe są położone w centralnej części sarkomeru (ryc. 1a). Mają one postać dwubiegunową, w której globularne główki mio­zyny są skierowane w stronę linii Z, natomiast pozbawio­ne główek centralne części filamentów przenikają położo­ną w środku sarkomeru białkową strukturę zwaną linią M [11]. Ogromne białko, tytyna, które rozciąga się między liniami Z i M determinuje integralność sarkomeru [53].

Ryc. 1. Schemat budowy sarkomeru oraz cienkiego filamentu; (A) Umiejscowienie w sarkomerze filamentów aktynowych i miozynowych oraz towarzyszących im białek. (B) Szczegóły budowy cienkiego filamentu – tworzą go dwa splecione ze sobą łańcuchy podjednostek aktynowych. Po obu stronach filamentu układają się superhelikalnie zwinięte dimery tropomiozyny, które dzięki zakładce między końcami cząsteczek tropomiozyny sąsiadujących wzdłuż filamentu tworzą ciągłe łańcuchy. Jeden dimer tropomiozynowy rozciąga się wzdłuż siedmiu podjednostek aktyny i oddziałuje z kompleksem troponiny. Podjednostka troponiny T wiąże tropomiozynę i zakotwicza całą troponinę do filamentu, troponina C wiąże jony wapnia, a troponina I pełni rolę inhibitora, który pod nieobecność jonów wapnia umożliwia hamowanie oddziaływań aktyny z miozyną. Pod filamentem pokazano szczegółowo strukturę aktyny monomerycznej (Protein Data Bank, kod dostępu 1J6Z). Cząsteczka aktyny została zorientowana tak, aby ukazane było jej ułożenie w filamencie. Każda cząsteczka jest podzielona na dwie domeny: zewnętrzną, skierowaną na zewnątrz filamentu oraz wewnętrzną położoną bliżej osi filamentu. W szczelinie między domenami są miejsca wiązania kationu dwuwartościowego oraz nukleotydu (ATP lub ADP). W górnej części ryc. są szczegóły budowy zakładki międzytropomiozynowej (Protein Data Bank, kod dostępu 2G9J). Superhelikalny koniec N jednego dimeru wchodzi między rozszerzenie helis powstałe na końcu C poprzedzającej cząsteczki

Cykliczne oddziaływania między globularnymi główka­mi miozynowymi i podjednostkami aktyny umożliwiają wnikanie filamentów grubych pomiędzy filamenty cienkie. Prowadzi to do skracania sarkomeru i leży u podstaw skur­czu mięśnia [51]. Oddziaływania między aktyną i miozy­ną są precyzyjnie kontrolowane przez zespół białek zwią­zanych z aktyną. Wzdłuż całego filamentu aktynowego rozciągają się dwa sznury tropomiozyny (TM), superhe­likalnie zwiniętego białka, które polimeryzuje w wyniku oddziaływań „głowa-ogon”. Sąsiadujące wzdłuż filamentu dimeryczne cząsteczki tropomiozyny tworzą zakładkę – te­trameryczny kompleks obejmujący 9-11 reszt aminokwa­sowych z każdego końca TM (ryc.1b). Zakładka odgrywa istotną rolę w prawidłowej orientacji TM na filamencie. Pojedyncza cząsteczka TM wiąże siedem podjednostek aktyny oraz troponinę (Tn), kompleks białek, dzięki któ­remu oddziaływania aktyny z miozyną są zależne od stę­żenia jonów Ca²⁺ w komórce. Troponina jest złożona z trzech podjednostek: TnC wiążącej jony Ca²⁺, inhibito­rowej podjednostki TnI oraz TnT, która zakotwicza kom­pleks troponiny do tropomiozyny. Wiązanie jonów Ca²⁺ przez TnC jest impulsem, który rozpoczyna zmiany kon­formacyjne w obrębie całego filamentu cienkiego i pro­wadzi do skurczu [19].

Skurcz mięśni szkieletowych jest inicjowany przez bodź­ce nerwowe przekazywane przez nerwy motoryczne. Depolaryzacja błony komórkowej rozprzestrzenia się wzdłuż komórek mięśniowych, co prowadzi do powstania potencjału czynnościowego indukującego otwarcie kana­łu wapniowego zwanego receptorem rianodynowym, któ­ry mieści się w błonie siateczki sarkoplazmatycznej. To prowadzi do wzrostu stężenia jonów Ca²⁺ w sarkoplazmie, które wiążąc się z podjednostką TnC indukują zmiany konformacyjne w obrębie cienkiego filamentu, co z kolei umożliwia oddziaływania aktyny z główkami miozyny [2].

Prawidłowe funkcjonowanie mięśni szkieletowych jest uzależnione od precyzji oddziaływań międzybiałkowych. Nie dziwi więc, że nawet drobne uszkodzenia w struktu­rze białek mięśniowych mogą prowadzić do poważnych zaburzeń fizjologicznych.

3. Miopatia nemalinowa

Najlepiej zbadaną do tej pory postacią miopatii jest mio­patia nemalinowa (NM). Po raz pierwszy opisana w 1963 r. przez dwie niezależnie pracujące grupy pod kierunkiem Conena i Shya [8,48]. Podstawową nieprawidłowością ob­serwowaną u chorych jest obecność we włóknach mięśnio­wych licznych nitkowatych ciał zwanych ciałkami nema­linowymi [47].

3.1. Obraz kliniczny NM

Klinicznie NM obejmuje zarówno ciężkie przypadki wśród noworodków polegające na braku spontanicznego ruchu i niewydolności oddechowej zaraz po urodzeniu (wysoka, wczesna śmiertelność), jak i łagodne schorzenia z powolną progresją pozwalające doczekać starości. W typowej po­staci NM obserwowano uogólnione osłabienie i wiotkość mięśni (głównie mięśni twarzowych, dosiebnych części kończyn i mięśni oddechowych) oraz cechy dysmorfizmu kostnego [40]. Ze względu na różny zespół objawów i wiek ujawnienia się choroby, Europejskie Centrum Nerwowo-Mięśniowe (European Neuromuscular Centre) wyróżniło siedem podtypów miopatii nemalinowej: ostry (16% cho­rych na NM), typowy (46%), pośredni (20%), dorosłych (4%), dziecięcy (13%), Amiszów oraz inne rzadkie postaci [45]. Granice między poszczególnymi postaciami są nie­ostre, gdyż często zdarza się, że cechy przypisane różnym podtypom pokrywają się [38].

3.2. Patomorfologia mięśni w NM

W materiale biopsyjnym pozyskanym od pacjentów, we włóknach mięśniowych barwionych techniką Gomori tri­chrome ciałka nemalinowe mają postać czerwono-pur­purowych nitkowatych wtrętów. Umiejscowienie ciałek może być różne, ogólnie wykazują skłonność skupiania się na obwodzie włókna, jednak zdarza się, że wypełniają cały jego przekrój [17]. Ciałka nemalinowe są struktura­mi utworzonymi z α-aktyny oraz białek wywodzących się z linii Z: α-aktyniny, filaminy, miotyliny i desminy [12,46]. Mechanizm powstawania ciałek nemalinowych jest wciąż nieznany. Przypuszcza się, że powstają z powodu zabu­rzeń w proporcji między funkcjonalną aktyną i białkami wiążącymi aktynę lub też są skutkiem zmian w oddzia­ływaniach między aktyną i innymi białkami. W szczegó­łowych analizach budowy ciałek stwierdzono odwróconą polarność sąsiadujących ze sobą filamentów aktynowych oraz ich usieciowanie przez dimery α-aktyniny. To suge­ruje, że jednym z mechanizmów tworzenia się ciałek ne­malinowych jest zaburzenie terminacji filamentów aktyno­wych poprzez zakrywanie końców w rejonie linii Z [46].

Tego typu wtręty nie są charakterystyczne tylko dla NM. Obserwowano je również podczas regeneracji miofybry­lii u pacjentów z miopatią HIV i miopatią mitochondrial­ną, w mięśniach poddanych stałemu stresowi skurczowemu lub długotrwałemu unieruchomieniu, co może świadczyć, że ich pojawianie się jest reakcją mięśni na mechaniczny i patogenny stres [28].

Pałeczki mogą być obecne we wszystkich włóknach mię­śniowych, jednak najczęściej pojawiają się we włóknach typu 1. Proporcja włókien zawierających ciałka nemalino­we jest zróżnicowana i zależy od rodzaju mięśni. Włókna zawierające ciałka nemalinowe często wykazują hipotro­fię. Zaobserwowano również, że liczba wtrętów wzra­sta z wiekiem. Jednak korelacja między liczbą wtrętów a stanem i wiekiem pacjentów nie została jednoznacznie stwierdzona [38].

Inną powszechną cechą NM są zmiany w proporcji i roz­miarze typów włókien mięśniowych. Obserwowane są duże odstępstwa od prawidłowej proporcji 1:1:1 między włók­nami mięśniowymi typu 1, 2a i 2b. Włókna typu 1 są hi­potroficzne, ale dominują pod względem liczby [28,46].

3.3. Podłoże genetyczne NM

Do tej pory odnotowano mutacje w sześciu genach, które są związane z rozwojem NM (tabela 1). Geny te kodują białka budujące cienki filament: α-aktynę, αTM i βTM, TnT i nebulinę [37]. Zaskakujące jest to, że z NM jest rów­nież powiązana mutacja w genie kodującym kofilinę – biał­ko regulujące dynamikę filamentu, które nie jest typowym białkiem cienkiego filamentu [1]. Najczęściej NM wywo­łują mutacje w genach NEB i ACTA1 kodujących nebuli­nę oraz szkieletową α-aktynę [30].

Pierwszego odkrycia punktowych mutacji w genie ACTA1 powiązanych z miopatią nemalinową dokonano w 1999 r. [39]. Dziesięć lat później znano ponad sto siedemdziesiąt mutacji w tym genie, które są odpowiedzialne za kilka ro­dzajów miopatii, które są odpowiedzialne za prawie 20% przypadków NM [30]. Większość mutacji w ACTA1 to po­wstające de novo heterozygotyczne mutacje dominujące, jednak opisano również przypadki recesywnych i dominu­jących mutacji dziedziczonych autosomalnie. Wśród mu­tacji dominujących przeważają mutacje zmiany sensu, na­tomiast wśród recesywnych, oprócz mutacji zmiany sensu, zdarzają się również mutacje nonsensowne, przesunięcia ramki odczytu i mutacje kodonu stop. Mutacje rozmiesz­czone są we wszystkich sześciu kodujących eksonach genu ACTA1 [30,50].

Z mutacjami w genie nebuliny powiązano około 50% zna­nych przypadków NM [30]. Analiza sekwencji NEB jest utrudniona ze względu na ogromne rozmiary tego genu (183 eksony) oraz znaczną liczbę powtórzeń sekwencji. Mimo trudności, udało się zidentyfikować ponad sześćdzie­siąt mutacji w NEB, wśród których większość to delecje, insercje lub mutacje punktowe. Wszystkie zidentyfikowa­ne mutacje w NEB są dziedziczone w sposób autosomal­ny recesywny [33].

W genie TPM3 kodującym αTM, która ulega ekspresji tylko w wolnych włóknach mięśniowych, zidentyfikowa­no pięć punktowych mutacji odpowiedzialnych za roz­wój miopatii nemalinowej [29,31,44]. Mutacje w TPM3 mogą być dziedziczone w sposób dominujący i recesyw­ny. Fenotypowo powiązano je z podtypem ostrym, pośred­nim i dziecięcym [37].

Badania prowadzone w zamkniętej społeczności Amiszów wykazały, że przyczyną poważnej odmiany NM pojawiają­cej się wśród jej członków jest mutacja Glu180Stop w ge­nie TNNT1, której następstwem jest wytwarzanie skróconej postaci TnT obecnej w wolnych włóknach mięśni szkie­letowych. Choroba ta wśród Amiszów jest dziedziczona w sposób autosomalnie recesywny, a jej przebieg jest bar­dzo ostry [27].

Jedyną znaną dotąd mutację w genie CFL2, kodującym mięśniową izoformę kofiliny, odkryto stosunkowo nie­dawno. Ekspresja zmutowanej kofiliny wywołuje typo­wy obraz NM [1].

3.4. Wpływ mutacji w ACTA1 na strukturę i funkcję aktyny

Aktyna jest centralnym białkiem cienkiego filamentu. Jej postać polimeryczna (aktyna F), ma dwa splecione ze sobą łańcuchy utworzone z identycznych monomerycznych pod­jednostek (aktyna G). Aktyna G jest zbudowana z dwóch domen przedzielonych głęboką szczeliną (ryc. 1). W mię­dzydomenowej szczelinie znajdują się miejsca wiązania ka­tionu dwuwartościowego oraz nukleotydu (ATP/ADP). Oba ligandy są konieczne do utrzymania prawidłowej struktury i funkcji cząsteczki. Aktyna oddziałuje z wieloma białkami, które warunkują jej prawidłowe funkcjonowanie. Kontakty międzybiałkowe aktyny zapewniają skurcz mięśnia i jego regulację, umożliwiają prawidłowe zwinięcie potranslacyj­ne monomeru aktynowego, polimeryzację, stabilizację fila­mentu i jego zakotwiczenie w strukturach sarkomeru oraz właściwą wymianę podjednostek w istniejącym filamen­cie. U większości kręgowców aktyna jest białkiem bardzo konserwatywnym, a jej izoformy nie wykazują polimorfi­zmu, można zatem oczekiwać, że nawet niewielkie zmia­ny w sekwencji aminokwasowej będą prowadzić do zabu­rzeń w strukturze i funkcji filamentu, a w konsekwencji całej komórki mięśniowej [19,50,51].

Zmiany aminokwasowe w aktynie związane z rozwojem NM są równomiernie rozrzucone po całej powierzchni czą­steczki [16,50]. Modelowanie molekularne oraz badania bio­chemiczne i komórkowe wykazały, że zmiany te prowadzą do zaburzeń kilku podstawowych funkcji aktyny. Problemy mogą się zaczynać już na etapie zwijania aktyny w natyw­ną cząsteczkę. Zwijanie nowo syntetyzowanego łańcucha polipeptydowego aktyny jest ułatwiane przez szaperoniny – prefoldynę i CCT. Prefoldyna wiąże łańcuch polipeptydowy i dostarcza go do CCT, gdzie dokonuje się ostateczne zwi­nięcie białka [54]. Niektóre miejsca wiązania szaperonin do aktyny są zmienione na skutek mutacji, jednak przewidy­wania, że białko zmienione w tych rejonach nie będzie pra­widłowo zwinięte nie do końca się sprawdziły. Tylko dwie punktowe mutacje, prowadzące do zamiany aminokwasów w rejonach położonych w pobliżu miejsc wiązania prefol­dyny, wykazały w testach wiązania wpływ na proces zwi­jania. Natomiast zastąpienia aminokwasowe bezpośrednio w rejonach oddziaływań z szaperoninami nie miały wpływu na tworzenie prawidłowo zwiniętej aktyny [10,16].

Bardziej przewidywalny był wpływ mutacji w rejonach za­angażowanych w wiązanie ATP na stabilność monomerycz­nej aktyny. Białko CAP (cyclase associated protein) wy­kazuje duże powinowactwo do aktyny pozbawionej ATP i prowadzi do jej szybkiej degradacji [36]. Badania nad wiązaniem mutantów aktyny z CAP wykazały, że zmiany aminokwasowe w rejonie miejsca wiążącego nukleotyd znacząco zwiększały powinowactwo między tymi białka­mi [10]. Test ten wskazuje pośrednio na zmniejszenie sta­bilności aktyny monomerycznej.

Struktura filamentów jest stabilizowana przez nukleotyd związany w szczelinie międzydomenowej oraz strukturę re­jonu „zawiasowego” położonego poniżej szczeliny. Rejon zawiasowy kontroluje orientację między domenami, a po­średnio również wpływa na konformację miejsc oddziały­wań między podjednostkami sąsiadującymi w tym samym oraz sąsiednim łańcuchu aktynowym [42]. Zmiany w re­jonie wiązania nukleotydu oraz „zawiasu” prowadziły do zaburzeń na różnych etapach polimeryzacji. Niektóre mu­tacje obniżały zdolność aktyny do polimeryzacji i powo­dowały destabilizację filamentów, z kolei inne zwiększały tendencję do tworzenia filamentowych struktur i agrega­cji [16]. Bezpośredni wpływ na zdolności polimeryzacyj­ne aktyny mają natomiast punktowe mutacje w rejonach oddziaływań między monomerami [1,13]. Innym miej­scem ważnym dla struktury cząsteczki jest reszta His73, która ulega potranslacyjnej metylacji, modyfikacji istotnej dla stabilizacji oddziaływań między domenami. Zamiana His73 na Asp, wykryta u pacjentów z objawami NM, po­wodowała stabilizację cząsteczki i spowalniała szybkość polimeryzacji [58].

Niektóre z zastąpień aminokwasowych powodujących NM obniżają powinowactwo aktyny do a-aktyniny, białka sie­ciującego końce filamentów w obrębie linii Z [10,13,16]. Osłabienie oddziaływania z białkiem linii Z prawdopodob­nie prowadzi do rozrywania połączeń filamentów cienkich z białkami linii Z. Obserwacja ta dobrze tłumaczy postę­pujące z wiekiem zwiększanie liczby ciał nemalinowych we włóknach mięśniowych pacjentów.

Inne zmiany funkcjonalne wynikające ze zmian amino­kwasów w aktynie mogą wpływać na sam proces skur­czu, czyli oddziaływania aktyny z miozyną i ich regula­cję, jednak analizy funkcjonalne nie wykazują określonego kierunku zmian. W teście ruchliwości in vitro, który po­zwala na prześledzenie szybkości ruchu filamentów po po­wierzchni opłaszczonej główkami miozyny, wpływ muta­cji na szybkość przesuwania nieregulowanych filamentów aktynowych był bardzo różnorodny – obserwowano za­równo brak zmian, wzrost, jak i spadek szybkości ruchu. Wyraźnej tendencji zmian w procesie ruchliwości nie ob­serwowano również w obecności białek regulatorowych – tropomiozyny i troponiny oraz aktywujących stężeń jonów Ca²⁺. Niektóre mutacje prowadziły do zwiększenia, nato­miast inne do spadku ruchliwości [16].

Z przeglądu analiz funkcjonalnych uzyskanych dla akty­ny powstałej w wyniku mutacji nie wyłania się wspólny mechanizm patologii NM. Naukowcy wysunęli hipotezę, że główną przyczyną NM jest toksyczne działanie zmie­nionych przez mutacje białek. Przemawia za tym to, że większość mutacji w ACTA1 to dominujące mutacje he­terozygotyczne. Obecność prawidłowego allelu umożliwia rozwój i pracę mięśniom, jednak ekspresja nawet niewiel­kich ilości białka, którego funkcje zostały zmienione, in­terferuje z funkcjonowaniem prawidłowej aktyny i w kon­sekwencji fenotyp ma postać negatywnie dominującą [50].

Bardzo interesujący mechanizm patologii NM wyłania się z najnowszych badań nad wpływem mutacji w ak­tynie na proces regulacji transkrypcji wielu białek mię­śniowych, wśród nich a-aktyny, tropomiozyny, troponi­ny, lekkich i ciężkich łańcuchów miozyny [56]. Program transkrypcyjny komórki mięśniowej regulowany przez czynnik transkrypcyjny SRF (ludzki czynnik odpowiedzi na surowicę krwi) podlega bezpośredniej kontroli przez aktynę. Rolę czynnika sygnalizacyjnego odgrywa w tym przypadku równowaga między aktyną monomeryczną i fi­lamentową. Aktyna w postaci monomerycznej wiąże czyn­nik MAL, co uniemożliwia jego oddziaływanie z SRF i in­dukcję transkrypcji. Polimeryzacja aktyny zmniejsza pulę wolnej aktyny G, a to powoduje uwolnienie MAL z kom­pleksu z aktyną, wiązanie MAL z SRF i aktywację trans­krypcji [55]. Stwierdzono, że mutacje, które obniżają zdol­ność aktyny do polimeryzacji zwiększają stosunek G/F aktyny, co prowadzi do zablokowania MAL w komplek­sie z aktyną. Znaleziono również mutanty aktyny, które wykazują zwiększone powinowactwo do MAL, przez co obniżają jego aktywność transkrypcyjną. Zatem mutacje w genie aktyny mogą wpływać na program ekspresji bia­łek mięśniowych wytwarzanych w komórce. Taki mecha­nizm musi prowadzić do poważnych zaburzeń w struktu­rze komórki mięśniowej [56].

3.5. Wpływ mutacji w genie NEB na strukturę cienkiego filamentu i siłę skurczu

Jak wspomniano w rozdziale 2, nebulina jest ogromnym białkiem sarkomerycznym. Jest zbudowana z powtarza­jących się modułów (M). Oddziałujący z tropomoduliną koniec N stanowią moduły M1-M8, centralna część (M9-M162) nebuliny odpowiada za jej wiązanie z aktyną, na­tomiast koniec C jest zakotwiczony w linii Z. Nebulina reguluje długość filamentu cienkiego w mięśniach szkie­letowych, jej rola jest zatem niezwykle istotna dla gene­racji siły motorycznej w komórce mięśniowej, gdyż tylko filament o określonej, precyzyjnie kontrolowanej długo­ści (1,3 µm) może oddziaływać z odpowiednio dużą licz­bą główek miozyny [20].

W 2009 r. Granzier i wsp. [21] sprawdzili wpływ delecji w eksonie 55 NEB na długość cienkiego filamentu w mię­śniach pacjentów cierpiących na NM. Ekson 55 koduje 35 aminokwasów wchodzących w skład modułów M69 i M70, które biorą udział w wiązaniu aktyny. Obserwacje z uży­ciem mikroskopu elektronowego pozwoliły stwierdzić duże zmiany w długości cienkiego filamentu w miofibry­lach chorych zawierających delecje w NEB, które wahały się w zakresie 0,3-1,3 µm. Pomiary funkcjonalne wyka­zały drastyczny spadek (65%) zdolności do generacji siły motorycznej w tych włóknach mięśniowych w stosunku do kontroli. Zatem delecje w NEB negatywnie wpływają na oddziaływanie nebuliny z cząsteczkami aktyny, powo­dując utratę kontroli nad długością filamentu, co prowadzi do osłabienia siły mięśni. Zarówno fragmentacja filamen­tów, jak i zmniejszenie siły skurczu powodują akumula­cję aktyny w ciałach nemalinowych i dezintegrację struk­tury sarkomeru [21].

3.6. Wpływ mutacji w genie TPM3 na strukturę i funkcję cienkiego filamentu

Pierwsze doniesienie na temat związku punktowej mutacji w genie TPM3 z miopatią nemalinową pojawiło się w 1995 r. [31]. Wykryta mutacja prowadzi do zamiany reszty Met9 na Arg w cząsteczce γTM (zwaną również wolną αTM), izoformy tropomiozyny, która ulega ekspresji w wolnych włóknach mięśniowych typu 1. W późniejszych badaniach wykryto kolejne pięć mutacji w tym genie.

U pacjentów u których wykryto mutację Met9Arg obserwo­wano zmiany w poziomie ekspresji izoform TM. W prawi­dłowych, dojrzałych włóknach typu 1 izofomy γTM i βTM są zrównoważone i tworzą heterodimer γ/β. W miopatii nemalinowej obserwowano obniżenie poziomu ekspresji βTM, co w konsekwencji prowadzi do tworzenia homo­dimeru γ/γ. Podobny wzór ekspresji obserwowano w ko­mórkach mięśni myszy transgenicznych, do których wpro­wadzono zmutowany gen TPM3 [9].

Dziewiąta reszta aminokwasowa TM mieści się w rejonie zakładki międzytropomiozynowej. Badania in vitro, w któ­rych posłużono się rekombinowaną TM zawierającą Arg w miejscu Met9 wykazały, że mutacja w tym miejscu sil­nie osłabia powinowactwo TM do aktyny i zaburza regu­lację oddziaływań aktyny z miozyną z udziałem troponiny i jonów Ca²⁺ [35]. Zaburzenia w aktywacji skurczu mogą być jedną z głównych przyczyn osłabienia siły mięśni ob­serwowanego u pacjentów.

Z kolei przyczyną fragmentacji filamentów i powstawania złogów w postaci ciał nemalinowych może być zmniejsze­nie zdolności TM do polimeryzacji i wiązania z aktyną. Badania, w których użyto syntetycznego peptydu odpo­wiadającego sekwencji N-końcowej TM i zawierającego zmianę Met9 na Arg, wykazały, że zamiana reszty hydro­fobowej na hydrofilową powoduje silne zaburzenie struk­tury superhelikalnej tego rejonu białka. Ponieważ koniec N TM odgrywa główną rolę w tworzeniu zakładki i wią­zaniu TM do aktyny, zaburzenia strukturalne w tym rejo­nie mogą destabilizować filament [35]. Dodatkową przy­czyną destabilizacji filamentów aktynowych może być zmniejszenie powinowactwa TM zmienionej w końcu N do tropomoduliny [22].

Te przypuszczenia znalazły potwierdzenie w badaniach in vivo, w których komórki mioblastów C2C12 poddano trans­fekcji zmutowanym genem tropomiozyny. Zaobserwowano zredukowaną, mniej efektywną inkorporację tropomiozy­ny do cienkiego filamentu oraz destabilizację cytoszkieletu aktynowego zainfekowanych komórek. W części analizo­wanych mioblastów zaobserwowano zredukowaną fluore­scencję rodamino-falloidyny, używanej do obrazowania filamentowej aktyny, co sugeruje, że ekspresja zmutowa­nej TM może destabilizować strukturę filamentów [24].

4. Miopatia z wewnątrzjądrowymi pałeczkami

Patologiczne gromadzenie się pałeczkowatych złogów w ją­drach komórek mięśniowych obserwowano już w latach sześćdziesiątych XX wieku [16,26]. Obecnie miopatia z we­wnątrzjądrowymi pałeczkami (IRM) jest uznawana za od­mianę miopatii nemalinowej. Z tą postacią miopatii wiąże się trzynaście mutacji, wyłącznie w genie ACTA1, prowa­dzących do zmian dwunastu reszt aminokwasowych akty­ny. Część mutacji powoduje zmiany aminokwasowe w re­jonie zawiasu między domenami znajdującego się u dołu szczeliny międzydomenowej, inne są położone w miejscach istotnych dla wiązania nukleotydu. Mutacje te mogą zatem mieć bezpośredni wpływ na wiązanie i wymianę nukleotydu w cząsteczce aktyny, a to z kolei może wpływać na proces polimeryzacji i stabilizacji filamentu. Mutacje powiązane z IRM znaleziono również w rejonach, które w cząsteczce aktyny są bezpośrednio zaangażowane w tworzenie kon­taktów między podjednostkami. Można zatem sądzić, że w IRM główną patologią na poziomie molekularnym jest destabilizacja filamentu aktynowego [30,50].

Interesujący mechanizm akumulacji pałeczek aktyno­wych w jądrze odkryto na podstawie modelowania mole­kularnego, które wykazało, że kilka mutacji związanych z IRM powoduje zaburzenia struktury w rejonie aktyny odpowiedzialnym za wewnątrzkomórkowe umiejscowie­nie tego białka. Zmiany w strukturze NES (nuclear export signal) prowadzą do akumulacji w jądrze nie tylko aktyny zmienionej przez mutację, ale również natywnego białka obecnego w komórce [15]. Wynik ten wskazuje na induk­cję nieprawidłowych funkcji przez zmienione, „trujące” cząsteczki aktyny.

5. Miopatia aktynowa

Miopatię aktynową (AM) opisał Goebel w 1997 r. jako patologię, która wyróżnia się akumulacją filamentowych wtrętów w obszarach włókna mięśniowego zawierających jedynie aktynę, a pozbawionych filamentów miozynowych [18]. Patologia ta wywołuje ciężkie stany chorobowe i zwią­zana jest z mutacjami w genie ACTA1. Zidentyfikowano osiem różnych mutacji punktowych w tym genie, z których większość gromadzi się w miejscu wiązania nukleotydu oraz w rejonie zawiasowym między domenami aktyny, co powoduje defekty w polimeryzacji i stabilności filamen­tu. Interesującym jest to, że te same mutacje, które u jed­nych prowadzą do rozwoju miopatii aktynowej, u innych są przyczyną rozwoju IRM [16,30]. Potwierdza to pogląd, że miopatie są schorzeniami o skomplikowanej etiologii. Choć istnieją określone związki między zmianami struktu­ralnymi w białkach mięśniowych wywołanymi przez mu­tacje a funkcjami tych białek, to zapewne istnieją czynni­ki, które u różnych osób prowadzą do różnych fenotypów.

6. Miopatia typu czapeczek

Miopatię typu czapeczek (CD) opisali w 1981 r. polscy na­ukowcy pracujący pod kierunkiem prof. A. Fidziańskiej [17]. Miopatia ta jest uznawana za wariant lub wczesną po­stać NM. Odkryto bowiem, że członkowie jednej rodziny, posiadający te same mutacje, mogą chorować na miopa­tię czapeczek albo nemalinową lub na obie jednocześnie. Miopatia czapeczek charakteryzuje się obecnością w ob­razach histologicznych czapeczkowatych struktur na pe­ryferiach włókien mięśniowych wypełnionych cienkimi filamentami oraz białkami linii Z, akumulacją mitochon­driów i glikogenu. Kliniczny obraz jest podobny do typo­wej miopatii nemalinowej [28].

Pierwsze dane na temat genetycznych przyczyn miopa­tii czapeczek powiązały tę patologię z mutacjami w ge­nie TPM2 kodującym izoformę β tropomiozyny. Są to mutacje zmiany sensu, delecja i duplikacja pojedynczego aminokwasu [31,41,52]. Kolejne odkrycia powiązały ten typ miopatii również z mutacjami w genie TPM3, które wcześniej wykryto u pacjentów z objawami miopatii ne­malinowej i dysproporcji typu włókien (CFTD) [14,57]. Heterogenność etiologii miopatii czapeczek zwiększona została przez niedawne odkrycie mutacji zmiany sensu w genie ACTA1 [23].

Genetyczne podłoże i patogeneza miopatii czapeczek czę­ściowo pokrywają się z miopatią nemalinową i CFTD. To skłania do przypuszczeń, że istnieje czynnik, który po­woduje indywidualną odpowiedź organizmu – wytworze­nie czapeczek lub ciałek nemalinowych, na pojawienie się zmienionego przez mutację białka. Natury tego modyfiku­jącego czynnika dotychczas nie poznano [57].

7. Wrodzona dysproporcja typu włókien

Zaburzenia w proporcji włókien mięśniowych (CFTD) pole­gające na znacznej hipotrofii włókien typu 1 (wolno kurczą­cych się) w stosunku do włókien typu 2 (szybkich) od daw­na znajdowano w materiale pozyskiwanym metodą biopsji od małych pacjentów, u których zaraz po urodzeniu obser­wowano ogólne osłabienie i hipotonię mięśni [3]. Termin wrodzona dysproporcja typu włókien, zaproponowany przez Brooka w 1973 r., często jest stosowany do określenia drugo­rzędowej cechy histologicznej obserwowanej w NM. Jednak wieloletnie badania przyczyniły się do wyodrębnienia CFTD, jako odrębnego typu wrodzonej miopatii [6].

7.1. Obraz kliniczny CFTD

U chorych cierpiących na CFTD stwierdza się zmniejsze­nie napięcia oraz różny stopień osłabienia mięśni szkie­letowych, zazwyczaj dolnych kończyn. Zakres objawów jest bardzo zmienny, od ostrego osłabienia mięśni i wcze­snej śmierci w okresie noworodkowym, do stanów łagod­nych, które pozwalają choremu funkcjonować do późnego wieku, choć wraz z wiekiem objawy choroby nasilają się. Diagnoza kliniczna nie daje jednoznacznej odpowiedzi czy pacjent choruje na CFTD, gdyż objawy kliniczne są typo­we dla wielu miopatii i chorób mięśniowych. Z tego wzglę­du podstawowe znaczenie ma diagnoza histologiczna [6].

7.2. Patomorfologia mięśni w CFTD

Podstawowym zaburzeniem histopatologicznym jest widoczna dysproporcja wielkości włókien typu 1 i 2. Przyjmuje się, że o dysproporcji typu włókien decyduje hi­potrofia włókien typu 1, które są mniejsze od włókien typu 2 co najmniej o 12%. Kryteria niektórych badaczy są bar­dziej zaostrzone, gdyż wymagają oni ponad 25% zmniej­szenia wielkości włókien typu 1. Oprócz hipotrofii u wie­lu pacjentów obserwuje się również liczbową dominację włókien typu 1. Ponadto w wielu przypadkach we włók­nach obu typów obserwowano centralnie położone jądra oraz nieregularną linię Z, która przybierała postać sinuso­idy czy zygzaka [4,49]. Jak wspomniano, zmiany w wiel­kości włókien typu 1 i 2 są obserwowane u cierpiących na różne rodzaje miopatii, dlatego CFTD jest diagnozowane tylko wówczas, gdy inne możliwe patologie zostaną wy­kluczone. Występowanie wyłącznie dysproporcji typu włó­kien oraz brak wtrętów upoważnia do klasyfikacji choro­by jako CFTD [4].

7.3. Molekularne przyczyny CFTD

CFTD pojawia się na skutek mutacji spontanicznych oraz jest dziedziczona w sposób zarówno recesywny jak i dominujący. Najnowsze doniesienia za przyczynę CFTD wskazują mutacje w genach ACTA1, TPM3, SEPN1 [3], a ostatnio znaleziono również mutacje w genie RYR1 [7].

Reszty aminokwasowe zmienione na skutek mutacji w ACTA1 skupiają się w cząsteczce aktyny w rejonie, który jest odpowiedzialny za wiązanie tropomiozyny [16]. Można przypuszczać, że takie umiejscowienie zmienio­nych miejsc prowadzi do zaburzeń w procesach regulacji funkcji aktyny przez tropomiozynę. Analizy funkcjonal­ne potwierdziły tę hipotezę. W teście ruchliwości in vitro, w którym obserwuje się ruch znakowanych fluorescencyj­nie filamentów po powierzchni opłaszczonej główkami miozyny, obserwowano zmniejszoną ruchliwość filamen­tów zawierających zmutowaną aktynę i natywną tropo­miozynę. Obecność troponiny i aktywujących stężeń Ca²⁺ nie wpływała korzystnie na mierzone parametry ruchu [5].

Obserwacje włókien mięśni pacjentów z mutacjami w ge­nie ACTA1 wykazały, że w odróżnieniu od NM, mutacje wywołujące CFTD nie prowadzą do zmian w strukturze sarkomeru [5]. Zatem można sądzić, że CFTD jest raczej skutkiem osłabienia skurczu mięśni, niż zaburzenia jego struktury. Wstępne wyniki badań nad wpływem muta­cji w TPM3 na funkcje filamentu aktynowego, pochodzą­ce z naszego laboratorium, potwierdzają ten mechanizm rozwoju CFTD [45].

Warto zwrócić uwagę, że z CFTD powiązano również mu­tacje w genach RYR1 i SEPN1 kodujących receptor riano­dynowy i selenoproteinę. Mutacje w tych genach są też główną przyczyną rozwoju miopatii CCD i MmD (tabela 1), jednak zgłębienie molekularnych mechanizmów pato­logii mięśni wynikających z mutacji w tych genach wy­kraczałoby poza ramy tego artykułu.

8. Podsumowanie

Miopatie są wrodzonymi chorobami genetycznymi dzie­dziczonymi autosomalnie recesywnie lub dominująco. Wiele lat badań doprowadziło do odkrycia mutacji w kil­ku genach kodujących białka mięśniowe. Przeważnie mu­tacje dotyczą genów kodujących białka filamentu aktyno­wego – α-aktynę, izoformy β i γ tropomiozyny, troponinę T oraz nebulinę. Na podstawie badań strukturalnych komó­rek mięśniowych, modelowania molekularnego oddziały­wań międzycząsteczkowych, badań biochemicznych oraz analiz ekspresji i lokalizacji wewnątrzkomórkowej białek określono zaburzenia na poziomie komórkowym i mole­kularnym, które są odpowiedzialne za dezintegrację i osła­bienie mięśni. Stwierdzono, że mutacje wywołują zmia­ny w strukturze białek bezpośrednio zaburzające procesy polimeryzacji i stabilizacji filamentu aktynowego, we­wnątrzkomórkowego umiejscowienia aktyny oraz regula­cji oddziaływań aktyny z miozyną. Niestety, nie istnieje prosta korelacja między zmianą w funkcji białek a pato­morfologią i objawami klinicznymi miopatii. Wiele wyni­ków wskazuje na „trujące” działanie zmienionego na sku­tek mutacji białka.

Podziękowania

Dziękujemy pani Małgorzacie Śliwińskiej za pomoc w stworzeniu ryciny.

PIŚMIENNICTWO

[1] Agrawal P.B., Greenleaf R.S., Tomczak K.K., Lehtokari V.L., Wallgren-Pettersson C., Wallefeld W., Laing N.G., Darras B.T., Maciver S.K., Dormitzer P.R., Beggs A.H.: Nemaline myopathy with minicores caused by mutation of the CFL2 gene encoding the skeletal muscle actin-binding protein, cofilin-2. Am. J. Hum. Genet., 2007; 80: 162-167
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[2] Berchtold M.W., Brinkmeier H., Müntener M.: Calcium ion in skeletal muscle: its crucial role for muscle function, plasticity and disease. Physiol. Rev., 2000; 80: 1215-1265
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[3] Cavanagh N.P., Larke B.D., McMeniman P.: Congenital fibre type disproportion myopathy. A histological diagnosis with an uncertain clinical outlook. Arch. Dis. Child., 1979; 54: 735-743
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[4] Clarke N.F.: Skeletal muscle disease due to mutations in tropomyosin, troponin and cofilin. Adv. Exp. Med. Biol., 2008; 642: 40-54
[PubMed]  

[5] Clarke N.F., Ilkovski B., Cooper S., Valova V.A., Robinson P.J., Nonaka I., Feng J.J., Marston S., North K.: The pathogenesis of ACTA1-related congenital fiber type disproportion. Ann. Neurol., 2007; 61: 552-561
[PubMed]  

[6] Clarke N.F., North K.N.: Congenital fiber type disproportion – 30 years on. J. Neuropathol. Exp. Neurol., 2003; 62: 977-989
[PubMed]  

[7] Clarke N.F., Waddell L.B., Cooper S.T., Perry M., Smith R.L., Kornberg A.J., Muntoni F., Lillis S., Straub V., Bushby K., Guglieri M., King M.D., Farrell M.A., Marty I., Lunardi J., Monnier N., North K.N.: Recessive mutations in RYR1 are a common cause of congenital fiber type disproportion. Hum. Mutat., 2010; 31: E1544-E1550
[PubMed]  

[8] Conen P.E., Murphy E.G., Donohue W.L.: Light and electron microscopic studies of myogranules in a child with hypotonia and muscle weakness. Can. Med. Assoc. J., 1963; 89: 983-986
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[9] Corbett M.A., Robinson C.S., Dunglison G.F., Yang N., Joya J.E., Stewart A.W., Schnell C., Gunning P.W., North K.N., Hardeman E.C.: A mutation in α-tropomyosin_slow affects muscle strength, maturation and hypertrophy in a mouse model for nemaline myopathy. Hum. Mol. Genet., 2001; 15: 317-328
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[10] Costa C.F., Rommelaere H., Waterschoot D., Sethi K.K., Nowak K.J., Laing N.G., Ampe C., Machesky L.M.: Myopathy mutations in alpha-skeletal-muscle actin cause a range of molecular defects. J. Cell. Sci., 2004; 117: 3367-3377
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[11] Craig R., Woodhead J.L.: Structure and function of myosin filaments. Curr. Opin. Struct. Biol., 2006; 16: 204-212
[PubMed]  

[12] D’Amico A., Bertini E.: Congenital myopathies. Curr. Neurol. Neursci. Rep., 2008; 8: 73-79
[PubMed]  

[13] D’Amico A., Graziano C., Pacileo G., Petrini S., Nowak K.J., Boldrini R., Jacques A., Feng J.J., Porfirio B., Sewry C.A., Santorelli F.M., Limongelli G., Bertini E., Laing N., Marston S.B.: Fatal hypertrophic cardiomyopathy and nemaline myopathy associated with ACTA1 K336E mutation. Neuromuscul. Disord., 2006; 16: 548-552
[PubMed]  

[14] De Paula A.M., Franques J., Fernandez C., Monnier N., Lunardi J., Pellissier J.F., Figarella-Branger D., Pouget J.: A TPM3 mutation causing cap myopathy. Neuromuscul. Disord., 2009; 19: 685-688
[PubMed]  

[15] Domazetovska A., Ilkovski B., Kumar V., Valova V.A., Vandebrouck A., Hutchinson D.O., Robinson P.J., Cooper S.T., Sparrow J.C., Peckham M., North K.N.: Intranuclear rod myopathy: molecular pathogenesis and mechanisms of weakness. Ann. Neurol., 2007; 62: 597-608
[PubMed]  

[16] Feng J.J., Marston S.: Genotype-phenotype correlations in ACTA1 mutations that cause congenital myopathies. Neuromuscul. Disord., 2009; 19: 6-16
[PubMed]  

[17] Fidziańska-Dolot A.: Miopatie wrodzone. W: Choroby nerwowo-mięśniowe: Hausmanowa – Petrusewicz I., Wydawnictwo Czelej, Lublin 2005; 114-133

[18] Goebel H.H., Warlo I.: Nemaline myopathy with intranuclear rods-intranuclear rod myopathy. Neuromuscul. Disord., 1997; 7: 13-19
[PubMed]  

[19] Gordon A.M., Homsher E., Regnier M.: Regulation of contraction in striated muscle. Physiol. Rev., 2000; 80: 853-924
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[20] Granzier H., Ottenheijm C.A.: New insight into the structural roles of nebulin in skeletal muscle, J. Biomed. Biotechnol., 2010: ID 968139
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[21] Granzier H., Ottenheijm C.A., Witt C.C., Stienen G.J., Labeit S., Beggs A.H.: Thin filament length dysregulation contributes to muscle weakness in nemaline myopathy patients with nebulin deficiency. Hum. Mol. Gen., 2009; 18: 2359-2369
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[22] Greenfield N.J., Fowler V.M.: Tropomyosin requires an intact N-terminal coiled coil to interact with tropomodulin. Biophys. J., 2002; 82: 2580-2591
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[23] Hung R.M., Yoon G., Hawkins C.E., Halliday W., Biggar D., Vajsar J.: Cap myopathy caused by a mutation of the skeletal alpha-actin gene ACTA1. Neuromuscul. Disord., 2010; 20: 238-240
[PubMed]  

[24] Ilkovski B., Mokbel N., Lewis R.A., Walker K., Nowak K.J., Domazetovska A., Laing N.G., Fowler V.M., North K.N., Cooper S.T.: Disease severity and thin filament regulation in M9R TPM3 nemaline myopathy. J. Neuropathol. Exp. Neurol., 2008; 67: 867-877
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[25] Ilkovski B., Nowak K.J., Domazetovska A., Maxwell A.L., Clement S. Davies K.E., Laing N.G., North K.N., Cooper S.T.: Evidence for a dominant-negative effect in ACTA1 nemaline myopathy caused by abnormal folding, aggregation and altered polymerization of mutant actin isoforms. Hum. Mol. Genet., 2004; 13: 1727-1743
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[26] Jenis E.H., Lindquist R.R., Lister R.C.: New congenital myopathy with crystalline intranuclear inclusions. Arch. Neurol., 1969; 20: 281-287
[PubMed]  

[27] Johnston J.J., Kelley R.I., Crawford T.O., Morton D.H., Agarwala R., Koch T., Schäffer A.A., Francomano C.A., Biesecker L.G.: A novel nemaline myopathy in the Amish caused by a mutation in troponin T1. Am. J. Hum. Genet., 2000: 67; 814-821
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[28] Kee A.J., Hardeman E.C.: Tropomyosin in skeletal muscle diseases. Adv. Exp. Med. Biol., 2008; 644: 143-157
[PubMed]  

[29] Kiphuth I.C., Krause S., Huttner H.B., Dekomien G., Struffert T., Schröder R.: Autosomal dominant nemaline myopathy caused by a novel α-tropomyosin 3 mutation. J. Neurol., 2010; 257: 658-660
[PubMed]  

[30] Laing N.G., Dye D.E., Wallgren-Pettersson C., Richard G., Monnier N., Lillis S., Winder T.L., Lochmuller H., Graziano C., Mitrani-Rosenbaum S., Twomey D., Sparrow J.C., Beggs A.H., Nowak K.J.: Mutation and polymorphisms of thes muscle α-actin gene (ACTA1). Hum. Mutat., 2009; 30: 1267-1277
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[31] Laing N.G., Wilton S.D., Akkari P.A., Dorosz S., Boundy K., Kneebone C., Blumbergs P., White S., Watkins H., Love D.R, Haan E.: A mutation in the α tropomyosin gene TPM₃ associated with autosomal dominant nemaline myopathy. Nat. Genet., 1995; 9: 75-79
[PubMed]  

[32] Lehtokari V.L., Ceuterick-de Groote C., de Jonghe P., Marttila M., Laing N.G., Pelin K., Wallgren-Pettersson C.: Cap disease caused by heterozygous deletion of the β-tropomyosin gene TPM2. Neuromuscul. Disord., 2007; 17: 433-442
[PubMed]  

[33] Lehtokari V.L., Greenleaf R.S., DeChene E.T., Kellinsalmi M., Pelin K., Laing N.G., Beggs A.H., Wallgren-Pettersson C.: The exon 55 deletion in the nebulin gene – one single founder mutation with world-wide occurrence. Neuromuscul. Disord., 2009; 19: 179-181
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[34] Littlefield R.S., Fowler V.M.: Thin filament length regulation in striated muscle sarcomeres: pointed-end dynamics go beyond a nebulin ruler. Semin. Cell. Dev. Biol., 2008; 19: 511-519
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[35] Moraczewska J., Greenfield N.J., Liu Y., Hitchcock-DeGregori S.E.: Alteration of tropomyosin function and folding by a nemaline myopathy-causing mutation. Biophys. J., 2000; 79: 3217-3225
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[36] Moriyama K., Yahara I.: Human CAP1 is a key factor in the recycling of cofilin and actin for rapid actin turnover. J. Cell. Sci., 2002; 115: 1591-1601
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[37] North K.: What’s new in congenital myopathies? Neuromuscul. Disord., 2008; 18: 433-442
[PubMed]  

[38] North K., Ryan M.M.: Nemaline myopathy. Gene reviews, 2009, ID: 20301465 12
[PubMed]  

[39] Nowak K.J., Wattanasirichaigoon D., Goebel H.H., Wilce M., Pelin K., Donner K., Jacob R.L., Hübner C., Oexle K., Anderson J.R., Verity C.M., North K.N., Iannaccone S.T., Müller C.R., Nürnberg P., Muntoni F., Sewry C., Hughes I., Sutphen R., Lacson A.G., Swoboda K.J., Vigneron J., Wallgren-Pettersson C., Beggs A.H., Laing N.G.: Mutations in the skeletal muscle α-actin gene in patients with actin myopathy and nemaline myopathy. Nat. Genet., 1999; 23: 208-212
[PubMed]  

[40] Ochala J.: Thin filament proteins mutations associated with skeletal myopathies: Defective regulation of muscle contraction. J. Mol. Med., 2008; 86: 1197-1204
[PubMed]  

[41] Ohlsson M., Quijano-Roy S., Darin N., Brochier G., Lacene E., Avila-Smirnow D., Fardeau M., Oldfors A., Tajsharghi H.: New morphologic and genetic findings in cap disease associated with β-tropomyosin (TPM2) mutations. Neurology, 2008; 71: 1896-1901
[PubMed]  

[42] Orlova A., Egelman E.H.: Structural basis for the destabilization of F-actin by phosphate release following ATP hydrolysis. J. Mol. Biol., 1992; 227: 1043-1053
[PubMed]  

[43] Pappas C.T., Bliss K.T., Zieseniss A., Gregorio C.C.: The nebulin family: an actin support group. Trends. Cell. Biol., 2011; 21: 29-37
[PubMed]  

[44] Pénisson-Besnier I., Monnier N., Toutain A., Dubas F., Laing N.G.: A second pedigree with autosomal dominant nemaline myopathy caused by TPM3 mutation: a clinical and pathological study. Neuromuscul. Disord., 2007; 17: 330-337
[PubMed]  

[45] Robaszkiewicz K., Moraczewska J.: Effects of tropomyosin mutations related to congenital fibre type disproportion on the regulation of actin filament. Acta Biochim. Pol., 2010; 57, Suppl.4: 52
[Abstract]  

[46] Sanoudou D., Beggs A.H.: Clinical and genetic heterogeneity in nemaline myopathy – a disease of skeletal muscle thin filaments. Trends Mol. Med., 2001; 7: 362-368
[PubMed]  

[47] Schnell C., Kan A., North K.N.: 'An artefact gone awry’: identifcation of the first case of nemaline myopathy by Dr R.D.K. Reye. Neuromuscul. Disord., 2000; 10: 307-312
[PubMed]  

[48] Shy G.M., Engel W.K., Somers J.E., Wanko T.: Nemaline myopathy. A new congenital myopathy. Brain, 1963; 86: 793-810
[PubMed]  

[49] Sobrido M.J., Fernández J.M., Fontoira E., Pérez-Sousa C., Cabello A., Castro M., Teijeira S., Alvarez S., Mederer S., Rivas E., Seijo-Martínez M., Navarro C.: Autosomal dominant congenital fibre type disproportion: a clinicopathological and imaging study of a large family. Brain, 2005; 128: 1716-1727
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[50] Sparrow J.C., Nowak K.J., Durling H.J., Beggs A.H., Wallgren-Pettersson C., Romero N., Nonaka I., Laing N.G.: Muscle disease caused by mutations in the skeletal muscle alpha-actin gene (ACTA1). Neuromuscul. Disord., 2003; 13: 519-531
[PubMed]  

[51] Strzelecka-Gołaszewska H.: Molekularny mechanizm skurczu mięśniowego. W: Biofizyka dla biologów: Ryszewska M., Leyko W., PWN, Warszawa 1997; 245-280

[52] Tajsharghi H., Ohlsson M., Lindberg C., Oldfors A.: Congenital myopathy with nemaline rods and cap structures caused by a mutation in the β-tropomyosin gene (TPM2). Arch. Neurol., 2007; 64: 1334-1338
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[53] Tskhovrebova L., Trinick J.: Titin: properties and family relationships. Nat. Rev. Mol. Cell. Biol., 2003; 4, 678-689
[PubMed]  

[54] Vainberg I.E., Lewis S.A., Rommelaere H., Ampe C., Vandekerckhove J., Klein H.L., Cowan N.J.: Prefoldin, a chaperone that delivers unfolded proteins to cytosolic chaperonin. Cell, 1998; 93: 863-873
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[55] Vartiainen M.K., Guettler S., Larijani B., Treisman R.: Nuclear actin regulates dynamic subcellular localization and activity of the SRF cofactor MAL. Science, 2007; 316: 1749-1752
[PubMed]  

[56] Visegrády B., Machesky L.M.: Myopathy-causing actin mutations promote defects in serum-response factor signalling. Biochem. J., 2010; 427: 41-48
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

[57] Waddell L.B., Kreissl M., Kornberg A., Kennedy P., McLean C., Labarre-Vila A., Monnier N., North K.N., Clarke N.F.: Evidence for a dominant negative disease mechanism in cap myopathy due to TPM3. Neuromuscul. Disord., 2010; 20: 464-466
[PubMed]  

[58] Yao X., Grade S., Wriggers W., Rubenstein P.A.: His⁷³, often methylated, is an important structural determinant for actin. A mutagenic analysis of His7³ of yeast actin. J. Biol. Chem., 1999; 274: 37443-37449
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  

Autorki deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.

Pełna treść artykułu