Abstrakt

Wskaźniki zapadalności na gruźlicę w Polsce od wielu lat systematycznie, choć powoli się obniżają. Nadal jednak co roku stwierdza się około 8 tysięcy zachorowań na gruźlicę, z czego prawie 3 tysiące stanowią chorzy na gruźlicę płuc obficie prątkujący, to znaczy z dodatnim wynikiem bakterioskopii. Wśród dzieci poniżej 14 roku życia w ciągu ostatnich 3 lat odnotowywano około 100 zachorowań na gruźlicę rocznie. O diagnostyce w kierunku zakażenia Mycobacterium tuberculosis należy pamiętać, gdy dziecko miało kontakt z chorym na gruźlicę płuc lub prezentuje objawy odpowiadające gruźlicy bądź ma planowane leczenie immunosupresyjne. Przesiewowe badania w kierunku zakażenia Mycobacterium tuberculosis obowiązują również pacjentów zakażonych HIV. Przez ponad 100 lat jedynym testem potwierdzającym infekcję prątkiem gruźlicy był odczyn tuberkulinowy polegający na ocenie reakcji skórnej na śródskórne wstrzyknięcie tuberkuliny. Ze względu na obecność krzyżowej reakcji na tuberkulinę u osób szczepionych BCG prawidłowa interpretacja odczynu często sprawiała trudność. Od 10 lat są dostępne nowe testy immunologiczne polegające na badaniu stężenia interferonu gamma (interferon gamma release assay, IGRA) po inkubacji krwi pacjenta z antygenami swoistymi dla prątków gruźlicy, nieobecnymi w szczepie Mycobacterium bovis BCG. U osób zakażonych prątkiem gruźlicy obecne we krwi komórki pamięci rozpoznają antygeny prątków i zaczynają intensywnie wydzielać interferon gamma. Wiele badań potwierdza dużą czułość testów IGRA oraz wyższą w porównaniu z odczynem tuberkulinowym swoistość. Wytyczne towarzystw naukowych zalecają coraz szersze stosowanie IGRA, również u dzieci.

Wstęp

Zapadalność na gruźlicę w Polsce w 2013 r. po raz czwarty w ciągu ostatnich kilku lat była niższa niż 20/100 tys. (17,4/100 000), co umieszcza Polskę w  grupie krajów o niskiej zapadalności na tę chorobę [23]. Jednak wskaźniki zapadalności na gruźlicę są wyższe niż w większości krajów zachodnioeuropejskich (np. Niemczech i Francji), gdzie co roku stwierdza się 5-8 zachorowań/100 000 mieszkańców [47].

Lepsza sytuacja epidemiologiczna nie oznacza, że wolno zapomnieć o tej chorobie. Nadal co roku w Polsce odnotowuje się około 8 tysięcy przypadków gruźlicy, a ponad 500 osób umiera z jej powodu. W 2013 r. prawie 3000 chorych na gruźlicę płuc stanowili pacjenci z dodatnim rozmazem plwociny, a więc chorzy obficie prątkujący, wysoce zakaźni [23]. Warto pamiętać, że tuż za naszą wschodnią granicą zapadalność na gruźlicę jest znacznie wyższa (53-93/100 000) [47], a napływ obcokrajowców ze wschodu do Polski, może uniemożliwić utrzymanie obserwowanej tendencji spadkowej. Wśród dzieci poniżej 14 roku życia w  Polsce w  ciągu ostatnich 5 lat rocznie odnotowywano 62-116 zachorowań, a współczynnik zapadalności utrzymywał się w tej grupie wiekowej w zakresie 1,1-2/100 000 [23].

Zapadalność na gruźlicę w populacji dziecięcej jest odbiciem sytuacji epidemiologicznej gruźlicy wśród dorosłych. Nowe zachorowania dzieci świadczą o niedawnej transmisji prątków w środowisku i o braku pełnej kontroli nad chorobą [4]. Małe dzieci zakażają się najczęściej od chorych na gruźlicę płuc dorosłych członków rodziny. Im bliższy i dłuższy jest kontakt dziecka z  chorym, tym większe jest ryzyko zakażenia prątkiem gruźlicy [11]. Najmłodsze dzieci z powodu niedoskonałych mechanizmów immunologicznych mają znacząco wyższe ryzyko rozwoju aktywnej gruźlicy w porównaniu z dorosłymi (30-40% w 1 roku życia vs. 5-10% >18 r. ż) [13].

WHO poza problemem prawidłowej diagnostyki gruźlicy u dzieci i dorosłych zwraca uwagę na problem diagnostyki utajonego zakażenia Mycobacterium tuberculosis (latent tuberculosis infection, LTBI). Prawidłowa diagnostyka oraz leczenie LTBI są, zgodnie z raportem WHO z 2013 r., podstawą do uzyskania kontroli nad zapadalnością na gruźlicę na świecie [47].

Diagnostyka w kierunku zakażenia Mycobacterium tuberculosis (M. tuberculosis) jest wskazana w następujących sytuacjach klinicznych:

• po kontakcie z chorym na gruźlicę płuc,

• przed planowanym leczeniem immunosupresyjnym (w tym przed przeszczepianiem narządów),

• przed włączeniem leczenia antagonistami czynnika martwicy nowotworów alfa (tumor necrosis factor-α, TNF-α),

• u pacjentów zakażonych HIV,

• przy klinicznym podejrzeniu gruźlicy (np.: u dziecka z przewlekłym kaszlem, stanami podgorączkowymi, niedoborem masy ciała, nocnymi potami lub przy obecności przewlekających się zmian zapalnych w płucach, mimo stosowania prawidłowego leczenia) [2]

Przez ponad 100 lat jedynym badaniem służącym do rozpoznawania zakażenia prątkiem gruźlicy był odczyn tuberkulinowy (OT), nazywany też próbą tuberkulinową lub odczynem Mantoux. W pierwszych latach XXI w. pojawiły się nowe testy immunologiczne oceniające stężenie wydzielanego interferonu gamma nazywane testami IGRA.

Diagnostyka tuberkulinowa

Pierwowzór stosowanej do dziś tuberkuliny przygotował Robert Koch w czasie eksperymentalnych prób stworzenia leku na gruźlicę. Przesącz z zabitych wysoką temperaturą hodowli prątków, wbrew wstępnym zapowiedziom naukowca i ku rozczarowaniu wielu chorych, nie sprawdził się jako skuteczny środek terapeutyczny [10,35,51]. Nazwę „tuberkulina” zaproponował polski naukowiec Odon Bujwid, który współpracował z Robertem Kochem i  prowadził podobne badania w  Polsce [24]. Podczas przeprowadzanych doświadczeń u zakażonych prątkami gruźlicy świnek morskich zaobserwowano miejscową reakcję skórną pojawiającą się po 48-72 godzinach od wstrzyknięcia tuberkuliny.

Tuberkulinę po raz pierwszy w diagnostyce zakażenia M. tuberculosis zastosował Clemens von Pirquet w 1907 r., a rok później Charles Mantoux wprowadził obowiązującą do dzisiaj metodę jej śródskórnego podawania. Tuberkulina otrzymana przez Roberta Kocha zawierała wiele zanieczyszczeń. W 1934 r. Florence Seibert metodą frakcjonowania uzyskała tzw. „oczyszczoną białkową pochodną” (pure protein derivative, PPD) historycznej tuberkuliny [10,35].

Podłoże patofizjologiczne OT

Miejscowa reakcja zapalna powstająca po podaniu śródskórnym tuberkuliny jest przykładem nadwrażliwości typu późnego (IV typ reakcji wg Gella-Coombsa), czyli reakcji immunologicznej związanej z obecnością uczulonych limfocytów. Objawia się obrzękiem i zgrubieniem skóry powstającym najwcześniej po 24 godzinach od iniekcji i jest dowodem na uprzedni kontakt pacjenta z antygenami prątków [18]. W miejscu podania tuberkuliny gromadzą się limfocyty T rozpoznające antygeny M. tuberculosis. Pod wpływem wydzielanych przez nie cytokin dochodzi do rozszerzenia naczyń, napływu kolejnych komórek zapalnych, co klinicznie objawia się naciekiem zapalnym i obrzękiem, stosownym do nasilenia odpowiedzi immunologicznej wobec antygenów prątka. Przy znacznej liczbie uczulonych limfocytów T wzmożony metabolizm komórek związany z  nasiloną odpowiedzią immunologiczną może prowadzić do miejscowej hipoksji i kwasicy, co powoduje powstanie pęcherzyków, martwicy lub owrzodzenia [11,35]. Największe nasilenie reakcji występuje po 48-72 godzinach, następnie odczyn zapalny stopniowo słabnie [11].

Technika wykonania OT

Tuberkulina jest podawana śródskórnie w  przednią powierzchnię przedramienia, wynik podawany w milimetrach jest odczytywany po 72 godzinach i  polega na pomiarze średnicy nacieku zapalnego w  skórze w wymiarze poprzecznym do osi długiej przedramienia [11]. Zarówno śródskórna iniekcja tuberkuliny, jak i odczyt OT powinny być wykonywane przez doświadczony personel, gdyż błędy w wykonaniu mogą być przyczyną fałszywych wyników (tabela 1) [49].

Czułość i swoistość testu

Tuberkulina jest mieszaniną zawierającą około 200 antygenów prątków M. tuberculosis, z których część jest wspólna dla prątków M. bovis BCG i prątków środowiskowych [13,25,26]. Jest to przyczyną obniżonej swoistości OT w populacjach szczepionych BCG, a więc i w Polsce, a także u osób eksponowanych na mikobakterie środowiskowe. Wskutek krzyżowej reakcji na tuberkulinę wyniki OT często są fałszywie dodatnie [11,15,27]. U dzieci ze względu na znacznie krótszy niż u dorosłych odstęp czasowy między szczepieniem BCG a wykonaniem OT znaczenie poszczepiennej alergii tuberkulinowej jest większe, co istotnie utrudnia prawidłową interpretację odczynu.

Inną przyczyną fałszywie dodatnich wyników jest tzw. efekt wzmocnienia („booster effect”), zjawisko do niedawna niedoceniane. Obserwuje się je przy testach powtarzanych w zbyt krótkim odstępie czasu. Najsilniejsze wzmocnienie występuje 48 godzin do 6 tygodni od wykonania testu wyjściowego, ale według niektórych autorów może się ono utrzymywać nawet do 2 lat [30]. Pierwsza iniekcja tuberkuliny indukuje aktywację i  wzrost liczby uczulonych limfocytów, dlatego przy kolejnym teście reakcja skórna jest bardziej nasilona niż wyjściowa. Działanie występuje zarówno u osób zakażonych, jak i szczepionych BCG niezakażonych prątkami gruźlicy [30,31,45].

Swoistość OT w diagnostyce zakażenia prątkiem gruźlicy u dzieci wynosi 90-92%, w diagnozowaniu aktywnej gruźlicy według różnych metaanaliz dotyczących populacji pediatrycznej waha się od 56 do 85% [28,41]. Wyższe wartości cechują ten test w populacjach nieszczepionych BCG [2,12]. Czułość OT w gruźlicy aktywnej potwierdzonej bakteriologicznie u dzieci według metaanalizy z 2014 r. wynosi 74-86% [37].

Brak lub niewielka reakcja skórna, mimo istnienia zakażenia, jest związana z  czasowym bądź przewlekłym obniżeniem odporności i stwierdzana jest po niektórych ostrych infekcjach, szczepieniach innymi niż BCG żywymi szczepionkami, w przewlekłych chorobach oraz wskutek stosowanego leczenia immunosupresyjnego. Obserwowana jest również u najmłodszych dzieci i ludzi w wieku podeszłym [13,35]. Niezadowalającą czułość badania (65%) obserwuje się paradoksalnie u chorych na gruźlicę, co jest prawdopodobnie związane z obniżeniem odporności pod wpływem długo toczącej się choroby oraz powstaniem generacji komórek T regulatorowych (fenotyp Tr1) wydzielających IL-10, mającą właściwości immunosupresyjne [7]. Zjawisko to może wprowadzać w błąd, należy więc pamiętać, iż ujemne wyniki badania nie wykluczają aktywnej gruźlicy [36]. Przyczyny fałszywie ujemnych wyników przedstawiono w tabelach 1 i 2.

Interpretacja OT

Kryteria interpretacji odczynu tuberkulinowego są bardzo niejednolite. Według wytycznych WHO dla Narodowych Programów Zwalczania Gruźlicy dotyczących gruźlicy u dzieci z 2014 r. OT należy interpretować jako dodatni, gdy jest równy lub większy od 10 mm niezależnie od historii szczepienia BCG [48]. Natomiast u pacjentów zakażonych HIV lub ciężko niedożywionych każdy odczyn równy lub większy niż 5 mm powinien być uznany za pozytywny [48].

W USA

Zgodnie z wytycznymi Amerykańskiej Akademii Pediatrii (AAP) odczyn interpretuje się w zależności od czynników ryzyka zakażenia prątkiem gruźlicy i  ryzyka rozwoju choroby gruźliczej [1]:

U dzieci mających wysokie ryzyko zakażenia lub zachorowania na gruźlicę (pacjenci z immunosupresją, zakażeni HIV, po niedawnym bliskim kontakcie z chorym na gruźlicę) przyjmuje się niski próg odcięcia dodatnich wyników, to jest naciek ≥ 5 mm uznaje się za dodatni.

U dzieci < 4 roku życia lub chorych na choroby przewlekłe (nowotwory, cukrzycę, przewlekłą niewydolność nerek), a także u pacjentów niedożywionych odczyn ≥ 10 mm uznaje się za dodatni ze względu na podwyższone ryzyko zachorowania na gruźlicę. U dzieci w wieku 4 lat i starszych bez dodatkowych czynników ryzyka wynik ≥ 15 mm jest wynikiem dodatnim. Należy jednak pamiętać, że w Stanach Zjednoczonych nie stosuje się obligatoryjnie szczepień BCG [1].

W Europie

W European Respiratory Journal w 2010 r. opublikowano konsensus europejskich ekspertów dotyczący badań osób z kontaktu z chorymi na gruźlicę, w którym kryteria interpretacji odczynu tuberkulinowego uzależniono zarówno od ryzyka zakażenia i zachorowania, jak i od wieku, w jakim pacjent został zaszczepiony BCG (w pierwszym czy powyżej pierwszego roku życia). Wytyczne te powstały w oparciu o badania, które wykazały m. in., że alergia tuberkulinowa jest silniejsza i trwa znacząco dłużej, gdy szczepienie wykonano powyżej 1 roku życia [13]. Proponowane kryteria interpretacji dodatniego odczynu tuberkulinowego zamieszczono w tabeli 3.

w Polsce

W Polsce w II połowie XX wieku ftyzjopulmonolodzy dziecięcy interpretowali odczyn jako zakażeniowy, jeśli wielkość nacieku wynosiła więcej niż 15 mm i w każ- dym przypadku, gdy stwierdzono odczyn wysiękowy (pęcherzykowy). Jeśli średnica nacieku wyniosła 11-15 mm, interpretację uzależniano od odstępu od ostatniego szczepienia BCG. Jeżeli szczepienie BCG wykonano do 6 lat wstecz, odczyn interpretowano jak poszczepienny. W przypadku dłuższego niż 6 lat odstępu od szczepienia ten sam wynik interpretowano jako odczyn pozakaźny. Wynikało to z wieloletnich obserwacji i badań, które wskazywały, że tzw. „alergia poszczepienna” (czyli aktywność limfocytów T pamięci immunologicznej) może się utrzymywać do 6 lat [8,50].

Jak już wcześniej wspomniano, u dzieci większy jest wpływ niedawnego szczepienia BCG na wynik OT, w związku z czym interpretacja wyniku jest bardziej skomplikowana. Według zaleceń WHO dla Narodowych Programów Zwalczania Gruźlicy wydanych w 2001 r. przez Instytut Gruźlicy i Chorób Płuc odczyn o wielkości 10-15 mm u dzieci jest częściej odczynem poszczepiennym, natomiast 16 mm i większy przemawia za infekcją M. tuberculosis [20].

Według aktualnych zaleceń Polskiego Towarzystwa Chorób Płuc opublikowanych w 2013 r. w ogólnej populacji odczyn większy lub równy 10 mm uznaje się za dodatni [3]. Autorzy wytycznych zwracają jednak uwagę na ograniczoną przydatność testu u osób wielokrotnie szczepionych BCG. Natomiast w przypadku badania osób z kontaktu z chorymi na gruźlicę płuc eksperci zalecają interpretację OT według kryteriów wspomnianego wcześniej europejskiego konsensusu. W Polsce ze względu na powszechne szczepienia BCG, do 2005 r. włącznie wykonywane dwukrotnie, prawidłowa interpretacja odczynu tuberkulinowego jest wyjątkowo trudna, a rozbieżności między zaleceniami różnych grup ekspertów nie ułatwiają tego zadania.

Testy uwalniania interferonu gamma

W 2001 r. Amerykańska Agencja ds. Żywności i Leków (FDA) zaaprobowała do diagnozowania zakażenia M. tuberculosis nowy test immunologiczny polegający na pomiarze stężenia interferonu gamma pod nazwą Quantiferon, a w 2007 r. jego nowszą wersję – QuantiFERON®-TB Gold In-Tube (QFT-GIT) [29]. Pierwowzór obecnych testów powstał w celu diagnozowania gruźlicy u bydła i opierał się na pomiarze stężenia interferonu gamma wydzielanego przez limfocyty T po inkubacji krwi z tuberkuliną. Próbowano ten sam test zastosować u ludzi w diagnostyce latentnego zakażenia M. tuberculosis, jednak okazał się mniej swoisty od próby tuberkulinowej [29,39].

W 1990 r. wyizolowano swoiste dla prątka gruźlicy peptydy, kodowane w regionie RD-1 (region of difference 1), nieobecnym w genomie szczepów szczepionkowych oraz większości prątków środowiskowych z wyjątkiem M. kansasii, M. szulgai, M. marinum. Badania dwóch białek kodowanych przez ten region: wczesno wydzielniczego białka o masie cząsteczkowej 6 kDa (Early Secretory Antigenic Target, ESAT-6) i białka przesączu hodowlanego o masie cząsteczkowej 10 kDa (Culture Filtrate Protein, CFP-10) wykazały, że są bardzo silnymi stymulantami odpowiedzi komórkowej, a zwłaszcza wydzielania interferonu γ we wczesnym okresie infekcji gruźliczej [6,26]. Po zamianie tuberkuliny na wyżej wymienione rekombinowane białka prątka uzyskano wysoce swoiste testy do wykrywania zakażenia latentnego [29]. Wkrótce dodano jeszcze jeden antygen Tb7.7 z regionu RD-11 i zmodyfikowano test, opłaszczając ścianki probówek antygenami [29].

Podłoże immunologiczne

Interferon gamma (IFN-γ) jest główną cytokiną wydzielaną w procesie obrony organizmu przed inwazją prątków gruźlicy. We krwi osób zakażonych są obecne limfocyty pamięci swoiście uczulone antygenami prątków. Komórki te po ponownym zetknięciu się z danym antygenem i  rozpoznaniu go zaczynają intensywnie wydzielać IFN-γ [14,32].

Testy IGRA polegają na pomiarze stężenia wydzielanego IFN-ɣ lub pomiarze liczby komórek wydzielających interferon po inkubacji pełnej krwi pacjenta z wyizolowanymi swoistymi antygenami prątków. Zwiększona synteza interferonu potwierdza obecność w pobranej próbce krwi pacjenta komórek pamięci rozpoznających antygeny prątka, czyli potwierdza zakażenie [32,43]. Zasadniczą przewagą IGRA w porównaniu z próbą tuberkulinową jest ich znacząco lepsza swoistość oraz brak wpływu szczepienia BCG na wynik badania, co ma szczególne znaczenie dla populacji szczepionych, do których należy Polska [36,39,43].

QuantiFERON-TB Gold in-Tube i T-SPOT.TB

Obecnie są dostępne 2 typy testów komercyjnych, opartych na różnych technikach oceny wytwarzania IFN-ɣ przez limfocyty pacjentów: ELISA i  ELI-Spot. Pierwszy z nich to QuantiFERON-TB Gold in-Tube (QFT-GIT) australijskiej firmy Cellestis, drugi: T-SPOT®.TB brytyjskiej firmy Oxford Immunotec Ltd [33,42,43].

W teście QFT-GIT metodą ELISA (Enzyme-Linked Immunosorbent Assay) mierzone jest stężenie IFN-γ wydzielanego przez limfocyty T po inkubacji próbki krwi pacjenta w probówce opłaszczonej rekombinowanymi antygenami prątków [33]. Zestaw do wykonania testu zawiera 3 probówki, w  tym jedną zawierającą mieszaninę 14 peptydów odpowiadających sekwencjom wyizolowanych swoistych białek („TB antygen”), jedną z kontrolą dodatnią („Mitogen”) i jedną zawierającą kontrolę ujemną („Nil”) [33] (ryc.1).

T-SPOT.TB jest wykonywany metodą ELISpot, która łączy krótkotrwałą hodowlę komórkową limfocytów T i technikę immunoenzymatyczną. W teście tym jest oceniana liczba limfocytów T pobudzonych pod wpływem inkubacji z antygenami prątka i wydzielających IFN-ɣ. Pobudzone komórki T po połączeniu z barwnym wskaźnikiem tworzą niebieskie plamy (spots) widoczne na membranie [42](ryc. 2). T-SPOT.TB podobnie jak QFT-GIT zawiera kontrolę dodatnią i ujemną. Wyniki interpretuje się według ścisłych wytycznych producenta (tabela 4 i 5).

Czułość i swoistość testów

W wielu metaanalizach opublikowanych w latach 2010- 2012 dotyczących stosowania IGRA w diagnostyce zakażenia M. tuberculosis u dzieci stwierdzono, podobnie jak w przypadku dorosłych, znacząco lepszą swoistość IGRA w porównaniu z OT (88% – QFT-GIT, 90% – T-SPOT.TB, 65% – OT) [9,12,41].

W nowszej metaanalizie z 2014 r. [37] oceniającej przydatność testów w  diagnozowaniu gruźlicy u  dzieci stwierdzono porównywalną, wysoką czułość testów QFT-GIT i OT w krajach o wysokich dochodach (odpowiednio 79 i 78%), znacząco niższą czułość w krajach biednych (odpowiednio: 57 i 67%). Warto w tym miejscu zaznaczyć, że w krajach rozwijających się na obniżoną czułość IGRA znaczący wpływ mają: niedożywienie oraz przewlekłe zakażenia (malaria, infekcje pasożytnicze) [5,44]. Swoistość testów w tych krajach była porównywalna, natomiast w  krajach wysoko rozwiniętych swoistość IGRA była znacząco wyższa w porównaniu z OT (97% – QFT-GIT, 98% – T-SPOT.TB, 92% – OT) [37].

Rekomendacje stosowania IGRA

Oba testy IGRA zostały pozytywnie zaopiniowane przez amerykańską FDA do diagnostyki zakażenia M. tuberculosis w  latach 2007-2008. W  2010 r. CDC (Centers for Disease Control and Prevention – Centrum Kontroli i Prewencji Chorób) sformułowało rekomendacje dopuszczające wykonywanie testów IGRA u dorosłych we wszystkich sytuacjach, w których do tej pory wykonywano próbę tuberkulinową [29]. Początkowo bardzo ostrożnie podchodzono do możliwości zastosowania tych testów u dzieci, zwłaszcza najmłodszych. W wyżej cytowanych rekomendacjach podkreśla się, że u dzieci poniżej 5 roku życia zalecanym testem do diagnozowania zakażenia prątkiem gruźlicy jest odczyn tuberkulinowy. Ograniczenie stosowania testów u najmłodszych pacjentów wynikało z obaw dotyczących niepełnej dojrzałości mechanizmów immunologicznych, a zwłaszcza odpowiedzi typu komórkowego. Obserwowano słabszą odpowiedź (niższe stężenie IFN-ɣ) po stymulacji mitogenem u dzieci poniżej 5 roku życia [13,21,29]. Zalecenia ECDC (European Centre for Disease Prevention and Control – Europejskie Centrum Kontroli i Prewencji Chorób) z 2011 r. dopuszczają możliwość stosowania IGRA u dzieci w diagnozowaniu zakażenia prątkiem gruźlicy oraz jako badania wspierającego diagnozę gruźlicy aktywnej [14]. Podkreśla się jednak konieczność zachowania bardzo dużej ostrożności w interpretacji ujemnych wyników testów zwłaszcza u dzieci poniżej 5 roku życia.

W  2012 r. opublikowano rekomendacje Amerykańskiej Akademii Pediatrii (American Academy of Pediatrics, AAP) wskazujące na IGRA jako badanie preferowane u dzieci powyżej 5 roku życia szczepionych BCG. Ponadto zaaprobowano wykonywanie IGRA również u dzieci poniżej 5 roku życia, choć zalecany w tej grupie wiekowej jest OT [1]. W tabeli 6. podano szczegółowe zalecenia AAP dotyczące wskazań do zastosowania OT i IGRA w poszczególnych sytuacjach klinicznych.

Według wspomnianego wcześniej europejskiego konsensusu dotyczącego badania osób z kontaktu z chorym na gruźlicę testy IGRA są preferowane w diagnostyce utajonego zakażenia prątkiem gruźlicy u osób dorosłych i dzieci szczepionych BCG (bez ograniczeń wieku). Są również zalecane do weryfikacji dodatnich wyników odczynów tuberkulinowych. U osób dorosłych uzyskanie ujemnego wyniku IGRA, mimo dodatniego OT, jest interpretowane jako brak zakażenia. Jednak u najmłodszych dzieci przy rozbieżnych wynikach badań zaleca się ostrożność w ostatecznej ocenie wyników testów [13].

Według wytycznych Polskiego Towarzystwa Chorób Płuc z 2013 r. w diagnostyce utajonego zakażenia prątkiem gruźlicy u immunokompetentnych osób dorosłych oraz dzieci powyżej 5 roku życia zaleca się stosowanie IGRA. U małych dzieci warto wykonywać obydwa badania: OT i IGRA, pamiętając o tym, aby krew na badanie IGRA pobrać nie później niż w dniu odczytu OT. Udokumentowano, że swoistość IGRA u dzieci jest duża niezależnie od wieku, więc dodatni wynik wskazuje z dużym prawdopodobieństwem na zakażenie Mycobacterium tuberculosis. Ze względu na wyższy odsetek wyników nieokreślonych wśród dzieci poniżej 5 roku życia przydatność IGRA w tej grupie jest nieco mniejsza [3]. Łączne stosowanie IGRA i OT zaleca się również w diagnozowaniu zakażenia prątkiem gruźlicy u dzieci przed planowanym włączeniem leczenia antagonistami czynnika martwicy nowotworów [38].

Nowe markery zakażenia

Ze względu na niedoskonałość istniejących metod wykrywania zakażenia prątkiem gruźlicy nadal trwają poszukiwania nowych markerów zakażenia. Wśród badanych cząsteczek znalazły się między innymi MCP (białko chemotaktyczne dla monocytów, monocyte chemotactic protein), MIG (monokina indukowana interferonem gamma, monokine induced by interferon gamma), interleukiny: IL-2, -4, -6, -8, TNF-α [16,17,22,46]. Dotychczas najbardziej obiecujące wyniki dały badania nad białkiem o masie cząsteczkowej 10 kD indukowanym przez interferon gamma (interferon-gamma-inducible protein of 10 kDa, IP-10,) [17,40]. Jednak wykorzystanie nowych markerów pozostaje nadal w sferze badań, dlatego ich dokładniejsze omówienie wykracza poza ramy niniejszego artykułu.

Podsumowanie

Reasumując: W  warunkach polskich ze względu na powszechne szczepienie BCG, u  starszej młodzieży nawet dwukrotne, testy IGRA wydają się atrakcyjną alternatywą w diagnostyce zakażenia prątkiem gruźlicy z powodu wyższej w porównaniu z OT swoistości, dokładnych kryteriów interpretacji oraz braku wpływu szczepienia BCG na wynik badania. Pewną wadę stanowi koszt badania oraz możliwość wykonania tych testów w nielicznych laboratoriach.

W przypadku najmłodszych dzieci wskazane jest równoczesne wykonywanie obu badań i ostrożna interpretacja wyników w kontekście potencjalnego ryzyka zakażenia i zachorowania na gruźlicę. W tabeli 7. zestawiono porównanie OT i IGRA pod względem metod wykonywania, kosztów, warunków niezbędnych do przeprowadzenia badań oraz wiarygodności obu testów.

Przypisy

• 1. American Academy of Pediatrics: Tuberculosis. W: Report ofthe Committee on Infectious Disease. Red Book 2012. 2012, 736-759
  Google Scholar
• 2. American Thoracic Society (ATS) and the Centers for DiseaseControl and Prevention (CDC): Targeted tuberculin testing andtreatment of latent tuberculosis infection. Official statement of theAmerican Thoracic Society. Am. J. Respir. Crit Care Med., 2000; 161:S221-S247
  Google Scholar
• 3. Augustynowicz-Kopeć E., Demkow U., Grzelewska-RzymowskaI., Korzeniewska-Koseła M., Langfort R., Michałowska-Mitczuk D.,Rowińska-Zakrzewska E., Zielonka T.M., Ziołkowski J., Zwolska Z.:Zalecenia Polskiego Towarzystwa Chorób Płuc dotyczące rozpoznawania,leczenia i zapobiegania gruźlicy u dorosłych i dzieci. Pneumonol.Alergol. Pol., 2013; 81: 323-379
  Google Scholar
• 4. Augustynowicz-Kopeć E., Zwolska Z.: Epidemiologia gruźlicyu dzieci i niektóre problemy diagnostyki mikrobiologicznej. Post.Nauk Med., 2008; 9: 569-577
  Google Scholar
• 5. Banfield S., Pascoe E., Thambiran A., Siafarikas A., Burgner D.:Factors associated with the performance of a blood-based interferon-gammarelease assay in diagnosing tuberculosis. PLoS One,2012; 7: e38556
  Google Scholar
• 6. Borkowska D., Zwolska Z., Michałowska-Mitczuk D., Korzeniewska-KosełaM., Zabost A., Napiórkowska A., Kozińska M., BrzezińskaS., Augustynowicz-Kopeć E.: Interferonowy test T-SPOT.TB w diagnostycelatentnego zakażenia prątkiem gruźlicy. Pneumonol. Alergol.Pol., 2011; 79: 264-271
  Google Scholar
• 7. Boussiotis V.A., Tsai E.Y., Yunis E.J., Thim S., Delgado J.C., DascherC.C., Berezovskaya A., Rousset D., Reynes J.M., Goldfeld A.E.: IL-10-producing T cells suppress immune responses in anergic tuberculosispatients. J. Clin. Invest., 2000; 105: 1317-1325
  Google Scholar
• 8. Ceglecka-Tomaszewska K.: Gruźlica u dzieci. PZWL, Warszawa1996
  Google Scholar
• 9. Chiappini E., Accetta G., Bonsignori F., Boddi V., Galli L., BiggeriA., de Martino M.: Interferon-gamma release assays for the diagnosisof Mycobacterium tuberculosis infection in children: a systematicreview and meta-analysis. Int. J. Immunopathol. Pharmacol.,2012; 25: 557-564
  Google Scholar
• 10. Daniel T.M.: The history of tuberculosis. Respir. Med., 2006;100: 1862-1870
  Google Scholar
• 11. Diagnostic Standards and Classification of Tuberculosis in Adultsand Children. This official statement of the American Thoracic Societyand the Centers for Disease Control and Prevention was adoptedby the ATS Board of Directors, July 1999. This statement wasendorsed by the Council of the Infectious Disease Society of America,September 1999. Am. J. Respir. Crit. Care Med., 2000; 161: 1376-1395
  Google Scholar
• 12. Diel R., Loddenkemper R., Nienhaus A.: Evidence-based comparisonof commercial interferon-g release assays for detecting activeTB: a metaanalysis. Chest, 2010; 137: 952-968
  Google Scholar
• 13. Erkens C.G., Kamphorst M., Abubakar I., Bothamley G.H., ChemtobD., Haas W., Migliori G.B., Rieder H.L., Zellweger J.P., Lange C.:Tuberculosis contact investigation in low prevalence countries: a Europeanconsensus. Eur. Respir. J., 2010; 36: 925-949
  Google Scholar
• 14. European Centre for Disease Prevention and Control: Use ofinterferon-gamma release assays in support of TB diagnosis. ECDC;Stockholm 2011
  Google Scholar
• 15. Farhat M., Greenaway C., Pai M., Menzies D.: False-positive tuberculinskin tests: what is the absolute effect of BCG and non-tuberculousmycobacteria? Int. J. Tuberc. Lung Dis., 2006; 10: 1192-1204
  Google Scholar
• 16. Frahm M., Goswami N.D., Owzar K., Hecker E., Mosher A., CadoganE., Nahid P., Ferrari G., Stout J.E.: Discriminating between latentand active tuberculosis with multiple biomarker responses. Tuberculosis,2011; 91: 250-256
  Google Scholar
• 17. Goletti D., Raja A., Syed Ahamed K.B., Rodrigues C., Sodha A.,Carrara S., Vernet G., Longuet C., Ippolito G., Thangaraj S., LeportierM., Girardi E., Lagrange P.H.: Is IP-10 an accurate marker for detectingM. tuberculosis-specific response in HIV-infected persons? PLoSOne, 2010; 5: e12577
  Google Scholar
• 18. Gołąb J., Jakóbisiak M.: Odpowiedzi komórkowe. W: Immunologia,red. J. Gołąb, M. Jakóbisiak, W. Lasek, T. Stokłosa. WydawnictwoNaukowe PWN, Warszawa 2010, 78-93
  Google Scholar
• 19. Huebner R.E., Schein M.F., Bass J.B.Jr.: The tuberculin skin test.Clin. Infect. Dis., 1993; 17: 968-975
  Google Scholar
• 20. Jakubowiak W., Korzeniewska-Kosela M., Kus J.: Podręcznik gruź-licy – Zalecenia Narodowego Programu Zwalczania Gruźlicy, 2001
  Google Scholar
• 21. Kampmann B., Tena-Coki G., Anderson S.: Blood tests for diagnosisof tuberculosis. Lancet, 2006; 368: 282-283
  Google Scholar
• 22. Kellar K.L., Gehrke J., Weis S.E., Mahmutovic-Mayhew A., DavilaB., Zajdowicz M.J., Scarborough R., LoBue P.A., Lardizabal A.A., DaleyC.L., Reves R.R., Bernardo J., Campbell B.H., Whitworth W.C., MazurekG.H.: Multiple cytokines are released when blood from patients withtuberculosis is stimulated with Mycobacterium tuberculosis antigens.PLoS One, 2011; 6: e26545
  Google Scholar
• 23. Korzeniewska-Koseła M.: Gruźlica i Choroby Układu Oddechowegow Polsce w 2014 roku. Instytut Gruźlicy i Chorób Płuc, Warszawa2015
  Google Scholar
• 24. Kucharz E.J.: Historia medycyny. Wkład Krakowa w rozwój światowejmedycyny. Reumatologia, 2012; 50: 276-293
  Google Scholar
• 25. Lalvani A., Connell D.W.: Tuberculosis immunodiagnosis: delvingbelow the surface. Thorax, 2013; 68: 204-206
  Google Scholar
• 26. Lalvani A., Richeldi L., Kunst H.: Interferon gamma assays fortuberculosis. Lancet Infect. Dis., 2005; 5: 322-324
  Google Scholar
• 27. Mack U., Migliori G.B., Sester M., Rieder H.L., Ehlers S., GolettiD., Bossink A., Magdorf K., Hölscher C., Kampmann B., Arend S.M.,Detjen A., Bothamley G., Zellweger J.P., Milburn H. i wsp.: LTBI: latenttuberculosis infection or lasting immune responses to M. tuberculosis?A TBNET consensus statement. Eur. Respir. J., 2009; 33: 956-973
  Google Scholar
• 28. Mandalakas A.M., Detjen A.K., Hesseling A.C., Benedetti A., MenziesD.: Interferon-gamma release assays and childhood tuberculosis:systematic review and meta-analysis. Int. J. Tuberc. Lung Dis.,2011; 15: 1018-1032
  Google Scholar
• 29. Mazurek G.H., Jereb J., Vernon A., LoBue P., Goldberg S., CastroK., IGRA Expert Committee, Centers for Disease Control and Prevention(CDC): Updated guidelines for using interferon gamma releaseassays to detect Mycobacterium tuberculosis infection – United States, 2010 MMWR Recomm. Rep., 2010; 59 (RR-5): 1-25
  Google Scholar
• 30. Menzies D.: Interpretation of repeated tuberculin tests. Boosting,conversion, and reversion. Am. J. Respir. Crit. Care Med., 1999;159: 15-21
  Google Scholar
• 31. Menzies R., Vissandjee B., Rocher I., St. Germain Y.: The boostereffect in two-step tuberculin testing among young adults in Montreal.Ann. Intern. Med., 1994; 120: 190-198
  Google Scholar
• 32. Pai M., Zwerling A., Menzies D.: Systematic review: T-cell-basedassays for the diagnosis of latent tuberculosis infection: an update.Ann. Intern. Med., 2008; 149: 177-184
  Google Scholar
• 33. QuantiFERON® – TB Gold. (In – Tube Method) Package Insert.www.cellestis.com (30.04.2014)
  Google Scholar
• 34. Rigouts L.: Clinical practice: diagnosis of childhood tuberculosis.Eur. J. Pediatr., 2009; 168: 1285-1290
  Google Scholar
• 35. Schaaf H.S., Zumla A.: Tuberculosis: a comprehensive clinicalreference. Elsevier Health Sciences 2009
  Google Scholar
• 36. Sester M., Sotgiu G., Lange C., Giehl C., Girardi E., Migliori G.B.,Bossink A., Dheda K., Diel R., Dominguez J., Lipman M., Nemeth J.,Ravn P., Winkler S., Huitric E., Sandgren A., Manissero D.: Interferongrelease assays for the diagnosis of active tuberculosis: a systematicreview and meta-analysis. Eur. Respir. J., 2011; 37: 100-111
  Google Scholar
• 37. Sollai S., Galli L., de Martino M., Chiappini E.: Systematic reviewand meta-analysis on the utility of Interferon-gamma release assaysfor the diagnosis of Mycobacterium tuberculosis infection in children:a 2013 update. BMC Infect. Dis., 2014; 14 (Suppl. 1): S6
  Google Scholar
• 38. Solovic I., Sester M., Gomez-Reino J.J., Rieder H.L., Ehlers S., MilburnH.J., Kampmann B., Hellmich B., Groves R., Schreiber S., WallisR.S., Sotgiu G., Schölvinck E.H., Goletti D., Zellweger J.P. i wsp.: Therisk of tuberculosis related to tumour necrosis factor antagonisttherapies: a TBNET consensus statement. Eur. Respir. J., 2010; 36:1185-1206
  Google Scholar
• 39. Starke J.R.: Interferon-gamma release assays for diagnosis of tuberculosisinfection in children. Pediatr. Infect. Dis. J., 2006; 25: 941-942
  Google Scholar
• 40. Strzelak A., Komorowska-Piotrowska A., Ziołkowski J.: CXCL10/IP-10 as a new biomarker for Mycobacterium tuberculosis infection.Pol. Merkur. Lekarski, 2012; 33: 342-345
  Google Scholar
• 41. Sun L., Xiao J., Miao Q., Feng W.X., Wu X.R., Yin Q.Q., Jiao W.W.,Shen C., Liu F., Shen D., Shen A.D.: Interferon gamma release assay indiagnosis of pediatric tuberculosis: a meta-analysis. FEMS Immunol.Med. Microbiol., 2011; 63: 165-173
  Google Scholar
• 42. T-SPOT.TB. (Package Insert). www.tspot.com (30.04.2014)
  Google Scholar
• 43. Thillai M., Pollock K., Pareek M., Lalvani A.: Interferon-gammarelease assays for tuberculosis: current and future applications. ExpertRev. Respir. Med., 2014; 8: 67-78
  Google Scholar
• 44. Thomas T.A., Mondal D., Noor Z., Liu L., Alam M., Haque R., BanuS., Sun H., Peterson K.M.: Malnutrition and helminth infection affectperformance of an interferon g-release assay. Pediatrics, 2010;126: e1522-e1529
  Google Scholar
• 45. Thompson N.J., Glassroth J.L., Snider D.E.Jr., Farer L.S.: The boosterphenomenon in serial tuberculin testing. Am. Rev. Respir. Dis.,1979; 119: 587-597
  Google Scholar
• 46. Whittaker E., Gordon A., Kampmann B.: Is IP-10 a better biomarkerfor active and latent tuberculosis in children than IFNgamma?PLoS One, 2008; 3: e3901
  Google Scholar
• 47. World Health Organization. WHO Global Tuberculosis Report2013
  Google Scholar
• 48. World Health Organization. Guidance for national tuberculosisprogrammes on the management of tuberculosis in children-2nded. WHO: Geneva 2014
  Google Scholar
• 49. Zielonka T.M.: Rola odczynu tuberkulinowego w diagnostycegruźlicy. Med. Dypl., 2006; 15: 20-30
  Google Scholar
• 50. Ziołkowski J.: Gruźlica pierwotna. W: Choroby układu oddechowego.PZWL, Warszawa 2000, 249-269
  Google Scholar
• 51. Zwolska Z.: Praca Roberta Kocha nad rozwojem bakteriologiichorób zakaźnych. Walka z gruźlicą u ludzi i zwierząt w Polsce. Stuleciepierwszego polskiego laboratorium prątka Rudka 1912-2012.Kawdruk: Warszawa 2012
  Google Scholar

Pełna treść artykułu